EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Lentinula

edodes (SHIITAKE), EN RESIDUOS AGROINDUSTRIALES.

JUAN CARLOS PEDREROS MOSQUERA

TRABAJO DE GRADOPresentado como requisito parcial

Para optar al título de

Microbiólogo Industrial

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANAFACULTAD DE CIENCIAS

CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIALBogotá, D.C

Marzo de 2007

NOTA DE ADVERTENCIA

Artículo 23 de la Resolución Nº 13 de Julio de 1946.

“La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus trabajos de tesis. Solo velará por que no se publique nada contrario al dogma y a la moral católica y por que la tesis no tenga ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y justicia”.

EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Lentinula

edodes (SHIITAKE), EN RESIDUOS AGROINDUSTRIALES.

JUAN CARLOS PEDREROS MOSQUERA

APROBADO:

________________________CHRISTIAN SUÁREZ FRANCO

MicrobiólogoDirector

________________________MARCELA FRANCO.

Microbióloga, Msc.Jurado

________________________MARIA JIMENA

Microbióloga, Msc.Jurado

EVALUACIÓN DEL CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Lentinula

edodes (SHIITAKE), EN RESIDUOS AGROINDUSTRIALES.

JUAN CARLOS PEDREROS MOSQUERA

APROBADO:

________________________Dra. ANGELA UMAÑA

M. PhilDecana Académica

________________________DAVID GOMÉZMicrobiólogo.

Director de Carrera

Este estudio se lo dedicó a Dios, a mi familia, a mis amigos y hermanos del alma, quienes son los que me han dado la fortaleza para seguir adelante y siempre me apoyarón, y en especial le dedicó este logro a mi padre, quién aunque no está conmigo físicamente, le debo una promesa de corazón y que hoy me siento muy orgulloso por habérsela cumplido. Y de antemano le pido a Dios que así como me está apoyando cada día de mi vida, le pido inmensamente que apoye y bendiga a todos en este mundo.

AGRADECIMIENTOS

• A la empresa “Biosetas Andinas” por facilitarme sus instalaciones, equipos y apoyarme económicamente con este proyecto.

• A Christian Suárez Franco por su apoyo, dedicación y conocimientos que contribuyeron a la culminación exitosa del trabajo.

• A la profesora de Nutrición Martha Lucia Borrero, por su apoyo y asesoría en la prueba sensorial realizada al proyecto.

• A las familias Suárez Franco y Pedreros Mosquera por su apoyo incondicional.

TABLA DE CONTENIDOS.

Pág.

1. INTRODUCCIÓN. 12. MARCO TEÓRICO. 32.1 GENERALIDADES. 32.2 CLASIFICACIÓN DE LOS HONGOS. 42.2.1. Hongos Macromicetos. 62.2.1.1. Ascomycetes. 72.2.1.2. Basidiomycetes. 82.2.1.2.1. Orden Agaricales. 82.2.1.2.2. CICLO BIOLÓGICO. 92.3. Macrohongos o Setas Cultivadas. 92.4. APLICACIONES. 102.5 Lentinula edodes “SHIITAKE”. 102.5.1 HISTORIA. 112.5.2 CLASIFICACIÓN. 122.5.3 MORFOLOGÍA Y COMPOSICIÓN. 122.5.4 Ciclo de vida de los Hongos Macromicetos. 142.5.5 VALOR NUTRICIONAL Y COMPOSICIÓN. 162.5.6 PROPIEDADES MEDICINALES. 172.5.7 REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES PARA EL CRECIMIENTO.182.5.8 REQUERIMIENTOS FÍSICOS PARA EL CRECIMIENTO. 202.5.9 CULTIVO. 232.5.9.1 SEMILLAS. 242.5.9.2 TRONCOS. 252.5.9.3 TRONCOS ARTIFICIALES. 262.5.10 METABOLITOS. 282.5.11 SUSTRATOS UTILIZADOS EN EL CULTIVO DE SHIITAKE. 292.5.12 COMPOSICION MADERAS. 322.5.13 FACTORES DE CALIDAD. 322.6. RESIDUOS INDUSTRIALES. 342.6.1. Roble. (Quercus sp.). 342.6.1.1 Clasificación científica. 342.6.1.2 CARACTERISTICAS. 352.6.1.3 Distribución. 352.6.1.4 Fruto. 352.6.1.5 USOS. 36

2.6.1.6 Problemática por el uso del “Roble” en Colombia. 382.6.2 EUCALIPTO (Eucalyptus sp.). 392.6.2.1 Clasificación científica. 402.6.2.2 CARACTERISTICAS. 402.6.2.3 HÁBITAT. 402.6.2.4 CLIMA. 412.6.2.5 USOS. 412.6.3. AMARILLO (Aniba sp.). 422.6.3.1 Clasificación científica. 432.6.3.2 NOMBRE COMÚN. 43

2.6.3.3. CARACTERÍSTICAS.43

2.6.3.4 HÁBITAT Y DISTRIBUCIÓN.45

2.6.3.5 USOS. 462.7. RESIDUO INDUSTRIAL GENERADO POR EL ASERRIODE MADERAS. 462.8. RESIDUO AGRICOLA. 472.8.1.Uchuva (Physalis peruviana). 472.8.1.1 Clasificación científica. 472.8.1.2 Origen. 472.8.1.3 Atributos de la uchuva. 482.8.1.4 Comercialización. 482.8.1.5 Entorno ambiental. 482.8.1.6 Morfología. 482.8.1.7 Importancia del Cáliz o Capacho. 492.8.1.8 Cultivo de Uchuva. 502.8.1.9 Residuo agroindustrial generado por el cultivo de uchuva. 51 2.8.1.10 Capacho de uchuva. 512.8.2. PLATÁNO (Musa paradisiaca, Musa cavendishii). 512.8.2.1 Descripción del plátano (banano). 522.8.2.2 Origen. 522.8.2.3 CARACTERISTICAS. 522.8.2.4. Clima y suelo para el cultivo del plátano o banana. 542.8.2.5. Abonado del plátano (bananos). 553. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN. 564. OBJETIVOS. 584.1 OBJETIVO GENERAL. 584.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS. 585. HIPÓTESIS. 596. MATERIALES Y MÉTODOS. 606.1 Diseño de la investigación. 606.1.1 Población de estudio y muestra. 60

6.1.1.1. Localización. 606.1.1.2. Muestra. 606.1.2 Variables del estudio. 616. 2 Metodología. 616.2.1 Preparación de la semilla. 616.2.2 Preparación del sustrato. 616.2.3 Deshidratación y adecuación de los residuos. 626.2.4 Selección de los residuos. 626.2.5. Mezcla de los materiales que conformarán los tratamientos. 626.2.6 Elaboración de los bloques de sustrato. 666.2.6.1 Inoculación. 666.2.6.2 Incubación. 666.2.6.3 Fructificación. 676.2.6.4 Cosecha y pesaje de los carpóforos. 676.2.7. Prueba sensorial. 676.2.8. Análisis de carbono y nitrógeno total de los residuos agroindustriales. 686.3 Análisis de la información. 696.3.1. Diseño del análisis estadístico. 696.3.1.1. Población a estudiar. 696.3.1.2. Unidad experimental del estudio. 696.3.1.3. Estimación del tamaño muestral. 696.3.1.4. Variables a analizar. 696.3.1.5. Métodos estadísticos. 716.3.1.5.1. Análisis del desarrollo y crecimiento Lentinula edodes en cada uno de los tratamientos evaluados. 716.3.1.5.2.Análisis sensorial de los hongos cosechados de Lentinula edodes en cada uno de los sustratos evaluados. 747. RESULTADOS Y DISCUSIÓN. 777.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Lentinula edodes en los diferentes tratamientos. 777.1.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Lentinula edodes en el tratamiento control. 797.1.2. Análisis del tiempo de corrida del micelio de Lentinula edodes en los tratamientos analizados. 807.1.3. Análisis del tiempo de pigmentación de los bloques de Lentinula edodes en los tratamientos analizados. 857.1.4. Análisis del número de hongos producidos por tratamiento de Lentinula edodes en los tratamientos analizados. 887.1.5. Análisis del tamaño de carpóforos de Lentinula edodes en los tratamientos analizados. 927.1.6. Análisis del peso fresco de Lentinula edodes en los tratamientos analizados. 947.1.7. Análisis del Porcentaje de Eficiencia Biológica de

Lentinula edodes en los tratamientos analizados. 957.1.8. Análisis del tiempo total del cultivo de Lentinula edodes en los tratamientos analizados. 977.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados. 987.2.1. Hongos en fresco. 1007.2.2. Hongos salteados. 1018. CONCLUSIONES. 1039. RECOMENDACIONES. 10510. CRONOGRAMA. 10611. PRESUPUESTO. 10711.1. Presupuesto por parte del estudiante que desarrolla el proyecto. 10711.2. Presupuesto adicional, suministrado por la empresa “Biosetas Andinas”. 10812. BIBLIOGRAFÍA. 109ANEXO 1. ACUERDO 29 DE 1976- INDERENA. 117ANEXO 2. RESUMEN DE LA PRODUCCIÓN DE Lentinula edodes EN CADA UNO DE LOS TRATAMIENTOS EVALUADOS. 119ANEXO 3. ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LAS VARIABLES DEL ESTUDIO. 120ANEXO 4. FORMATO DE EVALUACIÓN DE LA PRUEBA SENSORIAL. 143ANEXO 5. NÚMEROS ALEATORIOS DE LA PRUEBA SENSORIAL. 145ANEXO 6. ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LAS VARIABLES DEL ESTUDIO SENSORIAL. 146

LISTA DE FIGURAS.

Pág.

Figura. 2.1. Los cinco Reinos. 3Figura 2.2. Foto Shiitake Tronco. 10Figura 2.3. Morfología de un hongo macromiceto. 13Figura 2.4. Aspecto Shiitake. 14Figura 2.5. Ciclo de vida de un Basidiomycete. 16Figura 2.6. Árbol de Roble. 34Figura 2.7. Árbol de Eucalipto. 39Figura 2.8. Aniba perutilis. 43Figura 2.9 Ramas de Aniba perutilis. 44Figura 2.10. Frutos de Aniba perutilis. 45Figura 2.11. Foto de Uchuva. 47 Figura 2.12. Cáliz o Capacho de Uchuva. 49Figura 2.13. Cultivo Plátano. 51Figura 7.1 Foto de Lentinula edodes cultivado en Roble. 79Figura 7.2. Tratamiento iniciando la corrida de micelio. 81 Figura 7.3. Finalización corrida de micelio sobre todo el tratamiento. 81Figura 7.4. Tratamiento iniciando la formación de blister. 81Figura 7.5. Tiempo promedio de corrida del micelio de Lentinula edodes en los diferentes tratamientos. 83Figura 7.6. Mezcla de tratamiento que formo apelmazamientos. 84Figura 7.7. Tratamientos que no terminaron de colonizar el bloque. 84Figura 7.8. Mezcla de tratamiento que no formo apelmazamientos. 85Figura 7.9. Tratamiento terminando la formación de blister o corteza. 85Figura 7.10. Tratamiento iniciando la pigmentación del bloque. 85Figura 7.11. Tratamiento terminando la pigmentación. 86Figura 7.12. Tiempo promedio de pigmentación de Lentinula edodes en los diferentes tratamientos. 87Figura 7.13. Tratamiento no colonizado en su 100% y no pigmentado. 88Figura 7.14. Tratamiento colonizado en un 50% y no pigmentado. 88Figura 7.15. Formación de primordios en el tratamiento. 88Figura 7.16. Formación de cuerpos fructíferos en el tratamiento. 88Figura 7.17. Crecimiento de los cuerpos fructíferos en el tratamiento. 89Figura 7.18. Hongos listos para cosechar en el tratamiento. 89Figura 7.19. Cantidad promedio de hongos cosechados de

Lentinula edodes en cada tratamiento analizado. 89Figura 7.20. Tratamiento no compactado. 91Figura 7.21. Tratamiento generando hongos deformes. 92Figura 7.22. Medición del diámetro de los carpóforos. 92Figura 7.23. Tamaño promedio de los carpóforos producidos de Lentinula edodes en cada uno de los tratamientos. 93Figura 7.24. Carpóforos cosechados pesados por bandeja. 94Figura 7.25. Peso fresco promedio obtenido de Lentinula edodes en cada uno de los tratamientos analizados. 95Figura 7.26. Porcentaje promedio de eficiencia biológica de Lentinula edodes en cada tratamiento. 97 Figura 7.27. Tiempo promedio total de cultivo de Lentinula edodes en cada tratamiento analizado. 98Figura 7.28. Cubículo predispuesto para la realización de la prueba sensorial. 99Figura 7.29. Prueba sensorial “sabor” de hongo fresco Lentinula edodes más gusta en cada tratamiento analizado. 100Figura 7.30. Prueba sensorial “sabor” de hongo salteado Lentinula edodes más gusta en cada tratamiento analizado. 102

LISTA DE TABLAS.

Pág.

Tabla 2.1. Características de las principales clases de hongos. 6Tabla 2.2. Producción mundial de Lentinula edodes peso fresco, expresado en toneladas. 12Tabla 2.3. Composición de Aminoácidos esenciales de Lentinula edodes. 17Tabla 2.4. Clasificación cepas por temperatura. 22Tabla 2.5. Producción Enzimática extracelular de los macromicetos. 31Tabla 2.6. Composición lignocelulósica de maderas. 32Tabla 2.7. Clasificación del píleo del Shiitake a nivel comercial. 33Tabla 2.8. Porcentajes de la composición del Roble. 38Tabla 2.9. Producción nacional de uchuva. 50Tabla 6.1. Residuos para elaborar los tratamientos. 62Tabla 6.2. Formulación para los tratamientos para el cultivo de Lentinula edodes. 63Tabla 6.3. Formulación para cada uno de los tratamientos. 64Tabla 7.1. Cambios morfológicos del micelio en fase vegetativa después de 70 de días de incubación. 78Tabla 7.2. Tratamientos que presentaron fase vegetativa y reproductiva. 79Tabla 7.3. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos utilizados. 82Tabla 7.4. Codificación de los tratamientos para prueba sensorial. 99

1. INTRODUCCIÓN.

El reino Fungi, o reino de los hongos, comprende un grupo de organismos

muy versátiles y diversos en su morfología, fisiología, ciclos de vida y

ecología y de acuerdo a esto, se han estimado que existen más de 1.500.000

especies de hongos; sin embargo, solamente han sido descritas alrededor de

69.000 especies, en donde el 14% aproximadamente de las especies

descritas son consideradas macroscópicas y de estás, se estima que el 7%

son comestibles, el 4% son medicinales y el 2% son tóxicas.

De los hongos comestibles descritos hasta el momento, se ha reportado que

solamente una pequeña proporción de estos, ha sido utilizada con fines

alimenticios por el hombre, ya que poseen el doble del contenido de

proteínas que los vegetales, y disponen de los nueve aminoácidos

esenciales, contando además con leucina y lisina (ausente en la mayoría de

los cereales). Así mismo, poseen alta cantidad de minerales (superando a la

carne de muchos pescados), bajo contenido de calorías y carbohidratos. Otra

parte de estos hongos ha sido utilizada a nivel medicinal ya que se

caracterizan por tener conocidas y reportadas propiedades medicinales,

como producir retardo en el crecimiento de tumores, disminuir los niveles de

colesterol en la sangre, poseer sustancias antioxidantes e

inmunomoduladoras (Romero y colaboradores, 2000). Tal es el caso, que en

los países orientales, los hongos son utilizados como alimentos en su dieta

diaria, llevando consigo un gran consumo, que actualmente, no es solo para

estos países, sino para el mundo entero. En Latinoamérica estos hongos son

apetecidos por su excelente sabor en platos de comida gourmet, y se ha

observado que este producto moviliza cientos de millones de dólares y

promueve la creación de varios puestos de trabajo para la población.

Tal es el caso anterior, que la gran demanda mundial, generada por estos

productos alimenticios, ha impulsado el estudio en Latinoamérica de nuevas

1

formas de cultivos o de producciones a nivel industrial, con el fin de

satisfacer el consumo o volumen generado. Indicando que el mercado de la

producción de hongos comestibles es muy amplio y que a nivel de

experimentación y cultivo, todavía queda mucho por explorar. Pues esta

región del mundo tiene un gran potencial para el cultivo de las especies

comestibles de hongos, por la variedad de climas que posee y la gran

diversidad de residuos orgánicos que se genera en los diferentes cultivos

agrícolas e industrias (Torres, 2003). Debido a esto, un gran punto, que se

está explorando en la actualidad, es el aprovechamiento de residuos

agroindustriales (Stamets, 2000), los cuales pueden ser enfocados en

cultivos de hongos comestibles.

Uno de los hongos comestibles que se ha estudiado y cultivado durante los

últimos años en Colombia por algunas empresas, es Lentinula edodes

(Shiitake), debido a su calidad nutricional y medicinal. Este hongo se

desarrolla en la naturaleza preferiblemente sobre residuos de material leñoso

o rico en fibra como troncos, ramas y bagazos. Para su cultivo se pueden

utilizar otro tipo de materiales que contengan una composición similar a los

residuos que utiliza para crecer en su ambiente natural. Dentro de estos

materiales se encuentran los residuos agroindustriales, los cuales en la

mayoría de los casos no son reutilizados sino simplemente son quemados o

arrojados a los basureros, quebradas y ríos, sin ningún tratamiento previo, y

contribuyen de esta manera al daño del ecosistema (Cabrera, 1998)

Como objetivo base para este estudio, fue la evaluación del cultivo de

Lentinula edodes (Shiitake) tratamientos con diferentes residuos

agroindustriales generados en nuestro país, igualmente se busca que con

esté proyecto el escalamiento a una prueba industrial del cultivo.

2

En Colombia, el desarrollo de nuevas metodologías del cultivo del hongo

(Shiitake) y el aprovechamiento de residuos agroindustriales conducirá a la

generación de un nuevo producto nutricional y medicinal en el país.

2. MARCO TEÓRICO.

2.1 GENERALIDADES.

En una época de la historia, cuando el conocimiento biológico estaba limitado

a lo que podía ver el ojo humano, el mundo viviente estaba dividido en dos

reinos, vegetal y animal. Lineo en su publicación “Species Plantarum” en

1753, clasificó a los hongos en el reino vegetal, debido a que éstos

presentan pared celular. Con el desarrollo de lentes ópticos, y el posterior

avance del microscopio electrónico se logró una mayor distinción a nivel

subcelular de los organismos clasificándolos en Eucariota y Procariota,

siendo la forma Procariota la más primitiva desde el punto vista evolutivo

(Miles & Chang 1997).

Los hongos empezaron a separarse del reino vegetal por su composición

química, la cual es diferente entre las paredes celulares fungales y vegetales

pues la ausencia de clorofila y de cloroplastos los obliga a desarrollar una

digestión extracelular por medio de la secreción de enzimas hidrolíticas y la

posterior absorción del alimento predigerido a través de su pared celular y

membrana plasmática, estas características unidas a los análisis

filogenéticos los llevaron a formar parte del reino Micetos o Fungi (Figura

2.1.) (Carone. 1986, Solomon. 1996).

3

Figura. 2.1. Los cinco ReinosFuente: Kendrick 1985.

Dentro del reino de los hongos éstos son descritos como organismos

unicelulares, pluricelulares o dimórficos que carecen de clorofila por lo tanto

son heterótrofos, es decir obtienen sus alimentos por absorción y el

componente principal de sus paredes celulares es la quitina. El talo o cuerpo

vegetativo en los hongos filamentosos está constituido por filamentos

delgados llamados hifas, las que presentan crecimiento apical y en conjunto

integran el micelio. Los hongos se dividen en microscópicos y

macroscópicos. En el caso de los hongos macroscópicos, el micelio está

representado por la masa de apariencia algodonosa y por lo regular

blanquecina que forman un cuerpo de reproducción. Dentro de los hongos

macroscópicos se encuentran los Ascomicetos y Basidiomicetos, los cuales

presentan una reproducción asexual y/o sexual. Los hongos macroscópicos

son también llamados hongos Macromicetos y presentan distribución

cosmopolita debido a que pueden desarrollarse en cualquier tipo de clima y

se encuentran distribuidos por toda la biosfera, existiendo variedad de

géneros que pueden crecer entre 4°C y 60°C, desde el nivel del mar hasta

por encima de los 4000 m. y en diferentes tipos de madera (Koneman, 1997;

Stamets, 2003).

Las setas son macrohongos con órganos reproductores, productores de

esporas, característicos de la clase de los Basidiomicetos y algunos géneros

4

están clasificados dentro de los Ascomicetos. De las aproximadamente

16.000 especies de la clase de los Basidiomicetos, se ha sugerido que más

de 10.000 especies producen basidiocarpos (órgano sexual productor de

esporas de los Basidiomicetos) de tamaño y textura adecuada para ser

considerados como una fuente de alimento (Miles & Chang, 1997).

2.2 CLASIFICACIÓN DE LOS HONGOS.

Tradicionalmente los hongos fueron clasificados con base en sus

características citológicas y morfológicas como son el ciclo de vida, las

características estructurales de los gametos, los esporocarpos y las esporas.

Recientemente, las investigaciones en las áreas de bioquímica, genética y

biología molecular han suministrado información importante que modifica el

sistema de clasificación, con el objeto de ampliar el conocimiento del origen y

evolución de los organismos existentes.

El Reino Fungi abarca cinco divisiones: Chytriodiomycota, Zygomycota,

Ascomycota, Basidiomycota y Deuteromycota (Tabla 2.1).

Los Deuteromicetos se diferencian de las otras cuatro por no poseer

sexualidad y por reproducirse en formas asexuales únicamente. En los

Chytridiomicetes la sexualidad involucra la fusión de gametos móviles y en

los Zygomicetos la reproducción sexual se realiza por la fusión de los

gametangios y por la posterior formación de un zigosporo de pared celular

gruesa. En los Ascomicetos las cepas compatibles se reúnen de diferentes

formas, realizando una fusión de núcleos compatibles (cariogamia) y una

posterior división nuclear reduccional (meiosis) en la célula asca madre.

Dentro del asca (estructura en forma de bolsa) las meiosporas sufren de

divisiones ecuacionales (mitosis), formándose así las ascosporas.

En los Basidiomicetos las cepas compatibles son reunidas por medio de la

somatogamia (fusión de células vegetativas que no están sexualmente

5

diferenciadas) con la formación de hifas dicarióticas (hifas con dos núcleos

compatibles, sin fusionarse en cada célula). La cariogamia y posterior

meiosis se presenta en una célula en forma de mazo llamado basidio.

Después de la meiosis, los núcleos haploides salen a través de unos cortos

pedúnculos en el basidio (esterigmas) y entran a la espora en desarrollo, las

cuales se les conoce como basidiosporas. Los basidios se encuentran

localizados en capas himeniales fértiles que forman parte del basidiocarpo o

comúnmente llamada seta (Solomon, 1996; Miles & Chang, 1997).

Tabla 2.1. Características de las principales clases de hongos.

DivisiónNo. de especi

esPlasmogamia Carioga

mia MeiosisControl

del tipo de cruce

Hifas Motilidad

Chytridio-mycota 500 Fusión En el

cigoto cigótica --No septa-do

whiplash

Zigo-mycota 765 Copulación

gametangial Zigoes-pora cigótica

Unifac-torial con alelos alterna-dos

No septa-do

No presenta

Asco-mycota 30000

Copulación gametangial o contacto gametan- gial o Espermatiza-ción o somatogamia

Precedi-da por dicario-fase y en el asco ocurre la carioga-mia

Meios-poras dentro de asco

Unifac-torial con alelos alterna-dos

Septa-do con

poro central

No presenta

Basidio-mycota 16000

Somatoga-mia Espermatiza-ción

Precedi-da por dicario-fase y en el basidio- ocurre la carioga-mia

Meios-poras dentro de basidio

Unifac-torial y bifacto-rial con múltiples alelos

Septa-do

No presenta

6

Deutero-mycota 17000 Septa-

do No presenta

Fuente: Miles & Chang. 1997.

2.2.1. Hongos Macromicetos:

Los hongos macromicetos están formados por largas hifas ramificadas que

se reúnen en cordones y cuerpos de reproducción visible y medible en

centímetros. Son saprófitos ya que crecen en materia descompuesta

absorbiendo la materia orgánica, en simbiosis con plantas formando

ectomicorrizas o como parásitos sobre los árboles. Algunos son comestibles,

otros venenosos e incluso pueden producir efectos psicoactivos. Suelen

crecer en la humedad que proporciona la sombra de los árboles, pero

también en cualquier ambiente húmedo y con poca luz (Saldarriaga, 2001).

2.2.1.1. Ascomycetes

Los Ascomycetes pueden ser encontrados en gran variedad de habitáts:

suelos, aguas, coprófilos (en excrementos de herbívoros), saprobios de

animales y plantas, parásitos incluyendo al hombre. Se encuentran miembros

microscópicos y macroscópicos, por lo general son epígeos, sin embargo,

existen miembros enteramente hipógeos (Koneman, 1997).

Estos hongos pueden ser unicelulares ó estar formados por un micelio con

hifas de paredes quitinosas, con septos transversales incompletos

(presentando un poro central). Las hifas, pueden ser uni ó multinucleadas,

homocarióticas ó dicarióticas ramificadas. La principal característica de estos

hongos es que como producto de su reproducción sexual, se forman unos

sacos o bolsas llamados ascos los cuales, contienen en su interior a las

esporas de origen sexual (ascosporas). Los cuerpos productores de ascos se

denominan ascocarpos. No existen células flageladas a ningún nivel.

7

Algunas especies se asocian con ciertas algas formando líquenes, conocidos

como ascolíquenes (Koneman, 1997).

En la gran mayoría de las especies se forman cuerpos fructíferos

macroscópicos ó microscópicos que contienen uno o muchos ascocarpos,

sin embargo algunas especies no forman cuerpos fructíferos ni ascocarpos y

los ascos quedan al descubierto y diseminados en el micelio (Saldarriaga,

2001).

2.2.1.2. Basidiomycetes

Las esporas que dan nombre al grupo son las basidiosporas, producidas

exógenamente en órganos especiales, los basidios. En los Basidiomycetes

superiores se producen cuatro basidiosporas típicamente y los basidios se

encuentran en líneas aserradas o en las laminillas de los grandes

basiocarpos carnosos. Los Basidiomycetes inferiores tienen un ciclo vital

más complicado y su lugar en la clasificación no es muy seguro. Un buen

número de especies de Agaricales (hongos con laminillas) pueden

desarrollarse en cultivos artificiales (Stamets, 2003).

Una actividad muy importante de los basidiomicetos es la descomposición de

la madera, papel y otros derivados de productos naturales. Estos

basidiomicetos, por lo tanto, son capaces de producir celulasas o enzimas

capaces de catabolizar la lignina y utilizarla como fuentes de carbono y

energía. La descomposición de la lignina en la naturaleza es difícil y es

realizada por un reducido grupo de hongos basidiomicetos, que producen la

llamada podredumbre de la madera. Existen dos tipos de podredumbre la

marrón, en la que solamente se degrada la celulosa pero no la lignina y la

blanca, en la que ambos polímeros son degradados eficientemente.

2.2.1.2.1. Orden Agaricales

8

Los hongos del orden Agaricales, son hongos que se caracterizan por tener

esporas color café chocolate, presentar anillos diferentes a partir de un velo

parcial y laminillas o agallas libres. Lo integran tanto especies comestibles,

como venenosas. Son de gran importancia económica para el hombre por

sus diferentes usos, tanto en alimentación, medicina, agricultura, industria,

etc. Pueden ser saprófitos, parásitos o ectomicorrízicos.

2.2.1.2.2. CICLO BIOLÓGICO

La forma de reproducción de los hongos es a través de las esporas, los

hongos superiores poseen en el himenio unas células madres que son las

encargadas de producir las esporas, en el caso de los Basidiomicetes estas

células son llamadas Basidios mientras que en los Ascomicetes son

llamadas Ascos.

Las esporas son lanzadas por el himenio al exterior, si se depositan en

lugares húmedos y de condiciones favorables y darán origen al micelio, este

crecerá bajo tierra dando origen a una seta con Basidios o Ascos en su

himenio, y se producirán las esporas que luego serán expulsadas al exterior

y así sucesivamente formando el ciclo de reproducción del hongo.

2.3. Macrohongos o Setas Cultivadas.

Las setas han sido consumidas por el hombre como parte de la dieta normal

por miles de años y, en los últimos tiempos, han aumentado las cantidades

abarcando un gran número de especies. Los cultivos en los años 80 y 90

corresponden a la dramática aceleración en la producción mundial total de

setas. Llevando consigo, a comercializarse las “Seis Grandes setas”:

Agaricus, Pleurotus, Lentinula, Auricularia, Volvariella y Flammulina. (Oei.

2003)

9

Dentro de los más cultivados está: el “Shiitake”, el cual es el tercer hongo

cultivado en el mundo, pertenece al Reino Fungi, a la familia

Tricholomataceae. El “Shiitake” es un hongo tradicional de Japón, Corea y

China, es apreciado tanto por su sabor como por sus beneficios sobre la

salud. Ha sido cultivado en las regiones montañosas de Asia por más de mil

años mediante técnicas tradicionales y solo en los últimos treinta años, se

comenzó el estudio de técnicas superiores de cultivo para lograr

rendimientos adecuados para su comercialización al mundo occidental. (Oei.

2003)

2.4. APLICACIONES.

El cultivo de hongos comestibles comenzó en Estados Unidos en 1880,

seguido por Canadá en 1912, mientras que en América Latina estos cultivos

se iniciaron en México en 1933. Colombia fue el segundo país de América

del Sur en realizar este tipo de cultivos en 1950. (Fung. 2002)

Las tecnologías tradicionales emplean hongos en diversos campos, tales

como la industria alimenticia, por ejemplo para darle aroma a algunos

alimentos, la industria farmacéutica para la producción de antibióticos o

penicilina, y en la producción de bioquímicos por ejemplo el ácido cítrico, etc.

2.5 Lentinula edodes “SHIITAKE”:

Figura 2.2. Foto Shiitake Tronco.Fuente: Oei. 2003.

10

Lentinula edodes, Berk. Pegler, conocido comúnmente con el nombre de

“Shiitake”, es un hongo que pertenecía a una variedad regional de Asia

oriental. Hoy en día, es cultivada como una seta y considerada una

delicadeza tradicional en todo el mundo, especialmente por su exquisito

sabor como por sus beneficios sobre la salud. (Fung. 2002).

El nombre de Shiitake es tomado del idioma japonés, donde “Shii” es un tipo

de árbol (El Roble, Quercus sp.), donde crece naturalmente y “take” significa

hongo. También se le conoce como “hongo negro del bosque” o “Shiang-gu”

del chino hongo con aroma. Actualmente Shiitake figura entre los más

populares de los hongos gourmet y ocupa el segundo lugar en la producción

mundial de hongos. (Fung. 2002)

2.5.1 HISTORIA

El cultivo de Shiitake tiene sus orígenes en las regiones montañosas de

China 1000 años atrás, en las provincias hoy en día conocidas como Llung-

Chyan, Ching-Yuan y Jung-Ning (Quimio. 1990), para después desarrollarse

en Japón 500 años más tarde. Este primitivo semi-cultivo, dependía de la

suerte debido a que básicamente el método consistía en hacer pequeñas

ranuras en los troncos derribados y esperar a que el viento transportara

consigo las esporas de L.edodes para colonizar la madera. Este método,

carente de control de las condiciones climáticas y de otros elementos

naturales, limitaba considerablemente el éxito del cultivo. Solo después de 60

años, el Dr. Mori de Kiryu, Japón, desarrolló el método en donde el micelio

fungal del Shiitake, crece en un sustrato de madera como semillas, para

después ser inoculado directamente en los troncos de producción (Quimio.

1990).

Históricamente el señor Wu San Kwung fue conocido como el que originó el

cultivo del hongo Lentinula. Él nació durante la dinastía Sung (960-1127) en

Qingyuan, al suroeste de Zhejiang: condado nombrado oficialmente en 1994

11

como “la ciudad del hongo Lentinula”. La producción de Lentinula edodes en

Qingyuang ha crecido de 2.765 toneladas de hongo fresco en 1986, a 42.202

en 1993 y llegó a 106.599 en 1997. A nivel mundial la producción de L.

edodes aumentó en 277.5% entre 1985 y 1997 (Tabla 2.2). La producción

que inicialmente se limitaba a Asia ya ha comenzado en USA, Australia,

Canadá, Brasil, Latinoamérica y en otros países de Europa. (Fung. 2002)

Tabla 2.2. Producción mundial de Lentinula edodes peso fresco, expresado

en toneladas.

País 1985 1991 1994 1997

volumen % volumen % volumen % volumen %

China 35.0 13.9 266.0 57.4 438.2 71.0 537.6 71.1

Japón 159.1 63.3 149.2 32.2 132.5 21.5 115.3 16.5

Corea 16.4 6.5 12.0 2.6 15.4 2.5 11.9 1.7

Taiwán 34.3 13.6 25.8 5.6 19.6 3.3 18.9 2.7

Otros 6.6 2.6 10.2 2.2 11.9 1.9 14.0 2.0

Total 251.4 100.0 463.2 100.0 617.6 100.0 697.7 100.0

Fuente: Oei. 2003

2.5.2 CLASIFICACIÓN:

El hongo Shiitake taxonómicamente (Solomon. 1996) se encuentra clasificado así:

REINO Fungi

PHYLLUM Basidiomycota

CLASE Basidiomycetes

ORDEN Agaricales

FAMILIA Tricholomataceae

12

GENERO Lentinula

ESPECIE edodes

2.5.3 MORFOLOGÍA Y COMPOSICIÓN:

Las principales partes que componen un hongo macromiceto (Solomon,

1996) son (Figura 2.3):

• Cutícula: Membrana exterior que recubre el sombrero y el pie.

Fundamental para determinar la especie, tanto por su estructura como

por su color. La cutícula puede ser lisa, rugosa, seca, viscosa,

presentar restos en forma de escama, verrugas, estrías y también

puede estar fuertemente adherida al sombrero, o ser fácilmente

separable.

• Píleo: La parte más ancha de la seta. Situado encima del pie, puede

presentar una amplia gama de colores y tiene la forma de un

paraguas, aunque con muy diferentes diseños: esféricos, acopados,

cónicos, acampanados, ramificados.

• Himenóforo: Parte inferior del sombrero, sostiene al himenio, donde

se encuentran las esporas de origen sexual.

• Pie: Sostiene el píleo, puede ser recto o curvado y comúnmente

cilíndrico.

• Anillo: Parte residual procedente del velo y situado bajo el sombrero

cuando éste se expande, tiene como misión proteger el himenio y

facilitar la maduración de las esporas.

• Volva: Parte subterránea y membranosa que rodea la base del pie de

algunas especies en forma de círculos, cónica o libres, de pie esférico.

13

Respecto al Shiitake, este tipo de hongo, se caracteriza por tener un

sombrero de 5 a 25 cm de diámetro, semiesférico. Inicialmente presenta un

color café oscuro casi negro pero con el tiempo su color cambia a café claro.

La forma del sombrero en algunas ocasiones puede ser irregular, sin

embargo, normalmente el hongo al principio debe estar un poco enrollado a

medida que se desarrolla debe ser encorvado y finalmente cuando alcanza la

madurez su sombrero se vuelve aplanado. Otro indicador importante del

desarrollo del hongo, son las manchas o pelusas que aparecen irrgularmente

en el sombrero, inicialmente son puntos de color blanco pero pueden llegar a

tomarse de color café cuando el hongo se esta deteriorando. (Figura 2.4).

14

Figura 2.3. Morfología de un hongo macromiceto.Fuente: Solomon, 1996

Figura 2.4. Aspecto Shiitake.Fuente: Anónimo, 2006.

2.5.4 Ciclo de vida de los Hongos Macromicetos:

Los hongos se reproducen por esporas, estás son lanzadas al exterior al

abrirse el píleo para la propagación de la especie. La espora es transportada

por el viento y depositada en un lugar favorable con condiciones adecuadas,

permitiendo que la espora germine, formando un largo filamento de células

vivas, denominado hifa. La hifa crece a partir de su extremo permitiéndole

deslizarse hacia delante. El material vegetal encontrado en su camino es

descompuesto por medio de enzimas liberadas hacia el exterior de la hifa.

Los nutrientes liberados son absorbidos y utilizados para sustentar el

crecimiento y la fructificación (Pire, 2001).

De esta manera, cualquier alimento encontrado es eficientemente recogido y

la colonia se expande para localizar nuevas fuentes de alimento (Solomon,

1996). La reiterada ramificación y el crecimiento de las hifas forman la

extensa red de células llamada micelio que es la parte vegetativa del

organismo fúngico, el cuerpo viviente del hongo. A la intemperie, los micelios

de la seta pueden observarse a menudo creciendo bajo la corteza suelta que

queda sobre los árboles caídos o dentro de pilas de hojas o de broza del

15

bosque, donde aparece como un crecimiento piloso de color blanco (Pire,

2001).

En el caso de los Basidiomycetes los cuerpos fructíferos contienen en la

zona himenial láminas, poros o tubos en donde se encuentran los basidios.

Los basidios son células especializadas en forma de bolsa, en cuyo extremo

se desarrollan exteriormente 4 esporas o basidiosporas. En la mayoría de las

setas se forman cientos de miles de basidios que producirán millones de

esporas que son liberadas una vez han madurado y posteriormente serán

esparcidas por el viento (Navarro, 2005).

Figura 2.5. Ciclo de vida de un Basidiomycete. Fuente: Navarro, 2005

2.5.5 VALOR NUTRICIONAL Y COMPOSICIÓN:

El valor nutricional contenido en 100 gramos es (Stamets. 2000):

2-5% (39) calorías.

13-18% de proteínas.

Menos de 1 g. de colesterol.

16

7.3 g. de carbohidratos.

6-15% (8 g.) de fibra.

7.8 mg. de tiamina (53% mdr).

5.0 mg. de riboflaniina (29% mdr).

5.5 mg. de niacina (27.5%).

Alto contenido en vitamina D2 (200 iu – 50%), B2 y B12.

El contenido de agua en los hongos es de 85 a 90% y el carbón total es el 40

a 50% del peso seco. El contenido de nitrógeno varía en los reportes

publicados entre 2.27 y 5.13% y un análisis de aminoácidos esenciales

revela que todos éstos están presentes en altas concentraciones (Tabla 2.3).

Con relación al contenido de grasas, se encuentran en mayor porcentaje los

ácidos grasos no saturados, debido a la presencia principalmente del ácido

linoléico. L. edodes es una buena fuente de vitaminas, así como de

minerales, donde sus cantidades dependen de la edad de la muestra fresca.

(Crisan, 1978).

Tabla 2.3. Composición de Aminoácidos esenciales de Lentinula edodes

Aminoácidos Lentinula edodes

Leucina 348

Isoleucina 218

Valina 261

Triptofano Nd

Treonina 261

Fenilalanina 261

Metionina 87

Histidina 87

17

Lisina 174

Arginina 348

Total de aminoácidos esenciales 2045

* Los datos indican el % entre ácidos grasos por peso seco.* Los datos están representados en mg. de aminoácido por gramo de proteína pura.

* Nd = no determinado Fuente: Crisan. 1978

2.5.6 PROPIEDADES MEDICINALES (Chihara, 1993.):

ANTI-CÁNCER. Este tipo de hongo posee Lentinan que es un agente

anti-cáncer. También anti oxidantes, posee vitaminas A, E, C, y

selenio.

ANTI-INFECCIONES VÍRICAS. Shiitake estimula la producción en el

organismo de interferón, el cual tiene efectos anti virus.

HORMONA DEL CRECIMIENTO. Se ha experimentado recientemente

que invierte algunos de los factores que causan envejecimiento en el

ser humano.

REDUCCIÓN DEL COLESTEROL. Esto es gracias a la Eritadenina y

también a la parte fibrosa de hongos que tienen quitina, sus

propiedades son aumentadas por el Lentinan.

REDUCCIÓN DE LA PRESIÓN ARTERIAL.

PREVENCIÓN DE TROMBOSIS. Investigadores de Bangkok y Hawai

han demostrado experimentalmente que Shiitake previene la

trombosis en las arterias coronarias.

BAJO NIVEL DE AZÚCAR EN SANGRE. Los niveles bajos de hidrato

de carbono y la lisina previenen la formación de azúcar en la sangre.

2.5.7 REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES PARA EL CRECIMIENTO

Los requerimientos nutricionales del micelio son relativamente simples y por

ser un organismo heterótrofo necesita de una fuente externa de carbono

18

orgánico. Tanto la presión del oxígeno como el pH ejercen efectos sobre los

procesos metabólicos y, por ende, sobre la capacidad de las setas de

emplear ciertas sustancias para sus necesidades nutricionales (Miles &

Chang. 1997).

A. Fuente de carbono

Las setas emplean una variedad de compuestos orgánicos para sus

requerimientos de carbono. Tales compuestos proporcionan tanto el carbono

estructural, como la energía para los procesos metabólicos. Entre estas

fuentes están los monosacáridos, polisacáridos, ácidos orgánicos,

aminoácidos, alcoholes y productos naturales, tales como la celulosa y la

lignina.

Los compuestos vegetales constituyen el principal sustrato para los hongos

en la naturaleza, en especial la pared celular debido a que están compuestas

por celulosa, hemicelulosa y lignina. Las enzimas extracelulares excretadas

por las hifas degradan estos polisacáridos insolubles hasta unidades

solubles, que son llevados a las células y utilizados en las diferentes vías

metabólicas de glicólisis, ciclo de krebs y vía de las pentosas, con el fin de

obtener energía y sintetizar las estructuras fungales.

B. Fuente de nitrógeno:

El suministro de nitrógeno es necesario para la síntesis de todos los

compuestos que contienen nitrógeno como las proteínas, purinas, pirimidinas

y para el componente de la pared celular, quitina, la cual está compuesta de

unidades enlazadas de β (1-4) N-acetilglucosamina. Las fuentes que

suministran el nitrógeno son las sales de nitrato, sales del ión de amonio y

compuestos con contenido de nitrógeno orgánico, como los aminoácidos.

C. Fuente de sulfuro:

19

El sulfuro se utiliza en mayor parte en forma de sulfatos y se hallan

normalmente en el medio fungal como sulfato de magnesio. Éste es un

elemento constitutivo de los aminoácidos cisteína y metionina,

presentándose de igual forma en las vitaminas tiamina y biotina.

D. Fuente de fósforo.

El fósforo está presente en el trifosfato de adenosina (ATP), ácidos nucléicos

y fosfolípidos de las membranas, siendo un compuesto energético que

participa en la síntesis de proteína y en el movimiento de materiales a través

de las membranas. El fósforo se encuentra en el medio en forma de fosfato

de potasio, en una concentración de alrededor de 0.0004 M.

E. Fuente de potasio:

El fosfato de potasio proporciona tanto el potasio como el fósforo. El potasio

es el elemento metálico de requerimiento nutricional más abundante en los

hongos, debido a que tiene la función de cofactor en algunos sistemas de

enzimas y sus requerimientos se suplen por el medio de cultivo cuando se

halla en una concentración de 0.0001 a 0.0004M.

F. Fuente de magnesio:

El magnesio se encuentra comúnmente en forma de sulfato de magnesio y

todos los hongos necesitan de este microelemento puesto que los sistemas

enzimáticos, incluyendo los involucrados en el metabolismo del trifosfato de

adenosina (ATP), son activados por el magnesio a una concentración de

0.0001M.

2.5.8 REQUERIMIENTOS FÍSICOS PARA EL CRECIMIENTO

20

El crecimiento y el desarrollo se ven afectados no solo por los factores

nutricionales, sino también por los factores físicos; los cuales están

relacionados con tres parámetros:

1) el mínimo es el valor debajo del cual no ocurre el crecimiento,

2) el máximo es el valor por encima del cual el crecimiento no ocurre, y

3) el óptimo en el cual se produce el mayor crecimiento.

Los valores de los factores físicos también están influenciados por otras

condiciones que afectan el crecimiento como: la nutrición, otras condiciones

culturales, las características genéticas de la cepa del hongo y la fase de

crecimiento del micelio (Miles & Chang 1997).

A. Concentración ión hidrógeno:

Una unidad de diferencia en pH significa una diferencia de 10 veces en la

concentración del ión hidrógeno [H+]. El Hongo Lentinula edodes crece

dentro un rango de pH de 3.0 a 6.0, con un óptimo de 4.5 a 5.5 en la fase

vegetativa, y de 3.5 a 4.5 para la formación de los primeros primordios de la

fase reproductiva (Ishikawa, 1967); sin embargo existen variaciones que

pueden afectar el rango y el valor óptimo, el cual es, de acuerdo con Deacon

(1984), un rango relativamente amplio cuando el hongo crece en nutrientes

fácilmente solubles.

Sobre la actividad enzimática, la disociación de moléculas en iones se ve

afectada por el pH así como la permeabilidad de las membranas puede

presentar un desequilibrio en la fuerza motriz de protones que interviene en

el transporte de nutrientes a través de ésta (Madigan. 1997).

B. Temperatura:

21

La temperatura es uno de los factores más estudiados, no solo por su

importancia sobre el crecimiento y desarrollo, sino también por ser

relativamente fácil de estudiar en los laboratorios. El papel de la temperatura

está relacionado con la actividad enzimática, la cual generalmente aumenta a

medida que lo hace la temperatura. Pero este aumento cesa cuando se llega

al valor máximo, debido a que las proteínas se pueden desnaturalizar por las

altas temperaturas, interrumpiendo así, el crecimiento del hongo.

La temperatura óptima del crecimiento vegetativo de Lentinula edodes es de

25°C. Por debajo de 5°C o por encima de 35°C el crecimiento del micelio se

detiene, y bajo temperaturas más elevadas, como 45°C en medio líquido, el

micelio muere después de 40 minutos (Chang & Hayes. 1978).

Las cepas de Lentinula edodes se pueden clasificar en base a la temperatura

de fructificación (Quimio. 1990, Chen. 2000)(Tabla 2.4):

Tabla 2.4. Clasificación cepas por temperatura.

Cepa. TemperaturaCepas de temperatura Baja

10 °C

Cepas de temperatura media

10 – 15 °C

Cepas de temperatura alta

20 – 30 °C

Fuente: Quimio. 1990

C. Humedad:

La humedad es un factor importante en las diferentes etapas del desarrollo

del hongo, razón por la cual, es necesario controlar los niveles óptimos de

humedad considerando la humedad del sustrato y la humedad relativa de la

atmósfera en la cual crece el hongo. Por lo general se maneja una humedad

relativa del ambiente de 50 - 75% en la fase vegetativa de Lentinula edodes y

22

de 80 — 95% en la etapa de fructificación (Chang & Hayes. 1978). Estos

rangos permiten el buen desarrollo del hongo en sus diferentes etapas con

poca pérdida del contenido de humedad del sustrato debido a la

evaporación.

D. Luz:

Lentinula edodes es un organismo fototrófico, lo cual explica la necesidad de

la luz para su desarrollo, en especial en la fase reproductiva de su ciclo vital,

en donde impulsa el origen de los primordios y está relacionada con el

posicionamiento del estípite y el píleo.

Los grados de luz se miden en unidades lux (Ting. 1994):

E= (I/r2) x cos

Donde:

E: Unidades lux.

r2: Área.

I: vatios.

En la etapa de pigmetanción la incidencia de luz debe ser de 50 unidades lux

aproximadamente, e incrementa a 100 unidades lux en la etapa de

fructificación (Quimio. 1990).

E. Aireación:

La aireación cumple un papel importante porque mantiene la relación de

oxígeno - dióxido de carbono, los cuales determinan la velocidad de

desarrollo del micelio y la generación de características físicas no deseadas

en los basiodiocarpos como por ejemplo la formación de estípites largos o de

la deformación de los hongos (Anónimo. 2006).

23

2.5.9 CULTIVO

El hongo “Shiitake” ha sido cultivado en las regiones montañosas de Asia,

por más de mil años mediante técnicas tradicionales. Solo en los últimos

treinta años comenzó el estudio de técnicas superiores de cultivo que han

permitido lograr rendimientos adecuados para su comercialización en el

mundo occidental.

Entre los diversos procesos controlados de aprovechamiento de desechos

agrícolas y forestales del mundo, ninguno es comparable al del cultivo de

hongos comestibles. El valor global mundial de la producción fue estimado

en 1994 en algo menos de 16 billones de dólares por año. Está cifra ubica a

la producción de hongos comestibles en un nivel comparable con el de la

industria del café (si bien ambos mercados tienen características y

comportamientos propios, y muy distintos).

En la naturaleza L. edodes crece como un organismo saprófito dentro de

maderas de hojas anchas de la familia Fagaceae, siendo el sustrato

colonizado con mayor frecuencia el de los géneros Quercus sp (Roble).

2.5.9.1 SEMILLAS

Las semillas de L. edodes pueden obtenerse sobre diferentes sustratos.

Generalmente se utilizan granos de trigo, granos de cebadas y algunas

virutas de aserrín de diferentes especies de madera. La disponibilidad del

material determina el sustrato para la preparación de las semillas del hongo.

(Anónimo. 2006)

Todos los materiales deben esterilizarse antes de la inoculación con el hongo

y su posterior inoculación se debe realizar bajo cabina de flujo laminar y con

las normas de bioseguridad necesarias para trabajar en un laboratorio, todo

24

lo anterior, para evitar la contaminación del cultivo por partículas o esporas

de otros hongos suspendidas en el aire (Quimio. 1990).

Es necesario considerar las siguientes características cuando se solicita

semilla

de laboratorios comerciales:

Referencia del tipo de sustrato.

Resistencia a mohos.

Velocidad de colonización.

Facilidad de fructificación.

Sensibilidad al choque térmico.

Tamaño, forma, color y sabor de la seta.

Características del hongo en almacenamiento.

Las semillas deben mantenerse lejos de los rayos directos del sol y de las

altas temperaturas. Para tiempos mayores a un mes, es necesario almacenar

las semillas a temperaturas de refrigeración de 2 a 4°C, y antes de su

inoculación se recomienda hacerle una climatización a 21°C durante dos a

cinco días (Anónimo. 2006).

2.5.9.2 TRONCOS

El cultivo de Shiitake sobre troncos de madera se realiza con una previa

selección de árboles, debido a que los rendimientos en la producción

dependen de la especie. Se cortan los troncos sanos, de un metro de largo y

12 - 15 cm de diámetro, en estado de dormancia, preferiblemente en invierno

o a principios de la primavera, por dos razones principales, el micelio del

Shiitake requiere de carbohidratos para su crecimiento; y los carbohidratos

en la madera se encuentran en mayor concentración en los árboles en

25

latencia. Además la corteza debe encontrarse intacta, lo que garantiza una

mayor protección para evitar organismos competidores (Anónimo. 2006).

Se inocula la semilla de L. edodes en pequeños orificios de 3 cm x 3 cm.

Después del corte e inoculación del tronco, es importante mantener la

humedad sellando los espacios de inoculación con parafina, evitando de esta

manera la deshidratación y posterior muerte del micelio del hongo (Quimio.

1990).

Los troncos se colocan en una inclinación de 45° (grados) o en forma

horizontal, uno sobre otro, y la colonización puede durar entre 6 a 18 meses,

dependiendo de la clase de madera, tamaño del tronco, tipo de semilla,

cantidad de semilla y las condiciones ambientales como la humedad y la

temperatura. (Quimio. 1990).

La colonización se presenta en los dos primeros meses y después son

trasladados a la zona en donde las condiciones óptimas de crecimiento se

presentan cuando existe una temperatura de 18 a 27°C, una humedad

relativa entre 50 y 70% y una circulación moderada de aire fresco (Anónimo.

2006).

La producción se realiza en una zona donde la humedad es más alta y la

temperatura disminuye. La mayoría de las cosechas se presentan en las

épocas de primavera y otoño. El número de cosechas lo determina la

especie del sustrato y generalmente se reportan de 5 a 6 cosechas por

tronco (Quimio. 1990).

2.5.9.3 TRONCOS ARTIFICIALES:

Una técnica nueva de cultivo para obtener setas durante la mayor parte del

año, se basa en la producción en bolsas, donde un gran conjunto de

materiales son utilizados como sustratos. Los materiales más comúnmente

26

utilizados en la producción industrial de Shiitake son las virutas de madera y

corteza (Rinker. 1991, Gaitán. 2000) y se encuentran en estudio los

materiales que incluyen paja (de trigo, avena, centeno, sorgo, algodón,

arroz), subproductos del algodón (cascarillas de semilla y desperdicios del

tamizado), heno, tallos de plantas de maíz, desperdicios del café (Mata &

Pérez. 2000), bagazo de caña de azúcar (Gaitán. 2000), productos de la

industria papelera (diarios, cartones) entre otros.

El desarrollo de técnicas comerciales para la producción de Shiitake en

bolsas, en especial a base de viruta de aserrín, fue desarrollada hace más de

30 años atrás en Japón, Taiwán y China. En donde las fórmulas para las

mezclas varían dependiendo de la disponibilidad de los materiales en las

diferentes regiones. Las concentraciones varían dependiendo de la fórmula,

pero siempre utilizándose la mezcla de sustratos con una relación

aproximada de 78% de carbohidratos, 20% nitrógeno, 1% azúcar y 1% de

estabilizadores de pH.

Después de mezclar los diferentes materiales con una humedad entre 55 y

68% (depende de la capacidad de absorción del material), el sustrato es

empacado en bolsas de polipropileno o polietileno de alta densidad con una

capacidad de 2kg. Estas bolsas son esterilizadas en el autoclave a 121°C por

una hora (Miles & Jong. 1987) o eventualmente a 95°C por cinco a siete

horas (Miles & Chang. 1987); para a continuación ser inoculadas con la

semilla de L. edodes.

La invasión del micelio en las bolsas toma de 18 a 100 días (dependiendo del

material) con una incubación a 25°C, en donde el sustrato disminuye

aproximadamente el 10% de su peso en humedad. A los 40 días de

crecimiento del micelio, la superficie colonizada empieza una pigmentación a

color café oscuro con la presencia de ciertos exudados y aglomeraciones de

micelio, que en el futuro formarán los primeros primordios. En el momento de

27

la producción, la bolsa es retirada y el sustrato es sometido a una

temperatura de 14 a 16 °C, humedad de 95 a 98%, incidencia de luz de

aproximadamente 50 unidades lux y una concentración de C02 por debajo de

1.200 ppm (partes por millón). Los primordios aparecen de 7 a 10 días y

estos alcanzan su estado de madurez de 11 a 14 días después de retirada la

bolsa (Quimio. 1990).

El número de cosechas es de aproximadamente 3 a 4 cosechas

dependiendo del sustrato utilizado.

El rendimiento del sustrato se evalúa a través del porcentaje de eficiencia biológica (Fernández. 2004):

% Eficiencia biológica = Peso fresco de los hongos X 100 Peso seco del sustrato

2.5.10 METABOLITOS

Para asegurar el desarrollo (crecimiento y producción), el hongo Shiitake,

como todos los microorganismos, utiliza las fuentes de carbono y de energía

que encuentra en su entorno degradándolos con ayuda de enzimas

extracelulares apropiadas. Los productos restantes, absorbidos

selectivamente y sometidos a su vez a la actividad de enzimas

endocelulares, son transformados en moléculas más pequeñas que

suministran la energía y los precursores indispensables para biosíntesis de

los aminoácidos, nucleótidos, vitaminas, azúcares, ácidos grasos, y entre

otros, es decir, los metabolitos denominados primarios; éstos constituyen los

elementos a partir de los cuales son sintetizadas las moléculas esenciales.

Los intermediarios en la biosíntesis de éstos últimos productos y las

reacciones catabólicas y anabólicas relacionadas con todas estas

transformaciones se incluyen igualmente entre los metabolitos primarios

(Leveau. 2000). De los metabolitos primarios se derivan los metabolitos

28

secundarios, que no son indispensables para el crecimiento del hongo, pero

tienen un papel muy importante en el área de la medicina y la investigación.

(Miles & Chang. 1997).

Las propiedades medicinales de algunos metabolitos exudados por los

hongos, han sido reconocidas desde hace mucho tiempo en China, Japón y

Corea. En los últimos años se ha presentado un enorme desarrollo en las

actividades relacionadas con productos medicinales derivado de los hongos

y en especial de Lentinula edodes (Chihara. 1993, Stamets. 2000).

L. edodes es considerado un producto natural y nutricéutico debido a que

presenta compuestos que han sido extraídos de la seta y del micelio

vegetativo, que posee propiedades tanto medicinales como nutricionales. Se

ha encontrado que los metabolitos de los nutricéuticos pueden exhibir

características tales como: antitumorales, moduladores inmunológicos y

propiedades hipocolesterolémicas. Estos metabolitos pueden haber sido

refinados hasta un cierto grado, antes de ser incorporados en una cápsula o

en una tableta, lo que se consume entonces como suplemento dietético o

con propósitos terapéuticos (Miles & Chang. 1997).

L. edodes es un excelente productor de ergosterol el cual es convertido a

vitamina D cuando se expone a los rayos ultravioleta. Esta vitamina favorece

la absorción de calcio y fósforo en el tracto intestinal, evitando alteraciones

en el colon (Potter & Hotchkiss. 1995).

2.5.11 SUSTRATOS UTILIZADOS EN EL CULTIVO DE SHIITAKE:

Lentinula edodes por ser un organismo que obtiene sus requerimientos

nutricionales de fuentes no vivas, básicamente de elementos lignocelulósicos

de las paredes celulares de las plantas. El hongo produce enzimas que son

excretadas al ambiente convirtiendo estos compuestos insolubles en

29

solubles, y así poder ser llevados a través de la pared celular fungal y la

membrana celular, al citoplasma en donde son metabolizados.

La pared celular vegetal está compuesta básicamente de celulosa,

hemicelulosa y lignina, los cuales les brindan rigidez y protección a la planta.

La celulosa es un componente fibrilar constituida por un polímero lineal de

restos de D-glucosa unidos por enlaces β (1-4) glucosídicos. Cada molécula

presenta una rotación de 180 °C con respecto a las moléculas contiguas,

estabilizadas por la formación de puentes de hidrógeno intramoleculares

entre OH-3’-O-5 y OH-2-OS-6’. La ausencia de cadenas laterales unidas a la

estructura lineal de las cadenas de β (1-4) glucano, permite la formación de

agregados moleculares (microfibrillas) estabilizados por puentes de

hidrógeno intermoleculares entre 0H6-0S3, confiriéndole una estructura

cristalina (Azcon-Bieto & Talon. 1993).

Después de la celulosa, el componente presente en mayor proporción es la

hemicelulosa, la cual está compuesta de polisacáridos neutros que presentan

una cadena lineal relativamente larga con ramificaciones cortas de varias

clases de azúcares como pentosas: xilosas y arabinosas; hexosas: manosas,

glucosas y galactosas, y ácidos urónicos como: el ácido galacturónico y el

ácido glucurónico. (Madigan. 1997)

La composición de la hemicelulosa varia dependiendo de la especie y se ha

determinado que pueden unirse mediante puentes de hidrógeno a las

cadenas de β (1-4) glucano de la celulosa, formando una red que limita la

separación de las microfibrillas y proporciona mayor rigidez a la pared

(Azcon-Bieto & Talon. 1993).

La lignina es un polímero constituido por restos fenilpropanoides derivados

casi exclusivamente de los ácidos p-cumárico, coniferílico y sinapílico, unidos

entre si por enlaces éter (C-O-C) o C-C. La composición monomérica, así

30

como el tipo de enlace entre ellos y su organización en la macromolécula

varía entre las diferentes especies. Su presencia en las paredes celulares

secundarias, distribuida en los espacios entre la celulosa y la hemicelulosa,

desplaza el agua por su carácter hidrofóbico, aumentando tanto la resistencia

química como la física y la rigidez de las mismas (AzconBieto & Talon 1993).

La bioconversión de los materiales de desecho de las plantas forman parte

de un alimento de alto contenido proteínico para el hongo. Este al excretar

diferentes enzimas específicas, degrada los polisacáridos de alto peso

molecular a monómeros más fáciles de asimilar (Tabla 2.5).

Tabla 2.5. Producción Enzimática extracelular de los macromicetos.

ACTIVIDAD ENZIMÁTICA FUNCION

COMPUESTO EN EL

SUSTRATO

PRODUCTO DE LA ACTIVIDAD

ENZIMÁTICA

Lacasa Biodegradación de la lignina Fenoles o lignina Compuestos aromático de menor

peso molecular

Endocelulasa Exocelulasa

β-Glucosidasa

Degradación de la celulosa Celulosa Azúcares

Xilanasa Degradación del xilán

Xilán (Hemicelulosas) Azúcares

Proteasa Degradación de la proteína Protefrias Aminoácidos

Fosfatasa Liberación del ión fosfato

Ésteres de fosfato Desconocido

Lipasa Degradación

31

de lípidos

DNAsa Degradación de DNA

DNA Azúcares, base de ácido nucléico, fosfatos.

RNAsa Degradación de RNA

RNA Azúcares, base de ácido nucléico, fosfatos.

Laminarinasa Degradación del glucán Glucanes Azúcares

Fuente: Miles & Chang. 1997

Una gran variedad de materiales pueden ser utilizados como sustrato en la

producción de Shiitake; en especial los residuos de los cultivos industriales.

Se ha demostrado que existen materiales de alto contenido de celulosa y

lignina, como el bagazo de caña de azúcar, la cascarilla de algodón, heno,

tallos de plantas de maíz, desperdicios del café y las virutas de diferentes

maderas; que pueden suministrarle al hongo los nutrientes necesarios para

su crecimiento y fructificación, los cuales bajo condiciones controladas,

producen altos rendimientos, disminuyendo el porcentaje de contaminación

por organismos competidores (Lee. 1996).

Los materiales a base de viruta de madera pueden ser de las familias

Meliaceae, Fagaceae, Myrtaceae y Pinaceae, entre muchos otros. Sin

embargo Quimio (1990), reporta mayores rendimientos en el cultivo de

Shiitake sobre maderas duras.

2.5.12 COMPOSICION MADERAS:

Tabla 2.6. Composición lignocelulósica de maderas.

ESPECIE

(%)

Celulosa

(%) Hemicelulosa

(%) Lignina

(%) Cenizas

(%) Extractos

(%) Otros

Madera blanda 41 24 27.8 2 0.4 4.8

32

Madera dura 39 35 19.5 3.1 0.3 3.1

Fuente: Ballard. 1997

2.5.13 FACTORES DE CALIDAD.

En los países en donde los alimentos son abundantes, las personas los

seleccionan en función de un número de factores que, en conjunto,

determinan la calidad del producto.

La calidad se puede definir como un grado de excelencia e incluye aspectos

como el sabor, la morfología y contenido nutricional, además de comprender

características específicas que influyen en la aceptabilidad por parte del

consumidor.

Cuando se selecciona y se consume un alimento intervienen la vista, el

olfato, el gusto, el tacto e incluso el oído; estos sentidos clasifican las

propiedades organolépticas en tres categorías: aspecto, textura y flavor.

Existen otros factores de calidad que no se ponen en manifiesto en la

determinación sensorial, pero son igualmente importantes: La calidad

nutricional, que frecuentemente se determina mediante un análisis químico o

instrumental de los nutrientes específicos; la calidad sanitaria, el cual

establece los recuentos microbianos, y la vida útil o estabilidad durante el

almacenamiento (Berlitz & Grosch.1992, Potter & Hotchkiss. 1995).

La estandarización de la calidad de Lentinula edodes fue determinada por el

estado de China y Japón por ser los productores y exportadores principales a

nivel mundial. Las características morfológicas que debe cumplir este hongo

para ser comercializado y considerado de alta calidad se observan en la

forma hemisférica y completa del píleo; el cual debe estar abierto en un 70 a

33

80% (Ting. 1994). La clasificación determinada por el diámetro y peso se

observan en la Tabla 2.7.

Tabla 2.7. Clasificación del píleo del Shiitake a nivel comercial.

Hongos tipo exportación Diámetro del píleo Peso en gramos del píleo

Grande (Large) 6 — 8 cm. > 35 g.

Mediano (Medium) 4 - 6 cm. 30 - 35 g.

Pequeño (Small) 3.5 — 4 cm. 25 — 30 g.

Hongos para el mercado

nacional Diámetro del píleo Peso en gramos del píleo

Hongo nacional <3.5 cm. <25 g.

Fuente: Ting. 1994

2.6. RESIDUOS INDUSTRIALES.

2.6.1. Roble. (Quercus sp.)

Quercus sp., del celta Kaërquez. Los robles son árboles de gran porte,

hasta de una altura de 40 m, casi siempre recto y cilíndrico, a veces

presentan ramificaciones profusas desde la base; la corteza inicialmente es

lisa y luego exfoliable de color negruzco. La copa es globosa y densa con

presencia de yemas vegetativas de posición lateral, protegidas por catáfilos o

escamas ciliadas. Las hojas son simples, alternas, enteras, lanceoladas,

coriáceas y delgadas, y de ápice agudo (Agudelo y Ramírez. 2002).

34

Figura 2.6. Árbol de Roble.Fuente: Anónimo 2. 2006

2.6.1.1 Clasificación científica:

Reino: PlantaeDivisión: MagnoliophytaClase: MagnoliopsidaOrden: FagalesFamilia: FagaceaeGénero: QuercusEspecies. Mas de 200

2.6.1.2 CARACTERISTICAS:

La corteza suele ser lisa en los ejemplares jóvenes pero se va agrietando

con la madurez de la edad. Los hay de hojas perennes o caducas. Las flores

masculinas son amentos, inflorescencias complejas colgantes, habitualmente

con seis estambres de largos filamentos (pero los hay que tienen de cuatro a

diez). Las flores femeninas están organizadas en espigas o cabezuelas, con

tres estigmas; cúpula con un solo fruto, de origen axil (de brote). Ovulos

anátropos. Cotiledones planos. (Anónimo 2. 2006)

2.6.1.3 Distribución

35

Género que abarca unas doscientas especies, distribuidas por Europa, Asia

occidental, Norteamérica y Sudamérica.

En Colombia este género domina ciertas localidades entre 1.000 m y 2.800

m de elevación. Quercus es un migrante reciente (340.000 años) en América,

de origen holártico y se debate que llegó por México; En Colombia, el

número de especies de Quercus se reduce y a pesar de todas las

discusiones taxonómicas sobre la especie se reconoce solo una, Quercus

humboldtii. Se encuentra ubicado en Nariño, Boyacá, Huila, Santanderes,

Antioquia, Caldas, Cauca, Caquetá, Cundinamarca, Risaralda, Tolima. Sin

embargo, hoy en día la presencia del roble se limita a fragmentos distribuidos

a lo largo de las tres cordilleras principalmente hacia las zonas más altas,

pendientes y de suelos rocosos, de las cuales en la cordillera Oriental se

encuentran los fragmentos de mayor tamaño (Rosselli y colaboradores,

1997).

2.6.1.4 Fruto

El fruto es una bellota que se produce en otoño y se cae en el invierno.

Luego entrada la primavera si el suelo posee cierta penetración asoma un

apéndice para formar la raíz y finalmente abre para comenzar a desarrollar el

tallo.

2.6.1.5 USOS

Alimentario

Fruto de tipo grande, algunos comestibles como Quercus ilex ssp. ballota,

Quercus macrolepis y Quercus vallonea, y de Norteamérica, Quercus alba.

(Anónimo 2. 2006)

36

Industrial

Suministran materias colorantes Quercus tintoria de Norteamérica, cuyas

cortezas son tintoriales, y Quercus coccifera, de toda la región mediterránea,

que produce una materia colorante parecida a la cochinilla. (Anónimo 2.

2006)

Farmacológico

Las especies mediterráneas: Quercus infectoria de Asia Menor, y Quercus

lusitanica del Mediterráneo occidental producen agallas por picaduras de

himenópteros galígenos, Cynips galleae, en la región cambial de los brotes

jóvenes; en el comercio se puede encontrar agalla de Alepo, Agalla de

Basora, y entre otros, que contienen de 60 a 70% de ácido tánico, 3% de

ácido gálico y 2 % de ácido elágico, utilizadas como astringentes y

hemostáticas. De ellas se obtiene ácido gálico (por hidrólisis del tánico), muy

utilizado en la fabricación de muchos productos farmacéuticos, así como

para la preparación de la tinta azul-negra. (Anónimo 2. 2006)

Botica

Las cortezas de los Quercus jóvenes, (de 12 a 20 años, en especial de

Quercus robur en Europa y Quercus prinus en Norteamérica, se utilizan en

terapéutica como astringentes contienen del 16 al 20 % de ácido tánico.

(Anónimo 2. 2006)

Usos ancestrales

De la mayoría de los Quercus se utiliza la corteza como "casca" para curtir

pieles, ya que forman taninos con los prótidos de la piel, que son

imputrescibles (suela, cuero). En la península ibérica, la madera de Quercus

ilex y la de Quercus pyrenaica se han utilizado mucho para producir carbón

37

vegetal. El Quercus macrocarpa también ha sido usado por los indios

americanos para tratar problemas de corazón. (Anónimo 2. 2006)

Construcción

La madera de Quercus es de las maderas más resistentes, aunque algunas

especies la tienen demasiado tosca (por ejemplo Quercus pyrenaica).

Es muy utilizada y valorada para lograr muebles de calidad. Además, se la

utiliza para la fabricación de toneles y barricas contenedores para añejado

del buen vino. (Anónimo 2. 2006)

Cultivos de Hongos.

El Aserrín de Roble posee una composición característica (Tabla 2.8) pero

mezclado con varias materias primas que se complementan entre sí, ha sido

utilizado a lo largo de la historia en el cultivo de hongos comestibles, ya que

son hongos lignocelulolíticos que fácilmente puede utilizar este aserrín como

fuente de Carbono para su crecimiento y reproducción (García, 2003;

Fernández, 2004; Stamets, 2000). Tabla 2.8. Porcentajes de la composición del Roble.

MATERIALMATERIA

SECAGRASA FIBRA

N-LIBRE

MINERA-LES

TOTALES

CAL-CIO

NITRÒGE-NO

Roble (Hojas, en

vivo o seco)93.8 9.3 2.7 29.9 45.3 6.6 1.49

Fuente: Stamets, 2000

2.6.1.6 Problemática por el uso del “Roble” en Colombia.

El Roble es una especie que ha sido objeto de acciones de conservación

desde tiempos pasados. En 1974 se decreta por parte del INDERENA

(ANEXO 1) la veda al roble con el fin de aportar a su conservación, esta se

modifica en 1975 (Solano y Roa, 2005).

38

Son varios los esfuerzos adelantados allí e igualmente sus impactos en

conservación; sin embargo sigue vigente la discusión sobre qué instrumentos

son los más apropiados para adelantar efectivas acciones de conservación

en zonas aun no protegidas por el Estado, a la luz de leyes como la Ley

General Forestal. A pesar del gran interés sobre el tema se sigue discutiendo

si la información base existente es o no suficiente para arriesgarse a

modificar la Resolución 1408 de 1975, hacia la posibilidad de uso y

extracción forestal (Solano y Roa, 2005).

En Colombia el roble (Quercus humboldtii) está vedado para

aprovechamiento a través de la Resolución 0316 de 1974, por la cual se

veda indefinidamente y en todo el territorio nacional al aprovechamiento. Se

exceptúa de la veda a los departamentos de Cauca, Nariño y Antioquia. Un

año después la Resolución 1408 de 1975 Inderena, modifica la Resolución

0316/74, levantando la veda para los municipios de Ospina Pérez, Cabrera,

Pandi y San Bernardo en el Departamento de Cundinamarca, siempre y

cuando la especie sea aprovechada de acuerdo con un adecuado plan de

manejo (Solano y Roa, 2005).

2.6.2 EUCALIPTO (Eucalyptus sp.)

El género Eucalyptus engloba un número aproximado de 600 especies. La

especie "globulus" fue observada por primera vez en la costa SE de

Tasmania en 1792.

El eucalipto llegó a Europa tras el viaje del capitán Cook, explorador

británico, a Australia en 1774. En España lo introdujo, también procedente de

Australia, el padre Rosendo Salvado en 1846, mediante el envío de semillas

a su familia en Tui. (Anónimo 2. 2006)

39

Actualmente se considera una de las especies forestales más difundidas del

mundo. Existen cuatro subespecies de Eucalyptus globulus: E. globulus

globulus, E. maidenii, E. pseudoglobulus y E. bicostata. La subespecie más

difundida y presente en la Península ibérica es el Eucalyptus globulus

globulus. (Anónimo 2. 2006)

Figura 2.7. Árbol de Eucalipto.Fuente: (Anónimo 2. 2006)

2.6.2.1 Clasificación científica:

Reino: PlantaeDivisión: MagnoliophytaClase: MagnoliopsidaOrden: MyrtalesFamilia: MyrtaceaeGénero: Eucalyptus

L'Hér.Especies Más de 700

2.6.2.2 CARACTERISTICAS:

Los eucaliptos son árboles de porte recto pudiendo llegar a medir hasta 80 m

de altura, la corteza exterior (ritidoma) es marrón clara con aspecto de piel y

se desprende a tiras dejando manchas grises o parduscas sobre la corteza

interior, más lisa.

40

Las hojas jóvenes de los eucaliptos son sésiles, ovaladas y grisáceas,

alargándose y tornándose coriáceas y de un color verde azulado brillante de

adultas; contienen un aceite esencial, de característico olor balsámico, que

es un poderoso desinfectante natural.

Presenta flores blancas y solitarias con el cáliz y la corona unidos por una

especie de tapadera que cubre los estambres y el pistilo (de esta

peculiaridad procede su nombre, eu-kalypto en griego significa "bien

cubierto") la cual, al abrirse, libera multitud de estambres de color amarillo.

Los frutos son grandes cápsulas de color casi negro con una tapa gris

azulada que contiene gran cantidad de semillas. (Anónimo 2. 2006)

2.6.2.3 HÁBITAT

Los eucaliptos son especies alóctonas -extranjeras-, plantadas para

ornamento y producción de sombra; en latitudes más lluviosas se plantan

intensivamente para la obtención de pasta de papel, lo que a menudo se ha

hecho a costa de la destrucción de extensas zonas naturales. En Colombia

se encuentran sobre todo en entornos artificiales, aunque existen rodales en

el cauce de algunos arroyos y en varios puntos de las riberas de los rios.

(Anónimo 2. 2006)

2.6.2.4 CLIMA

Prefiere los climas húmedos y sin heladas. Se ha implantado, erróneamente,

en zonas de menores precipitaciones, en los que sufre fuertes ataques de

Phoracantha cuando aparecen años de veranos muy secos.

Se presentan frecuentemente daños por heladas por debajo de unos -3ºC

(especialmente si las heladas se producen cuando el árbol está brotando) y

siempre si las temperaturas descienden de -5ºC. Si bajan de -6ºC a -8ºC es

posible que el arbolado llegue incluso a morir, especialmente si son

41

prolongados (no suele soportar más de 10 días de heladas por año). Si se

producen en tiempo de sequía o en periodo de actividad vegetativa (heladas

primaverales tardías). Son muy sensibles a las heladas las plantas más

jóvenes. La resistencia a las heladas aumenta al alcanzar los dos o tres años

de edad. (Anónimo 2. 2006)

2.6.2.5 USOS.

Los eucaliptos, junto a algunas especies de coníferas, son los principales

productores mundiales de pasta de papel, por lo que son intensivamente

plantados, sobre todo en países de clima seco donde otros árboles resultan

ser mucho menos productivos. Poseen numerosos productos de interés

industrial y medicinal, incluyendo diversos tipos de gomorresinas y de aceites

esenciales; entre éstos últimos, destaca su riqueza en eucaliptol, compuesto

tradicionalmente utilizado para descongestionar y desinfectar las vías

respiratorias. Los vahos con hojas de eucalipto fueron un remedio popular

ampliamente extendido para el tratamiento de las bronquitis y otras

enfermedades pulmonares. (Anónimo 2. 2006)

Además en la actualidad se encuentran distribuidos por gran parte del mundo

y debido a su rápido crecimiento frecuentemente se emplean en

repoblaciones forestales, para la industria papelera, maderera o para la

obtención de productos químicos, además de su valor ornamental.

La distribucción de sus aplicaciones es la siguiente (Anónimo 2. 2006):

• Pasta de papel...............................................83%• Minería, postes..............................................6%• Tableros.........................................................6%• Desenrollo....................................................3%• Serrería..........................................................1%• Otros..............................................................1%

42

2.6.3. AMARILLO (Aniba sp.)

Los Lauraceae o familia de los laureles son árboles, arbustos y plantas

florales en su mayoría perenes. Esta familia contiene alrededor de 40

géneros y más de 2.000 especies (es posible que 4.000), distribuidas por

todo el mundo, en especial en regiones cálidas y tropicales del sudeste de

Asia y Brasil. (Anónimo 2. 2006)

Las características de estos árboles, que predominan en los bosques de

laureles, hábitats cuyas condiciones climatológicas son húmedas y de

temperaturas suaves, de los hemisferios septentrional y meridional, incluidos

Micronesia, Japón, Madagascar y Chile central. (Anónimo 2. 2006)

Figura 2.8. Aniba perutilisFuente: Anónimo 2. 2006

2.6.3.1 Clasificación científica:

Reino: PlantaeDivisión: MagnoliophytaClase: MagnoliopsidaOrden: LauralesFamilia: Lauraceae

Juss.Genero: Aniba

2.6.3.2 NOMBRE COMÚN (Anónimo 2. 2006):

43

Colombia: Amarillo, Comino, Laurel Comino, Comino Crespo, Comino

Canelo, Caparrapí, Aceite de Palo, Comino Real, Punte, Chachajo.

Perú: Comino, Muena Negra, Ishpingo Chico, Moena Negra.

Brasil: Laurel Amarelo, Pau Rosa.

Bolivia: Coto, Coto Piquiante.

Gran Bretaña: (la madera) Ginger Gele, Keriti

2.6.3.3. CARACTERÍSTICAS:

Las principales características del comino son las siguientes:

Tamaño: Es un árbol mediano hasta grande, de 25 a 30m de altura en la

edad madura.

Ramas: Sus ramitas son angulosas, gruesas, duras, surcadas,

tardíamente globalescentes y lisas; yemas densamente tomentosas,

generalmente con grandes escamas.

Figura 2.9 Ramas de Aniba perutilis Fuente: Anónimo 2. 2006

Hojas: Alternas, coriáceas, lanceoladas, hasta oblanceoladas u obovado-

elíptica. El tamaño de las hojas es de 9-15 cm de largo y de 4-6 cm de

ancho. La base es cuneada, decurrente, el ápice es brevemente

acuminado, la margen plana, el haz glabra, verde lisa, con el nervio medio

un poco prominente o plano. Los nervios primarios apenas son visibles. El

envés es pulverulento-tomentuloso, más o menos glabro, por lo general

purinoso, con el nervio medio prominente. Son visibles 7 a 12 pares de

44

nervios secundarios poco prominentes. Posee pecíolos tomentulosos,

caniculados de 1 a 2cm de largo. (Santamaría. 2005)

Flores: Flores pequeñas y poco vistosas, bisexuales o estaminadas.

Posee más de tres estambres, estos tienen filamentos libres, anteras de

seis estambres exteriores con dos celdas. las flores son de color marrón y

raramente rojas. Pétalos erectos, carnosos, algo cóncavos, aovado-

orbiculares, de más de 1mm. (Santamaría. 2005)

Fruto: Se produce una baya elipsoide lisa, macronulada, sus dimensiones

generales son 27mm de largo y 20mm de diámetro. La cúpula es espesa,

hemisférica, engrosada irregularmente en la base, lisa o verrugosa, de 8 a

15mm de alto y 15 a 20mm de ancho. El fruto al madurar es morado y su

pulpa posee olor a aguacate. (Santamaría. 2005)

Figura 2.10. Frutos de Aniba perutilisFuente: Santamaría, 2005.

Foliación: Es un árbol perene pero tiende a ser mayor el brote de hojas

en los meses más lluviosos y la caída de hojas se incrementa al inicio de

los períodos lluviosos.

Floración: Se da con mayor intensidad en los meses de menor

precipitación.

Fructificación: En general aumenta en los períodos lluviosos.

Diámetro a la Altura del Pecho (DAP): Para los árboles maduros está

alrededor de 2m.

Maderas aromáticas, aunque en algunos casos pueden tener mal olor.

Entre los géneros más conocidos con especies utilizadas comercialmente están (Anónimo 2. 2006):

45

Aniba sp.

Nectandra sp.

Ocotea sp.

2.6.3.4 HÁBITAT Y DISTRIBUCIÓN

El árbol de comino se encuentra desde las tierras planas hasta los 2.600

m.s.n.m. en bosques amazónicos y montanos, preferiblemente primarios. La

distribución geográfica va desde el sur de las selvas húmedas de Costa Rica

hasta las selvas amazónicas de Brasil y los bosques andinos de Bolivia.

En Colombia se ha reportado la presencia de la especie en los

departamentos de Antioquia, Valle del Cauca, Chocó, Risaralda, Santander,

Huila, Meta, para un totoral de 650.000 hectarias (Ortiz, 1998).

2.6.3.5 USOS:

Este tipo de madera por ser tan fina y de fácil moldeamiento es utilizada

mucho en la carpintería y ebanistería. (Ortiz, 1998).

2.7. RESIDUO INDUSTRIAL GENERADO POR EL ASERRIO DE MADERAS.

46

Debido a la gran demanda de madera, que existe hoy en día, la humanidad

se ha dedicado a destruir bosques, con el fin de suplir las necesidades

nacionales y mundiales de está materia prima, además se ha observado que

se han ido extinguiendo especies de varios árboles, que en la antigüedad

estaban en gran proporción; por consiguiente, el hombre en su desmedio

afan en cubrir la necesidades globales ha inducido flora exógena en los

países que requieren su comercializacion y ha causado la erradicación de

algunas especies en el planeta. (Ortiz. 1998)

Sin embargo no solo existe el problema de extinción de especies sino que a

nivel ambiental, el residuo (Aserrín) generado en los procesos de carpintería

o ebanistería es acumulado o llevado a lugares como: botaderos de basura,

riveras de ríos o es utilizado para su quema, el cual es un problema mayor ya

que genera contaminación. (Anónimo 2. 2006)

Aserrín:

Se calcula que de un arbol talado y procesado en carpinterías, produce de

aserrín el 20 % de su peso o estructura global (Anónimo 3, 2006)

2.8. RESIDUO AGRICOLA:

2.8.1.

Uchuva (Physalis peruviana)

La uchuva, uvilla, aguaymanto, tomate silvestre

o alquejenje peruano (Physalis peruviana)

pertenece a la familia de las solanáceas, por lo

tanto posee características similares a la

familia de la papa, el tomate y el tabaco, aun

cuando su crecimiento es arbustivo.

47

Es una fruta redonda, amarilla, dulce y pequeña (entre 1.25 y 2 cm de

diámetro). Se puede consumir sola, en almíbar, postres y con otras frutas

dulces. Su estructura interna es similar a un tomate en miniatura.

Figura 2.11. Foto de Uchuva Fuente: Anónimo 4, 2006

2.8.1.1 Clasificación científica:

Reino: PlantaeSubreino: TracheobiontaDivisión: AngiospermaeClase: MagnoliopsidaSubclase: AsteridaeOrden: SolanalesFamilia: SolanaceaeGénero: PhysalisEspecie: peruviana

2.8.1.2 Origen.

Es una fruta originaria de los andes suramericanos y cuenta con más de 80

variedades que se encuentran en estado silvestre, de las cuales se conocen

más de 50 especies en este mismo estado natural.

2.8.1.3 Atributos de la uchuva.

Se caracteriza por ser una excelente fuente de provitamina A (3.000 I.U. de

caroteno por 100 g.) y vitamina C. También posee algunas del complejo de

vitamina B. Además la proteína (0,3%) y el fósforo (55%) que contiene son

excepcionalmente altos para una fruta.

Actualmente, tiene un importante uso con fines terapéuticos, pues según los

expertos ayuda a purificar la sangre, tonifica el nervio óptico y alivia

afecciones buco-faríngeas. Se recomienda para personas con diabetes de

todo tipo, favorece el tratamiento de las personas con problemas a la

48

próstata gracias a sus propiedades diuréticas y además es utilizada como

tranquilizante natural por su contenido de flavonoides. (Anónimo 4. 2006).

2.8.1.4 Comercialización.

Hoy ha conquistado importantes mercados en la Unión Europea y Estados

Unidos. Sus principales consumidores son Inglaterra y Alemania.

Actualmente se cultiva en Colombia, Ecuador, California, Sudáfrica,

Australia, Kenya, India, Egipto, el Caribe, Asia y Hawai. (Anónimo 4. 2006).

2.8.1.5 Entorno ambiental.

El arbusto de la uchuva también se utiliza para proteger los suelos de la

erosión. Esto por su crecimiento robusto y expansivo que actúa como

cobertor del suelo. (Anónimo 4. 2006).

2.8.1.6 Morfología:

El arbusto de la uchuva se caracteriza por ser ramificado de ramaje caído, y

normalmente crece hasta un metro de altura, aunque si se estaca, poda y se

le da un buen cuidado esta planta puede llegar a los dos metros de altura.

Posee flores amarillas y con forma de campana que son fácilmente

polinizadas por insectos y el viento.

Se caracteriza porque sus frutos se encuentran encerrados dentro de un

cáliz o capacho (Figura 2.12) (Anónimo 4. 2006). El cáliz también protege el

fruto contra un sobrecalentamiento, causado por una alta radiación solar.

Cuando se midió la temperatura del aire circundante del cáliz en 30° C,

dentro de este órgano se registraron 5°C menos.

49

Figura 2.12. Cáliz o Capacho de Uchuva.

Fuente: Anónimo 4. 2006.

2.8.1.7 Importancia del Cáliz o Capacho:

El cáliz gamosépalo está formado por cinco sépalos persistentes, es velloso

con venas salientes y con una longitud de unos 4 a 5 cm., cubre

completamente el fruto durante todo su desarrollo; Inicia su alargamiento

cuando ha pasado la fecundación del fruto. Durante los primeros 40 a 45

días de su desarrollo es de color verde, con la maduración del fruto va

perdiendo clorofila volviéndose pergamino al final. Es importante porque

protege el fruto contra insectos, pájaros, enfermedades y situaciones

climáticas extremas, además de servir como una fuente indispensable de

carbohidratos durante los primeros 20 días del crecimiento del fruto.

Separando el cáliz completamente durante el comienzo del desarrollo del

fruto, este retrasa su crecimiento madurez, situación que no se presenta,

cuando se elimina a partir de los 25 días después del cuajamiento. Se ha

observado que en la cara interior (adaxial) del cáliz, ésta presenta una zona

glandular la cual produce una resina traslúcida que cubre parcialmente el

fruto. Esta sustancia es observable en el cáliz de frutos de 3.5 mm. En

adelante, probablemente ayude a impedir que el fruto sufra ataques de

insectos (Cabrera y colaboradores, 1998).

2.8.1.8 Cultivo de Uchuva.

Con más del noventa por ciento de la producción, Cundinamarca es el

departamento que tiene mayor volumen de producción de esta fruta de

50

exportación, con una producción nacional de 1.500 toneladas al año, en un

área de 434 hectáreas, siendo los municipios de Granada y Silvana los que

obtiene mayor volumen (Tabla 2.9) (Anónimo 4. 2006).

Tabla 2.9. Producción nacional de uchuva.

MUNICIPIOAño 2003

Área Sembrada (has)

Producción(Ton)

Rendimiento (Kg/ha)

Antioquia 9 120 13.367Boyacá 42 623 15.000

Cundinamarca 464 8.934 19.254Norte de

Santander2 20 10.000

Tolima 3 60 20.000Valle 15 116 8.007

Total de uchuva 534 9.873 -Fuente: (Anónimo 4. 2006).

2.8.1.9 Residuo agroindustrial generado por el cultivo de uchuva.

Dada la gran demanda este tipo de fruta a nivel mundial, su cultivo en

Colombia ha generado la utilización de grandes porciones de tierra para su

desarrollo. Por lo que, su procesamiento a nivel comercial genera residuos

en gran volumen, como lo es el capacho o cáliz que protege al fruto, pues su

comercialización en varios casos necesita de la remoción del mismo. De

acuerdo a esto, se ha observado que en la mayoría de los casos este

residuo agroindustrial no es reutilizado, sino simplemente es quemado o

arrojado a los basureros, quebradas y ríos, sin ningún tratamiento previo, lo

cual contribuye de esta manera a la degradación del ecosistema (Atlas y

Bartha, 2002; Mailer, 2000).

2.8.1.10 Capacho de uchuva

51

En la producción de capacho de uchuva se estima que por tonelada de

uchuva que se produce en un cultivo, 100 Kg son capacho en peso fresco,

esto indicaría que aproximadamente el 10% del cultivo de uchuva son

residuos agroindustriales en forma de capacho (Hurtado, 2006).

2.8.2. PLATÁNO (Musa paradisiaca, Musa cavendishii):

Figura 2.13. Cultivo Plátano.Fuente: Anónimo 5. 2006

2.8.2.1 Descripción del plátano (banano):

- Familia: Musáceas.

- Especie: Musa cavendishii (plátanos comestibles cuando están crudos) y

Musa paradisiaca (plátanos machos o para cocer). (Anónimo 5. 2006)

2.8.2.2 Origen:

Tiene su origen en Asia meridional, siendo conocida en el Mediterráneo

desde el año 650.

2.8.2.3 CARACTERISTICAS:

52

- Planta herbácea perenne gigante, con rizoma corto y tallo aparente, que

resulta de la unión de las vainas foliares, cónico y de 3.5-7.5 m de altura,

terminado en una corona de hojas. (Anónimo 5. 2006)

- Hojas: muy grandes y dispuestas en forma de espiral, de 2-4 m. de largo y

hasta de medio metro de ancho, con un peciolo de 1 m o más de longitud y

limbo elíptico alargado, ligeramente decurrente hacia el peciolo, un poco

ondulado y glabro.

Cuando son viejas se rompen fácilmente de forma transversal por el azote

del viento.

De la corona de hojas sale, durante la floración, un escapo pubescente de 5-

6 cm. de diámetro, terminado por un racimo colgante de 1-2 m de largo. Éste

lleva una veintena de brácteas ovales alargadas, agudas, de color rojo

púrpura, cubiertas de un polvillo blanco harinoso; de las axilas de estas

brácteas nacen a su vez las flores. (Anónimo 5. 2006)

- Tallo: el verdadero tallo es un rizoma grande, almidonoso, subterráneo, que

está coronado con yemas; éstas se desarrollan una vez que la planta ha

florecido y fructificado. A medida que cada chupón del rizoma alcanza la

madurez, su yema terminal se convierte en una inflorescencia al ser

empujada hacia arriba desde el interior del suelo por el alargamiento del tallo,

hasta que emerge arriba del pseudotallo. (Anónimo 5. 2006)

- Flores: flores amarillentas, irregulares y con seis estambres, de los cuales

uno es estéril, reducido a estaminodio petaloideo. El gineceo tiene tres

pistilos, con ovario ínfero. El conjunto de la inflorescencia constituye el

"régimen" de la platanera. Cada grupo de flores reunidas en cada bráctea

forma una reunión de frutos llamada "mano", que contiene de 3 a 20 frutos.

53

Un régimen no puede llevar más de 4 manos, excepto en las variedades muy

fructíferas, que pueden contar con 12-14. (Anónimo 5. 2006)

- Fruto: oblongo; durante el desarrollo del fruto éstos se doblan

geotrópicamente, según el peso de este, hace que el pedúnculo se doble.

Esta reacción determina la forma del racimo. Los plátanos son polimórficos,

pudiendo contener de 5-20 manos, cada una con 2-20 frutos; siendo de color

amarillo verdoso, amarillo, amarillo-rojizo o rojo.

Los plátanos comestibles son de partenocarpia vegetativa, o sea, que

desarrollan una masa de pulpa comestible sin la polinización. Los óvulos se

atrofian pronto, pero pueden reconocerse en la pulpa comestible. La

partenocarpia y la esterilidad son mecanismos diferentes, debido a cambios

genéticos, que cuando menos son parcialmente independientes. La mayoría

de los frutos de la familia de las Musáceas comestibles son estériles, debido

a un complejo de causas, entre otras, a genes específicos de esterilidad

femenina, triploidía y es: rosada y enana. (Anónimo 5. 2006)

2.8.2.4. Clima y suelo para el cultivo del plátano o banana:

Exige un clima cálido y una constante humedad en el aire. Necesita una

temperatura media de 26-27 ºC, con lluvias prolongadas y regularmente

distribuidas. Estas condiciones se cumplen en la latitud 30 a 31 º norte o sur

y de los 1.00 a los 2.00 m de altitud. Son preferibles las llanuras húmedas

próximas al mar, resguardadas de los vientos y regables. (Anónimo 5. 2006)

En la cuenca del Mediterráneo es posible su cultivo, aunque no para producir

frutas selectas, en las localidades donde la temperatura media anual oscila

entre los 14 y 20 ºC y donde las temperaturas invernales no descienden por

debajo de 2ºC. El crecimiento se detiene a temperaturas inferiores a 18ºC.

54

Se producen daños a temperaturas menores de 13ºC y mayores de 45ºC. En

condiciones tropicales, la luz, no tiene tanto efecto en el desarrollo de la

planta como en condiciones subtropicales, aunque al disminuir la intensidad

de luz, el ciclo vegetativo se alarga. El desarrollo de los hijuelos también está

influenciado por la luz en cantidad e intensidad. Los efectos del viento

pueden variar, desde provocar una transpiración anormal debido a la

reapertura de los estomas hasta la laceración de la lámina foliar, siendo el

daño más generalizado, provocando unas pérdidas en el rendimiento de

hasta un 20%. Los vientos muy fuertes rompen los peciolos de las hojas,

quiebran los pseudotallos o arrancan las plantas enteras inclusive. (Anónimo

5. 2006)

Es poco exigente en cuanto a suelo, ya que prospera igualmente en terrenos

arcillosos, calizos o silíceos con tal que sean fértiles, permeables, profundos,

ricos y bien drenados, especialmente en materias nitrogenadas. Prefiere, sin

embargo, los suelos ricos en potasio, arcillo-silíceos, calizos, o los obtenidos

por la roturación de los bosques, susceptibles de riego en verano, pero que

no retengan agua en invierno. La platanera tiene una gran tolerancia a la

acidez del suelo, oscilando el pH entre 4.5-8. (Anónimo 5. 2006)

2.8.2.5. Abonado del plátano (bananos)

Las primeras fases de crecimiento de las plantas son decisivas para el

desarrollo futuro, por tanto es recomendable en el momento de la siembra

utilizar un fertilizante rico en fósforo. Cuando no haya sido posible la

fertilización inicial, la primera fertilización se hará cuando la planta tenga

entre 3-5 semanas. Se recomienda abonar al pie que distribuir el abono por

todo el terreno, ya que esta planta extiende poco las raíces. En condiciones

tropicales, los compuestos nitrogenados se lavan rápidamente, por tanto se

recomienda fraccionar la aplicación de este elemento a lo largo del ciclo

vegetativo. (Anónimo 5. 2006). A los dos meses aplicar urea o nitrato

55

amónico y repetir a los 3 y 4 meses. Al quinto mes se debe hacer una

aplicación de un fertilizante rico en potasio, por ser uno de los elementos

más importantes para la fructificación del cultivo.

En plantaciones adultas, se seguirá empleando una fórmula rica en potasio

(500 g de sulfato o cloruro potásico), distribuida en el mayor número de

aplicaciones anuales, sobre todo en suelos ácidos; se tendrá en cuenta el

análisis de suelo para determinar con mayor exactitud las condiciones

actuales de fertilidad del mismo y elaborar un adecuado programa de

fertilización. El uso de abonado orgánico es adecuado en este cultivo no sólo

porque mejora las condiciones físicas del suelo, sino porque aporta

elementos nutritivos. (Anónimo 5. 2006)

3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN

Lentinula edodes o comúnmente llamado “Shiitake”, es un hongo comestible

de origen Asiático, muy reconocido y de gran importancia tanto por sus

propiedades medicinales como por su exquisito sabor. Gracias a todas estas

cualidades, el mercado del Shiitake en los últimos años se ha ampliado

llegando a Europa, América y Australia, aumentando sustancialmente la

demanda de este alimento, hasta el punto que la producción Asiática no

alcanza a cubrir la demanda generada a nivel mundial.

56

Sin embargo, del proceso de producción del hongo Shiitake, se tiene un

conocimiento muy reducido, aunque existen varios manuales que hablan

sobre las técnicas de siembra del hongo, la mayoría netamente experimental,

solo se basa según ambientes de características asiáticas, es decir,

temperaturas y humedades propias de las estaciones de estos países.

Igualmente se conoce lo mismo del sustrato por tal motivo, al iniciarse los

cultivos en Colombia se encontró una gran barrera ya que no se tiene un

amplio conocimiento de la forma de este tipo de cultivo, así como tampoco

de aspectos tan importantes como la adaptabilidad a las nuevas condiciones

ambientales y la respuesta del hongo a diversos cambios que le puedan

afectar a lo largo de todo el proceso de producción.

El sustrato más conocido para el cultivo del hongo L. edodes es el tronco de

roble, por su alta eficiencia biológica y excelente calidad de los

basidiocarpos. En Colombia, los géneros Quercus sp. se encuentran en vía

de extinción, razón por la cual no es posible implementar una producción de

Shiitake a base de roble. En Colombia la legislación permite el uso de otros

tipos de maderas que se pueden utilizar para el cultivo del hongo al igual que

varios tipos de residuos agroindustriales que se pueden aprovechar.

El objetivo principal, de este estudio fue utilizar algunos residuos de madera

que están permitidos por la legislación Colombiana y que según reportes del

DAMA, se obtienen en gran volumen y con facilidad (Aserrín de Eucalipto y

Amarillo). Se utilizaron igualmente otros residuos agroindustriales como el

capacho de uchuva y la hoja de plátano asegurándose que fuesen cultivados

de forma orgánica sin la presencia de sustancias químicas como plaguicidas

que pudiesen afectar el desarrollo de este estudio.

Para el experimento se utilizaron los materiales mencionados anteriormente

y se planteó el desarrollo de diferentes tratamientos y la combinación de

57

éstos, con aserrín de maderas utilizadas en la sabana de Bogotá que estén

permitidas por la ley.

Empresas Colombianas que producen y comercializan Uchuva y Plátano,

han desarrollado la cultura de producción de alimentos tipo orgánico ya que

los consumidores los están solicitando de está forma por ser más saludables,

sin embargo debido a los altos niveles de producción se ha generado un gran

volumen de residuos los cuales son quemados o enviados a los rellenos

sanitarios desaprovechándolos como una excelente fuente para el cultivo de

Setas Comestibles.

Por estas razones el potencial que se está generando por la gran demanda

de productos orgánicos permitirá igualmente el desarrollo de técnicas de

cultivo generando la necesidad de implementar un método de producción de

hongos comestibles, entre ellos el Shiitake, a escala industrial. Con esta

investigación se busca encontrar una combinación eficiente de sustratos, que

permita aumentar la producción al máximo, minimizando los factores de

perdida dentro del cultivo y que genere un producto de alta calidad orgánica

y comercial.

4. OBJETIVOS

4.1 OBJETIVO GENERAL

Evaluar el crecimiento y producción de Lentinula edodes. (“Shiitake”),

utilizando residuos de madera que se encuentren permitidos por la

legislación Colombiana mezclados con residuos agroindustriales de cultivos

orgánicos.

4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

58

• Determinar cual de los diferentes tratamientos con los residuos

agroindustriales analizados (Capacho de uchuva, Hoja de plátano,

aserrín de Amarillo y aserrín de Eucalipto), es más eficiente para el

crecimiento y desarrollo de Lentinula edodes (“Shiitake”).

• Determinar el posible efecto de los diferentes tratamientos sobre las

características morfológicas y organolépticas del hongo Lentinula

edodes (“Shiitake”).

• Evaluar el tiempo de producción de Lentinula edodes en los diferentes

tratamientos con residuos agroindustriales.

• Hallar el rendimiento de la producción del hongo Lentinula edodes

determinando el porcentaje de eficiencia biológica en los diferentes

tratamientos.

• Evaluar el diámetro y peso de los basidiocarpos en los diferentes

tratamientos analizados.

5. HIPÓTESIS

Hipótesis general

Se espera que la producción de Lentinula edodes (“Shiitake”), sea igual en

los diferentes tratamientos evaluados (Capacho de uchuva y Hoja de plátano,

combinados con aserrín de Amarillo y aserrín de Eucalipto) al ser

comparados con el cultivo control (Aserrín de Roble).

59

6. MATERIALES Y MÉTODOS

6.1 Diseño de la investigación.

El presente trabajo de grado se baso es un estudio experimental

comparativo, que busca encontrar el mejor sustrato para el cultivo de

Lentinula edodes (Shiitake) generando un mayor crecimiento teniendo en

cuenta las características morfológicas y organolépticas que debe tener este

hongo. En la experimentación se realizó un montaje de diferentes

tratamientos con residuos agroindustriales, capacho de uchuva y hoja de

plátano, combinados con aserrín de Amarillo y de Eucalipto en diferentes

60

proporciones. Los tratamientos se realizaron con diez replicas en cada uno,

teniendo como cultivo control el aserrín de roble.

6.1.1 Población de estudio y muestra:

6.1.1.1. Localización

La fase experimental se llevó a cabo en las instalaciones de la empresa

productora de hongos comestibles “Biosetas Andinas” y patrocinadora del

proyecto. Los equipos necesarios para la realización de dicho estudio fueron

suministrados también por la empresa

6.1.1.2. Muestra

Durante el desarrollo de la investigación se manejaron como tamaño de

muestra 10 unidades experimentales en cada uno de los tratamientos a

evaluar. Todos los tratamientos se mantuvieron bajo condiciones

ambientales controladas y asegurándose de que estuvieran libres de

contaminación.

6.1.2 Variables del estudio:

Se describen detalladamente más adelante en análisis de la información:

• Variable independiente: Los diferentes residuos agroindustriales.

• Variables dependientes: Tiempo de corrida del micelio, porcentaje de

eficiencia biológica, peso fresco total, tamaño de los carpóforos, cantidad

total de hongos, días de pigmentación del bloque, días totales de

cosecha.

61

6. 2 Metodología:

La metodología busca encontrar una alternativa para el cultivo de hongos

comestibles, específicamente Lentinula edodes, que permita disminuir el

tiempo y costos de producción.

6.2.1 Preparación de la semilla:

El cultivo madre de Lentinula edodes se obtuvo de la colección de cepas de

la empresa “Biosetas Andinas”. El inóculo se preparó por medio del traspasó

del hongo Ref. 8223 a un medio PDA y se incubó por 8 días a 24°C. A partir

del hongo crecido se sembró en bolsas de trigo estéril que se incubaron a

28°C por 4 semanas.

6.2.2 Preparación del sustrato:

Los materiales evaluados en este proyecto fueron cuatro residuos

agroindustriales y un montaje con aserrín de Roble como control, el cual fue

adquirido en Maderas Uno A. Los residuos agroindustriales analizados

fueron capacho de uchuva, hoja de plátano, aserrín de eucalipto y aserrín de

amarillo; adquiridos en Cidella LTDA, cultivos de Plátano Anolamia –

Cundinamarca y en Maderas Uno A, respectivamente (Tabla 6.1).

Tabla 6.1. Residuos para elaborar los tratamientos.

RESIDUOS AGRÍCOLAS RESIDUOS DE MADERA

Capacho de Uchuva. Aserrín de Amarillo.

Hoja de Plátano Aserrín de Eucalipto.

Aserrín de Roble (CONTROL)

62

Fuente: Anónimo. 2006

6.2.3 Deshidratación y adecuación de los residuos:

Todos los residuos agroindustriales fuerón seleccionados y sometidos a un

proceso de secado mediante la exposición directa al sol hasta que se vieran

físicamente secos (García y Rollan, 1991).

Posterior al proceso de deshidratación, se realizó un tratamiento de corte y

molido, con la ayuda de un molino industrial con motor de 4 ½ HP de energía

trifásica de la empresa Molinos Pulverizadores, para obtener un tamaño de

partícula 1,52 – 3,35 mm en los residuos de capacho de uchuva y hoja de

plátano (Miles y Chang, 1997).

6.2.4 Selección de los residuos:

Se realizó una selección por tamaño de los diferentes residuos (ASERRÍN),

haciéndolos pasar a través de una maya con poros de 5 mm de diámetro. Se

descartará el material que tuviera un tamaño mayor al de los poros, con el

objeto de trabajar con un sustrato homogéneo (Anónimo, 2006).

6.2.5. Mezcla de los materiales que conformarán los tratamientos:

Se realizó la mezcla de los componentes necesarios para los tratamientos

bajo la formulación de la Tabla 6.2 en iguales proporciones para cada uno de

los residuos y se realizó la prueba del guante para determinar la humedad

apropiada de cada mezcla de sustrato que oscila entre el 65 y el 75%.

Tabla 6.2. Formulación para los tratamientos para el cultivo de Lentinula

edodes.

MATERIALESPORCENTAJE DE LOS

COMPONENTES EN PESO SECOResiduo Agroindustrial

(Fuente de Carbono)79%

Salvado de trigo.

63

(Fuente de nitrógeno) 20%

Carbonato de cálcio (CaCO3)(Buffer) 1%

AguaLa necesaria para mantener una

humedad de 65% a 75%

Fuente: Anónimo. 2006

De la Tabla 6.2, se tomó como base la formulación para todos los

tratamientos realizados, pero se modificó en cada uno su composición, la

cuál se explica en la Tabla 6.3.

\

Tabla 6.3. Formulación para cada uno de los tratamientos.

Tratamiento Residuo Agroindustrial Salvado de trigo.

Carbonato de cálcio (CaCO3)

Agua

Control. 79% Aserrín de Roble 20 % 1% 65% a 75%.

Tratamiento 1 79 % Aserrín de Eucalipto 20 % 1% 65% a 75%.

Tratamiento 2 El 79 % se divide

en:

75% Aserrín de Eucalipto

20 % 1% 65% a 75%

64

25% Capacho de uchuva

Tratamiento 3El 79 % se divide

en:

50% Aserrín de Eucalipto

50% Capacho de uchuva

20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 4El 79 % se divide

en:

25% Aserrín de Eucalipto

75% Capacho de uchuva

20 % 1%65% a 75%

Tratamiento 5 79 % de Aserrín de Amarillo 20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 6El 79 % se divide

en:

75% Aserrín de Amarillo

25% Capacho de uchuva

20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 7El 79 % se divide

en:

50% Aserrín de Amarillo

50% Capacho de uchuva

20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 8El 79 % se divide

en:

25% Aserrín de Amarillo

75% Capacho de uchuva

20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 9 79 % Capacho de uchuva 20 % 1%65% a 75%

Tratamiento 10El 79 % se divide

en:

75% Aserrín de Eucalipto.

25% Hoja de plátano.

20 % 1%65% a 75%

Tratamiento 11 El 79 % se divide

en:

50% Aserrín de Eucalipto

50% Hoja de

20 % 1% 65% a 75%

65

plátano.

Tratamiento 12El 79 % se divide

en:

25% Aserrín de Eucalipto

75% Hoja de plátano.

20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 13El 79 % se divide

en:

75% Aserrín de Amarillo

25% Hoja de plátano.

20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 14El 79 % se divide

en:

50% Aserrín de Amarillo

50% Hoja de plátano.

20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 15El 79 % se divide

en:

25% Aserrín de Amarillo

75% Hoja de plátano.

20 % 1% 65% a 75%

Tratamiento 16 79 % Hoja de plátano. 20 % 1% 65% a 75%

Fuente: Anónimo. 2006F

F

6.2.6 Elaboración de los bloques de sustrato:

Posterior a la realización de la mezcla de cada uno de los tratamientos, se

empacó en bolsas de polipropileno calibre 2, con dimensiones de 20 x 30 cm,

con 500g de mezcla de los diferentes tratamientos en cada una. Cada bolsa

se cubrió con la ayuda de collares plásticos de tubo PVC, tapón de algodón y

papel periódico ajustando el montaje con bandas elásticas. Posteriormente

las bolsas se sometieron a un proceso de esterilización por 30 minutos a 20

lb de presión constante (Miles y Chang, 1997).

66

Para determinar la eficiencia del autoclave se colocó cinta indicadora de

esterilidad en las bolsas y así mismo se prepararó una bolsa en cada uno de

los tratamientos sin la adición de semilla de Lentinula edodes, como control

de esterilidad.

6.2.6.1 Inoculación:

La inoculación se realizó en cada una de las bolsas, suministrando una sola

vez durante todo el proceso 25 g de semilla por cada bolsa de 500 g. de los

diferentes tratamientos. (Fernández. 2004).

La semilla fue suministrada por la misma empresa patrocinadora del

proyecto, la cual estaba lista para ser inoculada en cada uno de los

tratamientos y se mantuvo bajo las condiciones estipuladas de refrigeración

(4 ºC) hasta el momento en que se realizó la inoculación.

6.2.6.2 Incubación:

Esta etapa se realizó en un cuarto cerrado con un promedio de temperatura

de 20 ºC a 28ºC y un rango de humedad relativa entre 70-80% sin

iluminación (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; Oei, 2003).

Entre anaquel y anaquel se manejó una distancia de 10 cm y entre incubado

una distancia mínima de 10 cm para una mejor manipulación en este

proceso. En cada anaquel se manejaron siete (7) bandejas entre las cuales

tuvieron una distancia de 35 cm, pero la bandeja del piso por cuestiones de

temperatura, aseo y contaminación, no se utilizó. (Fernández, 2004).

6.2.6.3 Fructificación:

Durante esta etapa, se mantuvo la temperatura entre 20 a 30 ºC con un

rango de humedad relativa de 80-95% (Fernández, 2004). La luz se

67

suministró utilizando tubos fluorescentes, de intensidad lumínica de 500 a

2000 unidades lux durante un período de 8 a 12 horas diarias (Royse, 1997).

6.2.6.4 Cosecha y pesaje de los carpóforos:

La recolección se hizo de forma manual desprendiendo el hongo de la

corteza del incubado y el peso de los carpóforos se determinó

inmediatamente después de su corte por medio de la gramera analítica SSH

modelo No.5005. Este procedimiento se realizó durante las tres cosechas

estipuladas (Fernández, 2004).

6.2.7. Prueba sensorial.

Los hongos producidos en los diferentes tratamientos fueron evaluados en su

presentación en fresco y en forma salteada. Y se realizó una prueba

sensorial discriminativa de ordenamiento con la asesoría de la Nutricionista

Dietista, Martha Lucia Borrero, docente de la Facultad de Ciencias de la

Pontificia Universidad Javeriana.

La prueba se realizó suministrándoles a 30 catadores no entrenados tres o

más muestras que diferían en alguna propiedad y se les pedía que colocaran

en orden creciente o decreciente a dicha propiedad (Anzaldua, 1994;

Carpenter y colaboradores, 2002). Los catadores no entrenados eran

personas habituales o potenciales compradores de este tipo de alimento para

que de acuerdo a su criterio de preferencia las colocaran en orden

descendiente diligenciando un formato (Anexo 4).

La prueba sensorial se realizó en el Laboratorio de preparación de alimentos

de la Facultad de Ciencias. Para esto se diseñaron cinco cubículos

independientes, en los cuales se les presentó la muestra fresca y salteada

(muestra sofreída en mantequilla sin sal previo al inicio de la prueba), en

bandejas plásticas marcadas cada una respectivamente, en donde cada

68

bandeja, tendrá cinco vasos desechables (Tipo copa pequeña), numerados

aleatoriamente (Anexo 5), de acuerdo al tratamiento a evaluar y cada una

contenía aproximadamente 29 gramos de muestra del hongo cosechado

aproximadamente tres tajadas o cubos (Anzaldua, 1994). Así mismo, se les

proporcionó agua en un vaso desechable grande y galletas de soda en plato,

como pasantes a los catadores no entrenados. Al igual se les suministró dos

formatos de la prueba sensorial (Fresco y Salteado) y un lapicero.

6.2.8. Análisis de carbono y nitrógeno total de los residuos agroindustriales.

Al residuo agroindustrial, aserrín de Amarillo, se le realizó una prueba para

determinar la concentración de carbono total y nitrógeno total en el

Laboratorio Agrilab.

Respecto a los residuos agroindustriales capacho de uchuva, Hoja de

Plátano y Aserrín de Eucalipto, la concentración de carbono y nitrógeno total,

fue suministrada por datos internos de la empresa Biosetas Andinas,

patrocinadora del proyecto y de bibliografía adecuada.

6.3 Análisis de la información.

6.3.1. Diseño del análisis estadístico:

Para llevar a cabo este proyecto se realizó un análisis de tipo descriptivo con

la asesoría del estadística de Ángela Malagón, estadística de la Facultad de

Matemáticas de la Universidad Nacional, por medio del uso de programas y

pruebas estadísticas como Ryan- Joiner, Kolmogorov-Smirnov, Anderson-

69

Darling Normalita Test, Kruskal Wallis, Dunnett, prueba CD y Excel avanzado

2005.

6.3.1.1. Población a estudiar:

El comportamiento del hongo Lentinula edodes “Shiitake”, en los diferentes

tratamientos con los residuos agroindustriales evaluados.

6.3.1.2. Unidad experimental del estudio

En este proyecto la unidad experimental es el bloque de sustrato en cada uno de los tratamientos (Malagón, 2007).

6.3.1.3. Estimación del tamaño muestral

El tamaño de la muestra para cada tratamiento y para el control fue preparar

10 bloques de mezcla de sustrato basado en cada una de las

concentraciones evaluadas y en el tamaño de la muestra para el diseño del

experimento (Malagón, 2007; Daniel, 1981).

6.3.1.4. Variables a analizar

Las variables analizadas son descritas como se muestra a continuación:

• Variable independiente: Residuos agroindustriales (Variable

discreta, cualitativa, nominal)

• Variables dependientes:

- Tiempo de corrida del micelio: Tiempo determinado en

días en el cual el hongo coloniza el sustrato, evidenciado

con el cambio de color a blanco y la compactación del

bloque (Variable continua, cuantitativa, de razón).

70

- Tiempo de pigmentación del bloque: Tiempo determinado

en días, requeridos para la pigmentación del bloque

desde el momento que termina la invasión del micelio

hasta la fructificación. (Variable discreta, dependiente,

cuantitativa de razón).

- Tiempo de total de cosecha: Tiempo determinado en días,

requeridos para la producción del hongo desde el

momento de la inoculación hasta la finalización de la

tercera cosecha. (Variable discreta, dependiente,

cuantitativa de razón).

- Porcentaje de eficiencia biológica: Peso en fresco de

hongos cosechados sobre el peso del sustrato seco por

cien de las tres cosechas (Variable continua, cuantitativa,

de razón).

- Peso fresco total: Peso en fresco de los cuerpos

fructíferos en gramos (g) a partir de las tres cosechas

(Variable continua, cuantitativa, de razón).

- Diámetro de los carpóforos: Diámetro de los carpóforos en

centímetros (cm) (Variable continua, cuantitativa, de

razón).

- Cantidad total de hongos: Número de carpóforos

cosechados por tratamiento durante las tres cosechas

evaluadas (Variable continua, cuantitativa de razón).

71

6.3.1.5. Métodos estadísticos:

6.3.1.5.1. Análisis del desarrollo y crecimiento Lentinula edodes en cada uno de los tratamientos evaluados.

Los datos recogidos durante el desarrollo de este trabajo (Anexo 2) se

analizaron para determinar las medidas de dispersión central, media y

varianza muestral, de cada una de las variables a estudiar.

Para determinar si los datos obtenidos procedían de una población con

distribución normal se llevó a cabo un análisis de contraste de normalidad

Ryan- Joiner, Kolmogorov-Smirnov y para comprobar los resultados una

prueba Anderson-Darling Normalita Test, (Anexo 3), puesto que el tamaño de

muestra a ser evaluado era 50. Posteriormente, se calculó el estadístico de

contraste con un nivel de significancia del 95%. Así, el contraste de

normalidad planteado para determinar si los datos registrados se comportan

normalmente se define en los siguientes términos:

H0: "La muestra procede de una población normal"

Ha: "La muestra no procede de una población normal".

A continuación se realizó un análisis Kruskal Wallis, Dunnett y prueba CD de

medianas con un solo factor para comparar si los valores obtenidos en cada

uno de los sustratos utilizados son significativamente distintos entre ellos

(Anexo 3). Así, de acuerdo a los análisis utilizados se puede asociar una

probabilidad (p) a la conclusión de que la media de un grupo de valores es

distinta de la media de otro grupo con un nivel de significancia del 95%. Para

la realización de dicha prueba se plantearon las siguientes hipótesis:

72

Ho: µi= µc

Ha: No todos los µi son iguales

Donde µi es cualquiera de los tratamientos evaluados (Aserrín de eucalipto,

aserrín de eucalipto con capacho de uchuva, aserrín de eucalipto con hoja de

plátano y aserrín de amarillo) y µc es el sustrato control (aserrín de roble). Al

desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p), la cual si es p<0.05 se

toma la decisión de aceptar la Ho.

Posteriormente, se compararon cada uno de los sustratos analizados con el

sustrato control para determinar si existe diferencia significativa entre cada

uno de estos. Para esto se realizó una prueba de Kruskal Wallis, Dunnett y

prueba CD para la comparación de tratamientos con el control a un nivel de

significancia del 95% (Anexo 3). Al desarrollar la prueba se obtiene la

probabilidad (p). Si p<0,05 se concluye que hay diferencia entre los dos

tratamientos, rechazando así la Ho.

Para esto se definió esta comparación para cada uno de los sustratos

evaluados en los siguientes términos:

µu : Media poblacional del aserrín de eucalipto.

µtm : Media poblacional del aserrín de eucalipto con capacho de uchuva.

µar : Media poblacional del aserrín de eucalipto con hoja de plátano.

µa : Media poblacional del aserrín de amarillo.

µc : Media poblacional del control (aserrín de roble)

73

• Planteamiento de hipótesis aserrín de eucalipto Vs. control:

Ho: µu ≤ µc

Ha: µu > µc

• Planteamiento de hipótesis aserrín de eucalipto con capacho de uchuva Vs. control:

Ho: µu ≤ µc

Ha: µu > µc

• Planteamiento de hipótesis aserrín de eucalipto con hoja de plátano Vs. control:

Ho: µar ≤ µc

Ha: µar > µc

• Planteamiento de hipótesis aserrín de amarillo Vs. control:

Ho: µa ≤ µc

Ha: µa > µc

Los datos recogidos durante el desarrollo de este trabajo se analizarán para

determinar las medidas de dispersión central, media y varianza muestral, de

cada una de las variables a estudiar.

Para determinar si los datos obtenidos procedían de una población con

distribución normal se llevó a cabo un análisis de contraste de normalidad

Ryan- Joiner, Kolmogorov-Smirnov, Anderson-Darling Normalita Test, puesto

que el tamaño de muestra a ser evaluado no seria menor a 50; y se realizó

un análisis de Kruskal Wallis, Dunnett y prueba CD para comparar si los

74

valores obtenidos en cada uno de los tratamientos utilizados son

significativamente distintos entre ellos.

6.3.1.5.2.Análisis sensorial de los hongos cosechados de Lentinula

edodes en cada uno de los sustratos evaluados:

Al realizar una prueba sensorial de ordenamiento se pudo determinar cual de

las muestras evaluadas por los catadores no entrenados fue la de mayor

agrado de acuerdo a su sabor, tanto en hongos frescos como en hongos

salteados. Para esto primero se llevó a cabo un análisis de Ryan- Joiner,

Kolmogorov-Smirnov y Anderson-Darling Normalita Test, los cuales

permitierón comparar los datos obtenidos en cada uno de los tratamientos y

posteriormente se realizó una prueba de Kruskal Wallis, Dunnett y prueba

CD suponiendo medianas desiguales, para comparar específicamente cada

uno de los tratamientos evaluados con el tratamiento control.

Tanto para el análisis de Ryan- Joiner, Kolmogorov-Smirnov y Anderson-

Darling Normalita Test, como para la prueba de Kruskal Wallis, Dunnett y

prueba CD se manejó un nivel de significancia del 95 % con un margen de

error del 0.5%, Para el análisis, se plantearon las hipótesis bajo los

siguientes términos:

Ho: µi= µc

Ha: No todos los µi son iguales

Donde µi es cualquiera de los tratamientos evaluados (Aserrín de eucalipto,

aserrín de eucalipto con capacho de uchuva, aserrín de eucalipto con hoja de

plátano y aserrín de amarillo) y µc es el sustrato control (aserrín de roble). Al

desarrollar la prueba se obtiene la probabilidad (p), la cual si es p<0.05 se

toma la decisión de aceptar la Ho.

75

Posteriormente, se compararon cada uno de los sustratos analizados con el

sustrato control para determinar si existe diferencia significativa entre cada

uno de estos. Para esto se realizó una prueba de Kruskal Wallis, Dunnett y

prueba CD para la comparación de tratamientos con el control a un nivel de

significancia del 95% (Anexo 3). Al desarrollar la prueba se obtiene la

probabilidad (p). Si p<0,05 se concluye que hay diferencia entre los dos

tratamientos, rechazando así la Ho.

Para esto se definió esta comparación para cada uno de los tratamientos en

los siguientes términos:

µu : Media poblacional del aserrín de eucalipto.

µtm : Media poblacional del aserrín de eucalipto con capacho de uchuva.

µar : Media poblacional del aserrín de eucalipto con hoja de plátano.

µa : Media poblacional del aserrín de amarillo.

µc : Media poblacional del control (aserrín de roble)

• Planteamiento de hipótesis aserrín de eucalipto Vs. control:

Ho: µu ≤ µc

Ha: µu > µc

• Planteamiento de hipótesis aserrín de eucalipto con capacho de uchuva Vs. control:

Ho: µu ≤ µc

Ha: µu > µc

76

• Planteamiento de hipótesis aserrín de eucalipto con hoja de plátano Vs. control:

Ho: µar ≤ µc

Ha: µar > µc

• Planteamiento de hipótesis aserrín de amarillo Vs. control:

Ho: µa ≤ µc

Ha: µa > µc

Al realizar la prueba sensorial de ordenamiento se logró determinar cual de

las muestras evaluadas por los catadores no entrenados será la de mayor

agrado de acuerdo a su sabor, tanto en hongos frescos como en hongos

salteados. Para esto primero, se llevó a cabo una prueba de CD, la cual

permitió comparar los datos obtenidos en cada uno de los tratamientos y el

control.

77

7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

7.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Lentinula edodes en los diferentes tratamientos.

Dentro de los resultados obtenidos en los tratamientos se observaron

diferentes cambios morfológicos durante el desarrollo del periodo de

incubación los cuales se muestran en la tabla 7.1.

Los cambios morfológicos presentados en los diferentes tratamientos

mostraron que el hongo requiere para un buen crecimiento, un gran

contenido de lignina (Oei, 2003). Los tratamientos

(6,7,8,9,10,12,13,14,15,16) que tenían una proporción del 50% o superior de

hoja de plátano o capacho de uchuva dentro de la fuente de carbono de la

mezcla, no presentaron crecimiento o fueron muy bajos, lo cual se puede

deber a que estos dos residuos agroindustriales no contienen gran cantidad

de azúcares fácilmente asimilables que pueden llegar a aumentar la

productividad del cultivo o por la deficiencia de la cantidad de lignina de la

mezcla del sustrato (Oei, 2003). Estos incubados presentaron una

consistencia blanda, no formaron blisters y no pigmentaron, por lo cual solo

presentan fase vegetativa y no reproductiva es decir, no forman carpoforos

(Tabla 7.1) (Fung, 2002).

De acuerdo a estos resultados solamente se analizaron en este estudio el

tratamiento control y los tratamientos 1, 2, 5 y 10 (Tabla 7.2),

78

Tabla 7.1. Cambios morfológicos del micelio en fase vegetativa después de 70 de días de incubación.

TRATAMIENTODENSIDAD DEL MICELIO EN ELSUSTRATO

FORMACIÓN DE BLISTERS EN EL SUSTRATO

PIGMENTACIÓN DEL SUSTRATO CONSISTENCIA

Control Muy denso 100% 100% Dura1 Muy Denso 100% 100% Dura2 Denso 100% 90% Semidura3 Denso 25% 0% Blanda4 Ligeramente

Denso0% 0% Blanda

5 Denso 100% 90% Semidura6 Denso 25% 0% Blanda7 Ligeramente

Denso25% 0% Blanda

8 Ligeramente

Denso0% 0% Blanda

9 Denso 0% 0% Blanda10 Denso 100% 90% Dura11 Denso

Ligeramente25% 0% Blanda

12 Ligeramente

Denso25% 0% Blanda

13 Ligeramente

Denso0% 0% Blanda

14 Ligeramente

Denso0% 0% Blanda

15 Ligeramente

Denso0% 0% Blanda

16 Ligeramente

Denso0% 0% Blanda

Tabla 7.2. Tratamientos que presentaron fase vegetativa y reproductiva.

TRATAMIENTOFUENTE DE CARBONO

(79% de la mezcla)TRATAMIENTO

CONTROLASERRÍN DE ROBLE

79

TRATAMIENTO 1 ASERRÍN DE EUCALIPTO

TRATAMIENTO 275% ASERRÍN DE EUCALIPTO + 25%

CAPACHO DE UCHUVA

TRATAMIENTO 1075% ASERRÍN DE EUCALIPTO + 25%

HOJA DE PLATÁNO

TRATAMIENTO 5 ASERRÍN DE AMARILLO

7.1.1. Análisis del desarrollo y crecimiento de Lentinula edodes en el tratamiento control:

El tronco de género Quercus humboldtii (Roble) es el sustrato natural de

crecimiento del hongo Lentinula edodes por lo cual para este proyecto se

utilizó como tratamiento control (García, 2005; Fernández, 2004; Stamets,

2000; Royse, 1986; Anónimo. 2006), (Figura 7.1)

Figura 7.1 Foto de Lentinula edodes cultivado en Roble.Fuente: Anónimo. 2006

En el control de aserrín de roble se obtuvo un porcentaje de eficiencia

biológica del 83.6% (Figura 7.26). Gaitán en el 2000 reporta un porcentaje de

eficiencia biológica entre 65.42% y 84.65% con diferentes especies de roble.

De acuerdo a lo anterior el porcentaje de eficiencia biológica (83.6%)

obtenido en este estudio, permite corroborar la utilización de aserrín de roble

80

como control teniendo en cuenta que se manejaron las mismas condiciones

de cultivo, igual porcentaje de inoculación de semilla, la misma proporción de

mezcla de sustrato y la misma cantidad de cosechas.

Royse en 1986 reportó un porcentaje de eficiencia biológica de 75.5% y en

1990 reportó un porcentaje de 91.6% de eficiencia biológica en aserrín de

roble pero con la adición de azúcar en la mezcla por lo tanto se confirma que

la adición de fuentes de carbono simple mejoran la productividad del cultivo.

En este estudio no se adicionó azúcar en los tratamientos ni en el control,

para no trabajar con una variable adicional que pudiese tener influencia

sobre el porcentaje de eficiencia biológica.

En el estudio se tuvo en cuenta que el aserrín de roble provenía de una

madera seca ya que si se obtiene de un árbol verde tendrá influencias

negativas en la producción por la presencia de resinas (Gaitán, 2000).

7.1.2. Análisis del tiempo de corrida del micelio de Lentinula edodes en los tratamientos analizados:

El tiempo de corrida del micelio hace referencia a los días que tarda el hongo

en colonizar el sustrato (Figura7.2). Esto se puede evidenciar con el cambio

de color a blanco y la compactación del bloque (Figura 7.3). Este momento

precede la formación de los blisters o corteza que previene la perdida de

humedad y protege al sustrato de la contaminación, permitiendo el desarrollo

de los primordios en la fase reproductiva (Figura 7.4) (Fung, 2002). Dicha

cobertura se observó en los tratamientos 1, 2, 5, 10 y en el control bajo las

condiciones de temperatura (24ºC - 26º C), humedad relativa (70-80%) y

oscuridad (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; García, 2003;

Anónimo, 2006). La comparación estadística de los tratamientos y el control

muestra una diferencia significativa entre los resultados obtenidos.

81

Al observar el tiempo de corrida del micelio del hongo en los tratamientos 1,

2, 5 y 10 (Figura 7.2) fueron superiores al del control (52.8 días). Esto puede

deberse a que el control contiene aserrín de roble, madera en la cual esta

habituado a crecer en la naturaleza y a la cual se encuentra adaptado

metabolicamente. Los tratamientos que contienen aserrín de eucalipto (57.1

días) y aserrín de amarillo (65.1 días) aunque permiten el crecimiento del

micelio pueden contener resinas u otros compuestos que aumenten el tiempo

de colonización. Igualmente se puede observar la correlación del tiempo de

corrida de micelio con los aserrines basándose en el contenido de carbono

total ya que el aserrín de roble posee una mayor proporción de carbono total

(51%p/p) seguido por el aserrín de eucalipto (45.87%p/p) y el aserrín de

82

Figura 7.3. Finalización corrida de micelio sobre todo el tratamiento.

Figura 7.2. Tratamiento iniciando la corrida de micelio.

Figura 7.4. Tratamiento iniciando la formación de blister.

amarillo (40.8%p/p) (Tabla 7.3). Esto indica que entre más contenido de

carbono total en el aserrín menor tiempo de corrida de micelio.

Tabla 7.3. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de los residuos utilizadosRESIDUO

AGROINDUSTRIALCARBONO TOTAL

(%p/p)NITROGENO TOTAL

(%p/p)ASERRÍN ROBLE * 51 0.11

ASERRÍN EUCALIPTO ** 45.87 0.36ASERRÍN AMARILLO *** 40.8 0.23

CAPACHO DE UCHUVA **** 28.31 1.10HOJA DE PLÁTANO **** 25.51 9.18

*Fuente: Escobar, 2002**Fuente: Royse. 1990***Fuente: Agrilab. 2007****Fuente: Mojica y Molano, 2006

En los tratamientos de aserrín de eucalipto con 25% de capacho de uchuva y

eucalipto con 25% de hoja de plátano tomó más tiempo de corrida de micelio,

60.5 y 61.4 días respectivamente, con respecto al control y a los tratamientos

que contenían solamente aserrín (Figura 7.5). Esto se puede dar porque la

biodegradabilidad de estos residuos agroindustriales también se da en

función del contenido relativo en biomoléculas fácilmente degradables

(azúcares solubles y de bajo peso molecular, grasas, proteínas, almidón,

hemicelulosa y celulosa) y componentes de lenta degradación (ceras,

ligninas y otros polifenoles) lo cual induce al hongo a utilizar su capacidad

enzimática para degradar y adaptarse a diferentes sustratos y componentes

que contengan la hoja de plátano y el capacho de uchuva aumentando el

tiempo de corrida de micelio. Esto se puede dar ya que el contenido de

carbono total en la mezcla de estos tratamientos es menor en el porcentaje

del aserrín de eucalipto que contiene 45.87% p/p de carbono total y se

remplaza el 25% de la mezcla con capacho de uchuva que contiene (28.31%

p/p) y la hoja de plátano (25.51% p/p) de carbono total. Los resultados

muestran que el tiempo de corrida de micelio en la mezcla con el capacho de

uchuva es menor (60.5 días) que con la mezcla de hoja de plátano (61.4

83

días) lo cual muestra que el tiempo de corrida de micelio esta correlacionado

con la cantidad de carbono total de la mezcla.

El contenido de nitrógeno de todos los tratamientos evaluados fue diferente

de acuerdo al tipo de mezcla del sustrato pues cada uno de los componentes

utilizados como fuente carbono posee relaciones C/N diferentes (Tabla 7.2).

El nitrógeno no se presenta como limitante en los tratamientos dado que en

la formulación se adicionó salvado de trigo al 20% el cuál aporta 9.7% de

nitrógeno total cantidad suficiente de este elemento para el crecimiento y

desarrollo del hongo (Oei, 2003)

TIEMPO DE CORRIDA DEL MICELIO DE Lentinula edodes EN LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS

52,8 57,1 60,5 61,4 65,1

010203040506070

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

ASERRÍN DEAMARILLO

TRATAMIENTOS

TIE

MP

O (D

ÍAS)

Figura 7.5. Tiempo promedio de corrida del micelio de Lentinula edodes en los diferentes tratamientos.

Otro factor que puede afectar la corrida del micelio es la compactación y

según los resultados obtenidos, se observó que tanto en los tratamientos que

tenían un porcentaje mayor al 25% de capacho de uchuva y de hoja de

plátano tomaron más tiempo en la corrida del micelio que en el control e

incluso en algunos solo se alcanzó la colonización del 50% del bloque

(Figura 7.7). Sin embargo, todo esto pudo deberse a que al preparar la

mezcla de los sustratos se observó la formación de apelmazamientos que al

84

ser empacados en la bolsa formaron una estructura sólida (Figura 7.6). A

pesar de que todos los tratamientos fueron sometidos al mismo proceso de

molido, esto pudo generar una baja difusibilidad de oxígeno en el

tratamiento, el cual es muy importante para el desarrollo y crecimiento del

micelio (Figura 7.7), (Hami, 1990). En contraparte, el sustrato control y los

tratamientos de aserrín puro, con las combinaciones de eucalipto con

capacho de uchuva y hoja de plátano presentaron una contextura más

fibrosa que no permitía la formación de apelmazamientos durante la

preparación de la mezcla (Figura7.8).

Figura 7.7. Tratamientos que no terminaron de colonizar el bloque.

Figura 7.8. Mezcla de tratamiento que no formo apelmazamientos.

85

Figura 7.6. Mezcla de tratamiento que formo apelmazamientos.

7.1.3. Análisis del tiempo de pigmentación de los bloques de Lentinula

edodes en los tratamientos analizados:

El tiempo de pigmentación del bloque hace referencia al tiempo que tarda en

tomar la coloración marrón o café oscuro (Figura7.9) (Figura 7.10). Está

etapa arranca desde la formación de los blisters en todo el bloque, los cuales

preceden la formación de la corteza blanca que tomará la pigmentación.

Dicha pigmentación se observó en los tratamientos 1, 2, 5 y 10 incluyendo el

tratamiento control, bajo las mismas condiciones de temperatura (24ºC -

26ºC), humedad relativa entre 70-80%, y con alternaciones de luz y

oscuridad (Fernández, 2004; Romero y colaboradores, 2000; García, 2003;

Anónimo, 2006).

.

86

Figura 7.10. Tratamiento iniciando la pigmentación del bloque.

Figura 7.9. Tratamiento terminando la formación de blister o corteza.

Figura 7.11. Tratamiento terminando la pigmentación.

De acuerdo al análisis estadístico las medias del tratamiento 10 con el

tratamiento 5 no muestran diferencias significativas con respecto a los días

de pigmentación. En el caso del análisis de las medias de los tratamientos 1,

2 y el control si se observan diferencias significativas en donde el control

emplea el menor tiempo en pigmentación (19,3 días) seguido por el

tratamiento con aserrín de eucalipto (20,4 días) y el tratamiento de aserrín de

eucalipto con capacho de uchuva (25,2 días) lo cual muestra que el aserrín

de roble sigue siendo el mejor sustrato pero que el aserrín de eucalipto

demuestra ser igualmente rápido en la pigmentación figura 7.12 (Fung, 2002)

Igualmente en la tabla 7.1 se observa que solo el control y el tratamiento 1

pigmentaron en un 100% factor que influye en la productividad del incubado

y disminuye el riesgo de contaminación. Con ninguno de los otros

tratamientos se logró una pigmentación del 100%.

TIEMPO DE PIGMENTACIÓN DE LOS BLOQUES DE Lentinula edodes EN LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS

19,3 20,425,2 27,2 27,5

05

1015202530

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

ASERRÍN DEAMARILLO

TRATAMIENTOS

TIE

MP

O (D

ÍAS)

Figura 7.12. Tiempo promedio de pigmentación de Lentinula edodes en los diferentes tratamientos.

87

La pigmentación de los bloques se estimula con la incidencia de luz,

aproximadamente 1500 unidades lux, durante las últimas etapas de la

incubación y a la composición del sustrato que genera pigmentos que

cambian la apariencia de blanco a marrón oscuro o café (Gaitán. 2000). Por

los resultados de pigmentación se puede correlacionar con la cantidad de

carbono total de la mezcla.

Respecto a los tratamientos rechazados para el análisis se observó que no

mostraron crecimiento total del micelio, ni de pigmentación. Todo esto pudo

deberse a la falta de carbono total en el sustrato, ya que en algunos se

observó la colonización del medio hasta un 50% del bloque y en otros

aunque colonizó el 75% e incluso el 100%, no formó corteza o blisters, los

cuales se pigmentarían en esta etapa (Gaitán, 2000).

88

7.1.4. Análisis del número de hongos producidos por tratamiento de Lentinula edodes en los tratamientos analizados:

Pasado el tiempo de pigmentación del bloque se da la formación de los

primordios, (se denomina primordio al primer estadio del desarrollo de un

hongo) (Figura 7.15), seguida por la formación de cuerpos fructíferos (Figura

7.16).

89

Figura 7.15. Formación de primordios en el tratamiento

Figura 7.16. Formación de cuerpos fructíferos en el tratamiento

Figura 7.13. Tratamiento no colonizado en su 100% y no pigmentado.

Figura 7.14. Tratamiento colonizado en un 50% y no pigmentado.

El número de hongos cosechados por tratamiento en promedio en cada

sustrato (Figura 7.19) se determinó a partir de las tres cosechas evaluadas a

lo largo de esta investigación.

HONGOS COSECHADOS DE Lentinula edodes EN LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS

119,1 8,6 8 8,9

02468

1012

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

ASERRÍN DEAMARILLO

TRATAMIENTOS

NÚM

ERO

DE

HO

NG

OS

Figura 7.19. Cantidad promedio de hongos cosechados de Lentinula edodes en cada tratamiento analizado.

Según los datos obtenidos en el número de hongos producidos por bolsa en

promedio en cada uno de los sustratos se pudo determinar que hubo

diferencia estadísticamente significativa (Anexo 3) indicando que la fuente de

carbono si influye en el número de hongos que se producen por bolsa. Según

Royse (1990), el número de hongos producidos por bolsa no tiene tanta

90

Figura 7.18. Hongos listos para cosechar en el tratamiento.

Figura 7.17. Crecimiento de los cuerpos fructíferos en el tratamiento.

relevancia como su peso fresco, además que el número de hongos

producidos depende de la cepa usada y de la fuente de carbono, ya que

algunas presentan alta producción de hongos pero de pequeño tamaño y

otros generan hongos de gran tamaño pero en poca cantidad, para que se

pueda considerar un tratamiento adecuado y rentable para su cultivo, se

mide más por su porcentaje de eficiencia biológica (Anónimo. 2006). En este

estudio se utilizó la misma cepa para todos los tratamientos y la misma

cantidad de semilla para cada uno de los bloques por lo tanto no se esperó

diferencias muy marcadas en el tamaño de los hongos.

Sin embargo, aunque existe diferencia estadísticamente significativa entre

los tratamientos evaluados, se puede ver que tanto el tratamiento de aserrín

de eucalipto y aserrín de amarillo presentan promedios similares de

producción, además, se observa que respecto al tratamiento control

presentan diferencias estadísticamente significativas. (Anexo 3). Esto puede

deberse a que el tratamiento control es el mismo medio en el cual el hongo

esta habituado a crecer y el reportado en varios estudios según la

bibliografía, por ende es de esperarse que el tratamiento control presente los

mejores resultados frente a los demás. En cuanto a la combinación de

eucalipto con capacho de uchuva y con hoja de plátano se observó que

produjeron menor cantidad de hongos frente a los demás tratamientos, lo

cual puede correlacionarse de nuevo con la cantidad de carbono total que

presentan estos tratamientos (Suárez, 2007).

Respecto a los tratamientos rechazados para el análisis se observó que no

mostraron crecimiento total del micelio, ni de pigmentación, además algunos

presentaron una estructura de compactación muy débil.

91

Los tratamientos de aserrín de amarillo con capacho de uchuva (11 y 12) y

con hoja de plátano (6 y 7) que fueron descartados se observó que en su

fructificación presentaron hongos deformes y de una apariencia mucosa

(Figura 7.21). Esto se pudo deber a que la combinación de estos residuos,

presentaba muy poco contenido de carbono total o que en la combinación

estaban presentes sustancias que generaron mal formaciones de los hongos

(Gaitán. 2000; Anónimo. 2006). Sin embargo se descarta que estas mal

formaciones se den por el tipo de aserrín dado que el los tratamientos en los

que se utilizó únicamente estos residuos no se presentaron alteraciones

morfológicas. Se descarta igualmente mal formaciones por altas

concentraciones de CO2 pues todos los tratamientos se trabajaron bajo las

mismas condiciones.

92

Figura 7.20. Tratamiento no compactado.

Figura 7.21. Tratamiento generando hongos deformes.

7.1.5. Análisis del tamaño de carpóforos de Lentinula edodes en los tratamientos analizados:La determinación del tamaño de los carpóforos se llevó a cabo por medio de

la medición del diámetro teniendo en cuenta en recolectar los hongos cuando

el velo universal se rompe y las laminillas están expuestas (Royse, 1986)

(Figura 7.22).

Figura 7.22. Medición del diámetro de los carpóforos

Para la medida del tamaño de los carpóforos se obtuvo un promedio de

todos los hongos producidos en todas las bolsas de cada tratamiento (Figura

7.23).

93

TAMAÑO DE LOS CARPÓFOROS DE Lentinula edodes EN LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS

7,1 6,75,6 5,6

6,8

02468

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

ASERRÍN DEAMARILLO

TRATAMIENTOS

DIÁ

MET

RO

(cm

)

Figura 7.23. Tamaño promedio de los carpóforos producidos de Lentinula edodes en cada uno de los tratamientos.

Según los datos obtenidos del tamaño de los carpóforos se evidenció

diferencia significativa entre cada uno de los tratamientos (Anexo 3),

indicando que el sustrato influyó en el desarrollo del diámetro de los

carpóforos. Sin embargo, el diámetro de los carpóforos de los hongos

producidos por bolsa no es relevante como su peso fresco, ya que lo

importante de un sustrato es el rendimiento y la productividad en cuanto al

peso fresco que este pueda generar. Aun así es necesario observar el

tamaño y forma de los carpóforos ya que se sabe que el crecimiento de este

hongo sobre ciertos tipos de sustrato puede llegar a generar deformaciones

del carpóforo, sin embargo en este estudio solo se evidenció este evento en

los tratamientos que se descartaron.

En la investigación realizada se observó que el tamaño de los carpóforos en

todos los tratamientos evaluados eran similares entre sí, aproximadamente

de 5 a 6 cm., y que la diferencia estadística esta más marcada entre los

tratamientos con la combinación de aserrín de eucalipto con capacho de

uchuva y con hoja de plátano, pues sus promedios estuvieron

aproximadamente en 5 cm.

94

7.1.6. Análisis del peso fresco de Lentinula edodes en los tratamientos analizados:

El peso fresco registrado es el peso promedio total de hongos producidos en

cada tratamiento evaluado (Figura 7.24).

En cuanto al peso fresco obtenido en los tratamientos se pudo observar

(Figura 7.25) que el tratamiento control produjo mayor cantidad de gramos en

peso fresco (209,1 g), seguido por el aserrín de eucalipto (185,3 g), el aserrín

de amarillo (167,3 g), el tratamiento con aserrín de eucalipto con hoja de

plátano (146,5 g) y el tratamiento con aserrín de eucalipto con capacho de

uchuva (139 g). El análisis estadístico muestra que existen diferencias

significativas entre los promedios de peso fresco de los tratamientos

analizados. (Anexo 3)

95

Figura 7.24. Carpóforos cosechados pesados por bandeja.

PESO FRESCO OBTENIDO DE Lentinula edodes A PARTIR DE LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS

209,1185,3

139 146,5 167,3

050

100150200250

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

ASERRÍN DEAMARILLO

TRATAMIENTOS

PESO

(g.)

Figura 7.25. Peso fresco promedio obtenido de Lentinula edodes en cada uno de los tratamientos analizados.

7.1.7. Análisis del Porcentaje de Eficiencia Biológica de Lentinula

edodes en los tratamientos analizados:

El porcentaje de eficiencia biológica permite evaluar la producción midiendo

el peso en fresco de hongos cosechados sobre el peso del sustrato seco por

cien en cada uno de los tratamientos evaluados durante tres cosechas

(Royse, 1986). Así, el porcentaje de eficiencia biológica (Figura 7.26)

obtenido es directamente proporcional al peso fresco generado en cada uno

de los sustratos. Los resultados muestran diferencias estadísticamente

significativas (Anexo 3) donde el aserrín de roble fue más eficiente que los

demás tratamientos con un valor de 83.6% seguido por el aserrín de

eucalipto con 74.1%, el aserrín de amarrillo con un 66.9%, y finalmente las

combinaciones de eucalipto con hoja de plátano y con capacho de uchuva

con 58.6% y 55.6%.

Los porcentajes de eficiencia biológica obtenidos concuerdan con los

reportados en la bibliografía. En el caso del aserrín de roble Gaitán en el

2000 reporta un porcentaje de eficiencia biológico de 84.65% y Fung en el

2002 un porcentaje de eficiencia biológica del 76% para el aserrín de

96

eucalipto. En el caso del aserrín de amarillo y de los tratamientos que

presentan mezcla de aserrín de eucalipto con capacho de uchuva y con hoja

de plátano hasta la fecha no se habían reportado porcentajes de eficiencia

biológica.

El porcentaje de eficiencia biológica del tratamiento con aserrín de amarillo

muestra ser inferior al control y al tratamiento con aserrín de eucalipto, lo

cual se debe posiblemente a la ya mencionada inferior cantidad de carbono

total en la composición de estas maderas o a la presencia de compuestos

tales como resinas que disminuyan la productividad (Gaitán, 2000)

En los tratamientos con mezclas de aserrín de eucalipto con capacho de

uchuva (5) y con hoja de plátano (2) no se observó un aumento en el

porcentaje de eficiencia biológica lo cual quiere decir que en el caso del

cultivo de Shiitake sustratos que contengan compuestos lipídicos, como el

capacho de uchuva, no estimulan positivamente la producción de hongos

como si lo hacen en el cultivo de Pleurotus ostreatus (Hernández y López,

2006). La mezcla de estos residuos agroindustriales utilizados en el estudio

tampoco aportan fuentes de carbono sencillas que pueden llegar a aumentar

la productividad de hongos en el cultivo de Shiitake como sí lo hacen

residuos agroindustriales como el bagazo de caña de azúcar (Fung, 2002).

97

PORCENTAJE DE EFICIENCIA BIOLÓGICA DE Lentinula edodes EN LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS

83,674,1

55,6 58,6 66,9

020406080

100

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

ASERRÍN DEAMARILLO

TRATAMIENTOS

EFIC

IEN

CIA

BIO

LÓG

ICA

(%)

Figura 7.26. Porcentaje promedio de eficiencia biológica de Lentinula edodes en cada tratamiento.

7.1.8. Análisis del tiempo total del cultivo de Lentinula edodes en los tratamientos analizados:

A esta variable no se le logró realizar análisis estadístico debido a que solo

poseía un dato por cada tratamiento y a nivel de estadística se necesitan

como mínimo 3 (Malagón, 2007). Para la comparación entre los tratamientos

analizados se compararon los días totales de las tres cosechas.

98

TIEMPO TOTAL DE CULTIVO DE Lentinula edodes EN LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS

65

7272

65

69

6062646668707274

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

ASERRÍN DEAMARILLO

TRATAMIENTOS

TIE

MP

O (D

ÍAS)

Figura 7.27. Tiempo promedio total de cultivo de Lentinula edodes en cada tratamiento analizado.

El tiempo total de cultivo de los tratamientos analizados muestra que el

control tiene un tiempo total de cultivo de 65 días al igual que el aserrín de

amarillo, seguido por el aserrín de eucalipto con 69 días, el tratamiento de

aserrín de eucalipto con capacho de uchuva y con hoja de plátano

presentaron una duración de 72 días. Estos resultados describen los tiempos

de producción de los hongos sin embargo es importante mencionar que esta

medida de tiempo depende de la velocidad de crecimiento y del conocimiento

del cultivador para realizar los procesos de choque térmico y recolección de

los hongos producidos. Sin embargo se destaca que el aserrín de amarillo

presenta un tiempo similar al control de aserrín de roble pero no es tan

productivo (Figura 7.26)

7.2. Análisis sensorial de los hongos cosechados de Pleurotus

ostreatus en cada uno de los sustratos evaluados:

En la prueba sensorial realizada (Figura 7.28) por catadores no entrenados

para el consumo de Lentinula edodes se determinó por medio del análisis de

CD, que tanto en los hongos en fresco como en los hongos salteados no

99

existió diferencia significativa al comparar la aceptabilidad y palatabilidad

dada al producto en todos los sustratos a la vez, indicando que las

características de sabor y textura del carpoforo no varían por la composición

de los sustratos.

Figura 7.28. Cubículo predispuesto para la realización de la prueba sensorial.

Tabla 7.4. Codificación de los tratamientos para prueba sensorial.

Código número para identificación prueba

sensorial

Shiitake proveniente del tratamiento.

956 ASERRÍN DE ROBLE389 ASERRÍN DE EUCALIPTO

575ASERRÍN DE EUCALIPTO +

CAPACHO DE UCHUVA

507ASERRÍN DE EUCALIPTO + HOJA

DE PLATÁNO828 ASERRÍN DE AMARILLO

7.2.1. Hongos en fresco

100

Al observar la prueba de CD (Anexo 5), que permite comparar la

aceptabilidad y palatabilidad del producto dependiendo del sustrato evaluado

con respecto al sustrato control, se pudo determinar que en Lentinula edodes

en fresco tuvieron mayor preferencia los hongos producidos a partir de

aserrín de eucalipto con capacho de uchuva y aserrín de amarillo, indicando

que el producto cambia su sabor de acuerdo al sustrato en el que se cultive.

Los hongos cultivados en aserrín de eucalipto con hoja de plátano no

superaron la aceptabilidad comparados a los obtenidos a partir de sustrato

control, por ende este sustrato aunque pueda ser considerado eficiente no

asegura permanencia en el mercado de acuerdo a la aceptación del

producto. Se observó igualmente que los hongos producidos a partir de

aserrín de roble y de aserrín de eucalipto no mostraron diferencias en su

aceptabilidad.

PRUEBA SENSORIAL HONGO Lentinula edodes FRESCO.

9

7

5 54

0

2

4

6

8

10

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEAMARILLO

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

TRATAMIENTOS

PERS

ON

AS

Figura 7.29. Prueba sensorial “sabor” de hongo fresco Lentinula edodes más gusta en cada tratamiento analizado.

7.2.2. Hongos salteados

101

En cuanto a las muestras de Lentinula edodes salteadas (Anexo 5), se pudo

observar que los catadores no entrenados no encontraron diferencia alguna

en la palatabilidad del producto indicando que en las muestras salteadas no

se ve afectado el sabor por el sustrato en el que haya sido cultivadas, puesto

que estas absorben el sabor del elemento con el cual se estén preparando,

como lo es en este caso la mantequilla sin sal, influenciando la degustación

del producto.

De todas maneras, cabe reconocer que como es un producto poco conocido

en el mercado colombiano los catadores no entrenados no pueden tener un

punto de comparación o de referencia y por ende la prueba sensorial solo

pudo ser realizada en cuanto a la aceptación y palatabilidad, sin evaluar

características importantes como son olor, color, presencia de defectos, las

cuales permitirían corroborar aun más la aceptación del producto para su

consumo en la sociedad colombiana.

Así mismo, los catadores no entrenados al no tener conocimiento profundo

del producto no pueden inclinarse por preferencias nutricionales y/o

alimenticias que pudieran afectar los resultados de la prueba, es decir que

estos datos reflejan a la gran mayoría de posibles consumidores de Lentinula

edodes (Shiitake) en Colombia.

102

PRUEBA SENSORIAL HONGO Lentinula edodes SALTEADO

9 98

3

1

0

2

4

6

8

10

ASERRÍN DEAMARILLO

ASERRÍN DEEUCALIPTO +CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DEEUCALIPTO +

HOJA DEPLATÁNO

ASERRÍN DEROBLE

ASERRÍN DEEUCALIPTO

TRATAMIENTOS

PERS

ON

AS(M

ás G

usta

)

Figura 7.30. Prueba sensorial “sabor” de hongo salteado Lentinula edodes más gusta en cada tratamiento analizado.

También se observa que en la figura 7.30, el aserrín de amarillo fue el que

mejor aceptabilidad en la palatabilidad tuvo, igualmente que el del aserrín de

eucalipto con capacho de uchuva, seguido por el aserrín de eucalipto con

hoja de plátano. Sin embargo los que menos aceptabilidad tuvieron fue el

aserrín de eucalipto y el aserrín de roble.

103

8. CONCLUSIONES

El mejor sustrato para el desarrollo y producción de Lentinula edodes

es el aserrín de roble ya que alcanzó un porcentaje de eficiencia

biológica de 83.6% en un periodo total de producción de 65 días y con

excelentes características organolépticas, considerándose así un

sustrato adecuado y eficiente para el cultivo de este hongo y

confirmándose como sustrato control para este tipo de estudios.

El mejor sustrato para el desarrollo y producción de Lentinula edodes,

después del roble, es el aserrín de eucalipto ya que alcanzó un

porcentaje de eficiencia biológica de 74.1% en un periodo total de

producción de 69 días y con excelentes características organolépticas,

considerándose así un sustrato adecuado y eficiente para el cultivo de

este hongo en Colombia.

El aserrín de amarillo, aunque produjo un porcentaje de eficiencia

biológica de 66,9% demoró 65,1 días para la corrida del micelio, 27,5

días de pigmentación y en consecuencia un periodo total de

producción de 65 días, lo cual indica que puede ser un sustrato

utilizable, además, la aceptación del producto en la prueba sensorial

realizada, fue considerada una de las de mayor aceptabilidad al ser

salteados.

La combinación de eucaplito con capacho de uchuva fue uno de los

tratamientos que produjo el menor porcentaje de eficiencia biológica,

obteniendo un valor de 55.6% y periodo total de producción de 72

días, lo cual hace que no se pueda recomendar como un sustrato

rentable y eficiente para el cultivo de este hongo para una producción

104

a gran escala, y respecto a la aceptabilidad del producto no asegura

un buen posicionamiento en el mercado.

La combinación de eucalipto con hoja de plátano fue un tratamiento

que produjo un porcentaje de eficiencia biológica de 55.6% y periodo

total de producción de 72 días, lo cual hace que no se pueda

recomendar como un sustrato rentable y eficiente para el cultivo de

este hongo en una producción a gran escala pero su aceptabilidad del

producto aseguraría un buen posicionamiento en el mercado.

Dentro del estudio se observó que el porcentaje de carbono total en el

sustrato influye en el tiempo de corrida del micelio, tiempo de

pigmentación, en la cantidad total de hongos producidos y en el

porcentaje de eficiencia biológica.

Se determinó que un alto porcentaje de lignina y un alto porcentaje de

carbono total mejora las condiciones de la producción del hongo, ya

que como se observa en este estudio si se suple el medio de cultivo

en una proporción mayor al 25% con residuos agroindustriales no

mejora las condiciones del cultivo, ni aumenta la producción.

Se observó que la adición de residuos agroindustriales en los

tratamientos evaluados no aumenta la productividad del cultivo de

Shiitake.

105

9. RECOMENDACIONES

Realizar análisis detallados de la composición química y estructural de

cada uno de los residuos, y así determinar la posible interferencia en

el crecimiento y desarrollo de Lentinula edodes por parte de algún

compuesto del residuo.

Desarrollar estudios en la composición química del aserrín de amarillo

para determinar el factor exacto que incrementa la aceptabilidad del

producto de Lentinula edodes.

Realizar un análisis bromatológico de la composición de los

carpóforos obtenidos a partir de cada uno de los tratamientos para

determinar si el residuo en el que se cultiva influye en su composición.

Realizar mezclas con los aserrines evaluados, con el fin de buscar la

mejor combinación de carbono total y que mejore la productividad del

cultivo del hongo Lentinula edodes.

106

10. CRONOGRAMA

Actividad Mes 1(2006)

Mes 2 (2006)

Mes 3 (2006)

Mes 4 (2006)

Mes 5 (2006)

Mes 6 (2007)

Mes 7 (2007)

Mes 8 (2007)

Presentación y

aprobación de ante

proyecto

X X

Compra de semillas. XMontaje del sitio de

incubación y

fructificación

X

Preparación del

sustrato

X

Inoculación del sustrato XIncubación X X X

Fructificación XRecolección de la

primera oleada

X X

Recolección de la

segunda oleada

X X

Recolección de la

tercera oleada

X X

Determinación de

contaminación

X X X X X X X

Análisis de resultados X X X X X X XEntrega de resultados X X X X X XUltimas revisiones del

proyecto escrito y

sustentación

X X

107

11. PRESUPUESTO

11.1. Presupuesto por parte del estudiante que desarrolla el proyecto.

Descripción del producto

Precio Cantidad a utilizar

Subtotal

RESIDUOS AGROINDUSTRIALES

ASERRÍN ROBLE 800/ Kg. 10 Kg. 8.000ASERRIN DE EUCALIPTO

150 / Kg 10 Kg. 1.500

ASERRIN DE AMARILLO

360 / Kg. 10 Kg. 3.600

CAPACHO DE UCHUVA

1000/ Kg. 10 Kg. 10.000

HOJA DE PLATÁNO 200 / Kg. 10 Kg. 2.000COMPLEMENTOS DEL SUSTRATO

SALVADO DE TRIGO 560 /Kg. 10 Kg. 5.600CARBONATO DE

CALCIO500 /Kg. 1 Kg. 500

AGUA 2041. 58/m3 (Estrato 3)

350 m3 17.900

SEMILLASLentinula edodes 9.000 2 kg. 18.000

IMPLEMENTOS DE TRABAJO

BOTAS DE CAUCHO 17.000 1 17.000TAPABOCAS 9.500 1 9.500

GORROS 4.800 2 9.600GUANTES DE LATEX 9.500 1 9.500

CINTA DE ENMASCARAR

2.200 1 2.200

PAPELERIA 80.000 VARIOS 80.000SUBTOTAL 194.900

IMPROVISTOS 10 % 19.490TOTAL 214.390

108

11.2. Presupuesto adicional, suministrado por la empresa “Biosetas Andinas”:

Descripción del producto Precio Cantidad a utilizar

Subtotal

EQUIPOSHUMIFICADOR 150.000 1 150.000

CALENTADOR DE AMBIENTE 120.000 1 120.000ESTUFA 100.000 1 100.000

TERMOHIGRÓMETRO 80.000 2 160.000BALANZA (GRAMERA) 30.000 1 30.000

AUTOCLAVE 1.475.000 1 1.475.000BASCULA 75.000 1 75.000

ANAQUELES Metalitos 34.000 3 102.000ANAQUELES (Malla y Madera) 35.000 2 70.000

OTROSDETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE

CARBONO Y NITRÓGENO TOTAL

61.000 2 122.000

MOLIDO DE RESIDUOS 50.000 1 50.000HIPOCLORITO DE SODIO 1.500 750 cm3 1.500

ALCOHOL AL 96 % 9000 750 cm3 6.750PLÁSTICO Cal.2 5.000/ 3 m2 25 m2 41.700

BOLSA DE POLIPROPILENO Cal 3

DE 1 ½ KILO (20*35)

6500 / Kg 2 13000

CAUCHOS ELASTICOS 3800 / Kg 1 3800SUBTOTAL 2.520.750

IMPROVISTOS 10% 252.075TOTAL 2.772.825

TOTAL 1 214.390TOTAL 2 2.772.825

TOTAL 2.987.215

NOTA: Todo el proyecto se realizó en las instalaciones de la empresa “Biosetas Andinas”.

109

12. BIBLIOGRAFÍA.

• AGUDELO, J. RAMÍREZ, A. 2002. [En Línea]: Robledales en

Colombia. http://www.monografias.com/trabajos11/roco/roco.shtml [

Consulta: 9 Agosto. 2006]

• ANÓNIMO, 2006. Biosetas Andinas. Comunicación personal. Bogotá

D. C.

• ANÓNIMO 2, 2006. Jardín Botánico. Asistencia de Asesoría personal.

Bogotá D. C. Octubre.

• ANÓNIMO 3. 2006. DAMA. Informes ambientales del departamento de

Cundinamarca. (Consultado Septiembre – 2006)

• ANÓNIMO 4. 2006. CENTRO DE INFORMACIÓN DE

ASOHOFRUCOL. [En Línea]: Más vida, salud y sabor. Disfruta ya de

las frutas. Uchuva

<http://frutasyhortalizas.com.co/portal/Business/product_view.php> [

Consulta: 15 Nov. 2006].

• ANÓNIMO 5. 2006. Asociación de plataneros de Anolaima –

Cundinamarca. Comunicación personal [Consulta: 15 Sep. 2006].

• ANZALDUA, A. 1994. La evaluación sensorial de los alimentos en la

teoría y la práctica. Editorial Acribia, S.A. Zaragoza, España.

• ATLAS, R. BARTHA, R. 2002. Ecología microbiana y microbiología

ambiental. Cuarta Edición. Editorial Adisson Wesley. Madrid, España.

• AZCON-BIETO, J. TALON, M. 1993. Fisiología y Bioquímica Vegetal.

Primera Edición. McGraw-Hill Interamericana. España.

• BALLARD, G. 1997. [En lineal. Emissions of Rural Wood-Burning

cooking Devices. Actualización 22 abr. 2000. Trabajo de Doctorado

hi1osophy). University of the Witwatersrand. Faculty of Engineering.

Johannesburg. <http: / /www.energv. demon.nl/ thesis/AppdxD.htm>

[Consulta: 28 nov. 2006]

110

• BERLITZ, H. D. & W. Grosch. 1992. Química de los Alimentos. 2a

edición. Ed. Acribia. Zaragoza, España.

• CABRERA T., J. CASAS, F., ROJAS, C. Y VIVEROS, S. 1998.

Alimentos en la naturaleza. Algunas plantas comestibles, silvestres

arvenses y ruderales. SEMARNAP. México, D.F.

• CARONE D, M. 1986. Micologia. Ed. Pueblo y Educación. Playa,

Ciudad de La Habana, Cuba.

• CARPENTER, R. LYON, D. HASDELL, T. 2002. Análisis sensorial en

el desarrollo y control de la calidad de alimentos. Editorial Acribia.

Zaragoza, España.

• COLCIENCIAS. 2004. [En Línea]: Una alternativa productiva y

alimenticia.La seta de la esperanza.

http://www.colciencias.gov.co/agenda/pn96.html [Consulta: 26 Sep.

2006]

• CRISAN, E. y. Sands, 1978. Valor nutricional, en The Biology of Edible

Mushrooms. Ed. por Chang y W. A. Hayes, Acadeniic Press. New York

& Londres. 137-165

• CURVETTO, N. 2004. Biotecnología en hongos superiores. Parte I.

Revista AgroUNS. No. 2. Año I: 12-15

• CHANG, S. T. & W. A. Hayes. 1978. The Biology and Cultivation of

Edible Mushrooms. Academic Press. New York & Londres.

• CHEN, A. W. Stamets. 2000. Shiitake cultivation systems. Science and

Cultivation of Edible Fungi. Ed. Van Griensven. Balkema, Rotterdam.

• CHIHARA, G. 1993. Aspectos medico del lentinan aislado del Lentinus

edodes (Berk). Singer, en Mushroom Biology, concise Basics and

current developments. Primera edición. ed. por P. G. Miles & S. T.

Chang. World Scientific. Singapore. 114-116

111

• DANIEL, W. 2002. Bioestadística: Base para el análisis de las ciencias

de la salud. Cuarta Edición. Editorial Limusa. México

• DANIEL, W. 1981. Estadística con aplicaciones a las ciencias sociales

y a la educación. Capitulo 6. Editorial McGraw Hill. México

• DEACON, J. W. 1984. Introducción a la Micología Moderna, 2 Edición.

Ed. Blackwell Scientific Pubblications. Oxford.

• ESCOBAR, J. 2002. [En Línea]: Programa especial de Seguridad

Alimentaría en coordinación INTECAP-FAO-PESA. Cooperación

Española. Jovotan.

• FENNEMA, O. 2000. Química de los alimentos. 2da Edición. Editorial

Acribia S.A. Zaragoza, España.

• FERNANDEZ, F. 2004. Guía Práctica de producción de Setas.

Fungitec Asesorías. Guadalajara, Jalisco. México.

• FUNG. Y. 2002. Evaluación del crecimiento y producción de Lentinula

edodes. Berk. Pegler (SHIITAKE) sobre diferentes sustratos a base de

residuos agroindustriales colombianos. Microbiólogo Industrial.

Pontificia Universidad Javeriana. Facultad de Ciencias. Departamento

Microbiología. Bogotá D. C

• GAITÁN, R. 2000. Obtención de Carpóforos de Lentinula y Pleurotus

en residuos de la madera de pino y bagazo de la caña de azúcar.

Instituto de Ecología. México.

• GARCIA, M. 2003. Cultivo de setas y trufas. Cuarta Edición. Ediciones

Mundi- Prensa. Madrid. España.

• GARCIA, M. ROLLAN, M. 1991. Cultivo de setas y trufas. Editorial

Mundi-Prensa. Madrid. España.

• GIBBONS y Chakraborti. 1992. Pruebas estadísticas no paramétricas.

Programas. Pág. 323)

• GRANADOS, S. C. 2004. Orellana Sajor. Manual cultivo de setas

comestibles tropicales. Armenia. Colombia.

112

• GUZMÁN. G. 1980. [En Línea]: Un gran desconocido: el hongo.

México desconocido No. 48. Noviembre 1980.

http://www.mexicodesconocido.com.mx/espanol/naturaleza/flora/detall

e.cfm?idpag=3458&idsec=10&idsub=31 [Consulta: 6 Sep. 2006]

• GUZMÁN G. MATA G. 1993. - El cultivo de los hongos comestibles,

con especial atención a especies tropicales y subtropicales en

esquilmos y residuos agro-industriales". Instituto Politécnico Nacional.

México.

• HERNÁNDEZ, R, Y LÓPEZ, C. 2006. EVALUACIÓN DEL

CRECIMIENTO Y PRODUCCIÓN DE Pleurotus ostreatus SOBRE

DIFERENTES RESIDUOS AGROINDUSTRIALES DEL

DEPARTAMENTO DE CUNDINAMARCA. Microbiología Industrial.

Pontificia Universidad Javeriana. Facultad de Ciencias. Departamento

Microbiología. Bogotá D. C

• HERRERA, T. ULLOA, M. 1990. El reino de los hongos. Micología

básica y aplicada. UNAM y FCE. México. 552 p.

• HAMI, H. 1990. Cultivation of Oyster Mushroom. (Pleurotus spp.) on

sawdust of different woods. M.Sc. Thesis. Deparment of Plant

Pathology, University of Agriculture. Faisalabad, Pakistán.

• HIEBER, C., 2000, Comportamiento de 10 especies de Eucaliptus en

diferentes condiciones de sitio, San Lorenzo, Paraguay, Facultad de

Ciencias Agrarias, 85 pág.

• HURTADO, H. 2006. [Comunicación personal] Administrador

agropecuario de las plantaciones de la Escuela de Tecnologías de La

Universidad Católica de Colombia. Kilómetro 21 Vía Carrera 7. La

Caro. Chía, Cundinamarca. Colombia [Consulta: 30 Nov. 2006]

• IRIARTE, C. 2003. Estudio de la producción y secreción de enzimas

celulolíticas en micelios rápidos y lentos de P. ostreatus. Ingeniero

Técnico Agrícola (Hortofruticultura y Jardinería). Universidad Pública

de Navarra.

113

• ISHIKAWA, H. 1967. Physiological and ecological studies on Lentinus

edodes (Berk.) Sing. 1. Agric. Lab. 8, 1-57.

• KIRK, T. FARRELL, R. 1987. Enzymatic “combustion”: the microbial

degradation of lignin. Annual Review of Microbiology. Vol 41:465-505.

• KENDRICK, T. 1985. The fifth Kingdom. en Mushroom Biology,

concise Basics and current developments. Primera edición. ed. por P.

G. Miles & S. T. Chang. World Scientific. Singapore. 1-7

• KONEMAN, E. 1997. Micología: práctica. Tercera Edición. Medica

Panamericana. Buenos Aires, Argentina.

• KUES, U. LIU, Y. 2000. Fructing body production in Basidiomycetes.

Applied Microbiology and Biotechnology. Vol. 54: 141 – 152

• LEE, E. 1996. Shiitake and Maitake Mushroom in Connecticut.

Mushroom News. Feb: 6-11.

• LEVEAU, J.Y. BOUIX, M. 2000. Microbiología Industrial. Editorial

Acribia S. A. Zaragoza, España.

• MADIGAN, M.T. MARTINKO, J.M. PARKER, J. 1997. Brock Biology of

microorganisms. 8th Edition. Editorial Prentice Hall. New Yersey, U.S.A

• MAILER, R. 2000. Enviromental Microbiology. Editorial Academic. San

Diego, California.

• MALAGÓN, A. 2007. [Comunicación personal]. Asesoría en

aplicaciones estadísticas a los trabajos de grado. Facultad de

Matematicas. Universidad Nacional. [Consulta: 15-22 mar. 2007]

• MATA, G. & R. Pérez, 2000. Inducción de la producción de la casa en

cepas del hongo comestible Lentinula edodes. Instituto de Ecología.

México.

• MILES, P. G. & S. C. Jong, 1987. Commercial cultivation and Shiitake

in sawdust-fill bags. Pág. 421-426

• MILES, P. G. & S. T. Chang, 1987. Mushroom cultivation in a rural

community in Hebei Province. Mushroom Journal for the tropics 7:

107-112

114

• MILES, P. CHANG, S. 1997. Mushroom biology, Concice Basics and

current development. Primera Edición. Ed. World cientific. Singapore.

• MONTGOMERY, Douglas C. 2004. Diseño y análisis de

Experimentos. Segunda Edición,. Universidad Estatal de Arizona.

Editorial Limusa. Wiley. Página 102

• MOORE, E. 1996. Fundamental of the Fungi. 4th Edition. Prentice-Hall.

New Yersey, U.S.A

• NAVARRO, J. M. 2005. [En Línea]: Hongos En Aragón.

http://www.aragonesasi.com/natural/hongos/ [Consulta: 17 sep. 2006]

• OEI, P. 2003. Mushroom cultivation. Tercera edición. Backhuys

Publishers. Leiden Holanda.

• ORTIZ, P. 1998. Manual de distribución de maderas en Colombia. Ed.

Jardín Botánico. Bogotá D. C. 852 pág.

• PIRE, D.V. 2001. [En Línea]: Las asombrosas setas. Mayo 15.

Argentina.

http://agronet.com.mx/cgi/articles.cgi?Action=Viewhistory&Article=1&T

ype=A&Datemin=2001-05-01%2000:00:00&Datemax=2001-05-

31%2023:59:59 [Consulta: 15 sep. 2006]

• POTTER, N. H. HOTCHKISS, J. H. 1995. Ciencia de los alimentos.

Editorial Acribia S.A. Zaragoza, España.

• QUIMIO, T. H. 1990. Technical guidelines for mushroom growing in

the tropics. FAO.

• RINKER. D. L. 1991. The influence of heat treatment, genotype and

other cultural practices on the production of Shiitake mushrooms on

sawdust. Science and Cultivation of Edible Fungi. Balkema,

Rotterdam.

• ROMERO, J. RODRIGUEZ, M. PÉREZ, R. 2000. Pleurotus ostreatus.

Importancia y tecnología de cultivo. Universidad de Cienfuegos

“Carlos Rafael Rodríguez”, Cuatro caminos, Ciudad. De Cienfuegos

115

• ROSSELLI, P. BETANCUR, J. FERNÁNDEZ, L. 1997. Diversidad

florística en dos bosques subandinos del sur de Colombia. Caldaria

Vol 19. No.1-2: 205- 2034

• ROYSE, D. BAHLER C. 1986. Effects of genotype, spawn run time,

and substrate formulation on biological efficiency of Shiitake. Applied

and Enviromental Microbiology. December. 52 (6), p 1425-1427.

• SALDARRIAGA, Y. 2001. Manual de micología aplicada. Primera

edición. Universidad de Antioquia

• SANTAMARIA, M. 2005. Manual de especies de Aniba sp. y plantas

de uso culinario. Primera edición. Lima- Perú. 495 pág.

• SOLANO, C. ROA, C. 2005. El Roble, ¿Veda o no veda?. Documento

de apoyo. Fundación Natura. Colombia.

• SOLOMON, E.P. BERG, L. R. MARTIN, D. W. VILLEE, C. 1996.

Biología de Villee. Tercera Edición. Ed. Interamericana McGRaw-Hill.

México, D.F.

• STAMETS, P. 2000. Growing gourmet and medicinal mushrooms.

Third Edition. Ten Speed Press. Berkeley, Toronto.

• STAMETS, P. 2003. Mycomedicinal: an information booklet on

medicinal mushroom. Editorial Olympia.

• SUÁREZ, C. 2007. [Comunicación personal]. Asistente de producción.

Bisetas Andinas. Marzo de 2007

• TING, H. G. 1994. New technology on high speed and high yield

cultivation of shiitake. Ed. Golden Shield Press. Beijing, China.

• TORRES, M. G. 2003. Potencial de la microbiota nativa comestible y

medicinal en el municipio de Quibdo. Investigadora asociada.

Universidad Tecnológica del Chocó.

• WAINWRIGHT, M. 1995. Introducción a la biotecnología de los

hongos. Editorial acribia s.a. zaragoza, España.

116

• ZANOTTI-CAVAZZONI, J. C. 2000. Screening de hongos comestibles

que crecen en paraguay. Facultad de Ciencias Química, Universidad

Nacional de Asunción. Revista de Ciencia y Tecnología. Paraguay.

Vol. 1 No. 2.

ANEXO 1.

ACUERDO 29 DE 1976- INDERENA

117

Artículo 2o. en concordancia con el 1o. y 3o.

"Por el cual se regula el aprovechamiento forestal de algunas especies maderables."La Junta Directiva de Instituto de Desarrollo de los Recursos Naturales Renovablesy del Ambiente, INDERENA en uso de facultades legales y estatutarias, y en especial de las conferidas por el ordinal 3º del artículo 38 del Decreto 133 de 1976, y,

CONSIDERANDO:

Que algunas especies forestales están sometidas a una fuerte demanda de exportación que acelera el agotamiento de las mismas;Que con el fin de emplear mayor mano de obra en los procesos de aprovechamiento, transformación y comercialización forestal, es necesario estimular el establecimiento de industrias en las áreas boscosas o en las zona de influencia que permitan un mayor proceso de transformación y mejoramiento socio-econcómico de las respectivas regiones;Que según lo literales b) y h) del artículo 45 del citado Decreto Ley No. 2811 de 1974, deberá matenerse en reserva de recursos acorde con las necesidades del país para lo cual podrá racionarse temporalmente el consumo interno, la salida del país y se velará para que los recursos naturales renovables se exploten en forma eficiente, compatible con su conservación y acorde con intereses colectivos,

ACUERDA:

Artículo 1: A partir de la vigencia de este Acuerdo, se regula el aprovechamiento forestal de las siguientes especies maderables, en los términos que más adelante se señalan:Ceiba tolúa o colorada (Bambacopsis quinatum)Pardillo, moho o laurel (Cordia alliodora)Cedro (Cedrela sp.)Caoba (Swietenia macropphylla)Amarillo (Aniba sp; Nectandra acutifolia)Achapo (Cdrelinga catenaeformis)Ceiba blanca o amarilla (Hura crépitans)Carreto (Aspidosperma sp.)Vara de piedra (Casearia nítida)Ebano (Caesalpinia ebano)Acobo, Guayacán, Garza (Tabebuia sp.)Guayacán (Guaiacum officinales)

Artículo 2: De las especies a que se refiere el artículo anterior, el INDERENA se abstendrá de otorgar concesiones, permisos o autorizaciones con fines de exportación de productos forestales de primer grado de transformación.El INDERENA permitirá el aprovechamiento de tales especies de exportación únicamente para productos de segundo grado de transformación.

118

Artículo 3: Denomínase primer grado de transformación "El proceso por el cual se obtiene madera simplemente escuadrada como tabla, tablón, bloque, banco, etc.".Llámase producto de segundo grado de transformación aquel que se obtiene "de un proceso de elaboración o acabado industrial con u valor agregado" como puertas talladas, muebles, mesas, ventanas, parkets, molduras, etc.

Artículo 4: El Gerente General del INDERENA queda facultado para llenar los vacíos, interpretar y reglamentar las disposiciones del presente Acuerdo, dentro de las normas legales existentes.

Artículo 5: Este Acuerdo rige a partir de su publicación, en el Diario Oficial.

Dado en Bogotá, D.E., a los 2 días del mes de septiembre de 1973.

ANEXO 2

119

RESUMEN DE LA PRODUCCIÓN DE Lentinula edodes EN CADA UNO DE LOS TRATAMIENTOS EVALUADOS

VARIABLE ANALIZADA

TRATAMIENTOCONTROL

TRATAMIENTO1

TRATAMIENTO2

TRATAMIENTO3

TRATAMIENTO4

ASERRÍN DE ROBLE

ASERRÍN DE EUCALIPTO

ASERRÍN DE EUCALIPTO + CAPACHO DE

UCHUVA

ASERRÍN DE EUCALIPTO +

HOJA DE PLATÁNO

ASERRÍN DE AMARILLO

Tiempo total de cultivo (Días) 65 69 72 72 65

Pigmentación(Días) 19.3 20.4 25.2 27.2 27.5

Corrida del micelio (Días) 52.8 57.1 60.5 61.4 65.1

No. de hongos producidos 11 9.1 8.6 8 8.9

Diámetro cárpoforos (cm) 7.1 6.7 5.6 5.6 6.8

Peso fresco (g) 209.1 185.3 139 146.5 167.3

Eficiencia biológica % 83.6 74.1 55.6 58.6 66.9

Los valores reportados son el promedio de las diez bolsas cultivadas en cada

tratamiento.

ANEXO 3

ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LAS VARIABLES DEL ESTUDIO.

120

PRUEBAS DE NORMALIDAD

Para probar la Hipótesis. Ho: Los datos provienen de una distribución normal H1: Los datos no provienen de una distribución normal

Se realizaron las pruebas de Ryan- Joiner, la cual es similar a la prueba de Shapiro-Wilks. Y se utilizó la prueba de Kolmogorov-Smirnov.

Se obtuvo los siguientes resultados:

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DÍAS DE CORRIDO DE MICELIO

dias_micelio

Perc

ent

7065605550

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

>0,100

59,38StDev 4,398N 50RJ 0,992P-Value

Probability Plot of dias_micelioNormal

*Prueba Ryan- Joiner

121

dias_micelio

Perc

ent

7065605550

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

>0,150

59,38StDev 4,398N 50KS 0,066P-Value

Probability Plot of dias_micelioNormal

*Prueba de Kolmogorov-Smirnov

64605652

Median

Mean

61,060,560,059,559,058,558,0

A nderson-Darling Normality Test

V ariance 19,342Skewness -0,285438Kurtosis -0,799483N 50

Minimum 50,000

A -Squared

1st Q uartile 56,000Median 60,0003rd Q uartile 63,000Maximum 66,000

95% C onfidence Interv al for Mean

58,130

0,58

60,630

95% C onfidence Interv al for Median

58,000 61,000

95% C onfidence Interv al for StDev

3,674 5,481

P-V alue 0,122

Mean 59,380StDev 4,398

95% Confidence Intervals

Summary for dias_micelio

*Prueba de Anderson-Darling Normalita Test.

Tanto la prueba de Ryan-Joiner como la de Kolmogorov-Smirnov dan un p-valor > 0.05, quiere decir que a un nivel de significancia de 5%, no hay evidencia estadística para rechazar la hipótesis de que los datos provienen de una distribución normal. La prueba Anderson-Darling Normalita Test confirmó la respuesta anterior con los demás métodos.

122

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DÍAS DE PIGMENTACION DEL MICELIO

dias_pigmentacion

Perc

ent

32,530,027,525,022,520,017,515,0

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

<0,010

23,92StDev 3,545N 50KS 0,155P-Value

Probability Plot of dias_pigmentacionNormal

*Prueba Ryan- Joiner

*Prueba de

Kolmogorov-Smirnov

123

dias_pigmentacion

Perc

ent

32,530,027,525,022,520,017,515,0

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

<0,010

23,92StDev 3,545N 50RJ 0,953P-Value

Probability Plot of dias_pigmentacionNormal

282624222018

Median

Mean

27262524232221

A nderson-Darling Normality Test

V ariance 12,565Skewness -0,28648Kurtosis -1,64749N 50

Minimum 18,000

A -Squared

1st Q uartile 20,000Median 25,0003rd Q uartile 27,000Maximum 28,000

95% C onfidence Interv al for Mean

22,913

3,14

24,927

95% C onfidence Interv al for Median

21,000 27,000

95% C onfidence Interv al for StDev

2,961 4,417

P-V alue < 0,005

Mean 23,920StDev 3,545

95% Confidence Intervals

Summary for dias_pigmentacion

*Prueba de Anderson-Darling Normalita Test.

El valor del p-valor en la prueba de Ryan-Joiner y en la de Kolmogorov-Smirnov es menor que 0.05, quiere decir que a un nivel de significancia de 5%, se rechaza la hipótesis de que los datos provienen de una distribución normal. La prueba Anderson-Darling Normalita Test confirmó la respuesta anterior con los demás métodos.

124

ANÁLISIS DE LA VARIABLE PORCENTAJE DE EFICIENCIA BIOLÓGICA.

% efec_biol

Perc

ent

100908070605040

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

0,034

67,78StDev 10,80N 50RJ 0,972P-Value

Probability Plot of % efec_biolNormal

*Prueba Ryan- Joiner

% efec_biol

Perc

ent

100908070605040

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

<0,010

67,78StDev 10,80N 50KS 0,154P-Value

Probability Plot of % efec_biolNormal

*Prueba de Kolmogorov-Smirnov

125

8880726456

Median

Mean

72706866646260

A nderson-Darling Normality Test

V ariance 116,559Skewness 0,38169Kurtosis -1,04924N 50

Minimum 51,200

A -Squared

1st Q uartile 58,600Median 66,0003rd Q uartile 75,500Maximum 88,000

95% C onfidence Interv al for Mean

64,708

1,10

70,844

95% C onfidence Interv al for Median

59,869 72,000

95% C onfidence Interv al for StDev

9,018 13,454

P-V alue 0,006

Mean 67,776StDev 10,796

95% Confidence Intervals

Summary for % efec_biol

*Prueba de Anderson-Darling Normalita Test.

El valor del p-valor en la prueba de Ryan-Joiner y en la de Kolmogorov-Smirnov es menor que 0.05, quiere decir que a un nivel de significancia de 5%, se rechaza la hipótesis de que los datos provienen de una distribución normal. La prueba Anderson-Darling Normalita Test confirmó la respuesta anterior con los demás métodos.

126

ANÁLISIS DE LA VARIABLE PESO FRESCO.

peso_fresco

Perc

ent

240220200180160140120100

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

0,034

169,4StDev 26,99N 50RJ 0,972P-Value

Probability Plot of peso_frescoNormal

*Prueba Ryan- Joiner

peso_fresco

Perc

ent

240220200180160140120100

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

<0,010

169,4StDev 26,99N 50KS 0,154P-Value

Probability Plot of peso_frescoNormal

127

*Prueba de Kolmogorov-Smirnov

220200180160140

Median

Mean

180175170165160155150

A nderson-Darling Normality Test

V ariance 728,50Skewness 0,38169Kurtosis -1,04924N 50

Minimum 128,00

A -Squared

1st Q uartile 146,50Median 165,003rd Q uartile 188,75Maximum 220,00

95% C onfidence Interv al for Mean

161,77

1,10

177,11

95% C onfidence Interv al for Median

149,67 180,00

95% C onfidence Interv al for StDev

22,55 33,63

P-V alue 0,006

Mean 169,44StDev 26,99

95% Confidence Intervals

Summary for peso_fresco

*Prueba de Anderson-Darling Normalita Test.

El valor del p-valor en la prueba de Ryan-Joiner y en la de Kolmogorov-Smirnov es menor que 0.05, quiere decir que a un nivel de significancia de 5%, se rechaza la hipótesis de que los datos provienen de una distribución normal. La prueba Anderson-Darling Normalita Test confirmó la respuesta anterior con los demás métodos.

128

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DIÁMETRO DE LOS CARPÓFOROS.

diam_carpoforos

Perc

ent

8,58,07,57,06,56,05,55,04,5

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

>0,150

6,367StDev 0,7688N 50KS 0,069P-Value

Probability Plot of diam_carpoforosNormal

*Prueba Ryan- Joiner

129

diam_carpoforos

Perc

ent

8,58,07,57,06,56,05,55,04,5

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

>0,100

6,367StDev 0,7688N 50RJ 0,996P-Value

Probability Plot of diam_carpoforosNormal

*Prueba de Kolmogorov-Smirnov

8,07,26,45,64,8

Median

Mean

6,86,66,46,26,0

A nderson-Darling Normality Test

V ariance 0,5910Skewness 0,028771Kurtosis -0,232233N 50

Minimum 4,6000

A -Squared

1st Q uartile 5,7889Median 6,43253rd Q uartile 6,8937Maximum 8,1167

95% C onfidence Interv al for Mean

6,1486

0,21

6,5855

95% C onfidence Interv al for Median

6,0096 6,7369

95% C onfidence Interv al for StDev

0,6422 0,9580

P-V alue 0,846

Mean 6,3670StDev 0,7688

95% Confidence Intervals

Summary for diam_carpoforos

*Prueba de Anderson-Darling Normalita Test.

Tanto la prueba de Ryan-Joiner como la de Kolmogorov-Smirnov dan un p-valor > 0.05, quiere decir que a un nivel de significancia de 5%, no hay evidencia estadística para

130

rechazar la hipótesis de que los datos provienen de una distribución normal. La prueba Anderson-Darling Normalita Test confirmó la respuesta anterior con los demás métodos.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE CANTIDAD TOTAL DE HONGOS.

total_hongos

Perc

ent

141312111098765

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

>0,100

9,12StDev 1,710N 50RJ 0,999P-Value

Probability Plot of total_hongosNormal

*Prueba Ryan- Joiner

131

total_hongos

Perc

ent

141312111098765

99

95

90

80

70

60504030

20

10

5

1

Mean

>0,150

9,12StDev 1,710N 50KS 0,074P-Value

Probability Plot of total_hongosNormal

*Prueba de Kolmogorov-Smirnov

13121110987

Median

Mean

10,09,59,08,58,0

A nderson-Darling Normality Test

V ariance 2,9241Skewness 0,290521Kurtosis -0,886625N 50

Minimum 7,0000

A -Squared

1st Q uartile 7,0000Median 9,00003rd Q uartile 10,0000Maximum 13,0000

95% C onfidence Interv al for Mean

8,6340

1,40

9,6060

95% C onfidence Interv al for Median

8,0000 10,0000

95% C onfidence Interv al for StDev

1,4284 2,1309

P-V alue < 0,005

Mean 9,1200StDev 1,7100

95% Confidence Intervals

Summary for total_hongos

*Prueba de Anderson-Darling Normalita Test.

132

Tanto la prueba de Ryan-Joiner como la de Kolmogorov-Smirnov dan un p-valor > 0.05, quiere decir que a un nivel de significancia de 5%, no hay evidencia estadística para rechazar la hipótesis de que los datos provienen de una distribución normal. La prueba Anderson-Darling Normalita Test confirmó la respuesta anterior con los demás métodos.

2. COMPARACIÓN DE LAS MEDIAS DE LOS TRATAMIENTOS.

Para probar la hipótesis:

H0: Las medias de los tratamientos son todas iguales

H1: Las medias de los tratamientos no son todas iguales

Se realizó la prueba de Kruskal Wallis para las variables que no cumplen el supuesto de normalidad. La salida de MINITAB se presenta a continuación:

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DÍAS DE PIGMENTACION DEL MICELIO

Kruskal-Wallis Test: días_pigmentacion versus tratamiento.

Kruskal-Wallis Test on dias_pigmentacion

tratamiento N Median Ave Rank Z1 10 19,00 7,2 -4,452 10 20,00 13,9 -2,833 10 25,00 26,4 0,214 10 27,00 38,7 3,195 10 28,00 41,5 3,88Overall 50 25,5

H = 42,45 DF = 4 P = 0,000

133

H = 43,44 DF = 4 P = 0,000 (adjusted for ties)

Para la variable días _ pigmentación se compara el valor de H=43.44 con ( ) ( ) 49,92

4,05.02

1, ==− χχ α k (donde k=5 es el número de tratamientos) como el

valor del estadístico H > ( )2

1, −kαχ , se rechaza la hipótesis de que las medias de los tratamientos son todas iguales.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE PESO FRESCO.

Kruskal-Wallis Test: peso_fresco versus tratamiento

Kruskal-Wallis Test on peso_fresco

tratamiento N Median Ave Rank Z1 10 213,0 44,8 4,672 10 186,0 35,3 2,383 10 139,5 7,6 -4,354 10 147,0 13,5 -2,925 10 167,5 26,5 0,23Overall 50 25,5

H = 44,00 DF = 4 P = 0,000H = 44,10 DF = 4 P = 0,000 (adjusted for ties)

Para la variable peso_fresco se compara el valor de H=44.10 con ( ) ( ) 49,92

4,05.02

1, ==− χχ α k como el valor del estadístico H > ( )2

1, −kαχ , se rechaza la hipótesis de que las medias de los tratamientos son todas iguales

ANÁLISIS DE LA VARIABLE PORCENTAJE DE EFICIENCIA BIOLÓGICA.

Kruskal-Wallis Test: % efec_biol versus tratamiento

Kruskal-Wallis Test on % efec_biol

tratamiento N Median Ave Rank Z1 10 85,20 44,8 4,672 10 74,40 35,3 2,383 10 55,80 7,6 -4,354 10 58,80 13,5 -2,925 10 67,00 26,5 0,23Overall 50 25,5

H = 44,00 DF = 4 P = 0,000H = 44,10 DF = 4 P = 0,000 (adjusted for ties)

Para la variable % efec_biol se compara el valor de H=44,10 con ( ) ( ) 49,92

4,05.02

1, ==− χχ α k como el valor del estadístico H > ( )2

1, −kαχ , se rechaza la hipótesis de que las medias de los tratamientos son todas iguales.

134

NOTA: Para las variables que si cumplieron el supuesto de normalidad se realizó también la prueba de Kruskal-Wallis

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DÍAS DE CORRIDO DE MICELIO

Kruskal-Wallis Test: dias_micelio versus tratamiento

Kruskal-Wallis Test on dias_micelio

tratamiento N Median Ave Rank Z1 10 52,50 5,6 -4,832 10 57,00 15,5 -2,433 10 60,00 28,9 0,824 10 61,00 32,5 1,695 10 65,00 45,1 4,74Overall 50 25,5

H = 44,14 DF = 4 P = 0,000H = 44,54 DF = 4 P = 0,000 (adjusted for ties)

Para la variable dias_micelio se compara el valor de H=44,54 con ( ) ( ) 49,92

4,05.02

1, ==− χχ α k como el valor del estadístico H > ( )2

1, −kαχ , se rechaza la hipótesis de que las medias de los tratamientos son todas iguales.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DIÁMETRO DE LOS CARPÓFOROS.

Kruskal-Wallis Test: diam_carpoforos versus tratamiento

Kruskal-Wallis Test on diam_carpoforos

tratamiento N Median Ave Rank Z1 10 7,005 39,9 3,492 10 6,621 31,6 1,473 10 5,615 10,4 -3,674 10 5,767 10,8 -3,585 10 6,848 35,0 2,29Overall 50 25,5

H = 36,72 DF = 4 P = 0,000H = 36,73 DF = 4 P = 0,000 (adjusted for ties)

Para la variable diam_carpoforos se compara el valor de H=36.73 con ( ) ( ) 49,92

4,05.02

1, ==− χχ α k como el valor del estadístico H > ( )2

1, −kαχ , se rechaza la hipótesis de que las medias de los tratamientos son todas iguales.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE CANTIDAD TOTAL DE HONGOS.

135

Kruskal-Wallis Test: total_hongos versus tratamiento

Kruskal-Wallis Test on total_hongos

tratamiento N Median Ave Rank Z1 10 11,000 40,4 3,602 10 9,500 25,9 0,083 10 9,000 21,5 -0,984 10 8,000 16,1 -2,285 10 8,500 23,8 -0,42Overall 50 25,5

H = 15,46 DF = 4 P = 0,004H = 16,05 DF = 4 P = 0,003 (adjusted for ties)

Para la variable total_hongos se compara el valor de H=36.73 con ( ) ( ) 49,92

4,05.02

1, ==− χχ α k como el valor del estadístico H > ( )2

1, −kαχ , se rechaza la hipótesis de que las medias de los tratamientos son todas iguales.

3. COMPARACIÓN DE LAS MEDIAS DE LOS TRATAMIENTOS CON UN CONTROL

Un procedimiento para comparar tratamientos con un control, ha sido desarrollado por Dunnett. Suponiendo que el tratamiento a es el control y se quiere probar la hipótesis

1,...,2,1:0 −=== aiparavsH aiai µµµµ

El procedimiento de Dunnett es una modificación de la prueba t común. Para cada hipótesis se calculan las diferencias observadas en las medias muéstrales

1,...2,1.. −=− aiyy ai

La hipótesis nula se rechaza utilizando un índice α de error tipo I si

( )

+−>−

aiEai nn

MSfadyy 11,1.. α

136

Donde f son los grados de libertad del error y ( )fad ,1−α se toma de una tabla de valores críticos para la prueba Dunnett.*

*Tomado de: MONTGOMERY, Douglas C. 2004. Diseño y análisis de Experimentos. Segunda Edición,. Universidad Estatal de Arizona. Editorial Limusa. Wiley. Página 102

Para las variables que cumplen el supuesto de Normalidad, se verificó que cumplieran también el supuesto de Homogeneidad de varianzas (Ho: la varianza de los k tratamientos es iguales), para ello se utilizó el estadístico de Levene. Al cumplir estos dos supuestos se aplicó la prueba de Dunnett para comparar los tratamientos contra el control. Las salidas de SPSS se presentan a continuación:

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DÍAS DE CORRIDO DE MICELIO

El valor de significancia del estadístico de Levene es 0.305>0.05 lo que indica que no hay evidencia estadística para rechazar la hipótesis de igualdad de varianza.

Prueba de homogeneidad de varianzas

D_MICELI Estadístico de

Levene gl1 gl2 Sig.1,247 4 45 ,305

ANOVA

D_MICELI

Suma de

cuadrados glMedia

cuadrática F Sig.Inter-grupos 865,480 4 216,370 118,307 ,000Intra-grupos 82,300 45 1,829 Total 947,780 49

137

Comparaciones múltiples

Variable dependiente: D_MICELI t de Dunnett (bilateral)

(I) TRATAMIE

(J) TRATAMIE

Diferencia de medias

(I-J)

Error típico

Sig.

Intervalo de confianza al 95%

Límite inferior

Límite superior

trat_1 control 4,3000(*) ,60480 ,000 2,7691 5,8309trat_2 control 7,7000(*) ,60480 ,000 6,1691 9,2309trat_3 control 8,6000(*) ,60480 ,000 7,0691 10,1309trat_4 control 12,3000(*) ,60480 ,000 10,7691 13,8309

* La diferencia entre las medias es significativa al nivel .05.** Las pruebas t de Dunnett tratan un grupo como control y lo comparan con todos los demás grupos.

Se observa en la tabla la comparación de cada uno de los tratamientos contra el control. La diferencia entre las medias del control con cada uno de los tratamientos es significativa. Esto se comprueba también por el intervalo de confianza del 95% para cada diferencia, el cual no contiene el cero en ninguno de los 4 tratamientos vs control, es decir los grupos difieren.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DIÁMETRO DE LOS CARPÓFOROS.

El valor de significancia del estadístico de Levene es 0.168>0.05 lo que indica que no hay evidencia estadística para rechazar la hipótesis de igualdad de varianza.

Prueba de homogeneidad de varianzas

DIAM_CAR Estadístico de

Levene gl1 gl2 Sig.1,694 4 45 ,168

ANOVA

DIAM_CAR

Suma de

cuadrados glMedia

cuadrática F Sig.Inter-grupos 20,239 4 5,060 26,109 ,000Intra-grupos 8,721 45 ,194 Total 28,960 49

Comparaciones múltiples

Variable dependiente: DIAM_CAR t de Dunnett (bilateral)

138

(I) TRATAMIE

(J) TRATAMIE

Diferencia de medias

(I-J)

Error típico

Sig.

Intervalo de confianza al 95%

Límite inferior

Límite superior

trat_1 control -,4830 ,19687 ,060 -,9814 ,0153trat_2 control -1,5177(*) ,19687 ,000 -2,0160 -1,0193trat_3 control -1,5542(*) ,19687 ,000 -2,0525 -1,0558trat_4 control -,3512 ,19687 ,237 -,8496 ,1471

* La diferencia entre las medias es significativa al nivel .05.** Las pruebas t de Dunnett tratan un grupo como control y lo comparan con todos los demás grupos.

Se observa en la tabla la comparación de cada uno de los tratamientos contra el control. La diferencia entre las medias del control con los tratamientos 2 y 3 es significativa. Esto se compraba también por el intervalo de confianza del 95% para cada diferencia, el cual no contiene el cero los tratamientos 2 y 3, es decir estos grupos difieren.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE CANTIDAD TOTAL DE HONGOS.

El valor de significancia del estadístico de Levene es 0.271>0.05 lo que indica que no hay evidencia estadística para rechazar la hipótesis de igualdad de varianza

Prueba de homogeneidad de varianzas

TOT_HONG Estadístico de

Levene gl1 gl2 Sig.1,337 4 45 ,271

ANOVA

TOT_HONG

Suma de

cuadrados glMedia

cuadrática F Sig.Inter-grupos 51,080 4 12,770 6,233 ,000Intra-grupos 92,200 45 2,049 Total 143,280 49

Comparaciones múltiples

139

Variable dependiente: TOT_HONG t de Dunnett (bilateral)

(I) TRATAMIE

(J) TRATAMIE

Diferencia de medias

(I-J)

Error típico

Sig.

Intervalo de confianza al 95%

Límite inferior

Límite superior

trat_1 control -1,9000(*) ,64014 ,017 -3,5204 -,2796trat_2 control -2,4000(*) ,64014 ,002 -4,0204 -,7796trat_3 control -3,0000(*) ,64014 ,000 -4,6204 -1,3796trat_4 control -2,1000(*) ,64014 ,007 -3,7204 -,4796

* La diferencia entre las medias es significativa al nivel .05.** Las pruebas t de Dunnett tratan un grupo como control y lo comparan con todos los demás grupos.

Se observa en la tabla la comparación de cada uno de los tratamientos contra el control. La diferencia entre las medias del control con cada uno de los tratamientos es significativa. Esto se comprueba también por el intervalo de confianza del 95% para cada diferencia, el cual no contiene el cero en ninguno de los 4 tratamientos vs. control, es decir los grupos difieren.

4. PRUEBA CD PARA LA COMPARACIÓN DE TRATAMIENTOS CON EL CONTROL.

Si Tratamiento control = 1θ Tratamiento 1 = 2θ Tratamiento 2 = 3θ Tratamiento 3 = 4θ Tratamiento 4 = 5θ

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DÍAS DE CORRIDO DE MICELIO

• De los datos para la variable “Días de Corrida de Micelio”

Se está interesado en probar:

0 1 2 3 4 5 1 2 1 3 1 4 1 5 1: : , , ,H vs Hθ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ= = = = ≥ ≥ ≥ ≥

Donde mínimo una de las desigualdades es estricta

1 2 3 4 5 10 5n n n n n k= = = = = =

T = 52.5

140

W2 = 0 W3 = 0 W4 = 0 W5 = 0

Como W (Suma de los W’s) es pequeña rechazamos H0 a favor de H1

Ya que las W’s son variables aleatorias independientes distribuidas binomial podemos corroborar esta decisión calculando el valor p exacto:

50 10 10 10 5 110 0.00011950 1500 5 1

− − − = − + −

y como este valor es mucho menor a un alfa

de 0.05 rechazamos la hipótesis nula, es decir que los efectos de los tratamientos 2, 3, 4 y 5 son mas grandes que el tratamiento control con un 95% de confianza.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DÍAS DE PIGMENTACIÓN DEL MICELIO

• De los datos para la variable “Días de pigmentación” se está interesado en probar:

0 1 2 3 4 5 1 2 1 3 1 4 1 5 1: : , , ,H vs Hθ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ= = = = ≥ ≥ ≥ ≥

Donde mínimo una de las desigualdades es estricta

T = 19

W2 = 0 W3 = 0 W4 = 0 W5 = 0

Como W (Suma de los W’s) es pequeña rechazamos H0 a favor de H1

Ya que las W’s son variables aleatorias independientes distribuidas binomial podemos corroborar esta decisión calculando el valor p exacto:

141

50 10 10 10 5 110 0.00011950 1500 5 1

− − − = − + −

y como este valor es mucho menor a un alfa

de 0.05 rechazamos la hipótesis nula, es decir que los efectos de los tratamientos 2, 3, 4 y 5 son mas grandes que el tratamiento control.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE PORCENTAJE DE EFICIENCIA BIOLÓGICA.

• De los datos para la variable “% Eficiencia biológica” se está interesado en probar:

0 1 2 3 4 5 1 2 1 3 1 4 1 5 1: : , , ,H vs Hθ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ= = = = ≤ ≤ ≤ ≤

Donde mínimo una de las desigualdades es estricta

T = 85.2

W2 = 0 W3 = 0 W4 = 0 W5 = 0

Como W (Suma de los W’s) es pequeña rechazamos H0 a favor de H1

Ya que las W’s son variables aleatorias independientes distribuidas binomial podemos corroborar esta decisión calculando el valor p exacto:

50 10 10 10 5 110 0.00011950 1500 5 1

− − − = − + −

y como este valor es mucho menor a un alfa

de 0.05 rechazamos la hipótesis nula, es decir que los efectos de los tratamientos 2, 3, 4 y 5 son menores que el tratamiento control.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE PESO FRESCO.

• De los datos para la variable “Peso fresco en total” se está interesado en probar:

0 1 2 3 4 5 1 2 1 3 1 4 1 5 1: : , , ,H vs Hθ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ= = = = ≤ ≤ ≤ ≤

Donde mínimo una de las desigualdades es estricta

T = 213

W2 = 0 W3 = 0 W4 = 0 W5 = 0

142

Como W (Suma de los W’s) es pequeña rechazamos H0 a favor de H1

Ya que las W’s son variables aleatorias independientes distribuidas binomial podemos corroborar esta decisión calculando el valor p exacto:

50 10 10 10 5 110 0.00011950 1500 5 1

− − − = − + −

y como este valor es mucho menor a un alfa

de 0.05 rechazamos la hipótesis nula, es decir que los efectos de los tratamientos 2, 3, 4 y 5 son mas pequeños que el tratamiento control.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE DIÁMETRO DE LOS CARPÓFOROS.

• De los datos para la variable “Diámetro de los carpoforos” se esta interesado en probar:

0 1 2 3 4 5 1 2 1 3 1 4 1 5 1: : , , ,H vs Hθ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ= = = = ≤ ≤ ≤ ≤

Donde mínimo una de las desigualdades es estricta

T = 7

W2 = 1 W3 = 0 W4 = 0 W5 = 2

Como W (Suma de los W’s) es pequeña rechazamos H0 a favor de H1

Ya que las W’s son variables aleatorias independientes distribuidas binomial podemos corroborar esta decisión calculando el valor p exacto:

50 10 10 13 5 110 0.002950 1503 5 1

− − − = − + −

y como este valor es mucho menor a un alfa

de 0.05 rechazamos la hipótesis nula, es decir que los efectos de los tratamientos 2, 3, 4 y 5 son mas pequeños que el tratamiento control.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE CANTIDAD TOTAL DE HONGOS.

143

• De los datos para la variable “ Cantidad total de hongos ” se está interesado en probar:

0 1 2 3 4 5 1 2 1 3 1 4 1 5 1: : , , ,H vs Hθ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ= = = = ≤ ≤ ≤ ≤

Donde mínimo una de las desigualdades es estricta

T = 11

W2 = 0 W3 = 0 W4 = 0 W5 = 1

Como W (Suma de los W’s) es pequeña rechazamos H0 a favor de H1

Ya que las W’s son variables aleatorias independientes distribuidas binomial podemos corroborar esta decisión calculando el valor p exacto:

50 10 10 11 5 110 0.000528

50 1501 5 1

− − − = − + −

y como este valor es mucho menor a un alfa

de 0.05 rechazamos la hipótesis nula, es decir que los efectos de los tratamientos 2, 3, 4 y 5 son mas pequeños que el tratamiento control.

ANEXO 4

FORMATO DE EVALUACIÓN DE LA PRUEBA SENSORIAL

FECHA: .

NOMBRE: .

OCUPACIÓN: .

PRODUCTO: SHIITAKES EN FRESCO(HONGOS COMESTIBLES)

“Bandeja 1”

144

Sobre la mesa encontrará, en la bandeja número 1, cinco vasos marcados aleatoriamente; pruebe las cinco muestras y acomódelas de la que MÁS LE GUSTE A LA QUE MENOS LE GUSTE. No puede existir igualdad entre las muestras. Recuerde que lo que se está evaluando es el SABOR.

Indique sus respuestas usando el número asignado a cada uno de los vasos que contienen la muestra.

Beba agua pura y consuma galletas de soda después de probar cada muestra.

Más me gusta

Menos me gusta

MUCHAS GRACIAS

Comentarios:

FECHA: .

NOMBRE: .

OCUPACIÓN: .

PRODUCTO: SHIITAKES SALTEADAS(HONGOS COMESTIBLES)

“Bandeja 2”

Sobre la mesa encontrará, en la bandeja número 2, cinco vasos marcados aleatoriamente; pruebe las cinco muestras y acomódelas de la que MÁS LE GUSTE A LA QUE MENOS LE GUSTE. No puede existir igualdad entre las muestras. Recuerde que lo que se está evaluando es el SABOR.

145

Indique sus respuestas usando el número asignado a cada uno de los vasos que contienen la muestra.

Beba agua pura y consuma galletas de soda después de probar cada muestra.

Más me gusta

Menos me gusta

MUCHAS GRACIAS

Comentarios:

ANEXO 5

NÚMEROS ALEATORIOS DE LA PRUEBA SENSORIAL

PRODUCTO: SHIITAKES EN FRESCO(HONGOS COMESTIBLES)

“Bandeja 1”

956: ASERRÍN DE ROBLE

389: ASERRÍN DE EUCALIPTO

146

575: ASERRÍN DE EUCALIPTO + CAPACHO DE UCHUVA

507: ASERRÍN DE EUCALIPTO + HOJA DE PLATÁNO

828: ASERRÍN DE AMARILLO

PRODUCTO: SHIITAKES SALTEADAS(HONGOS COMESTIBLES)

“Bandeja 2”

956: ASERRÍN DE ROBLE

389: ASERRÍN DE EUCALIPTO

575: ASERRÍN DE EUCALIPTO + CAPACHO DE UCHUVA

507: ASERRÍN DE EUCALIPTO + HOJA DE PLATÁNO

828: ASERRÍN DE AMARILLO

ANEXO 6

ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LAS VARIABLES DEL ESTUDIO SENSORIAL.

PRUEBA CD PARA LA COMPARACIÓN DE TRATAMIENTOS CON EL CONTROL.

Si Tratamiento control = 1θ Tratamiento 1 = 2θ Tratamiento 2 = 3θ Tratamiento 3 = 4θ Tratamiento 4 = 5θ

ANÁLISIS DE LA VARIABLE SENSORIAL HONGO FRESCO

• De los datos para la variable “MAS ME GUSTA”

147

Se está interesado en probar:

0 1 2 3 4 5 1 2 1 3 1 4 1 5 1: : , , ,H vs Hθ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ= = = = ≥ ≥ ≥ ≥

Donde mínimo una de las desigualdades es estricta

1 2 3 4 5 10 5n n n n n k= = = = = =

T = 15

W2 = 0 W3 = 0 W4 = 0 W5 = 0

Como W (Suma de los W’s) es pequeña rechazamos H0 a favor de H1

Ya que las W’s son variables aleatorias independientes distribuidas binomial podemos corroborar esta decisión calculando el valor p exacto:

50 10 10 10 5 110 0.00011950 1500 5 1

− − − = − + −

y como este valor es mucho menor a un alfa

de 0.05 rechazamos la hipótesis nula, es decir que los efectos de los tratamientos 2, 3, 4 y 5 son mas grandes que el tratamiento control con un 95% de confianza.

ANÁLISIS DE LA VARIABLE SENSORIAL HONGO SALTEADO

• De los datos para la variable “MAS ME GUSTA”

Se está interesado en probar:

0 1 2 3 4 5 1 2 1 3 1 4 1 5 1: : , , ,H vs Hθ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ θ= = = = ≥ ≥ ≥ ≥

Donde mínimo una de las desigualdades es estricta

1 2 3 4 5 10 5n n n n n k= = = = = =

T = 15

W2 = 0 W3 = 0 W4 = 0 W5 = 0

148

Como W (Suma de los W’s) es pequeña rechazamos H0 a favor de H1

Ya que las W’s son variables aleatorias independientes distribuidas binomial podemos corroborar esta decisión calculando el valor p exacto:

50 10 10 10 5 110 0.00011950 1500 5 1

− − − = − + −

y como este valor es mucho menor a un alfa

de 0.05 rechazamos la hipótesis nula, es decir que los efectos de los tratamientos 2, 3, 4 y 5 son mas grandes que el tratamiento control con un 95% de confianza.

149