PID 8085 Caracterización de películas comestibles ...

Suplemento CDyT

Universidad Nacional de Entre Ríos | ISSN 2250-4559 | Eva Perón 24; 3260 FIB Concepción del Uruguay, Entre Ríos, Argentina | (394-409) | 394

PID 8085

Caracterización de películas comestibles antimicrobianas con adición de aceites esenciales de especies cultivadas en la provincia de Entre Ríos

Bordagaray, Valeria C.; Bof, Maria J.; Suárez, Gustavo D.; Bordenave, Lauro R.; Pérez, Adrián A.; Locaso, Delia E.

AUTORES: Facultad de Ciencias de la Alimentación, Universidad Nacional de Entre Ríos. Monseñor Tavella 1450, Código Postal 3200. Concordia. Entre Ríos. Argentina.CONTACTO: [email protected] y/o [email protected]

ResumenEn la actualidad se encuentra en auge el uso de nuevas tecnologías para el control del crecimiento mi-crobiano en la superficie de alimentos, para mantener su calidad y su seguridad. Una de las alternativas es el uso de envases activos con incorporación de aceites esenciales como antimicrobianos. El objeti-vo de este trabajo consiste en determinar las características fisicoquímicas y de barrera de películas antimicrobianas utilizando una matriz estructural compuesta de quitosano, almidón de maíz y aceite esencial de origen regional. La finalidad es poder disponer de nuevos materiales activos para envases contra las principales bacterias patógenas que afectan la salud humana. Se prepararon emulsiones a base de quitosano-almidón de maíz gelatinizado, con el agregado de aceites esenciales con probada actividad inhibitoria “in vitro” frente a los microorganismos de interés. Por método Casting se obtuvieron las películas y a continuación, se estudiaron la estabilidad y estructura de las emulsiones formadoras de película, y las propiedades fisicoquímicas y de barrera al vapor de agua de las películas. Este trabajo comprende una parte del proyecto de investigación PID UNER 8085 con el cual se obtuvieron materiales antimicrobianos caracterizados con posibilidades de aplicación en envases de alimentos.

Palabras clave: películas comestibles, quitosano, almidón de maíz, aceites esenciales, antimicrobiano

mailto:[email protected]


Ciencia Docencia y Tecnología - Suplemento | Nº10 | Año X | 2020 | 395

Bordagaray, Valeria C. et al. | Caracterización de películas comestibles antimicrobianas con adición de aceites esenciales...

Objetivos propuestos y cumplidosObjetivo general del proyecto

El objetivo del proyecto marco es obtener películas comestibles antimicrobianas, con características apropiadas para utilizar como nuevos materiales de envases alimentarios.Objetivos específicos de este trabajo

• Preparar emulsiones a base de quitosano - almidón de maíz - aceites esenciales.• Preparar películas utilizando las emulsiones.• Caracterizar las emulsiones formadoras de film, desde el punto de vista de su estabilidad y

tamaños de partículas logrados.• Caracterizar las propiedades fisicoquímicas y barreras de películas de matriz estructural

compuesta: quitosano - almidón de maíz - aceites esenciales.

Marco teórico

Los principales roles de los envases para alimentos son: proteger el producto de la influencia de entorno y de los daños, contenerlo y proveer información al consumidor (nutricional e ingredientes que contiene) (Giles, 2001). Permitir la trazabilidad, la comodidad de manipulación y la posibilidad de incluir indicaciones para su manipulación, son funciones secundarias de creciente importancia. El objetivo de los envases de alimentos es contener el alimento con una relación costo-efectividad que satisfaga los requerimientos industriales y del consumidor, manteniendo la seguridad y minimizando el impacto am-biental (Marsh y Bugusu, 2007).

La vida útil de los alimentos envasados queda definida por la velocidad con que se desarrollan diversos procesos, como procesos fisiológicos (respiración en vegetales y frutas frescas), procesos químicos (oxida-ción lipídica), procesos físicos (como envejecimiento del pan, deshidratación), microbiológicos (deterioro microbiano) e infestación. Mediante el uso de envases activos apropiados, estas condiciones pueden regu-larse de distintas maneras y el deterioro del alimento puede ser reducido significativamente.

Las técnicas de envasado activo pueden dividirse en tres categorías: absorbentes (secuestrantes), sistemas de liberación y otros sistemas. Los sistemas de absorción eliminan los compuestos no deseados, como oxígeno, dióxido de carbono, etileno, exceso de agua, contaminantes y otros compuestos especí-ficos. Los sistemas de liberación añaden o emiten activamente compuestos en los alimentos envasados o en el espacio de cabeza del envase, tales como dióxido de carbono, antioxidantes y conservantes o antimicrobianos. Otros sistemas pueden tener diversas tareas, tales como calentamiento espontáneo, auto-enfriamiento y conservación.

La incorporación de agentes bioactivos antimicrobianos en los polímeros se ha aplicado comercial-mente en el transporte de drogas y plaguicidas, artículos para el hogar, textiles, los implantes quirúrgicos y otros dispositivos biomédicos. Pocas aplicaciones relacionadas con los alimentos se han comerciali-zado. Los aditivos “generalmente reconocidos como seguros” (GRAS), no GRAS y antimicrobianos “na-turales” se han incorporado en papel, materiales termoplásticos y termoestables y han sido probados contra una variedad de microorganismos, incluyendo Listeria monocytogenes, E. coli patógenas y en microorganismos alterantes, incluyendo mohos (Appendini y Hotchkiss, 2002).

La razón para la incorporación de agentes antimicrobianos en el envase es prevenir el crecimiento microbiano en la superficie de los alimentos, que es donde se produce una gran parte del deterioro y la contaminación. Por ejemplo, la carne intacta de animales sanos es esencialmente estéril y el deterioro se produce principalmente en la superficie. Este enfoque contribuye a reducir la adición de agentes anti-microbianos en la formulación del alimento. La gradual liberación de un agente antimicrobiano a partir de una película de envasado a la superficie del alimento puede tener una ventaja sobre la inmersión y pulverización. En los últimos procesos, la actividad antimicrobiana se puede perder rápidamente debido




a la inactivación de los antimicrobianos por interacción con los componentes del alimento o por su dilu-ción por debajo de la concentración activa debido a la migración en la matriz del alimento (Appendini y Hotchkiss, 2002).

Algunos polímeros son inherentemente antimicrobianos y se han utilizado en películas y recubri-mientos. Los polímeros catiónicos tales como quitosano promueven la adhesión celular (Devlieghere et al., 2004) mediante la interacción de sus aminas cargadas con las cargas negativas de la membrana celular, provocando fugas de los componentes intracelulares.

El quitosano es un derivado N-deacetilado de la quitina, con un grado de deacetilación no menor al 65% (Majeti y Kumar, 2000; Pastor et al., 2004). Se ha utilizado como recubrimiento y mostró proteger las verduras y frutas frescas de la degradación fúngica. Aunque el efecto antimicrobiano se atribuye a las propiedades antifúngicas del quitosano, también puede actuar como una barrera entre los nutrientes contenidos en los productos y los microorganismos. Sumadas a estas propiedades, este polímero es bio-degradable, biocompatible, no es tóxico y tiene capacidad de formar films (Arvanitoyannis, 1999; Thara-nathan y Kittur, 2003). De manera que su uso en la producción de envases activos implica una respuesta a otra problemática: el impacto ambiental inherente a los residuos plásticos.

La preocupación ambiental por los residuos plásticos es creciente. El impacto que generan es pro-ducto de varios factores: su lenta degradación; el aumento de la producción de plásticos, al igual que la generación de sus residuos; su principal materia prima es no renovable, el petróleo, y algunos de los químicos utilizados para producir los plásticos son tóxicos. Éstos impactos no pueden ser valorados de acuerdo a criterios económicos exclusivamente, además hay un desconocimiento generalizado acerca de las posibilidades de regeneración y recuperación de los ecosistemas afectados por los residuos plás-ticos (Téllez Maldonado, 2012).

Las películas obtenidas a partir de quitosano presentan permeabilidad selectiva a los gases, tales como CO2 y O2, y buenas propiedades mecánicas. Sin embargo, las películas presentan la desventaja de ser permeables al vapor de agua, lo cual constituye una limitación a la hora de controlar la transferencia de humedad desde ambientes húmedos hacia el alimento.

Las propiedades funcionales de las películas de quitosano pueden mejorarse a través de la combina-ción de este polímero con otros hidrocoloides (Vargas y col., 2009; Park y col., 2002) y con lípidos.

De los biopolímeros naturales disponibles para la preparación de films comestibles, el almidón es uno de los más comúnmente usados, debido a que es abundante, de bajo costo, renovable y biodegra-dable (Avérous et al., 2001). Sin embargo, su aplicación es limitada debido a su elevada solubilidad en agua y fragilidad (Mathew et al., 2006). Con el objeto de mejorar esas propiedades, el almidón se utiliza en mezclas con otros biopolímeros para formar films compuestos. Se cree que la interacción mediante puentes de hidrógeno entre el quitosano y el almidón es un factor intrínseco que determina las propie-dades mecánicas y físicas de los films que forman (Shen et al., 2010).

Varios investigadores han reportado que el almidón y el quitosano forman films compuestos misci-bles y en su combinación mejoran propiedades de los films de los componentes individuales (Vásconez et al., 2009; Shen et al., 2010; Zhong et al., 2011; Feng et al., 2013).

En estudios previos realizados por este equipo de investigación, se formularon y caracterizaron pelí-culas comestibles, formuladas a partir de mezclas de distintas proporciones de quitosano y almidón de maíz. Los resultados indicaron que el uso de ambos polímeros resulta beneficiosa en su efecto sobre las propiedades mecánicas, ópticas, de barrera al vapor de agua y solubilidad de las películas compuestas (Bordagaray et.al, 2014; Bof et al, 2014). A su vez, se determinó la compatibilidad del uso de mezclas de estos polímeros y la formación de películas con estructuras homogéneas, mediante el análisis de su microestructura (Bof et al. 2015).

Entre los compuestos naturales antimicrobianos que se pueden incorporar a las películas comes-tibles, se encuentran los aceites esenciales (EO). La actividad antimicrobiana contra patógenos como



Listeria monocytogenes, Salmonella typhimurium, Escherichia coli, Bacillus cereus y Staphylococcus au-reus ha sido ampliamente estudiada in vitro (Burt, 2004, Bakkali y col. 2008) sin embargo su incorpora-ción en recubrimientos o films de uso alimentario, han sido hasta el momento, bastante limitada.

Los EO de origen regional incluyen todos los obtenidos a partir de frutas cítricas, ya que Entre Ríos es la provincia argentina con mayor número de hectáreas cultivadas (41977 en 2013) y la segunda de ma-yor producción (704188 toneladas en 2013, datos Federcitrus, 2014). Además, se produce aceite esencial de romero, orégano y menta piperita.

Los EO cítricos están compuestos en un 88 a 95% por limoneno, que posee actividad antimicrobiana. También el citral, otro componente de estos aceites, se ha destacado como un compuesto activo en los aceites de cítricos, en especial contra el deterioro causado por Penicillium digitatum (Caccioni et al. 1998). Linalol es otro terpeno que está presente en naranja dulce, limón y bergamota y posee actividad antimicrobiana. Se ha determinado la Concentración Mínima Inhibitoria (MIC) de estos aceites contra Escherichia coli, Salmonella typhimurium y Staphylococcus aureus, que presentan valores próximos a 2,0 %v/v, para limón, naranja, pomelo y mandarina (Hammer et al., 1999).

El EO de romero (Rosmarinus officinalis) presentó valores de MIC de 0,125; 0,250 y 1,000 %v/v contra Staphylococcus aureus, Escherichia coli y Aspergillus niger respectivamente (Fu et al., 2007). Hammer et al. (1999) determinó MIC contra Escherichia coli, Salmonella typhimurium y Staphylococcus aureus de 1,0; >2,0 y de 1,0 %v/v respectivamente.

Fracciones de aceite esencial de orégano (Origanum vulgare) han demostrado tener actividad contra varias especies de bacterias, como Salmonella (Helander et al., 1998; Paster et al., 1990) y Escherichia coli O157: H7 (Burt et al., 2003). Se ha determinado la MIC contra Escherichia coli, Salmonella typhimurium y Staphylococcus aureus, obteniendo valores de 0,12; 1,0 y 1,0 %v/v respectivamente (Hammer et al., 1999).

El aceite esencial de Menta piperita tiene una MIC (mg/ml) contra Escherichia coli de 1,25 a 2,5; Sal-monella typhimurium 1,25, Staphylococcus aureus 0,625 a 1,25 y Listeria monocytogenes 0,156 a 0,625 (İşcan et al., 2002). Tsai et al. (2013) han determinado MIC de 0,15 y 0,08 %v/v contra E. coli y S. aureus.

La propuesta de este trabajo es obtener y caracterizar películas antimicrobianas utilizando una ma-triz estructural compuesta de quitosano, almidón de maíz y aceite esencial de origen regional. La fi-nalidad es poder disponer de nuevos materiales activos para envases contra las principales bacterias patógenas que afectan la salud y los principales mohos deteriorantes de “berries” (uno de los alimentos de mayor producción en Entre Ríos).

Marco metodológico

Preparación de las emulsiones formadoras de películas Solución madre de quitosano: se dispersa el Quitosano (Q) en polvo en una solución de Ácido acético

glacial en agua destilada, en agitador Waring Blender a 18000 rpm por 1 minuto. El quitosano en polvo utilizado (Parafarm, Buenos Aires, Argentina) posee un Grado de desacetilación (DD) de: 83,72% ± 3,22% y un peso molecular de 444 kDa.

Solución de Almidón gelatinizado: se disuelve el almidón de maíz (A) en agua destilada y se deja en reposo por 15 minutos. Luego, se lleva a Baño María a 90ºC por 20 minutos, agitando cada 4 minutos durante 30 segundos. Se deja enfriar a 50ºC antes de realizar las distintas mezclas con quitosano.

Mezclas: a la solución de almidón gelatinizado se agrega el plastificante, glicerol y luego se mezcla la solución de quitosano, el emulsionante y el aceite esencial, intercalando con agitación durante 1 minuto. Una vez completa la mezcla se pasa por homogenizador UltraTurrax durante 2 minutos a 24000 rpm.

Para extraer las burbujas de aire de las soluciones, se lleva a bomba de vacío a una presión de 70 mmHg durante 15 minutos.

De acuerdo a estudios previos, llevados adelante por el equipo de trabajo del Laboratorio de Investiga-



ción en Postcosecha de Frutas (LIPOFRU), se encuentra previamente definida la proporción de los polisacári-dos (Q y A) a ser utilizados en la formulación de las matrices base (Bordagaray, et al., 2014; Bof et al., 2015).

La elección del aceite se centró en la actividad antibacteriana que presentó en ensayos “in vitro” frente a cepas de Escherichia coli O157:H7 y Salmonella Typhimurium, ambas patógenas humanas.

Se optó por el aceite esencial de Pomelo Blanco que mostró actividad inhibitoria contra ambas bac-terias (según screening realizado, Bordagaray et al., 2017 y 2015) y que en comparación con los demás aceites, presenta un olor menos intenso y no resulta invasivo. Además los efectos antimicrobianos de la adición de este aceite en películas comestibles no se han encontrado en la bibliografía consultada. Las concentraciones de aceite esencial utilizadas fueron 0,0; 1,0; 2,0 y 3,0% p/p (QA 50-50, QA 50-50 1%P, QA 50-50 2%P y QA 50-50 3%P)

Caracterización emulsiones formadoras de películas

Distribución del tamaño de partículas: el diámetro medio superficial d3,2 y la distribución de tamaños se determina en un Mastersizer 2000 Malvern (Worcestershire, UK), a tiempo 0 y 7 días. El diámetro prome-dio de Sauter (d3,2) es una medida del área creada durante el proceso de homogenización, se obtiene a partir de la distribución en volumen mediante la fórmula siguiente:

Donde: Vi: volumen de aceite contenido en partículas de diámetro di.Determinación de la estabilidad de emulsiones - Dispersión de la luz: la estabilidad global de las

diferentes emulsiones se determina realizando mediciones de dispersión de luz en un analizador Turbis-can Classic Formulaction (L’Unión, Francia) a tiempo 0 y diariamente durante 7 días. Este equipo permite hacer un barrido de la emulsión a lo largo del tubo de medida en diferentes instantes, obteniéndose una serie de perfiles del porcentaje de backscattering (BS%) en función del tiempo.

Caracterización de las propiedades fisicoquímicas y barrera de las películas de matriz estructural com-puesta: quitosano - almidón de maíz - aceite esencial

Preparación de los films: se producen mediante el método Casting. Se vierten 15 gramos de FFD en placas de Petri de plástico de 95 mm de diámetro y se lleva a estufa a 50°C por 14 horas. Transcurrido el tiempo de secado, se dejan estabilizar en desecadores con Humedad Relativa controlada (solución de glicerol al 72 %p/p) antes de su ensayo.

Espesor: se medirá con un micrómetro de resolución 0,01 mm.Humedad: la humedad se determina por medida de la pérdida de peso de los films, durante el secado

en estufa a 105ºC hasta peso constante. Se determina por duplicado.Solubilidad en agua a 25ºC: se determina de acuerdo al método descripto por López et al. (2008) so-

bre piezas de film de 4 cm2 en 80 ml de agua destilada bajo agitación a 200 rpm durante 1 hora. Permeabilidad al vapor de agua (WVP): se determina usando el método ASTM E96 (ASTM 2012) con

algunas modificaciones. Luego de lograr el estado estacionario, las copas de aluminio con las piezas de film (Payme Elcometer 5100, Manchester, UK) se pesan (0,0001 g) al inicio y cada 1 hora durante 8 horas. El gradiente de presión parcial de vapor de agua usado es 2000 Pa, la medición se hace a 5ºC. El cambio de peso de las celdas se determina a través del tiempo en una escala analítica. Se aplica regresión lineal y la pendiente permite el cálculo de la tasa de transmisión de vapor de agua (WVTR, en g s-1 m-2) y con-siderando el espesor del film se calcula la WVP (g/m s Pa).



Ensayo de tensión: las curvas tensión-deformación se obtienen utilizando el texturómetro TA.X-T2i-Stable Micro Systems (Inglaterra) con un sistema de mordazas A/TG. Las probetas de film son de 6 cm de loongitud y 0,7 cm de ancho. La resistencia a la tracción (TS, MPa), el módulo de elasticidad (Mó-dulo de Young, MPa) y la elongación a la rotura (EB, %) se calculan según lo descripto por López, Lecot, Zaritzky y García (2011).

Ensayo de Punción: el test de punción se lleva a cabo en el mismo equipo que el anterior, usando un cabezal cilíndrico de 2 mm de diámetro (P/2). Se obtienen curvas de fuerza vs deformación y se deter-minan la fuerza máxima (N), la deformación (mm) y el área bajo la curva (N.mm).

Parámetros de color: la medición de color se lleva a cabo con un colorímetro CR-300 Minolta (Japón), calibrado previamente. Se usa la escala CIELAB, donde L* es la luminosidad, a* parámetro que represen-ta la componente verde-rojo y b* representa la componente azul-amarillo.

La diferencia de color (ΔE) se calculará:

Donde: a0*, b0* and L0* son los parámetros estándar y a*, b* and L* son las mediciones de la muestra.

Síntesis de resultados y conclusionesDistribución del tamaño de partículas

En la Tabla1 se muestran los resultados obtenidos para el d3,2:

Tabla 1: valores d3,2 al inicio y tras 7 días de almacenamiento en refrigeración (5°C)

-1

0

1

2

3

4

5

6

7

8

0,01 0,10 1,00 10,00 100,00 1.000,00 10.000,00

Vol

umen

(%)

Tamaño de partículas (µm)

QA 50-50 Dia 0

QA 50-50 Dia 7



-1

0

1

2

3

4

5

6

0,01 0,10 1,00 10,00 100,00 1.000,00 10.000,00

Vol

umen

(%)


QA 50-50 1% P Dia 0

QA 50-50 1% P Dia 7

-1

0

1

2

3

4

5

6

7

0,01 0,10 1,00 10,00 100,00 1.000,00 10.000,00

Vol

umen

(%)


QA 50-50 2% P Dia 0

QA 50-50 2% P Dia 7

-1

0

1

2

3

4

5

6

7

0,01 0,10 1,00 10,00 100,00 1.000,00 10.000,00

Vol

umen

(%)


QA 50-50 3% P Dia 0

QA 50-50 3% P Dia 7

Figura 1: perfiles de volumen (%) vs tamaño de partículas (µm) para las distintas formulaciones

En todas las composiciones de las emulsiones se observa una leve reducción del tamaño de partí-culas con el paso del tiempo, lo que condice con lo obtenido en el análisis de la estabilidad mediante Turbiscan. A su vez, la distribución de tamaños es bimodal con un pico a los 0,2 µm y otro a los 1,8-2,0 µm aproximadamente, mostrando un aumento del Volumen (%) del día 0 al día 7 a menores tamaños y una reducción a mayores tamaños. Esto indicaría que el número de partículas pequeñas (0,2 µm) aumenta.

El caso de la dispersión QA 50-50 sin agregado de aceite es diferente: el tamaño de partículas aumenta ligeramente con el paso del tiempo, pero aún así mantiene su estabilidad durante el tiempo analizado (aunque se presentan BS% cercanos al 10%, en algunos puntos). La distribución de tamaños es polimodal.



Determinación de estabilidad de emulsionesEl método utilizado se basa en la detección de cambios en la transmisión y retrodispersión, como fun-ción del movimiento de las partículas (agregación, cremado y/o sedimentación). Cuando la muestra se expone a una luz del espectro Infrarrojo cercano (NIR), los objetos en suspensión (gotas, partículas sóli-das, burbujas de gas, etc.) dispersan la luz, lo cual es detectado por el instrumento. A su vez, detecta la luz transmitida. La intensidad de la transmisión o retrodispersión depende de la cantidad de partículas que se hallan en suspensión. A continuación se adjuntan los perfiles logrados:

0%10%20%30%40%50%60%70%80%90%

100%

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60

Bac

ksca

tte

rin

g, B

S (%

)

Longitud tubo (mm)

Emulsión Q:A 50:50

0 hs.

24 hs.

48 hs.

72 hs.

96 hs.

120 hs.

144 hs.

168 hs.

0%10%20%30%40%50%60%70%80%90%

100%

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60

Bac

ksca

tte

rin

g, B

S (%

)

Longitud tubo (mm)

Emulsión Q:A 50:50 1%P

0 hs.

24 hs.

48 hs.

72 hs.

96 hs.

120 hs.

144 hs.

168 hs.

0%10%20%30%40%50%60%70%80%90%

100%

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60

Bac

ksca

tte

rin

g, B

S (%

)

Longitud tubo (mm)


0 hs.

24 hs.

48 hs.

72 hs.

96 hs.

120 hs.

144 hs.

168 hs.



0%10%20%30%40%50%60%70%80%90%

100%

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60

Back

scat

teri

ng,

BS (

%)

Longitud tubo (mm)


0 hs.

24 hs.

48 hs.

72 hs.

96 hs.

120 hs.

144 hs.

168 hs.

Figura 2: perfiles de BS (%) vs Longitud de tubo en mm para las distintas formulaciones

Figura 3: tubos de ensayo con emulsiones a base de Q y A con agregado de P. a: QA 50-50; b: QA 50-50 1%P; c: QA 50-50 2%P; d: QA 50-50 3%P

Para evaluar la estabilidad de las emulsiones con el paso del tiempo, comparando las distintas com-posiciones, se define una altura de referencia (en este caso 42,5 mm, de acuerdo a ensayos previos realizados por la integrante Bof, CICYTAC 2016). A continuación se pueden ver los perfiles resultantes:

0%

2%

4%

6%

8%

10%

12%

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180

DBS

%

Tiempo (hs)

QA 50-50

QA 50-50 1%P

QA 50-50 2%P

QA 50-50 3%P

Figura 4: gráfico de ∆BS (%) vs tiempo (horas) para las formulaciones ensayadas a la altura de tubo de 42,5 mm.



La modificación de la señal de retrodispersión (backscattering, BS) puede ocurrir como función del tiem-po y la migración de partículas, y se observa gráficamente como picos positivos (BS aumenta) o negativos (BS disminuye). Esto es, la migración de partículas desde el fondo del tubo a la parte superior conlleva una disminución de la concentración en el fondo de la muestra y como consecuencia una reducción de la señal de BS (pico negativo) y un aumento en la intensidad de la transmisión (pico positivo). Lo opuesto ocurre en la parte superior del tubo. Observando los perfiles de Backscattering (%) vs Longitud de tubo a los distintos tiempos, no se presentan picos positivos y negativos en toda la longitud, en las formulaciones ensayadas, a excepción de los que se presentan debido a la presencia del menisco (longitud entre 50 y 55 mm).

No se considera variación del tamaño de partícula cuando el perfil de BS está dentro del intervalo ±2%. Variaciones superiores al 10% como valor positivo o negativo en la escala gráfica de BS son repre-sentativas de una formulación inestable (Celia et al., 2009).

A su vez, si consideramos los BS% al inicio para cada una de las formulaciones, podemos ver que la señal aumenta al aumentar la concentración de aceite esencial, como era de esperarse:

QA 50-50 QA 50-50 1%P QA 50-50 2%P QA 50-50 3%P BS% INICIAL (42,5 mm) 23,93% 37,54% 50,05% 53,04%

Tabla 2: BS (%) para las distintas formulaciones al inicio del período de almacenamiento

Caracterización de las propiedades fisicoquímicas y barrera de las películasPara la determinación de las propiedades fisicoquímicas y de barrera de las películas, se utilizaron las emulsiones QA 50-50, QA 50-50 1%P, QA 50-50 2%P y QA 50-50 3%P, descriptas en el punto j.4). Para pro-ducir las películas se utilizó el método Casting, detallado previamente.

EspesorSe realizaron cinco mediciones sobre cada película, cuatro en el perímetro y una central. Se tomo el promedio como valor del espesor. Los resultados se muestran en la tabla. No se observan diferencias significativas del espesor ante el agregado de aceite esencial hasta la concentración de 2%. La composi-ción QA 50-50 3% sí mostró diferencias significativas (mayor espesor) respecto a QA 50-50.

Fórmula Espesor (µm) QA 50-50 84,43 ± 2,73 a

QA 50-50 1%P 75,83 ± 12,96 a

QA 50-50 2%P 87,75 ± 1,30 a

QA 50-50 3%P 106,17 ± 10,14 b

Tabla 3: valores medios de espesor para las distintas fórmulas de películas [las medias que no comparten letra son significativamente diferentes (p<0,05)].

HumedadLos resultados para este parámetro fueron:

Fórmula Humedad (%) QA 50-50 41,74 ± 2,82 a

QA 50-50 1%P 33,91 ± 2,86 ab

QA 50-50 2%P 26,75 ± 0,73 ab

QA 50-50 3%P 24,56 ± 0,20 b

Tabla 4: valores medios de humedad para las distintas fórmulas de películas [las medias que no comparten letra son significativamente diferentes (p<0,05)]



Para el caso de las humedades se observan diferencias estadísticamente significativas entre QA 50-50 y QA 50-50 3%P, mientras que es posible observar similitudes intra grupo en los tres tratamientos que contienen diferentes porcentajes de aceite esencial P.

Solubilidad en agua a 25ºCLos resultados para solubilidad aparecen en la tabla siguiente:

Fórmula Solubilidad (%) QA 50-50 14,38 ± 0,25 b

QA 50-50 1%P 21,52 ± 0,53 a

QA 50-50 2%P 9,23 ± 0,53 c

QA 50-50 3%P 15,95 ± 1,00 b

Tabla 5: valores medios de solubilidad para las distintas fórmulas de películas [las medias que no comparten letra son significativamente diferentes (p<0,05)].

Los resultados obtenidos no son concluyentes respecto al efecto del agregado de aceite esencial sobre la solubilidad en agua de las películas poliméricas QA. La solubilidad aumenta significativamente con 1%P y se reduce significativamente con 2%P, respecto a QA 50-50. El agregado de 3%P no afecta esta propiedad.

Permeabilidad al vapor de aguaEl vapor de agua es uno de los permeantes principales, porque puede transferirse, desde el interior o exterior, a través del envase cambiando la vida útil del alimento (Kanatt et al., 2012)

Los resultados obtenidos mostraron que la adición de P mejoró significativamente la permeabilidad de las películas de QA, resultando QA 50-50 1%P y 2%P en el orden de lo indicado para el celofán por la bibliografía Tabla 11 (Gennadios et al.; 1994, Krotcha, 1992). No obstante estos valores son de 2 órdenes de magnitud mayores que los polímeros típicos de empaque, como son los polietilenos, probablemente debido al relativamente bajo nivel de sólidos de compuestos hidrofóbicos incorporados.

Formulación

QA 50-50 2,314 ± 0,087 b

QA 50-50 1%P 0,6279 ± 0,1073 a

QA 50-50 2%P 0,9129 ± 0,2398 a

QA 50-50 3%P 1,1164 ± 0,0856 a

WVP x 10-10

g m-1 Pa-1 s-1

Tabla 6: permeabilidad al vapor de agua (g/m.s.Pa) para las distintas formulaciones [las medias que no comparten letra son significativamente diferentes (p<0,05)].



Tabla 7: Permeabilidad al vapor de agua de películas comestibles y poliméricas (Gennadios et al., 1994; Krochta et al., 1992)

Ensayo de TensiónLos resultados obtenidos se muestran en la tabla siguiente:

Tabla 8: resistencia a la tracción (TS, MPa), módulo de elasticidad (módulo de Young, E, MPa) y elongación a la ro-tura (EB, %) del ensayo de tensión para las distintas películas ensayadas [las medias que no comparten letra son

significativamente diferentes (p<0,05)].

Con el agregado de aceite esencial a concentraciones de 2 y 3%, se observa una disminución de la re-sistencia a la tracción (TS), un aumento de la extensibilidad (EB%) y disminución de la rigidez (E, MPa). Esto podría atribuirse al debilitamiento de las fuerzas de la red de polímeros Q y A, debido a la presencia de com-ponentes del aceite que interrumpen los entrecruzamientos de las cadenas poliméricas (Bof et al., 2016).

A su vez, el aumento en la capacidad de estiramiento de la película causada por el agregado de aceite esencial indica que no solo provocó discontinuidades en la matriz sino que también interactuó con las cadenas de polímero, aumentando su capacidad de deslizamiento durante el ensayo de tracción, promo-viendo la extensibilidad de la película (Kavoosi et al., 2013; Tongnuanchan et al., 2012; Bonilla et al., 2011).

Ensayo de PunciónLos resultados obtenidos se muestran en la tabla siguiente:

Tabla 9: fuerza máxima (N), deformación (mm) y trabajo (N.mm) del ensayo de punción para las distintas películas ensayadas [las medias que no comparten letra son significativamente diferentes (p<0,05)].



Se observa que el agregado de aceite esencial aumenta la fuerza máxima a la punción respecto al control QA 50-50. No se observa efecto sobre la deformación. Tampoco en el trabajo, excepto para la composición con 1% de aceite esencial.

Parámetros de colorLos resultados obtenidos se muestran en la tabla siguiente:

Tabla 10: parámetro de color L, a, b y ∆E para las distintas fórmulas ensayadas [las medias que no comparten letra son significativamente diferentes (p<0,05)].

La luminosidad (L*) no fue afectada por el agregado de aceite esencial, excepto a la concentración del 1%, que tuvo menor valor. El parámetro a* no sufrió grandes variaciones, mientras que el parámetro b* resultó mayor para el agregado de un 3% de P, que indica un color más amarillento respecto a las películas sin aceite. Al agregar aceite P, el ∆E mostró diferencias significativas respecto a las películas sin aceite, aumentando con concentraciones del 3% y reduciéndose con 1%.

A modo de conclusión

Se cumplieron los objetivos propuestos, obteniéndose películas comestibles antimicrobianas, que fue-ron caracterizadas en sus propiedades fisicoquímicas, mecánicas y de barrera. De acuerdo a los resulta-dos expuestos, se considera necesario continuar trabajando, principalmente en mejorar la solubilidad en agua de la matriz polimérica y las propiedades mecánicas, ya que las películas se tornaron más frágiles con el agregado de aceite.

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PID 8085 Denominación del ProyectoCaracterización de películas comestibles antimicrobianas con adición de aceites esenciales de especies cultivadas en la provincia de Entre Ríos.

DirectoraLocaso, Delia Elisa

CodirectoraBordagaray, Valeria Carina

Unidad de EjecuciónFacultad de Ciencias de la Alimentación (UNER). Laboratorio de Investigación en Postcosecha de Frutas (LIPOFRU).

DependenciaUniversidad Nacional de Entre Ríos

Cátedra, Área o disciplina científicaCátedras: Microbiología de los Alimentos, Propiedades Físicas de los Alimentos, Operaciones Unitarias II.Área Temática: Ingenierías y tecnologías. Disciplina Científica: Otra Ingeniería – Ingeniería en Alimentos. Campo de Aplicación: INDUSTRIAL (producción y tecnología). Alimentos, Bebidas y Tabaco

Instituciones intervinientes públicas o privadas y convenios o acuerdos debidamente acreditados:CIDCA, UNLP, CONICET, La Plata; INCAPE, UNL, CONICET, Santa Fe; ITA, UNL, Santa Fe (a través de los colaboradores externos)

[email protected] y/o [email protected]

Integrantes del proyectoLocaso, Delia Elisa (FCAL, UNER ); Bordagaray, Valeria Carina (FCAL, UNER); Bof, María Julieta (FCAL, UNER); Suarez, Gustavo Daniel (FCAL, UNER); Bordenave, Lauro Rafael (FCAL, UNER); Pérez, Adrián Alejandro (FCAL, UNER).

Colaboradores ExternosGarcía, María Alejandra (CIDCA, UNLP, CONICET, La Plata); Zgolicz, Patricia Daniela (INCAPE, UNL, CONICET, Santa Fe); Santiago, Liliana (ITA, UNL, Santa Fe).

Becarios:Pedrozo Favier, Paula (Beca Iniciación a la Investigación) y Laurent, Franco (Beca CIN)

Fechas de iniciación y de finalización efectivas01/12/2015 y 31/01/2018 respectivamente.Aprobación del Informe Final por Resolución CS 042/19 (15/04/2019)



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