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Tierärztliche Hochschule Hannover
ETABLIERUNG DER MIKRODIALYSE ZUR MESSUNG VON ANTIINFEKTIVA-KONZENTRATIONEN
IN DER LUNGE VON SCHWEINEN UND VERGLEICH MIT ANDEREN UNTERSUCHUNGSMODELLEN
INAUGURAL-DISSERATIONzur Erlangung des Grades einerDoktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae -(Dr. med. vet.)
vorgelegt vonAnn-Sophie Croneberger
aus Mainz
Hannover 2009
Tierärztliche Hochschule Hannover
ETABLIERUNG DER MIKRODIALYSE ZUR MESSUNG VON ANTIINFEKTIVA-KONZENTRATIONEN
IN DER LUNGE VON SCHWEINEN UND VERGLEICH MIT ANDEREN UNTERSUCHUNGSMODELLEN
INAUGURAL-DISSERATIONzur Erlangung des Grades einerDoktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae -(Dr. med. vet.)
vorgelegt vonAnn-Sophie Croneberger
aus Mainz
Hannover 2009
Wissenschastliche Betreuung: Univ. Prof. Dr. M. Kietzmann Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie
1. Gutachter: Univ. Prof. Dr. M. Kietzmann2. Gutachter: Univ. Prof. Dr. M. Wendt
Tag der mündlichen Prüfung: 27. April 2009
× Meinen Großeltern ×
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung
2 Literaturübersicht 2.1 Untersuchungsmodelle zur Bestimmung von Antiinfektiva- Konzentrationen in Zielgeweben
2.1.1 Notwendigkeit der direkten Bestimmung von Antiinfektiva- Konzentrationen in Zielgeweben2.1.2 Konzentrationsbestimmung in Gewebeproben 2.1.3 Hautblasenversuch 2.1.4 Gewebekäfige 2.1.5 Bronchoalveoläre Lavage 2.1.6 Entnahme von Sekret des Bronchialepithels mittels Blättchenmethode2.1.7 Bildgebende Verfahren 2.1.8 Mikrodialyse
2.2 Das Schwein als Modelltier2.2.1 Auswahl des Modelltiers 2.2.2 Anatomische Grundlagen 2.2.3 Gewebepenetration von Antiinfektiva – Anreicherung in der Lunge2.2.4 Bestimmung von Antiinfektiva-Konzentrationen im Respirationstrakt2.2.5 Bakterielle Erkrankungen des Respirationstraktes
2.3 Cefpirom als Modellsubstanz 2.3.1 Struktur und Klassifizierung2.3.2 Pharmakodynamische Eigenschaften2.3.3 Pharmakokinetische Eigenschaften 2.3.4 Pharmakokinetik-Pharmakodynamik-Parameter2.3.5 Resistenzen2.3.6 Präparat
3 Material und Methoden 3.1 Zielsetzung und Beschreibung der In-vivo-Versuche 3.1.1 Versuch 1: Vorversuch - Etablierung der Mikrodialyse 3.1.2 Versuch 2: Hauptversuch - Vergleich der Mikrodialyse mit anderen Untersuchungsmodellen 3.1.3 Versuch 3: Zusatzversuch – Anwendung der Mikrodialyse in wachen Tieren
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Inhaltsverzeichnis
3.2 In-vitro-Vorversuche und allgemeine Versuchsinformationen 3.2.1 Bedingungen der Versuchsdurchführung3.2.2 Mikrodialysezubehör3.2.3 Bestimmung der relativen Wiederfindung3.2.4 Pflege und Aufbewahrung der Mikrodialysekatheter3.2.5 Testsubstanz3.2.6 Versuchstiere und ihre Haltung
3.3 Durchführung Versuch 1 3.3.1 Versuchsablauf 3.3.2 Narkose 3.3.3 Thorakotomie und Implantation des Mikrodialyskatheters in die Lunge 3.3.4 Applikation von Cefrom® 3.3.5 Entnahme und Verarbeitung von Lungen-Mikrodialysat und Blut 3.3.6 Einschläfern der Versuchstiere
3.4 Durchführung Versuch 2 3.4.1 Versuchsablauf 3.4.2 Narkose 3.4.3 Thorakotomie und Implantation des Mikrodialysekatheters 3.4.4 Applikation von Cefrom® 3.4.5 Entnahme und Verarbeitung von Lungen-Mikrodialysat, Blut, Sekret des Bronchialepithels und Lungengewebe 3.4.6 Pathologisch-makroskopische Untersuchung und Entnahme, Bearbeitung und Untersuchung von Gewebeproben 3.4.7 Einschläfern der Versuchstiere
3.5 Durchführung Versuch 3 3.5.1 Versuchsablauf 3.5.2 Narkose, Aufwachphase und post-anästhetische Überwachung 3.5.3 Thorakotomie und Implantation des Mikrodialysekatheters 3.5.4 Applikation von Cefrom® 3.5.5 Entnahme und Verarbeitung von Lungen-Mikrodialysat und Blut 3.5.6 Pathologisch-makroskopische Untersuchung und Entnahme, Bearbeitung und Untersuchung von Gewebeproben 3.5.7 Einschläfern der Versuchstiere
3.6 Aufarbeitung und Analyse der Proben 3.6.1 Analytische Methode 3.6.2 Mikrodialysat-Proben und Proben der Stammlösungen aus den Wiederfindungsversuchen und Lungen-Mikrodialysat-Proben 3.6.3 Blutplasma-Proben
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Inhaltsverzeichnis
3.6.4 Proben von Sekret des Bronchialepithels 3.6.5 Lungenhomogenat-Proben
3.7 Berechnungen und statistische Auswertung 3.7.1 Relative Wiederfindung der Mikrodialysekatheter 3.7.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge, im Blutplasma, Sekret des Bronchialepithels und Lungengewebe3.7.3 Statistische Testverfahren 3.7.4 Pharmakokinetische Auswertung
4 Ergebnisse 4.1 Versuch 1 4.1.1 Relative Wiederfindung der Katheter Nr. 1 bis 4 4.1.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge und im Blutplasma von narkotisierten Schweinen 4.1.3 Pharmakokinetische Parameter
4.2 Versuch 2 4.2.1 Relative Wiederfindung der Katheter Nr. 5 bis 12 4.2.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge, im Blutplasma, Sekret des Bronchialepithels und Lungen- gewebe von narkotisierten Schweinen 4.2.3 Pharmakokinetische Parameter 4.2.4 Pathologische Untersuchung
4.3 Versuch 3 4.3.1 Relative Wiederfindung der Katheter Nr. 13 bis 20 4.3.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge und im Blutplasma von wachen Schweinen 4.3.3 Pharmakokinetische Parameter 4.3.4 Pathologische Untersuchung
4.4 Vergleichende Betrachtung der Versuche 1, 2 und 3 4.4.1 Auswirkung der Operation und Katheter-Implantation auf die Tiere 4.4.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge4.4.3 Auswertung der statistischen Testverfahren 4.4.4 Pharmakokinetische Parameter
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5 Diskussion5.1 Auswahl des Mikrodialysezubehörs und Bestimmung der relativen Wiederfindung5.2 Auswirkungen der Thorakotomie und der Katheterimplantation5.3 Vergleich von Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge und im Blutplasma von Menschen und Schweinen5.4 Analyse der Lungen-Mikrodialysat-Proben und Vergleich der Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssig- keit der Lunge der Versuche 1, 2 und 35.5 Vergleich der Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge, in Blutplasma, Sekret des Bronchial- epithels und Lungengewebe5.6 Einsatz der Mikrodialyse für Pharmakokinetik-Pharma- kodynamik-Korrelationen5.7 Schlussfolgerungen
6 Zusammenfassung / Summary6.1 Zusammenfassung6.2 Summary
7 Anhang7.1 Nicht im Text aufgeführte Tabellen 7.2 Ergebnisse der pathologischen Untersuchungen einzelnen Tiere
8 Verzeichnisse8.1 Literaturverzeichnis 8.2 Abkürzungsverzeichnis8.3 Abbildungsverzeichnis8.4 Tabellenverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
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Einleitung
1Einleitung
3
Einleitung
Einleitung
Bakterielle Infektionen des Respirationstrakts zählen zu den bei lebensmittelliefernden Tieren
am häufigsten diagnostizierten Erkrankungen. Die Behandlung dieser Erkrankungen erfolgt
durch die Verabreichung von Antiinfektiva. Durch intensiven, nicht immer gezielten Einsatz von
Antiinfektiva entwickeln bakterielle Erreger zunehmend wirksame Resistenzmechanismen ge-
genüber antibakteriellen Substanzen. Um die Entstehung und Verbreitung von Resistenzen zu
verhindern, sollte die antibakterielle Therapie neben der klinischen Heilung auch eine vollständi-
ge bakteriologische Heilung zum Ziel haben. Dies kann nur erreicht werden, wenn Antiinfektiva
gezielt und in adäquater Dosierung eingesetzt werden.
Bei der Entwicklung von Dosierungsschemata gewinnen Pharmakokinetik-Pharmakodynamik-
Korrelationen zunehmend an Bedeutung. Hierbei werden pharmakokinetische Parameter häufig
basierend auf im Blutplasma gemessenen Wirkstoffkonzentrationen berechnet. Bakterielle Infek-
tionen sind jedoch bis auf wenige Ausnahmen in anderen Kompartimenten als dem vaskulären
Kompartiment lokalisiert. Da sich die meisten Substanzen nicht gleichmäßig im Organismus ver-
teilen, können Konzentrationen im Blutplasma und Zielgewebe stark voneinander abweichen.
Die Messung von Wirkstoffkonzentrationen direkt im Zielgewebe kann jedoch für anatomisch
schwer zugängliche Organe, wie z. B. die Lunge, schwierig sein. Weiterhin ist bei der Bestim-
mung von Zielgewebskonzentrationen wichtig, in welchen Kompartimenten eines Gewebes die
Wirkstoffkonzentrationen gemessen werden. Denn innerhalb eines Gewebes befinden sich bak-
terielle Erreger in für sie spezifischen Kompartimenten. Beispielsweise sind zahlreiche Erreger in
der extrazellulären Flüssigkeit lokalisiert. Auch kann prinzipiell nur die nicht-proteingebundene
Fraktion eines Wirkstoffs antimikrobielle Aktivität entfalten. In vielen Fällen ist somit für den
Erfolg einer antibakteriellen Therapie die nicht-proteingebundene Fraktion eines Wirkstoffs in
der extrazellulären Flüssigkeit des jeweiligen Zielgewebes entscheidend.
Die in der Veterinärmedizin etablierten Untersuchungsmodelle zur Messung von Wirkstoffkon-
zentrationen in Zielgeweben sind unzureichend, da sie weder eine separate Konzentrationsbe-
stimmung in der extrazellulären Flüssigkeit noch die direkte Bestimmung des nicht-proteinge-
bundenen, pharmakologisch aktiven Wirkstoffanteils erlauben.
Ziel dieser Arbeit ist die Etablierung eines Untersuchungsmodells, der Mikrodialyse, zur Bestim-
mung der nicht-proteingebundenen Fraktion eines Beta-Laktam-Antibiotikums in der extrazel-
lulären Flüssigkeit der Lunge von narkotisierten Schweinen und der Vergleich von Konzentra-
tionen dieses Beta-Laktam-Antibiotikums in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge, im Sekret
des Bronchialepithels, Lungengewebe und Blutplasma. Des Weiteren wird die Mikrodialyse zu
Konzentrationsbestimmungen in der Lunge von wachen Schweinen angewendet.
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Literaturübersicht
2Literaturübersicht
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Literaturübersicht
2.1 Untersuchungsmodelle zur Bestimmung von Antiinfektiva-Konzentrationen in Zielgeweben
2.1.1 Notwendigkeit der direkten Bestimmung von Antiinfektiva-Konzentrationen in Zielgeweben
Meist ist das Ziel einer antibakteriellen Therapie neben der klinischen Heilung auch eine voll-
ständige Eradikation der Bakterien (bakteriologische Heilung) zu erreichen. Nur so kann die
Entstehung und Verbreitung von Resistenzen gegenüber antibakteriellen Substanzen und ein
Wiederaufflammen der Erkrankung verhindert werden. Ohne eine vollständige bakteriologische
Heilung dominieren diejenigen Erreger den Rekolonisationsprozess, welche gegenüber der ein-
gesetzten antibakteriellen Substanz weniger empfindlich sind. Als Folge davon kann eine resis-
tente Population entstehen. Sowohl eine Minimierung der Entstehung von Resistenzen, als auch
eine Steigerung der klinischen Effektivität kann vor allem durch adäquate, auf wissenschaftlicher
Basis ausgearbeitete Dosierungsschemata von Antiinfektiva erreicht werden (TOUTAIN et al.
2002; TOUTAIN 2003).
Bei der Entwicklung von veterinärmedizinischen Antiinfektiva werden im Rahmen präklini-
scher Studien Dosierungsschemata erstellt, welche in klinischen Studien (Feldstudien) verifiziert
werden (MCKELLAR et al. 2004; TOUTAIN u. LEES 2004). Lange Zeit basierte die präkli-
nische Dosisfindung auf Dosistitrations- und Dosisbestätigungsstudien. Hierbei wird die zu un-
tersuchende Substanz infizierten Tieren der jeweiligen Zieltierspezies in mehreren Dosierungen
verabreicht und die klinischen Ergebnisse werden mittels statistischer Testverfahren miteinander
verglichen. Diese Art der Dosisfindung birgt eine Reihe von Nachteilen. Zum einen muss eine
große Anzahl von Tieren verwendet werden, was sowohl aus ethischer als auch ökonomischer
Sicht unerwünscht ist. Zum anderen kann nicht immer eine valide Aussage darüber getroffen
werden, ob eine bakteriologische Heilung stattgefunden hat, da der Erfolg der Therapie alleine
an den klinischen Ergebnissen gemessen wird (TOUTAIN 2003; TOUTAIN u. LEES 2004).
Das Pollyanna-Phänomen besagt, dass Antibiotika mit guter klinischer Effektivität eine geringe
antibakterielle Aktivität aufweisen können. Umgekehrt können antibakteriell exzellent wirksa-
me Substanzen oder Dosierungsschemata klinisch nicht zum erwarteten Ergebnis führen. Eine
vollständige klinische Heilung garantiert also keineswegs eine gutes bakteriologisches Ergebnis
(MCKELLAR et al. 2004). Somit zeigt sich, dass es allein durch Dosistitrationsstudien, Dosis-
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Literaturübersicht
bestätigungsstudien und Feldstudien nicht immer möglich ist, optimale Dosierungsschemata be-
züglich der bakteriologischen Heilung zu entwickeln. Aus diesem Grund gewinnen Pharmako-
kinetik-Pharmakodynamik (PK-PD)-Korrelationen immer mehr an Bedeutung (TOUTAIN et
al. 2002; EMEA GUIDELINE 627 2003; MCKELLAR et al. 2004).
PK-PD-Korrelationen basieren auf dem Grundsatz, dass das Ergebnis jeder antimikrobiellen
Therapie von 2 Faktoren abhängig ist, zum einen von der Exposition des Erregers gegenüber der
Substanz am Ort des infektiösen Geschehens (Pharmakokinetik), zum anderen von der Emp-
findlichkeit des Erregers gegenüber dieser Substanz (Pharmakodynamik). Die Kombination von
PK- und PD-Parametern wird als PK-PD-Korrelation bezeichnet (TOUTAIN 2003). Durch
PK-Studien im Zieltier werden Konzentrations-Zeitprofile erstellt und pharmakokinetische Pa-
rameter wie die maximale Konzentration (Cmax
), die Zeit bis zum Erreichen der maximalen Kon-
zentration (Tmax
) und die Fläche unter der Konzentrations-Zeitkurve (Area Under the Curve
[AUC]) berechnet. Pharmakodynamische Parameter dienen als Indikator für die Wirksamkeit ei-
ner Substanz. Als pharmakodynamischer Parameter für Antiinfektiva wird in in vitro durchgeführ-
ten PD-Studien insbesondere die minimale Hemmkonzentration (MHK) bestimmt (TOUTAIN
u. LEES 2004). Die wichtigsten und meist verwendeten PK-PD-Parameter zur Vorhersage eines
klinischen und bakteriologischen Ergebnisses sind das Verhältnis der Fläche unter der Konzen-
trations-Zeitkurve zur minimalen Hemmkonzentration (AUC/MHK, angewendet bei Chino-
lonen), das Verhältnis der maximalen Konzentration zur minimalen Hemmkonzentration (Cmax
/
MHK, angewendet bei Aminoglykosiden) und die Zeitspanne in welcher die Konzentration der
antibakteriellen Substanz die minimale Hemmkonzentration übersteigt (T>MHK, angewendet
bei Makroliden und Beta-Laktam-Antibiotika) (TOUTAIN 2003).
In der Entwicklung von Antiinfektiva basieren pharmakokinetische Untersuchungen häufig auf
Messungen von Konzentrationen im Blutplasma, da Blutproben vergleichsweise einfach zu ent-
nehmen sind (JOUKHADAR u. MÜLLER 2005). Das infektiöse Geschehen ist jedoch bis auf
wenige Ausnahmen (z. B. Bakteriämie mit intravaskulärer Infektion) in den peripheren Gewe-
ben lokalisiert. Genauer befinden sich die meisten Bakterien in der extrazellulären Flüssigkeit
(EZF) der Gewebe. Deshalb ist meist die EZF Zielraum der antibakteriellen Therapie (JOUK-
HADAR et al. 2001; LIU u. DERENDORF 2003; BRUNNER et al. 2005). Bei der Ableitung
von Zielgewebskonzentrationen von im Blutplasma gemessenen Konzentrationen werden einige
Gegebenheiten nicht ausreichend berücksichtigt. Erstens wird davon ausgegangen, dass eine
gleichmäßige Verteilung einer Substanz zwischen Blut und Zielgewebe stattfindet. Tatsächlich
aber können Blutplasma- und Gewebekonzentrationen stark voneinander abweichen (MOU-
TON et al. 2008). Denn zum einen kann nur derjenige Anteil einer Substanz, welcher nicht
an Plasmaproteine gebunden ist (nicht-proteingebundene Fraktion), die systemische Zirkulation
verlassen und sich im Zielgewebe anreichern (PLOCK u. KLOFT 2005). Zum anderen kann bei
einigen klinischen Gegebenheiten die Penetration von Antiinfektiva in das Zielgewebe verändert
sein. Hierbei wird angenommen, dass der transendotheliale Membrantransfer in das Interstitium
peripherer Gewebe durch unspezifische Mechanismen und Schranken (wie beispielsweise Barri-
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Literaturübersicht
eren durch fibröse Kapseln oder perifokale Ödeme bei chronischen oder akuten Entzündungs-
prozessen) oder durch Veränderungen des Blutflusses, der kapillären Dichte und Permeabilität,
des pH-Werts im Entzündungsareal oder durch Änderungen des transkapillären osmotischen
Druckgradienten verändert sein kann (JOUKHADAR u. MÜLLER 2005; THALLINGER u.
JOUKHADAR 2005). Zweitens werden Arzneimittelwirkungen durch Wechselwirkungen mit
verschiedenen Strukturen in den Zielgeweben wie Enzymen, Arzneimitteltransportsystemen
oder Rezeptorproteinen beeinflusst, welche im Blutplasma nicht zu finden sind (BRUNNER
u. LANGER 2006). Daraus folgt, dass die minimale Hemmkonzentration, welche notwendig ist,
um die Zielerreger zu eliminieren, im Blutplasma durchaus erreicht werden kann, obwohl sie im
Zielgewebe nicht erreicht wird (JOUKHADAR u. MÜLLER 2005; MOUTON et al. 2008).
Werden also mit Hilfe pharmakokinetischer Parameter, die basierend auf Blutplasma-Konzen-
trationen berechnet wurden, Dosierungsschemata erstellt, kann durch Anwendung dieser Dosier-
ungsschemata oft keine vollständige Abtötung der Bakterien erreicht werden.
Somit ist es zur Vermeidung von Resistenzbildungen und zur Steigerung der klinischen Effekti-
vität von essentieller Bedeutung, Konzentrationen von Antiinfektiva direkt am Ort des infektiö-
sen Geschehens, das heißt in den meisten Fällen in der EZF peripherer Gewebe, zu messen.
Im Folgenden wird eine Auswahl an Methoden zur Konzentrationsbestimmung von Antiinfekti-
va in Zielgeweben beschrieben.
2.1.2 Konzentrationsbestimmung in Gewebeproben
Antiinfektiva-Konzentrationen werden in Gesamtgewebeproben wie folgt bestimmt: beim
Mensch werden Gewebeproben mittels Biopsie entnommen; beim Tier werden die Proben meist
direkt post mortem gewonnen. Anschließend homogenisiert man die Proben mit einer Gewebe-
zerkleinerungsmaschine und bestimmt die Konzentration des Arzneimittels im Homogenat mit
analytischen Methoden (NIX 1998).
Die Vorteile der Methode sind die einfache technische Durchführung und die prinzipielle Mög-
lichkeit der Gewinnung von Homogenatproben aus jedem Gewebe.
Es gibt jedoch eine Reihe von Nachteilen. Da die Entnahme von Gewebeproben invasiv ist, gibt
es sowohl beim Tier als auch beim Mensch eine ethische Limitierung (BRUNNER et al. 2005).
Beim Mensch ist schon die Anzahl an Biopsieentnahmen in leicht zugänglichen Geweben (z. B.
Haut) begrenzt. Eine Biopsienentnahme in schwer zugänglichen Geweben (z. B. Leber oder
Niere) ist überhaupt nur aus einer klinischen Indikation heraus rechtfertigbar. Beim Tier müssen
pro Probenentnahmezeitpunkt mindestens 1, meist aber mehrere Tiere getötet werden. Daher
ist die Anzahl der Probenentnahmezeitpunkte aus Tierschutzaspekten limitiert (HANSEN et
al. 1999). Aus der begrenzten Anzahl von Probenentnahmen ergibt sich folgender Nachteil: da
aus ethischen Aspekten nicht mehrerer Proben zu verschiedenen Zeitpunkten von einem Indi-
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Literaturübersicht
viduum entnommen werden sollten, ist die Erstellung eines Konzentrations-Zeitverlaufs mittels
Daten von einem Tier nicht möglich. Aus diesem Grund werden Gewebeproben zu unterschied-
lichen Zeitpunkten von verschiedenen Individuen entnommen, was allerdings zur Entstehung
interindividueller Variabilitäten führt (MOUTON et al. 2008). Gewebeproben setzen sich aus
verschiedenen Bestandteilen, wie Blut, EZF, einer Vielfalt an Zellen und je nach Geweben auch
intraluminalen Komponenten zusammen (NIX 1998). Da der Anteil von Blut im Homogenat
nicht quantifizierbar ist, besteht besonders in gut durchbluteten Geweben (z. B. Lunge) die Ge-
fahr der Verfälschung der gemessenen Konzentrationen. Eine ähnliche Problematik ergibt sich
aus der Kontamination des Homogenats einiger Gewebe mit intraluminalen Komponenten. Im
Homogenat von Organen wie Leber und Niere sind auch Gallenflüssigkeit beziehungsweise
Urin enthalten. Da beispielsweise Beta-Laktam-Antibiotika hohe Konzentrationen in diesen
Flüssigkeiten erreichen können, werden deshalb auch höhere Konzentrationen im Homogenat
gemessen (WISE 1986). Des Weiteren geht man bei der Interpretation von im Gesamtgewebe
gemessenen Konzentrationen fälschlicherweise davon aus, dass die zu untersuchende Substanz
gleichmäßig zwischen den Gewebekomponenten verteilt ist. Dies ist in der Realität jedoch nicht
der Fall. Verschiedene Substanzklassen von Antiinfektiva reichern sich in den einzelnen Kompar-
timenten unterschiedlich an. Während Beta-Laktam-Antibiotika beispielsweise fast ausschließlich
in der EZF angereichert sind, akkumulieren Makrolide und Chinolone auch intrazellulär. Da die
meisten Infektionen im extrazellulären Kompartiment lokalisiert sind, ist die dort vorherrschen-
de Konzentration des Antiinfektivums entscheidend. Deshalb werden bei der Konzentrationsbe-
stimmung von auf den Extrazellulärraum beschränkten Substanzen im Gewebehomogenat die
zur Eradikation der Bakterien entscheidenden Konzentrationen durch Verdünnung mit intrazel-
lulären Komponenten unterschätzt. Konzentrationen von intrazellulär angereicherten Substanzen
werden jedoch überschätzt (NIX 1998). Weiterhin ist bei dieser Methode keine Differenzierung
zwischen proteingebundener und nicht-proteingebundener Fraktion des Arzneimittels möglich.
Dies ist ein entscheidender Nachteil, denn nur die nicht-proteingebundene Fraktion kann anti-
mikrobielle Aktivität entfalten (MÜLLER et al. 2004).
2.1.3 Hautblasenversuch
Im Hautblasenversuch werden Arzneimittelkonzentrationen in der Flüssigkeit einer artifiziell
erzeugten Hautblase gemessen. Diese Hautblase entsteht durch Trennung von Epidermis und
Dermis entlang der Lamina lucida. Es gibt 2 Möglichkeiten diese Trennung herbeizuführen: zum
einen mechanisch, durch Erzeugung von Unterdruck, zum anderen chemisch unter Verwendung
von Kantharidin. Kantharidin ist ein Terpenoid, welches in verschiedenen Käferarten vorkommt.
Es wird in Form von Pflastern auf die Haut aufgeklebt. Durch starke Reizung der Haut entsteht
dann eine subepidermal lokalisierte Blase. In dem erzeugten Hohlraum, der den Interstitialraum
repräsentieren soll, sammelt sich Flüssigkeit an. Diese wird aspiriert und die Konzentration des zu
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Literaturübersicht
untersuchenden Arzneimittels wird bestimmt (BRUNNER et al. 1998; HOCHT et al. 2006).
Die Entnahme von Hautblasenflüssigkeit ist eine häufig angewendete Methode in der Human-
medizin. Es existiert eine Fülle von Daten zur Penetration von zahlreichen Antibiotika in kan-
tharidin- und unterdruckinduzierter Hautblasenflüssigkeit (MÜLLER et al. 2004).
Die Vorteile der Methode sind zum einen die einfache technische Durchführung, zum an-
deren ist die Methode wenig invasiv und verursacht geringe Kosten (BRUNNER u. LAN-
GER 2006).
Aus der Methodik entstehen jedoch folgende Nachteile: einerseits ist die Arzneimittelkonzent-
ration in der Hautblasenflüssigkeit abhängig von der Lokalisation und Größe der Blase, der Dif-
fusionskapazität über die Blasenbasis und dem Oberflächen-Volumenverhältnis; es besteht also
eine hohe Variabilität und Ergebnisse sind somit kaum reproduzierbar (LIU u. DERENDORF
2003; MÜLLER et al. 2004; BRUNNER u. LANGER 2006). Andererseits sind die Hautblasen
sehr unangenehm, deshalb können Messungen nur über kurze Zeiträume durchgeführt werden.
Eine kontinuierliche Probenentnahme von einem Individuum über einen längeren Zeitraum
ist daher nicht möglich (HOCHT et al. 2006). Ein weiterer Nachteil der Methode ist, dass so-
wohl bei chemisch als auch bei mechanisch induzierten Hautblasen eine starke Manipulation
stattfindet. Das Risiko einer Entzündung ist groß; daher gleicht die Hautblasenflüssigkeit mehr
einem inflammatorischen Exsudat als dass sie der EZF gleicht (LIU u. DERENDORF 2003;
BRUNNER u. LANGER 2006). Zudem ist die Hautblasenflüssigkeit lediglich repräsentativ für
die EZF der Haut (MÜLLER et al. 2004). Weiterhin ist keine Differenzierung zwischen prote-
ingebundener und nicht-proteingebundener Fraktion des Arzneimittels möglich, da sich in der
Hautblasenflüssigkeit auch Proteine anreichern können (HOCHT et al. 2006).
2.1.4 Gewebekäfige
Ein Gewebekäfig ist ein teilperforierter Hohlkörper, welcher in subkutanes Gewebe eingesetzt wird.
Nach der Implantation wird der Käfig von stark vaskularisiertem Granulationsgewebe umgeben, be-
ziehungsweise partiell gefüllt. In dem verbleibenden Hohlraum sammelt sich eine Flüssigkeit an, die der
EZF ähnelt. Nach Entnahme dieser Flüssigkeit kann die Konzentration des zu untersuchenden Arznei-
mittels bestimmt werden. Gewebekäfige können bezüglich Zusammensetzung, Größe und Form stark
variieren. Häufig verwendete Formen und Materialien sind Methakrylatschläuche, Silikonschläuche,
Stahlzylinder und Polypropylenkugeln (SIDHU et al. 2003).
Gewebekäfige wurden erstmals von GUYTON (1963) verwendet, um die Physiologie und Zu-
sammensetzung der EZF zu untersuchen. Bisher wurden zahlreiche Studien mit vielen Wirk-
stoffen in verschiedenen Spezies durchgeführt (SIDHU et al. 2003). Beispielsweise wurden Kon-
zentrationen der Antiinfektiva Cefradin und Cefalothin (Mensch), Oxytetracylin und Ceftiofur
(Kalb) und Ampicillin (Kaninchen) in Gewebekäfigflüssigkeit bestimmt (CARBON et al. 1978;
BENGTSSON et al. 1986; HALSTEAD et al. 1992).
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Literaturübersicht
Die Methode bietet einige Vorteile: eine einfache technische Durchführung, geringe Invasivität,
gute Toleranz und somit auch die Möglichkeit mehrerer Probenentnahmen über längere Zeit-
räume von einem Individuum, und die Entnahme einer Flüssigkeit, die auf Grund ihres geringen
Proteingehalts der EZF ähnlich ist (ADAM et al. 1978).
Ein entscheidender Nachteil der Methode ist die hohe Variabilität, bedingt durch die variierende
Zusammensetzung der Gewebekäfigflüssigkeit. Die Zusammensetzung der Flüssigkeit wird zum
einen durch Größe und Form des Käfigs sowie Größe und Anzahl der Perforationen beeinflusst,
da die Konzentration des zu untersuchenden Arzneimittels in der Flüssigkeit von der Diffusions-
fläche und vom Volumen des Käfigs abhängig ist (BENGTSSON u. GREKO 2002). Zum an-
deren nimmt die Penetration des Arzneimittels in die Gewebekäfigflüssigkeit mit dem Alter der
Käfige (Länge der Zeitspanne nach Implantation) ab, da das entstehende Granulationsgewebe in
und um den Käfig einen großen Einfluss auf die Arzneimittelpenetration und –elimination hat.
Das Granulationsgewebe ist durch Fibrin verbunden. Je nach Dicke der Fibrinschicht ändert sich
das Flüssigkeitsvolumen und somit auch die Arzneimittelkonzentration (BENGTSSON et al.
1986; BENGTSSON u. GREKO 2002; SIDHU et al. 2003). Die Eliminationsrate des zu unter-
suchenden Arzneimittels aus dem Gewebekäfig wird zusätzlich durch die Anzahl und Häufigkeit
der Probenentnahmen beeinflusst. Somit können Schwankungen nicht nur zwischen Käfigen
unterschiedlicher Größe und Bauart auftreten, sondern auch zwischen identisch gefertigten Kä-
figen (BENGTSSON u. GREKO 2002). Jeder Käfig ist daher einzigartig und spezifische Kon-
zentrations-Zeitprofile können schwer reproduziert werden (GREKO et al. 2003).
2.1.5 Bronchoalveoläre Lavage
Mittels bronchoalveolärer Lavage (BAL) wird Sekret des Bronchialepithels (Epithelial Lining
Fluid [ELF]) gewonnen (REINHOLD et al. 2005). Die ELF besteht neben epithelialem Sekret
aus Mucus und verschiedenen Zellen (CRUCIANI et al. 1996). Bei der BAL wird zunächst ein
flexibles fiberoptisches Endoskop mit Spülkanal unter Sichtkontrolle durch die Trachea in die
Bronchien vorgeschoben. Nun wird eine bekannte Menge an Flüssigkeit, meist isotone Natri-
umchloridlösung, über den Spülkanal eingegeben. Dabei wird die Gesamtmenge an einzugeben-
der Flüssigkeit auf mehrere Aliquots verteilt. Die Anzahl und das Volumen der Aliquots können
je nach Spezies und Indikation variieren. Als Standardverfahren beim Mensch ist die Verwen-
dung von 5 Aliquots à 20 bis 50 Milliliter beschrieben (BAYAT et al. 1998). Beim Fohlen kann
beispielsweise ein Installationsvolumen von 200 Milliliter verteilt auf 2 Aliquots à 100 Milliliter
verwendet werden (HÖHENSTEIGER 2005). Ein Teil des installierten Flüssigkeitsvolumens,
meist zwischen 50 und 70 Prozent, kann nun durch sofortige Aspiration zurückgewonnen wer-
den. Das gewonnene Aspirat setzt sich aus der eingegebenen Flüssigkeit, Mucus, epithelialem
Sekret und verschiedenen Zellarten, wie alveolären Makrophagen, Lymphozyten, Granulozyten
und epithelialen Zellen, zusammen. Das Aspirat wird zur Trennung der zellulären und azellulären
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Literaturübersicht
Bestandteile zentrifugiert und die Konzentration des zu untersuchenden Arzneimittels kann nun
im separierten Überstand bestimmt werden (REBUCK u. BRAUDE 1984; EISENBERG et al.
1993)
Die BAL ist sowohl in der Human- als auch in der Veterinärmedizin als diagnostische Routi-
netechnik in der Pneumologie etabliert (BAYAT et al. 1998; REINHOLD et al. 2005). Seit
Beginn der achtziger Jahre wird die BAL auch zur Konzentrationsbestimmung von Arzneimit-
teln verwendet (REBUCK u. BRAUDE 1984). Beispielsweise wurden Konzentrationen von
Beta-Laktam-Antibiotika (z. B. Amoxicillin, Cefpodoxim), Makroliden (z. B. Azithromycin,
Clarithromycin) und Fluorochinolonen (z. B. Ciprofloxacin, Enrofloxacin) in bronchoalveolä-
rer Lavageflüssigkeit von Menschen und Konzentrationen von Tulathromycin in bronchoalve-
olärer Lavageflüssigkeit von Fohlen bestimmt (NIX 1998; HÖHENSTEIGER 2005).
Der Vorteil der Methode ist ihre geringe Invasivität (REINHOLD et al. 2005).
Bezüglich der Konzentrationsbestimmung von Arzneimitteln zeigen sich jedoch erhebliche
Nachteile. Wie bereits beschrieben, kann das installierte Flüssigkeitsvolumen nur partiell wieder-
gewonnen werden. Hierbei kann die Menge der aspirierten Flüssigkeit stark variieren (REBUCK
u. BRAUDE 1984; BAYAT et al. 1998). Auch die Zusammensetzung des Aspirats ist variabel.
Erhöht man beispielsweise das Spülvolumen, so sinkt die Rückgewinnungsrate des Gesamtvo-
lumens, der Anteil an zellulären Bestandteilen nimmt jedoch zu (REINHOLD et al. 2005). Ein
weiterer Nachteil der Methode ist, dass sich die installierte Flüssigkeit nicht in einem bestimmten
Gebiet ansammelt, sondern sich während des Lavageprozesses frei über den verfügbaren Raum
verteilt. Somit kann die entnommene ELF keiner speziellen anatomischen Struktur zugeordnet
werden. Sie kann beispielsweise sowohl aus den größeren Bronchien als auch aus den Bronchuli
stammen (EISENBERG et al. 1993). Die ELF ist im gewonnenen Aspirat hochgradig durch Spül-
flüssigkeit verdünnt. Oftmals liegt eine mehr als hundertfache Verdünnung vor (EISENBERG et
al. 1993; NIX 1998). Die größte Schwierigkeit bei der Bestimmung von Arzneimittelkonzentra-
tionen mittels BAL ist die Bestimmung des Verdünnungsfaktors (REBUCK u. BRAUDE 1984;
EISENBERG et al. 1993; BAYAT et al. 1998). Die Kenntnis des Verdünnungsfaktors ist jedoch
unbedingt notwendig, um Arzneimittelkonzentrationen verlässlich bestimmen zu können (EI-
SENBERG et al. 1993). Eine Möglichkeit zur Bestimmung des Verdünnungsfaktors ist die Zuga-
be einer Referenzsubstanz (Verdünnungsmarker) zur Spülflüssigkeit in einer bekannten Konzen-
tration. Die Konzentration dieser Substanz im Aspirat wird bestimmt und der Verdünnungsfaktor
kann ermittelt werden. Eine derartige Referenzsubstanz darf keinesfalls die Fähigkeit besitzen in
das Blut oder Lungeninterstitium zu diffundieren. Ein Beispiel für eine solche Referenzsubstanz
ist Methylenblau. Jedoch kann sich auch bei der Verwendung von Methylenblau zur Bestimmung
des Verdünnungsfaktors eine mögliche Fehlerquelle ergeben. Methylenblau diffundiert zwar we-
der in das Blut noch in das Lungeninterstitium, möglicherweise aber die Spülflüssigkeit, der es
zugesetzt ist, was zu einer Änderung der Konzentration von Methylenblau im Aspirat führt (RE-
BUCK u. BRAUDE 1984). Eine andere Möglichkeit der Bestimmung des Verdünnungsfaktors
ist die intravenöse Gabe einer Substanz von der man annimmt, dass sie sich gleichmäßig zwischen
13
Literaturübersicht
Blut und ELF verteilt. Hierzu wird häufig Harnstoff (Urea) verwendet. Nach Bestimmung der
Harnstoff-Konzentration im Blutplasma und im Aspirat können das ELF-Volumen sowie die
Arzneimittelkonzentration in der ELF dann wie folgt bestimmt werden:
Eine Fehlerquelle hierbei ist die Verdünnung des Harnstoffs mit Spülflüssigkeit während des
Lavageprozesses und eine damit einhergehende vermehrte Diffusion von Harnstoff aus den Ge-
fäßen in das Aspirat auf Grund des Konzentrationsgradienten. Die Harnstoff-Konzentration im
Aspirat wäre dann höher als die tatsächliche Harnstoffkonzentration in der ELF. Somit würde das
Volumen der ELF überschätzt und die Konzentration des zu untersuchenden Arzneimittels in der
ELF unterschätzt (NIX 1998). An den genannten Beispielen zeigt sich, dass eine exakte Bestim-
mung des Verdünnungsfaktors nahezu unmöglich ist. Die hohe Verdünnung der ELF im Aspirat
durch Spülflüssigkeit führt weiterhin dazu, dass die zu messenden Arzneimittelkonzentrationen
häufig unterhalb der analytischen Detektionsgrenze liegen; es wird also eine sehr sensitive analy-
tische Methode benötigt (EISENBERG et al. 1993; NIX 1998). Eine zusätzliche Schwierigkeit
bei der Konzentrationsbestimmung von Arzneimitteln mittels BAL ist, dass die Genauigkeit der
Messung durch Influx von Flüssigkeit aus dem Lungeninterstitium beeinflusst werden kann, da
während des Lavageprozesses ein signifikanter Flüssigkeitsaustausch zwischen Lungeninterstitium
und den luftführenden Wegen möglich ist (EISENBERG et al. 1993; BAYAT et al. 1998). Bei der
Konzentrationsbestimmung intrazellulär akkumulierender Antiinfektiva mittels BAL wird von
einigen Autoren die Freisetzung von Konzentrationen aus den alveolären Makrophagen als wei-
tere mögliche Fehlerquelle beschrieben (ZEITLINGER et al. 2005). Ein anderer Nachteil der
BAL ist die begrenzte Anzahl von Probenentnahmen von einem Individuum. Die Limitierung
der Probenentnahmen ergibt sich zum einen aus der Technik, mit welcher bei häufigem Einsatz
die Epithelien der Atemwege geschädigt werden, zum anderen verändert sich durch jeden Lava-
geprozess die Zusammensetzung der ELF. Es kann also kein vollständiges Konzentrations-Zeit-
profil mit Daten von einem Individuum erstellt werden (EISENBERG et al. 1993; REINHOLD
et al. 2005). Weiterhin ist bei dieser Methode keine Differenzierung zwischen proteingebundener
und nicht-proteingebundener Fraktion eines Arzneimittels möglich (EISENBERG et al. 1993).
VolumenELF
= Urea - KonzentrationAspirat
× Volumen
Aspirat
Urea - KonzentrationBlutplasma
ArzneimittelkonzentrationELF
= ArzneimittelkonzentrationBAL
× Volumen
BAL
VolumenELF
14
Literaturübersicht
2.1.6 Entnahme von Sekret des Bronchialepithels mittels Blättchenmethode
Eine weitere Möglichkeit zur Gewinnung von ELF ist die Verwendung von Filterpapierblätt-
chen. Hierbei wird zunächst ein Endotrachealtubus durch die Trachea in die Bronchien einge-
führt. Zur Vermeidung von Verunreinigungen der Proben, z. B. mit Sekret oder Nahrungsresten
aus dem Mund-Rachenraum, wird dann ein kleiner Baumwolltupfer mit einer endoskopischen
Biopsiezange bis zum distalen Ende des Tubus vorgeschoben und wieder entnommen. Nun wird
ein vorgewogenes Filterpapierblättchen mittels Biopsiezange durch den Tubus in die Bronchien
eingeführt bis ein Widerstand auftritt. Das Blättchen verbleibt kurze Zeit auf dem Bronchial-
epithel und wird dann entnommen. Nach erneutem Wiegen und Subtraktion des Gewichtes des
Blättchens vor der Probenentnahme kann nach entsprechender Probenaufarbeitung eine Kon-
zentrationsbestimmung in der auf dem Blättchen befindlichen ELF durchgeführt werden.
Mittels Blättchenmethode wurden beispielsweise Konzentration der antibakteriellen Substanz
Ceftiofur in der ELF von Kälbern bestimmt (HALSTEAD et al. 1992).
Der Vorteil dieser Methode gegenüber der BAL ist, dass alle Schwierigkeiten der BAL, welche
ihren Ursprung in der Verdünnung der ELF mit Spülflüssigkeit haben, nicht auftreten (HAL-
STEAD et al. 1992).
Andere Nachteile der BAL wie die begrenzte Anzahl von Probenentnahmen von einem Indi-
viduum, die Freisetzung von Konzentrationen aus alveolären Makrophagen und die nicht vor-
handene Möglichkeit der Differenzierung zwischen proteingebundener und nicht-proteinge-
bundener Arzneimittelkonzentration lassen sich auch auf die Blättchenmethode übertragen. Eine
weitere Einschränkung der Methode entsteht dadurch, dass es sich bei der entnommenen Probe
nicht zwangsläufig um frisch sekretierte Flüssigkeit handelt, sondern dass diese sich über längere
Zeit auf dem Bronchialepithel angesammelt haben kann. Eine exakte Korrelation zwischen Kon-
zentration und Zeit ist somit nicht möglich (CRUCIANI et al. 1996).
2.1.7 Bildgebende Verfahren
Folgende bildgebende Verfahren können zur Bestimmung von Arzneimittelkonzentrationen in Ge-
weben eingesetzt werden: Planare Gamma-Szintigraphie (PGS), Single-Photon-Emissions-Com-
putertomographie (Single Photon Emission Computed Tomographie [SPECT]), Positronen-Emis-
sions-Tomographie (PET) und Magnetresonanzspektroskopie (MRS). Diese lassen sich bezüglich
der Darstellung in zwei- oder dreidimensionale Bildgebung unterteilen (MÜLLER et al. 2004):
• zweidimensional: PGS
• dreidimensional: SPECT, PET, MRS
Die bildgebenden Verfahren wurden ursprünglich für den Einsatz in der Diagnostik und für
Untersuchungen zu Gewebemetabolismus und Blutfluss entwickelt. Seit neuerer Zeit werden
15
Literaturübersicht
sie auch in Untersuchungen zur Verteilung von Arzneimitteln in verschiedenen Geweben in der
humanmedizinischen Forschung eingesetzt (MÜLLER et al. 2004).
PGS und SPECT
PGS und SPECT basieren auf dem Prinzip der Szintigraphie. Das zu untersuchende Arzneimittel
wird hierzu mit einem gamma-emittierenden Radionuklid (z. B. 99mTechnetium) markiert und
intravenös appliziert. Die Photonen, welche beim Zerfall der gamma-emittierenden Radionuk-
lide entstehen, werden mit Gamma-Kameras detektiert mit dem Unterschied einer zweidimen-
sionalen Bildgebung bei PGS und einer dreidimensionalen Bildgebung bei SPECT. Die Markie-
rungsdichte kann so in verschiedenen Geweben untersucht werden.
Bisher wurden mit diesen Methoden hauptsächlich Untersuchungen zur Verteilung von Inhala-
tiva in der Lunge durchgeführt. Beispielsweise wurden Tobramycin-Konzentration mittels PGS
und Ciprofloxacin-Konzentrationen mittels SPECT bestimmt. PGS war das erste verfügbare
bildgebende Verfahren (LANGER u. MÜLLER 2004; MÜLLER et al. 2004).
Der Nachteil von PGS im Vergleich zu SPECT ist, dass durch die zweidimensionale Darstellung
Fehler und Artefakte durch Überlagerung entstehen können, da sich überlagernde Gewebe nicht
unterscheiden lassen (LANGER u. MÜLLER 2004). Im Vergleich zu PET weisen PGS und
SPECT einige Nachteile auf: die Bestimmung der lokalen Radioaktivität ist schwieriger und so-
wohl die Sensivität als auch das räumliche Auflösungsvermögen sind geringer. Vorteilhaft im Ver-
gleich zu PET ist, dass die eingesetzten Radionuklide langlebiger sind und somit kein Zyklotron
vor Ort vorhanden sein muss; PGS und SPECT sind also vergleichsweise weniger aufwendig und
kostengünstiger. Die Anwendung bei Untersuchungen zur Gewebeverteilung von Arzneimitteln
ist jedoch begrenzt, da die Markierung von Molekülen mit verfügbaren PGS- und SPECT-Ra-
dionukliden schwierig ist und grundsätzlich nur bestimmte Moleküle radioaktiv markierbar sind
(LANGER u. MÜLLER 2004).
PET
PET basiert ebenfalls auf dem Prinzip der Szintigraphie. Dabei wird eine mit positronen-emit-
tierenden Radionukliden markierte Substanz intravenös appliziert. Im Körper verbinden sich die
in unterschiedliche Richtungen emittierten Positronen mit Elektronen (Annihilierung), wobei je
Elektronen-Positronen-Paar 2 kolineare Photonen entstehen. Diese Photonen werden nun mit
einem PET-Gerät aufgezeichnet. Das PET-Gerät besteht aus mehreren Detektoren in Ringan-
ordnung, welche Szintillationskristalle enthalten. Diese werden um das zu untersuchende Gewebe
platziert und die Photonen werden simultan von Detektorpaaren aufgezeichnet, welche sich in
einem Winkel von 180 Grad zueinander befinden. Die resultierenden dreidimensionalen PET-Bil-
der enthalten Informationen über die Gewebeverteilung der positronen-emittierenden Moleküle
(LANGER u. MÜLLER 2004; BRUNNER u. LANGER 2006). Die meist verwendeten Marker-
Radioisotope sind 15Sauerstoff (15O), 13Stickstoff (13N), 11Kohlenstoff (11C) und 18Fluor (18F). 15O und 13N können für Konzentrationsmessungen in Geweben nicht eingesetzt werden, da sie eine sehr
16
Literaturübersicht
kurze Halbwertszeit besitzen. 18F ist das am besten geeignete Radioisotop, da es eine relativ lange
Halbwertszeit (110 Minuten) hat und dadurch eine Bildgebung bis zu 10 Stunden nach Applikation
möglich ist. Wenige Arzneimittel enthalten jedoch Fluor in ihrer Struktur, deshalb werden die meis-
ten Studien unter Verwendung von 11C durchgeführt, obwohl die Halbwertszeit kürzer (circa 20
Minuten) und somit nicht ideal ist (LANGER u. MÜLLER 2004). Bezüglich pharmakokinetischer
Untersuchungen zur Gewebeverteilung von Arzneimitteln gibt es 2 verschiedene Möglichkeiten
PET einzusetzen. Zum einen ist eine direkte Bestimmung der Gewebeverteilung von 11C oder 18F
markierten Arzneimitteln möglich. Zum anderen gibt es einen indirekten Ansatz, wobei die Inter-
aktion eines Arzneimittelmoleküls mit einer Zielstruktur im Körper wie z. B. Rezeptoren oder En-
zymen untersucht wird. Dazu wird ein validierter PET-Radioaktivmarker verwendet, welcher sich
von der zu untersuchenden Substanz unterscheidet. Mit diesem ist die Quantifikation von Parame-
tern möglich, die im Zusammenhang mit der Zielstruktur stehen (z. B. die Bindungsstellendichte).
Die zu untersuchende Substanz (unmarkiert) wird nun in verschiedenen Dosierungen verabreicht
und die Anzahl der besetzten Bindungsstellen kann bestimmt werden.
Von den verschiedenen antibakteriellen Substanzklassen eignen sich Fluorochinolone besonders
gut für pharmakokinetische Untersuchungen mittels PET, da diese einen hohen Grad an radio-
aktiver Aktivität besitzen und Fluor in ihrer Struktur enthalten (LANGER u. MÜLLER 2004).
Beispielsweise wurden Studien zur Gewebepharmakokinetik von Ciprofloxacin durchgeführt
(BRUNNER u. LANGER 2006). Untersuchungen zur Gewebeverteilung von anderen antibi-
otischen Substanzklassen mittels PET wurden beispielsweise in Studien mit 11C-Erythromycin
und antibiotischen Inhalativa in der Lunge von Menschen durchgeführt (LANGER u. MÜL-
LER 2004).
Die Vorteile von PET im Vergleich zu anderen bildgebenden Verfahren sind eine sehr gute räum-
liche Auflösung und eine hohe Sensivität.
Nachteilig ist jedoch der Einsatz von Radionukliden mit kurzer Halbwertzeit und die damit
verbundene Notwendigkeit eines Zyklotrons vor Ort. Dadurch ist die Anwendung von PET
auf spezielle Zentren beschränkt, welche diese Voraussetzung erfüllen (LANGER u. MÜLLER
2004; BRUNNER u. LANGER 2006). Zudem ist die Methode nicht invasiv, jedoch ist eine
Exposition gegenüber radioaktiven Substanzen gegeben. Weiterhin ermöglicht PET kontinuier-
liche Messungen, wobei aber die Dauer von der Halbwertszeit des verwendeten Radionuklids
abhängig ist (BRUNNER u. LANGER 2006). Ein anderer Nachteil der Methode besteht darin,
dass das aufgezeichnete Signal nicht zwangsläufig die intakte Arzneimittelfraktion darstellt, da
auch Metaboliten erfasst werden. Damit ist ein Teil der erfassten Substanzmenge nicht notwen-
digerweise biologisch aktiv (REINHOLD et al. 2005). Eine weitere Einschränkung ergibt sich
aus der begrenzten Auswahl an verfügbaren Markern, sowie daraus, dass sich nicht alle Arznei-
mittelmoleküle, darunter auch zahlreiche Antiinfektiva, für eine radioaktive Markierung eignen
(MÜLLER et al. 2004; BRUNNER u. LANGER 2006). Weiterhin ist bei dieser Methode keine
Differenzierung zwischen proteingebundener und nicht-proteingebundener Fraktion eines Arz-
neimittels möglich (BRUNNER u. LANGER 2006).
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Literaturübersicht
MRS
MRS basiert auf dem physikalischen Prinzip der Kernspinresonanz (Nuclear Magnetic Reso-
nance [NMR]). Dabei nutzt man den Eigendrehimpuls von Protonen und Neutronen und das
magnetische Feld von Atomkernen. Einige Atomkerne (1Wasserstoff [1H], 13Kohlenstoff [13C], 19Fluor [19F], 31Phosphor [31P]) werden durch Anlegen eines starken magnetischen Gegenfelds
(Feld 1) in Richtung dieses Feldes ausgerichtet. Durch das Ausrichten beginnt der Kern mit
einer Präzessionsbewegung, welche auftritt, wenn der Atomkern aus seiner Ruhelage gebracht
wird. Wird das Feld 1 entfernt, fällt der Atomkern in seine Ruhelage zurück. Um den Atomkern
dauerhaft anzuregen, wird ein zweites hochfrequentes Wechselfeld (Feld 2) im rechten Winkel
zu Feld 1 angelegt. Der Kern beginnt zu präzedieren bis sich ein Gleichgewichtszustand einstellt.
Für die Präzessionsbewegung existiert eine Resonanzfrequenz. Sie ist abhängig vom Aufbau des
Atomkerns. Durch die Wahl der Stärke von Feld 1 und die Wahl der Frequenz von Feld 2 kann
genau bestimmt werden, welche Kerne in Resonanz geraten sollen. Nach Abschalten von Feld 2
wird der Gleichgewichtszustand des Kerns unter Emission eines Radiosignals, welches der Re-
sonanzfrequenz entspricht, wiederhergestellt. Dies ist die hauptsächliche Informationsquelle, die
durch MRS genutzt wird. Die Amplitude dieses Signals ist proportional zur Anzahl der Kerne
mit einer entsprechenden Resonanzfrequenz, die im zu untersuchenden Objekt vorhanden sind.
Abhängig von der chemischen Umgebung des Kerns in einem Molekül unterscheidet sich das
emittierte Resonanzsignal, was für die chemische Identifikation entscheidend ist. Mittels MRS
können chemische Einheiten wie z. B. Arzneimittelmoleküle in einem spezifischen Gewebe ge-
messen werden (LANGER u. MÜLLER 2004).
MRS eignet sich besonders für Untersuchungen zur Gewebeverteilung von Arzneimitteln, wel-
che Fluor in ihrer Struktur enthalten, da 19F eines der am besten geeigneten Isotope ist (MÜL-
LER et al. 2004; BRUNNER u. LANGER 2006). Beispielsweise wurden Studien zur Gewebe-
verteilung von Flerofloxacin in Leber und Muskel von Kälbern durchgeführt (MÜLLER et al.
2004).
MRS bietet im Gegensatz zu anderen bildgebenden Verfahren einen wichtigen Vorteil: es ist
eine Unterscheidung von verschiedenen chemischen Strukturen wie beispielsweise Metaboliten
möglich. Des Weiteren ist die Methode nicht invasiv und ermöglicht serielle Messungen in kur-
zen Abständen (LANGER u. MÜLLER 2004; BRUNNER u. LANGER 2006). Ein zusätzlicher
Vorteil ist die Möglichkeit der Differenzierung zwischen proteingebundener und nicht-protein-
gebundener Arzneimittelfraktion (BRUNNER u. LANGER 2006).
Einen Nachteil von MRS im Vergleich zu PET stellt die 107- bis 109-fach geringere Sensivität
dar. Aus diesem Grund sind nur Bestimmungen von hohen Arzneimittelkonzentrationen möglich
(LANGER u. MÜLLER 2004; BRUNNER u. LANGER 2006). Weiterhin ist die Anwendung
der Methode auf Studien mit Arzneimitteln beschränkt, bei denen eine ausreichende magneti-
sche Antwort induziert werden kann (MÜLLER et al. 2004; BRUNNER u. LANGER 2006).
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Literaturübersicht
Bei den hier aufgeführten bildgebenden Methoden stehen folgende Vorteile im Vordergrund: sie
sind nicht invasiv und es sind kontinuierliche Messungen in allen Geweben möglich (LANGER
u. MÜLLER 2004; BRUNNER u. LANGER 2006).
Nachteilig ist jedoch, dass innerhalb eines Gewebes keine Aussage bezüglich Konzentrationen
in einzelnen Kompartimenten wie der EZF getroffen werden kann (MÜLLER et al. 2004). Des
Weiteren liegen diesen Verfahren jeweils eine komplexe Technik und ein anspruchsvoller Ver-
suchsaufbau (z. B. Umgang mit radioaktiven Substanzen bei PGS, SPECT und PET) zu Grunde,
weshalb sie auf spezielle Zentren beschränkt sind (BRUNNER u. LANGER 2006). Zusätzliche
Nachteile entstehen durch den enormen Kosten- und Arbeitsaufwand (LIU u. DERENDORF
2003). Weiterhin nachteilig ist, dass pharmakokinetische Studien nicht mit beliebigen Substanzen
durchgeführt werden können, denn es können nur Arzneimittel untersucht werden, die radio-
aktiv markierbar sind (PGS, SPET und PET) beziehungsweise bei denen die Induktion einer
ausreichenden magnetischen Antwort möglich ist (MRS) (MÜLLER et al. 2004; BRUNNER
u. LANGER 2006).
2.1.8 Mikrodialyse
Prinzip
Die Mikrodialyse ist eine semiinvasive Technik, welche die passive Funktion eines kapillären
Blutgefäßes nachahmt (UNGERSTEDT 1991; DE LA PENA et al. 2000). Sie basiert auf dem
Dialyseprinzip. Der Begriff Dialyse ist vom griechischen Wort „dialysis“ abgeleitet und bedeutet
„Trennung“ (CHAURASIA 1999). Der Dialyse liegt zu Grunde, dass bei der Trennung von 2
Kompartimenten durch eine semipermeable Membran eine Diffusion von Molekülen in Rich-
tung der niedrigsten Konzentration erfolgt (KEHR 1993; ELMQUIST u. SAWCHUK 1997).
Die Hauptelemente des Mikrodialysesystems (siehe Abbildung 1) sind: eine Mikrodialysepumpe,
ein Mikrodialysekatheter mit einer semipermeablen Membran am distalen Ende (durchlässig für
Wasser und niedermolekulare Substanzen) und ein Probensammelgefäß (auch als Microvial be-
zeichnet) (CHAURASIA 1999; PLOCK u. KLOFT 2005).
Zunächst wird der Mikrodialysekatheter in ein bestimmtes Gewebe oder eine bestimmte Matrix
(z. B. Zerebrospinalflüssigkeit) eingesetzt. Dann wird der Katheter durch einen Eingangsschlauch
mit einer Flüssigkeit (Perfusat), welche sich isoosmotisch zu der die Membran umgebenden
Flüssigkeit verhält, in einer bestimmten konstanten Geschwindigkeit (meist zwischen 0,5 und
5 Mikroliter pro Minute) perfundiert (PLOCK u. KLOFT 2005). Das Perfusat ist eine wässrige
Lösung, welche der die Membran umgebenden Flüssigkeit bezüglich pH-Wert und ionischer
Zusammensetzung möglichst ähnlich sein sollte, um unerwünschte Änderungen in der Zusam-
mensetzung der umgebenden Flüssigkeit durch Drainage oder Einbringen von Molekülen zu
vermeiden (DE LANGE et al. 2000). Je nach Orientierung des Konzentrationsgradienten kön-
19
Literaturübersicht
nen nun endogene (z. B. Hormone, Neurotransmitter) oder exogene Stoffe (z. B. Arzneimittel-
moleküle) in das Perfusat, beziehungsweise der Perfusionsflüssigkeit zugesetzte Substanzen aus
dem Perfusat diffundieren. Das System kann sowohl zum Sammeln als auch zur Abgabe von Sub-
stanzen (auch als Retrodialyse bezeichnet) genutzt werden (CHAURASIA et al. 2007). In den
in dieser Arbeit durchgeführten Versuchen wird die Mikrodialyse zum Sammeln von exogenen
Substanzen eingesetzt. Das Perfusat, welches nach Passage der Membran die zu untersuchende
Substanz enthält und nun als Dialysat bezeichnet wird, wird über einen Ausgangsschlauch in ei-
nem Probensammelgefäß gesammelt und in bestimmten Zeitintervallen entnommen. Die Kon-
zentration der zu untersuchenden Substanz im Dialysat kann nun bestimmt werden (PLOCK u.
KLOFT 2005; BRUNNER u. LANGER 2006). Die Konzentration im Dialysat reflektiert die
Konzentration in der die semipermeable Membran umgebenden Flüssigkeit (bei Implantation
des Katheters in ein Gewebe ist dies die EZF) (DE LA PENA et al. 2000; DE LANGE et al.
2000). Abbildung 2 zeigt den Dialyseprozess an der Membran.
Abb. 1: Aufbau eines Mikrodialysesystems (mod. nach CMA MICRODIALYSIS)
1 Mikrodialysekatheter2 Mikrodialysepumpe3 Probensammelgefäß4 Membran des Mikrodialysekatheters
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Literaturübersicht
Abb. 2: Dialyseprozess and der Membran (mod. nach ZEITLINGER et al. 2005)
Historie
Der Begriff „Mikrodialyse“ stammt aus den späten fünfziger Jahren und wurde zur Beschreibung
einer Methode verwendet, mit welcher polare Steroide simultan aus dem Blutplasma dialysiert
und extrahiert werden konnten. Diejenige Methode, für die wir heute den Begriff „Mikro-
dialyse“ verwenden, wurde Mitte der siebziger Jahre von Professor Ungerstedt entwickelt (UN-
GERSTEDT 1991; PLOCK u. KLOFT 2005). Das Konzept der Mikrodialyse, das heißt die
Implantation eines von einer Dialysemembran umgebenen „Kompartiments“, welches sich im
Gleichgewicht mit dem extrazellulären Umfeld befindet, in ein Gewebe geht jedoch schon zurück
bis in die frühen sechziger Jahre (UNGERSTEDT 1991; CHAURASIA et al. 2007). GADDUM
(1961) setzte eine Push-Pull-Technik ein, bei welcher eine Flüssigkeit durch eine Sonde direkt
in zerebrales Gewebe gepumpt wurde (Push) und simultan mit einer zweiten angrenzenden
Sonde entnommen werden konnte (Pull). BITO et al. (1966) implantierten mit Natriumchlorid
und Dextran gefüllte Dialysesäcke in subkutanes Nackengewebe und zerebrales Gewebe von
Hunden. Diese wurden einige Wochen später wieder entfernt und der Gehalt an Aminosäuren
in der luminalen Flüssigkeit bestimmt. DELGADO et al. (1972) entwickelten eine Push-Pull-
Dialytrode, bestehend aus 2 Stahlsonden mit einer kleinen permeablen Tasche mit der Funktion
einer Dialysememebran an der Spitze zur Anwendung im Gehirn von Affen. UNGERSTEDT
und PYCOCK (1974) berichten schließlich über die Implantation von Hohlfasersonden, welche
die Funktion von Blutgefäßen nachahmen sollten, in zerebrales Gewebe zur Konzentrationsbe-
1 Mikrodialysekatheter2 Perfusat3 Mikrodialysat4 Dialyseprozess an der Membran5 Extrazelluläre Flüssigkeit6 Zu untersuchende Substanz7 Zellen8 Blutkapillare
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Literaturübersicht
stimmung von Neurotransmittern. Diese Hohlfasersonden wurden bald zu Nadelkathetern mit
einer Hohlfasermembran an der Spitze weiterentwickelt (UNGERSTEDT 1991). Man setzte
die Mikrodialyse zunächst experimentell zur Konzentrationsbestimmung endogener Substanzen
in der ZNS-Forschung ein (STAHLE 1992). Eine weitere Anwendung fand die Mikrodialyse
in pharmakokinetischen Studien (Messung von Konzentrationen von exogenen Substanzen) in
verschiedenen Geweben von Nagern (CHAURASIA et al. 2007). 1987 wurde die Mikrodialy-
se erstmals im Mensch zur Bestimmung interstitieller Glukosekonzentrationen im subkutanen
Fettgewebe eingesetzt (MÜLLER 2000). Es folgten Messungen von endogenen Metaboliten
und Transmitterkonzentrationen im menschlichen Gehirn. Erste pharmakokinetische Untersu-
chungen zu Konzentrationen von exogenen Substanzen wurden zu Beginn der neunziger Jahre
publiziert (CHAURASIA et al. 2007). Die erste Publikation zur Messung peripherer Gewebe-
konzentrationen von Antiinfektiva erschien 1995 (BRUNNER et al. 2005). Die Mikrodialyse
hat sich zu einer Standardtechnik in der ZNS-Forschung entwickelt (DAVIES 1999). Sie kann
inzwischen auch in fast allen anderen Geweben des Körpers eingesetzt werden (CHAURASIA
et al. 2007). Die Mikrodialyse findet Anwendung in pharmakokinetischen Untersuchungen in
Mensch und Tier zu einer Vielzahl von Substanzen in unterschiedlichen Geweben, wie z. B. Le-
ber, Muskel, Augen, Knochen und Lunge (CHAURASIA 1999; MÜLLER 2000). Inzwischen
sind U. S. Food and Drug Administration (FDA) und European Union Conformite-genehmigte
Katheter für den Einsatz im Mensch erhältlich und es wurden bisher mehr als 10.000 Publikati-
onen zum Thema Mikrodialyse veröffentlicht. 1600 davon beschäftigen sich mit dem Einsatz der
Mikrodialyse im Menschen (CHAURASIA et al. 2007).
Mikrodialysekatheter
Je nach Anwendung, das heißt in welchem Gewebe oder Matrix ein Mikrodialyseversuch durch-
geführt und welche Substanzen untersucht werden sollen, können Katheter verschiedener Form
und verschiedenen Aufbaus verwendet werden (DE LANGE et al. 2000).
Es gibt eine Reihe von unterschiedlichen Katheterformen, unter anderem linear, u-förmig und
konzentrisch aufgebaute Katheter (siehe Abbildung 3) (CHAURASIA et al. 2007).
1 Linear2 U-förmig3 Konzentrisch
Abb. 3: Katheterformen (mod. nach CHAURASIA 1999)
22
Literaturübersicht
Die ersten, von UNGERSTEDT und PYCOCK (1974) entwickelten Katheter hatten ein linea-
res Design und der Dialyseprozess erfolgte über eine Hohlfasermembran. Lineare Sonden haben
den Nachteil, dass das zu untersuchende Gewebe zweimal durchstochen werden muss, wohinge-
gen bei der u-förmigen und konzentrischen Katheterform Ein- und Ausgangsschlauch parallel
angeordnet sind und so nur ein Eingangspunkt in das Gewebe benötigt wird (CHAURASIA
1999). Am häufigsten werden Katheter konzentrischen Aufbaus verwendet. Diese bestehen aus
einer Membran am distalen Ende des Katheters und einem doppellumigen Schaft, der sich in ei-
nen Eingangs- und Ausgangsschlauch aufzweigt. Der Eingangsschlauch ist mit der Mikrodialyse-
pumpe verbunden, der Ausgangsschlauch mit dem Probensammelgefäß. Der Schaft des Katheters
kann je nach Anwendung aus starrem oder flexiblem Material gefertigt sein. Bei Mikrodialyseex-
perimenten im Gehirn werden vorrangig Katheter mit einem starren Schaft verwendet, wohin-
gegen flexibel geformte Katheter ihre Anwendung bei Mikrodialysestudien in Weichteilgeweben
finden (DE LANGE et al. 2000; JOUKHADAR u. MÜLLER 2005; PLOCK u. KLOFT 2005).
Abbildung 4 zeigt einen flexibel geformten Katheter zur Anwendung in der Leber.
Abb. 4: Konzentrisch aufgebauter flexibler Katheter zur Anwendung in der Leber (mod. nach CMA MICRODIALYSIS 2006)
1 Membran2 Doppellumiger Schaft3 Ausgangsschlauch
4 Eingangsschlauch5 Probensammelgefäß6 Luerlockanschluss
Um Schäden an der Membran zu vermeiden, setzt man die Katheter meist mit Hilfe von Füh-
rungskanülen in das zu untersuchende Gewebe ein (JOUKHADAR u. MÜLLER 2005). Je
nach Anwendung variiert die Mikrodialysemembran in Länge (üblicherweise zwischen 1 und 30
Millimeter), Durchmesser (üblicherweise zwischen 300 und 600 Mikrometer) und Material, aus
dem sie gefertigt wird. Die Auswahl des Membranmaterials ist für ein Mikrodialyseexperiment
von großer Bedeutung, da die zu untersuchende Substanz und das Membranmaterial nicht mit-
einander agieren dürfen. Häufig verwendete Membranmaterialien sind Cellulose, Polykarbonat,
Polyethersulfon und Cuprophan. Jeder Mikrodialysekatheter hat eine bestimmte Molekularge-
wichtsdurchlässigkeit (Cut-off), die durch die Größe der Poren in der Membran bestimmt wird.
Der Cut-off der Mikrodialysekatheter liegt meist zwischen 6 und 100 Kilodalton, weshalb sie für
große Moleküle, wie z. B. Proteine undurchlässig sind (SARRE et al. 1993).
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Literaturübersicht
Wiederfindung
In einem Mikrodialyseversuch zu Konzentrationsbestimmung von exogenen Substanzen diffun-
diert die zu untersuchende Substanz durch die Membran aus dem den Katheter umgebenden
Medium (bei Untersuchungen in Geweben ist dies die EZF) auf Grund eines Konzentrations-
gradienten in das im Katheter befindliche Perfusat. Das Perfusat wird durch die Mikrodialyse-
pumpe in einer konstanten kontinuierlichen Fließgeschwindigkeit (bestimmt durch die Flussra-
te) durch den Katheter gepumpt. Dieser Fluss verhindert, dass sich ein Gleichgewicht zwischen
der Konzentration der Substanz im Dialysat (CD) und der Konzentration der Substanz in der
EZF (CEZF
) einstellen kann. Somit ist die gemessene Konzentration im Dialysat nur eine Fraktion
der nicht-proteingebundenen Konzentration in der EZF. Das Verhältnis von CD zu C
EZF wird als
relative Wiederfindung (rW) bezeichnet und üblicherweise in Prozent angegeben. Die relative
Wiederfindung lässt sich durch folgende Gleichung beschreiben (CHAURASIA 1999; CHAU-
RASIA et al. 2007):
Von der relativen Wiederfindung ist der Begriff der absoluten Wiederfindung (aW) abzugrenzen,
welcher die Menge der zu untersuchenden Substanz, die pro Zeiteinheit im Dialysat vorgefun-
den wird, beschreibt. Die absolute Wiederfindung kann mit Hilfe folgender Gleichung dargestellt
werden (BENEVISTE u. HÜTTEMEIER 1990; KOVAR et al. 1997):
Die relative Wiederfindung wird von den folgenden Faktoren beeinflusst:
• Diffusion über die Membran: ihrerseits direkt abhängig von
- Temperatur - Beschaffenheit der Membran (Cut-off, Membranmaterial, Oberfläche der Membran) - Größe der zu untersuchenden Substanz• Zusammensetzung Perfusat
• Flussrate
• Beschaffenheit der Matrix
aW = × 100
[aW] = Masse / Volumen
CD
rW
rW = × 100
[rW] = %
CD
CEZF
24
Literaturübersicht
Die Diffusion über die Membran ist direkt proportional zur Temperatur. Bei steigender Tem-
peratur erhöht sich die Diffusionsrate der zu untersuchenden Substanz über die Membran in das
Perfusat und somit auch die relative Wiederfindung. In-vitro-Versuche sollten deshalb immer bei
einer konstanten Temperatur (Körpertemperatur) durchgeführt werden (DE LANGE et al. 2000;
PLOCK u. KLOFT 2005). Voraussetzung für die Diffusion einer Substanz über die Membran
ist, dass ihr Molekulargewicht kleiner als der Cut-off der Membran ist. Eine akzeptable relative
Wiederfindung wird erreicht, wenn das Molekulargewicht der Substanz ein Viertel des Cut-offs
beträgt (PLOCK u. KLOFT 2005). Durch eine Verlängerung der Membran und somit auch
einer Vergrößerung der Membranoberfläche erhöht sich die relative Wiederfindung. Bei kurzen
Membranen ist der Anstieg der relativen Wiederfindung linear zur Verlängerung der Membran.
Bei sehr langen Membranen jedoch erhöht sich die Wiederfindung kaum, da sich der Konzen-
trationsunterschied zwischen EZF und Dialysat durch die steigende Membranlänge verkleinert
(DE LANGE et al. 2000; PLOCK u. KLOFT 2005). Der Diffusionskoeffizient verhält sich um-
gekehrt proportional zur Größe der Substanz. Dies bedeutet, dass die relative Wiederfindung mit
steigendem Molekulargewicht abnimmt. Substanzen mit einem Molekulargewicht größer als 1
Kilodalton sind daher für herkömmliche Mikrodialyseexperimente eher ungeeignet (CHAU-
RASIA 1999).
Auch die Zusammensetzung des Perfusats kann die relative Wiederfindung beeinflussen. Das
Perfusat sollte der EZF möglichst ähnlich sein, denn Unterschiede der osmotischen Eigenschaf-
ten lösen eine Flüssigkeitsbewegung aus, die die Diffusion über die Membran behindern oder
verstärken kann (DE LANGE et al. 2000).
Mit sinkender Flussrate erhöht sich die relative Wiederfindung und umgekehrt. Bei einer nied-
rigen Flussrate nähern sich die Konzentrationen in der EZF und im Dialysat einem Gleichge-
wichtszustand an. Je weiter die Flussrate gegen 0 geht, desto mehr nähert sich die relative Wieder-
findung 100 Prozent an. Mit steigender Flussrate nimmt die Wiederfindung exponentiell ab. Bei
Flussraten höher als 10 Mikroliter pro Minute findet auf Grund des Flüssigkeitsdrucks ein Verlust
von Perfusat über die Membran statt. Dadurch wird die Diffusion über die Membran in das Ka-
theterlumen behindert. Das Herabsetzen der Flussrate wird durch die dabei abnehmenden Pro-
benvolumina und die Quantifikationsgrenze der verwendeten analytischen Methode limitiert.
Ein weiterer Einflussfaktor bezüglich der relativen Wiederfindung ist die Beschaffenheit der
Matrix beziehungsweise des Gewebes, in der oder dem sich der Katheter befindet. Damit die zu
untersuchende Substanz über die Membran in den Katheter diffundieren kann, muss sie zunächst
durch das Gewebe diffundieren. Dies ist abhängig vom Grad der intrazellulären Anreicherung,
der metabolischen Umsatzrate, vom aktiven Transport über Membranen und der Vaskularisation
des Gewebes. Generell gilt, dass durch diese Eigenschaften von Geweben die relative Wiederfin-
dung im Vergleich zu In-vitro-Experimenten reduziert wird (CHAURASIA 1999; DE LANGE
et al 2000; PLOCK u. KLOFT 2005).
Bei quantitativen Untersuchungen, wie Untersuchungen zur Pharmakokinetik von Arzneimit-
teln in Geweben mittels Mikrodialyse, ist die Kenntnis der relativen Wiederfindung zur Bestim-
25
Literaturübersicht
mung von CEZF
von essentieller Bedeutung. Bei Kenntnis der relativen Wiederfindung berechnet
sich CEZF
wie folgt (KOVAR et al. 1997; CHAURASIA et al. 2007):
Die relative Wiederfindung kann mit Hilfe der folgenden Kalibrierungsmethoden bestimmt werden:
• Bestimmung der relativen Wiederfindung in vitro: - Dialyse
- Retrodialyse
• Bestimmung der relativen Wiederfindung in vivo: - Extrapolation zur Flussrate 0
- No-net-flux
- Dynamischer No-net-flux
- Retrodialyse mit oder ohne Verwendung einer
Eichsubstanz
Bei der Bestimmung der relativen Wiederfindung kann zunächst zwischen in vitro oder in vivo
durchgeführten Kalibrierungsmethoden unterschieden werden (KOVAR et al. 1997). Bei der
In-vitro-Dialysemethode wird der Mikrodialysekatheter kontinuierlich bei einer konstanten
Flussrate perfundiert, während er in eine Lösung eingetaucht ist, welche die zu untersuchende
Substanz in bekannter Konzentration enthält. Das Dialysat wird gesammelt und zu festgelegten
Zeitpunkten entnommen (meist alle 10 bis 20 Minuten). Die relative Wiederfindung berechnet
sich dann wie folgt:
wobei CL die Konzentration der Substanz in der Lösung darstellt. Auch die später beschriebene
Retrodialysemethode kann in vitro durchgeführt werden (BENVENISTE u. HÜTTEMEIER
1990; SARRE et al. 1993; KOVAR et al. 1997; PLOCK u. KLOFT 2005).
Die im Folgenden beschriebenen Kalibrierungsmethoden werden in vivo durchgeführt. Die Ex-
trapolation-zur-Flußrate-0-Methode wurde von JACOBSON et al. (1985) eingeführt. Hier-
bei wird die Konzentration im Dialysat bei verschiedenen Flussraten bestimmt. Die jeweilige
Flussrate wird mit der gemessenen Konzentration durch die folgende Exponentialfunktion in
Verbindung gesetzt:
CEZF
= × 100C
D
rW
rW = × 100,C
D
CL
26
Literaturübersicht
wobei K0 den Massentransportfaktor, A die Membranoberfläche und F die Flussrate darstellt.
CEZF
und K0 x A können durch nicht-lineare Regression mit Hilfe pharmakokinetischer Soft-
wareprogramme bei verschiedenen Flussraten ermittelt werden. Die graphische Darstellung der
gemessenen Konzentrationen gegen die Flussraten ergibt eine von K0 x A abhängige Steigung.
Der Ordinatenschnittpunkt ist CEZF
bei einer Flussrate von 0 und entspräche einer relativen Wie-
derfindung von 100 Prozent. Die zur jeweiligen Flussrate korrespondierende relative Wiederfin-
dung erhält man durch folgende Umformung der oben genannten Gleichung:
Die Nachteile dieser Methode sind zum einen lange Sammelperioden bei niedrigen Flussraten
und die daraus resultierenden niedrigen Probenvolumina. Zum anderen wird hier eine Extra-
polation zum 0-Fluss durchgeführt; die relative Wiederfindung wird somit nur geschätzt ohne
dass die Bestimmung des exakten Wertes möglich ist (KOVAR et al. 1997; PLOCK u. KLOFT
2005).
Die No-net-flux-Methode wurde von LONNROTH et al. (1987) entwickelt. Bei dieser Me-
thode wird die zu untersuchende Substanz dem Perfusat in verschiedenen bekannten Konzent-
rationen zugegeben und die Konzentration im Dialysat wird bestimmt. Wenn die Konzentration
im Perfusat (CP) kleiner als C
EZF ist, ist der Diffusionsprozess in Richtung Perfusat gerichtet und
CD > C
P. Wenn C
P > C
EZF ist, dann ist C
D < C
P. Wenn C
D und C
P gleich sind, dann ist auch C
EZF
gleich CP, der Nettofluss ist also gleich 0. Der jeweilige Substanzverlust oder –gewinn (C
D - C
P)
wird gegen CP aufgetragen. Der Schnittpunkt mit der Abszisse ergibt C
EZF und die relative Wie-
derfindung wird durch die Steigung der Regressionsgeraden bestimmt. Diese Methode ist sehr
zeitintensiv (KOVAR et al. 1997; PLOCK u. KLOFT 2005).
Die Methode des dynamischen No-net-flux wurde von OLSON und JUSTICE (1993) ein-
geführt und der Unterschied zur No-net-flux-Methode besteht darin, dass mindestens 3 Grup-
pen mit je 3 bis 4 Individuen mit einer Konzentration pro Gruppe perfundiert werden. Die
Daten werden dann zur Auswertung zusammengefasst. Die Methode des dynamischen No-net-
flux ist weniger zeitintensiv als die No-net-flux-Methode, jedoch entsteht durch das Zusammen-
fassen von Daten verschiedener Katheter eine zusätzliche Variabilität (PLOCK u. KLOFT 2005;
CHAURASIA et al. 2007).
Die Retrodialysemethode wird auch als Delivery-Methode bezeichnet (STAHLE et al. 1991).
Sie basiert auf der Annahme, dass der Diffusionsprozess über die Membran in beide Richtungen
gleich ist. Bei dieser Methode wird das Verfahren der Mikrodialyse umgekehrt, das heißt die zu
untersuchende Substanz wird dem Perfusat in bekannter Konzentration zugegeben. Die relative
rW = = 1- e .-K
O×
AFC
D
CEZF
CD = C
EZF - C
EZF × e ,
-KO×
AF
27
Literaturübersicht
Wiederfindung wird über die Menge an Substanz, welche aus dem Perfusat in die EZF diffun-
diert, mit Hilfe der folgenden Gleichung bestimmt:
Korrekte Ergebnisse können jedoch nur erzielt werden, wenn keine Konzentrationen der Sub-
stanz in der EZF vorliegen; die Retrodialyse muss also vor Beginn des eigentlichen Mikrodialy-
seversuchs durchgeführt werden. Eine Variation dieser Methode, die Retrodialyse unter Verwen-
dung einer Eichsubstanz, wurde von LARSSON (1991) entwickelt. Hierbei wird dem Perfusat
statt der zu untersuchenden Substanz eine Eichsubstanz in bekannter Konzentration zugegeben.
Im Dialysat wird dann sowohl die Konzentration der zu untersuchenden Substanz als auch die
der Eichsubstanz bestimmt. Die relative Wiederfindung errechnet sich aus der Menge an Eichsub-
stanz, welche aus dem Perfusat in die EZF diffundiert. Dabei ist wichtig, dass die Eichsubstanz der
zu untersuchenden Substanz in Diffusions-, Transport-, und Metabolismuseigenschaften möglichst
ähnlich ist (KOVAR et al. 1997; PLOCK u. KLOFT 2005; CHAURASIA et al. 2007).
Da gezeigt wurde, dass Schwankungen der relativen Wiederfindung zwischen einzelnen Kathetern
zwischen 10 und 20 Prozent liegen können, empfiehlt es sich die relative Wiederfindung jedes im
lebenden Individuum verwendeten Katheters zu bestimmen (BRUNNER u. LANGER 2006).
Analytik
Da die relative Wiederfindung umgekehrt proportional zur Flussrate ist, ist es vorteilhaft niedrige
Flussraten zu verwenden, um eine möglichst hohe relative Wiederfindung zu erzielen (DAVIES
1999). Niedrige Flussraten resultieren jedoch in niedrigen Probenvolumina (PLOCK u. KLOFT
2005). Zur Analyse der in einem Mikrodialyseversuch gewonnenen Proben, werden sehr sensi-
tive analytische Methoden benötigt, da die Probenvolumina meist im Mikroliterbereich und die
Konzentrationen der zu untersuchenden Substanzen meist im nanomolaren Bereich liegen (DE
LANGE et al. 2000; BRUNNER u. LANGER 2006; CHAURASIA 2007). Die am häufigsten
verwendete analytische Trennungsmethode ist die Hochdruckflüssigkeitschromatographie (High
Performance Liquid Chromatographie [HPLC]) (CHAURASIA 2007). Als Detektionsmethode
zur Analyse von niedrigen Konzentrationen und Probenvolumina eignet sich die Tandem-Mas-
senspektrometrie (MS/MS) (DAVIES et al. 2000). Da durch den Cut-off der Mikrodialysemem-
bran große Moleküle wie Proteine vom Dialysat ausgeschlossen werden, ist zum einen keine
aufwendige Aufarbeitung der Proben vor der Analyse notwendig und zum anderen besteht bei
der Probenaufbewahrung nicht die Gefahr des Abbaus der zu untersuchenden Substanz durch
Enzyme (BRUNNER u. LANGER 2006).
rW = 100 - × 100 C
D
CP
( ).
28
Literaturübersicht
Gewebetrauma
Die Mikrodialyse gilt als semiinvasive Technik (BRUNNER u. LANGER 2006). Bedingt durch
den geringen Durchmesser der Membran werden nur geringgradige Reaktionen im Zielgewebe
hervorgerufen. Jedoch kann, je nach anatomischer Lokalisation des Zielgewebes, der chirurgi-
sche Eingriff, der notwendig ist, um den Katheter einzusetzen, mehr oder weniger invasiv sein.
Beispielsweise sind Haut oder Skelettmuskel sehr viel einfacher zugänglich als innere Organe
(DAVIES 1999; HANSEN et al. 1999; DE LANGE et al. 2000). Die Implantation des Mikrodi-
alysekatheters im Zielgewebe löst meist lediglich eine gringgradige inflammatorische Reaktion
aus (PLOCK u. KLOFT 2005; CHAURASIA et al. 2007). In Untersuchungen bezüglich der
Reaktion von Geweben auf den Einsatz von Mikrodialysekathetern wurde in Haut-, Muskel-
und Lebergewebe eine akute inflammatorische Reaktion mit initialer Infiltration von Neutro-
philen gefolgt von Makrophagen beobachtet (DAVIES 1999). AULT et al. (1994) beschreiben die
Infiltration von Lymphozyten 6 Stunden nach Implantation von Kathetern in die Haut. Diese
haben jedoch keinen Einfluss auf die Funktion des Katheters (PLOCK u. KLOFT 2005). In
histologischen Untersuchungen der Haut wurden weder Ödeme noch Zusammenhangstren-
nungen beobachtet (AULT et al. 1994). MATHY et al. (2003) fanden 8 Tage nach Einsatz eines
Katheters in die Haut von Ratten fibrotische Veränderungen des Gewebes in direkter Umgebung
der Membran. In anderen histologischen Untersuchungen wurde gezeigt, dass der Katheter bei
einer Implantationszeit von bis zu 24 Stunden keine Fremdkörperreaktion hervorruft (CHAU-
RASIA et al. 2007). Da das durch Einsatz des Katheters verursachte initiale Gewebetrauma, auch
wenn es gering ist, die Ergebnisse des Mikrodialyseversuchs theoretisch beeinflussen könnte, wird
empfohlen, den Katheter direkt nach der Implantation für eine gewisse Zeitspanne vor der Be-
handlung zu perfundieren. Die Länge dieser Zeitspanne ist abhängig von dem zu untersuchenden
Gewebe sowie der verwendeten Substanz. Allgemein wird eine halbe Stunde zur Beseitigung des
initialen Traumas im Gewebe als ausreichend angesehen. Dieser Wert basiert auf der Bestimmung
von Gewebetrauma-Markern wie Thromboxan B2, Adenosintriphosphat, Adenosin, K+, Glukose,
Laktat und Laktat-Pyruvat-Verhältnis. Hierbei wurde gezeigt, dass diese Parameter nach Imp-
lantation des Katheters ansteigen und nach einer halben Stunde wieder Normalwerte erreichen
beziehungsweise nicht mehr nachweisbar sind (JOUKHADAR u. MÜLLER 2005; CHAURA-
SIA et al. 2007). Generell kann die Mikrodialyse in wachen, sich frei bewegenden Individuen
durchgeführt werden, da die Integrität von Geweben erhalten wird (HANSEN et al. 1999).
Einsatz in der Antiinfektiva-Forschung
Die Mikrodialyse wurde bereits zu pharmakokinetischen Untersuchungen einer Vielzahl von
verschiedenen Substanzklassen wie z. B. Aminoglykosiden, Beta-Laktam-Antibiotika, Chinolo-
nen, oder Makroliden in einer Reihe von Geweben wie z. B. Hirn-, Lungen- oder Muskelge-
webe eingesetzt. Mikrodialyseversuche werden heute sowohl im Menschen als auch in Versuchs-
tieren durchgeführt, sind jedoch bisher meist auf die humanmedizinische Forschung beschränkt
(BRUNNER et al. 2005). Die Mikrodialysetechnik stellt eine geeignete Methode zur Erstel-
29
Literaturübersicht
Tab. 1: Mikrodialyseversuche in verschiedenen Geweben und Spezies
Gewebe Spezies antibakterielle Substanz
Subkutanes Fett
Mensch Gentamicin;Cefodizim, Cefpirom, Phenoxymethylpenicillin, Piperacillin;Ciprofloxacin, Fleroxacin, Gemifloxacin, Moxifloxacin; Dirithromycin; Telithromycin
Muskel Ratte Cefaclor, Cefixim, Cefminox, Cefpodoxim, Cestriaxon, Imipenem, Piperacillin, Tazobactam;Gatifloxacin, Ofloxacin, Pazufloxacin
Mensch Gentamicin;Cefixim, Cefodizim, Cefpirom, Cefpodoxim, Imipenem, Phenoxymethylpenicillin;Ciprofloxacin, Fleroxacin, Gemifloxacin, Levofloxacin, Moxifloxacin;Dirithromycin; Telithromycin; Metronidazol; Fosfomycin
Knochen Schwein Gentamicin
Lunge Ratte Gentamicin, Tobramycin;Cefaclor, Cefminox, Cefpodoxim, Imipenem; Gatifloxacin, Levofloxacin
Mensch Cefpirom, Meropenem, Piperacillin, Tazobactam; Levofloxacin
Leber Ratte Cefminox
Galle Ratte Meropenem; Levofloxacin; Metronidazol
Gehirn Ratte Cefazolin, Cestazidim, Cestriaxon;Norfloxacin; Rifampicin
Maus Sparfloxacin
Mensch Fosfomycin; Rifampicin
Auge Kaninchen Cefazolin, Cefalexin, Cefalothin
Katze Gentamicin
Mittelohr Chinchilla Cefdinir; Clarithromycin; Cethromycin
(ELMQUIST u. SAWCHUK 1997; DAVIES 1999; DE LA PENA et al. 2000; JOUKHADAR u. MÜLLER 2005; PLOCK u. KLOFT 2005; CHEUNG et al. 2006; DAYHOT et al. 2006; HOCHT et al. 2006; MARCHAND et al. 2008; TASSO et al. 2008)
lung von Konzentrations-Zeitprofilen antibakterieller Substanzen in Zielgeweben dar, da sie die
Bestimmung der nicht-proteingebundenen Fraktion einer Substanz direkt am Wirkort erlaubt
(THALLINGER u. JOUKHADAR 2005).
Tabelle 1 bietet einen Überblick über den Einsatz der Mikrodialyse in pharmakokinetischen
Untersuchungen von verschiedenen antibakteriellen Substanzen in verschiedenen Geweben und
Spezies.
30
Literaturübersicht
Vorteile
Die Mikrodialyse kann zu pharmakokinetischen Untersuchungen einer Vielzahl von verschie-
denen Substanzen in fast jedem Gewebe beziehungsweise jeder biologischen Flüssigkeit sowohl
bei Tieren als auch bei Menschen eingesetzt werden (DAVIES 1999; DE LA PENA et al. 2000;
MÜLLER 2000). Die Implantation eines Mikrodialysekatheters in ein Gewebe ist ein minimal-
invasiver Prozess, der bedingt durch den kleinen Durchmesser der Membran nur geringgradige
Reaktionen im Gewebe hervorruft (DAVIES 1999; CHAURASIA et al. 2007). Im Gegensatz zur
Konzentrationsbestimmung von Substanzen im Blut wird bei der Mikrodialysetechnik keine bi-
ologische Flüssigkeit entnommen und die Anzahl der Probenentnahmen pro Tier ist somit nicht
beschränkt. Daher sind Probenentnahmen in kurzen Zeitintervallen über mehrere Stunden oder
Tage von einem Individuum möglich. Die Erstellung vollständiger Konzentrations-Zeitprofile
mit Daten von einem Individuum bedingt zum einen eine erhebliche Reduktion der Tierzah-
len und zum anderen eine hohe Reproduzierbarkeit beziehungsweise eine geringe Variabilität.
Bei Einsatz mehrerer Mikrodialysekatheter in unterschiedlichen Geweben eines Individuums
können sogar simultane Konzentrationsbestimmungen in verschiedenen Geweben durchgeführt
werden (SARRE et al. 1993; DAVIES et al. 1999; CHAURASIA et al. 2007). Ein erheblicher
Vorteil der Mikrodialyse ist, dass mit dieser Methode die Bestimmung der nicht-proteingebun-
denen, das heißt der pharmakologisch aktiven Fraktion einer Substanz in der EZF von Gewe-
ben möglich ist. Konzentrationsbestimmungen von Antiinfektiva können also direkt am Ort des
infektiösen Geschehens durchgeführt werden, denn die meisten Bakterien befinden sich in der
EZF (DAVIES 1999; PLOCK u. KLOFT 2005; CHAURASIA et al. 2007). Der Ausschluss von
Proteinen aus dem Dialysat hat weitere Vorteile. Einerseits können die Proben ohne zeit- und
arbeitsintensive Aufarbeitung direkt analysiert werden und andererseits besteht bei der Proben-
aufbewahrung nicht die Gefahr des Abbaus der zu untersuchenden Substanz durch Enzyme
(DAVIES et al. 1999; CHAURASIA et al. 2007). Weiterhin vorteilhaft sind die vergleichsweise
geringen Kosten und die einfache technische Durchführbarkeit der Mikrodialyse (BRUNNER
u. LANGER 2006). Im Rahmen von Zulassungsverfahren humanmedizinischer Arzneimittel
gewinnt die Mikrodialyse bereits zunehmend an Bedeutung. Zwar werden bis jetzt noch keine
pharmakokinetischen Studien unter Einsatz der Mikrodialysetechnik explizit von den Behörden
gefordert, jedoch empfiehlt beispielsweise die FDA die Messung von Zielgewebskonzentrationen
mittels Mikrodialyse (BRUNNER et al. 2005; CHAURASIA et al. 2007).
Nachteile
Die Implantation des Mikrodialysekatheters an sich ruft nur geringgradige Reaktionen in den
zu untersuchenden Geweben hervor. Je nach Gewebe kann jedoch der chirurgische Eingriff,
welcher nötig ist, um zum Zielgewebe zu gelangen, mehr oder weniger invasiv sein. Beispiels-
weise sind zur Durchführung von Mikrodialyseversuchen in Geweben innerer Organe fortge-
schrittene chirurgische Kenntnisse notwendig und die Auswirkungen auf das Individuum nicht
unerheblich (DAVIES 1999; CHAURASIA et al. 2007). Weiterhin kann die Mikrodialyse nicht
31
Literaturübersicht
Tab. 2: Charakteristika der genannten Methoden zur Konzentrationsbestimmung in Zielgeweben
Gewebe-homogenat
Hautblasen-versuch
Gewebe-käfig BAL Blättchen-
methodeBildgebende
Verfahren MD
Matrix Gesamt-gewebe
Hautblasen-flüssigkeit
Gewebe-flüssigkeit ELF ELF Gesamt-
gewebe EZF
Beschränkungauf bestimmte
Gewebenein ja ja ja ja nein nein
direkte Messungnicht-protein-
gebundene Fraktionnein nein ja nein nein
nein (PGS,SPECT, PET)
ja (MRS)ja
Invasivität invasiv semi-invasiv
semi-invasiv
semi-invasiv
semi-invasiv
nicht-invasiv
semi-invasiv
häufige Probenent-nahmen bei einem
Individuum möglichnein nein ja nein nein ja ja
Variabilität hoch hoch hoch hoch hoch gering gering
Kosten gering gering gering gering gering hoch gering
BAL = Bronchoalveoläre LavageELF = Sekret des BronchialepithelsEZF = Extrazelluläre FlüssigkeitMD = Mikrodialyse
MRS = MagnetresonanzspektroskopiePET = Postitronen-Emissions-TomographiePGS = Planare Gamma-SzintigraphieSPECT = Single-Photon-Emissions-Computertomographie
zu Konzentrationsbestimmung jeder Art von Substanz angewendet werden. Hydrophile Substan-
zen mit niedrigem Molekulargewicht sind besonders gut geeignet. Weniger eignen sich lipophile,
hochgradig proteingebundene Substanzen mit hohem Molekulargewicht (PLOCK u. KLOFT
2005). Auch die Kalibrierung des Katheters zur Bestimmung der relativen Wiederfindung ist
recht zeitintensiv. Des Weiteren besteht ein hoher Anspruch an die analytische Methode, da die
Volumina der in einem Mikrodialyseversuch gewonnenen Proben gering und die zu bestimmen-
den Konzentrationen relativ niedrig sind (BRUNNER u. LANGER 2006).
In Tabelle 2 sind verschiedene Eigenschaften der genannten Methoden zur Konzentrationsbe-
stimmung in Zielgeweben zusammenfassend aufgeführt.
32
Literaturübersicht
2.2 Das Schwein als Modelltier
2.2.1 Auswahl des Modelltiers
Sowohl in der veterinär- als auch humanmedizinischen Forschung werden Schweine häufig zur
Untersuchung vielfältiger Fragestellungen als Modelltiere eingesetzt. Bei Schweinen zählen bak-
terielle Infektionen des Respirationstraktes zu den am häufigsten diagnostizierten Erkrankungen,
wobei die Behandlung durch die Verabreichung von Antiinfektiva erfolgt (WALLMANN et al.
2004). Deshalb wurde in der vorliegenden Arbeit das Schwein als Modelltier zur Etablierung
der Mikrodialyse zwecks direkter Konzentrationsbestimmung von Antiinfektiva in der Lunge
gewählt.
2.2.2 Anatomische Grundlagen
Brustkorb und Atemmuskulatur
Der Brustkorb wird von den Brustwirbeln, den Rippen und dem Brustbein gebildet, wobei bei
Schweinen 7 sternale und 7 bis 8 asternale Rippen vorhanden sind. Muskeln, Faszien und die
Haut vervollständigen die thorakale Körperwand. Innerhalb des Thorax trennt das Zwerchfell
die Brusthöhle vom intrathorakalen Teil der Bauchhöhle ab. Durch Bewegung der Rippen, des
Zwerchfells und der Atemmuskulatur ändert sich die Größe des Brustkorbs ständig (NICKEL
et al. 1992). In den Abbildungen 5 und 6 sind die den Brustkorb seitlich begrenzenden Muskeln
aufgeführt.
Zur Atemmuskulatur zählen die Mm. serrati dorsales, der M. rectus thoracis, die Mm. intercostales, die
Mm. levatores costarum, der M. transversus thoracis, sowie das Zwerchfell. Als Atemmuskeln werden
alle Muskeln bezeichnet, die an einer aktiven Erweiterung oder Verengung des Brustraumes be-
teiligt sind. Die Lunge folgt diesen Bewegungen völlig passiv. Bei einer Erweiterung des Brust-
raumes wird die Lunge durch den äußeren Luftdruck gedehnt (Inspiration) und bei einer Veren-
gung wird die Atemluft durch Retraktion der elastischen Fasern der Lunge aus den Luftwegen
gepresst (Expiration) (SEIFERLE u. FREWEIN 1992).
33
Literaturübersicht
1 M. trapezius (Pars thoracica)2 M. latissimus dorsi3 M. serratus dorsalis caudalis4 M. obliquus externus abdominis5 M. pectoralis profundus
1 M. serratus dorsalis cranialis2 M. serratus dorsalis caudalis3 M. longissimus thoracis4 M. iliocostalis thosacis5 M. serratus ventralis thoracis6 M. scalenus dorsalis7 M. obliquus externus abdominis8 Mm. intercostales externi 9 M. rectus thoracis10 M. rectus abdominis
Abb. 6: Tiefe Muskelschichten des seitlichen Thorax des Schweins (mod. nach PROPESKO 1989)
Abb. 5: Oberflächliche und mittlere Muskelschichten des seitlichen Thorax des Schweins (mod. nach PROPESKO 1989)
34
Literaturübersicht
Makroskopischer Aufbau der Schweinelunge
Die gesamte Lunge setzt sich aus der rechten und linken Lunge zusammen, welche in der Brust-
höhle in den beiden durch das Mediastinum getrennten Brustfellsäcken liegen. Die Brustfellsäcke
heften sich als Rippenfell (Pleura costalis) der Innenseite der Rippen an. Die Lunge wird vom
Lungenfell (Pleura pulmonalis) bekleidet. Die Farbe der Lunge ist von ihrem Blutgehalt abhängig.
Intra vitam ist sie bei Schweinen rosa bis rotbläulich gefärbt, bei toten ausgebluteten Tieren er-
scheint sie blassrosa. Das relative Gewicht der Lunge beträgt im Durchschnitt 1 bis 1,5 Prozent
des Körpergewichts. Ihre Größe ist vom Luftgehalt abhängig. Bei der Inspiration ist die Lunge
wesentlich größer als bei der Expiration, wobei sie in beiden Funktionsstadien die Pleurahöhle
bis auf kapilläre Restspalten vollständig ausfüllt. Sowohl die rechte als auch die linke Lunge wer-
den durch Fissurae interlobares in verschiedene Lappen unterteilt. Die linke Lunge des Schweins
besteht aus einem Lobus cranialis mit den Partes cranialis und caudalis und einem Lobus caudalis. Die
rechte Lunge setzt sich aus einem Lobus cranialis, Lobus medius, Lobus caudalis und Lobus accessorius
zusammen (siehe Abbildung 7). Die Aufzweigung des Bronchialbaums entspricht der Gliederung
der Lungenlappen. Aus der Bifurkation der Trachea gehen die beiden Hauptbronchien hervor.
Diese teilen sich nach ihrem Eintritt in die beiden Lungen in die Lappenbronchien auf. Aus den
Lappenbronchien zweigen sich die Segmentbronchien ab; diese teilen sich zunächst subsegmental
und dann weiter in Bronchuli (diese besitzen im Gegensatz zu den Bronchien keine knorpeligen
Anteile) auf. Aus mehreren Teilungen der Bronchuli gehen die Bronchuli respriratorii hervor, diese
führen schließlich in die mit Alveolen besetzten Alveolengänge und deren endständige Teilungs-
gebilde, die Alveolensäckchen (WAIBL 1999).
Abb. 7: Rechte Lunge des Schweins (mod. nach PROPESKO 1989)
1 Lobus cranialis2 Lobus medius3 Lobus caudalis
35
Literaturübersicht
Mikroskopischer Aufbau der Schweinelunge
Die oberste Schicht des Lungeninterstitiums ist die Lamina propria serosae. Die Fasern dieser elasti-
schen Eigenschicht der Lungenkapsel dringen in das Organ ein und bilden als inter- und intralo-
buläres sowie als peribronchiales und perivaskuläres Bindegewebe das Interstitium der Lunge, wel-
ches dem Lungengewebe eine große Dehnungs- und Retraktionsfähigkeit beim Atmemvorgang
verleiht. Beim Schwein bedingt das interlobuläre Bindegewebe makroskopisch eine deutliche
Läppchenzeichnung. Die Innenseite der Bronchien wird von einem mehrreihigem hochprisma-
tischen Epithel ausgekleidet, welches von Becherzellen durchsetzt ist und Zilien trägt. Die Lamina
propria mucosae enthält gemischte Drüsen und Lymphozytenansammlungen. Das Epithel verliert
peripher seine Mehrreihigkeit, so dass die Bronchuli respiratorii nur noch von einem einschichtigen
Epithel ohne Becherzellen und Zilien ausgekleidet werden. Auch verschwinden in der Lamina
propria mucosae allmählich die Drüsen, die ab den Bronchuli vollständig fehlen. Die Alveolen werden
von einem lückenlos geschlossenen Alveolarepithel ausgekleidet, welches auf einer Basalmembran
aufliegt. Ihr folgt die Basalmembran der Kapillaren. In lumenwärts gerichteten Nischen der Alve-
olen befinden sich sogenannte Nischenzellen, die einen Phospholipidfilm (Surfactant) abgeben.
Auf dem Alveolarepithel befinden sich häufig Alveolarmakrophagen, die nach Aufnahme von
Fremdstoffen und Verlagerung in die großen Bronchien ausgehustet werden (WAIBL 1999).
2.2.3 Gewebepenetration von Antiinfektiva – Anreicherung in der LungeJe nach Applikationsroute gelangen Antiinfektiva zunächst entweder direkt (intravenöse Injek-
tion) oder durch Resorption (andere Applikationsarten) ins Blutplasma. Die Substanz zirkuliert
dann mit dem Blutstrom im Organismus. Vom vaskulären Kompartiment ausgehend gelangt sie
in verschiedene extravaskuläre Kompartimente, wobei sich die meisten Substanzen nicht gleich-
mäßig im Organismus verteilen, sondern unterschiedliche Konzentrationen in verschiedenen
Geweben erreichen und sich innerhalb der Gewebe auch unterschiedlich in den einzelnen Kom-
partimenten anreichern. In welchem Gewebe beziehungsweise in welchen Kompartimenten sich
eine Substanz in welcher Konzentration anreichert, ist von den folgenden Faktoren abhängig:
• Physikalisch-chemische Eigenschaften der Substanz
(z. B. Molekülgröße und Lipophilie)
• Eigenschaften der begrenzenden biologischen Membranen
• Proteinbindung der Substanz
• Volumen, Oberfläche und Vaskularisation des Organs
• Gewebespezifische Barrieren
• Entzündliche Veränderungen des Gewebes
36
Literaturübersicht
Der Austritt aus dem vaskulären Kompartiment und Eintritt in extravaskuläre Kompartimente
ist zunächst von den physikalisch-chemischen Eigenschaften der Substanz und von den
Eigenschaften der begrenzenden biologischen Membranen abhängig. Die Fähigkeit
von Substanzen biologische Membranen zu überwinden ist daher von großer Bedeutung.
Membranen bestehen aus einer Lipiddoppelschicht mit eingelagerten Proteinen und werden
meist durch Poren unterbrochen. Prinzipiell gibt es 3 verschiedene Mechanismen der Mem-
branpermeation:
1. Diffusion durch die Lipiddoppelschicht der Membran (nur für lipophile Sub-
stanzen möglich) oder durch Poren, angetrieben durch einen Konzentrations-
gradienten. Die Diffusion ist der Haupttransportmechanismus für die meisten
Arzneimittel.
2. Filtration durch Poren, angetrieben durch hydrostatischen Druck oder un-
terschiedlich hohe Osmolarität auf beiden Seiten der Membran, wobei im
Gegensatz zur Diffusion (nur Bewegung von Teilchen) Teilchen und Lösungs-
mittel die Membran passieren
3. Carrier-vermittelter Transport, ein sättigbarer Prozess, welcher eine hohe
strukturelle Spezifität aufweist. Dieser Transportweg kann nur genutzt wer-
den, wenn ein Arzneimittel große strukturelle Ähnlichkeit mit einer körper-
eigenen Substanz aufweist. Da dies selten vorkommt, spielt der aktive Trans-
port für Arzneimittel eine untergeordnete Rolle.
Um aus dem vaskulären Kompartiment auszutreten, müssen die Substanzen zunächst das Kapil-
larendothel passieren und dann je nach Gewebe weitere Barrieren überwinden (FICHTL 2001).
Bei den Kapillaren der meisten Gewebe ist das Endothel durch Poren unterbrochen, welche
für Substanzen mit einem Molekulargewicht bis 1000 Dalton durchlässig sind. Das Molekular-
gewicht von Antiinfektiva liegt häufig unter 1000 Dalton (BARZA u. CHUCHURAL 1985;
BERGOGNE-BEREZIN 1995).
Eine weitere Determinante für den Eintritt einer Substanz in extravaskuläre Kompartimente
ist der Grad der Proteinbindung. Im Blutplasma ist eine für die jeweilige Substanz spezifische
Fraktion an Plasmaproteine gebunden. Zwischen der nicht-proteingebundenen und der pro-
teingebundenen Fraktion besteht ein Gleichgewicht. Der an Plasmaproteine gebundene Anteil
stellt ein Depot dar, da die Protein-Arzneimittelkomplexe auf Grund ihrer Größe die Kapillaren
nicht verlassen können. Nur die nicht-proteingebundene Fraktion der Substanz kann in das ex-
travaskuläre Kompartiment gelangen. Auch im Gewebe ist ein gewisser Anteil der Substanzen an
Gewebeproteine oder Membranphospholipide gebunden (BARZA u. CHUCHURAL 1985;
FICHTEL 2001).
37
Literaturübersicht
Die Verteilung von Arzneimitteln aus dem Blut in Gewebe ist weiterhin abhängig von Volumen,
Oberfläche und Vaskularisation des jeweiligen Organs. Die Lunge ist ein sehr gut durchblute-
tes Organ (spezifischen Durchblutung von 14 Milligramm je Gramm Gewebe und Minute). Die al-
veoläre Oberfläche ist zwischen 30 und 100 Quadratmeter groß (BERGOGNE-BEREZIN 1995).
Des Weiteren gibt es innerhalb einiger Gewebe zusätzlich gewebespezifische Barrieren. Ge-
webespezifische Barrieren innerhalb der Lunge sind die Kapillar-Alveolar-Barriere und die
Blut-Bronchial-Barriere. Die Kapillar-Alveolar-Barriere besteht aus Kapillarendothel und Al-
veolarepithel. Das Endothel der Kapillaren enthält Poren, wogegen die Epithelzellen der Al-
veolarmembran durch Tight-Junctions verbunden sind. Die Blut-Bronchial-Barriere setzt sich
aus Kapillarendothel, Bronchialepithel, intrabronchialem Mucus und zellulären Abbauprodukten
zusammen. Je nach dem welcher Anteil größer ist, kann die Passage von Arzneimitteln behindert
sein (BALDWIN et al. 1992).
Ein weiterer Einflussfaktor bezüglich der Penetration von Arzneimitteln in Gewebe ist die Aus-
wirkung entzündlicher Prozesse. Durch ein entzündliches Geschehen können einerseits anta-
nomische Barrieren beschädigt werden, was eine erhöhte Membranpermeabilität zur Folge hat.
Andererseits kann die Penetration aber auch durch Fibrosen oder Ödeme behindert sein. Phar-
makokinetische Berechnungen basierend auf Konzentrationen eines Antiinfektivums in Zielge-
weben gesunder Individuen werden jedoch dadurch gerechtfertigt, dass bei jeder Infektion ein
entzündetes Gebiet durch gesunde Areale begrenzt wird. Zur Bekämpfung der Infektion sind
deshalb nicht nur die Konzentrationen eines Antiinfektivums im entzündeten Gebiet entschei-
dend, sondern auch die Konzentrationen im umgebenden gesunden Gewebe, denn nur diese
können eine Ausbreitung der Bakterien verhindern (BALDWIN et al. 1992; BERGOGNE-BE-
REZIN 1995).
Innerhalb der Lunge reichern sich Substanzen auf Grund ihrer Eigenschaften unterschiedlich in
verschiedenen Kompartimenten an. Lipophile Substanzen befinden sich sowohl in der EZF als
auch intrazellulär, wogegen hydrophile Substanzen fast ausschließlich auf die EZF beschränkt
sind (BARZA u. CHUCHURAL 1985; NIX 1998). Im Folgenden werden die wichtigsten
Charakteristika einiger antibakterieller Substanzklassen bezüglich der Penetration in die Lunge
kurz zusammengefasst. Zu den Beta-Laktam-Antibiotika zählen fast ausschließlich hydrophile
Substanzen. Die relativ gute Permeabilität des Kapillarendothels erlaubt die Diffusion in die EZF,
wo sie sich überwiegend anreichern. Auf Grund ihrer geringen Lipidlöslichkeit können Beta-
Laktam-Antibiotika durch Tight-Junctions verbundene Membranen, wie Zellmembranen oder
das Alveolarepithel schlecht passieren. Aminoglykoside weisen bezüglich der Penetration in den
Respirationstrakt ähnliche Eigenschaften wie Beta-Laktam-Antibiotika auf. Wegen ihrer niedri-
gen Proteinbindung erreichen Chinolone in der Regel hohe Gewebekonzentrationen. Innerhalb
der Substanzklasse gibt es große Unterschiede bezüglich der Lipidlöslichkeit (während Ciproflo-
xacin beispielsweise hydrophil ist, weist Sparfloxacin eine hohe Lipidlöslichkeit auf). Makrolide
sind hochgradig lipophile Substanzen, die hohe intrazelluläre Konzentrationen erreichen können
(CRUCIANI et al. 1996).
38
Literaturübersicht
2.2.4 Bestimmung von Antiinfektiva-Konzentrationen im Respirationstrakt
Folgende, der in Kapitel 2.1 aufgeführten, Untersuchungsmodelle können prinzipiell zur Kon-
zentrationsbestimmung von Antiinfektiva im Respirationstrakt eingesetzt werden: „Konzentra-
tionsbestimmung in Gewebeproben“, „BAL“, „Entnahme von ELF mittels Blättchenmethode“,
„Bildgebende Verfahren“ und „Mikrodialyse“. In dieser Arbeit soll neben der Mikrodialyse die
Konzentrationsbestimmung in Gewebeproben und die Entnahme von ELF mittels Blättchenme-
thode näher betrachtet und verglichen werden. Die BAL und die bildgebenden Verfahren werden
nicht weiter untersucht, da die BAL auf Grund des schwierig zu bestimmenden Verdünnungs-
faktors für Messungen von Arzneimittelkonzentrationen nicht besonders geeignet ist und die
bildgebenden Verfahren nur in speziellen Zentren, in denen die entsprechenden Geräte verfügbar
sind, angewendet werden können.
Konzentrationsbestimmung in Gewebeproben der Lunge
Vor- und Nachteile der Konzentrationsbestimmung in Gesamtgewebeproben wurden bereits in
Kapitel 2.1.2 ausführlich dargestellt. Ein gravierender Nachteil ist, dass Konzentrationsbestimmun-
gen im Gewebehomogenat unter der Annahme einer gleichmäßigen Verteilung des Arzneimittels
zwischen den einzelnen Kompartimenten innerhalb eines Gewebes durchgeführt werden. Dies ist
jedoch nicht der Fall. Verschiedene Substanzklassen von Antiinfektiva reichern sich je nach ihren Ei-
genschaften in verschiedenen Kompartimenten unterschiedlich an. Beta-Laktam-Antibiotika und
Aminoglykoside reichern sich überwiegend in der EZF an, wogegen Makrolide und Chinolone
auch intrazellulär akkumulieren und dort sogar höhere Konzentrationen als in der EZF erreichen
können. Da zur Bekämpfung der meisten bakteriellen Erreger die Konzentrationen in der EZF
entscheidend sind, sind im Gewebehomogenat gemessene Konzentrationen von Beta-Laktam-
Antibiotika und Aminoglykosiden auf Grund der Verdünnung mit intrazellulären Komponenten
zu niedrig. Im Gewebehomogenat gemessene Konzentrationen von Makroliden und Chinolonen
dagegen sind zu hoch (NIX 1998). Für viele antibakterielle Substanzen existieren Daten bezüglich
ihrer Konzentrationen im Gesamt-Lungengewebe. In der Regel ist das Gewebe-Plasma-Verhältnis
bei Beta-Laktam-Antibiotika und Aminoglykosiden kleiner als 1 und bei Makroliden und Chino-
lonen größer als 1 (CRUZIANI et al. 1996). Beispielsweise in im Mensch durchgeführten Studien
betrug das Gewebe-Plasma-Verhältnis für Amoxicillin 0,8, für Erythromycin 2,1 und für Ciproflo-
xacin 6 nach intravenöser Applikation (BERGOGNE-BEREZIN 1995).
Entnahme von ELF mittels Blättchenmethode
Die Methodik der Entnahme von ELF mittels Blättchenmethode, sowie Vor- und Nachteile der
Methode wurden in Kapitel 2.1.6 beschrieben. Konzentrationen von Beta-Laktam-Antibiotika
und Aminoglykosiden in der ELF unterschreiten Plasmakonzentrationen in der Regel deutlich,
da Vertreter dieser Substanzklassen das Alveolarepithel und Zellmembranen auf Grund ihrer ge-
ringen Lipidlöslichkeit schlecht passieren können. Entzündungen können eine Steigerung der
Permeabilität des Alveolarepithels zur Folge haben und Konzentrationen von Beta-Laktam-An-
39
Literaturübersicht
tibiotika und Aminoglykosiden können dadurch in der ELF erhöht sein. Makrolide und Chi-
nolone erreichen hohe Konzentrationen in der ELF, wobei ein erheblicher Anteil intrazellulär
lokalisiert sein kann (CRUZIANI et al. 1996).
HALSTEAD et al. (1992) verglichen Konzentrationen des Beta-Laktam-Antibiotikums Ceftiofur
in der ELF und im Blutplasma von 4 Kälbern. Den Tieren wurde Ceftiofur zunächst intramusku-
lär viermal im Abstand von 24 Stunden in einer Dosierung von 2,2 Milligramm pro Kilogramm
Körpergewicht verabreicht (Phase I). Nach einer Wash-out-Periode von 4 Wochen wurden die
Kälber erneut mit Ceftiofur viermal im Abstand von 24 Stunden in einer Dosierung von 4,4
Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht behandelt (Phase II). Blutproben wurden in Phase
I und II der Studie jeweils 0, 30 Minuten, 1, 1,5, 2, 3, 4, 5, 6, 8, 10 und 12 Stunden nach der
ersten und vierten Applikation entnommen. ELF-Proben wurden in Phase I und II der Studie
jeweils stündlich zwischen 0 und 12 Stunden nach der ersten und vierten Applikation entnom-
men. Nach einmaliger Dosierung in Phase I der Studie (Dosis: 2,2 Milligramm pro Kilogramm
Körpergewicht) wurde jeweils eine mittlere Cmax
von 8,78 und 4,02 Mikrogramm pro Milliliter
für Plasma und ELF gemessen mit einer zugehörigen mittleren Tmax
1,82 und 3,25 Stunden nach
Behandlung. Das Verhältnis mittlere AUCELF
zu AUCPlasma
betrug 0,69. Nach viermaliger Dosie-
rung in Phase I wurde jeweils eine mittlere Cmax
von 13,13 und 3,14 Mikrogramm pro Milliliter
für Plasma und ELF gemessen, mit einer zugehörigen mittleren Tmax
1,72 und 3,35 Stunden
nach Behandlung. Das Verhältnis mittlere AUCELF
zu AUCPlasma
betrug 0,42. Nach einmaliger
Dosierung in Phase II der Studie (Dosis: 4,4 Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht) wurde
jeweils eine mittlere Cmax
von 17,25 und 8,59 Mikrogramm pro Milliliter für Plasma und ELF
gemessen mit einer zugehörigen mittleren Tmax
2,48 und 2,46 Stunden nach Behandlung. Das
Verhältnis mittlere AUCELF
zu AUCPlasma
betrug 0,54. Nach viermaliger Dosierung in Phase II
wurde jeweils eine mittlere Cmax
von 24,08 und 5,59 Mikrogramm pro Milliliter für Plasma und
ELF gemessen mit einer zugehörigen mittleren Tmax
2,31 und 2,79 Stunden nach Behandlung.
Das Verhältnis mittlere AUCELF
zu AUCPlasma
betrug 0,31. Konzentrationen von Ceftiofur waren
signifikant niedriger in der ELF im Vergleich zu Plasma.
Mikrodialyse in der Lunge
Die Mikrodialyse wurde ausführlich in Kapitel 2.1.8 besprochen. Die wichtigsten Vorzüge ge-
genüber anderen Methoden sind die Möglichkeit der Erstellung vollständiger Konzentrations-
Zeitprofile mit Daten von einem Individuum und die Messung der nicht-proteingebundenen
Arzneimittelkonzentration direkt am Ort des infektiösen Geschehens (PLOCK u. KLOFT 2005;
ZEITLINGER et al. 2005). Auf Grund der geschützten anatomischen Lage der Lunge innerhalb
des Thorax ist ein invasiver chirurgischer Eingriff notwendig, bevor der Mikrodialysekatheter
im Lungengewebe platziert werden kann. Da, wie in einigen Tierversuchen gezeigt wurde, die
Implantation des Katheters durch die Brustwand mittels Trokar fast immer zur Entstehung eines
Pneumothorax führt, ist eine Thorakotomie Voraussetzung für die Durchführung eines erfolgrei-
chen Mikrodialyseversuchs in der Lunge.
40
Literaturübersicht
Nach korrekter Implantation des Mikrodialysekatheters im Lungengewebe wurden in bisher durch-
geführten Studien keine durch den Katheter verursachten Nebenwirkungen oder Komplikationen
beschrieben (ZEITLINGER et al. 2005). Die Mikrodialyse kann in der Lunge zum einen zur
Messung von Arzneimittel-Konzentrationen in der EZF des Lungeninterstitiums und zum anderen
zur Bestimmung von Konzentrationen in der ELF der Bronchien angewendet werden. Konzent-
rationsmessungen in der ELF sollen in dieser Arbeit nicht weiter verfolgt werden, da zur Konzen-
trationsbestimmung in der ELF bereits mehrere Methoden (z.B. Blättchenmethode, BAL) in der
Veterinärmedizin etabliert sind. Zwecks vollständiger Darstellung werden bisher durchgeführte
Mikrodialyseversuche, mit welchen Konzentrationen in der ELF gemessen wurden, an dieser
Stelle jedoch genannt. EISENBERG et al. (1993) bestimmten Konzentrationen von Aminogly-
kosiden in der ELF von Ratten, TYVOLD et al. (2007) untersuchten in einer Studie in Bronchi-
en von Schweinen ob sich die Mikrodialyse zur kontinuierlichen Untersuchung der ELF eignet
und AOKI et al. (2008) bestimmten Konzentrationen von Ulifloxacin in der ELF von Ratten.
Während bei herkömmlichen Methoden zur Konzentrationsbestimmung von Arzneimitteln in
der Lunge, wie Entnahme von Gewebeproben, BAL oder Blättchenmethode, die gemessenen
Konzentrationen einzelnen Kompartimenten wie dem intravaskulären, dem extrazellulären und
dem intrazellulären Raum nicht zugeordnet werden können, ermöglicht die Mikrodialyse im
Lungeninterstitium die ausschließliche Messung der nicht-proteingebundenen Arzneimittelfrak-
tion in der EZF (ZEITLINGER et al. 2005). Folgende Studien, in denen Konzentration von
Antiinfektiva im Lungeninterstitium von Ratten und Menschen mittels Mikrodialyse bestimmt
wurden, sind bisher veröffentlicht:
Studien in der Ratte:
• Anwendung der Mikrodialyse in Studien zur Gewebeverteilung von Arznei-
mitteln: Untersuchungen zur Freien-Liganden-Hypothese und Gewebebin-
dung von Beta-Laktam-Antibiotika (DEGUCHI et al. 1992).
• Penetration von Cefaclor in die extrazelluläre Flüssigkeit der Lunge von Rat-
ten (DE LA PENA et al. 2001).
• Messungen der interstitiellen Gewebekonzentration von Cefpodoxim (LIU et
al. 2002).
• Mikrodialysestudie zur Verteilung von Imipenem in der extrazellulären Flüs-
sigkeit der Lunge von nicht-infizierten Ratten (MARCHAND et al. 2005).
• Mikrodialysestudie zur Verteilung von Imipenem in der extrazellulären Flüs-
sigkeit der Lunge von Acinetobacter baumannii infizierten Ratten (DAHYOT et
al. 2006).
• Eine Mikrodialysestudie in der Lunge von Ratten nach intravenöser Infusion
von Levofloxacin (MARCHAND et al. 2008).
• Untersuchungen zur Penetration von Gatifloxacin in die Lunge von Ratten
mittels Mikro dialyse (TASSO et al. 2008).
41
Literaturübersicht
Studien im Mensch:
• Anwendung der Mikrodialyse zur Messung der Penetration von Antibiotika
in die menschliche Lunge (HERKNER et al. 2002).
• Messung der Penetration von Piperazillin und Tazobactam in menschliches
pneumonisches Lungengewebe mittels Mikrodialyse (TOMASELLI et al. 2003).
• Messung der Penetration von Meropenem in menschliches pneumonisches
Lungengewebe mittels Mikrodialyse (TOMASELLI et al. 2004).
• Messungen der Penetration von Levofloxacin in das Lungengewebe nach
einer Operation am Herz (HUTSCHALA et al. 2005).
• Untersuchungen zu Konzentrationen von Levofloxacin in Interstitialraum-
flüssigkeit von Weichteilgeweben als Vorhersage der Pharmakokinetik von
Levofloxacin in der Lunge (ZEITLINGER et al. 2007).
• Untersuchungen zur Auswirkung perioperativer Atelektase auf die Penetration
von Antibiotika in das Lungengewebe (HUTSCHALA et al. 2008).
Im Hinblick auf die in dieser Arbeit verwendete Modellsubstanz (siehe Kapitel 2.3) wird die von
HERKNER et al. (2002) durchgeführte Studie zur Konzentrationsbestimmung von Cefpirom in
der menschlichen Lunge mittels Mikrodialyse näher beschrieben. Je ein flexibler Mikrodialyseka-
theter (Membranmaterial Polyethersulfon, Membrangröße 0,6 mal 50 Millimeter) wurde in das
Lungengewebe von 5 männlichen Patienten während einer Thoraxoperation zur Entfernung von
Lungentumoren implantiert. Als Perfusat wurde entgaste Ringerlösung verwendet. Die Flussrate
wurde auf 1,5 (3 Patienten) und 4,0 Mikroliter pro Minute (2 Patienten) eingestellt. Nach Verschluss
des Thorax und Baseline-Probenentnahmen über einen Zeitraum von 30 Minuten wurde den wa-
chen, spontan atmenden Patienten je 2 Gramm Cefpirom über eine Zeitspanne von 5 Minuten in-
travenös verabreicht. Lungen-Mikrodialysat wurde in 20-minütigen Intervallen bis 4 Stunden nach
der Behandlung entnommen. Zu denselben Zeitpunkten wurden zusätzlich Blutproben gezogen.
Die Proben wurden mittels mizellarer elektrokinetischer Chromatographie analysiert. Die in vitro
bestimmte relative Wiederfindung betrug 78 Prozent bei einer Flussrate von 1,5 Mikroliter pro
Minute und 43 Prozent bei einer Flussrate von 4,0 Mikroliter pro Minute. Nicht-proteingebunde-
ne Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Lunge stiegen bis 40 Minuten nach der Behandlung
rapide an und nahmen dann etwas langsamer ab als totale Cefpirom-Konzentrationen im Blutplas-
ma, so dass 200 Minuten nach Behandlung die nicht-proteingebundene Konzentration in der EZF
der Lunge etwa der proteingebundenen und nicht-proteingebundenen Konzentration im Plasma
entsprach. Die mittlere Cmax
betrug für Plasma 175 Mikrogramm pro Milliliter und für die EZF
der Lunge 74 Mikrogramm pro Milliliter mit einer zugehörigen mittleren Tmax
von 5 Minuten für
Plasma und 49 Minuten für die EZF. Für Plasma wurde eine mittlere AUC von 261 Stunden mal
Mikrogramm pro Milliliter errechnet, für die EZF der Lunge 174 Stunden mal Mikrogramm pro
Milliliter. Das Verhältnis AUCEZF
(nicht-proteingebundene Fraktion von Cefpirom) zu AUCPlasma
(proteingebundene und nicht-proteingebundene Fraktion von Cefpirom) betrug 0,67.
42
Literaturübersicht
2.2.5 Bakterielle Erkrankungen des Respirationstraktes
Bei lebensmittelliefernden Tieren zählen, neben gastrointestinalen Erkrankungen und Mastiti-
den, Respirationserkrankungen zu den am häufigsten diagnostizierten bakteriellen Infektionen
(WALLMANN et al. 2004). Bei Schweinen hat die Häufigkeit von Respirationserkrankungen
durch die Intensivierung der Fleischproduktion stark zugenommen. Respirationserkrankungen
wirken sich sowohl auf den allgemeinen Gesundheitszustand als auch auf die Entwicklung der
Tiere negativ aus. Meist handelt es sich um ein multifaktorielles Geschehen mit ursprünglich in-
fektiöser Ätiologie, welches sich durch Haltungsfaktoren klinisch manifestiert. Häufig entstehen
Sekundärinfektionen, wenn auf einen Erreger (z. B. Viren) weitere Erreger (z. B. Bordetellen) fol-
gen. Die Auswirkungen der Sekundärinfektion sind meist schwerwiegender als die der Primär-
infektion. Die Übertragung von Atemwegserkrankungen kann direkt durch orale Aufnahme von
Nasensekret oder aerogen durch keimhaltige Tröpfchen erfolgen. Im Folgenden sollen die wich-
tigsten bakteriellen Erreger infektiöser Lungenerkrankungen beim Schwein genannt werden.
• Actinobacillus pleuropneumoniae Der Erreger kann in 12 Serotypen mit unterschiedlicher Pathogenität un-
terteilt werden. Die Verbreitung von Actinobacillus pleuropneumoniae zwischen
verschiedenen Beständen erfolgt durch Zukauf stumm infizierter Tiere. Es
lassen sich 4 Verlaufsformen der Infektion unterscheiden: eine perakute und
eine akute Form mit beetartigen dunkelroten Entzündungs herden im Lun-
gengewebe und Fibrinauflagerungen auf der Pleura, wobei bei der perakuten
Form zusätzlich serös-blutige Flüssigkeitsansammlungen in der Brusthöhle
auftreten, eine subakute Form und eine chronische Form.
• Haemophilus parasuis Bezüglich Haemophilus parasuis werden 15 pathogene und apathogene Sero-
typen unterschieden. Pathogenität und Häufigkeit betreffend, haben unbe-
kapselte Stämme, insbesondere die Serotypen 4 und 5 die größte epizootio-
logische Bedeutung. Haemophilus parasuis ist der Erreger der Glässerschen
Krankheit, wird aber auch sehr häufig aus pneumotisch veränderten Lungen
isoliert. Empfängliche Tiere erkranken schon bei Kontakt mit geringen
Keimzahlen, die meisten Schweine sind jedoch unter normalen Haltungs-
bedingungen immun. Am häufigsten erkranken Läuferschweine. Besonders
gefährdet sind Nachkommen primärer spezifisch-pathogen-freier Schweine,
wenn sie aus geschlossenen Beständen in die konventionelle Schweinehaltung
verbracht werden.
43
Literaturübersicht
• Mycoplasma hyopneumoniae Mycoplasma hyopneumoniae ist der primäre Erreger der enzootischen Pneu-
monie. Der Erreger wird durch Zukauf subklinisch infizierter Tiere verbrei-
tet. Die enzootische Pneumonie kann, von subklinisch bis akut, sehr unter-
schiedlich verlaufen. Bei der akuten Form wird der Krankheitsverlauf meist
durch Sekundärerreger kompliziert. Typische pathologische Veränderungen
sind anfänglich graurote, später braunrote entzündliche Veränderungen in den
kranioventralen Lungenbezirken.
• Bordetella bronchiseptica Bordetella bronchiseptica tritt häufig als Sekundärerreger (z. B. bei enzootischer
Pneumonie) auf. Des Weiteren verursacht der Erreger primär eine keuchhus-
tenähnliche Erkrankung bei Saugferkeln. Pathologische Veränderungen der
Lunge sind Hämorrhagien und interlobuläre Ödeme. Später tritt eine starke
Bindegewebsbildung auf und fissurartige Einschnürungen bleiben im Lun-
gengewebe zurück.
• Pasteurella multocida Pasteurella multocida ist ein primärer Erreger der progressiven Rhinitis atro-
phicans, tritt jedoch auch häufig als Sekundärerreger auf (z. B. bei der Au-
jeszkyschen Krankheit). Der Erreger kann in 6 Serotypen unterteilt werden.
Pasteurella multocida A wird häufig aus procinen Lungen isoliert. Die Übertra-
gung des Erregers erfolgt typischerweise von der Muttersau auf Ferkel in der
ersten Lebenswoche. Klinische Symptome der pneumonischen Verlaufsform
einer Pasteurella-multocida-Infektion sind starke Hustenanfälle und Auswurf von
Mucus.
• Streptococcus suis Für Streptococcus suis sind 35 Serotypen bekannt. Am häufigsten kommt Typ II
vor, Typ I wird seltener nachgewiesen und ist vor allem für Saugferkel patho-
gen. Die Einschleppung des Erregers in Schweinebestände erfolgt überwie-
gend über latent infizierte Schweine, aber auch Menschen, Mäuse und Flie-
gen kommen als Überträger in Betracht. Eine dichte Stallbelegung begünstigt
die Ausbreitung. Streptococcus suis ist an verschiedenen Krankheitsverläufen
wie Meningitis, Arthritis und Perikarditis beteiligt. Häufig wird der Erreger
auch in Zusammenhang mit Bronchopneumonien aus der Lunge isoliert.
(DEE 1999, ZIMMERMANN u. PLONAIT 2004).
44
Literaturübersicht
Die Behandlung der durch diese Erreger hervorgerufenen Krankheiten erfolgt, neben einer Op-
timierung der Haltungsbedingungen, vor allem durch die Verabreichung von Antiinfektiva.
Bezüglich des Einsatzes von Antiinfektiva beim Schwein als lebensmittellieferndem Tier stehen
für den Verbraucher 2 Themen im Vordergrund: Rückstände im Fleisch und die Gefahr der Ent-
stehung und Verbreitung von Resistenzen gegenüber antibakteriellen Substanzen (FRIENDSHIP
2007). Um die Entstehung von resistenten Keimen zu verhindern und gleichzeitig Rückstände
im Fleisch möglichst niedrig zu halten, muss bei der Dosierung von Antiinfektiva bei lebensmit-
telliefernden Tieren das Prinzip gelten „so viel wie nötig, aber so wenig wie möglich“.
45
Literaturübersicht
2.3 Cefpirom als Modellsubstanz
2.3.1 Struktur und Klassifizierung
Cefpirom wird der Wirkstoffklasse der Cephalosporine, eine von 4 Wirkstoffklassen der Beta-
Laktam-Antibiotika, zugeordnet. Beta-Laktam-Antibiotika besitzen als chemisch-biologisches
Merkmal einen Beta-Laktam-Ring, der das antibakteriell aktive Zentrum darstellt. Die Un-
terteilung der Beta-Laktam-Antibiotika in 4 Wirkstoffklassen erfolgt auf Grund der restlichen
Molekülkomponenten. Cephalosporine leiten sich vom Cephalosporin C ab, einem Produkt der
Pilzart Cephalosporium acremonium. Alle als Arzneimittel zugelassenen Cephalosporine sind semi-
synthetische Entwicklungen auf der Basis der 7-Amino-Cephalosporansäure (siehe Abbildung 8),
welche durch hydrolytische Abspaltung von Cephalosporin C gewonnen wird.
Die Struktur der Cephalosporine kann hauptsächlich an Position 3 (R2) und 7 (R1) verändert
werden. Während Substitutionen an Position 3 sich auf die metabolische Stabilität und die phar-
makokinetischen Eigenschaften auswirken, verändern Substitutionen an Position 7 die Beta-
Laktamase-Stabilität und die antibakteriellen Eigenschaften (STAHLMANN u. LODE 2001;
PRESCOTT 2007). Die Wirkstoffklasse der Cephalosporine kann auf verschiedene Arten weiter
unterteilt werden. Cephalosporine werden nach der historischen Entwicklung der verschiedenen
Moleküle seit 1975 4 Generationen zugeordnet.
Abb. 8: Struktur der 7-Amino-Cephalosporansäure
COOH
O
NHCR₁
R₂ON
S
46
Literaturübersicht
• 1. Generation: Die Substanzen zeigen antibakterielle Aktivität primär
gegenüber gram-positiven Keimen. Die Applikation erfolgt hauptsächlich
parenteral, in seltenen Fällen auch oral.
• 2. Generation: Die Substanzen sind gegenüber gram-positiven und gram-
negativen Keimen antibakteriell wirksam. Sie können über alle Applikations-
routen verabreicht werden.
• 3. Generation: Die Substanzen zeigen verringerte antibakterielle Aktivität
gegenüber gram-positiven Keimen, aber vermehrte Wirksamkeit gegenüber
gram-negativen Keimen. Die Applikation erfolgt hauptsächlich parenteral, in
seltenen Fällen auch oral.
• 4. Generation: Die Substanzen sind gegenüber gram-positiven und gram-
negativen Keimen vermehrt wirksam. Die Applikation erfolgt parenteral.
Da die Einteilung der Cephalosporine in Generationen die unterschiedlichen Eigenschaften der
Moleküle unzureichend beschreibt, werden die Cephalosporine auf Grund ihrer antimikrobiel-
len Aktivität und der Applikationsroute weiter in 7 Gruppen unterteilt.
• Gruppe 1 (1. Generation): Die Applikation erfolgt parenteral. Die Sub-
stanzen sind stabil gegenüber Beta-Laktamasen von Staphylokokken, aber
sensitiv gegenüber enterobakteriellen Beta-Laktamasen. Sie werden als mit-
telgradig antibakteriell aktiv eingestuft. Der Gruppe 1 werden beispielsweise
Cefalothin, Cefapirin und Cefazolin zugeordnet.
• Gruppe 2 (1. Generation): Die Applikation erfolgt oral. Die Substanzen
sind stabil gegenüber Beta-Laktamasen von Staphylokokken und moderat re-
sistent gegenüber einigen enterobakteriellen Beta-Laktamasen. Sie werden als
mittelgradig antibakteriell aktiv eingestuft. Der Gruppe 2 werden beispiels-
weise Cefadroxil, Cefadrin und Cefalexin zugeordnet.
• Gruppe 3 (2. Generation): Die Applikation erfolgt parenteral und oral.
Die Substanzen sind stabil gegenüber einer Vielzahl von Beta-Laktamasen. Sie
werden als hochgradig antibakteriell aktiv eingestuft. Der Gruppe 3 werden
beispielsweise Cefaclor, Cefotetan und Cefuroxim zugeordnet.
• Gruppe 4 (3. Generation): Die Applikation erfolgt parenteral. Die Sub-
stanzen sind stabil gegenüber einer Vielzahl von Beta-Laktamasen. Sie werden
als hochgradig antibakteriell aktiv eingestuft. Der Gruppe 4 werden beispiels-
weise Cefotaxim, Ceftriaxon und Ceftiofur zugeordnet.
• Gruppe 5 (3. Generation): Die Applikation erfolgt oral. Die Substanzen
sind stabil gegenüber einer Vielzahl von Beta-Laktamasen. Sie werden als
47
Literaturübersicht
hochgradig antibakteriell aktiv eingestuft. Der Gruppe 5 werden beispielswei-
se Cefetamet, Cefixim und Cefpodoxim zugeordnet.
• Gruppe 6 (3. Generation): Die Applikation erfolgt parenteral. Die Sub-
stanzen sind stabil gegenüber einer Vielzahl von Beta-Laktamasen. Sie zeigen
Wirksamkeit gegenüber Pseudomonas aeruginosa. Der Gruppe 6 werden bei-
spielsweise Cefoperazon, Cesulodin und Ceftazidim zugeordnet.
• Gruppe 7 (4. Generation): Die Applikation erfolgt parenteral. Die Substan-
zen sind stabil gegenüber Beta-Laktamasen von Staphylokokken, Enterobak-
terien und Pseudomonaden. Sie werden als hochgradig antibakteriell aktiv
eingestuft. Der Gruppe 7 werden beispielsweise Cefepim, Cefquinom und
Cefpirom zugeordnet.
Cefpirom (siehe Abbildung 9) ist ein in der Humanmedizin eingesetztes Cephalosporin der
4. Generation der Gruppe 7, welches intravenös oder intramuskulär appliziert werden kann
(PRESCOTT 2007). Das Molekulargewicht von Cefpirom beträgt 514,57 Dalton.
2.3.2 Pharmakodynamische Eigenschasten
Wie alle Beta-Laktam-Antibiotika wirken Cephalosporine bakterizid. Sie hemmen die Zell-
wandsynthese, indem sie die Peptidoglykansynthetasen der bakteriellen Zellwand angreifen. Die-
se spezifischen Rezeptoren der Beta-Laktam-Antibiotika werden auch als Penicillin-bindende
Proteine (PBPs) bezeichnet. Um die PBPs zu erreichen, müssen die antibakteriellen Substanzen
zuerst die bakterielle Zellwand und den periplasmatischen Raum passieren. Die Tötung der
Bakterien ist zeitabhängig. Die maximale antibakterielle Wirkung wird bei einer Konzentration
erreicht, die drei- bis viermal höher als der MHK ist; höhere Konzentrationen bringen keinen
zusätzlichen Nutzen (STAHLMANN u. LODE 2001). Generell vorteilhafte Eigenschaften der
Cephalosporine sind ihre hohe Aktivität gegenüber PBPs und die Fähigkeit bakterielle Zell-
wände gut zu durchdringen. Alle Cephalosporine sind wirksam gegenüber beta-hämolysieren-
den Streptokokken und beta-laktamase-produzierenden Staphylokokken. Methicillin-resisten-
te Staphylokokken sind jedoch unempfindlich. Im Gegensatz zu Cephalosporinen vorheriger
Abb. 9: Struktur von Cefpirom (chemische Formel: C₂₂H₂₂N₆O₅S₂)
N
S
CONHC
H₂N CH₂NOCH₃ O
N
S
CO₂
N
48
Literaturübersicht
Generationen wirkt Cefpirom als Cephalosporin der 4. Generation der Gruppe 7 auch gegen
Enterobacteriaceae und gram-negativen Bakterien wie Haemophilus und Pasteurella. Weiterhin ist es
neben den anderen Vertretern seiner Gruppe und der Gruppe 6 gegenüber Pseudomonas aerugi-
nosa effektiv. Cephalosporine zeigen grundsätzlich keine Wirkung bei zellwandlosen Bakterien,
da sie Erreger durch eine Hemmung der Zellwandsynthese töten. Weiterhin unwirksam sind
sie bei obligat intrazellulär wachsenden Bakterien und vorwiegend intrazellulär parasitierenden
Bakterien, da sie Zellmembranen auf Grund ihrer geringen Lipophilie nicht passieren können.
Auch bei langsam wachsenden Bakterien zeigen sie keine Wirkung (STAHLMANN u. LODE
2001; PRESCOTT 2007). In Tabelle 3 ist die antibakterielle Aktivität von Cefpirom gegenüber
einigen Erregern aufgelistet (PRESCOTT 2007).
2.3.3 Pharmakokinetische Eigenschasten
Das scheinbare Verteilungsvolumen von Beta-Laktam-Antibiotika beträgt circa 0,2 Liter pro
Kilogramm. Das scheinbare Verteilungsvolumen, ein Proportionalitätsfaktor zwischen der im
Organismus vorhandenen Menge eines Arzneimittels und seiner Plasmakonzentration, ist bei
Beta-Laktam-Antibiotika klein, da sich die nicht-proteingebundene Fraktion der Wirkstoffe auf
Grund ihrer hydrophilen Eigenschaften fast ausschließlich im vaskulären Kompartiment und
im Extrazellulärraum verteilt. Wegen der geringen Lipophilie können Beta-Laktam-Antibiotika
biologische Membranen kaum passieren und intrazelluläre Konzentrationen sind daher vernach-
lässigbar. Die antibakterielle Aktivität von Beta-Laktam-Antibiotika kann durch den in Ent-
zündungsherden leicht sauren pH-Wert begünstigt werden (FICHTL 2001; STAHLMANN u.
LODE 2001). Generell ist die Plasmaproteinbindung von Beta-Laktam-Antibiotika labil und
leicht reversibel (STAHLMANN u. LODE 2001). Die Plasmaproteinbindung von Cefpirom be-
trägt beim Mensch etwa 10 Prozent (SANOFI-AVENTIS GmbH 2006). Die Eliminationshalb-
wertzeit von Cefpirom aus dem Blutplasma von Menschen beträgt 2 Stunden. Beta-Laktam-An-
tibiotika werden zum größten Teil unverändert ausgeschieden. Die Ausscheidung von Cefpirom
erfolgt primär renal, wobei beim Menschen 80 bis 90 Prozent der verabreichten Dosis im Urin
wiedergefunden werden (STAHLMANN u. LODE 2001; SANOFI-AVENTIS GmbH 2006).
Tab. 3: Antibakterielle Aktivität von Cefpirom
ErregerStaphylo-
coccus aureus
Strepto-coccus
agalactiaeEnterococ-cus faecalis
Escherischia coli
Proteus mirabilis
Pseuno-monas
aeruginosaAcineto-
bacter spp.
MHK₉₀(µg/ml) 0,5 0,06 4,0 0,12 0,06 8,0 4,0
MHK₉₀ = Niedrigste Konzentration, die die Vermehrung von mindestens 90% der getesteten Stämme hemmt
49
Literaturübersicht
2.3.4 Pharmakokinetik-Pharmakodynamik-Parameter
Die Kombination von PK-PD-Parametern zur Entwicklung adäquater Dosierungsschemata wird
als PK-PD-Korrelation bezeichnet. PK-PD-Korrelationen liegt das Prinzip zu Grunde, dass das
Ergebnis der antibakteriellen Therapie hauptsächlich von 2 Faktoren beeinflusst wird, nämlich
einerseits von der Exposition des Erregers gegenüber der antibakteriellen Substanz am Ort des
infektiösen Geschehens (pharmakokinetischer Faktor) und andererseits von der Sensivität des
Erregers gegenüber dieser Substanz (pharmakodynamischer Faktor).
Der pharmakodynamische Faktor ist in der Regel ein in vitro bestimmter Parameter, meist der
MHK. Pharmakokinetische Parameter werden idealerweise basierend auf am Ort des infektiösen
Geschehens gemessenen Konzentrationen der antibakteriellen Substanz berechnet. Dabei han-
delt es sich entweder um einen punktuell gemessenen Wert (z. B. Cmax
) oder einen integrierten
Wert (z. B. AUC). Ziel der Kombination der PK- und PD-Parameter ist die Entwicklung von
Dosierungsschemata, mit welchen sowohl eine klinische als auch eine vollständige bakteriologi-
sche Heilung erzielt werden kann. Für zeitabhängige Antibiotika wie Beta-Laktam-Antibiotika
ist der nützlichste PK-PD-Parameter T>MHK (TOUTAIN 2003).
2.3.5 Resistenzen
Einen Erreger bezeichnet man als resistent, wenn er gegenüber einer antibakteriellen Substanz
unempfindlich ist. Hauptsächlich werden 3 Resistenzmechanismen unterschieden:
• Natürliche Resistenz: alle Stämme einer Spezies sind gegenüber einer
bestimmten antibakteriellen Substanz unempfindlich (z. B. zellwandlose
Bakterien gegenüber Cephalosporinen).
• Mutations-bedingte Resistenz: entweder primäre Resistenz eines Teils der
Stämme ohne Kontakt zur antibakteriellen Substanz oder durch Mutation
beziehungsweise Adaptation erworbene Resistenz unter dem Selektions-
druck einer Therapie.
• Plasmid-/ Transponson-bedingte Resistenz: Bestimmte Bruchstücke von
Plasmiden, sogenannte Transponsons, können von einem Plasmid auf ein
anderes Plasmid oder auf das Chromosom überspringen; durch den Gen-
austausch sind rasche Veränderungen der genetischen Formation möglich
(STAHLMANN u. LODE 2001).
Die häufigsten Resistenzmechanismen gegenüber Cephalosporinen sind die Produktion von
Beta-Laktamasen, Modifikation der PBPs und herabgesetzte Permeabilität der Zellwand. Beta-
50
Literaturübersicht
Laktamasen sind Enzyme, welche die Beta-Laktam-Bindung hydrolytisch spalten und das Antibi-
otikum somit inaktivieren. Die Beta-Laktamase-Produktion kann chromosomal- oder Transpon-
son-vermittelt erfolgen. Transponson-vermittelte Beta-Laktamasen können auch neuere, gegen
bekannte Beta-Laktamasen stabile Wirkstoffe inaktivieren. Cefpirom ist stabil gegenüber einer
Vielzahl von Beta-Laktamasen, unter anderem auch gegenüber Beta-Laktamasen von Staphylo-
kokken, Enterobakterien und Pseudomonaden. Eine hohe Beta-Laktamase-Stabilität kann jedoch
zu einer Zunahme der anderen Resistenzmechanismen (Modifikation der PBPs und herabge-
setzte Permeabilität der Zellwand) führen. Durch chromosomal vermittelte, strukturelle Verän-
derungen der PBPs kann die Affinität von antibakteriellen Substanzen zu diesen Zielenzymen
beeinträchtigt werden. Des Weiteren kann deren Permeabilität durch strukturelle Veränderungen
der Zellwand herabgesetzt werden (STAHLMANN u. LODE 2001; PRESCOTT 2007). Durch
intensiven, nicht immer gezielten Einsatz von Antiinfektiva in der Human- und Veterinärmedizin
entwickeln bakterielle Erreger zunehmend wirksame Mechanismen gegenüber antibakteriellen
Substanzen (WALLMANN et al. 2004).
2.3.6 Präparat
Cefpirom wird unter dem Präparatenamen Cefrom®, einem Produkt der Sanofi-Aventis GmbH,
vertrieben. In dieser Arbeit werden Cefrom® 2,0 g – Trockenstechampullen verwendet. Das Prä-
parat ist zur intravenösen Injektion oder Kurzinfusion bestimmt. Vor der intravenösen Injektion
wird der Inhalt einer Tockenstechampulle (Wirkstoffgehalt 2 Gramm Cefpirom) in 20 Milliliter
Wasser für Injektionszwecke gelöst und anschließend langsam über 3 bis 5 Minuten appliziert
(SANOFI-AVENTIS GmbH 2006).
51
Material und Methoden
3Material und Methoden
52
Material und Methoden
3.1 Zielsetzung und Beschreibung der In-vivo-Versuche
3.1.1 Versuch 1: Vorversuch - Etablierung der Mikrodialyse
Ziel des Versuchs 1 war die Etablierung der Mikrodialyse zur Konzentrationsbestimmung von
Cefpirom in der EZF der Lunge und Vergleich von nicht-proteingebundenen Cefpirom-Kon-
zentrationen in der EZF mit Gesamt-Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma von narkotisier-
ten Schweinen. Nach Eröffnung des Thorax wurde je 1 Mikrodialysekatheter in das Lungenpa-
renchym von 4 narkotisierten Schweinen implantiert. Nach einer Baseline-Sammelperiode und
intravenöser Applikation von Cefrom® wurden zu festgelegten Zeitpunkten Lungen-Mikrodia-
lysat- und Blutproben entnommen. Die letzte Probenentnahme erfolgte jeweils 8 Stunden nach
Behandlung mit Cefrom®.
3.1.2 Versuch 2: Hauptversuch - Vergleich der Mikrodialyse mit anderen Unter- suchungsmodellen
Ziel des Versuchs 2 war der Vergleich von nicht-proteingebundenen Cefpirom-Konzentrationen
in der EZF mit Gesamt-Cefpirom-Konzentrationen in der ELF, im Blutplasma und Lungenho-
mogenat von narkotisierten Schweinen. Nach Eröffnung des Thorax wurde je 1 Mikrodialyseka-
theter in das Lungenparenchym von 8 narkotisierten Schweinen implantiert. Nach einer Baseli-
ne-Sammelperiode, Verschluss des Thorax und intravenöser Applikation von Cefrom® wurden zu
festgelegten Zeitpunkten Lungen-Mikrodialysat-, Blut- und ELF-Proben (mittels Blättchenme-
thode) entnommen. Die letzte Probenentnahme erfolgte jeweils 8 Stunden nach Behandlung mit
Cefrom®. Nach Einschläfern der Tiere (8 Stunden nach Behandlung) wurde eine pathologisch-
makroskopische Untersuchung der Lunge durchgeführt und es wurden Gewebeproben zwecks
pathologisch-histologischer Untersuchung entnommen. Anschließend wurde die gesamte restli-
che Lunge homogenisiert.
53
Material und Methoden
3.1.3 Versuch 3: Zusatzversuch - Anwendung der Mikrodialyse in wachen Tieren
Ziel des Versuchs 3 war der Vergleich von nicht-proteingebundenen Cefpirom-Konzentratio-
nen in der EZF mit totalen Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma von nicht-narkotisierten
Schweinen und die Untersuchung der Auswirkung der Katheterimplantation auf das Lungen-
gewebe. Nach Eröffnung des Thorax wurde je 1 Mikrodialysekatheter in das Lungenparenchym
von 8 narkotisierten Schweinen implantiert. Nach einer Baseline-Sammelperiode, Verschluss des
Thorax, intravenöser Applikation von Cefrom®, erfolgte die Ausleitung der Narkose und Lun-
gen-Mikrodialysat- und Blutproben wurden zu festgelegten Zeitpunkten von wachen Schwei-
nen entnommen. Die letzte Probenentnahme erfolgte jeweils 8 Stunden nach Behandlung mit
Cefrom®. 4 der 8 Schweine wurden 8 Stunden nach Behandlung eingeschläfert und eine patho-
logisch-makroskopische Untersuchung der Lunge mit Entnahme von Gewebeproben zwecks
pathologisch-histologischer Untersuchung wurde durchgeführt. Bei den restlichen 4 Schwei-
nen wurde der Mikrodialysekatheter 8 Stunden nach Behandlung mit Cefrom® entfernt. Je 1
Schwein wurde 2, 3, 4 und 5 Tage nach Behandlung mit Cefrom® eingeschläfert und es wurde
eine pathologisch-makroskopische Untersuchung der Lunge durchgeführt und es wurden Ge-
webeproben zwecks pathologisch-histologischer Untersuchung entnommen.
54
Material und Methoden
3.2 In-vitro-Vorversuche und allgemeine Versuchs- informationen
3.2.1 Bedingungen der Versuchsdurchführung
Die Versuche wurden in einer Gute Laborpraxis (Good Laboratory Praxis [GLP])-Prüfeinrich-
tung nach den Standardarbeitsanweisungen (Standard Operating Procedures [SOPs]) der Intervet
Innovation GmbH (Schwabenheim) entsprechend des GLP-Qualitätsstandards durchgeführt.
3.2.2 Mikrodialysezubehör
Das Mikrodialysesystem bestand aus dem Mikrodialysekatheter (siehe Abbildung 11), der Mikro-
dialysepumpe (siehe Abbildung 10), Perfusor-Spritzen und Probensammelgefäßen. Für die Ent-
nahme von Mikrodialysat im wachen Tier (Versuch 3) wurde der Eingangsschlauch mit zusätz-
lichem Schlauchmaterial und Adaptern verlängert. Der verwendeten Mikrodialysepumpe lag ein
duales System zu Grunde. Die Förderung erfolgte puls-frei und es konnten Flussraten zwischen
0,1 und 20 Mikroliter pro Minute eingestellt werden. Da keine seriell produzierten Katheter zu
Anwendung in der Lunge kommerziell erhältlich sind, wurden die Mikrodialysekatheter CMA
61 verwendet, welche ursprünglich zur Anwendung in der Leber des Menschen entwickelt
wurden. Hierbei handelt es sich um konzentrisch aufgebaute Katheter mit einer flexiblen Mem-
bran am distalen Ende. Der Eingangsschlauch (Länge 400 Millimeter, Außendurchmesser 1 Mil-
limeter) ist mit einem äußeren Schaft (Länge 280 Millimeter, Außendurchmesser 1,5 Millimeter)
verbunden, der Ausgangschlauch mit dem inneren Schaft (Länge 310 Millimeter, Außendurch-
messer 0,9 Millimeter). Eingangs- und Ausgangsschlauch, innerer und äußerer Schaft bestehen
aus Polyurethan. Die flexible Membran (Länge 30 Millimeter, Außendurchmesser 0,6 Millime-
ter) ist aus Polyarylethersulfon gefertigt und der Cut-off beträgt 20.000 Dalton. Die Implantation
der Membran in das Lungengewebe erfolgte mit Hilfe einer Split-Kanüle, welche zusammen mit
dem Mikrodialysekatheter geliefert wurde. Ebenfalls zusammen mit dem Katheter wurde eine
Fixierhilfe zur Befestigung des Katheters an der Haut geliefert.
55
Material und Methoden
Zur Durchführung der Mikrodialyse verwendete Geräte und Materialien
Mikrodialysepumpe Syringe Pump CMA 402® (CMA/Microdialyis GmbH, Solna, Schweden)
Mikrodialysekatheter Hepatic Microdialysis Catheter CMA 61® (CMA/Microdialyis GmbH, Solna, Schweden)
Probensammelgefäße Microvials (CMA/Microdialyis GmbH, Solna, Schweden)
Perfusor-Spritzen 1 ml Luerlockspritze, Skalenlänge 58 mm (Roeser Medical GmbH & Co. KG, Mülheim)
Spritzenadapter CMA Syringe Adapter (CMA/Microdialyis GmbH, Solna, Schweden)
Schlauchadapter Tubing Adapter (CMA/Microdialyis GmbH, Solna, Schweden)
Schlauch- Tubing ConnectorVerbindungsstück (CMA/Microdialyis GmbH, Solna, Schweden)
Schlauch FEP Tubing 1 m
(CMA/Microdialyis GmbH, Solna, Schweden)
Abb. 10: Syringe Pump CMA 402® Abb. 11: Hepatic Microdialysis Catheter CMA 61® (CMA MICRODIALYSIS)
56
Material und Methoden
3.2.3 Bestimmung der relativen Wiederfindung
Die relative Wiederfindung wurde vor Einsatz des Katheters im Tier für jeden Katheter einzeln
in vitro bestimmt. Für jedes Tier wurde ein neuer Mikrodialysekatheter verwendet, somit wurden
In-vitro-Wiederfindungsversuche mit insgesamt 20 Kathetern durchgeführt. Im Folgenden wird
der Ablauf der Wiederfindungs-Bestimmung beschrieben:
Der Eingangsschlauch des Mikrodialysekatheters wurde mit einer Perfusor-Spritze, gefüllt mit
entgaster Ringerlösung (Perfusat), verbunden und die Spritze wurde in der Mikrodialysepumpe
eingespannt. Um das System von Luft zu befreien, wurde der Mikrodialysekatheter für circa 15
Minuten bei einer Flussrate von 15 Mikroliter pro Minute durchspült, wobei die gesamte Län-
ge der Membran des Mikrodialysekatheters in mittels Ultraschallbad entgaster Ringerlösung in
einem Becherglas eingetaucht war. Danach wurde die Membran in ein Becherglas, gefüllt mit
entgaster Ringerlösung mit einem bekannten Gehalt an Cefpirom (Stammlösung), verbracht
und der Katheter wurde für 1 Stunde mit entgaster Ringerlösung mit einer Flussrate von 1,5
Mikroliter pro Minute perfundiert. Das Perfusat, welches nach Passage der Membran als Mikro-
dialysat bezeichnet wird, gelangte über den Ausgangsschlauch in ein Probensammelgefäß. Mi-
krodialysat-Proben wurden alle 20 Minuten entnommen, indem das mit Mikrodialysat gefüllte
Probensammelgefäß gegen ein leeres Probensammelgefäß ausgetauscht wurde. Das jeweils ent-
nommene Probenvolumen betrug 30 Mikroliter. Insgesamt wurde die relative Wiederfindung für
jeden Katheter für 3 verschiedene Konzentrationen, beginnend mit der niedrigsten und endend
mit der höchsten Konzentration, zu je 3 verschiedenen Zeitpunkten (20, 40 und 60 Minuten)
bestimmt. Bevor die Membran in die Stammlösung mit der nächst höheren Konzentration an
Cefpirom verbracht wurde, wurde sie jeweils zunächst in entgaste Ringerlösung eingetaucht und
der Katheter wurde bei einer Flussrate von 15 Mikroliter pro Minute für 10 Minuten durch-
spült. Die Stammlösungen wurden während des gesamten In-vitro-Versuchs mittels Wasserbad auf
eine Temperatur von 37 Grad Celsius erhitzt und mit einem Magnetrührer ständig umgerührt.
Die relative Wiederfindung der Katheter Nr. 1 bis 3 fand vor Beginn der In-vivo-Versuche statt
und der Gehalt an Cefpirom in den Stammlösungen betrug 0,01, 0,04 und 0,19 Mikrogramm
pro Milliliter. Nach Vorlage der ersten Ergebnisse aus den In-vivo-Versuchen wurde der Gehalt
an Cefpirom in den Stammlösungen angepasst und betrug 0,19, 0,8 und 4 Mikrogramm pro
Milliliter für die Katheter Nr. 4 bis 20. Die Stammlösungen wurden folgendermaßen hergestellt:
Zunächst wurden 10 Milligramm Cefpirom eingewogen und mit Wasser für Injektionszwecke
in einem Messkolben gelöst, so dass der Gehalt an Cefpirom 1 Milligramm pro Milliliter Wasser
für Injektionszwecke betrug (Ausgangslösung). Für die Herstellung der Stammlösungen für die
Katheter Nr. 1 bis 3 wurden von der Ausgangslösung 1250 Mikroliter entnommen und mit ent-
gaster Ringerlösung verdünnt, so dass der Gehalt an Cefpirom 125 Mikrogramm pro Milliliter
Ringerlösung betrug. Um eine Konzentration von 0,01, 0,04 oder 0,19 Mikrogramm Cefpirom
pro Milliliter Stammlösung zu erhalten, wurden entweder 20, 80 oder 380 Mikroliter der Lösung
entnommen und mit entgaster Ringerlösung entsprechend verdünnt. Für die Herstellung der
57
Material und Methoden
Stammlösungen für die Katheter Nr. 4 bis 20 wurden von der Ausgangslösung 2500 Mikroliter
entnommen und mit Wasser für Injektionszwecke verdünnt, so dass der Gehalt an Cefpirom 250
Mikrogramm pro Milliliter Ringerlösung betrug. Um eine Konzentration von 0,19, 0,8 oder
4 Mikrogramm Cefpirom pro Milliliter Stammlösung zu erhalten, wurden entweder 190, 800
oder 4000 Mikroliter der Lösung entnommen und mit entgaster Ringerlösung entsprechend
verdünnt. Der Ablauf der Bestimmung der relativen Wiederfindung eines Katheters wird im fol-
genden Fließschema zusammenfassend dargestellt.
Der Gehalt an Cefpirom wurde in den Mikrodialysat-Proben und in zuvor entnommenen Pro-
ben der einzelnen Stammlösungen (Entnahme von zweimal 30 Mikroliter jeder Lösung und
Überführung von 30 Mikroliter in je ein Mikro-HPLC-Vial) mittels automatisierter Festphasen-
extraktion (online Solid Phase Extraction [SPE]) gekoppelt mit HPLC-MS/MS bestimmt. Die
Probenaufarbeitung und Analyse wird in Kapitel 3.6.1 und 3.6.2 beschrieben, die Berechung
der relativen Wiederfindung aus den gemessenen Konzentrationen im Mikrodialysat und in den
Stammlösungen in Kapitel 3.7.1.
Eintauchen der Membran in Stammlösung 3 (0,19 bzw. 4 µg Cefpirom/ml Ringerlösung)Entnahme von Mikrodialysat nach 20, 40 und 60 min
Spülen des Katheters in Ringerlösung bei einer Fluss-rate von 15 µl/min für 10 min
Spülen des Katheters in Ringerlösung bei einer Flussrate von 15 µl/min für 10 min
Eintauchen der Membran in Stammlösung 2 (0,04 bzw. 0,8 µg Cefpirom/ml Ringerlösung)Entnahme von Mikrodialysat nach 20, 40 und 60 min
Eintauchen Membran in Stammlösung 1 (0,01 bzw. 0,19 µg Cefpirom/ml Ringerlösung)Entnahme von Mikrodialysat nach 20, 40 und 60 min
Spülen des Katheters in Ringerlösung bei einer Flussrate von 15 µl/min für 15 min
58
Material und Methoden
Im weiteren Verlauf des Material- und Methoden-Parts werden am Ende der einzelnen Kapitel
jeweils diejenigen Geräte, Materialien, Reagenzien, Chemikalien, Lösungsmittel und Lösungen
detailliert aufgelistet, welche in vorhergehenden Abschnitten noch nicht genannt wurden.
Verwendete Reagenzien
Cefpirom Cefrom® 2.0 g – Trockenstechampullen (Sanofi-Aventis GmbH, Wien, Österreich)
Wasser für Aqua ad injectabile Injektionszwecke (Delta Select GmbH, Pfullingen)
Ringerlösung Ringer-Lösung (B. Braun Melsungen AG, Melsungen)
3.2.4 Pflege und Aufbewahrung der Mikrodialysekatheter
Die Mikrodialysekatheter CMA 61 wurden steril verpackt geliefert. Kurz vor Durchführung
der In-vitro-Versuche zur Bestimmung der relativen Wiederfindung wurden die Katheter aus
der sterilen Verpackung entnommen. Jeweils nach Abschluss eines In-vitro-Wiederfindungsver-
suchs wurde jeder Katheter für circa 15 Minuten mit destilliertem Wasser bei einer Flussrate
von 15 Mikroliter pro Minute durchspült, wobei die Membran sich in einem Becherglas mit
destilliertem Wasser befand. Nach Beendigung des Spülvorgangs wurde der Eingangsschlauch
mit einer zuvor steril verpackten Luerlock-Verschlusskappe verschlossen. Die Öffnung des Be-
cherglases wurde um den Katheter herum mit Paraffinfilm verschlossen. Der Katheter wurde
in dieser Weise, das heißt mit der in destilliertem Wasser eingetauchten Membran und mit dem
mit destilliertem Wasser gefüllten Schlauchsystem, bis zum Einsatz in die Lunge der Schweine
bei circa 4 Grad Celsius im Kühlschrank aufbewahrt. Die Zeitspanne der Aufbewahrung im
Kühlschrank, das heißt die Zeit zwischen Durchführung der In-vitro-Wiederfindungsversuche
und der In-vivo-Versuche im Schwein, betrug maximal 26 Tage. In dieser Zeit wurde jeder Ka-
theter mindestens einmal wöchentlich für circa 15 Minuten mit destilliertem Wasser bei einer
Flussrate von 15 Mikroliter pro Minute durchspült und das destillierte Wasser im Becherglas
wurde gegen frisches Wasser ausgetauscht. Kurz vor Einsatz der Katheter in die Lunge wurden
die Katheter aus dem Kühlschrank entnommen und jeweils für circa 10 Minuten mit entgaster
Ringerlösung bei einer Flussrate von 15 Mikroliter pro Minute durchspült, wobei die Membran
zuerst in Ethanol (70 Prozent) und anschließend in entgaste Ringerlösung eingetaucht wurde.
59
Material und Methoden
3.2.5 Testsubstanz
Die Schweine wurden in den Versuchen 1 bis 3 mit Cefrom® 2,0 g – Trockenstechampullen der
Sanofi-Aventis GmbH behandelt. Eine Ampulle enthielt 2,382 Gramm Cefpriomsulfat als aktiven
Inhaltsstoff, dies entsprach 2 Gramm Cefpirom. Die CAS-Nummer des aktiven Inhaltsstoffs laute-
te 98753-19-6 und die Farbe des Trockenpulvers war weiß. Die Cefrom® 2,0 g – Trockestecham-
pullen wurden vor Licht geschützt bei einer Temperatur unter 25 Grad Celsius aufbewahrt.
3.2.6 Versuchstiere und ihre Haltung
Da es sich bei den Versuchen 1 bis 3 nach dem Tierschutzgesetz um ein Tierversuchsvorhaben
handelte, wurde am 19. Dezember 2007 beim Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz ein
Antrag auf Genehmigung zur Durchführung eines Tierversuchsvorhabens gestellt und die Ge-
nehmigung wurde am 15. Februar 2008 erteilt (Aktenzeichen 23 177-07/G07-4-001).
In Versuchen wurden insgesamt 20 Hybrid-Schweine (Deutsche Landrasse x Large White) ver-
wendet. Versuch 1 wurde mit 4 Schweinen und die Versuche 2 und 3 wurden jeweils mit 8
Schweinen durchgeführt, wobei in jedem Versuch je zur Hälfte weibliche und kastrierte männli-
che Tiere verwendet wurden. Die Tiere stammten aus einem registrierten Schweinezuchtbetrieb
und wogen bei Ankunft in den Ställen der Intervet Innovation GmbH (Schwabenheim) zwi-
schen 32,0 und 33,5 Kilogramm (Versuch 1), 34,5 und 40,5 Kilogramm (Versuch 2) und 28,5
und 36,5 Kilogramm (Versuch 3). Die Tiere wurden mittels Schlagstempel-Nummer individuell
gekennzeichnet und jedem Tier wurde eine fortlaufende Nummer zugewiesen. Die Schweine
wurden auf Spaltenboden in Einzelbuchten mit Sicht- und Körperkontakt (durch Gitterstäbe)
gehalten. Temperatur und Luftfeuchte wurden mit einem Termohygrograph aufgezeichnet. Die
mittlere Temperatur betrug 18 bis 21 Grad Celsius (Versuch 1), 20 bis 25 Grad Celsius (Versuch
2), 20 bis 22 Grad Celsius (Versuch 3) und es wurde eine mittlere Luftfeuchte von 75 bis 90
Prozent (Versuch 1), 45 bis 82 Prozent (Versuch 2), 24 bis 89 Prozent (Versuch 3) aufgezeichnet.
Die Schweine wurden mit kommerziell erhältlichen Pellets (Universal Mast Press®, Raiffeisen
Waren-Zentrale) zweimal täglich entsprechend ihres Alters und Körpergewichts gefüttert. Wasser
wurde ad libitum bereitgestellt. Die Akklimatisationsphase zwischen Ankunft der Tiere und Ver-
suchsbeginn betrug für jeden Versuch etwa 1 Woche. Appetit und allgemeines Befinden der Tiere
wurden über den gesamten Zeitraum einmal täglich kontrolliert. Vor Versuchsbeginn wurden die
Tiere jeweils klinisch untersucht und nur gesunde Tiere wurden in das Versuchsvorhaben einge-
schlossen.
60
Material und Methoden
3.3 Durchführung Versuch 1
3.3.1 Versuchsablauf
Ablauf des gesamten Versuchs
Ablauf eines Versuchstages
1 Schwein pro Versuchstag: OP, Behandlung, ProbenentnahmeEinschläfern 8 h nach Behandlung
Akklimatisationsphasecirca 1 Woche
Einstallung derTiere Nr. 1 bis 4
Leerwertentnahme Mikrodialysat, Blut
Spülen Katheter
Eröffnung Thorax
Einsatz Katheterin Lunge
Wiegen prä-anästhetischeUntersuchung OP-Vorbereitung Narkose-
einleitungSedation
Einschläfern8 h nach
Behandlung
Entnahme Mikrodialysat (alle 20 min bis 8 h nach Behandlung) Entnahme Blut (20 min, 1, 2, 4, 6, 8 h
nach Behandlung) unter NarkoseBehandlung
61
Material und Methoden
3.3.2 Narkose
Vor der prä-anästhetischen Sedation und Einleitung der Narkose wurde eine prä-anästhetische
Untersuchung durchgeführt. Diese umfasste die Auskultation von Herz und Lunge, die Beur-
teilung der Pulsqualität und eine visuelle Untersuchung der Schleimhäute. Das Applikations-
volumen der verwendeten Narkotika wurde basierend auf dem am Morgen vor der Narkose
bestimmten Tiergewicht berechnet. Dann wurden die Tiere zunächst durch intramuskuläre Ap-
plikation (Glutealmuskulatur) von Azaperon (1,5 Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht)
und Midazolam (0,5 Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht) sediert. Nach Legen eines
venösen Zugangs in eine Ohrvene wurde die Narkose durch intravenöse Gabe von Propofol (2,5
Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht) und Fentanyl (0,01 Milligramm pro Kilogramm
Körpergewicht) eingeleitet. Zur Muskelrelaxation wurde Pancuroniumbromid (0,1 Milligramm
pro Kilogramm Körpergewicht) in eine andere Ohrvene appliziert. Die Schweine wurden wäh-
rend der gesamten Dauer der Narkose durch einen Endotrachealtubus mit einem Beatmungs-
gerät künstlich beatmet. Die Narkose wurde bis nach Beendigung der letzten Probenentnahme
(8 Stunden nach Behandlung mit Cefrom®) durch kontinuierliche intravenöse Applikation von
Propofol (9,0 Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht pro Stunde) und Fentanyl (0,006 Mil-
ligramm pro Kilogramm Körpergewicht pro Stunde) unter Verwendung separater Spritzenpum-
pen aufrechterhalten. Während der Narkose wurden Herzfrequenz und Herzrhythmus mittels
Elektrokardiogramm, die Sauerstoffsättigung mittels Pulsoximeter, der Blutdruck mittels Blut-
druckmessgerät und der Gehalt an Kohlenstoffdioxid in der Ausatemluft mittels Kapnometer
überwacht. Zusätzlich wurden die Schleimhäute (Farbe, Feuchtigkeit und kapilläre Rückfüllzeit)
und die Körpertemperatur in regelmäßigen Abständen untersucht. Abbildung 12 zeigt den Auf-
bau der Narkoseapparatur.
Abb. 12: Aufbau der Narkoseapparatur
62
Material und Methoden
Verwendete Medikamente
Azaperon Stresnil® (Janssen Animal Health, Neuss) Midazolam Midazolam-ratiopharm® (Ratiopharm GmbH, Ulm) Propofol Propofol-Lipuro® (B. Braun Melsungen AG, Melsungen) Fentanyl Fentanyl 0,5 mg - Rotexmedica® (Rotexmedica GmbH Arzneimittel- werk, Trittau) Pancuroniumbromid Pancuronium-ratiopharm® (Ratiopharm GmbH, Ulm)
Verwendete Geräte und Materialien
Venenkatheter Braunüle® 1,3 x 33 mm (B. Braun Melsungen AG, Melsungen) Spritzenpumpen Injectomat S® (Fresenius, Bad Homburg) Perfusor-Spritzen Perfusor-Spritzen® 20 ml (B. Braun Melsungen AG, Melsungen) Endotrachealtubus Rüschlit Supersafety Clear® (Rüsch, Kernen) Beatmungsgerät Life-Base Medumat variable® (Weinmann, Hamburg) EKG Dinamap Plus® (GE Healthcare, München) Pulsoximeter Oximax N-65® (Nellcor, Boulder, U.S.A.) Blutdruckmessgerät Memoprint® (S+B medVet GmbH, Babenhausen) Kapnometer Microstream Microcap® (Oridion, Jerusalem, Israel) Thermometer Sure Temp mit Rektalsonde Modell 678® (Welch Allyn GmbH, Jungingen)
63
Material und Methoden
3.3.3 Thorakotomie und Implantation des Mikrodialyskatheters in die Lunge
Vor Beginn der Thorakotomie wurden die Schweine zunächst in linker Seitenlage fixiert. Die
Brusthöhle wurde im 5. Interkostalraum etwa auf Höhe des Schultergelenks in einer Länge von
circa 8 Zentimeter eröffnet. Nach Durchtrennung der Haut und Muskelschichten (M. latissimus
dorsi, M.serratus dorsalis cranialis, M. serratus ventralis thoracis, Mm. intercostales externi und interni) er-
folgte die Inzision der Pleura costalis. Am dorsalen Wundwinkel wurde ein Trokar (Durchmesser 5
Millimeter) durch die Haut geführt. Der, wie in Kapitel 3.2.4 beschrieben, zuvor gespülte Mik-
rodialysekatheter wurde durch diesen Trokar geschoben, der dann wieder aus der Haut entfernt
wurde (siehe Abbildung 14). Nun wurde die gesamte Länge der Membran und circa 2 Zentime-
ter des Mikrodialyse-Schafts mit Hilfe einer Split-Kanüle, unter Sichtkontrolle, in das luftgefüllte
Lungengewebe im kranialen Teil des Lobus caudalis dexter etwa auf Höhe des dorsalen Endes der
Fissura interlobaris (siehe Abbildung 13 und 15) eingesetzt. Anschließend wurde die Splitkanüle
entfernt. Der Schaft des Katheters wurde kurz vor seiner Aufzweigung in Ein- und Ausgangs-
schlauch mit der Fixierhilfe an der Haut befestigt. Der Eingangsschlauch des Mikrodialysekathe-
ters wurde mit einer Perfusor-Spritze, gefüllt mit entgaster Ringerlösung (Perfusat), verbunden
und die Spritze wurde in der Mikrodialysepumpe eingespannt. Um die in der Literatur emp-
fohlenen Zeitspanne zur Beseitigung des initialen Gewebetraumas zu gewährleisten, folgte eine
Baseline-Sammelperiode von 1 Stunde bei einer Flussrate von 1,5 Mikroliter pro Minute. Um
den Sitz des Katheters im Lungengewebe während der Sammelperiode kontrollieren zu können,
wurde bei 3 Tieren (Tiere Nr. 2, 3, 4) die Thorakotomie-Wunde lediglich mit Natriumchlorid-
befeuchteten Tupfern abgedeckt. Bei Tier Nr. 1 wurde der Thorax nach Einsatz des Katheters in
die Lunge durch separate Nähte des Muskelgewebes und der Haut verschlossen.
Abb. 13: Lokalisation Einsatz Katheter in der Lunge (mod. nach PROPESKO 1989)
64
Material und Methoden
Abb. 14: Entfernung des perkutanen Trokars
Abb. 15: Mikrodialysekatheter in der Lunge
65
Material und Methoden
3.3.4 Applikation von Cefrom®
Cefrom® wurde in einer Dosierung von 26 Milligramm Cefpirom pro Kilogramm Körperge-
wicht intravenös appliziert. Kurz vor der Behandlung wurde der Inhalt einer Trockenstecham-
pulle (2 Gramm Cefpirom) mit 20 Milliliter Wasser für Injektionszwecke gelöst. Für jedes Tier
wurde eine neue Trockenstechampulle verwendet. Das Applikationsvolumen wurde durch Mul-
tiplikation des am Morgen der Behandlung bestimmten Körpergewichts mit der Dosis (26 Mil-
ligramm Cefpirom pro Kilogramm Körpergewicht) und Division durch die nominale Cefpi-
rom-Konzentration (2 Gramm Cefpirom je 20 Milliliter Wasser für Injektionszwecke) berechnet.
Das berechnete Applikationsvolumen wurde aus der Ampulle entnommen und mittels Spritzen-
pumpe über einen Zeitraum von 5 Minuten durch einen Venenkatheter in eine Ohrvene appli-
ziert, in die zuvor keine Narkotika appliziert wurden. Es wurden 20-Milliliter-Perfusor-Spritzen
verwendet und das Applikationsvolumen wurde auf 0,1 Milliliter gerundet. Die Behandlung der
narkotisierten Tiere wurde 10 Minuten vor Beendigung der Baseline-Sammelperiode begonnen
und endete 5 Minuten vor Beendigung der Baseline-Sammelperiode (5 Minuten vor Entnahme
des letzten Leerwertes), da das Mikrodialysat circa 5 Minuten benötigte um von der Membran
zum Probensammelgefäß zu gelangen. In Tabelle 4 sind die Applikationsvolumina der einzelnen
Tiere aufgelistet.
Verwendete Geräte und Materialien
Venenkatheter Braunüle® 1,3 x 33 mm (B. Braun Melsungen AG, Melsungen) Spritzenpumpe Injectomat 2000® (Fresenius, Bad Homburg)
Tab. 4: Applikationsvolumina Versuch 1
Tiernummer Geschlecht Körpergewicht (kg)
Dosierung(mg/kg KG)
Applikationsvolumenberechnet (ml)
Applikationsvolumenappliziert (ml)
1 männlichkastriert 39,5 26 10,27 10,3
2 männlichkastriert 40,0 26 10,40 10,4
3 weiblich 41,0 26 10,70 10,7
4 weiblich 37,5 26 9,75 9,8
KG = Körpergewicht
66
Material und Methoden
3.3.5 Entnahme und Verarbeitung von Lungen-Mikrodialysat und Blut
Lungen-Mikrodialysat
Die Flussrate wurde während des gesamten Zeitraums der Probenentnahme auf 1,5 Mikroliter
pro Minute eingestellt. Während der Baseline-Sammelperiode wurden dreimal im Abstand von
20 Minuten (nach 20, 40 und 60 Minuten) Mikrodialysat-Leerwerte mit einem Probenvolumen
von 30 Mikroliter entnommen. Nach intravenöser Applikation von Cefrom® wurden Mikrodi-
alysat-Proben 20 Minuten nach Behandlung und dann alle 20 Minuten bis 8 Stunden nach der
Behandlung von narkotisierten Schweinen entnommen. Das Probenvolumen einer Probe betrug
demnach 30 Mikroliter. Die Probenentnahme erfolgte durch Ersatz des gefüllten Probensam-
melgefäßes durch ein neues leeres Probensammelgefäß. Direkt nach der Entnahme wurde jedes
Probensammelgefäß in einem individuell gekennzeichneten Mikroröhrchen verschlossen und
innerhalb 1 Stunde in eine Gefriertruhe verbracht. Die Proben wurden bis zur Analyse bei minus
70 bis minus 80 Grad Celsius gelagert.
Blut
Nach intravenöser Applikation von Cefrom® wurden Blutproben (circa 5 Milliliter pro Pro-
benentnahmezeitpunkt) in Kalium-EDTA-Monovetten durch Venenpunktion einer Jugularvene
von narkotisierten Schweinen zu den folgenden Zeitpunkten entnommen: vor der Behandlung,
sowie 20 Minuten, 1, 2, 4, 6 und 8 Stunden nach der Behandlung. Die Blutproben wurden bis zu
ihrer Verarbeitung in Eiswasser gelagert. Innerhalb 1 Stunde nach Entnahme wurden die Proben
bei 0 Grad Celsius und 2000 RZB für circa 15 Minuten zentrifugiert. 3 Aliquote (A, B, C) Blut-
plasma mit einem Volumen von circa je 0,6 Milliliter wurden von jeder Probe in separate indi-
viduell gekennzeichnete Mikroröhrchen abpipettiert und direkt in eine Gefriertruhe verbracht.
Die Proben wurden bis zur Analyse bei minus 70 bis minus 80 Grad Celsius gelagert.
Verwendete Geräte und Materialien
Mikroröhrchen Mikroröhrchen® 2ml (Sarstedt, Nümbrecht)Kanülen Kanüle 1,2 x 75 mm (Erhardt, Geislingen)Monovetten S-Monovette K-EDTA®, 9 ml (Sarstedt, Nümbrecht)Zentrifuge Rotixa RP®
(Hettich, Tuttlingen)
67
Material und Methoden
3.3.6 Einschläfern der Versuchstiere
Nach den letzten Probenentnahmen (8 Stunden nach Behandlung mit Cefrom®) wurden die
in tiefer Narkose befindlichen Tiere durch intravenöse Applikation von T61 in einer Dosierung
von 5 Milliliter pro 50 Kilogramm Körpergewicht eingeschläfert und der Mikrodialysekatheter
wurde aus der Lunge entfernt.
Verwendetes Medikament
Tetracainhydrochlorid (5 mg/ml) T61®Mebezoniumiodid (50 mg/ml) (Intervet, Unterschleißheim)Embutramid (200 mg/ml)
68
Material und Methoden
3.4 Durchführung Versuch 2
3.4.1 Versuchsablauf
Ablauf des gesamten Versuchs
Ablauf eines Versuchstages
Akklimatisationsphasecirca 1 Woche
1 Schwein pro Versuchstag: OP, Behandlung, ProbenentnahmeEinschläfern 8 h nach Behandlung
pathologische Untersuchung
Einstallung derTiere Nr. 5 bis 12
Einsatz Katheterin Lunge
Eröffnung Thorax
Spülen Katheter
Leerwertentnahme Mikrodialysat, ELF, Blut
Wiegen Narkose-einleitung
Sedation OP-Vorbereitung prä-anästhetischeUntersuchung
pathologisch-makroskopische Untersuchung der Lunge + Entnahme histologischer Proben Homogenisierung des Lungengewebes
Entnahme Mikrodialysat (alle 20 min bis 8 h nach Behandlung) und ELF + Blut (20 min,
1, 2, 4, 6, 8 h nach Behandlung) unter Narkose
Einschläfern8 h nach
Behandlung
Verschlussdes Thorax
Behand-lung
69
Material und Methoden
3.4.2 Narkose
Die prä-anästhetische Untersuchung und Sedation, die Narkoseeinleitung und die Aufrechter-
haltung der Narkose, sowie die Überwachung der Tiere während der Narkose wurde in Versuch
2 analog zu Versuch 1 durchgeführt (siehe Kapitel 3.3.2).
3.4.3 Thorakotomie und Implantation des Mikrodialysekatheters
Die Eröffnung der Brusthöhle und Implantation des Katheters in das Lungengewebe wurde
ebenfalls analog zu Versuch 1 durchgeführt (siehe Kapitel 3.3.3). Allerdings wurde der Thorax
nach Einsatz des Katheters in die Lunge bei allen Tieren (Tiere Nr. 5 bis 12) durch separate Näh-
te des Muskelgewebes und der Haut verschlossen. Der Verschluss des Thorax erfolgte parallel zu
den Leerwert-Entnahmen und der Behandlung.
3.4.4 Applikation von Cefrom®
Die Applikation von Cefrom® erfolgte analog zu Versuch 1, wie in Kapitel 3.3.4 beschrieben.
In Tabelle 5 sind die Applikationsvolumina der einzelnen Tiere aufgelistet.
Tab. 5: Applikationsvolumina Versuch 2
Tiernummer Geschlecht Körpergewicht (kg)
Dosierung(mg/kg KG)
Applikationsvolumenberechnet (ml)
Applikationsvolumenappliziert (ml)
5 männlichkastriert 45,5 26 11,83 11,8
6 männlichkastriert 41,5 26 10,79 10,8
7 weiblich 41,0 26 10,66 10,7
8 männlichkastriert 46,5 26 12,09 12,1
9 weiblich 40,0 26 10,40 10,4
10 weiblich 44,0 26 11,44 11,4
11 männlichkastriert 44,0 26 11,44 11,4
12 weiblich 46,0 26 11,96 12,0
KG = Körpergewicht
70
Material und Methoden
3.4.5 Entnahme und Verarbeitung von Lungen-Mikrodialysat, Blut, Sekret des Bronchialepithels und Lungengewebe
Lungen-Mikrodialysat und Blut
Die Entnahme von Lungen-Mikrodialysat und Blut erfolgte analog zu Versuch 1 (siehe Kapitel 3.3.5).
ELF
Nach intravenöser Applikation von Cefrom® wurden ELF-Proben zu den folgenden Zeitpunk-
ten mittels Blättchenmethode von narkotisierten Schweinen entnommen: vor der Behandlung,
sowie 20 Minuten, 1, 2, 4, 6 und 8 Stunden nach der Behandlung. Vor der Entnahme der ELF
wurden Filterpapierblättchen auf eine Größe von circa 1 mal 2,5 Zentimeter zurechtgeschnitten.
Je 2 Blättchen wurden in einem individuell gekennzeichneten Plastikbehälter verschlossen und
die Behälter wurden inklusive der Blättchen gewogen. Die Entnahme der ELF wurde wie folgt
durchgeführt:
Der Endotrachealtubus, durch welchen die Schweine künstlich beatmet wurden, besaß am kra-
nialen Ende 2 Öffnungen. Eine Öffnung war mit dem Beatmungsgerät verbunden, durch die
andere Öffnung wurde ELF entnommen. Vor der Entnahme wurde der Endotrachealtubus in
die Bronchien vorgeschoben bis ein Widerstand auftrat. Um den Tubus zu reinigen wurde ein
Baumwolltupfer in der Klemme einer endoskopischen Fasszange befestigt (siehe Abbildung 16)
und die Fasszange wurde bis zum distalen Ende des Tubus vorgeschoben und wieder herausgezo-
gen. Danach wurde ein vorgewogenes Filterpapierblättchen aus einem Plastikbehälter entnom-
men und in der Klemme der Fasszange befestigt und die Fasszange wurde durch den Tubus in
die Bronchien vorgeschoben bis ein Widerstand auftrat. Das Blättchen verblieb circa 1 Minute
lang auf der Bronchialschleimhaut. Dann wurde die Fasszange mit dem Blättchen aus dem Tier
entfernt und das Blättchen wurde wieder in seinem Plastikbehälter verschlossen. Dieser Vorgang
wurde pro Probenentnahmezeitpunkt viermal durchgeführt um 4 mit ELF getränkte Filterpa-
pierblättchen pro Probenentnahmezeitpunkt zu erhalten (2 Behälter [A und B] mit je 2 Blätt-
chen). Die Plastikbehälter wurden innerhalb 1 Stunde nach der Entnahme in eine Gefriertruhe
verbracht. Die Proben wurden bis zur Analyse bei minus 70 bis minus 80 Grad Celsius gelagert.
Vor der Analyse wurde die Menge an ELF aus 2 Blättchen pro Behälter durch Wiegen jedes Be-
hälters und Subtraktion des vor der Entnahme protokollierten Gewichts bestimmt.
Lungengewebe
Nach Einschläfern der Tiere durch Blutentzug, Entnahme der Lunge, pathologisch-makrosko-
pischer Untersuchung und Probenentnahmen zwecks histologischer Untersuchungen wurden
die Trachea, die großen Bronchien und benachbarte Gewebe entfernt und das gesamte restliche
Lungengewebe wurde unter Zugabe von etwas Trockeneis in einem Mixer homogenisiert. 4
Aliquots (A, B, C, D) von je 20 Gramm wurden pro homogenisierter Lunge entnommen und in
71
Material und Methoden
individuell gekennzeichneten Plastikbehältern verschlossen. Die Plastikbehälter wurden inner-
halb 1 Stunde nach der Entnahme in eine Gefriertruhe verbracht. Die Proben wurden bis zur
Analyse bei minus 70 bis minus 80 Grad Celsius gelagert.
Verwendete Geräte und Materialien
Filterpapier Rundfilter® (Schleicher & Schuell, Dassel)
Plastikbehälter Reagenz- und Zentrifugenröhrchen®, (Filterpapierblättchen) 11,5 ml (Sarstedt, Nümbrecht)
Endoskopische Fasszange Endo-Technik® (W. Griesaud GmbH, Solingen)
Mixer Robot Coupe Typ R4® (Firma Robot Coupe, Saarbrücken)
Plastikbehälter Becher mit Schraubdeckel® 100 ml (Lungenhomogenat) (Sarstedt, Nümbrecht)
Abb. 16: Endoskopische Fasszange und Tupfer zur Reinigung des Tubus
72
Material und Methoden
3.4.6 Pathologisch-makroskopische Untersuchung und Entnahme, Bearbeitung und Untersuchung von Gewebeproben
Pathologisch-makroskopische Untersuchung
Nach Einschläfern der Tiere wurde der Brustkorb eröffnet und die Brusthöhle und die Lunge
begutachtet, sowie der Sitz des Katheters im Lungengewebe überprüft. Dann wurde der Kathe-
ter am Schaft durchtrennt und die Lunge wurde vorsichtig aus dem Brustkorb gelöst, wobei die
Membran und ein Teil des Schafts des Katheters sich immer noch im Lungengewebe befanden.
Nun wurden die pulmonale Pleura und das Lungengewebe makroskopisch untersucht, wobei der
Einstichkanal und das die Membran direkt umgebende Gewebe intensiv begutachtet wurden.
Entnahme, Bearbeitung und Untersuchung von Gewebeproben
Im Verlauf der pathologisch-makroskopischen Untersuchung wurden von der Einstichstelle
des Katheters und gegebenenfalls von anderen auffälligen Arealen der Lunge Gewebeproben
entnommen. Diese wurden sofort in mit Formalin gefüllten Plastikbehältern verschlossen. Die
Proben wurden nach mindestens 24-stündiger Fixierung mit einem Mikrotom-Messer zurecht-
geschnitten und in Gewebekapseln verbracht, welche in Formalin gelagert wurden. Im Veterinär-
Pathologischen Institut der Justus-Liebig-Universität Giessen wurden mit Hämatoxylin-Eosin
gefärbte histologische Schnitte angefertigt. Die histologischen Schnitte konnten nun mikrosko-
pisch untersucht werden.
Verwendete Geräte, Materialien und Reagenzien
Mikroskop Olympus CH 2® (Olympus, Hamburg)Plastikbehälter Becher mit Schraubdeckel® 120 ml (VWR-International GmbH, Darmstadt) Gewebekapseln Biopsie-Einbettkasetten® (Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe)Formalin Formalin 10% v/v®
(Fisher Scientific, Schwerte)
3.4.7 Einschläfern der Versuchstiere
Nach den letzten Probenentnahmen von Mikrodialysat, Blut und ELF (8 Stunden nach Behand-
lung mit Cefrom®) wurden die in tiefer Narkose befindlichen Tiere schmerzfrei durch Blutent-
zug getötet.
73
Material und Methoden
3.5 Durchführung Versuch 3
3.5.1 VersuchsablaufAblauf des gesamten Versuchs
Ablauf eines Versuchstages bei Einschläfern 8 h nach Behandlung
Akklimatisationsphasecirca 1 Woche
1 Schwein pro Versuchstag: OP, Behandlung, Probenentnahme
Einschläfern pathologische Un-tersuchung 8 h nach Behandlung
(n=4) oder 2 (n=1), 3 (n=1), 4 (n=1), 5 (n=1) d nach Behandlung
Einstallung derTiere Nr. 13 bis 20
Wiegen Sedation Narkose-einleitung OP-Vorbereitung prä-anästhetische
Untersuchung
Einschläfern8 h nach
Behandlung
Homogenisierung des Lungengewebes
pathologisch-makroskopische Untersuchung der Lunge + Entnahme histologischer Proben
Verschluss des Thorax Ausleitung
der Narkose
Entnahme Mikrodialysat (alle 20 min bis 8 h nach Behandlung) und Blut (20 min, 1, 2, 4, 6,
8 h nach Behandlung) von wachen TierenBehandlung
Einsatz Katheterin Lunge
Leerwertentnahme Mikrodialysat, Blut
Spülen Katheter
Eröffnung Thorax
74
Material und Methoden
Ablauf bei Einschläfern 2, 3, 4 oder 5 d nach Behandlung
3.5.2 Narkose, Aufwachphase und post-anästhetische Überwachung
Die prä-anästhetische Untersuchung und Sedation, die Narkoseeinleitung und die Aufrechter-
haltung der Narkose, sowie die Überwachung der Tiere während der Narkose wurden in Versuch
3 mit Ausnahme der im Folgenden beschriebenen Abweichungen analog zu Versuch 1 und 2
durchgeführt (siehe Kapitel 3.3.2). Den Schweinen wurde kein Muskelrelaxans appliziert. Nach
Verschluss des Thorax wurde die Narkose ausgeleitet. Um eine lückenlose peri- und postope-
rative Analgesie zu gewährleisten wurde den Tieren nach Unterbrechung der intravenösen Ap-
plikation der Fentanyl-Injektioslösung ein Fentanyl-Pflaster am Ohrgrund aufgeklebt. Während
der Aufwachphase wurden die folgenden Parameter alle 15 Minuten bestimmt: Sauerstoffsätti-
gung, Blutdruck, Herzfrequenz und Herzrythmus, Frequenz und Qualität der Atmung, Körper-
temperatur, sowie Farbe, Feuchtigkeit und kapilläre Rückfüllzeit der Schleimhäute. Nach der
Aufwachphase wurden die Tiere bis zur letzten Probennetnahme (8 Stunden nach Behandlung)
alle 30 Minuten klinisch untersucht. Die Untersuchung umfasste die Bestimmung von Herzfre-
quenz und Herzrythmus, Frequenz und Qualität der Atmung, der Körpertemperatur, sowie Far-
be, Feuchtigkeit und kapillärer Rückfüllzeit der Schleimhäute. Diejenigen Tieren, welche nicht
Wiegen Sedation Narkose-einleitung OP-Vorbereitung prä-anästhetische
Untersuchung
BehandlungLeerwertentnahme Mikrodialysat, Blut
Einsatz Katheterin Lunge
Spülen Katheter
Eröffnung Thorax
Einschläfern2, 3, 4 oder 5 d
nach Behandlung
Homogeni-sierung des
Lungengewebes
pathologisch-makroskopische Untersuchung der Lunge +
Entnahme histologischer Proben
Überwachung der Tiere
Verschluss des Thorax Ausleitung
der Narkose
Entnahme Mikrodialysat (alle 20 min bis 8 h nach Behandlung) und Blut (20 min, 1, 2, 4, 6,
8 h nach Behandlung) von wachen Tieren
Entfernung des Katheters 8 h
nach Behandlung
75
Material und Methoden
8 Stunden nach Behandlung eingeschläfert wurden, wurden weiterhin alle 4 Stunden bis 12
Stunden nach Entfernung des Katheters (8 Stunden nach Behandlung) und dann zweimal täglich
bis zur Euthanasie klinisch untersucht.
Zur postoperativen Analgesie verwendetes Medikament
Fentanyl-Pflaster Fentanyl-Pflaster 100 µg/h®
(Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel)
3.5.3 Thorakotomie und Implantation des Mikrodialysekatheters
Die Eröffnung der Brusthöhle, die Implantation des Katheters in das Lungengewebe und der Ver-
schluss des Thorax wurde analog zu Versuch 2 durchgeführt (siehe Kapitel 3.3.3 und 3.4.3). Nach
Verschluss des Thorax, Ausleitung der Narkose und Extubation wurden die Schweine bis zur letz-
ten Probenentnahme in einen modifizierten Metabolismuskäfig verbracht (siehe Abbildung 17).
3.5.4 Applikation von Cefrom®
Die Applikation von Cefrom® erfolgte analog zu Versuch 1 und 2, wie in Kapitel 3.3.4 beschrie-
ben. In Tabelle 6 sind die Applikationsvolumina der einzelnen Tiere aufgelistet.
Tab. 6: Applikationsvolumina Versuch 3
KG = Körpergewicht
Tiernummer Geschlecht Körpergewicht (kg)
Dosierung(mg/kg KG)
Applikationsvolumenberechnet (ml)
Applikationsvolumenappliziert (ml)
13 männlichkastriert 26 11,05 11,1
14 männlichkastriert 38,5 26 10,01 10,0
15 männlichkastriert 38,5 26 10,01 10,0
16 männlichkastriert 39,0 26 10,14 10,1
17 weiblich 42,0 26 10,92 10,9
18 weiblich 45,0 26 11,70 11,7
19 weiblich 40,5 26 10,53 10,5
20 weiblich 48,0 26 12,48 12,5
42,5
76
Material und Methoden
3.5.5 Entnahme und Verarbeitung von Lungen-Mikrodialysat und Blut
Lungen-Mikrodialysat
Die Entnahme von Lungen-Mikrodialysat wurde mit Ausnahme der folgenden Abweichungen
analog zu Versuch 1 und 2 (siehe Kapitel 3.3.5 und 3.4.5) durchgeführt: Die Baseline-Sammel-
periode und die Probenentnahme 20 Minuten nach Behandlung erfolgte zeitgleich mit dem Ver-
schluss des Thorax und Ausleitung der Narkose und wurde demnach in narkotisierten Schweinen
durchgeführt. Die folgenden Proben (40 Minuten bis 8 Stunden nach Behandlung) wurden von
wachen Schweinen entnommen. Die beabsichtige Flussrate des Perfusats von 1,5 Mikroliter pro
Minute wurde während des Probenentnahmezeitraumes bei den Tieren Nr. 13, 16, 17, 18 und 20
auf Grund variierender Probenvolumina (unter 30 Mikroliter) zeitweise adaptiert. Die Flussraten
wurden während der Probenentnahmezeiträume der einzelnen Tiere wie folgt eingestellt:
• Tiere Nr. 14, 15, 19:
1,5 µl/min während des gesamten Probenentnahmezeitraumes
• Tier Nr. 13:
bis 100 min nach Behandlung 1,5 µl/min, 100 bis 480 min nach
Behandlung 3,2 µl/min
• Tier Nr. 16:
bis 200 min nach Behandlung 1,5 µl/min, 200 bis 220 min nach
Behandlung 4,1 µl/min, 220 bis 240 min nach Behandlung 3,5 µl/
min, 240 bis 380 min nach Behandlung 2,6 µl/min, 380 bis 480 min
nach Behandlung 1,5 µl/min
• Tier Nr. 17:
bis 40 min nach Behandlung 1,5 µl/min, 40 bis 140 min nach
Behandlung 2,6 µl/min, 140 bis 200 min nach Behandlung 3,2 µl/
min, 200 bis 280 min nach Behandlung 2,6 µl/min, 280 bis 300 min
nach Behandlung 3,2 µl, 300 bis 440 min nach Behandlung 2,6
µl/min, 440 bis 480 min nach Behandlung 1,5 µl/min
• Tier Nr. 18:
bis 20 min nach Behandlung 1,5 µl/min, 20 bis 140 min nach
Behandlung 2,6 µl/min, 140 bis 220 min nach Behandlung 3,2 µl,
220 bis 240 min nach Behandlung 2,6 µl/min, 240 bis 300 min
nach Behandlung 3,2 µl/min, 300 bis 380 min nach Behandlung
77
Material und Methoden
2,6 µl/min, 380 bis 420 min nach Behandlung 3,2 µl/min, 420 bis
480 min nach Behandlung 2,6 µl/min
• Tier Nr. 20:
bis 60 min nach Behandlung 1,5 µl/min, 60 bis 220 min nach
Behandlung 2,6 ml/min, 220 bis 480 min nach Behandlung
1,5 µl/min
Nach den letzten Probenentnahmen 8 Stunden nach Behandlung wurde der Mikrodialysekathe-
ter aus Lunge und Thorax der Tiere Nr. 13, 15, 18 und 19 herausgezogen und die Tiere wurden
in Einzelbuchten verbracht.
Blut
Die Entnahme von Blut erfolgte in wachen Schweinen, aber abgesehen davon analog zu Versuch
1 und 2 (siehe Kapitel 3.3.5).
Abb. 17: Mikrodialyseversuch im wachen Schwein
78
Material und Methoden
3.5.6 Pathologisch-makroskopische Untersuchung und Entnahme, Bearbeitung und Untersuchung von Gewebeproben
Pathologisch-makroskopische Untersuchung
Die Überprüfung des Sitzes des Katheters im Lungengewebe, sowie die makroskopische Unter-
suchung des Brustkorbs und der Lunge der Tiere Nr. 14, 16, 17 und 20 nach Einschläfern durch
Blutentzug 8 Stunden nach Behandlung erfolgte analog zu Versuch 1 (siehe Kapitel 3.4.6). Die
Tiere Nr. 19, 15, 18 und 13 wurden jeweils 2, 3, 4 oder 5 Tage nach Behandlung schmerzfrei
durch Blutentzug getötet und auch hier wurde eine makroskopische Untersuchung durchge-
führt.
Entnahme, Bearbeitung und Untersuchung von Gewebeproben
In Versuch 3 wurden bei allen 8 Tieren histologische Proben analog zu Versuch 2 entnommen,
verarbeitet und untersucht (siehe Kapitel 3.4.6).
3.5.7 Einschläfern der Versuchstiere
Die in tiefer Narkose befindlichen Tiere Nr. 14, 16, 17 und 20 wurden nach den letzten Proben-
entnahmen von Mikrodialysat und Blut (8 Stunden nach Behandlung mit Cefrom®) schmerzfrei
durch Blutentzug getötet. Die Tiere Nr. 19, 15, 18 und 13 wurden jeweils 2, 3, 4 oder 5 Tage
nach Behandlung mit Cefrom® mit einer Elektrozange betäubt und ebenfalls schmerzfrei durch
Blutentzug getötet.
79
Material und Methoden
3.6 Aufarbeitung und Analyse der Proben
3.6.1 Analytische Methode
Alle Proben, das heißt Mikrodialysat-Proben und Proben der Stammlösungen aus den In-vitro-
Wiederfindungsversuchen, Lungen-Mikrodialysat-Proben, Blutplasma-Proben, ELF-Proben und
Lungenhomogenat-Proben aus den In-vivo-Versuchen, wurden qualitativ und quantitativ mittels
online-SPE gekoppelt mit HPLC und MS/MS (SPE-HPLC-MS/MS) unter Verwendung eines
internen Standards (Cefquinom) analysiert. Zur isokratischen Elution der HPLC wurden Metha-
nol (HPLC-Grade) und Essigsäure (0,1 Prozent) als Fließmittel eingesetzt. Die Injektion erfolgte
mit einem Probenschleifen-System. Die Füllung der Trennsäule bestand aus unpolar modifiziertem
Kieselgel (Reversed-Phase-Material). Die Detektion erfolgte mittels MS/MS; Tripelquad-System
mit Eletrospray-Ionisation und Selected Reaction Monitoring (SRM). Für jede analytische Se-
quenz wurde eine Kalibrierkurve (Mikrodialysat-Proben) beziehungsweise eine Matrixkalibrier-
kurve (Blutplasma-, ELF-, Lungenhomogenat-Proben) erstellt. Die Analyse wurde kontrolliert
und überwacht durch Verwendung von 6 Qualitätskontrollproben (3 Konzentrationslevel mit je
2 Kontrollproben) innerhalb jeder analytischen Sequenz. Für die Qualitätskontrollproben wurde
eine Abweichung von ± 30 Prozent akzeptiert. Mindestens 4 der 6 Qualitätskontrollproben muss-
ten innerhalb dieses Bereichs liegen, wobei die beiden Qualitätskontrollproben, welche außerhalb
des festgelegten Bereichs liegen, nicht denselben Konzentrationslevel haben durften.
Verwendete Geräte, Chemikalien und Lösungsmittel
Online-SPE Prospekt® (Spark, Emmen, Niederlande)
HPLC Surveyor® (Thermo Fisher Scientific, Reinach)
MS TSQ 7000 Triple Quadrupol® (Thermo Fisher Scientific, Reinach)
Cefquinom Cefquinom Sulfat (ACS Dobfar, Tribiano, Italien)
Methanol (Fisher Scientific, Schwerte)
Essigsäure Suprapur® (Merck, Darmstadt)
Reinstwasser Milli-Q-Wasser® (Fisher Scientific, Schwerte)
80
Material und Methoden
3.6.2 Mikrodialysat-Proben und Proben der Stammlösungen aus den Wiederfindungs- versuchen und Lungen-Mikrodialysat-Proben
Die Aufarbeitung der Proben wurde wie folgt durchgeführt: Den im Probensammelgefäß be-
findlichen Mikrodialysat-Proben aus den Wiederfindungsversuchen und den Lungen-Mikrodi-
alysat-Proben aus den Versuchen 1 und 2 (Probenvolumen 30 Mikroliter) wurden je 125 Mi-
kroliter interne Standardlösung 1 (ISL 1) zugegeben. Dann wurde das gesamte Volumen in ein
Mikro-HPLC-Vial überführt und mittels Vortex kurz durchmischt. Von den Lungen-Mikrodia-
lysat-Proben aus Versuch 3 wurden je 10 Mikroliter in ein Mikro-HPLC-Vial überführt. In eini-
gen Fällen war das Probenvolumen sehr gering, so dass lediglich 5 Mikroliter überführt werden
konnten; hier wurden dann 5 Mikroliter entgaste Ringerlösung zugegeben. Nach Zugabe von
150 Mikroliter ISL 1 wurden die Proben ebenfalls durchmischt. Den Proben der Stammlösungen
im Mikro-HPLC-Vial (Probenvolumen 30 Mikroliter) wurden je 125 Mikroliter ISL 1 zugege-
ben und auch diese wurden kurz durchmischt. Die Kalibrierkurve wurde im Bereich von 0,01
bis 50 Mikrogramm Cefpirom je Milliliter erstellt, indem Cefpirom zunächst in Reinstwasser
gelöst wurde und nach entsprechender Verdünnung 30 Mikroliter einer Verdünnungsstufe je 125
Mikroliter ISL 1 (Versuch 1 und 2), beziehungsweise 10 Mikroliter einer Verdünnungsstufe je
150 Mikroliter ISL 1 (Versuch 3) zugegeben wurden. Die Konzentrationen der Qualitätskont-
rollproben betrugen 0,1, 2 und 40 Mikrogramm Cefpirom je Milliliter. Die Qualitätskontroll-
proben wurden ebenfalls hergestellt durch Lösen von Cefpirom in Reinstwasser, entsprechender
Verdünnung und Zugabe von 30 Mikroliter einer Verdünnungsstufe zu je 125 Mikroliter ISL
1 (Versuch 1 und 2), beziehungsweise Zugabe von 10 Mikroliter einer Verdünnungsstufe zu je
150 Mikroliter ISL 1 (Versuch 3). Das Injektionsvolumen in der HPLC betrug 70 Mikroliter bei
einem Eluentenfluss von 300 Mikroliter pro Minute. Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei
0,01 Mikrogramm pro Milliliter für die Proben aus den Wiederfindungsversuchen und für die
Lungen-Mikrodialysat-Proben aus den Versuchen 1 und 2; für die Lungen-Mikrodialysat-Proben
aus Versuch 3 lag die untere Quantifizierungsgrenze bei 0,05 Mikrogramm pro Milliliter.
Verwendete Geräte und Lösungen
Vortex Reaxtop®
(Heidolph, Schwabach)
ISL 1 5 µg Cefquinom/ml Reinstwasser
Lösungen der 0,01; 0,1; 0,5; 2,5; 10; 50 Matrixkalibrierkurve µg Cefpirom/ml Reinstwasser
Lösungen der 0,1; 2; 40 µg Cefpirom/mlQualitätskontrollproben Reinstwasser
81
Material und Methoden
3.6.3 Blutplasma-Proben
Die Aufarbeitung der Proben (A Aliquote) wurde wie folgt durchgeführt: Jeweils 200 Mikroliter
einer Plasma-Probe wurden in ein Plastikröhrchen überführt und es wurden 20 Mikroliter inter-
ne Standardlösung 1 (ISL 1) zugegeben. Es folgte eine kurze Durchmischung mittels Vortex. Nun
wurden je 400 Mikroliter Acetonitril und Reinstwasser zugegeben. Es folgte erneut eine kurze
Durchmischung mittels Vortex. Dann wurden die Proben bei 10 Grad Celsius und 3300 RZB
circa 10 Minuten lang zentrifugiert. Je 100 Mikroliter des Überstandes wurden in ein HPLC-Vial
überführt und in 900 Mikroliter Essigsäure (0,1 Prozent) gelöst und mittels Vortex durchmischt.
Die Matrixkalibrierkurve wurde im Bereich von 0,15 bis 100 Mikrogramm Cefpirom je Millili-
ter Plasma erstellt, indem Cefpirom zunächst in Reinstwasser gelöst und entsprechend verdünnt
wurde und jeweils 20 Mikroliter einer Verdünnungsstufe und 20 Mikroliter ISL 1 je 200 Mikroli-
ter Blank-Plasma zugegeben wurden. Die Konzentrationen der Qualitätskontrollproben betrugen
0,5, 10 und 80 Mikrogramm Cefpirom je Milliliter Plasma. Die Qualitätskontrollproben wurden
ebenfalls hergestellt durch Lösen von Cefpirom in Reinstwasser, entsprechender Verdünnung und
Zugabe von 20 Mikroliter einer Verdünnungsstufe zu je 20 Mikroliter ISL 1 und 200 Mikroliter
Blank-Plasma. Die Proben der Matrixkalibrierkurve und die Qualitätskontrollproben wurden
analog zu den Blutplasma-Proben aus den Versuchen aufgearbeitet. Das Injektionsvolumen in
der HPLC betrug 250 Mikroliter bei einem Eluentenfluss von 300 Mikroliter pro Minute. Die
untere Quantifizierungsgrenze für Blutplasma lag bei 0,015 Mikrogramm pro Milliliter.
Verwendete Geräte, Reagenzien und Lösungen
Zentrifuge Rotana 46R® (Hettich, Tuttlingen)
Acetonitril (Fisher Scientific, Schwerte)
Lösungen der 0,15; 0,3; 0,5; 1; 5; 10; 20; 40; 100Matrixkalibrierkurve µg Cefpirom/ml Reinstwasser
Lösungen der 0,5; 10; 80 µg Cefpirom/ml Qualitätskontrollproben Reinstwasser
82
Material und Methoden
3.6.4 Proben von Sekret des Bronchialepithels
Vor der Probenaufarbeitung und Analyse wurde, wie bereits in Kapitel 3.4.5 beschrieben, die
Menge an ELF aus 2 Blättchen pro Behälter durch Wiegen jedes Behälters und Subtraktion
des vor der Entnahme protokollierten Gewichts bestimmt. Die Aufarbeitung der Proben wurde
wie folgt durchgeführt: 2 Blättchen in 1 Behälter wurden jeweils 20 Mikroliter interne Stan-
dardlösung 2 (ISL 2), 20 Mikroliter Reinstwasser und je 2 Milliliter Acetonitril und Essigsäure
(0,1 Prozent) zugegeben. Es folgte eine kurze Durchmischung mittels Vortex. Dann wurden die
Proben bei 10 Grad Celsius und 3300 RZB circa 10 Minuten lang zentrifugiert. Je 75 Mikroliter
des Überstandes wurden in ein HPLC-Vial überführt und in 1425 Mikroliter Essigsäure (0,1
Prozent) gelöst und mittels Vortex durchmischt. Die Matrixkalibrierkurve wurde im Bereich
von 0,15 bis 100 Mikrogramm Cefpirom je Gramm ELF erstellt, indem Cefpirom zunächst in
Reinstwasser gelöst und entsprechend verdünnt wurde und jeweils 20 Mikroliter einer Verdün-
nungsstufe und 20 Mikroliter ILS 2 2 Blank-ELF-Blättchen zugegeben wurden. Die weitere
Aufarbeitung erfolgte analog zu den Blättchen aus den Versuchen. Die Konzentrationen der
Qualitätskontrollproben betrugen 0,4, 4 und 40 Mikrogramm Cefpirom je Gramm ELF. Die
Qualitätskontrollproben wurden ebenfalls hergestellt durch Lösen von Cefpirom in Reinstwasser,
entsprechender Verdünnung und Zugabe von jeweils 20 Mikroliter einer Verdünnungsstufe und
20 Mikroliter ILS 2 zu 2 Blank-Blättchen. Auch hier erfolgte die weitere Aufarbeitung analog zu
den Blättchen aus den Versuchen. Das Injektionsvolumen in der HPLC betrug 250 Mikroliter
bei einem Eluentenfluss von 300 Mikroliter pro Minute. Die untere Quantifizierungsgrenze für
ELF lag bei 0,015 Mikrogramm pro Milliliter.
Verwendete Lösungen
ISL 2 7,5 µg Cefquinom/ml Reinstwasser
Lösungen der 0,15; 0,3; 0,5; 1; 5; 10; 20; 40; 100Matrixkalibierkurve µg Cefpirom/ml Reinstwasser
Lösungen der 0,4, 4, 40 µg Cefpirom/ml Reinst-
Qualitätskontrollproben wasser
83
Material und Methoden
3.6.5 Lungenhomogenat-Proben
Die Aufarbeitung der Proben (A und B Aliquote) wurde wie folgt durchgeführt: 1 Gramm jeder
Probe wurde in je ein Glasröhrchen überführt. Nun wurden 100 Mikroliter interne Standard-
lösung 1 (ISL 1), 3 Milliliter Acetonitril und 2 Milliliter Reinstwasser zugegeben. Das Gemisch
wurde circa 45 Sekunden lang mittels Ultra Turrax homogenisiert, wobei der Ultra Turrax nach
jeder Probe mit Wasser und Ethanol gereinigt wurde. Es folgte eine Durchmischung mittels Vor-
tex für 15 Minuten. Dann wurden die Proben bei 10 Grad Celsius und 3300 RZB circa 15 Mi-
nuten lang zentrifugiert. Anschließend wurden 2 Milliliter des Überstandes in ein Glasröhrchen
überführt und bei 50 Grad Celsius und 5 bis 6 Psi mittels Nitrogen-Druckstrom getrocknet. Die
getrocknete Matrix wurde mit 2 Milliliter Essigsäure (0,1 Prozent) versetzt und es folgte eine
Durchmischung mittels Vortex. Nun wurden die Proben durch einen Spritzenfilter (Porengröße
0,45 Mikrometer) in eine HPLC-Vial gefiltert. Die Matrixkalibrierkurve wurde im Bereich von
0,15 bis 100 Mikrogramm Cefpirom je Gramm Lungengewebe erstellt, indem Cefpirom zu-
nächst in Reinstwasser gelöst und entsprechend verdünnt wurde und jeweils 100 Mikroliter einer
Verdünnungsstufe und 100 Mikroliter ISL 1 je 1 Gramm Blank-Lungenhomogenat zugegeben
wurden. Die Konzentrationen der Qualitätskontrollproben betrugen 0,5, 10 und 80 Mikrogramm
Cefpirom je Gramm Lungengewebe. Die Qualitätskontrollproben wurden ebenfalls hergestellt
durch Lösen von Cefpirom in Reinstwasser, entsprechender Verdünnung und Zugabe von 100
Mikroliter einer Verdünnungsstufe und je 100 Mikroliter ISL 1 zu 1 Gramm Blank-Lungenho-
mogenat. Die Proben der Matrixkalibrierkurve und die Qualitätskontrollproben wurden analog
zu den Lungenhomogenat-Proben aus den Versuchen aufgearbeitet. Das Injektionsvolumen in
der HPLC betrug 500 Mikroliter bei einem Eluentenfluss von 300 Mikroliter pro Minute. Die
untere Quantifizierungsgrenze für Lungenhomogenat lag bei 0,015 Mikrogramm pro Milliliter.
Verwendete Geräte und Lösungen
Ultra Turrax TH® (Omni, Marietta, U.S.A.)
Evaporator Zymark Turbovap® (GenTech Scientific, New York, U.S.A.)
Lösungen der 0,15; 0,3; 0,5; 1; 5; 10; 20; 40; 100Matrixkalibierkurve µg Cefpirom/ml Reinstwasser
Lösungen der 0,5; 10; 80 µg Cefpirom/ml Reinst- Qualitätskontrollproben wasser
84
Material und Methoden
3.7 Berechnungen und statistische Auswertung
3.7.1 Relative Wiederfindung der Mikrodialysekatheter
Die relative Wiederfindung wurde für jeden Katheter für 3 verschiedene bekannte Konzentratio-
nen zu je 3 Zeitpunkten (nach 20, 40 und 60 Minuten) bestimmt. Um die exakte Konzentration
von Cefpirom in den Stammlösungen zu erhalten, wurden von jeder der 3 Stammlösungen 2
Proben entnommen, der Gehalt an Cefpirom bestimmt und ein Mittelwert (n=2) aus den ge-
messenen Konzentrationen einer Stammlösung gebildet. Dann wurde die relative Wiederfindung
für jeden Zeitpunkt und jede Konzentration (3 Konzentrationen mit je 3 Zeitpunkten) mit Hilfe
der Cefpirom-Konzentrationen in den Stammlösungen und den im Mikrodialysat gemessenen
Konzentrationen wie folgt berechnet:
Die relative Wiederfindung eines Katheters wurde durch Bildung des arithmetischen Mittelwerts
(n=9) bestimmt.
3.7.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge, im Blutplasma, Sekret des Bronchialepithels und Lungengewebe
EZF
Mit Hilfe der für jeden Mikrodialysekatheter bestimmten relativen Wiederfindung und den im
Lungen-Mikrodialysat gemessenen Konzentrationen konnten die Konzentrationen von Cefpi-
rom in der EZF der Lunge wie folgt berechnet werden:
rW = × 100
[rW] = %
[Cefpirom - KonzentrationMikrodialysat
] = µg/ml
[Cefpirom - KonzentrationStammlösung
] =
µg/ml
Cefpirom - KonzentrationMikrodialysat
Cefpirom - KonzentrationStammlösung
85
Material und Methoden
Cefpirom - KonzentrationEZF
= × 100
[rW] = %
[Cefpirom - KonzentrationEZF
] = µg/ml
[Cefpirom - KonzentrationLungen-Mikrodialysat
] =
µg/ml
Cefpirom - KonzentrationLungen-Mikrodialysat
rW
Für jeden Versuch (Versuch 1, 2 und 3) wurden pro Probenentnahmezeitpunkt der arithmetische
Mittelwert (MW) und die Standardabweichung (Standard Deviation [SD]) der im jeweiligen
Versuch bestimmten Cefpirom-Konzentrationen in der EZF berechnet. Für die Versuche 2 und 3
wurden pro Probenentnahmezeitpunkt zusätzlich der Maximal- und Minimalwert, sowie 1. und
3. Quartil und der Medianwert berechnet.
Blutplasma
Für jeden Versuch (Versuch 1, 2 und 3) wurden pro Probenentnahmezeitpunkt der arithmetische
Mittelwert und die Standardabweichung der im jeweiligen Versuch gemessenen Cefpirom-Kon-
zentrationen im Blutplasma berechnet. Für die Versuche 2 und 3 wurden pro Probenentnahme-
zeitpunkt zusätzlich der Maximal- und Minimalwert, sowie 1. und 3. Quartil und der Median-
wert berechnet.
ELF
Bezüglich der ELF-Proben aus Versuch 2 wurde für jeden Probenentnahmezeitpunkt der arith-
metische Mittelwert aus den gemessenen Cefpirom-Konzentrationen der Blättchen von Behälter
A und B gebildet. Des Weiteren wurde pro Probenentnahmezeitpunkt der arithmetische Mittel-
wert und die Standardabweichung, sowie der Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und
der Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (Mittelwert aus Behälter A und B)
berechnet.
Lungengewebe
Bezüglich der Lungenhomogenat-Proben aus Versuch 2 wurde für jeden Probenentnahmezeit-
punkt der arithmetische Mittelwert aus den in Aliquot A und B gemessenen Cefpirom-Kon-
zentrationen gebildet. Des Weiteren wurden pro Probenentnahmezeitpunkt der arithmetische
Mittelwert und die Standardabweichung, sowie der Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quar-
til und der Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen im Lungenhomogenat (Mittelwert aus
Aliquot A und B) berechnet.
Die Berechnungen und die Erstellung von Graphiken erfolgten mit Hilfe des Computerpro-
gramms Microsoft Office Excel 2003.
86
Material und Methoden
3.7.3 Statistische Testverfahren
Die statistischen Testverfahren wurden mit Hilfe des Computerprogramms SAS (Version 9.1.3)
durchgeführt. Das Signifikanzniveau wurde auf α=0,05 festgesetzt. Zum Vergleich der Konzen-
trations-Zeitprofile von Cefpirom in den einzelnen Matrices und Versuchen wurde eine Vari-
anzanalyse mit wiederholten Beobachtungen durchgeführt. Miteinander verglichen wurden die
Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der Lunge aus Versuch 1 und 2, sowie die
Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der Lunge aus Versuch 2 und 3. Bei diesen
paarweisen Vergleichen waren die Zeit und die Interaktion Zeit/ Versuch die Intra-Subjekt-Fak-
toren und der Versuch war der Inter-Subjekt-Faktor. Zusätzlich wurde für die Konzentrationen
von Cefpirom in der EZF der Lunge, im Blutplasma und in der ELF aus Versuch 2 (eingeschränkt
auf die Probenentnahmezeitpunkte 20, 60, 120, 240, 360 und 480 Minuten nach Behandlung) ein
globaler Vergleich der Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in den 3 Matrices durchgeführt.
Hierbei waren die Zeit und die Interaktion Zeit/ Matrix die Intra-Subjekt-Faktoren und die
Matrix war der Inter-Subjekt-Faktor. Da hierbei alle Effekte mit einem p-Wert von p <0,0001
hochsignifikant waren, wurden anschließend die Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in
den einzelnen Matrices paarweise miteinander verglichen (Vergleich der Konzentrations-Zeit-
profile von Cefpirom in der EZF der Lunge und im Blutplasma, in der EZF und in der ELF, im
Blutplasma und in der ELF). Weiterhin wurden die Konzentrationen von Cefpirom in der EZF
der Lunge, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe am Probenentnahmezeitpunkt
8 Stunden (480 Minuten) nach Behandlung (Versuch 2) mittels eines multiplen Testverfahrens
(Step-Down-Verfahren von Ryan-Einot-Gabriel-Welsch, Signifikanzniveau α=0,05) paarweise
miteinander verglichen.
3.7.4 Pharmakokinetische Parameter
Die pharmakokinetische Auswertung erfolgte mit Hilfe des Computerprogramms Pharsight
WinNonlin Professional (Version 5.2.1), wobei die pharmakokinetischen Parameter mittels
nicht-kompartimenteller Analyse (Non Compartemental Analysis [NCA] Model 201 – Bolus
IV Input für Plasma Daten) berechnet wurden. Eine pharmakokinetische Auswertung wurde für
Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blutplasma (Versuch 1, 2, 3) der einzelnen Versu-
che, sowie für Cefpirom-Konzentrationen in der ELF (Versuch 2) durchgeführt. Die folgenden
pharmakokinetischen Parameter wurden berechnet:
• Fläche unter der Konzentrations-Zeitkurve bis zum letzten Probenentnah-
mezeitpunkt, an dem die gemessene Konzentration über der Detektionsgren-
ze lag (AUClast
)
• beobachtete Zeitspanne bis zum Erreichen der maximalen Konzentration (Tmax
)
• beobachtete maximale Konzentration (Cmax
).
87
Ergebnisse
4Ergebnisse
88
Ergebnisse
4.1 Versuch 1
4.1.1 Relative Wiederfindung der Katheter Nr. 1 bis 4
Für die Katheter Nr. 1, 2, 3 und 4 wurden die folgenden relativen Wiederfindungen ermittelt:
• Katheter Nr. 1: 90,16 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 1)
• Katheter Nr. 2: 111,49 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 2)
• Katheter Nr. 3: 78,36 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 3)
• Katheter Nr. 4: 97,18 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 4)
4.1.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge und im Blutplasma von narkotisierten Schweinen
Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Lunge (nicht-proteingebundene Fraktion)
Alle analytischen Sequenzen erfüllten die festgelegten Akkzeptanzkriterien (siehe Kapitel 3.6.1).
Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei 0,01 Mikrogramm pro Milliliter.
Die gemessenen Cefpirom-Konzentrationen im Lungen-Mikrodialysat und die mit Hilfe der
jeweiligen relativen Wiederfindung der verwendeten Katheter berechneten Cefpirom-Kon-
zentrationen in der EZF der Lunge der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnah-
mezeitpunkten sind in Tabelle 7 aufgelistet. Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Lunge
der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten, Mittelwerte (n=4) und
Standardabweichungen sind in Tabelle 8 aufgelistet. In Abbildung 18 sind die Werte aus Tabelle
8 graphisch dargestellt.
Die mittlere Cefpirom-Konzentration in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) stieg von
6,20 Mikrogramm pro Milliliter (20 Minuten nach Behandlung) auf 8,22 Mikrogramm pro Mil-
liliter (40 Minuten nach Behandlung) an und fiel dann kontinuierlich auf 0,59 Mikrogramm pro
Milliliter (480 Minuten [8 Stunden] nach Behandlung) ab.
89
Ergebnisse
Tab. 7: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 1)
LM = Lungen-MikrodialysatEZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,01 µg/ml)
Tiere Nr. 2, 3, 4 Abdeckung des Thorax mit TupfernTier Nr. 1 Verschluss des Thorax durch Nähte
*während der Baseline-Sammelperiode (1 h vor Behandlung) wurden nach 20, 40 und 60 min Leerwert-Proben entnommen. Die Behandlung mit Cefrom® begann 10 min und endete 5 min vor Entnahme von Leerwert 3, da das Dialysat exakt 4,8 min benö-tigte, um von der Membran zum Probensammelgefäß zu gelan-gen. Da auf 5 min gerundet wurde, wurden in Leerwert 3 niedrige Konzentrationen gemessen.0
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF(µg/ml)
Tier Nr. 1 Tier Nr. 2 Tier Nr. 3 Tier Nr. 4
LM EZF LM EZF LM EZF LM EZF
Leerwert 1 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 2 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 3 0,11* 0,12* NQ NQ NQ NQ 0,11* 0,11*
20 8,65 9,59 3,65 3,27 2,64 3,37 8,33 8,57
40 10,56 11,72 6,85 6,14 3,49 4,45 10,28 10,58
60 9,87 10,95 6,77 6,07 3,22 4,11 9,83 10,12
80 8,73 9,69 6,45 5,79 2,69 3,43 8,43 8,68
100 7,72 8,57 3,37 3,02 2,33 2,97 7,53 7,75
120 6,91 7,66 4,56 4,09 2,10 2,68 6,67 6,86
140 6,23 6,91 4,52 4,05 1,74 2,22 6,17 6,35
160 5,54 6,15 3,97 3,56 1,51 1,92 5,43 5,59
180 4,99 5,53 3,30 2,96 1,22 1,55 4,88 5,02
200 4,80 5,33 2,91 2,61 1,03 1,31 4,63 4,76
220 4,00 4,44 2,58 2,31 0,93 1,18 3,93 4,04
240 3,49 3,87 2,16 1,93 0,81 1,04 3,47 3,57
260 3,19 3,54 1,87 1,68 0,69 0,89 3,13 3,22
280 2,86 3,18 1,59 1,43 0,60 0,76 2,78 2,86
300 2,57 2,85 1,36 1,22 0,49 0,63 2,53 2,60
320 2,32 2,57 1,05 0,94 0,42 0,53 2,28 2,35
340 2,04 2,26 1,06 0,95 0,35 0,44 2,03 2,09
360 1,90 2,10 0,89 0,80 0,32 0,41 1,89 1,95
380 1,55 1,71 0,80 0,72 0,28 0,35 1,55 1,59
400 1,46 1,62 0,68 0,61 0,24 0,31 1,46 1,50
420 1,25 1,39 0,59 0,53 0,23 0,29 1,26 1,29
440 1,19 1,32 0,53 0,48 0,19 0,24 1,19 1,23
460 1,01 1,12 0,54 0,48 0,17 0,21 1,02 1,05
480 0,84 0,94 0,42 0,38 0,14 0,18 0,83 0,86
90
Ergebnisse
Tab. 8: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standardabweichungen in der EZF (nicht- proteingebundene Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 1)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in der EZF(µg/ml)
Tier Nr. 1 Tier Nr. 2 Tier Nr. 3 Tier Nr. 4 MW SD
Leerwert 1 NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 2 NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 3 0,12 NQ NQ 0,11 0,06 0,07
20 9,59 3,27 3,37 8,57 6,20 3,35
40 11,72 6,14 4,45 10,58 8,22 3,48
60 10,95 6,07 4,11 10,12 7,81 3,26
80 9,69 5,79 3,43 8,68 6,90 2,84
100 8,57 3,02 2,97 7,75 5,58 3,00
120 7,66 4,09 2,68 6,86 5,32 2,33
140 6,91 4,05 2,22 6,35 4,88 2,16
160 6,15 3,56 1,92 5,59 4,31 1,94
180 5,53 2,96 1,55 5,02 3,77 1,85
200 5,33 2,61 1,31 4,76 3,50 1,87
220 4,44 2,31 1,18 4,04 2,99 1,52
240 3,87 1,93 1,04 3,57 2,60 1,35
260 3,54 1,68 0,89 3,22 2,33 1,26
280 3,18 1,43 0,76 2,86 2,06 1,15
300 2,85 1,22 0,63 2,60 1,83 1,08
320 2,57 0,94 0,53 2,35 1,60 1,01
340 2,26 0,95 0,44 2,09 1,44 0,88
360 2,10 0,80 0,41 1,95 1,31 0,84
380 1,71 0,72 0,35 1,59 1,09 0,66
400 1,62 0,61 0,31 1,50 1,01 0,65
420 1,39 0,53 0,29 1,29 0,88 0,55
440 1,32 0,48 0,24 1,23 0,82 0,54
460 1,12 0,48 0,21 1,05 0,72 0,44
480 0,94 0,38 0,18 0,86 0,59 0,37
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeMW = MittelwertSD = StandardabweichungNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,01 µg/ml)
91
Ergebnisse
020
4060
8010
012
014
016
018
020
022
024
026
028
030
032
034
036
038
040
042
044
046
048
0
Cefpirom (µg/ml)
1 023456789101112
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Tier
Nr.1
Tier
Nr.2
Tier
Nr.3
Tier
Nr.4
Abb
. 18:
Indi
vidu
elle
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
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der
EZF
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Cefr
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iner
Dos
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ng v
on 2
6 m
g/kg
KG
(Ver
such
1)
92
Ergebnisse
Tab. 9: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standardabweichungen im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 1)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma(µg/ml)
Tier Nr. 1 Tier Nr. 2 Tier Nr. 3 Tier Nr. 4 MW SD
Leerwert NQ NQ NQ NQ NQ NQ
20 13,58 46,13 40,36 51,07 37,79 16,72
60 39,60 33,06 31,58 37,72 35,49 3,79
120 23,91 26,38 18,07 22,89 22,81 3,48
240 9,61 6,70 4,45 9,66 7,60 2,52
360 2,97 2,99 1,85 4,14 2,99 0,94
480 1,23 1,25 0,74 1,77 1,25 0,42
MW = MittelwertSD = StandardabweichungNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,015 µg/ml)
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma (Gesamt-Fraktion)
Alle analytischen Sequenzen erfüllten die festgelegten Akkzeptanzkriterien (siehe Kapitel 3.6.1).
Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei 0,015 Mikrogramm pro Milliliter.
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenent-
nahmezeitpunkten, Mittelwerte (n=4) und Standardabweichungen sind in Tabelle 9 aufgelistet.
In Abbildung 19 sind die Werte aus Tabelle 9 graphisch dargestellt.
Die mittlere Cefpirom-Konzentration im Blutplasma (proteingebundene und nicht-proteinge-
bundene Fraktion [= Gesamt-Fraktion]) fiel von 37,79 Mikrogramm pro Milliliter (20 Minuten
nach Behandlung) kontinuierlich auf 1,25 Mikrogramm pro Milliliter (8 Stunden nach Behand-
lung) ab.
93
Ergebnisse
Abb
. 19:
Indi
vidu
elle
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
n im
Blu
tpla
sma
(Ges
amt-
Frak
tion)
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iger
intr
aven
öser
App
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Cefo
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iner
Dos
ieru
ng v
on
26
mg/
kg K
G ( V
ersu
ch 1
)
5 0101520253035404550
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Cefpirom (µg/ml)
020
4060
8010
012
014
016
018
020
022
024
026
028
030
032
034
036
038
040
042
044
046
048
0
Tier
Nr.1
Tier
Nr.2
Tier
Nr.3
Tier
Nr.4
94
Ergebnisse
Vergleich der Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blutplasma
Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) und im
Blutplasma (Gesamt-Fraktion), sowie das Verhältnis der mittleren Konzentrationen zueinander
zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten sind in Tabelle 10 aufgelistet. In Abbildung
20 sind die Werte aus Tabelle 10 graphisch dargestellt.
Das Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene
Fraktion) zu Blutplasma (Gesamt-Fraktion) stieg von 0,16 (20 Minuten nach Behandlung) auf
0,47 (8 Stunden nach Behandlung) an.
Das Verhältnis der individuellen Cefpirom-Konzentrationen in der EZF zu Blutplasma der ein-
zelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten ist in Tabelle 33 (siehe Kapitel
7.1) aufgelistet.
Tab. 10: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) und im Blutplasma (Gesamt- Fraktion) und deren Verhältnis nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 1)
Zeit nachBehandlung
(min)
Mittlere Cefpirom-Konzentrationen (µg/ml) Verhältnis
EZF Blutplasma EZF / Blutplasma
20 6,20 37,79 0,16
60 7,81 35,49 0,22
120 5,32 22,81 0,23
240 2,60 7,60 0,34
360 1,31 2,99 0,44
480 0,59 1,25 0,47
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der Lunge
95
Ergebnisse
Abb
. 20:
Mitt
lere
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
n in
der
EZF
und
im B
lutp
lasm
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n vo
n Ce
from
®
in
eine
r Dos
ieru
ng v
on 2
6 m
g/kg
KG
(Ver
such
1)
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Cefpirom (µg/ml)
020
4060
8010
012
014
016
018
020
022
024
026
028
030
032
034
036
038
040
042
044
046
048
0
5 010152025303540
Blut
plas
ma
(Ges
amt-
Frak
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)
EZF
(nic
ht-p
rote
inge
bund
ene
Frak
tion
)
96
Ergebnisse
4.1.3 Pharmakokinetische Parameter
Die pharmakokinetischen Parameter für Cefpirom in der EZF der Lunge und im Blutplasma
wurden basierend auf den individuellen Cefpirom-Konzentrationen der einzelnen Tiere be-
stimmt. Ausgewählte pharmakokinetische Parameter der einzelnen Tiere, Mittelwerte und Stan-
dardabweichungen sind in Tabelle 11 (EZF) und 12 (Blutplasma) aufgelistet.
Nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® betrug die mittlere Cmax
8,22 Mikro-
gramm pro Milliliter in der EZF und 44,29 Mikrogramm pro Milliliter im Blutplasma. In der
EZF wurde eine mittlere Tmax
von 40 Minuten beobachtet. Die AUClast
betrug 3948 Minuten
mal Mikrogramm pro Milliliter für die EZF und 6740 Minuten mal Mikrogramm pro Milliliter
für Blutplasma. Das Verhältnis der mittleren AUClast
der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion)
zur mittleren AUClast
von Blutplasma (Gesamt-Fraktion) betrug 0,59.
Tab. 12: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom im Blutplasma nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 1)
MW = MittelwertSD = Standardabweichung
AUClast = Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveCmax = Maximale KonzentrationTmax = Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
Parameter Einheit Tier Nr. 1 Tier Nr. 2 Tier Nr. 3 Tier Nr. 4 MW SD
AUClast min*µg/ml 6259 7194 5672 7835 6740 962
Cmax µg/ml 39,60 46,13 40,36 51,07 44,29 5,38
Tmax min 60 20 20 20 30 20
Tab. 11: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom in der EZF nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 1)
Parameter Einheit Tier Nr. 1 Tier Nr. 2 Tier Nr. 3 Tier Nr. 4 MW SD
AUClast min*µg/ml 5763 3047 1739 5242 3948 1885
Cmax µg/ml 11,72 6,14 4,45 10,58 8,22 3,48
Tmax min 40 40 40 40 40 0
MW = MittelwertSD = Standardabweichung
AUClast = Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveCmax = Maximale KonzentrationTmax = Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
97
Ergebnisse
4.2 Versuch 2
4.2.1 Relative Wiederfindung der Katheter Nr. 5 bis 12
Für die Katheter Nr. 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11 und 12 wurden die folgenden relativen Wiederfindungen
ermittelt:
• Katheter Nr. 5: 85,45 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 5)
• Katheter Nr. 6: 77,33 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 6)
• Katheter Nr. 7: 66,05 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 7)
• Katheter Nr. 8: 86,43 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 8)
• Katheter Nr. 9: 72,66 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 9)
• Katheter Nr. 10: 72,66 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 10)
• Katheter Nr. 11: 88,12 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 11)
• Katheter Nr. 12: 72,00 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 12)
4.2.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge, im Blutplasma, Sekret des Bronchialepithels und Lungengewebe von narkotisierten Schweinen
Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Lunge (nicht-proteingebundene Fraktion)
Alle analytischen Sequenzen erfüllten die festgelegten Akkzeptanzkriterien (siehe Kapitel 3.6.1).
Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei 0,01 Mikrogramm pro Milliliter.
Die gemessenen Cefpirom-Konzentrationen im Lungen-Mikrodialysat und die mit Hilfe der
jeweiligen relativen Wiederfindung der verwendeten Katheter berechneten Cefpirom-Konzent-
rationen in der EZF der Lunge der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeit-
punkten sind in Tabelle 13 und 14 aufgelistet. Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Lunge
der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten, Mittelwerte (n=8) und
Standardabweichungen sind in Tabelle 15 aufgelistet. In Abbildung 21 sind die Werte aus Tabelle
15 graphisch dargestellt. In Abbildung 22 sind pro Probenentnahmezeitpunkt Maximal- und Mi-
nimalwert, 1. und 3. Quartil und der Medianwert mittels Boxplots graphisch dargestellt.
98
Ergebnisse
LM = Lungen-MikrodialysatEZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,01 µg/ml)
*während der Baseline-Sammelperiode (1 h vor Behandlung) wurden nach 20, 40 und 60 min Leerwert-Proben entnommen. Die Behandlung mit Cefrom® begann 10 min und endete 5 min vor Entnahme von Leerwert 3, da das Dialysat exakt 4,8 min benötig-te, um von der Membran zum Probensammelgefäß zu gelangen. Da auf 5 min gerundet wurde, wurden in Leerwert 3 niedrige Kon-zentrationen gemessen.
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF(µg/ml)
Tier Nr. 5 Tier Nr. 6 Tier Nr. 7 Tier Nr. 8
LM EZF LM EZF LM EZF LM EZF
Leerwert 1 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 2 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 3 NQ NQ 0,38* 0,49* 0,02* 0,02* 0,02* 0,02*
20 6,39 7,48 20,76 26,84 5,74 8,69 9,37 10,85
40 13,28 15,54 19,18 24,80 10,69 16,19 11,36 13,14
60 12,47 14,59 14,55 18,82 12,86 19,47 10,55 12,21
80 10,71 12,54 12,13 15,69 14,12 21,38 10,21 11,82
100 9,62 11,26 11,35 14,68 15,67 23,72 9,11 10,54
120 7,46 8,73 9,76 12,62 15,60 23,63 7,68 8,88
140 6,48 7,58 8,88 11,49 14,71 22,28 6,77 7,84
160 5,62 6,58 7,78 10,06 13,35 20,21 7,11 8,22
180 4,90 5,74 7,49 9,69 11,42 17,29 6,19 7,16
200 4,13 4,84 7,06 9,12 10,37 15,70 5,70 6,60
220 3,70 4,33 6,15 7,95 9,29 14,06 5,21 6,02
240 3,26 3,82 5,43 7,03 8,65 13,09 4,71 5,45
260 3,00 3,51 4,83 6,24 8,03 12,16 4,23 4,90
280 2,19 2,57 4,24 5,49 7,37 11,15 4,12 4,77
300 2,47 2,90 4,07 5,26 6,60 9,99 3,73 4,31
320 2,27 2,66 3,65 4,72 5,55 8,41 3,32 3,85
340 2,08 2,44 3,21 4,15 5,04 7,63 3,08 3,57
360 1,85 2,16 2,95 3,81 4,39 6,64 2,67 3,09
380 1,62 1,89 2,46 3,18 4,26 6,45 2,70 3,13
400 1,46 1,71 2,40 3,10 3,70 5,60 2,49 2,88
420 1,33 1,56 2,50 3,23 3,43 5,19 2,33 2,70
440 1,27 1,49 2,34 3,03 3,14 4,75 2,49 2,88
460 1,15 1,34 2,02 2,61 2,77 4,19 2,37 2,74
480 1,01 1,18 1,73 2,23 2,45 3,70 1,96 2,27
Tab. 13: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 5 bis 8) (Versuch 2)
99
Ergebnisse
Tab. 14: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 9 bis 12) (Versuch 2)
LM = Lungen-MikrodialysatEZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,01 µg/ml)
*während der Baseline-Sammelperiode (1 h vor Behandlung) wurden nach 20, 40 und 60 min Leerwert-Proben entnommen. Die Behandlung mit Cefrom® begann 10 min und endete 5 min vor Entnahme von Leerwert 3, da das Dialysat exakt 4,8 min benötig-te, um von der Membran zum Probensammelgefäß zu gelangen. Da auf 5 min gerundet wurde, wurden in Leerwert 3 niedrige Kon-zentrationen gemessen.
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF(µg/ml)
Tier Nr. 9 Tier Nr. 10 Tier Nr. 11 Tier Nr. 12
LM EZF LM EZF LM EZF LM EZF
Leerwert 1 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 2 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 3 0,70* 0,96* 0,16* 0,22* 0,44* 0,50* 0,44* 0,61*
20 9,97 13,72 7,99 11,00 13,16 14,94 16,52 22,95
40 8,50 11,70 8,91 12,27 16,06 18,23 18,95 26,32
60 8,14 11,21 7,52 10,35 15,64 17,75 12,72 17,67
80 8,20 11,28 6,61 9,09 12,70 14,42 13,37 18,58
100 6,92 9,52 4,71 6,48 11,81 13,40 12,29 17,07
120 5,48 7,55 5,01 6,89 9,67 10,97 7,24 10,05
140 5,03 6,92 4,56 6,27 9,49 10,76 9,20 12,77
160 4,77 6,56 3,53 4,86 8,58 9,74 8,10 11,25
180 4,02 5,54 3,00 4,13 7,46 8,46 10,27 14,27
200 3,91 5,38 2,93 4,03 6,93 7,87 9,29 12,90
220 3,41 4,69 2,68 3,69 6,49 7,37 8,61 11,96
240 2,96 4,07 2,35 3,24 5,66 6,43 7,33 10,18
260 2,69 3,70 1,96 2,70 5,11 5,80 6,92 9,61
280 2,28 3,14 1,80 2,47 3,84 4,36 5,27 7,32
300 2,10 2,90 1,55 2,14 3,59 4,07 5,83 8,10
320 1,85 2,55 1,39 1,91 3,32 3,77 5,00 6,94
340 1,09 1,50 1,24 1,70 3,19 3,62 4,44 6,17
360 1,36 1,87 1,11 1,53 2,87 3,26 4,31 5,99
380 1,42 1,95 0,96 1,32 2,58 2,93 3,92 5,44
400 1,14 1,57 0,87 1,20 2,36 2,68 3,50 4,24
420 1,09 1,50 0,76 1,04 1,97 2,24 2,92 4,05
440 0,78 1,08 0,69 0,95 1,98 2,24 2,59 3,60
460 0,71 0,97 0,59 0,82 1,82 2,06 2,45 3,41
480 0,60 0,83 0,54 0,74 1,70 1,93 2,10 2,91
100
Ergebnisse
Tab. 15: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standardabweichungen in der EZF (nicht- proteingebundene Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 2)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in der EZF(µg/ml)
Tier Nr. 5
Tier Nr. 6
Tier Nr. 7
Tier Nr. 8
Tier Nr. 9
Tier Nr. 10
Tier Nr. 11
Tier Nr. 12 MW SD
Leerwert 1 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 2 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 3 NQ 0,49 0,02 0,02 0,96 0,22 0,50 0,61 0,35 0,35
20 7,48 26,84 8,69 10,85 13,72 11,00 14,94 22,95 14,56 6,90
40 15,54 24,80 16,19 13,14 11,70 12,27 18,23 26,32 17,27 5,57
60 14,59 18,82 19,47 12,21 11,21 10,35 17,75 17,67 15,26 3,64
80 12,54 15,69 21,38 11,82 11,28 9,09 14,42 18,58 14,35 4,07
100 11,26 14,68 23,72 10,54 9,52 6,48 13,40 17,07 13,33 5,31
120 8,73 12,62 23,63 8,88 7,55 6,89 10,97 10,05 11,17 5,36
140 7,58 11,49 22,28 7,84 6,92 6,27 10,76 12,77 10,74 5,22
160 6,58 10,06 20,21 8,22 6,56 4,86 9,74 11,25 9,69 4,75
180 5,74 9,69 17,29 7,16 5,54 4,13 8,46 14,27 9,04 4,58
200 4,84 9,12 15,70 6,60 5,38 4,03 7,87 12,90 8,31 4,11
220 4,33 7,95 14,06 6,02 4,69 3,69 7,37 11,96 7,51 3,74
240 3,82 7,03 13,09 5,45 4,07 3,24 6,43 10,18 6,66 3,42
260 3,51 6,24 12,16 4,90 3,70 2,70 5,80 9,61 6,08 3,26
280 2,57 5,49 11,15 4,77 3,14 2,47 4,36 7,32 5,16 2,92
300 2,90 5,26 9,99 4,31 2,90 2,14 4,07 8,10 4,96 2,75
320 2,66 4,72 8,41 3,85 2,55 1,91 3,77 6,94 4,35 2,27
340 2,44 4,15 7,63 3,57 1,50 1,70 3,62 6,17 3,85 2,14
360 2,16 3,81 6,64 3,09 1,87 1,53 3,26 5,99 3,55 1,88
380 1,89 3,18 6,45 3,13 1,95 1,32 2,93 5,44 3,29 1,79
400 1,71 3,10 5,60 2,88 1,57 1,20 2,68 4,24 2,87 1,48
420 1,56 3,23 5,19 2,70 1,50 1,04 2,24 4,05 2,69 1,42
440 1,49 3,03 4,75 2,88 1,08 0,95 2,24 3,60 2,50 1,32
460 1,34 2,61 4,19 2,74 0,97 0,82 2,06 3,41 2,27 1,19
480 1,18 2,23 3,70 2,27 0,83 0,74 1,93 2,91 1,97 1,04
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeMW = MittelwertSD = StandardabweichungNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,01 µg/ml)
101
Ergebnisse
Abb
. 21:
Indi
vidu
elle
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
n in
der
EZF
(nic
ht-p
rote
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bund
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h ei
nmal
iger
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likat
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Cefr
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osie
rung
von
26
mg/
kg K
G (V
ersu
ch 2
)
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Cefpirom (µg/ml)
51015
2040
6080
100
120
140
160
180
200
220
240
260
280
300
320
340
360
380
400
420
440
460
480
2025 0
0
Tier
Nr.5
Tier
Nr.6
Tier
Nr.7
Tier
Nr.8
Tier
Nr.9
Tier
Nr.1
0Ti
er N
r.11
Tier
Nr.1
2
102
Ergebnisse
Abb. 22: M
aximal- und M
inimalw
ert, 1. und 3. Quartil und M
edianwert der Cefpirom
-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) pro
Probenentnahmezeitpunkt nach einm
aliger intravenöser Applikation von Cefrom
® in einer Dosierung von 26 m
g/kg KG (Versuch 2)
2040
6080
100120
140160
180200
220240
260280
300320
340360
380400
420440
460480
Zeit nach Behandlung (min)
0 5 10 15 20 25 30 35
Cefpirom (µg/ml)
Maxim
um
3.Quartil
Median
1.Quartil
Minim
um
103
Ergebnisse
Die mittlere Cefpirom-Konzentration in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) stieg von
14,56 Mikrogramm pro Milliliter (20 Minuten nach Behandlung) auf 17,27 Mikrogramm pro
Milliliter (40 Minuten nach Behandlung) an und fiel dann kontinuierlich auf 1,97 Mikrogramm
pro Milliliter (8 Stunden nach Behandlung) ab.
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma (Gesamt-Fraktion)
Alle analytischen Sequenzen erfüllten die festgelegten Akkzeptanzkriterien (siehe Kapitel 3.6.1).
Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei 0,015 Mikrogramm pro Milliliter.
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenent-
nahmezeitpunkten, Mittelwerte (n=8) und Standardabweichungen sind in Tabelle 16 aufgelistet.
In Abbildung 23 sind die Werte aus Tabelle 16 graphisch dargestellt. In Abbildung 24 sind pro
Probenentnahmezeitpunkt Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und der Medianwert
mittels Boxplots graphisch dargestellt.
Die mittlere Cefpirom-Konzentration im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) fiel von 65,61 Mikro-
gramm pro Milliliter, (20 Minuten nach Behandlung ) kontinuierlich auf 2,75 Mikrogramm pro
Milliliter (8 Stunden nach Behandlung) ab.
Tab. 16: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standardabweichungen im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 2)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma(µg/ml)
Tier Nr. 5
Tier Nr. 6
Tier Nr. 7
Tier Nr. 8
Tier Nr. 9
Tier Nr. 10
Tier Nr. 11
Tier Nr. 12 MW SD
Leerwert NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
20 56,87 45,90 85,36 67,25 69,73 77,21 60,76 61,81 65,61 12,23
60 29,88 36,52 47,20 40,24 37,52 42,14 36,67 37,74 38,49 5,00
120 23,28 25,66 31,42 27,85 21,84 22,55 25,05 20,77 24,80 3,50
240 8,38 11,30 16,14 11,25 8,97 8,13 13,86 10,44 11,06 2,78
360 3,70 6,23 8,36 5,39 3,79 2,97 8,23 5,08 5,47 2,03
480 1,81 3,21 4,90 2,60 1,69 1,19 3,87 2,73 2,75 1,23
MW = MittelwertSD = StandardabweichungNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,015 µg/ml)
104
Ergebnisse
Abb
. 23:
Indi
vidu
elle
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
n im
Blu
tpla
sma
(Ges
amt-
Frak
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nac
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iger
intr
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öser
App
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Cefr
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Dos
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2
6 m
g/kg
KG
(Ver
such
2)
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
2040
6080
100
120
140
160
180
200
220
240
260
280
300
320
340
360
380
400
420
440
460
480
01020
0
304050607080
Cefpirom (µg/ml)
Tier
Nr.5
Tier
Nr.6
Tier
Nr.7
Tier
Nr.8
Tier
Nr.9
Tier
Nr.1
0Ti
er N
r.11
Tier
Nr.1
2
105
Ergebnisse
Abb
. 24:
Max
imal
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inim
alw
ert,
1. u
nd 3
. Qua
rtil
und
Med
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6 m
g/kg
KG
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such
2)
Zeit
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lung
(min
)
20
102030405060708090100
6012
024
036
048
0
0
Cefpirom (µg/ml)
Max
imum
3.Q
uart
il
Med
ian
1.Q
uart
il
Min
imum
106
Ergebnisse
Cefpirom-Konzentrationen in der ELF (Gesamt-Fraktion)
Alle analytischen Sequenzen erfüllten die festgelegten Akkzeptanzkriterien (siehe Kapitel 3.6.1).
Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei 0,015 Mikrogramm pro Gramm.
Cefpirom-Konzentrationen in der ELF der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnah-
mezeitpunkten (jeweils Mittelwert aus Behälter A und B), Mittelwerte (n=8) und Standardab-
weichungen sind in Tabelle 17 aufgelistet. Cefpirom-Konzentrationen in der ELF der einzelnen
Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten in Behälter A und B sind in Tabelle 34
und 35 (siehe Kapitel 7.1) aufgelistet. In Abbildung 25 sind die Werte aus Tabelle 17 graphisch
dargestellt. In Abbildung 26 sind pro Probenentnahmezeitpunkt Maximal- und Minimalwert, 1.
und 3. Quartil und der Medianwert mittels Boxplots graphisch dargestellt.
Die mittlere Cefpirom-Konzentration in der ELF (Gesamt-Fraktion) fiel von 37,08 Mikrogramm
pro Gramm (20 Minuten nach Behandlung) kontinuierlich auf 3,60 Mikrogramm pro Gramm (8
Stunden nach Behandlung) ab.
Tab. 17: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standardabweichungen in der ELF (Gesamt- Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 2)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in der ELF(µg/g)
Tier Nr. 5
Tier Nr. 6
Tier Nr. 7
Tier Nr. 8
Tier Nr. 9
Tier Nr. 10
Tier Nr. 11
Tier Nr. 12 MW SD
Leerwert 0,09* 0,06* 0,27* 0,03* 0,02* 0,01* 0,14* NQ 0,08* 0,09
20 42,76 30,33 33,57 38,77 33,95 38,42 41,74 NV 37,08 4,59
60 25,00 23,92 21,47 24,04 30,63 20,47 28,95 26,55 25,13 3,48
120 17,33 14,86 13,00 18,62 14,25 10,47 16,23 19,20 15,49 2,95
240 9,97 9,05 11,30 10,29 7,11 4,63 10,93 11,39 9,34 2,36
360 6,46 4,44 5,25 7,79 2,66 1,50 6,69 6,74 5,19 2,19
480 5,46 5,56 3,94 2,94 1,14 0,51 3,66 5,61 3,60 1,98
ELF = Sekret des BronchialepithelsMW = MittelwertSD = StandardabweichungNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,015 µg/g)NV = Nicht vorhanden, dieser Wert wurde als Ausreißer betrachtet, da die Probe stark mit Blut kontaminiert war
*Auf Grund von Kontamination während der Probeentnahme oder -aufarbeitung wurden niedrige Cefpirom-Konzentrationen in den Leerwert-Proben gemessen
107
Ergebnisse
Abb
. 25:
Indi
vidu
elle
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
n in
der
ELF
(Ges
amt-
Frak
tion)
nac
h ei
nmal
iger
intr
aven
öser
App
likat
ion
von
Cefr
om®
in e
iner
Dos
ieru
ng v
on
2
6 m
g/kg
KG
(Ver
such
2)
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Tier
Nr.5
Tier
Nr.6
Tier
Nr.7
Tier
Nr.8
Tier
Nr.9
Tier
Nr.1
0Ti
er N
r.11
Tier
Nr.1
2
Cefpirom (µg/g)
20
051015202530354045
4060
8010
012
014
016
018
020
022
024
026
028
030
032
034
036
038
040
042
044
046
048
00
108
Ergebnisse
Zeit nach Behandlung (min)
20
5 10 15 20 25 30 35 40 45
60120
240360
480
0
Cefpirom (µg/g)
Abb. 26: M
aximal- und M
inimalw
ert, 1. und 3. Quartil und M
edianwert der Cefpirom
-Konzentrationen in der ELF (Gesamt-Fraktion) pro Probenentnahm
ezeitpunkt nach einm
aliger intravenöser Applikation von Cefrom
® in einer Dosierung von 26 m
g/kg KG (Versuch 2)
Maxim
um
3.Quartil
Median
1.Quartil
Minim
um
109
Ergebnisse
Tab. 18: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standardabweichungen im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 2)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe(µg/g)
Tier Nr. 5
Tier Nr. 6
Tier Nr. 7
Tier Nr. 8
Tier Nr. 9
Tier Nr. 10
Tier Nr. 11
Tier Nr. 12 MW SD
480 1,78 2,12 2,92 2,04 1,68 1,08 2,68 2,33 2,08 0,58
MW = MittelwertSD = Standardabweichung
Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion)
Alle analytischen Sequenzen erfüllten die festgelegten Akkzeptanzkriterien (siehe Kapitel 3.6.1).
Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei 0,015 Mikrogramm pro Gramm.
Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe der einzelnen Tiere 8 Stunden nach Behandlung
(jeweils Mittelwert aus Aliquot A und B), der Mittelwert (n=8) und die Standardabweichung
sind in Tabelle 18 aufgelistet. Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe der einzelnen Tiere
8 Stunden nach Behandlung in Aliquot A und B sind in Tabelle 36 und 37 (siehe Kapitel 7.1)
aufgelistet.
Die mittlere Cefpirom-Konzentration im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) betrug 2,08 Mikro-
gramm pro Gramm 8 Stunden nach Behandlung.
110
Ergebnisse
Vergleich der Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe
Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplas-
ma (Gesamt-Fraktion), in der ELF (Gesamt-Fraktion) und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion),
sowie das Verhältnis der mittleren Konzentrationen zueinander zu den verschiedenen Proben-
entnahmezeitpunkten sind in Tabelle 19 aufgelistet. In Abbildung 27 sind die Werte aus Tabelle
19 graphisch dargestellt. In Abbildung 28 sind der Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil
und der Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und
im Lungengewebe 8 Stunden nach Behandlung mittels Boxplots graphisch dargestellt.
Das Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene
Fraktion) zu Blutplasma (Gesamt-Fraktion) stieg von 0,22 (20 Minuten nach Behandlung) auf
0,72 (8 Stunden nach Behandlung) an. Das Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentrationen
in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) zu ELF (Gesamt-Fraktion) stieg von 0,39 (20
Minuten nach Behandlung) auf 0,72 (2 Stunden nach Behandlung) an und fiel dann auf 0,55 (8
Stunden nach Behandlung) ab. Das Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentration in der EZF
(nicht-proteingebundene Fraktion) zu Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) betrug 8 Stunden nach
Behandlung 0,95.
Das Verhältnis der individuellen Cefpirom-Konzentrationen in der EZF zu Blutplasma, ELF und
Lungengewebe der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten ist in
Tabelle 38 bis 45 (siehe Kapitel 7.1) aufgelistet.
Tab. 19: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 2)
Zeit nachBehandlung
(min)
Mittlere Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
ELF/Blut-
plasma
Lungen-gewebe/
Blut-plasma
20 14,56 65,61 37,08 KP 0,22 0,39 NB 0,57 NB
60 15,26 38,49 25,13 KP 0,40 0,61 NB 0,65 NB
120 11,17 24,80 15,49 KP 0,45 0,72 NB 0,64 NB
240 6,66 11,06 9,34 KP 0,60 0,71 NB 0,84 NB
360 3,55 5,47 5,19 KP 0,65 0,68 NB 0,95 NB
480 1,97 2,75 3,60 2,08 0,72 0,55 0,95 1,31 0,76
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbar
111
Ergebnisse
Abb
. 27:
Mitt
lere
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
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der
EZF
, im
Blu
tpla
sma,
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Lung
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t-Fr
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Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Cefpirom (µg/ml)
20
5 0101520253035404550556065
4060
8010
012
014
016
018
020
022
024
026
028
030
032
034
036
038
040
042
044
046
048
00
112
Ergebnisse
Abb. 28: M
aximal- und M
inimalw
ert, 1. und 3. Quartil und M
edianwert der Cefpirom
-Konzentrationen in der EZF, im B
lutplasma, in der ELF und im
Lungengewebe
480 Minuten nach einm
aliger intravenöser Applikation von Cefrom
® in einer Dosierung von 26 m
g/kg KG (Versuch 2)
Maxim
um
3.Quartil
Median
1.Quartil
Minim
um
0
Cefpirom (µg/ml)
1 2 3 4 5 6 7
EZFBlutplasm
aELF
Lungengewebe
113
Ergebnisse
4.2.3 Pharmakokinetische Parameter
Die pharmakokinetischen Parameter für Cefpirom in der EZF der Lunge, im Blutplasma und in
der ELF wurden basierend auf den individuellen Cefpirom-Konzentrationen der einzelnen Tie-
re bestimmt. Ausgewählte pharmakokinetische Parameter der einzelnen Tiere, Mittelwerte und
Standardabweichungen sind in Tabelle 20 (EZF), 21 (Blutplasma) und 22 (ELF) aufgelistet.
Nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® betrug die mittlere Cmax
18,72 Mikro-
gramm pro Milliliter in der EZF, 65,61 Mikrogramm pro Milliliter im Blutplasma und 35,76
Mikrogramm pro Gramm in der ELF. In der EZF wurde eine mittlere Tmax
von 42,5 Minuten und
in der ELF von 25 Minuten beobachtet. Die mittlere AUClast
betrug 3608 Minuten mal Mikro-
gramm pro Milliliter für die EZF, 9138 Minuten mal Mikrogramm pro Milliliter für Blutplasma
und 6154 Minuten mal Mikrogramm pro Gramm für die ELF. Das Verhältnis der mittleren AUClast
der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) betrug 0,39 zur mittleren AUClast
von Blutplasma
(Gesamt-Fraktion) und 0,59 zur mittleren AUClast
der ELF (Gesamt-Fraktion). Das Verhältnis der
mittleren AUClast
der ELF zur mittleren AUClast
von Blutplasma betrug 0,67.
Tab. 20: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom in der EZF nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 2)
Parameter Einheit Tier Nr. 5
Tier Nr. 6
Tier Nr. 7
Tier Nr. 8
Tier Nr. 9
Tier Nr. 10
Tier Nr. 11
Tier Nr. 12 MW SD
AUClastmin*
µg/ml 2557 4295 5994 2974 2426 2009 3566 5046 3608 1399
Cmax µg/ml 15,54 26,84 23,72 13,14 13,72 12,27 18,23 26,32 18,72 6,06
Tmax min 40 20 100 40 20 40 40 40 42,5 24,93
MW = MittelwertSD = Standardabweichung
AUClast = Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveCmax = Maximale KonzentrationTmax = Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
114
Ergebnisse
Tab. 22: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom in der ELF nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 2)
MW = MittelwertSD = Standardabweichung
AUClast = Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveCmax = Maximale KonzentrationTmax = Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
Parameter Einheit Tier Nr. 5
Tier Nr. 6
Tier Nr. 7
Tier Nr. 8
Tier Nr. 9
Tier Nr. 10
Tier Nr. 11
Tier Nr. 12 MW SD
AUClastmin*
µg/ml 6951 5738 5893 6879 5430 4411 6996 6935 6154 947
Cmax µg/ml 42,76 30,33 33,57 38,77 33,95 38,42 41,74 26,55 35,76 5,28
Tmax min 20 20 20 20 20 20 20 60 25 14,14
MW = MittelwertSD = Standardabweichung
AUClast = Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveCmax = Maximale KonzentrationTmax = Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
Parameter Einheit Tier Nr. 5
Tier Nr. 6
Tier Nr. 7
Tier Nr. 8
Tier Nr. 9
Tier Nr. 10
Tier Nr. 11
Tier Nr. 12 MW SD
AUClastmin*
µg/ml 7638 8324 9558 8516 8903 9576 8458 9138 1370
Cmax µg/ml 56,87 45,90 85,36 67,25 69,73 77,21 60,76 61,81 65,61 12,23
Tmax min 20 20 20 20 20 20 20 20 20 0
12131
Tab. 21: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom im Blutplasma nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 2)
4.2.4 Pathologische Untersuchung
Makroskopische Untersuchung
Nach Einschläfern der Tiere wurde der Sitz des Mikrodialysekatheters in der Lunge überprüft
(siehe Abbildung 29), wobei sich bei allen Tieren die gesamte Länge der Membran im Lungen-
gewebe befand. Während der pathologisch-makroskopischen Untersuchung der Lunge circa 9
Stunden nach Einsatz des Katheters in das Lungengewebe (8 Stunden nach Behandlung) wurden
die folgenden Veränderungen beobachtet:
115
Ergebnisse
Abb. 29: Sitz des Katheters im Lungengewebe circa 9 Stunden nach Einsatz in die Lunge (Versuch 2)
• Auf der pulmonalen Pleura fanden sich Hämorrhagien und Fibrinauflagerun-
gen im Bereich der Einstichstelle des Katheters (siehe Abbildung 30). Diese
waren bei den einzelnen Tieren unterschiedlich stark ausgeprägt.
• Bei Anschnitt der Einstichstelle wurden Hämorrhagien entlang des Stich-
kanals des Katheters beobachtet (siehe Abbildung 31). Diese waren bei den
einzelnen Tieren unterschiedlich stark ausgeprägt.
• Im Bereich um die Einstichstelle zeigte das Lungeninterstitium ödematöse
Veränderungen (siehe Abbildung 30).
• Im Lungengewebe der Tiere Nr. 7, 8, 10 und 11 wurden Areale chronischer
Pneumonie gefunden.
Die Befunde der einzelnen Tiere sind in Kapitel 7.2 aufgelistet.
116
Ergebnisse
Abb. 31: Anschnitt der Einstichstelle des Katheters (Versuch 2)
Abb. 30: Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der Pleura pul- monalis im Bereich der Einstichstelle des Katheters, inter- stitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle (Versuch 2)
Histologische Untersuchung
Von der Einstichstelle des Katheters und gegebenenfalls von anderen auffälligen Arealen der Lun-
ge wurden Gewebeproben entnommen und nach Anfertigung histologischer Schnitte wurden
diese mikroskopisch untersucht. Dabei wurden in den histologischen Schnitten, der im Bereich
der Einstichstelle des Katheters entnommenen Gewebeproben, die folgenden Veränderungen be-
obachtet:
117
Ergebnisse
• Im Gewebe der pulmonalen Pleura fanden sich fibrinöse Adhäsionen mit
Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, Fibrinbildung und Hä-
morrhagien (siehe Abbildung 33).
• Das interlobuläre Interstitium war verbreitert. Hier wurden Neutrophile und
Makrophagen, sowie Fibrinbildungen und Hämorrhagien beobachtet. Bei
einigen Tieren waren die Lymphgefäße des interlobulären Interstitiums dila-
tiert, selten fanden sich auch fibrinöse Thromben.
• Das Lumen des Bronchialsystems war mit Neutrophilen, Makrophagen, Ery-
throzyten, abgeschilferten Epithelzellen und manchmal auch mit Ödemflüs-
sigkeit partiell gefüllt (siehe Abbildung 32).
• Das Lumen der Alveolen war mit aktivierten Alveolarmakrophagen, Neutro-
philen, Erythrozyten, Fibrin und manchmal auch mit Ödemflüssigkeit gefüllt.
In einigen Fällen war das interalveoläre Interstitium durch Aggregation von
Neutrophilen, Makrophagen und Fibroblasten verdickt.
In den histologischen Schnitten, der im Bereich der Areale chronischer Pneumonie entnomme-
nen Gewebeproben (Tiere Nr. 8, 11, 12), wurden die folgenden Veränderungen beobachtet:
• Im Gewebe der pulmonalen Pleura fanden sich aktivierte Epithelzellen, Neu-
trophile und einzelne Eosinophile, sowie dilatierte Gefäße.
• Das interlobuläre Interstitium war verbreitert. Hier wurden Neutrophile und
Makrophagen, Lymphozyten und Fibroblasten, sowie Fibrin-Exsudation beo-
bachtet. Die Lymphgefäße waren teilweise dilatiert (siehe Abbildung 34).
• Das Lumen des Bronchialsystems war teilweise mit Neutrophilen, Makro-
phagen, abgeschilferten Epithelzellen und mit Ödemflüssigkeit gefüllt (siehe
Abbildung 34).
• Das Lumen der Alveolen war mit aktivierten Alveolarmakrophagen, Neu-
trophilen, Erythrozyten, Fibroblasten, einzelnen Eosinophilen und teilweise
mit Ödemflüssigkeit gefüllt. Das interalveoläre Interstitium war in einzelnen
Fällen durch Aggregation von Neutrophilen, Makrophagen und Fibroblasten
verdickt. Weiterhin zeigten sich dilatierte Gefäße, Hyperämien und nicht oder
schlecht ventilierte Bereiche.
Die Befunde der einzelnen Tiere sind in Kapitel 7.2 aufgelistet.
118
Ergebnisse
1 Veränderungen im Lobus caudalis sinister
Abb. 34: Histologischer Schnitt des Lobus caudalis sinister (Tier Nr. 8), Mikroskop-Vergrößer- ung 200-fach (Versuch 2)
Abb. 33: Histologischer Schnitt der Einstichstelle des Katheters (Tier Nr. 12), Mikroskop- Vergrößerung100-fach (Versuch 2)
1 Veränderte Pleura pulmonalis1 Bronchus mit Ödemflüssigkeit
Abb. 32: Histologischer Schnitt der Einstichstelle des Katheters (Tier Nr. 6), Mikroskop-Vergrößer- ung100-fach (Versuch 2)
119
Ergebnisse
4.3 Versuch 3
4.3.1 Relative Wiederfindung der Katheter Nr. 13 bis 20
Für die Katheter Nr. 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19 und 20 wurden die folgenden relativen Wiederfin-
dungen ermittelt:
• Katheter Nr. 13: 75,04 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 13)
• Katheter Nr. 14: 79,16 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 14)
• Katheter Nr. 15: 56,57 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 15)
• Katheter Nr. 16: 72,67 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 16)
• Katheter Nr. 17: 93,12 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 17)
• Katheter Nr. 18: 77,38 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 18)
• Katheter Nr. 19: 75,29 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 19)
• Katheter Nr. 20: 81,40 Prozent (Einsatz in die Lunge von Tier Nr. 20)
4.3.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge und im Blutplasma von wachen Schweinen
Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Lunge (nicht-proteingebundene Fraktion)
Alle analytischen Sequenzen erfüllten die festgelegten Akkzeptanzkriterien (siehe Kapitel 3.6.1).
Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei 0,05 Mikrogramm pro Milliliter.
Die gemessenen Cefpirom-Konzentrationen im Lungen-Mikrodialysat und die mit Hilfe der je-
weiligen relativen Wiederfindung der verwendeten Katheter berechneten Cefpirom-Konzentratio-
nen in der EZF der Lunge der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten
sind in Tabelle 23 und 24 aufgelistet. Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Lunge der einzel-
nen Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten, Mittelwerte (n=8) und Standardab-
weichungen sind in Tabelle 25 aufgelistet. In Abbildung 35 sind die Werte aus Tabelle 25 graphisch
dargestellt. In Abbildung 36 sind pro Probenentnahmezeitpunkt Maximal- und Minimalwert, 1.
und 3. Quartil und der Medianwert graphisch mittels Boxplots graphisch dargestellt.
120
Ergebnisse
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF(µg/ml)
Tier Nr. 13 Tier Nr. 14 Tier Nr. 15 Tier Nr. 16
LM EZF LM EZF LM EZF LM EZF
Leerwert 1 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 2 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 3 0,20* 0,26* 0,20* 0,26* NQ NQ 0,86* 1,18*
20 18,53 24,70 5,87 7,42 5,44 9,62 18,52 25,48
40 18,41 24,54 4,66 5,89 5,92 10,46 12,80 17,61
60 NV NV 5,09 6,43 7,45 13,17 7,98 10,98
80 NV NV 4,09 5,16 NV NV NV NV
100 NV NV 3,49 4,40 NV NV NV NV
120 2,982 3,972 NV NV 3,55 6,27 NV NV
140 2,382 3,172 2,63 3,32 4,22 7,45 NV NV
160 1,982 2,642 2,35 2,96 1,04 1,84 NV NV
180 1,652 2,202 NV NV 3,36 5,93 NV NV
200 1,322 1,762 1,51 1,90 2,61 4,62 4,68 6,43
220 1,062 1,412 1,15 1,46 2,27 4,01 2,064 2,844
240 0,832 1,102 1,11 1,31 2,13 3,77 1,643 2,263
260 0,742 0,992 1,04 1,31 1,78 3,14 1,921 2,641
280 0,602 0,792 1,01 1,27 1,39 2,46 1,671 2,291
300 0,472 0,632 0,86 1,09 1,11 1,97 1,261 1,741
320 NV NV 0,73 0,92 1,01 1,78 0,761 1,041
340 0,382 0,502 0,65 0,81 0,95 1,67 0,841 1,151
360 NV NV 0,55 0,70 0,79 1,39 0,901 1,241
380 NV NV 0,63 0,80 0,75 1,33 0,741 1,021
400 0,172 0,222 0,61 0,77 0,55 0,97 0,82 1,13
420 0,202 0,272 0,53 0,67 0,40 0,71 1,00 1,38
440 0,152 0,202 0,38 0,48 0,40 0,71 0,96 1,24
460 0,172 0,232 0,34 0,43 0,28 0,49 0,90 1,24
480 0,132 0,172 0,26 0,33 0,26 0,46 0,74 1,01
LM = Lungen-MikrodialysatEZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,05 µg/ml)NV = Nicht vorhanden auf Grund zu geringer Probenvolumina1 = Flussrate 2,6 µl/min2 = Flussrate 3,2 µl/min3 = Flussrate 3,5 µl/min4 = Flussrate 4,1 µl/min
*während der Baseline-Sammelperiode (1 h vor Behandlung) wurden nach 20, 40 und 60 min Leerwert-Proben entnommen. Die Behandlung mit Cefrom® begann 10 min und endete 5 min vor Entnahme von Leerwert 3, da das Dialysat exakt 4,8 min benötigte, um von der Membran zum Probensammelgefäß zu gelangen. Da auf 5 min gerundet wurde, wurden in Leerwert 3 niedrige Konzentrationen gemessen.
Tab. 23: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 13 bis 16) (Versuch 3)
121
Ergebnisse
LM = Lungen-MikrodialysatEZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,05 µg/ml)NV = Nicht vorhanden auf Grund zu geringer Probenvolumina1 = Flussrate 2,6 µl/min2 = Flussrate 3,2 µl/min3 = Flussrate 3,5 µl/min4 = Flussrate 4,1 µl/min
*während der Baseline-Sammelperiode (1 h vor Behandlung) wurden nach 20, 40 und 60 min Leerwert-Proben entnommen. Die Behandlung mit Cefrom® begann 10 min und endete 5 min vor Entnahme von Leerwert 3, da das Dialysat exakt 4,8 min benötigte, um von der Membran zum Probensammelgefäß zu gelangen. Da auf 5 min gerundet wurde, wurden in Leerwert 3 niedrige Konzentrationen gemessen.
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF(µg/ml)
Tier Nr. 17 Tier Nr. 18 Tier Nr. 19 Tier Nr. 20
LM EZF LM EZF LM EZF LM EZF
Leerwert 1 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 2 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 3 0,51* 0,55* 0,48* 0,62* 0,19* 0,25* 0,63* 0,77*
20 27,98 30,05 14,95 19,32 15,47 20,55 20,57 25,27
40 25,48 27,36 15,571 20,131 17,99 23,89 NV NV
60 15,311 16,441 8,311 10,741 13,23 17,58 NV NV
80 8,721 9,371 5,501 7,111 11,87 15,77 15,581 19,141
100 7,131 7,661 4,491 5,801 9,57 12,71 12,981 15,941
120 7,051 7,571 3,041 3,931 7,39 9,81 9,901 12,161
140 NV NV NV NV 6,36 8,45 10,351 12,711
160 5,752 6,172 2,342 3,032 5,14 6,83 7,691 9,451
180 4,502 4,832 2,512 1,952 3,95 5,24 5,731 7,031
200 4,092 4,392 1,302 1,682 3,41 4,52 5,521 6,791
220 NV NV 0,932 1,202 2,89 3,84 4,931 6,061
240 2,781 2,981 0,731 0,951 2,06 2,73 3,98 4,89
260 NV NV 0,692 0,892 1,83 2,43 NV NV
280 NV NV 0,602 0,782 1,54 2,04 4,19 5,15
300 1,812 1,942 0,692 0,892 1,24 1,65 3,16 3,89
320 1,801 1,931 NV NV 1,11 1,48 1,51 1,85
340 1,711 1,841 0,361 0,461 0,93 1,23 2,03 2,50
360 1,631 1,751 0,301 0,391 0,76 1,00 1,57 1,93
380 1,761 1,891 0,251 0,321 0,70 0,93 1,28 1,57
400 1,511 1,621 0,152 0,192 0,51 0,68 0,41 0,50
420 1,381 1,481 0,122 0,152 0,38 0,51 1,02 1,25
440 1,231 1,331 0,121 0,161 0,47 0,62 0,76 0,93
460 1,03 1,11 0,121 0,151 0,27 0,36 0,80 0,98
480 0,82 0,88 0,111 0,141 0,23 0,30 0,50 0,62
Tab. 24: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 17 bis 20) (Versuch 3)
122
Ergebnisse
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in der EZF(µg/ml)
Tier Nr. 13
Tier Nr. 14
Tier Nr. 15
Tier Nr. 16
Tier Nr. 17
Tier Nr. 18
Tier Nr. 19
Tier Nr. 20 MW SD
Leerwert 1 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 2 NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
Leerwert 3 0,26 0,26 NQ 1,18 0,55 0,62 0,25 0,77 0,49 0,37
20 24,70 7,42 9,62 25,48 30,05 19,32 20,55 25,27 20,30 7,99
40 24,54 5,89 10,46 17,61 27,36 20,13 23,89 NV 18,55 7,28
60 NV 6,43 13,17 10,98 16,44 10,74 17,58 NV 12,72 4,10
80 NV 5,16 NV NV 9,37 7,11 15,77 19,14 11,31 5,92
100 NV 4,40 NV NV 7,66 5,80 12,71 15,94 9,30 4,87
120 3,97 NV 6,27 NV 7,57 3,93 9,81 12,16 7,29 3,27
140 3,17 3,32 7,45 NV NV NV 8,45 12,71 7,02 3,97
160 2,64 2,96 1,84 NV 6,17 3,03 6,83 9,45 4,70 2,81
180 2,20 NV 5,93 NV 4,83 1,95 5,24 7,03 4,53 2,04
200 1,76 1,90 4,62 6,43 4,39 1,68 4,52 6,79 4,01 2,04
220 1,41 1,46 4,01 2,84 NV 1,20 3,84 6,06 2,97 1,79
240 1,10 1,31 3,77 2,26 2,98 0,95 2,73 4,89 2,50 1,39
260 0,99 1,31 3,14 2,64 NV 0,89 2,43 NV 1,90 0,95
280 0,79 1,27 2,46 2,29 NV 0,78 2,04 5,15 2,11 1,50
300 0,63 1,09 1,97 1,74 1,94 0,89 1,65 3,89 1,72 1,01
320 NV 0,92 1,78 1,04 1,93 NV 1,48 1,85 1,50 0,43
340 0,50 0,81 1,67 1,15 1,84 0,46 1,23 2,50 1,27 0,70
360 NV 0,70 1,39 1,24 1,75 0,39 1,00 1,93 1,20 0,55
380 NV 0,80 1,33 1,02 1,89 0,32 0,93 1,57 1,12 0,52
400 0,22 0,77 0,97 1,13 1,62 0,19 0,68 0,50 0,76 0,48
420 0,27 0,67 0,71 1,38 1,48 0,15 0,51 1,25 0,80 0,51
440 0,20 0,48 0,71 1,24 1,33 0,16 0,62 0,93 0,71 0,44
460 0,23 0,43 0,49 1,24 1,11 0,15 0,36 0,98 0,62 0,42
480 0,17 0,33 0,46 1,01 0,88 0,14 0,30 0,62 0,49 0,32
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,05 µg/ml)NV = Nicht vorhanden auf Grund zu geringer Probenvolumina
Tab. 25: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standardabweichungen in der EZF (nicht- proteingebundene Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 3)
123
Ergebnisse
Abb
. 35:
Indi
vidu
elle
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
n in
der
EZF
(nic
ht-p
rote
inge
bund
ene
Frak
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nac
h ei
nmal
iger
intr
aven
öser
App
likat
ion
von
Cefr
om®
in e
iner
Dos
ieru
ng v
on 2
6 m
g/kg
KG
(Ver
such
3)
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Cefpirom (µg/ml)
2040
6080
100
120
140
160
180
200
220
240
260
280
300
320
340
360
380
400
420
440
460
480
0
0 51015202530
Tier
Nr.1
3Ti
er N
r.14
Tier
Nr.1
5Ti
er N
r.16
Tier
Nr.1
7Ti
er N
r.18
Tier
Nr.1
9Ti
er N
r.20
124
Ergebnisse
Abb. 36: M
aximal- und M
inimalw
ert, 1. und 3. Quartil und M
edianwert der Cefpirom
-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) pro
Probenentnahmezeitpunkt nach einm
aliger intravenöser Applikation von Cefrom
® in einer Dosierung von 26 m
g/kg KG (Versuch 3)
Zeit nach Behandlung (min)
Cefpirom (µg/ml)M
aximum
3.Quartil
Median
1.Quartil
Minim
um
2040
6080
100120
140160
180200
220240
260280
300320
340360
380400
420440
460480
0 5 10 15 20 25 30 35
125
Ergebnisse
Tab. 26: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standardabweichungen im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 3)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma(µg/ml)
Tier Nr. 13
Tier Nr. 14
Tier Nr. 15
Tier Nr. 16
Tier Nr. 17
Tier Nr. 18
Tier Nr. 19
Tier Nr. 20 MW SD
Leerwert NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ NQ
20 86,23 88,47 57,05 88,43 90,47 81,87 71,72 87,68 81,49 11,54
60 32,37 34,32 38,10 49,56 57,99 39,63 48,36 47,38 43,46 8,76
120 24,29 19,80 18,32 31,11 27,68 25,57 27,64 23,54 24,74 4,24
240 6,50 5,90 6,14 8,28 14,59 7,69 6,41 8,62 8,02 2,84
360 1,93 1,67 1,33 3,32 6,54 2,31 1,39 2,77 2,66 1,71
480 0,49 0,60 0,40 1,22 1,94 0,71 0,50 0,92 0,85 0,51
MW = MittelwertSD = StandardabweichungNQ = Nicht quantifizierbar (< 0,015 µg/ml)
Die mittlere Cefpirom-Konzentration in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) fiel von
20,30 Mikrogramm pro Milliliter (20 Minuten nach Behandlung) kontinuierlich auf 0,49 Mi-
krogramm pro Milliliter (8 Stunden nach Behandlung) ab.
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma (Gesamt-Fraktion)
Alle analytischen Sequenzen erfüllten die festgelegten Akkzeptanzkriterien (siehe Kapitel 3.6.1).
Die untere Quantifizierungsgrenze lag bei 0,015 Mikrogramm pro Milliliter.
Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma der einzelnen Tiere zu den verschiedenen Probenent-
nahmezeitpunkten, Mittelwerte (n=8) und Standardabweichungen sind in Tabelle 26 aufgelistet.
In Abbildung 37 sind die Werte aus Tabelle 26 graphisch dargestellt. In Abbildung 38 sind pro
Probenentnahmezeitpunkt Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und der Medianwert
mittels Boxplots graphisch dargestellt.
Die mittlere Cefpirom-Konzentration im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) fiel von 81,49 Mikro-
gramm pro Milliliter (20 Minuten nach Behandlung) kontinuierlich auf 0,85 Mikrogramm pro
Milliliter (8 Stunden nach Behandlung) ab.
126
Ergebnisse
Abb
. 37:
Indi
vidu
elle
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
n im
Blu
tpla
sma
(Ges
amt-
Frak
tion)
nac
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nmal
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öser
App
likat
ion
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Cefr
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iner
Dos
ieru
ng v
on
26
mg/
kg K
G (V
ersu
ch 3
)
Tier
Nr.1
3Ti
er N
r.14
Tier
Nr.1
5Ti
er N
r.16
Tier
Nr.1
7Ti
er N
r.18
Tier
Nr.1
9Ti
er N
r.20
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Cefpirom (µg/ml)
2040
6080
100
120
140
160
180
200
220
240
260
280
300
320
340
360
380
400
420
440
460
480
0
10203040 05060708090
127
Ergebnisse
Abb
. 38:
Max
imal
- un
d M
inim
alw
ert,
1. u
nd 3
. Qua
rtil
und
Med
ianw
ert
der C
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lasm
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von
26
mg/
kg K
G (V
ersu
ch 3
)
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
20
102030405060708090100
6012
024
036
048
0
0
Cefpirom (µg/ml)
Max
imum
3.Q
uart
il
Med
ian
1.Q
uart
il
Min
imum
128
Ergebnisse
Vergleich der Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blutplasma
Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) und im
Blutplasma (Gesamt-Fraktion), sowie das Verhältnis der mittleren Konzentrationen zueinander
zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten sind in Tabelle 27 aufgelistet. In Abbildung
39 sind die Werte aus Tabelle 27 graphisch dargestellt.
Das Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene
Fraktion) zu Blutplasma (Gesamt-Fraktion) stieg von 0,25 (20 Minuten nach Behandlung) auf
0,58 (8 Stunden nach Behandlung) an.
Das Verhältnis der individuellen Cefpirom-Konzentrationen in der EZF zu Blutplasma der ein-
zelnen Tiere zu den verschiedenen Probenentnahmezeitpunkten ist in Tabelle 46 und 47 (siehe
Kapitel 7.1) aufgelistet.
Tab. 27: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) und im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 3)
Zeit nachBehandlung
(min)
Mittlere Cefpirom-Konzentrationen (µg/ml) Verhältnis
EZF Blutplasma EZF / Blutplasma
20 20,30 81,49 0,25
60 12,72 43,46 0,29
120 7,29 24,74 0,29
240 2,50 8,02 0,31
360 1,20 2,66 0,45
480 0,49 0,85 0,58
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der Lunge
129
Ergebnisse
Abb
. 39:
Mitt
lere
Cef
piro
m-K
onze
ntra
tione
n in
der
EZF
und
im B
lutp
lasm
a na
ch e
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alig
er in
trav
enös
er A
pplik
atio
n vo
n Ce
from
®
in
eine
r Dos
ieru
ng v
on 2
6 m
g/kg
KG
(Ver
such
3)
Blut
plas
ma
(Ges
amt-
Frak
tion
)
EZF
(nic
ht-p
rote
inge
bund
ene
Frak
tion
)
Zeit
nac
h Be
hand
lung
(min
)
Cefpirom (µg/ml)
020
4060
8010
012
014
016
018
020
022
024
026
028
030
032
034
036
038
040
042
044
046
048
0
5 0101520253035404550556065707580
130
Ergebnisse
4.3.3 Pharmakokinetische Parameter
Die pharmakokinetischen Parameter für Cefpirom in der EZF der Lunge und im Blutplasma
wurden basierend auf den individuellen Cefpirom-Konzentrationen der einzelnen Tiere be-
stimmt. Ausgewählte pharmakokinetische Parameter der einzelnen Tiere, Mittelwerte und Stan-
dardabweichungen sind in Tabelle 28 (EZF) und 29 (Blutplasma) aufgelistet.
Nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® betrug die mittlere Cmax
21,26 Mikro-
gramm pro Milliliter in der EZF und 81,49 Mikrogramm pro Milliliter im Blutplasma. In der
EZF wurde eine mittlere Tmax
von 30 Minuten beobachtet. Die mittlere AUClast
betrug 2435
Minuten mal Mikrogramm pro Milliliter für die EZF und 8176 Minuten mal Mikrogramm pro
Milliliter für Blutplasma. Das Verhältnis der mittleren AUClast
der EZF (nicht-proteingebundene
Fraktion) zur mittleren AUClast
von Blutplasma (Gesamt-Fraktion) betrug 0,30.
Tab. 28: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom in der EZF nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 3)
MW = MittelwertSD = Standardabweichung
AUClast = Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveCmax = Maximale KonzentrationTmax = Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
Parameter Einheit Tier Nr. 13
Tier Nr. 14
Tier Nr. 15
Tier Nr. 16
Tier Nr. 17
Tier Nr. 18
Tier Nr. 19
Tier Nr. 20 MW SD
AUClastmin*
µg/ml 2270 1119 2069 2689 2953 1689 2900 3794 2435 832
Cmax µg/ml 24,70 7,42 13,17 25,48 30,05 20,13 23,89 25,27 21,26 7,45
Tmax min 20 20 60 20 20 40 40 20 30 15,12
Tab. 29: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom im Blutplasma nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Versuch 3)
MW = MittelwertSD = Standardabweichung
AUClast = Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveCmax = Maximale KonzentrationTmax = Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
Parameter Einheit Tier Nr. 13
Tier Nr. 14
Tier Nr. 15
Tier Nr. 16
Tier Nr. 17
Tier Nr. 18
Tier Nr. 19
Tier Nr. 20 MW SD
AUClastmin*
µg/ml 7433 7096 6186 9396 7982 8023 8539 8176 1415
Cmax µg/ml 86,23 88,47 57,05 88,43 90,47 81,87 71,72 87,68 81,49 11,53
Tmax min 20 20 20 20 20 20 20 20 20 0
10756
131
Ergebnisse
4.3.4 Pathologische Untersuchung
Makroskopische Untersuchung
Nach Einschläfern der Tiere Nr. 14, 16, 17 und 20 (8 Stunden nach Behandlung) wurde der Sitz
des Mikrodialysekatheters in der Lunge überprüft, wobei sich bei allen 4 Tieren die gesamte Län-
ge der Membran im Lungengewebe befand. Während der pathologisch-makroskopischen Unter-
suchung der Lunge der Tiere Nr. 14, 16, 17 und 20 circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters
in das Lungengewebe wurden die folgenden Veränderungen beobachtet:
• Auf der pulmonalen Pleura fanden sich Hämorrhagien und Fibrinauflagerun-
gen im Bereich der Einstichstelle des Katheters. Diese waren bei den einzel-
nen Tieren unterschiedlich stark ausgeprägt.
• Bei Anschnitt der Einstichstelle wurden Hämorrhagien entlang des Stichka-
nals des Katheters beobachtet. Diese waren bei den einzelnen Tieren unter-
schiedlich stark ausgeprägt.
• Im Bereich um die Einstichstelle zeigte das Lungeninterstitium ödematöse
Veränderungen.
Während der pathologisch-makroskopischen Untersuchung der Lunge der Tiere Nr. 19, 15, 18
und 13 2, 3, 4 oder 5 Tage nach Einsatz des Katheters in das Lungengewebe, wobei der Katheter
circa 9 Stunden nach Einsatz wieder aus der Lunge entfernt wurde, wurden die folgenden Ver-
änderungen beobachtet:
• Bei allen 4 Tieren wurden lediglich geringgradige Hämorrhagien und Fibri-
nauflagerungen auf der pulmonalen Pleura gefunden.
• Nach 2 (Tier Nr. 19) und 3 Tagen (Tier Nr. 15) waren noch Hämorrhagien
entlang des Stichkanals vorhanden. Nach 4 (Tier Nr. 18) und 5 Tagen (Tier
Nr. 13) wurden keine Hämorrhagien mehr entlang des Stichkanals beobach-
tet (siehe Abbildung 40).
• 2 und 3 Tage nach Entfernung des Katheters war das interstitielle Ödem im
Bereich um die Einstichstelle noch deutlich sichtbar, nach 4 und 5 Tagen war
es lediglich noch in der direkten Umgebung der Einstichstelle zu sehen.
Die Befunde der einzelnen Tiere sind in Kapitel 7.2 aufgelistet.
132
Ergebnisse
Abb. 40: Anschnitt der Einstichstelle des Katheters (lamelliert) 3 Tage nach Entfernung des Katheters (Versuch 3)
Histologische Untersuchung
Von der Einstichstelle des Katheters wurden Gewebeproben entnommen und nach Anfertigung
histologischer Schnitte, wurden diese mikroskopisch untersucht. Dabei wurden bei den Tieren
Nr. 14, 16, 17 und 20 (Entnahme der Gewebeproben circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters
in das Lungengewebe) die folgenden Veränderungen beobachtet:
• Im Gewebe der pulmonalen Pleura fanden sich fibrinöse Adhäsionen mit
Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, Fibrinbildung und Hä-
morrhagien.
• Das interlobuläre Interstitium war verbreitert. Hier wurden Neutrophilen
und Makrophagen, sowie Fibrinbildungen und Hämorrhagien beobachtet.
Bei einigen Tieren waren die Lymphgefäße des interlobulären Interstitiums
dilatiert, selten fanden sich auch fibrinöse Thromben.
• Das Lumen des Bronchialsystems war mit Neutrophilen, Makrophagen, Ery-
throzyten, abgeschilferten Epithelzellen und manchmal auch mit Ödemflüs-
sigkeit partiell gefüllt.
• Das Lumen der Alveolen war mit aktivierten Alveolarmakrophagen, Neutro-
philen, Erythrozyten, Fibrin und manchmal auch mit Ödemflüssigkeit gefüllt.
In einigen Fällen war das interalveoläre Interstitium durch Aggregation von
Neutrophilen, Makrophagen und Fibroblasten verdickt.
Bei den Tieren Nr. 19, 15, 18 und 13 (Entnahme der Gewebeproben 2, 3, 4 oder 5 Tage nach
Einsatz des Katheters in das Lungengewebe) wurden die folgenden Veränderungen beobachtet:
133
Ergebnisse
Abb. 41: Histologischer Schnitt der Einstichstelle des Katheters 4 Tage nach dessen Entfernung (Tier Nr. 18), Mikroskop-Vergrößerung 40-fach (Versuch 3)
1 Granulationsgewebe mit Neovaskularisation
Abb. 42: Histologischer Schnitt der Einstichstelle des Katheters 5 Tage nach dessen Entfernung (Tier Nr. 13), Mikroskop-Vergrößerung 200-fach (Versuch 3)
1 Granulationsgewebe mit Neovaskularisation
• Im Gewebe der pulmonalen Pleura fanden sich nach 2 und 3 Tagen noch
fibrinöse Adhäsionen mit Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen,
Fibrinbildung und Hämorrhagien. Nach 3 Tagen wurde bereits Granulations-
gewebe mit Neovaskularisation beobachtet. Nach 4 und 5 Tagen zeigten sich
Neutrophile, Makrophagen und Fibroblasten, sowie große Areale mit Granu-
lationsgewebe und Neovaskularisation (siehe Abbildung 41 und 42).
• Im Lumen des Bronchialsystems fanden sich nach 2 und 3 Tagen noch einige
Erythrozyten, nach 4 und 5 Tagen waren lediglich noch einzelne Eosinophile
und abgeschilferte Epithelzellen sichtbar.
• Das Lumen der Alveolen war nach 2 Tagen noch mit Neutrophilen, Erythro-
zyten, Fibrin und Ödemflüssigkeit gefüllt, nach 3, 4 und 5 Tagen fanden sich
lediglich noch einige Erythrozyten. Das interalveoläre Interstitium war nur
an einzelnen Stellen durch Aggregation von Neutrophilen, Makrophagen und
Fibroblasten verdickt.
Die Befunde der einzelnen Tiere sind in Kapitel 7.2 aufgelistet.
134
Ergebnisse
4.4 Vergleichende Betrachtung der Versuche 1, 2 und 3
4.4.1 Auswirkung der Operation und Katheter-Implantation auf die Tiere
Bei allen 20 Tieren traten im Verlauf der Narkose keine Komplikationen auf. Diejenigen Tiere, bei
denen die Narkose nach Verschluss des Thorax ausgeleitet wurde (Tiere Nr. 13 bis 20), standen
aufrecht und fraßen spätestens 2 Stunden nach der Extubation (siehe Abbildung 43). Die Schwei-
ne Nr. 19, 15, 18 und 13, welche erst nach 2, 3, 4 oder 5 Tagen nach der Operation eingeschlä-
fert wurden, zeigten ungestörtes Fress- und Bewegungsverhalten (siehe Abbildung 44) und die
während der klinischen Untersuchungen bestimmten Parameter (siehe Kapitel 3.5.2) waren ohne
besonderen Befund. Weiterhin traten zu keiner Zeit Reaktionen an der Operationsnarbe auf.
Abb. 43: Schwein circa 2 Stunden nach Narkoseausleitung Abb. 44: Schwein 1 Tag post OP
135
Ergebnisse
Tab. 30: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) der Versuche 1 (n=4 [siehe Tab. 8]), 2 (n=8 [siehe Tab. 15]) und 3 (n=8 [siehe Tab. 25]) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG
Zeit nachBehandlung
(min)
Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF(µg/ml)
Versuch 1 Versuch 2 Versuch 3
(narkotisierte Tiere, Thorax mit Tupfern abgedeckt)
(narkotisierte Tiere, Thorax lege artis verschlossen)
(wache Tiere, Thorax lege artis verschlossen)
20 6,20 14,56 20,30
40 8,22 17,27 18,55
60 7,81 15,26 12,72
80 6,90 14,35 11,31
100 5,58 13,33 9,30
120 5,32 11,17 7,29
140 4,88 10,74 7,02
160 4,31 9,69 4,70
180 3,77 9,04 4,53
200 3,50 8,31 4,01
220 2,99 7,51 2,97
240 2,60 6,66 2,50
260 2,33 6,08 1,90
280 2,06 5,16 2,11
300 1,83 4,96 1,72
320 1,60 4,35 1,50
340 1,44 3,85 1,27
360 1,31 3,55 1,20
380 1,09 3,29 1,12
400 1,01 2,87 0,76
420 0,88 2,69 0,80
440 0,82 2,50 0,71
460 0,72 2,27 0,62
480 0,59 1,97 0,49
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der Lunge
4.4.2 Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge
Die mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) der
Versuche 1 (n=4), 2 (n=8) und 3 (n=8) sind in Tabelle 30 zusammenfassend aufgelistet. In Abbil-
dung 45 sind die Werte aus Tabelle 30 graphisch dargestellt.
Tabelle 31 bietet einen Überblick über das Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentrationen
in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) zu Blutplasma (Gesamt-Fraktion) der einzelnen
Versuche.
136
Ergebnisse
Abb. 45: M
ittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) der Versuche 1 (n=4 [siehe Tab. 8]), 2 (n=8 [siehe Tab. 15]) und 3 (n=8
[siehe Tab. 25]) nach einm
aliger intravenöser Applikation von Cefrom
® in einer Dosierung von 26 m
g/kg KG
Zeit nach Behandlung (min)
2040
6080
100120
140160
180200
220240
260280
300320
340360
380400
420440
460480
0
Cefpirom (µg/ml)
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
Versuch 1 (narkotisierte Tiere, Thorax mit Tupfern abgedeckt)
Versuch 2 (narkotisierte Tiere, Thorax lege artis verschlossen)Versuch 3 (w
ache Tiere, Thorax lege artis verschlossen)
137
Ergebnisse
Tab. 31: Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) zu Blutplasma (Gesamt-Fraktion) der Versuche 1, 2 und 3 nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG
Zeit nachBehandlung
(min)
Verhältnis EZF / Blutplasma
Versuch 1 Versuch 2 Versuch 3
20 0,16 0,22 0,25
60 0,22 0,40 0,29
120 0,23 0,45 0,29
240 0,34 0,60 0,31
360 0,44 0,65 0,45
480 0,47 0,72 0,58
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der Lunge
4.4.3 Auswertung der statistischen Testverfahren
Die Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der Lunge aus Versuch 1 (narkotisierte
Tiere, Thorax mit Tupfern abgedeckt) und aus Versuch 2 (narkotisierte Tiere, Thorax lege artis
verschlossen) waren bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors „Versuch“ signifikant unterschiedlich
(p=0,022). Die Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der Lunge aus Versuch 2
(narkotisierte Tiere, Thorax lege artis verschlossen) und aus Versuch 3 (wache Tiere, Thorax lege
artis verschlossen) waren bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors „Versuch“ nicht signifikant un-
terschiedlich (p=0,059). Die Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der Lunge
und im Blutplasma (Versuch 2) waren bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors „Matrix“ signifikant
unterschiedlich (p <0,0001). Die Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der Lun-
ge und in der ELF (Versuch 2) waren bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors „Matrix“ signifikant
unterschiedlich (p <0,0001). Die Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom im Blutplasma und
in der ELF (Versuch 2) waren bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors „Matrix“ signifikant unter-
schiedlich (p <0,0001). Die Konzentrationen von Cefpirom in der EZF der Lunge, im Blutplas-
ma, in der ELF und im Lungengewebe am Probenentnahmezeitpunkt 8 Stunden nach Behand-
lung (Versuch 2) waren nicht signifikant unterschiedlich (p=0,069).
138
Ergebnisse
Tab. 32: Mittelwerte der pharmakokinetischen Parameter von Cefpirom in der EZF und im Blutplasma der Versuche 1 (n=4 [siehe Tab. 11 und 12]), 2 (n=8 [siehe Tab. 20 und 21]), und 3 (n=8 [siehe Tab. 28 und 29]) nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG
Parameter EinheitVersuch 1 Versuch 2 Versuch 3
EZF Blutplasma EZF Blutplasma EZF Blutplasma
AUClast
min*µg/ml 3948 6740 3608 9138 2435 8176
Cmax µg/ml 8,22 44,29 18,72 65,61 21,26 81,49
Tmax min 40 30 42,5 20 30 20
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeAUClast = Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveCmax = Maximale KonzentrationTmax = Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
4.4.4 Pharmakokinetische Parameter
In Tabelle 32 sind der mittlere Cmax
, Tmax
und die mittlere AUClast
in der EZF und im Blutplasma
der Versuche 1 (n=4), 2 (n=8) und 3 (n=8) zusammenfassend aufgelistet.
Das Verhältnis der mittleren AUClast
der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) zur mittleren
AUClast
von Blutplasma (Gesamt-Fraktion) betrug 0,59 in Versuch1, 0,39 in Versuch 2 und 0,30
in Versuch 3.
139
Diskussion
5Diskussion
140
Diskussion
5.1 Auswahl des Mikrodialysezubehörs, Bedingungen und Bestimmung der relativen Wiederfindung
In Anlehnung an HERKNER et al. (2002), die für ihren Mikrodialyseversuch zur Messung von
Cefpirom-Konzentrationen in der menschlichen Lunge einen flexiblen Katheter mit einer 0,6
mal 50 Millimeter großen Membran aus Polyethersulfon (Cut-off 15.000 Dalton) verwendeten,
wurde für die Durchführung der Mikrodialyse in der Lunge von Schweinen in den Versuchen 1
bis 3 ebenfalls ein flexibler, konzentrisch aufgebauter Mikrodialysekatheter mit einer 0,6 mal 30
Millimeter großen Membran aus Polyarylethersulfon mit einem Cut-off von 20.000 Dalton (Mi-
krodialysekatheter CMA 61) gewählt. Sowohl die Eigenschaften des Mikrodialysekatheter CMA
61 als auch dessen Handhabung erfüllten die in der Literatur angegebenen Empfehlungen für
die Anwendung in der Lunge. Für den Einsatz in die Lunge als Weichteilgewebe wurde ein fle-
xibel geformter Katheter gewählt, da ein starrer Katheter Läsionen während der Atembewegung
verursacht hätte (JOUKHADAR u. MÜLLER 2005). Wie von JOUKHADAR und MÜLLER
(2005) empfohlen, wurde die Membran, um Schäden zu vermeiden, mit Hilfe einer Führungs-
kanüle in die Lunge der Schweine eingesetzt. Bei genauer Betrachtung aller in den Versuchen 1
bis 3 verwendeten Katheter nach deren Entfernung aus den Tieren konnten makroskopisch keine
Schäden an den Membranen festgestellt werden. Der Verlauf der Konzentrations-Zeitkurven von
Cefpirom in den EZF bestätigt die Unversehrtheit der verwendeten Membranen während der
Probenentnahmezeiträume. Ein weiteres wichtiges Kriterium für die Auswahl eines Mikrodialy-
sekatheters, nämlich der Ausschluss einer Interaktion der zu untersuchenden Substanz mit dem
Membranmaterial, wurde ebenfalls erfüllt. Auf Grund der Molekülstruktur und geringen Lipo-
philie von Cefpirom kann eine Interaktion mit dem verwendeten Membranmaterial, Polyaryle-
thersulfon, ausgeschlossen werden. Des Weiteren verhinderte die Wahl des Cut-offs von 20.000
Dalton einerseits den Durchtritt von großen Molekülen wie Proteinen, war aber andererseits
groß genug, um die von PLOCK u. KLOFT (2005) beschriebene Voraussetzung für eine akzep-
table relative Wiederfindung (das Molekulargewicht der Substanz sollte höchstens ein Viertel des
Cut-offs der Membran betragen) zu erfüllen (Molekulargewicht von Cefpirom = 514,57 Dal-
ton). Die Größe der Membran beeinflusst sowohl das Gewebe, in welches sie eingesetzt wird, als
auch die relative Wiederfindung. Der kleine Durchmesser der Membran des Katheters CMA 61
(0,6 Millimeter) verursachte lediglich ein geringes Gewebetrauma in der Lunge und die Länge
der Membran (30 Millimeter) schuf gute Voraussetzungen für eine hohe relative Wiederfindung.
141
Diskussion
Um eine hohe relative Wiederfindung zu erzielen, ist es grundsätzlich wichtig, alle Faktoren, die
diese beeinflussen können, zu berücksichtigen. Da die Beschaffenheit der Membran Einfluss auf
die relative Wiederfindung nimmt, wurde eine Membran ausgewählt, die wie oben beschrieben
auf Grund ihrer Größe und ihres Cut-offs gute Voraussetzungen für eine möglichst hohe relative
Wiederfindung schuf. Auch die Größe und die physikalisch-chemischen Eigenschaften der zu
untersuchenden Substanz wirken sich auf die relative Wiederfindung aus. Gemäß CHAURASIA
(1999) und PLOCK u. KLOFT (2005) sind lipophile und größere Substanzen mit einem Mole-
kulargewicht größer als 1000 Dalton für herkömmliche Mikrodialyseversuche eher ungeeignet.
Cefpirom dagegen besitzt auf Grund seiner geringen Lipophilie und des relativ niedrigen Mole-
kulargewichts ideale Eigenschaften zur Konzentrationsbestimmung mittels Mikrodialyse. Weiter-
hin kann, wie von DE LANGE et al. (2000) beschrieben, die Zusammensetzung des Perfusats die
relative Wiederfindung beeinflussen. Das Perfusat sollte sich isoosmotisch zur der den Katheter
umgebenden Flüssigkeit verhalten. Auch dieses Kriterium wurde erfüllt, indem die Katheter
mit Ringer-Lösung perfundiert wurden. Auch die Flussrate hat großen Einfluss auf die relative
Wiederfindung. Je niedriger die Flussrate, desto höher ist die relative Wiederfindung. Das Her-
absetzen der Flussrate wird allerdings durch die untere Quantifikationsgrenze der analytischen
Methode limitiert. HERKNER et al. (2002) bestimmten die relative Wiederfindung in vitro. Bei
einer Flussrate von 1,5 Mikroliter pro Minute ermittelten sie eine relative Wiederfindung von 78
Prozent; bei einer Flussrate von 4 Mikroliter pro Minute betrug die relative Wiederfindung 43
Prozent. Die In-vitro-Wiederfindungsversuche und In-vivo-Versuche dieser Arbeit wurden bei ei-
ner Flussrate von 1,5 Mikroliter pro Minute durchgeführt (in Versuch 3 wurde die Flussrate zeit-
weise erhöht [siehe Kapitel 5.4]). Somit wurden einerseits gute Voraussetzungen für eine hohe
relative Wiederfindung geschaffen und andererseits waren die Probenvolumina groß genug, um
sie valide analysieren zu können. Weitere Einflussfaktoren bezüglich der relativen Wiederfindung
sind die Temperatur und die Beschaffenheit der Matrix (PLOCK u. KLOFT 2005). Alle genann-
ten Faktoren sollten bei der Bestimmung der relativen Wiederfindung berücksichtigt werden.
Wie in Kapitel 2.1.8 erläutert, sind in der Literatur verschiedene Methoden zur Ermittlung der
relativen Wiederfindung beschrieben. Von den genannten In-vivo-Methoden wird die Retrodia-
lyse am häufigsten verwendet. Dies war in den Versuchen 1 bis 3 allerdings aus Tierschutzaspek-
ten nicht möglich, denn die Bestimmung der relativen Wiederfindung mittels Retrodialyse hätte
nach Einsatz des Katheters, vor der Behandlung mit Cefpirom erfolgen müssen. Dies hätte eine
Verlängerung der Narkosedauer (etwa 10 Stunden) um mindestens 2 Stunden bedeutet. Somit
wurde die relative Wiederfindung in vitro bestimmt, wobei jedoch alle oben genannten Einfluss-
faktoren berücksichtigt wurden. Um möglichst ähnliche Bedingungen bezüglich der Temperatur
im Vergleich zur In-vivo-Situation zu schaffen, wurden die In-vitro-Versuche bei einer konstanten
Temperatur von 37 Grad Celsius durchgeführt. Der Einfluss der Beschaffenheit der Matrix wur-
de durch ständiges Umrühren der Stammlösungen mit einem Magnetrührer berücksichtigt. Ge-
mäß BRUNNER und LANGER (2006) können Schwankungen der relativen Wiederfindung
(zwischen 10 und 20 Prozent) auch zwischen einzelnen Kathetern der gleichen Art auftreten, da
142
Diskussion
diese handgefertigt werden. Deshalb empfiehlt es sich, wie auch für die in den Versuchen 1 bis 3
verwendeten Katheter durchgeführt, jeden Katheter von Einsatz im Tier einzeln zu kalibrieren.
Der Mittelwert und die Standardabweichung der relativen Wiederfindungen der 20 verwendeten
Katheter betrugen 80,43 Prozent und 11,99 Prozent.
143
Diskussion
5.2 Auswirkungen der Thorakotomie und der Katheter- implantation
In den Versuchen 2 und 3 wurde nach Einschläfern der Tiere der Sitz des Katheters im Lun-
gengewebe überprüft. Um die Auswirkungen des Katheters auf das Lungengewebe zu untersu-
chen, wurden pathologisch-makroskopische und -histologische Untersuchungen durchgeführt.
Auf Grund der Atembewegung und der damit einhergehenden Gefahr eines instabilen Sitzes
des Katheters im Gewebe gilt die Lunge eigentlich als ein schwieriges Organ zur Durchführung
eines Mikrodialyseversuchs. In den hier durchgeführten Versuchen befand sich jedoch die gesam-
te Länge der Membran bei allen 16 Tieren, bei welchen der Sitz des Katheters während (Tiere
Nr. 2 bis 4 Versuch 1) oder direkt nach Beendigung der 8-stündigen Sammelperiode (Tier Nr. 1
Versuch 1; alle 8 Tiere Versuch 2; Tiere Nr. 14, 16, 17, 20 Versuch 3) kontrolliert werden konnte,
sicher im Lungengewebe. Auch bei den restlichen 4 Tieren aus Versuch 3, bei denen der Sitz des
Katheters nach Beendigung der Sammelperiode nicht überprüft werden konnte, da diese erst 2,
3, 4 oder 5 Tage nach Entfernung des Katheters eingeschläfert wurden, muss sich der Katheter
auf Grund der konsistenten Ergebnisse sicher im Lungengewebe befunden haben. Während der
pathologisch-makroskopischen Untersuchung zeigte sich, dass Fibrinauflagerungen auf der Pleu-
ra pulmonalis im Bereich der Einstichstelle den Katheter zusätzlich fixierten.
Circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters (8 Stunden nach Behandlung) wurden bei allen Tie-
ren, bei welchen zu diesem Zeitpunkt eine pathologisch-makroskopische Untersuchung durch-
geführt wurde (alle 8 Tiere Versuch 2; Tiere Nr. 14, 16, 17, 20 Versuch 3), Fibrinauflagerungen
und meist auch Hämorrhagien im Bereich der Einstichstelle des Katheters beobachtet. Des Wei-
teren zeigten sich bei Anschnitt Hämorrhagien entlang des Stichkanals. Diese Veränderungen
waren bei den einzelnen Schweinen unterschiedlich stark ausgeprägt. Es konnte jedoch kein
Unterschied zwischen denjenigen Schweinen, welche sich während des gesamten Probeentnah-
mezeitraumes unter Narkose befanden (alle Tiere Versuch 2) und denjenigen Schweinen, die sich
während des Probeentnahmezeitraumes in wachem Zustand in einem modifizierten Metabolis-
muskäfig befanden (alle Tiere Versuch 3), festgestellt werden. Somit zeigt sich, dass durch Bewe-
gung und eigenständige Atmung der Tiere keine zusätzlichen Veränderungen im Gewebe her-
vorgerufen werden. Dies bestätigt die Aussage von HANSEN et al. (1999), dass die Mikrodialyse
in wachen, sich bewegenden Individuen durchgeführt werden kann. Weiterhin konnten während
der makroskopischen Untersuchung ödematöse Veränderungen des Interstitiums im Bereich um
die Einstichstelle beobachtet werden. Dies steht im Widerspruch zu AULT et al. (1994), die nach
144
Diskussion
Durchführung eines Mikrodialyseversuchs in der Haut keine Ödembildung feststellen konnten.
Allerdings unterscheidet sich Lungengewebe in seinem Aufbau stark von dermalem Gewebe;
unter anderem ist die Lunge weitaus stärker vaskularisiert. Des Weiteren wurden bei der makro-
skopischen Untersuchung im Lungengewebe von einigen Schweinen Areale chronischer Pneu-
monie gefunden. Mittels histologischer Untersuchung von Gewebeproben dieser Areale konn-
te eine interstitielle Pneumonie diagnostiziert werden. Während der Akklimatisationsphase und
im Verlauf der prä-anästhetischen Untersuchung zeigten diese Schweine jedoch keine klinische
Symptome. Die Ergebnisse der histologischen Untersuchung bestätigten die makroskopischen
Befunde im Bereich der Einstichstelle. Im Gewebe der Pleura pulmonalis konnten oberflächlich fi-
brinöse Adhäsionen mit Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, sowie Fibrinbildung
und Hämorrhagien beobachtet werden. In einigen Fällen waren die Blut- oder Lymphgefäße
dilatiert. Bei fast allen Tieren war das interlobuläre Interstitium verbreitert und auch hier wurden
Neutrophile, Makrophagen, Fibrin und Hämorrhagien gefunden. In einigen Fällen waren die
Lymphgefäße dilatiert, selten fanden sich auch fibrinöse Thromben. Das Lumen der Bronchi und
Bronchuli war partiell gefüllt mit Neutrophilen, Makrophagen, Erythrozyten, abgeschilferten Epi-
thelzellen und manchmal auch mit Ödemflüssigkeit. Im Lumen der Alveolen fanden sich eben-
falls Neutrophile, Erythrozyten, Fibrin und teilweise Ödemflüssigkeit. Zusätzlich waren aktivier-
te Alveolarmakrophagen sichtbar und in einigen Fällen war das interalveoläre Interstitium durch
Aggregation von Neutrophilen, Makrophagen und Fibroblasten verdickt. In der Literatur finden
sich keine Untersuchungen bezüglich der Auswirkung des Einsatzes von Mikrodialysekathetern
in Lungengewebe. Nach Einsatz von Mikrodialysekathetern in Haut-, Muskel-, und Leberge-
webe wurden akute inflammatorische Reaktionen mit initialer Infiltration von Lymphozyten,
Neutrophilen und Makrophagen beobachtet (AULT et al. 1994; DAVIES 1999). Nach PLOCK
und KLOFT (2005) hat die Infiltration des Gewebes mit Lymphozyten jedoch keinen Einfluss
auf die Funktion des Katheters. Auch wurde durch Messung von Gewebetrauma-Markern ge-
zeigt, dass das initiale Gewebetrauma eine halbe Stunde nach Einsatz des Katheters abklingt. Es
wird deshalb empfohlen, den Katheter für diese Zeitspanne vor der Behandlung zu perfundieren
(CHAURASIA et al. 2007). In den Versuchen 1, 2 und 3 wurde die Baseline-Sammelperiode
sogar auf 1 Stunde ausgedehnt.
Gemäß CHAURASIA et al. (2007) ruft der Katheter bei einer Implantationszeit von unter 24
Stunden keine Fremdkörperreaktion im Gewebe hervor. In den histologischen Schnitten der
Versuche 2 und 3 konnte ebenfalls kein Hinweis auf eine Fremdkörperreaktion gefunden wer-
den. Das Lungengewebe der Tiere Nr. 19, 15, 18 und 13 wurde 2, 3 ,4 beziehungsweise 5 Tage
nach Entfernung des Katheters pathologisch-makroskopisch und -histologisch untersucht. Bei
allen 4 Tieren wurden noch geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der Pleu-
ra pulmonalis gefunden. 2 (Tier Nr. 19) und 3 Tage (Tier Nr. 15) nach Entfernung des Katheters
trat das interstitielle Ödem im Bereich der Einstichstelle noch deutlich hervor; nach 4 (Tier
Nr. 18) und 5 Tagen (Tier Nr. 13) war es lediglich direkt um die Einstichstelle sichtbar. Auch die
nach 2 und 3 Tagen noch vorhandenen Hämorrhagien entlang des Einstichkanals in der Tiefe des
145
Diskussion
Gewebes traten nach 4 und 5 Tagen nicht mehr auf. Die Hämorrhagien waren somit nach 4 Ta-
gen resorbiert. Bei der histologischen Untersuchung der Gewebeproben zeigten sich im Bereich
der Pleura pulmonalis nach 2 und 3 Tagen noch fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche mit Ag-
gregation von Neutrophilen und Makrophagen, sowie Fibrinbildung und Hämorrhagien. Nach
3 Tagen war bereits Granulationsgewebe mit Neovaskularisation sichtbar. Nach 4 und 5 Tagen
fanden sich Neutrophile, Makrophagen und Fibroblasten, sowie große Areale mit Granulations-
gewebe und Neovaskularisation. Im Lumen der Bronchi und Bronchuli befanden sich nach 2 und
3 Tagen noch Erythrozyten; nach 4 und 5 Tagen waren lediglich noch einzelne Eosinophile und
abgeschilferte Epithelzellen sichtbar. Das Lumen der Alveolen wies nach 2 Tagen Neutrophile,
Erythrozyten, Fibrin und Ödemflüssigkeit auf; nach 3, 4 und 5 Tagen war noch geringgradige
Hämorrhagien sichtbar und das interalveoläre Interstitium war durch Aggregation von Neutro-
philen, Makrophagen und Fibroblasten lediglich an einzelnen Stellen verdickt.
Auf Grund der geschützten anatomischen Lage der Lunge innerhalb des Thorax ist ein invasiver
chirurgischer Eingriff notwendig, bevor der Mikrodialysekatheter im Lungengewebe platziert
werden kann. Da der Einsatz des Katheters durch die Brustwand mittels Trokar fast immer zur
Entstehung eines Pneumothorax führt, ist eine Thorakotomie Voraussetzung für die Durchfüh-
rung eines erfolgreichen Mikrodialyseversuchs in der Lunge (ZEITLINGER et al. 2005). Aller-
dings sind fast alle Methoden, die zur Konzentrationsbestimmung von Arzneimitteln in der Lun-
ge eingesetzt werden können, mehr oder weniger invasiv. Von den in Kapitel 2.1 aufgeführten
Untersuchungsmodellen können Antiinfektiva-Konzentrationen im Respirationstrakt, neben der
Mikrodialyse, durch die Entnahme von Gewebeproben, die BAL, die Entnahme von ELF mittels
Blättchenmethode oder durch bildgebende Verfahren bestimmt werden. Von den genannten Me-
thoden sind einzig die bildgebenden Verfahren nicht-invasiv, allerdings können mit diesen Me-
thoden nur Konzentrationen einiger antibakterieller Substanzen bestimmt werden. Des Weiteren
sind sie auf spezielle Zentren beschränkt und mit einem enormen Kosten- und Arbeitsaufwand
verbunden. Die BAL und die Entnahme von ELF mittels Blättchenmethode sind semiinvasive
Methoden, wobei die BAL für quantitative Konzentrationsbestimmungen nicht geeignet ist. Mit
der Entnahme von ELF ist es nicht möglich, die nicht-proteingebundene, das heißt pharmakolo-
gisch aktive Arzneimittelfraktion zu bestimmen. Zusätzlich ist die Anzahl der Probenentnahmen
von einem Tier begrenzt. Die Entnahme von Gewebeproben ist eine invasive Methode und es
muss pro Probenentnahmezeitpunkt mindestens 1 Tier getötet werden. Des Weiteren ist auch mit
dieser Methode keine separate Bestimmung der nicht-proteingebundenen Arzneimittelfraktion
möglich. Da mittels Mikrodialyse keine biologische Flüssigkeit entnommen wird und daher Pro-
benentnahmen in kurzen Zeitintervallen über längere Zeiträume von einem Tier möglich sind,
können vollständige Konzentrations-Zeitprofile mit Daten von einem Individuum erstellt wer-
den. Im Vergleich zur Entnahme von ELF mittels Blättchenmethode oder zur Entnahme von Ge-
webeproben können die Tierzahlen somit erheblich reduziert werden. Auch ist die Mikrodialyse
von den oben genannten Untersuchungsmodellen, neben MRS, die einzige Methode, mit der
die nicht-proteingebundene Arzneimittelfraktion direkt bestimmt werden kann. Weiterhin ist es
146
Diskussion
allein mittels Mikrodialyse möglich, Konzentrationen in der EZF der Lunge, also direkt am Ort
des infektiösen Geschehens zu bestimmen (LIU u. DERENDORF 2003). In Versuch 3 zeigten
die Schweine Nr. 19, 15, 18 und 13 nach der Operation, trotz der Invasivität der durchgeführ-
ten Thorakotomie, ein ungestörtes Allgemeinbefinden. Nach Ausleitung der Narkose standen
die Tiere aufrecht und fraßen nach spätestens 2 Stunden. In dem 8-stündigen Probenentnah-
mezeitraum zeigten sie keinerlei Beeinträchtigung durch den im Lungengewebe befindlichen
Mikrodialysekatheter. Dies bestätigt die in Mikrodialysestudien in der menschlichen Lunge ge-
sammelten Erfahrungen, dass nach Implantation des Katheters in das Lungengewebe keine durch
den Katheter verursachten Nebenwirkungen oder Komplikationen auftreten (ZEITLINGER et
al. 2005). Auch nach Entfernung des Katheters am Ende des Probenentnahmezeitraumes zeigten
die Schweine bis zu ihrer schmerzfreien Tötung 2, 3, 4 oder 5 Tage nach der Operation ein un-
gestörtes Fress- und Bewegungsverhalten.
147
Diskussion
5.3 Vergleich von Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazellulären Flüssigkeit der Lunge und im Blut- plasma von Menschen und Schweinen
Auf Grund ähnlicher Bedingungen (Entnahme der Mikrodialysat-Proben von wachen Indivi-
duen) sollen die Ergebnisse aus Versuch 3 mit von HERKNER et al. (2002) in einer Mikrodi-
alysestudie in der menschlichen Lunge erzielten Ergebnissen (siehe Kapitel 2.2.4) verglichen
werden. Den Menschen und Schweinen wurde Cefpirom intravenös in einer ähnlichen Dosie-
rung von 26 Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht (Schwein) und 2 Gramm pro Mensch
(entspricht bei einem Gewichtsbereich der 5 Probanden von 60 bis 94 Kilogramm im Mittel
etwa 26 Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht) verabreicht. In der menschlichen Lunge
wurde eine mittlere Cmax
von 74 Mikrogramm pro Milliliter mit einer zugehörigen mittleren
Tmax
von 49 Minuten beobachtet (n=5). In der EZF der Lunge von Schweinen betrug die mitt-
lere Cmax
21,26 Mikrogramm pro Milliliter und die zugehörige mittlere Tmax
30 Minuten (n=8).
Das Verhältnis der mittleren AUClast
der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) zur mittleren
AUClast
von Blutplasma (Gesamt-Fraktion) betrug 0,67 beim Mensch und 0,30 beim Schwein.
Demnach wurde für Cefpirom in der EZF der Lunge der Menschen und Schweine eine ähnliche
Tmax
beobachtet. Deutliche Unterschiede zeigen sich bezüglich der Cmax
, welche in der EZF der
Schweine etwa nur die Hälfte der beobachteten Konzentration beim Menschen beträgt. Auch das
Verhältnis der AUClast
der EZF zu Blutplasma ist beim Menschen fast doppelt so hoch wie beim
Schwein. Allerdings müssen bei diesem Vergleich Unterschiede bezüglich der Versuchsdurchfüh-
rung in Betracht gezogen werden. In dem von HERKNER et al. (2002) durchgeführten Ver-
such wurden die Mikrodialysat- und Blutplasma-Proben mittels mizellarer elektrokinetischer
Chromatographie analysiert, wogegen die Proben aus Versuch 3 mittels SPE-HPLC-MS/MS
analysiert wurden. Auch wurde Cefpirom bei Mensch und Schwein etwas unterschiedlich do-
siert, denn jeder Mensch wurde unabhängig von seinem Körpergewicht mit 2 Gramm Cefpirom
behandelt; den Schweinen jedoch wurde Cefpirom in einer Dosierung von 26 Milligramm pro
Kilogramm Körpergewicht verabreicht. Des Weiteren gab es Unterschiede bei der Bestimmung
der relativen Wiederfindung. Zwar wurde die relative Wiederfindung in beiden Versuchen mit
der gleichen Methode in vitro bestimmt, allerdings wurde in Versuch 3 im Gegensatz zu dem von
HERKNER et al. (2002) durchgeführten Versuch jeder Katheter einzeln kalibriert. Auch war
die Baseline-Sammelperiode unterschiedlich lang; 30 Minuten bei HERKNER et al. (2002)
148
Diskussion
und 60 Minuten in Versuch 3. Weiterhin wurden bei Mensch und Schwein Mikrodialysekatheter
mit unterschiedlichen Membranen verwendet. Die für den Einsatz in der menschlichen Lunge
verwendeten Katheter wiesen eine Membranlänge von 50 Millimeter und einen Cut-off von
15.000 Dalton auf, die in der Lunge der Schweine eingesetzten Katheter eine Membranlänge
von 60 Millimeter und einen Cut-off von 20.000 Dalton. Ein weiterer wichtiger Unterschied
betrifft die Flussrate, denn in Versuch 3 ist von einer Flussrate im Bereich von 1,5 Mikroliter pro
Minute an der Membran auszugehen (siehe Kapitel 5.4), wogegen in dem von HERKNER et
al. (2002) durchgeführten Versuch bei 3 Probanden ebenfalls eine Flussrate von 1,5 Mikroliter
pro Minute verwendet wurde, bei 2 Probanden wurde die Flussrate jedoch auf 4,0 Mikroliter
pro Minute eingestellt. Zusätzlich muss bei einem Vergleich zwischen Mensch und Schwein in
Betracht gezogen werden, dass es sich hierbei um 2 unterschiedliche Spezies handelt, bei welchen
sich eine Substanz bezüglich der Absorption, Verteilung, Metabolisierung und Exkretion unter-
schiedlich verhalten kann.
149
Diskussion
5.4 Analyse der Lungen-Mikrodialysat-Proben und Ver- gleich der Cefpirom-Konzentrationen in der Extrazel- lulären Flüssigkeit der Lunge der Versuche 1, 2 und 3
Der Ausschluss von großen Molekülen wie Proteinen aus dem Dialysat ermöglicht neben der
direkten Messung der nicht-proteingebundenen Arzneimittelfraktion eine schnelle Aufarbeitung
der Proben zur Analyse (BRUNNER u. LANGER 2006). Dies zeigte sich besonders deutlich
in Versuch 2, da hier Mikrodialysat-, Blutplasma-, ELF- und Lungenhomogenat-Proben aufgear-
beitet wurden. Während zur Aufarbeitung der Mikrodialysat-Proben lediglich bis zu 4 Arbeits-
schritte nötig waren, mussten die Blutplasma- und ELF-Proben in 9 und die Lungenhomogenat-
Proben sogar in 13 Arbeitsschritten aufgearbeitet werden (siehe Kapitel 3.6). In der Literatur wird
die Analyse von Mikrodialysat-Proben auf Grund der geringen Probenvolumina und niedrigen
Konzentrationen als schwierige Aufgabe beschrieben (DE LANGE et al. 2000; BRUNNER
u. LANGER 2006; CHAURASIA et al. 2007). Die Mikrodialysat-Proben aus den Versuchen
1 bis 3 wurden mittels SPE-HPLC-MS/MS analysiert. Die verwendete analytische Methode
war ausreichend sensitiv, da mit einer unteren Quantifizierungsgrenze von 0,01 Mikrogramm
pro Milliliter (Versuch 1 und 2) beziehungsweise 0,05 Mikrogramm pro Milliliter (Versuch 3)
selbst niedrige Konzentrationen sicher bestimmt werden konnten. In Versuch 3 zeigte sich, dass
auch ein geringes Probenvolumen von 10 Mikroliter zur Analyse ausreichte (in diesem Versuch
wurden pro Probenentnahmezeitpunkt jeweils 10 Mikroliter analysiert, da das Probenvolumen
zeitweise unter 30 Mikroliter lag).
Ein Vorteil der Mikrodialyse ist die Erstellung vollständiger engmaschiger Konzentrations-Zeit-
profile mit Daten von einem Individuum und folglich eine hohe Reproduzierbarkeit bezie-
hungsweise eine geringe Variabilität (DAVIES 1999; CHAURASIA et al. 2007). Dies wurde in
den Versuchen 1 bis 3 bestätigt, denn Proben konnten in kurzen Zeitabständen (20 Minuten) ent-
nommen werden und innerhalb der einzelnen Versuche zeigten die Konzentrations-Zeitprofile
von Cefpirom in der EZF eine geringe Variabilität zwischen den einzelnen Tieren. In Versuch 3
musste die Flussrate bei einigen Tieren zeitweise adaptiert werden, da die Volumina der von den
wachen, selbstständig atmenden Tieren gewonnenen Proben zeitweise weniger als 30 Mikroliter
betrugen. Da die außerhalb des Thorax verlaufenden Schläuche durchgängig waren und auch
kein Defekt der Pumpe vorlag, ist zu vermuten, dass die Bewegung der Atemmuskulatur eine
Kompression des Schlauchsystems innerhalb des Thorax auslöste, und somit der Fluss des Perfu-
sats verlangsamt wurde. Aus Mikrodialyseversuchen in der Lunge des Menschen ist ein derartiges
150
Diskussion
Phänomen nicht bekannt. Allerdings befinden sich die Menschen während des Probenentnahme-
zeitraumes in liegender Position. Ruckartige oder heftige Bewegungen können hier vermieden
werden. Die Schweine in Versuch 3 dagegen wurden nach Ausleitung der Narkose in einen mo-
difizierten Stoffwechselkäfig verbracht, wo ihre Bewegungsfreiheit zwar teilweise, jedoch nicht
völlig eingeschränkt war. Um trotz der verlangsamten Flussrate Probenvolumina in Bereich von
30 Mikroliter zu erreichen, wurde die Flussrate zeitweise erhöht. Der relativ konstante Verlauf der
Konzentrations-Zeitkurven für Cefpirom zeigt, dass, obwohl an der Mikrodialysepumpe höhere
Flussraten eingestellt wurden, die Flussrate an der Membran höchstwahrscheinlich weiterhin im
Bereich von 1,5 Mikroliter pro Minute lag. Vergleicht man die mittleren Konzentrationen in der
EZF der Versuche 1 (Probenentnahme von narkotisierten Tieren, Thorax mit Tupfern abgedeckt),
2 (Probenentnahme von narkotisierten Tieren, Thorax lege artis verschlossen) und 3 (Probenent-
nahme von wachen Tieren, Thorax lege artis verschlossen) (siehe Abbildung 45), wurden initial
(zwischen 20 und 40 Minuten nach Behandlung) die höchsten Konzentrationen in Versuch 3
beobachtet. Die mittlere Konzentrations-Zeitkurve von Versuch 3 zeigte ab 40 Minuten nach
Behandlung einen steiler abfallenden Verlauf als die Konzentrations-Zeitkurve von Versuch 2, so
dass sie ab 220 Minuten nach Behandlung etwa gleich mit der Kurve aus Versuch 1 verlief. Bei
einem Vergleich der Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der Versuche 2 und
3 mittels statistischer Testverfahren konnte gezeigt werden, dass die Konzentrations-Zeitprofi-
le bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors „Versuch“ nicht signifikant unterschiedlich waren. Die
Narkose hat also offenbar keinen Einfluss auf die Konzentrationen von Cefpirom in der EZF der
Lunge. Die mittleren Konzentrations-Zeitkurven der Versuche 1 und 2 verliefen in etwa parallel,
wobei die Werte aus Versuch 2 die Werte aus Versuch 1 um das zwei- bis dreifache überstiegen.
Bei einem Vergleich der Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der Versuche 1
und 2 mittels statistischer Testverfahren konnte gezeigt werden, dass die Konzentrations-Zeit-
profile bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors „Versuch“ signifikant unterschiedlich waren. Der
Verschluss des Thorax hat also einen Einfluss auf die Konzentrationen von Cefpirom in der EZF.
Die höchste mittlere Cmax
in der EZF wurde mit 21,26 Mikrogramm pro Milliliter in Versuch 3
beobachtet. Die mittlere Cmax
in Versuch 2 lag mit 18,72 Mikrogramm pro Milliliter nur etwas
niedriger. In der EZF in Versuch 1 wurde eine mittlere Cmax
von 8,22 Mikrogramm pro Milliliter
beobachtet; diese betrug somit weniger als die Hälfte der mittleren Cmax
von Versuch 2 und 3.
In Versuch 1, 2 und 3 wurde jeweils eine Tmax
von 40, 43 und 30 Minuten beobachtet. Dies lässt
auf eine schnelle Verteilung von Cefpirom aus dem vaskulären Kompartiment in die EZF der
Lunge schließen. Für die Konzentrations-Zeitkurven der EZF der Versuche 1 und 2 wurde eine
ähnliche mittlere AUClast
von 3948 (Versuch 1) und 3608 Minuten mal Mikrogramm pro Mil-
liliter (Versuch 2) ermittelt; die in Versuch 3 berechnete mittlere AUClast
von 2435 Minuten mal
Mikrogramm pro Milliliter war etwas kleiner.
151
Diskussion
Die Ausführungen in den Kapiteln 5.3 (Vergleich von Cefpirom-Konzentrationen in der EZF
der Lunge von Menschen und Schweinen) und 5.4 (Vergleich der Cefpirom-Konzentrationen
in der EZF der Lunge der Versuche 1, 2 und 3) zeigen, dass es bei einem Vergleich von mittels
Mikrodialyse gemessenen Antiinfektiva-Konzentrationen in der Lunge von Bedeutung ist, die
Bedingungen der Versuchsdurchführung zu berücksichtigen. Aus den Ergebnissen der Versuche
1 bis 3, sowie aus den Ergebnissen, die im Versuch von HERKNER et al. (2002) erzielt wurden,
kann abgeleitet werden, dass für zukünftige Versuche eine vollständiger Verschluss des Thorax
durch Nähte nach Einsatz des Katheters in die Lunge zu empfehlen ist, da dies der klinischen
Situation entspricht. Die Narkose hat offenbar keinen Einfluss auf die Konzentrationen von
Cefpirom in der Lunge, deshalb könnten bei zukünftigen Versuchen Proben von narkotisierten
Tieren entnommen werden, um eine Kompression des Schlauchsystems durch die Bewegung
der Atemmuskulatur auszuschließen. Weiterhin empfiehlt sich die Wahl einer niedrigen Flussrate
(z. B. 1,5 Mikroliter pro Minute), um eine möglichst hohe relative Wiederfindung zu erzielen.
Aus den resultierenden niedrigen Probenvolumina ergibt sich der Anspruch an eine sensitive
analytische Methode (z. B. SPE-HPLC-MS/MS). Faktoren wie geeignete Membranlängen zur
Anwendung in der Lunge verschiedener Spezies lassen sich nicht standardisieren.
152
Diskussion
5.5 Vergleich der Cefpirom-Konzentrationen in der Extra- zellulären Flüssigkeit der Lunge, im Blutplasma, Sekret des Bronchialepithels und Lungengewebe
Plasmakonzentrationen und Konzentrationen in Zielgeweben können stark voneinander abwei-
chen. Zunächst kann nur die nicht an Plasmaproteine gebundene Fraktion einer Substanz die sys-
temische Zirkulation verlassen (PLOCK u. KLOFT 2005). Zudem ist die Anreicherung in einem
Gewebe einerseits von den physikalisch-chemischen Eigenschaften der Substanz und anderer-
seits von Volumen, Oberfläche und Vaskularisation des jeweiligen Gewebes sowie von den Eigen-
schaften der begrenzenden biologischen Membranen abhängig (BERGOGNE-BEREZIN 1995;
FICHTL 2001). Weiterhin können entzündliche Prozesse die Penetration von Arzneimitteln in
Zielgewebe verstärken oder behindern. Bei Infektionen werden Entzündungsherde jedoch immer
durch Areale gesunden Gewebes begrenzt und die im gesunden Gewebe erreichten Arzneimittel-
konzentrationen sind entscheidend, um eine Ausbreitung der Erreger zu verhindern (BALDWIN
et al. 1992; BERGOGNE-BEREZIN 1995). Die Versuche 1, 2 und 3 wurden daher mit klinisch
gesunden Tieren durchgeführt. In allen 3 Versuchen waren im Blutplasma gemessene Cefpirom-
Konzentrationen (Gesamt-Fraktion) vergleichsweise höher als Cefpirom-Konzentrationen in der
EZF (nicht-proteingebundene Fraktion). Bei einem Vergleich der Konzentrations-Zeitprofile von
Cefpirom in der EZF der Lunge und im Blutplasma (Versuch 2) mittels statistischer Testverfahren
konnte gezeigt werden, dass die Konzentrations-Zeitprofile bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors
„Matrix“ signifikant unterschiedlich waren. Das Verhältnis der mittleren AUClast
der EZF (nicht-
proteingebundene Fraktion) zur mittleren AUClast
von Blutplasma (Gesamt-Fraktion) betrug 0,59
(Versuch 1), 0,39 (Versuch 2) und 0,30 (Versuch 3). Der Unterschied zwischen den Cefpirom-
Konzentrationen im Blutplasma und in der EZF war, wie bei einer intravenösen Applikation zu
erwarten, an den frühen Entnahmezeitpunkten besonders deutlich. 20 Minuten nach Behandlung
betrug das Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebun-
dene Fraktion) zu Blutplasma (Gesamt-Fraktion) 0,16 (Versuch 1), 0,22 (Versuch 2) und 0,25
(Versuch 3). Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma nahmen schneller ab als Cefpirom-Kon-
zentrationen in der EZF. Dies zeigen die Konzentrations-Zeitkurven, sowie der Anstieg des Ver-
hältnisses der mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion)
zu Blutplasma (Gesamt-Fraktion) im Verlauf des Probenentnahmezeitraumes, welches 8 Stunden
nach Behandlung 0,47 (Versuch 1), 0,72 (Versuch 2) und 0,58 (Versuch 3) betrug. Cefpirom wird
also aus dem vaskulären Kompartiment schneller eliminiert als aus der EZF der Lunge.
153
Diskussion
Die mittleren Konzentrations-Zeitkurven der EZF und ELF (Versuch 2) zeigten mit Ausnahme
der Zeitspanne zwischen den Probenentnahmezeitpunkt 20 und 60 Minuten nach Behandlung
einen parallelen Kurvenverlauf (siehe Abbildung 27). Die mittels Blättchenmethode bestimmten
Cefpirom-Konzentrationen in der ELF (Gesamt-Fraktion) waren vergleichsweise höher als die
mittels Mikrodialyse bestimmte Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebunde-
ne Fraktion). Bei einem Vergleich der Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom in der EZF der
Lunge und in der ELF mittels statistischer Testverfahren konnte gezeigt werden, dass die Kon-
zentrations-Zeitprofile bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors „Matrix“ signifikant unterschied-
lich waren. Das Verhältnis der mittleren AUClast
der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) zur
mittleren AUClast
der ELF (Gesamt-Fraktion) betrug 0,59. Das Verhältnis der mittleren Cefpirom-
Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) zu ELF (Gesamt-Fraktion) stieg
von 0,39 (20 Minuten nach Behandlung) auf 0,72 (2 Stunden nach Behandlung) an und fiel dann
wieder leicht ab (auf 0,55 [8 Stunden nach Behandlung]). Die im Vergleich zur EZF höheren
Konzentrationen von Cefpirom in der EFL erscheinen zunächst überraschend, da Beta-Laktam-
Antibiotika auf Grund ihrer geringen Lipophilie das Alveolar- und Bronchialepithel schlecht
passieren können und sich überwiegend in der EZF anreichern (BARZA u. CHUCHURAL
1985; CRUZIANI et al. 1996). Die pathologische Untersuchung der Lungen zeigte, dass das
Lungengewebe der Tiere Nr. 7, 8, 10, 11 und 12 teilweise entzündlich verändert war. Gemäß
CRUZIANI et al. (1996) können Entzündungen die Permeabilität des Alveolar- und Bronchi-
alepithels und somit die Konzentrationen in der ELF erhöhen. Des Weiteren setzen sich die in
der ELF gemessenen Konzentrationen aus nicht-proteingebundenen und proteingebundenen
Anteilen zusammen, da nicht nur im Blut, sondern auch in anderen Flüssigkeiten und Geweben
Substanzen zu einem gewissen Grad an Proteine und Membranphospholipide gebunden sind
(BARZA u. CHUCHURAL 1985). Bei den in der EZF bestimmten Konzentrationen dagegen
handelt es sich um die nicht-proteingebundene, pharmakologisch aktive Fraktion.
Nach CRUZIANI et al. (1996) unterschreiten Konzentrationen von Beta-Laktam-Antibiotika
in der ELF Konzentrationen im Blutplasma in der Regel deutlich. An den frühen Entnahmezeit-
punkten stimmen die Ergebnisse aus Versuch 2 mit dieser Aussage überein, denn das Verhältnis
der mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der ELF zu Blutplasma betrug 20 Minuten, 1 und
2 Stunden nach Behandlung 0,57, 0,65 und 0,64. Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma
nahmen jedoch schneller ab als Cefpirom-Konzentrationen in der ELF, denn 4, 6 und 8 Stunden
nach Behandlung betrug das Verhältnis 0,84, 0,95 und 1,31. Cefpirom wird also aus dem vasku-
lären Kompartiment schneller eliminiert als aus der ELF. Bei einem Vergleich der Konzentrati-
ons-Zeitprofile von Cefpirom im Blutplasma und in der ELF mittels statistischer Testverfahren
konnte gezeigt werden, dass die Konzentrations-Zeitprofile bezüglich des Inter-Subjekt-Faktors
„Matrix“ signifikant unterschiedlich waren. Das Verhältnis der mittleren AUClast
der ELF zur
mittleren AUClast
von Blutplasma betrug 0,67. Ähnliche Werte wurden von HALSTEAD et al.
(1992) in einer Studie mit Kälbern (n=4) ermittelt, in welcher nach intramuskulär Applikation
des Beta-Laktam-Antibiotikums Ceftiofur (in einer Dosierung von 2,2 und 4,4 Milligramm pro
154
Diskussion
Kilogramm Körpergewicht) Blutproben (30 Minuten, 1, 1,5, 2, 3, 4, 5, 6, 8, 10 und 12 Stunden
nach Behandlung) und ELF-Proben (stündlich bis 12 Stunden nach Behandlung) entnommen
wurden. Nach Applikation von Ceftiofur in einer Dosierung von 2,2 Milligramm pro Kilo-
gramm Körpergewicht betrug das Verhältnis der mittleren AUClast
der ELF zur mittleren AUClast
von Blutplasma 0,69; nach Applikation in einer Dosierung von 4,4 Milligramm pro Kilogramm
Körpergewicht 0,54. Generell nachteilig bei der Entnahme von ELF mittels Blättchenmethode
ist, dass Konzentration und Zeit nicht immer exakt korreliert werden können, da es sich bei der
entnommenen Probe nicht zwangsläufig um frisch sekretierte Flüssigkeit handelt, sondern dass
diese sich über längere Zeit auf dem Bronchialepithel angesammelt haben kann. Des Weiteren
ist keine Differenzierung zwischen proteingebundener und nicht-proteingebundener Arzneimit-
telfraktion möglich und mit den Blättchen wird nicht nur epitheliale Flüssigkeit, sondern auch
Mucus und verschiedene Zellen entnommen, wodurch die epitheliale Flüssigkeit verdünnt wird
(CRUZIANI et al. 1996).
In Versuch 2 wurde 8 Stunden nach Behandlung eine mittlere Konzentration von 1,97 Mikro-
gramm pro Milliliter in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) und eine mittlere Konzen-
tration von 2,08 Mikrogramm pro Gramm im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) ermittelt. Das
Verhältnis betrug 0,95. Da sich Beta-Laktam-Antibiotika überwiegen in der EZF anreichern,
Gewebeproben jedoch neben extrazellulärer Flüssigkeit auch intraluminale Komponenten wie
Bronchialmucus und eine Vielfalt an Zellen enthalten, werden extrazelluläre Konzentrationen
von Beta-Laktam-Antibiotika auf Grund von Verdünnung der EZF mit diesen anderen Kompo-
nenten häufig unterschätzt (NIX 1998). Die in Versuch 2 erzielten Ergebnisse scheinen zunächst
einmal im Widerspruch zu dieser Aussage zu stehen. Jedoch ist es auch bei fachgerechter Entblu-
tung insbesondere bei gut durchbluteten Geweben wie der Lunge nicht möglich, das Gewebe
komplett von Blut zu befreien. Da der Anteil von Blut im Homogenat nicht quantifizierbar ist,
besteht die Gefahr einer Verfälschung der Konzentrationen (WISE 1986). Deshalb überschätzen
die in den Gewebeproben bestimmten Konzentrationen in Versuch 2, obwohl die Tiere sorgfältig
entblutet wurden, möglicherweise die tatsächlichen Konzentrationen von Cefpirom im Lungen-
gewebe. Des Weiteren handelt es sich bei den im Lungengewebe gemessenen Konzentrationen
um nicht-proteingebundene und proteingebundene Anteile, die in der EZF bestimmten Kon-
zentrationen dagegen bestehen lediglich aus der nicht-proteingebundenen Fraktion.
Gemäß CRUZIANI et al. (1996) ist das Gewebe-Blutplasma-Verhältnis von Beta-Laktam-An-
tibiotika in der Regel kleiner als 1. Beispielsweise in einer Studie im Mensch wurde nach in-
travenöser Applikation von Amoxicillin ein Gewebe-Blutplasma-Verhältnis von 0,8 ermittelt
(BERGOGNE-BEREZIN 1995). In Versuch 2 betrug das Verhältnis der mittleren Cefpirom-
Konzentration im Lungengewebe zu Blutplasma 8 Stunden nach Behandlung 0,76. Ein generel-
ler Nachteil bei der Konzentrationsbestimmung von Antiinfektiva in Gewebeproben ist, dass mit
dieser Methode im Gegensatz zur Mikrodialyse keine Differenzierung zwischen proteingebun-
dener und nicht-proteingebundener Arzneimittelfraktion möglich ist.
155
Diskussion
5.6 Einsatz der Mikrodialyse für Pharmakokinetik- Pharmakodynamik-Korrelationen
Ziel der antibakteriellen Therapie sollte eine vollständige klinische und bakteriologische Heilung
sein, denn die Entstehung und Verbreitung von Resistenzen gegenüber antibakteriellen Wirk-
stoffen nimmt stetig zu. Deshalb ist es von großer Bedeutung, mit einer antibakteriellen Therapie
nicht nur die klinischen Symptome zu heilen, sondern auch die Bakterien vollständig abzutöten.
Bei lebensmittelliefernden Tieren ist der Verbraucher zusätzlich um Rückstände von Antiinfekti-
va im Fleisch besorgt (FRIENDSHIP 2007). Bei der Dosierung von Antiinfektiva muss deshalb
der Grundsatz gelten: so wenig wie möglich, aber so viel wie nötig, um eine klinische und bak-
teriologische Heilung zu gewährleisten. Dies ist nur durch adäquate, auf wissenschaftlicher Basis
ausgearbeitete Dosierungsschemata möglich.
Hierbei gewinnen PK-PD-Korrelationen immer mehr an Bedeutung. Die Pharmakokinetik
beschreibt die Exposition der Erreger gegenüber der antibakteriellen Substanz am Ort der in-
fektiösen Geschehens (TOUTAIN et al. 2002; TOUTAIN 2003). Dabei ist es wichtig, dass die
pharmakokinetischen Parameter, statt sie von im Blutplasma gemessenen Konzentrationen abzu-
leiten, basierend auf direkt im Zielgewebe gemessenen Konzentrationen bestimmt werden; denn
wie auch in den Versuchen 1, 2 und 3 gezeigt wurde, können Konzentrationen im Blutplasma
und Zielgewebe stark voneinander abweichen (MOUTON et al. 2008). Zielraum der antibak-
teriellen Therapie ist meist die EZF, da hier viele Erreger lokalisiert sind (CHAURASIA et al.
2007). Beispielsweise befinden sich wichtige bakterielle Erreger von Lungenerkrankungen beim
Schwein, z. B. Actinobacillus pleuropneumoniae, Haemophilus parasuis und Bordetella bronchiseptica, in
der EZF des Lungeninterstitiums. Deshalb sollten die pharmakokinetischen Parameter basierend
auf in der EZF gemessenen Konzentrationen berechnet werden.
Die Mikrodialyse kann genau diese Anforderungen erfüllen, da sie die Bestimmung der nicht-
proteingebundenen, pharmakologisch aktiven Fraktion antibakterieller Substanzen in der EZF,
das heißt direkt am Ort des infektiösen Geschehens, ermöglicht (PLOCK u. KLOFT 2005).
Prinzipiell kann die Mikrodialyse zur Konzentrationsbestimmung einer Vielzahl von Substanzen
in fast jedem Gewebe beziehungsweise jeder biologischen Flüssigkeit angewendet werden (DA-
VIES 1999). In der humanmedizinischen Forschung wurde die Mikrodialyse bereits in zahlrei-
chen pharmakokinetischen Untersuchungen in einer Reihe von Geweben sowohl im Mensch
als auch in Versuchstieren eingesetzt (BRUNNER et al. 2005). Auch im Rahmen humanmedi-
zinischer Zulassungsverfahren gewinnt die Mikrodialyse zur Bestimmung pharmakokinetischer
Parameter bereits zunehmend an Bedeutung (CHAURASIA et al. 2007).
156
Diskussion
5.7 Schlussfolgerungen
Ziel dieser Arbeit war die Etablierung der Mikrodialyse zur Bestimmung der nicht-proteinge-
bundenen Fraktion des Beta-Laktam-Antibiotikums Cefpirom in der extrazellulären Flüssigkeit
der Lunge von Schweinen, sowie der Vergleich von Cefpirom-Konzentrationen in der extrazel-
lulären Flüssigkeit der Lunge, im Sekret des Bronchialepithels, Lungengewebe und Blutplasma.
Bereits in Versuch 1 konnten vollständige engmaschige Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom
in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge von 4 narkotisierten Schweinen durch Anwendung
der Mikrodialysetechnik erstellt werden. Dies wurde in Versuch 2 durch Konzentrationsbestim-
mungen in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge von weiteren 8 Schweinen bestätigt. Versuch
3 gibt einen Ausblick auf die Anwendung der Mikrodialyse zur Bestimmung von Wirkstoffkon-
zentrationen in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge von wachen Schweinen. Die in diesem
Versuch erzielten Ergebnisse zeigen, dass die Thorakotomie bei adäquater Analgesie keine Aus-
wirkungen auf das Allgemeinbefinden der Tiere hat, und dass sich das Lungengewebe innerhalb
von 4 Tagen weitgehend von der Implantation des Mikrodialysekatheters erholt. Auch in Versuch
3 konnten trotz schwankender Probenvolumina valide Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom
in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge von 8 Schweinen erstellt werden. In den Versuchen
1, 2 und 3 konnte gezeigt werden, dass sich die Mikrodialyse zur Konzentrationsbestimmung
des nicht-proteingebundenen Wirkstoffanteils hydrophiler Antiinfektiva in der extrazellulären
Flüssigkeit der Lunge eignet und häufige Probenentnahmen in kurzen Zeitabständen erlaubt.
Der Vergleich von Cefpirom-Konzentrationen in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge, im
Sekret des Bronchialepithels, im Lungengewebe und im Blutplasma verdeutlicht, dass einerseits
Wirkstoffkonzentrationen im Blutplasma und der Lunge als Zielgewebe und andererseits auch
Konzentrationen innerhalb der verschiedenen Lungenmatrices, das heißt in der extrazellulären
Flüssigkeit der Lunge, im Sekret des Bronchialepithels und im Lungengewebe voneinander ab-
weichen. Somit zeigt sich, dass es für die Entwicklung adäquater Dosierungsschemata von großer
Bedeutung ist, Wirkstoffkonzentrationen direkt dort zu messen, wo sie zur Eradikation der Bak-
terien benötigt werden, nämlich in der extrazellulären Flüssigkeit. So kann neben der klinischen
auch eine vollständige bakteriologische Heilung erzielt werden und die Entstehung und Verbrei-
tung von Resistenzen gegenüber antibakteriellen Wirkstoffen verhindert werden.
157
Zusammenfassung / Summary
6Zusammenfassung /
Summary
158
Zusammenfassung / Summary
6.1 Zusammenfassung Ann-Sophie Croneberger
Etablierung der Mikrodialyse zur Messung von Antiinfektiva-Konzentrationen in der Lunge von Schweinen und Vergleich mit anderen Untersuchungsmodellen
Um die Entstehung und Verbreitung von Resistenzen zu verhindern, sollte die Behandlung von
respiratorischen bakteriellen Infektionen neben der klinischen auch eine vollständige bakterio-
logische Heilung zum Ziel haben. Dies kann nur durch adäquate Dosierungsschemata erreicht
werden. Bei der Entwicklung von Dosierungsschemata gewinnen Pharmakokinetik-Pharmako-
dynamik-Korrelationen zunehmend an Bedeutung. Dabei werden pharmakokinetische Parame-
ter jedoch häufig, statt von direkt im Zielgewebe gemessenen Konzentrationen, von Blutplas-
ma-Konzentrationen abgeleitet. In der vorliegenden Arbeit wurde ein Untersuchungsmodell,
die Mikrodialyse, zur direkten Bestimmung der nicht-proteingebundenen Fraktion eines Beta-
Laktam-Antibiotikums in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge von Schweinen etabliert. Des
Weiteren wurden die Wirkstoffkonzentrationen in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge mit
jenen im Sekret des Bronchialepithels, im Lungengewebe oder im Blutplasma verglichen.
Insgesamt wurden 3 Versuche durchgeführt. In allen 3 Versuchen wurde als Testsubstanz das
hydrophile Beta-Laktam-Antibiotikum Cefpirom in einer Dosierung von 26 Milligramm pro
Kilogramm Körpergewicht intravenös verabreicht. In Versuch 1 wurden - nach Eröffnung des
Thorax, Einsatz des Mikrodialysekatheters in das Lungengewebe und Applikation von Cefpirom
- Lungen-Mikrodialysat-Proben (alle 20 Minuten bis 8 Stunden nach der Behandlung), sowie
Blutproben (20 Minuten, 1, 2, 4, 6 und 8 Stunden nach der Behandlung) von 4 narkotisierten
Schweinen entnommen, wobei der Thorax mit Tupfern abgedeckt wurde. In Versuch 2 wurden
Lungen-Mikrodialysat-Proben und Blutproben von 8 narkotisierten Schweinen zu denselben
Zeitpunkten wie in Versuch 1 entnommen, wobei der Thorax durch Nähte verschlossen wurde.
Zusätzlich wurden an den Blutentnahme-Zeitpunkten Proben vom Sekret des Bronchialepi-
thels mittels Blättchenmethode entnommen. Des Weiteren wurde nach Einschläfern der Tiere 8
Stunden nach Behandlung Lungengewebe entnommen. In Versuch 3 wurde die Narkose nach
Verschluss des Thorax ausgeleitet und Lungen-Mikrodialysat-Proben sowie Blutproben von 8
wachen Schweinen zu denselben Zeitpunkten wie in Versuch 1 und 2 entnommen. In Versuch
2 und 3 wurde das Lungengewebe nach Einschläfern der Tiere hinsichtlich Auswirkungen der
Katheterimplantation pathologisch-makroskopisch und –histologisch untersucht.
159
Zusammenfassung / Summary
In allen 3 Versuchen konnten vollständige engmaschige Konzentrations-Zeitprofile von Cefpirom
in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge von Schweinen mittels Mikrodialyse erstellt werden.
Bei einem Vergleich der mittleren Konzentrationen in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge
der 3 Versuche wurden initial die höchsten Konzentrationen in Versuch 3 und die niedrigsten in
Versuch 1 beobachtet. Die mittleren Konzentrations-Zeitprofile von Versuch 1 und 3 verliefen
ab 220 Minuten nach Behandlung etwa gleich. Die mittleren Konzentrations-Zeitprofile von
Versuch 1 und 2 zeigten einen parallelen Kurvenverlauf, wobei die Werte aus Versuch 2 die Werte
aus Versuch 1 um das zwei- bis dreifache überstiegen. Mittels statistischer Testverfahren konnte
gezeigt werden, dass die Narkose keinen Einfluss auf die Konzentrationen von Cefpirom in der
extrazellulären Flüssigkeit der Lunge zu haben scheint, wogegen der Verschluss des Thorax die
Konzentrationen offenbar erhöht. Im Blutplasma (Versuche 1 bis 3) und im Sekret des Bronchi-
alepithels (Versuch 2) gemessene Cefpirom-Konzentrationen (Gesamt-Fraktion) waren höher als
Konzentrationen in der extrazellulären Flüssigkeit der Lunge (nicht-proteingebundene Fraktion).
8 Stunden nach Behandlung wurden im Lungengewebe und in der extrazellulären Flüssigkeit der
Lunge ähnliche Konzentrationen gemessen. Das Allgemeinbefinden der Tiere in Versuch 3 wurde
bei adäquater Analgesie durch die vorausgegangene Thorakotomie nicht gestört. Die pathologi-
sche Untersuchung der Lunge zeigte, dass sich das Gewebe innerhalb von 4 Tagen weitgehend
von der Implantation des Mikrodialysekatheters erholt.
Die in dieser Arbeit erzielten Ergebnisse verdeutlichen, dass Wirkstoffkonzentrationen im Blut-
plasma und der Lunge, sowie Konzentrationen innerhalb der verschiedenen Lungenmatrices
voneinander abweichen. Somit ist die direkte Bestimmung von Wirkstoffkonzentrationen im
Zielgewebe für die Entwicklung adäquater Dosierungsschemata von großer Bedeutung. Die Er-
gebnisse zeigen weiterhin, dass sich die Mikrodialyse zur Konzentrationsbestimmung des nicht-
proteingebundenen Wirkstoffanteils hydrophiler Antiinfektiva in der extrazellulären Flüssigkeit
der Lunge von Schweinen eignet und häufige Probenentnahmen in kurzen Zeitintervallen er-
laubt.
160
Zusammenfassung / Summary
6.2 Summary Ann-Sophie Croneberger
Establishment of microdialysis for the measurement of concentrations of anti-infectives in the lung of pigs and comparison with other methods
To avoid the emergence and distribution of resistance, antibacterial therapy of respiratory diseases
should guarantee clinical as well as bacteriological cure. This can only be achieved by application
of appropriate dose regimens. In the development of dose regimens pharmacokinetic-pharma-
codynamic-correlation gains in importance. Pharmacokinetic parameters are still often calcula-
ted based on blood plasma concentrations instead on concentrations directly measured in target
tissues. In the studies described microdialysis was established for the direct measurement of the
non-proteinbound fraction of a beta-lactam antibiotic in the extracellular fluid of the lung of
pigs. Furthermore concentrations measured in the extracellular fluid of the lung were compared
with bronchial secretions, lung tissue or blood plasma.
3 studies were conducted, in which the hydrophilic beta-lactam antibiotic cefpirome (test item)
was administered intravenously at a dose of 26 milligram per kilogram bodyweight. In study 1,
samples of lung-microdialysate (every 20 minutes until 8 hours after treatment) and blood (20
minutes, 1, 2, 4, 6 and 8 hours after treatment) were collected from 4 anesthetized pigs after ope-
ning of the thorax, insertion of the microdialysis catheter into lung tissue and administration of
cefpirome. During the sampling period the thoracic opening was covered with swabs. In study
2, samples of lung-microdialysate and blood were collected from 8 anesthetized pigs at the same
sampling time points as in study 1. After insertion of the microdialysis catheter, the thorax was
closed by sutures. Additionally, samples of bronchial secretions were collected at the same samp-
ling time points as blood. After having euthanized the animals 8 hours after treatment, lung tissue
was collected. In study 3, the infusion of the anesthetic agent was discontinued after closure of the
thorax, and samples of lung-microdialysate as well as blood were collected from non-anesthetized
pigs at the same sampling time points as in study 1 and 2. After having euthanized the animals,
a pathologic-macroscopical and –histological examination of the lung tissue was performed in
order to examine the impact of the insertion of the microdialysis catheter in study 2 and 3.
Applying microdialysis, complete time-versus-concentration-profiles of cefpirome in the extracel-
lular fluid of the lung of pigs could be generated in all studies. Comparing the mean concentrati-
ons in the extracellular fluid of the lung in the 3 studies, initially the highest concentrations were
161
Zusammenfassung / Summary
measured in study 3 and the lowest in study 1. The mean time-versus-concentration-profiles
of study 1 and 3 showed an analogous curve progression after 220 minutes after treatment. The
mean time-versus-concentration-profiles of study 1 and 2 showed a parallel curve progression
with mean concentrations of study 2 being two- to threefold higher than mean concentrations of
study 1. Statistical analysis of the data showed that anesthesia does not influence concentrations of
cefpirome in the extracellular fluid of the lung, whereas closure of the thorax obviously increases
the concentration. Concentrations of cefpirome measured in blood plasma (total fraction; studies
1, 2, 3) and bronchial secretions (total fraction; study 2) were higher than concentrations in the
extracellular fluid of the lung (non-proteinbound fraction). 8 hours after treatment similar con-
centrations were measured in lung tissue and extracellular fluid. In study 3, adequately analgized
animals showed no abnormal signs in general behavior. The pathological examination of the lung
showed that lung tissue recovered from the insertion of the microdialysis catheter within 4 days.
Results generated in this study demonstrate that concentrations in blood plasma and the lung, as
well as concentrations within the different matrices of the lung differ from each other. Therefore,
the direct measurement of concentrations in target tissues is important for the development of
appropriate dose regimens. The results further more show that microdialysis is a feasible method
for the determination of the non-proteinbound fraction of hydrophilic anti-infectives in the
extracellular fluid of the lung of pigs and allows frequent serial sampling with short sampling
intervals.
162
Anhang
Anhang
163
7Anhang
164
Anhang
Tab. 33: Versuch 1 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) und im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG
Zeit nachBehandlung
(min)
Tier Nr.1 Tier Nr. 2 Tier Nr. 3 Tier Nr.4
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
20 9,6 13,6 0,7 3,3 46,1 0,1 3,4 40,4 0,1 8,6 51,1 0,2
60 11,0 39,6 0,3 6,1 33,1 0,2 4,1 31,6 0,1 10,1 37,7 0,3
120 7,7 23,9 0,3 4,1 26,4 0,2 2,7 18,1 0,2 6,7 22,9 0,3
240 3,9 9,6 0,4 1,9 6,7 0,3 1,0 4,5 0,2 3,6 9,7 0,4
360 2,1 3,0 0,7 0,8 3,0 0,3 0,4 1,9 0,2 2,0 4,1 0,5
480 0,9 1,2 0,8 0,4 1,3 0,3 0,2 0,7 0,3 0,9 1,8 0,5
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der Lunge (µg/ml)BP= Blutplasma (µg/ml)V = Verhältnis
Tab. 34: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der ELF (Gesamt-Fraktion), Konzentrationen in Behälter A und B und Mittelwert, nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 5 bis 8)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in der ELF(µg/g)
Tier Nr. 5 Tier Nr. 6 Tier Nr. 7 Tier Nr. 8
A B MW A B MW A B MW A B MW
20 48,9 36,7 42,8 36,9 23,8 33,3 37,5 29,7 33,6 50,9 26,6 38,8
60 29,1 20,9 25,0 31,4 16,4 23,9 25,0 17,9 21,5 29,2 18,9 24,0
120 19,9 14,7 17,3 21,5 8,2 14,9 15,5 10,5 13,0 21,7 15,6 18,6
240 13,1 6,9 10,0 13,2 5,8 9,1 13,1 9,5 11,3 11,3 9,3 10,3
360 8,3 4,6 6,5 6,0 2,9 4,4 6,0 4,5 5,3 8,6 7,0 7,8
480 5,7 5,2 5,5 7,7 3,4 5,6 4,1 3,7 3,9 4,0 1,9 2,9
ELF = Sekret des BronchialepithelsMW = Mittelwert
7.1 Nicht im Text aufgeführte Tabellen
Anhang
165
Tab. 35: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der ELF (Gesamt-Fraktion), Konzentrationen in Behälter A und B und Mittelwert, nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 9 bis 12)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen in der ELF(µg/g)
Tier Nr. 9 Tier Nr. 10 Tier Nr. 11 Tier Nr. 12
A B MW A B MW A B MW A B MW
20 39,0 28,9 34,0 38,0 38,9 38,4 46,5 37,0 41,7 NV NV NV
60 38,9 22,4 30,6 22,1 18,9 20,5 33,3 24,6 29,0 31,2 21,9 26,6
120 14,9 13,6 14,3 11,2 9,8 10,5 17,6 14,8 16,2 26,2 12,2 19,2
240 6,9 7,4 7,1 5,0 4,2 4,6 11,9 10,0 10,9 15,3 7,5 11,4
360 2,2 3,1 2,7 1,6 1,4 1,5 7,3 6,1 6,7 4,7 8,7 6,7
480 1,3 1,0 1,1 0,6 0,4 0,5 3,9 3,4 3,7 4,4 6,9 5,6
NV = Nicht vorhanden, dieser Wert wurde als Ausreißer betrachtet, da die Probe stark mit Blut kontaminiert warELF = Sekret des BronchialepithelsMW = Mittelwert
Tab. 36: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion), Konzentrationen in Aliquot A und B und Mittelwert, nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 5 bis 8)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe(µg/g)
Tier Nr. 5 Tier Nr. 6 Tier Nr. 7 Tier Nr. 8
A B MW A B MW A B MW A B MW
480 1,7 1,8 1,8 2,1 2,1 2,1 3,0 2,8 2,9 2,0 2,0 2,0
MW = Mittelwert
166
Anhang
Tab. 37: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion), Konzen- trationen in Aliquot A und B und Mittelwert, nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 9 bis 12)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe(µg/g)
Tier Nr. 9 Tier Nr. 10 Tier Nr. 11 Tier Nr. 12
A B MW A B MW A B MW A B MW
480 1,7 1,7 1,7 1,1 1,1 1,1 2,7 2,7 2,7 2,3 2,3 2,3
MW = Mittelwert
Tab. 38: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach ein- maliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tier Nr. 5)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
20 7,5 56,9 42,8 KP 0,1 0,2 NB
60 14,6 29,9 25,0 KP 0,5 0,6 NB
120 8,7 23,3 17,3 KP 0,4 0,5 NB
240 3,8 8,4 10,0 KP 0,5 0,4 NB
360 2,2 3,7 6,5 KP 0,6 0,3 NB
480 1,2 1,8 5,5 1,8 0,6 0,2 0,7
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbar
Anhang
167
Tab. 39: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach ein maliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tier Nr. 6)
Tab. 40: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tier Nr. 7)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
20 8,7 85,4 33,6 KP 0,1 0,3 NB
60 19,5 47,2 21,5 KP 0,4 0,9 NB
120 23,6 31,4 13,0 KP 0,8 1,8 NB
240 13,1 16,1 11,3 KP 0,8 1,2 NB
360 6,6 8,4 5,3 KP 0,8 1,3 NB
480 3,7 4,9 3,9 2,9 0,8 0,9 1,3
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbar
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
20 26,8 45,9 30,3 KP 0,6 0,9 NB
60 18,8 36,5 23,9 KP 0,5 0,8 NB
120 12,6 25,7 14,9 KP 0,5 0,8 NB
240 7,0 11,3 9,1 KP 0,6 0,8 NB
360 3,8 6,2 4,4 KP 0,6 0,9 NB
480 2,2 3,2 5,6 2,1 0,7 0,4 1,0
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbar
168
Anhang
Tab. 41: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach ein- maliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tier Nr. 8)
Tab. 42: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach einmali- ger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tier Nr. 9)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
20 13,7 69,7 34,0 KP 0,2 0,4 NB
60 11,2 37,5 30,6 KP 0,3 0,4 NB
120 7,6 21,8 14,3 KP 0,3 0,5 NB
240 4,1 9,0 7,1 KP 0,5 0,6 NB
360 1,9 3,8 2,7 KP 0,5 0,7 NB
480 0,8 1,7 1,1 1,7 0,5 0,7 0,5
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbar
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
20 10,9 67,3 38,8 KP 0,2 0,4 NB
60 12,2 40,2 24,0 KP 0,3 0,5 NB
120 8,9 27,9 18,6 KP 0,3 0,5 NB
240 5,5 11,3 10,3 KP 0,5 0,5 NB
360 3,1 5,4 7,8 KP 0,6 0,4 NB
480 2,3 2,6 2,9 2,0 0,9 0,8 1,1
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbar
Anhang
169
Tab. 43: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach ein- maliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tier Nr. 10)
Tab. 44: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach ein- maliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tier Nr. 11)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
20 14,9 60,8 41,7 KP 0,2 0,4 NB
60 17,8 36,7 29,0 KP 0,5 0,6 NB
120 11,0 25,1 16,2 KP 0,4 0,7 NB
240 6,4 13,9 10,9 KP 0,5 0,6 NB
360 3,3 8,2 6,7 KP 0,4 0,5 NB
480 1,9 3,9 3,7 2,7 0,5 0,5 0,7
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbar
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
20 11,0 77,2 38,4 KP 0,1 0,3 NB
60 10,4 42,1 20,5 KP 0,2 0,5 NB
120 6,9 22,6 10,5 KP 0,3 0,7 NB
240 3,2 8,1 4,6 KP 0,4 0,7 NB
360 1,5 3,0 1,5 KP 0,5 1,0 NB
480 0,7 1,2 0,5 1,1 0,6 1,5 0,7
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbar
170
Anhang
Tab. 45: Versuch 2 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion), im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach ein- maliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tier Nr. 12)
Zeit nachBehandlung
(min)
Cefpirom-Konzentrationen Verhältnis
EZF(µg/ml)
Blut-plasma(µg/ml)
ELF(µg/g)
Lungen-gewebe(µg/g)
EZF/Blut-
plasmaEZF/ELF
EZF/Lungen-gewebe
20 23,0 61,8 NV KP 0,4 NB NB
60 17,7 37,7 26,6 KP 0,5 0,7 NB
120 10,1 20,8 19,2 KP 0,5 0,5 NB
240 10,2 10,4 11,4 KP 1,0 0,9 NB
360 6,0 5,1 6,7 KP 1,2 0,9 NB
480 2,9 2,7 5,6 2,3 1,1 0,5 1,3
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der LungeELF = Sekret des BronchialepithelsKP = Keine ProbeNB = Nicht berechenbarNV = Nicht vorhanden
Tab. 46: Versuch 3 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) und im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 13 bis 16)
Zeit nachBehandlung
(min)
Tier Nr.13 Tier Nr. 14 Tier Nr. 15 Tier Nr. 16
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
20 24,7 86,2 0,3 7,4 88,5 0,1 9,6 57,1 0,2 25,5 88,4 0,3
60 NV 32,4 NB 6,4 34,3 0,2 13,2 38,1 0,4 11,0 49,6 0,2
120 4,0 24,3 0,2 NV 19,8 NB 6,3 18,3 0,3 NV 31,1 NB
240 1,1 6,5 0,2 1,3 5,9 0,2 3,8 6,1 0,6 2,3 8,3 0,3
360 NV 1,9 NB 0,7 1,7 0,4 1,4 1,3 1,1 1,2 3,3 0,4
480 0,2 0,5 0,3 0,3 0,6 0,6 0,5 0,4 1,1 1,0 1,2 0,8
EZF= Extrazelluläre Flüssigkeit der Lunge (µg/ml)BP = Blutplasma (µg/ml)V = VerhältnisNV = Nicht vorhanden auf Grund zu geringer ProbenvoluminaNB = Nicht berechenbar
Anhang
171
Tab. 47: Versuch 3 - Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (nicht-proteingebundene Fraktion) und im Blutplasma (Gesamt-Fraktion) und deren Verhältnis nach einmaliger intravenöser Applikation von Cefrom® in einer Dosierung von 26 mg/kg KG (Tiere Nr. 17 bis 20)
Zeit nachBehandlung
(min)
Tier Nr.17 Tier Nr. 18 Tier Nr. 19 Tier Nr. 20
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
EZF BPV
EZF/BP
20 30,1 90,5 0,3 19,3 81,9 0,2 20,6 71,7 0,3 25,3 87,7 0,3
60 16,4 58,0 0,3 10,7 39,6 0,3 18,6 48,4 0,4 NV 47,4 NB
120 7,6 27,7 0,3 3,9 25,6 0,2 9,8 27,6 0,4 12,2 23,5 0,5
240 3,0 14,6 0,2 1,0 7,7 0,1 2,7 6,4 0,4 4,9 8,6 0,6
360 1,8 6,5 0,3 0,4 2,3 0,2 1,0 1,4 0,7 1,9 2,8 0,7
480 0,9 1,9 0,5 0,1 0,7 0,2 0,3 0,5 0,6 0,6 0,9 0,7
EZF = Extrazelluläre Flüssigkeit der Lunge (µg/ml)BP = Blutplasma (µg/ml)V = VerhältnisNV = Nicht vorhanden auf Grund zu geringer ProbenvoluminaNB = Nicht berechenbar
172
Anhang
7.2 Ergebnisse der pathologischen Untersuchungen der einzelnen Tiere
Makroskopische Untersuchung Versuch 2
Tier Nr. 5• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 4 Millimeter
Tier Nr. 6• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 2 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 2 Millimeter
Tier Nr. 7• Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen Pleura im Bereich der Einstichstelle
des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 2 Millimeter
• Areale chronischer Pneumonie in der gesamten Lunge
Tier Nr. 8• mittelgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 5 Millimeter
• Areale chronischer Pneumonie im linken und rechten Kaudallappen
Anhang
173
Tier Nr. 9• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1,5 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 3 Millimeter
Tier Nr. 10• mittelgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 4 Millimeter
• Areale chronischer Pneumonie im kaudalen Teil des linken Kraniallappens
Tier Nr. 11• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 6 Millimeter
• Areale geringgradiger Pneumonie in der linken Lunge
Tier Nr. 12• mittelgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• hochgradiges interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• schlechte Belüftung des gesamten Lungengewebes
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1,6 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 5 Millimeter
174
Anhang
Histologische Untersuchung Versuch 2
Tier Nr. 5• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche mit Aggregation
von Neutrophilen, Makrophagen, einzelnen Eosinophilen, Fibrin, Hämor-
rhagien und Dilatation der Gefäße
– Interlobuläres Interstitium: hochgradige Verbreiterung, Hämorrhagien,
Fibrin, Neutrophile, Makrophagen
– Bronchialsystem: Lumen partiell gefüllt mit Erythrozyten, Neutrophilen,
Makrophagen und abgeschilferten Epithelzellen
– Alveolen: Lumen gefüllt mit Erythrozyten, Ödemflüssigkeit, Fibrin, Neutro-
philen, aktivierte Alveolarmakrophagen ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Bronchopneumonie, interstitielle
Pneumonie
Tier Nr. 6• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche, Fibrin-
Exsudation, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, Dilatation
der Gefäße, Hyperämie, Hämorrhagien
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Dilatation der Gefäße, Ödem,
Fibrin-Exsudation, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen
– Bronchialsystem: Erythrozyten, Neutrophile, Makrophagen, Lumen partiell
gefüllt mit Ödemflüssigkeit und abgeschilferten Epithelzellen
– Alveolen: Fibrin, geringgradiges Ödem, Aggregation von Neutrophilen,
Hyperämie, aktivierte Alveolarmakrophagen, Fibroblasten, interalveoläres
Interstitium teilweise verdickt
‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Bronchopneumonie, interstitielle
Pneumonie
Anhang
175
Tier Nr. 7• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen mit Aggregation von Neutrophilen,
punktuelle Kalizifikationen an der Oberfläche, Dilatation der Lymphgefäße
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Dilatation der Lymphgefäße,
Fibrin-Exsudation, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen
– Bronchialsystem: Lumen partiell gefüllt mit Erythrozyten, Neutrophilen
und abgeschilferten Epithelzellen
– Alveolen: teilweise Fibrin und Ödemflüssigkeit, intraluminale Hämorrha-
gien, Neutrophile, aktivierte Alveolarmakrophagen, interalveoläres Inter-
stitium teilweise verdickt ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Bronchopneumonie, interstitielle
Pneumonie
Tier Nr. 8• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche, Erythrozyten,
Neutrophile, Makrophagen, Hämorrhagien, Dilatation der lymphatischen
Gefäße
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Ödem, Fibrin-Exsudation, Neu-
trophile, Makrophagen, Dilatation der Lymphgefäße, Hämorrhagien
– Bronchialsystem: Lumen partiell gefüllt mit Erythrozyten, Ödemflüssigkeit,
abgeschilferte Epithelzellen
– Alveolen: Hämorrhagien, Ödem, intraalveolär lokalisiertes Fibrin, aktivierte
Alveolarmakrophagen, Neutrophile, interalveoläres Interstitium teilweise
verdickt, Fibroblasten ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Pneumonie, interstitielle Pneumonie
• Linker Kaudallappen
– Interlobuläres Interstitium: einzelne Makrophagen
– Bronchialsystem: einzelne Neutrophile
– Alveolen: Hyperämie, aktivierte Alveolarmakrophagen, Neutrophile, Fibro-
blasten, einzelne Eosinophile, Dilatation der Gefäße, nicht-ventilierte Lobuli ‣ Diagnose: interstitielle Pneumonie
176
Anhang
Tier Nr. 9• Einstichstelle des Katheters:
– Pulmonale Pleura: Dilatation der Lymphgefäße, massive Aggregation von
Neutrophilen und Makrophagen, teilweise fibrinöse Adhäsionen mit zellu-
lärem Debris
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Dilatation der Lymphgefäße,
Fibrin-Exsudation, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen,
Hämorrhagien
– Bronchialsystem: partiell gefüllt mit Erythrozyten, Neutrophilen und abge
schilferten Epithelzellen
– Alveolen: Hämorrhagien, Ödem, Nekrose, Fibrin, Hyperämie, interalveoläres
Interstitium teilweise verdickt, Hämorrhagien, Makrophagen, Neutrophile ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Bronchopneumonie, interstitielle
Pneumonie
Tier Nr. 10• Einstichstelle des Katheters:
– Pulmonale Pleura: fibrinös-hämorrhagische Adhäsionen an der Oberfläche,
Aggregation von Neutrophilen, Dilatation der Lymphgefäße, punktuelle
Kalizifikationen
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Dilatation der Lymphgefäße,
Fibrin-Exsudation, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen,
Hämorrhagien
– Bronchialsystem: partiell gefüllt mit abgeschilferten Epithelzellen, Erythro-
zyten, Neutrophilen
– Alveolen: Hämorrhagien, Ödem, Nekrose, Fibrin, Hyperämie, interalveoläres
Interstitium durch Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen ver-
dickt, Fibroblasten, abgeschilferte Epithelzellen ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Bronchopneumonie, interstitielle
Pneumonie
Anhang
177
Tier Nr. 11• Einstichstelle des Katheters:
– Pulmonale Pleura: teilweise fibrinös-hämorrhagische Adhäsionen an der
Oberfläche, Neutrophile, Makrophagen, Dilatation der Gefäße, einzelne
Eosinophile, partiell fibrinöse Thromben
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Fibrin-Exsudation, Dilatation der
Gefäße, Neutrophile, Makrophagen
– Bronchialsystem: partiell gefüllt mit abgeschilferten Epithelzellen, Erythrozy-
ten, Neutrophilen, Makrophagen
– Alveolen: Hämorrhagien, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen,
teilweise emphysematöse Veränderungen ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, interstitielle Pneumonie, hämorrhagisch-
eitrige Bronchopneumonie
• Linker Kaudallappen:
– Bronchialsystem: abgeschilferte Epithelzellen, Makrophagen
– Alveolen: Hyperämie, Makrophagen, Neutrophile, Fibroblasten, schlecht
ventilierte Bereiche, einzelne Eosinophile, aktivierte Alveolarmakrophagen ‣ Diagnose: interstitielle Pneumonie
Tier Nr. 12• Einstichstelle des Katheters:
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen mit Aggregation von Neutrophilen
und Makrophagen, Ödemflüssigkeit, Dilatation der Lymphgefäße, Fibrin-
Exsudation, Hämorrhagien
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Fibrin-Exsudation, Dilatation der
Lymphgefäße, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen
– Bronchialsystem: partieller Verlust der Kontinuität des Bronchialepithels,
Lumen gefüllt mit zellulärem Debris
– Alveolen: teilweise perivaskuläre Ödeme, Hämorrhagien, Aggregation von
Neutrophilen, Hyperämie, aktivierte Alveolarmakrophagen, interalveoläres
Interstitium durch Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen ver-
dickt, Fibroblasten ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, interstitielle Pneumonie
178
Anhang
• Linker Kaudallappen:
– Interlobuläres Interstitium: einzelne Neutrophile und Makrophagen
– Bronchialsystem: Ödemflüssigkeit, abgeschilferte Epithelzellen, Neutrophile,
Makrophagen
– Alveolen: Hyperämie, interalveoläres Interstitium durch Aggregation von
Neutrophilen und Makrophagen verdickt, einzelne Eosinophile, Makropha-
gen, Fibroblasten, Ödemflüssigkeit, große Bereiche nicht ventiliert ‣ Diagnose: interstitielle Pneumonie
• Rechter Kaudallappen:
– Pulmonale Pleura: teilweise aktivierte Epithelzellen, Aggregation von Neu-
trophilen, einzelne Eosinophile, Dilatation der Gefäße
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Dilatation der Gefäße, Fibrin-
Exsudation, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, Lymph-
ozyten, Fibroblasten
– Bronchialsystem: etwas zellulärer Debris
– Alveolen: Hyperämie, interalveoläres Interstitium durch Aggregation von
Neutrophilen und Makrophagen verdickt, einzelne Eosinophile, Fibro-
blasten, aktivierte Alveolarmakrophagen ‣ Diagnose: geringgradige purulente Pleuritis, interstitielle Pneumonie
Anhang
179
Makroskopische Untersuchung Versuch 3
Tier Nr. 14 (makroskopische Untersuchung circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters)
• Fibrinverklebungen der rechten Lunge mit der Thoraxwand
• Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen Pleura der gesamten rechten Lunge
• mittelgradige Hämorrhagien im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1,5 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 1 Zentimeter
Tier Nr. 16 (makroskopische Untersuchung circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters)
• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 3 Zentimeter in die Tiefe des
Gewebes mit einem Durchmesser von 1 Millimeter
Tier Nr. 17 (makroskopische Untersuchung circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters)
• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 4,5 Zentimeter in die Tiefe
des Gewebes mit einem Durchmesser von 6 Millimeter
Tier Nr. 20 (makroskopische Untersuchung circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters)
• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich des gesamten rechten Kaudallappens
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 1 Zentimeter in die Tiefe des
Gewebes mit einem Durchmesser von 8 Millimeter
180
Anhang
Tier Nr. 19 (makroskopische Untersuchung 2 Tage nach Entfernung des Katheters)
• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle Hämorrhagien bis 3 Zentimeter in die Tiefe des
Gewebes mit einem Durchmesser von 4 Millimeter
Tier Nr. 15 (makroskopische Untersuchung 3 Tage nach Entfernung des Katheters)
• hochgradige fibrinöse Pleuritis (bereits intraoperativ vor Einsatz des Katheters
sichtbar)
• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• 3 Zentimeter von der Einstichstelle entfernt kirschkerngroße Hämorrhagien
• interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle keine Veränderungen sichtbar
Tier Nr. 18 (makroskopische Untersuchung 4 Tage nach Entfernung des Katheters)
• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• geringgradiges interstitielles Ödem im Bereich der Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle keine Veränderungen sichtbar
Tier Nr. 13 (makroskopische Untersuchung 5 Tage nach Entfernung des Katheters)
• geringgradige Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der pulmonalen
Pleura im Bereich der Einstichstelle des Katheters
• geringgradiges interstitielles Ödem im Bereich der Einstichstelle
• bei Anschnitt der Einstichstelle keine Veränderungen sichtbar
Anhang
181
Histologische Untersuchung Versuch 3
Tier Nr. 14 (Entnahme der Gewebeprobe circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters)
• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche mit Hämorrha-
gien, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, einzelne Eosino-
phile, Kalizifikation, Dilatation der Gefäße
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Dilatation der Gefäße, fibrinöse
Thromben, Fibrin-Exsudation, Hämorrhagien, Aggregation von Neutro-
philen und Makrophagen
– Bronchialsystem: Erythrozyten, Fibrin, abgeschilferte Epithelzellen, Neutro-
phile und Makrophagen
– Alveolen: Fibrin, Hämorrhagien, Neutrophile, aktivierte Alveolarmakro-
phagen, interalveoläres Interstitium durch Aggregation von Neutrophilen,
Makrophagen und Fibroblasten verdickt, Hyperämie ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Bronchopneumonie, interstitielle
Pneumonie
• Rechter Mittellappen
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche mit Hämorr-
hagien, Neutrophile, Makrophagen, Dilatation der Gefäße mit fibrinösen
Thromben
– Interlobuläres Interstitium: teilweise Dilatation der Gefäße, fibrinöse Throm-
ben, Migration von Neutrophilen in das Interstitium
– Bronchialsystem: abgeschilferte Epithelzellen
– Alveolen: Hyperämie, interalveoläres Interstitium durch Aggregation von
Neutrophilen, Makrophagen und Fibroblasten verdickt, einzelne Eosinophile ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, interstitielle Pneumonie
182
Anhang
Tier Nr. 16 (Entnahme der Gewebeprobe circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters)
• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: pleurale Adhäsionen, Neutrophile, Makrophagen,
Kalizifi kation
– Interlobuläres Interstitium: Fibrin-Exsudation, Neutrophile, Makrophagen
– Bronchialsystem: Erythrozyten, abgeschilferte Epithelzellen, partieller Verlust
der Kontinuität des Bronchialepithels
– Alveolen: Hämorrhagien, Neutrophile, aktivierte Alveolarmakrophagen ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, hämorrhagisch-eitrige Pneumonie
Tier Nr. 17 (Entnahme der Gewebeprobe circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters)
• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche, Hämorrhagien,
Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, Dilatation der Gefäße,
Fibrin-Exsudation
– Interlobuläres Interstitium: Fibrin-Exsudation, Hämorrhagien, Aggregation
von Neutrophilen und Makrophagen
– Bronchialsystem: Hämorrhagien, abgeschilferte Epithelzellen, Neutrophile
– Alveolen: Hämorrhagien, Fibrin-Exsudation, Neutrophile, aktivierte
Alveolarmakrophagen, interalveoläres Interstitium durch Aggregation von
Neutrophilen, Makrophagen und Fibroblasten verdickt ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Bronchopneumonie, interstitielle
Pneumonie
Anhang
183
Tier Nr. 20 (Entnahme der Gewebeprobe circa 9 Stunden nach Einsatz des Katheters)• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche, Fibrin- Exsudation, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, Dilatation der Gefäße, geringgradige Kalzifikation an der Oberfläche – Interlobuläres Interstitium: Dilatation der Gefäße, fibrinöse Thromben, Fibrin-Exsudation, Ödemflüssigkeit, Aggregation von Neutrophilen und Makrophagen, Hämorrhagien – Bronchialsystem: Erythrozyten, abgeschilferte Epithelzellen – Alveolen: Hämorrhagien, Ödemflüssigkeit, Fibrin, Neutrophile, Makrophagen ‣ Diagnose: fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Pneumonie
Tier Nr. 19 Entnahme der Gewebeprobe 2 Tage nach Entfernung des Katheters)• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: fibrinöse Adhäsionen an der Oberfläche, Hämorrhagien, Neutrophile, Makrophagen, Dilatation der Gefäße, partiell Thromben – Interlobuläres Interstitium: geringgradige Hämorrhagien – Bronchialsystem: Erythrozyten, einzelne Neutrophile – Alveolen: Hämorrhagien, Ödeme, Fibrin, Neutrophile, Makrophagen ‣ Diagnose:fibrinöse Pleuritis, fibrinöse Bronchopneumonie
Tier Nr. 15 (Entnahme der Gewebeprobe 3 Tage nach Entfernung des Katheters)• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: großflächige fibrinöse Adhäsionen, Hämorrhagien, Neu- trophile, Makrophagen, Dilatation der Gefäße mit fibrinösen Thromben, Granulationsgewebe mit Neovaskularisation (Ausdehnung auf das inter- lobuläre Interstitium) – Interlobuläres Interstitium: Fibrin-Exsudation, Neutrophile, Markophagen, Granulationsgewebe, Hämorrhagien – Bronchialsystem: Erythrozyten – Alveolen: Gewebe gut ventiliert, teilweise perivaskuläre oder intravaskuläre Hämorrhagien, interalveoläres Interstitium durch Aggregation von Neutro- philen, Makrophagen und Fibroblasten verdickt ‣ Diagnose:fibrinöse Pleuritis, Granulationsgewebe, interstitielle Pneumonie
184
Anhang
Tier Nr. 18 (Entnahme der Gewebeprobe 4 Tage nach Entfernung des Katheters)
• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: große Areale mit Granulationsgewebe, Neovaskulari-
sation, Aggregation von Neutrophilen, Markophagen und Fibroblasten
– Bronchialsystem: einzelne Eosinophile und abgeschilferte Epithelzellen
– Alveolen: teilweise Hämorrhagien, interalveoläres Interstitium durch Aggre-
gation von Neutrophilen, Makrophagen und Fibroblasten teilweise verdickt ‣ Diagnose: Granulationsgewebe, interstitielle Pneumonie
Tier Nr. 13 (Entnahme der Gewebeprobe 5 Tage nach Entfernung des Katheters)
• Einstichstelle des Katheters
– Pulmonale Pleura: große Areale mit Granulationsgewebe, Neovaskularisa-
tion, Neutrophile, Markophagen, Fibroblasten
– Interlobuläres Interstitium: Verbreiterung, Fibrin-Exsudation, Hämorrhagien
– Bronchialsystem: geringgradige peribronchiale Hämorrhagien
– Alveolen: perivaskuläre und alveoläre Hämorrhagien, interalveoläres Inter
stitium durch Aggregation von Neutrophilen, Makrophagen und Fibro-
blasten teilweise verdickt ‣ Diagnose: Granulationsgewebe, interstitielle Pneumonie
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8Verzeichnisse
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The European Agency for the Evaluation of Medicinal Products
Veterinary Medicines and Inspections
201
Verzeichnisse
202
Verzeichnisse
8.2 Abkürzungsverzeichnis
A MembranoberflächeAUC Fläche unter der Konzentrations-ZeitkurveAUC/MHK Verhältnis der Fläche unter der Konzentrations-Zeitkurve zur minimalen HemmkonzentrationAUC
last Fläche unter der Konzentrations-Zeitkurve bis zum letzten
Probenentnahmezeitpunkt mit einer Konzentration über der DetektionsgrenzeaW Absolute WiederfindungBAL Bronchoalveoläre LavageBP BlutplasmaC KonzentrationC
max Maximale Konzentration
Cmax
/MHK Verhältnis der maximalen Konzentration zur minimalen HemmkonzentrationD DialysatEDTA EthylendiamintetraessigsäureELF Sekret des BronchialepithelsEZF Extrazelluläre FlüssigkeitF FlussrateGLP Gute LaborpraxisHPLC HochdruckflüssigkeitschromatographieILS Interne StandardlösungK
0 Massentransportfaktor
KG KörpergewichtKP Keine ProbeL LösungLM Lungen-MikrodialysatMD MikrodialyseMHK Minimale HemmkonzentrationMHK
90 Niedrigste Konzentration, die die Vermehrung von
mindestens 90% der getesteten Stämme hemmtMRS Magnetresonanzspektroskopie
203
Verzeichnisse
MS/MS Tandem-MassenspektrometrieMW Mittelwertn Anzahl der SchweineNB Nicht BerechenbarNCA Nicht-kompartimentelle AnalyseNMR KernspinresonanzNQ Nicht QuantifizierbarNV Nicht VorhandenP PerfusatPBP Penicillin-bindende ProteinePD PharmakodynamikPET Positronen-Emissions-TomographiePGS Planare Gamma-SzintigraphiePK PharmakokinetikrW Relative WiederfindungRZB Relative ZentrifugalbeschleunigungSD StandardabweichungSOP StandardarbeitsanweisungSPE FestphasenextraktionSPECT Single-Photon-Emissions-ComputertomographieSRM Selected Reaction MonitoringT
max Zeit bis zum Erreichen der maximalen Konzentration
T>MHK Zeitspanne in welcher die Konzentration der antibakteriellen Substanz die minimale Hemmkonzentration übersteigt V VerhältnisZNS Zentrales Nervensystem
204
Verzeichnisse
8.3 Abbildungsverzeichnis
Abb. 1: Aufbau eines MikrodialysesystemsAbb. 2: Dialyseprozess an der MembranAbb. 3: KatheterformenAbb. 4: Konzentrisch aufgebauter flexibler Katheter zur Anwendung in der LeberAbb. 5: Oberflächliche und mittlere Muskelschichten des seitlichen Thorax des SchweinsAbb. 6: Tiefe Muskelschichten des seitlichen Thorax des SchweinsAbb. 7: Rechte Lunge des SchweinsAbb. 8: Struktur der 7-Amino-CephalosporansäureAbb. 9: Struktur von CefpiromAbb. 10: Syringe Pump CMA 402®
Abb. 11: Hepatic Microdialysis Catheter CMA 61®
Abb. 12: Aufbau der NarkoseapparaturAbb. 13: Lokalisation Einsatz Katheter in der LungeAbb. 14: Entfernung des perkutanen TrokarsAbb. 15: Mikrodialysekatheter in der LungeAbb. 16: Endoskopische Fasszange und Tupfer zur Reinigung des TubusAbb. 17: Mikrodialyseversuch im wachen SchweinAbb. 18: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (Versuch 1)Abb. 19: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma (Versuch 1)Abb. 20: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blutplasma (Versuch 1)Abb. 21: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (Versuch 2)Abb. 22: Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (Versuch 2)Abb. 23: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma (Versuch 2)Abb. 24: Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma (Versuch 2)Abb. 25: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der ELF (Versuch 2)Abb. 26: Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen in der ELF (Versuch 2)
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Verzeichnisse
Abb. 27: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Versuch 2)Abb. 28: Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe (Versuch 2)Abb. 29: Sitz des Katheters im Lungengewebe circa 9 Stunden nach Einsatz in die Lunge (Versuch 2)Abb. 30: Hämorrhagien und Fibrinauflagerungen auf der Pleura pulmonalis im Bereich der Einstichstelle des Katheters, interstitielles Ödem im Bereich um die Einstichstelle (Versuch 2)Abb. 31: Anschnitt der Einstichstelle des Katheters (Versuch 2)Abb. 32: Histologischer Schnitt der Einstichstelle des Katheters (Versuch 2)Abb. 33: Histologischer Schnitt der Einstichstelle des Katheters (Versuch 2)Abb. 34: Histologischer Schnitt des Lobus caudalis sinister (Versuch 2)Abb. 35: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (Versuch 3)Abb. 36: Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen in der EZF (Versuch 3)Abb. 37: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma (Versuch 3)Abb. 38: Maximal- und Minimalwert, 1. und 3. Quartil und Medianwert der Cefpirom-Konzentrationen im Blutplasma (Versuch 3)Abb. 39: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blutplasma (Versuch 3)Abb. 40: Anschnitt der Einstichstelle des Katheters (Versuch 3)Abb. 41: Histologischer Schnitt der Einstichstelle des Katheters (Versuch 3)Abb. 42: Histologischer Schnitt der Einstichstelle des Katheters (Versuch 3)Abb. 43: Schwein circa 2 Stunden nach NarkoseausleitungAbb. 44: Schwein 1 Tag post OPAbb. 45: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Versuche 1, 2 und 3
206
Verzeichnisse
8.4 Tabellenverzeichnis
Tab. 1: Mikrodialyseversuche in verschiedenen Geweben und SpeziesTab. 2: Charakteristika der genannten Methoden zur Konzentrations- bestimmung in ZielgewebenTab. 3: Antibakterielle Aktivität von CefpiromTab. 4: Applikationsvolumina Versuch 1Tab. 5: Applikationsvolumina Versuch 2Tab. 6: Applikationsvolumina Versuch 3Tab. 7: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (Versuch 1)Tab. 8: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standard- abweichungen in der EZF (Versuch 1)Tab. 9: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standard- abweichungen im Blutplasma (Versuch 1)Tab. 10: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blutplasma und deren Verhältnis (Versuch 1)Tab. 11: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom in der EZF (Versuch 1)Tab. 12: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom im Blutplasma (Versuch 1)Tab. 13: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (Tiere Nr. 5 bis 8) (Versuch 2)Tab. 14: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (Tiere Nr. 8 bis 12) (Versuch 2)Tab. 15: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standard- abweichungen in der EZF (Versuch 2)Tab. 16: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standard- abweichungen im Blutplasma (Versuch 2)Tab. 17: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standard- abweichungen in der ELF (Versuch 2)Tab. 18: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standard- abweichungen im Lungengewebe (Versuch 2)Tab. 19: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Versuch 2)
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Verzeichnisse
Tab. 20: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom in der EZF (Versuch 2)Tab. 21: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom im Blutplasma (Versuch 2)Tab. 22: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom in der ELF (Versuch 2)Tab. 23: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (Tiere Nr. 13 bis 16) (Versuch 3)Tab. 24: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in Lungen-Mikrodialysat und EZF (Tiere Nr. 17 bis 20) (Versuch 3)Tab. 25: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standard- abweichungen in der EZF (Versuch 3)Tab. 26: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen, Mittelwerte und Standard- abweichungen im Blutplasma (Versuch 3)Tab. 27: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blutplasma und deren Verhältnis (Versuch 3)Tab. 28: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom in der EZF (Versuch 3)Tab. 29: Pharmakokinetische Parameter von Cefpirom im Blutplasma (Versuch 3)Tab. 30: Mittlere Cefpirom-Konzentrationen in der EZF der Versuche 1, 2 und 3Tab. 31: Verhältnis der mittleren Cefpirom-Konzentrationen in der EZF zu Blutplasma der Versuche 1, 2 und 3Tab. 32: Mittelwerte der pharmakokinetischen Parameter von Cefpirom in der EZF und im Blutplasma der Versuche 1, 2, und 3Tab. 33: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blut- plasma und deren Verhältnis (Versuch 1)Tab. 34: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der ELF; Konzentra- tionen in Behälter A und B und Mittelwert (Tiere Nr. 5 bis 8) (Versuch 2)Tab. 35: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der ELF; Konzentra- tionen in Behälter A und B und Mittelwert (Tiere Nr. 9 bis 12) (Versuch 2)Tab. 36: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe, Konzen- trationen in Aliquot A und B und Mittelwert (Tiere Nr. 5 bis 8) (Versuch 2)Tab. 37: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen im Lungengewebe, Konzen- trationen in Aliquot A und B und Mittelwert (Tiere Nr. 9 bis 12) (Versuch 2)Tab. 38: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Tier Nr. 5) (Versuch 2)Tab. 39: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Tier Nr. 6) (Versuch 2)
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Verzeichnisse
Tab. 40: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Tier Nr. 7) (Versuch 2)Tab. 41: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Tier Nr. 8) (Versuch 2)Tab. 42: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Tier Nr. 9) (Versuch 2)Tab. 43: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Tier Nr. 10) (Versuch 2)Tab. 44: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Tier Nr. 11) (Versuch 2)Tab. 45: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF, im Blutplasma, in der ELF und im Lungengewebe und deren Verhältnis (Tier Nr. 12) (Versuch 2)Tab. 46: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blut- plasma und deren Verhältnis (Tiere Nr. 13 bis 16) (Versuch 3)Tab. 47: Individuelle Cefpirom-Konzentrationen in der EZF und im Blut- plasma und deren Verhältnis (Tiere Nr. 17 bis 20) (Versuch 3)
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Verzeichnisse
Danksagung
• Mein erster Dank gilt Herrn Prof. Dr. M. Kietzmann für die
Überlassung des interessanten Themas, sowie für seine groß-
zügige und konstruktive Unterstützung.
• Ein ganz besonderer Dank gilt Herrn Dr. A. Ehinger für seine
stete Hilfsbereitschaft und seinen konstruktiven fachlichen Rat.
• Herrn Dr. M. Nürnberger danke ich für seine stets freundliche
und großzügige Unterstützung.
• Bei Herrn M. Allan bedanke ich mich für anregende Diskus-
sionen und neue Ideen, sowie die Schaffung der nötigen Frei-
räume zur Anfertigung der Dissertation.
• Für ihr außerordentliches Engagement und ihre unermüdliche
Hilfsbereitschaft während der Versuche danke ich ganz herz-
lich Herrn H. Müller, Herrn W. Rüter und Herrn B. Sander.
• Weiterhin danke ich Frau Dr. B. Ehinger, Herrn S. Schnabel,
Herrn J. M. Louro-Garcia, Frau B. Weinmann, Herrn S. Grieb
und Frau E. Zschiesche für ihre konstruktive Unterstützung.
• Bei Silke Sczesny, Monika Menge, Karlheinrich Schmid und
Susanne Kilp bedanke ich mich für ihre fachliche und mora-
lische Unterstützung, sowie die herzliche Aufnahme im
Arbeitsleben.
• Herrn M. Kuhlisch, Herrn K. Fachinger, Herrn H. Ickstadt,
Herrn F. Bayer, Frau N. Fröb, sowie allen weiteren beteiligten
Tierpflegern danke ich für ihre zuverlässige Unterstützung
im Umgang mit den Tieren.
• Ein herzlicher Dank gilt allen weiteren beteiligten Mitarbeitern der Intervet
Innovation GmbH.
• Bei Herrn H. Winklmaier, Herrn Dr. A. Theisen und Frau C. Tandi möchte
ich mich für die Einführung in die Grundlagen der Thoraxchirurgie und
Narkosetechnik bedanken.
• Der Neonatologischen und Pädiatrischen Intensivstation der Johann Wolfgang
Goethe-Universität Frankfurt a. M., insbesondere Frau K. Schnabel, sei für die
großzügige Leihgabe der Narkoseapparaturen gedankt.
• Ein ganz besonderer Dank gilt Nina Häfner für ihre kreative & engagierte Hilfe.
• Meiner Familie danke ich von Herzen für ihre unermüdliche Hilfsbereitschaft
und ihre moralische Unterstützung während meines Studiums und der Anfer-
tigung der Dissertation.
Der größte Dank gilt Frank Häfner für seine unendliche Geduld, seine liebe-
volle Unterstützung und seinen unverzichtbaren Rat während des Studiums
und danach.