Post on 19-Jun-2022
الجوهىرح الجشائزح الذوقزاطح الشعثح
République Algérienne Démocratique et Populaire
وسارج الرعلن العال والثحث العلو
Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique
جاهعح الشهذ حو لخصز الىاد
Université Echahid Hamma Lakhdar -El OUED
ملح علىم الطثعح والحاج
Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie
قسن الثىلىجا الجشئح والخلىح
Département de biologie Cellulaire et Moléculaire
MEMOIRE DE FIN D’ETUDE
En vue de l’obtention du diplôme de Master Académique en Sciences
biologiques
Spécialité : Biochimie appliquée
THEME
Présentés Par :
Melle
CHAABANE Nadjah
Mme
LATRECHE Ouidad
Devant le jury composé de :
Président: Mr. SAADI Hamza M.A.A, Université d'El Oued
Examinateur: Mme
LAOUFI Hayatte M.A.A, Université d'El Oued
Promoteur: Mme
MEDILA Ifriquia M.C.A, Université d'El Oued
Année universitaire 2019/2020
Etude in vitro de l’activité biologique de
Daucus carota L.
N série:……
الحوذ لله الذ خلق ادم هي ذزاب ول الأسواء ملها
اتارئ الفس قاصها وداها رضاك خز هي الذا وهافها
إلارضاك فذا سو هعاها فلس للفس آهاه ذحققها
واأهل خز ل هي الذا وهافها فظزج هل اسؤل
والصلاج والسلام عل هي خاطة رت تالىح ذعى للعلن فقاه
اقزأ تاسن رتل الأعل
سذ ارسىه الله
وسزي الضاء سائز الامىاى صلد علل هلائنح الزحوي
تحو الإل وراح القزاى الىجىد هشودا لوا طلعد
Dédicace Je dédie ce modeste travail à:
À la prunelle de mes yeux, la lumière de ma vie, l’homme de ma vie, mon exemple
éternel, mon soutien moral et source de joie et de bonheur, celui qui s’est toujours
sacrifié pour me voir réussir, que dieu te garde dans son vaste paradis ; à toi mon père
Hamed.
A la lumière de mes jours, la source de mes efforts, la flamme de mon cœur, la lumière à
mes yeux ma vie et mon bonheur, A ce bel ange qui fleurit les jardins du ciel sous ses
pieds, Oh mon Dieu, sauve ma mère, car elle est le paradis dans mon cœur ; maman
FRIDJET Hania.
A toutes mes cher frère : Khaled, Ali, Abdelmoneim et mes sœurs : Fatima, Zohra,
Samira, Ouahida, Siham, Kheira, Fadjra et leurs enfants.
À mes sœurs, qui n'ont pas donné naissance à ma mère, Oui, les copines ont été une
source de soutien pour moi tout au long de ce projet : HEZLA Naoual, AHMIM
Samia.
A tous mes chers amis.
A mes amies que j’ai vécu avec elles des beaux moments au cours de mon cursus à
l’université: Sara,Ouafa, Hadda, Sara, Mabrouka, Iman, Maroua, Achouak, Basma,
Afaf, Rahma, Hadjer, Loubnab.
A tous les étudiants de ma promotion de 2éme année master biochimie appliquée.
Sans oublier mon binôme: Ouidad.
A tous mes collégues au travail en particulier: DOUYEMI Attiya. Il m’a toujours
soutenu, oui, ami et frère, que dieu te garde.
Nadjah
Dédicace C'est avec grande plaisir que je dédie ce modeste travail :
A l'être le plus cher de ma vie, ma mère.
A celui qui m'a fait de moi une femme, mon père.
À Mes chers Frères et Sœurs.
A Mon époux BEN AMOR Ammar et mon baby.
A tous mes amis de promotion de 2éme année Master Biochimie appliquée, toute
personne qui occupe une place dans mon cœur.
À tous les membres de ma famille et toute personne qui porte le nom Latreche, je
dédie ce travail à tous ceux qui ont participé à ma réussite surtout mon enseignant
LOTFI Oudini.
À Tous mes amis surtout Ma binôme CHAABANE Nadjah, OUINNISSI
Fatima, BADERDINE Maroua, GHARBI Imane.
Ouidad
Remerciements Nous tenons à remercier en premier lieu ALLAH, le tout Puissant de nous avoir
donné courage, santé et patience pour achever ce travail.
Deuxièmement, après Dieu, nous exprimons notre gratitude à ceux qui ont été la
raison de notre existence dans ce monde à nos parents, qui sont notre source constante
de soutien, qui ont travaillé dur pour atteindre ce point de notre chemin de vie. Même
les remerciements ne leur suffisent pas pour faire valoir leurs droits.
À notre promotrice de mémoire, Mme MEDILA ifriqya, maître de conférence A la
faculté des sciences de la nature et de la vie -Université d'El Oued, pour qui nous a
fait l’honneur d’accepter la présidence de cette mémoire. Hommage respectueux
Nous tenons à remercier profondément GOUBI Sana et KHANOUFA Omar. En
particulier GOUBI, membres du laboratoire de la faculté des sciences de la nature et
de la vie, Université Echahid HAMMA LAKHDAR, El-Oued., pour l'attention et
l’aide qu'elle a porté à ce travail, son support, votre gentillesse et ses encouragements.
Nous vous adressons nos profondes reconnaissances pour vos remarques et conseils en
vue d’améliorer ce manuscrit. Nos remerciements s’adressent aussi à tous les
travailleurs du laboratoire.
Un grand merci à toutes frères, sœurs, les amis et les personnes qui nous ont
apportées leurs soutiens et leurs aides ainsi qu’a toutes l’équipe ils nous ont aidés dans
le travail de laboratoire afin d’obtenir des bons résultats.
Nous tenons à remercier profondément a tous ceux qui ont contribué avec nous et
nous ont soutenus dans ce travail de loin ou de près.
Finalement, nous tenons à exprimer notre profonde gratitude, Université
Echahid HAMMA LAKHDAR, El-Oued., qui nous contenait jusqu’à ce que nous
atteignions ce point.
Résume
La plante de carotte est caractérisée par leur mode d’adaptation particulier à
l’environnement. Certaines espèces possèdent des propriétés pharmacologiques qui leur
confèrent un intérêt médicinal. En Algérie, on cherche à mieux connaître le patrimoine
des espèces spontanées utilisées en médecine traditionnelle ainsi que leurs principes
actifs. C’est dans ce contexte, l’objectif visé par notre étude consiste en l’étude
phytochimique, et l’investigation des activités antioxydant et antibactérienne des trois
extraits aqueux, éthanolïques et éthérique de partie aérienne (les graines) de plante de
carotte, Daucus carota L. Les graines de cette plante ont subis une extraction par
macération (l’eau, l’éthanol et l’éther) pour obtenir les extraits ; aqueux, éthanolique et
éthérique. Le rendement d'extraction est d'environ 13.22%, 11.99% et 11.007%
respectivement.
À travers cette étude, nous avons mis en évidence l’existence des flavonoïdes, des
polyphénoles, des tanins, des alcaloïdes, des polytérpene et stérol dans cette plante. Les
teneurs en polyphénols sont plus élevées dans l’extrait éthanolique (1024.6 ± 49.8 µg
EAG/g ES) par rapport aux autres extraits aqueux et éthérique (1015.1 ± 10.9, 820.77 ±
12.33 µg EAG/g ES) respectivement. Cependant, les teneurs en flavonoïdes, sont très
important dans cette espèce dans les différents extraits, le teneur le plus élevé est
enregistré pour l’extrait éthanolique (858.95 ± 12.33 µg/mg ES) suivie par l’extrait
aqueux (824.37 ± 3.05µg/mg ES) et l’extrait éthérique (655.55 ± 8.81µg/mg ES).
L’activité antioxydante par la méthode de DPPH est plus importante pour l’extrait
éthérique avec une valeur de IC50 de (41.677 ± 0.577 μg/ml) suivi par l’extrait
éthanolique (42.677 ± 1.528 μg/ml) et de l’extrait aqueux (85.00 ± 13.08 μg/ml). Ces
trois extraits présentent une activité importante par rapport a l’acide ascorbique. En
réduisant le fer (test de FRAP), c’est l’extrait éthanolique qui s’est révélé le plus actif
(10.916 ± 0.219 mg/g ES) suivi par l’extrait aqueux (8.351 ± 0.225 mg/g ES) et l’extrait
éthérique (7.6487 ± 0.894 mg/g ES). Le test de l’activité antibactérienne réalisé a
montré que l’espèce Daucus carota L. n'a montré aucun effet antibactérien contre les
souches bactériennes utilisése.
Mots clés: Daucus carota L., Extrait aqueux, Extrait éthanolique, Extrait éthérique,
Activité antioxydante, Activité antibactérienne, Stress oxydatif, Métabolite secondaire.
Abstract
The carrot plant is characterized by their particular mode of adaptation to the
environment. Some species have pharmacological properties, which make them of
medicinal interest. In Algeria, we are trying to better understand the heritage of
spontaneous species used in traditional medicine as well as their active ingredients. It is
in this context the objective of our study consists of the phytochemical, antioxidant and
antibacterial study of the three aqueous, ethanolic and ethereal extracts of the aerial part
(the seeds) of the carrot plant. This is Daucus carota L., this plant has undergone an
extraction by maceration in (water, ethanol and ether) to obtain the aqueous, ethanolic
and ethereal extract. The extraction yield is approximately 13.22%, 11.99% and
11.007% respectively.
Through this study, we have demonstrated the existence of flavonoids,
polyphenols, tannins, alkaloids, polyterpene and sterol in this plant. The polyphenol
contents are higher in the ethanolic extract (1024.6 ± 49.8 µg EAG / g ES) compared to
other aqueous and ethereal extracts (1015.1 ± 10.9, 820.77 ± 12.33 µg EAG / g ES)
respectively. However, the flavonoid contents are very important in these species in the
different extracts the higher content is recorded for the ethanolic extract (858.95 ± 12.33
µg / mg ES) followed by the aqueous extract (824.37 ± 3.05µg / mg ES) and (655.55 ±
8.81 µg / mg ES) for the ethereal extract. The antioxidant activity by the DPPH method
is greater for the etheric extract with an IC50 value of 41.677 ± 0.577 μg / ml followed
by the ethanolic extract (42.677 ± 1.528 μg / ml) and the aqueous extract (85.00 ± 13.08
μg / ml). These three extracts are very active compared to ascorbic acid. By reducing
iron (FRAP test), it is the ethanolic extract which has been shown to be the most active
in reducing iron (10.916 ± 0.219 mg / g ES) followed by the aqueous extract (8.351 ±
0.225 mg / g ES) and etheric extract (7.6487 ± 0.894 mg / g ES). The antibacterial
activity test performed showed that Daucus carota L. species lacked the antibacterial
effect against the bacterial strains used.
Keywords: Daucus carota L., Aqueous extract, ethanolic and ethereal, Antioxidant
activity, Antibacterial activity, Oxidative stress, Secondary metabolite
هلخص
طشمخ انخبطت ـ انخكؿ يع انبئت. بعض الأاع نب خظبئض دائت حجعهب راث بببث انجزس خز
ـبئذة طبت. ـ انجزائش، حبل أ فى بشكم أـضم حشاد الأاع انسخخذيت ـ انطب انخمهذ ببلإضبـت إن
كسذة نلأ ةضبدانانشبطت انفخكبئتساست ذانيكبحب انفعبنت. ـ زا انسبق، خك ذؾ دساسخب ي
ش نهجزء انج )انبزس( ي ببث انجزس. زا زنهسخخهظبث انبئ الإزبن الإ كشببثانضبدة نه
Daucus carota L.( نهحظل زشالإزبل الإ ء)انب ـ ع طشك انمع سخخلاص. لذ خضع زا انببث نلا
٪ 11.007٪ 11.99٪ 13.22حان الاسخخلاصزش. بهػ يشدد خهض انبئ الإزبن الإعه انسخ
عه انخان.
ذاث انمه انخببث ثانبنفلا اثي خلال ز انذساست أربخب جد يشكببث انفلاـذ
± 1024.6ـ انسخخهض الإزبن ) أعه ث. يحخبث انبنفلاانببثـ زا ثانسخشلا بثخشبانبن
زشت لإيمبست ببنسخخهظبث انبئت ا انجبؾ( ي انسخخهض غ/ ؽبنكنيكبـئ ي حض ايكشؼشاو 49.8
عه انجبؾ(ي انسخخهض غ/ ي حض انؽبنكيكشؼشاو 12.33± 820.77 ،10.9± 1015.1الأخش )
خى حسجم انسخخهظبث حذيخخهؿ ـ زا انعيت جذا ـ اثذـإ يحخبث انفلاـ رنك،يع انخان.
ي انسخخهض يػيكشؼشاو يكبـئ ي انكشسخ / 12.33± 858.95 ) نهسخخهض الإزبن أعه يحخ
يكشؼشاو يكبـئ ي انكشسخ / يػ ي انسخخهض 3.05± 824.37)انجبؾ( يخبعب ببنسخخهض انبئ
.الإزشي انسخخهض انجبؾ( نهسخخهض يػيكشؼشاو يكبـئ ي انكشسخ / 8.81± 655.55) (بؾانج
( أكبش ببنسبت نهسخخهض الأرش DPPH) انحشة حزبظ انجزس ك شبط يضبداث الأكسذة باسطت طشمت
1.528± 42.677زبن )يخبعب ببنسخخهض الإ (يكشؼشاو / يم 0.577± 41.677)حبهػ IC50بمت
راث شبط يكشؼشاو / يم(. ز انسخخهظبث انزلارت 13.08± 85.00)يكشؼشاو / يم( انسخخهض انبئ
ـمذ ربج أ انسخخهض الإزبن (،FRAPيمبست بحض الأسكسبك. ع طشك حمهم انحذذ )اخخببس يى جذا
8.351ه انسخخهض انبئ غ ي انسخخهض انجبؾ / يػ 0.219± 10.916 الأكزش شبطب ـ حمهم انحذذ
. غ ي انسخخهض انجبؾ/ يػ 0.894± 7.6487 الإزشانسخخهض ي انسخخهض انجبؾ غ/ يػ ±0.225
حفخمش إن انخأرش انضبد نهبكخشب ضذ انسلالاث Daucus carota Lأ أظش اخخببس انشبط انضبد نهبكخشب
انبكخشت انسخخذيت.
، نهبكخشب يضبد شبط ، نلأكسذة يضبد شبط ، زشإ إزبن يبئ، يسخخهض انجزس، :الوفراحح النلواخ
.تزبان بثبسخملاان ، انخأكسذ الإجبد
Liste des abréviations
AlCl3 : Trichlorure d'aluminium
EAq : Extrait aqueux
Cl: colure
cm : centimètre
DMSO : Dimethyl sulfoxide
DPPH : 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyle
D.carota L.: Daucus carota L.
EtOH : Extrait hydro-alcoolique
FeCl3: Chlorure de fer
FRAP: Ferric reducing antioxidant
power
FV : Flavonoïdes
H : Hydrogène
H2O : eau
H2SO4 : Acide sulfurique
HCl : Acide chlorhydrique
IC 50 : Concentration inhibitrice 50
K: Potassium
K3Fe : Ferricyanure de potassium
M : molaire
min : minute
ml : millilitre
Mo8O23 : Molybdénee
Na: sodium
Na2CO3 : Bicarbonate de sodium
Nm : nanomètre
NS : différence Non Significative
O2 : Oxygène
OH : hydroxyle
OMS : Organisation Mondiale de la
Santé.
PEB : Poids de l’Extrait Brut
PH : potentiel Hydrogène
PMV : Poids de matière végétale
PP : Polyphénols
RL : Radical
SOD : Superoxide dismutase
Tm : Température de
tr/min : Tour par minute
UV : Ultraviolet
UV-Vis : UltraViolet-Visible.
Vis : Visible
W8O23 : Oxydes bleus tungsténe
°C : Degrés Celsius C
μg EAG/g MS : Microgramme
d’équivalent d’acide gallique par
gramme de extrait sec.
μg EQ/mg MS : Microgramme
d’équivalent de quercétine par
milligramme de extrait sec.
μg EAA/mg MS : Microgramme
d’équivalent d’acide ascorbique par
millilitre de extrait.
mg EAA/µg MS : Milligramme
d’équivalent d’acide ascorbique par
gramme de extrait sec
Liste des figures
Figure 01: Répartition géographique mondiale des Apiaceae. ........................................ 6
Figure 02: Les fleurs de Daucus carota.. ........................................................................ 8
Figure 03: les graines de Daucus carota.. ....................................................................... 9
Figure 04 : l’ombelle florale. ........................................................................................... 9
Figure 05: Structure de base des composés phénoliques. .............................................. 14
Figure 06 : Différentes classes des composés phénoliques ........................................... 15
Figure 07 : Structure de base des flavonoïdes ............................................................... 16
Figure 08: Structures chimiques des flavonoïdes. ......................................................... 16
Figure 09 : Structure chimique de quelques alcaloïdes. ................................................ 17
Figure 10 : Structure générale de tanins condensés ...................................................... 19
Figure 11 : Structure générale de tanins hydrolysables. ................................................ 19
Figure 12 : Structure chimique des coumarines. ........................................................... 22
Figure 13 : Structure de ramification des coumarines simples. ..................................... 22
Figure 14 : Structure de ramification des coumarines complexes (A: 6,7
furocoumarines linéaire, B: 7,8 furocoumarines angulaire). .............................. 22
Figure 15: Classification des antioxydants. ................................................................... 26
Figure 16: Illustration de la méthode des aromatogrammes sur boîte de Pétri ............. 29
Figure 17 : Les graines de l'espèce Daucus carota L. ................................................... 32
Figure 18: Protocole de préparation de l'extrait aqueux, éthanol et éther de graines
Daucus carota L.................................................................................................. 35
Figure 19 : Protocole de dosage des polyphénols totaux ............................................... 38
Figure 20 : Protocole de dosage des flavonoïdes. .......................................................... 39
Figure 21 : Mécanisme réactionnel intervenant lors du test DPPH• entre l’espèce
radicalaire (DPPH•) et un antioxydant (AH). ..................................................... 40
Figure 22 : Protocole de dosage de l’activité antioxydants par le test DPPH. ............ 41
Figure 23 : Réaction FRAP entre Fe3+-TPTZ et l’antioxydant. ................................... 41
Figure 24 : Protocole de détermination du pouvoir réducteur. ...................................... 43
Figure 25 : Stérilisation les disques à L'autoclave. ........................................................ 45
Figure 26 : Protocole de détermination l’activité antibactérienne. ................................ 46
Figure 27 : Exemple sur le test phytochimiques des alcaloïdes et tanins des différents
extraits des graines Daucus carota L. ................................................................. 49
Figure 28: Teneurs en polyphénols des différents extraits expérimentaux des graines
Daucus carota L.................................................................................................. 51
Figure 29: Teneurs en flavonoïde des différents extraits expérimentaux des graines
Daucus carota L.................................................................................................. 52
Figure 30 : La décoloration de couleur violette qui vire vers le jaune de test de DPPH 53
Figure 31: IC50 de test DPPH des différents extraits expérimentaux des graines Daucus
carota L.. ............................................................................................................. 54
Figure 32: Teneurs en FRAP des différents extraits expérimentaux des graines Daucus
carota L. .............................................................................................................. 56
Figure 33: Courbe d’étalonnage pour le dosage des polyphénols. ................................ 85
Figure 33: Courbe d’étalonnage pour le dosage des flavonoïdes. ................................ 85
Figure 33: Courbe d’étalonnage pour le test de DPPH. ................................................. 85
Figure 33: Courbe d’étalonnage pour le test de FRAP. ................................................. 86
Liste des tableaux
Tableau 01 : Les noms de plante Daucus carota. ........................................................... 7
Tableau 02 : Classification systématique Daucus carota. ............................................... 7
Tableau 03 : Différents composes de Daucus carota. ................................................... 10
Tableau 04 : Rendement, couleur et aspect des extraits secs des graines Daucus carota
L. ......................................................................................................................... 49
Tableau 05 : Résultats des tests phytochimiques des trois extraits aqueux, éthanolique
et éthérique des graines Daucus carota L. .......................................................... 50
Tableau 06 : Teneurs en polyphénols (moyenne ± écart-type) dans les trois extraits
aqueux, éthanolïque et éthylique des graines Daucus carota L. ......................... 51
Tableau 07 : Teneurs en flavonoïdes (moyenne ± écart-type) dans les trois extraits
aqueux, éthanoïque et éthylique des graines Daucus carota L.. ......................... 52
Tableau 08: IC50 de l’extrait brut et l’acide ascorbique (moyenne ± écart-type) dans les
trois extraits aqueux, éthanoïque et éthylique des graines Daucus carota L. ..... 54
Tableau 09 : L’activité réductrice du fer (moyenne ± écart-type) dans les trois extraits
aqueux, éthanolique et éthérique des graines Daucus carota L. ......................... 55
Tableau 10 : Etude de l’activité inhibitrice d’extraits de graine Daucus carota L. ...... 57
Sommaire
Dédicace .............................................................................................................................
Remerciements ..................................................................................................................
Résume ...............................................................................................................................
Liste des abréviations .......................................................................................................
Liste des figures .................................................................................................................
Liste des tableaux ..............................................................................................................
Sommaire ...........................................................................................................................
Introduction générale .................................................................................................. 1-2
Première Partie : Etude Bibliographique
Chapitre I : Généralité sur la plante étudiée
I.1.La famille des Apiaceae .......................................................................................... 5
I.2. Le plant Daucus carota ......................................................................................... 6
I.2.1. Le définitions et description botanique ............................................................... 6
I.2.2. Les noms de plante Daucus carota ..................................................................... 7
I.2.3. Le répartition de Daucus carota ......................................................................... 7
I.2.4. Le classification de la plante . ............................................................................ 7
I.2.5. Le description morphologique et cycle de vie .................................................... 8
I.2.6. Les composition chimique ................................................................................ 10
I.2.7. L’utilisation traditionnelle de la plante ............................................................. 10
CHAPITRE II : Les métabolites secondaires et l'activité biologique
I. Généralité sur les métabolites secondaires ............................................................. 13
I.1. Le définition des métabolites secondaires ........................................................... 13
I.2. Les classification des métabolites secondaires .................................................... 13
I.2.1. Les composés phénoliques ...................................................................... 13
I.2.2. Les flavonoïdes ....................................................................................... 16
I.2.3. Les alcaloïdes .......................................................................................... 17
I.2.4.Les tanins .................................................................................................. 18
I.2.5.Les huile essentielle ................................................................................. 20
I.2.6. Les coumarines ........................................................................................ 21
II. Les activités biologiques ....................................................................................... 23
II.1. Les activités antioxydants................................................................................... 23
II. 1.1. Introduction ........................................................................................... 23
II.1.2.Le stress oxydatif et les radicaux libres .................................................. 23
II.1.3. L’activité antioxydante .......................................................................... 25
II.1.3.1. L’antioxydants…………………………………………………….…25
II.1.3.1.1. Le classification des antioxydants………………...……………….25
II.2. L’activité antibactérienne ................................................................................... 27
Deuxième partie: Etude expérimental
CHAPITRE I : Matériels et Méthodes
I.1 Les matériel........................................................................................................... 32
I.1.1. Les matériel biologique .................................................................................... 32
I.1.2. Les matériel de laboratoire ............................................................................... 33
I.2. Les méthodes ....................................................................................................... 34
I.2.1. Les préparation des différents extraits à partir des graines de Daucus carota L.
(Extraction par macération) ............................................................................................ 34
I.2.2. Les tests phytochimiques .................................................................................. 36
I.2.3. Les méthodes d’analyse quantitative de l'extraits ............................................. 37
I.2.3.1. Les dosages de la composition phénolique………………………….…...37
I.2.4. L’évaluation de l’activité biologique ................................................................ 39
I.2.4.1. L’évaluation de l’activité antioxydants de l'extraits……………………..39
I.2.4.2. L’évaluation de l’activité antibactérienne de l'extraits…………………..43
I.2.5. Les analyses statistiques ................................................................................... 47
CHAPITRE II : Résultats et discussion
II.1. Résultats ............................................................................................................. 49
II.1.1. Les rendements ................................................................................................ 49
II.1.2. Les tests phytochimiques ................................................................................. 49
II.1.3. Les détermination des teneurs des composés phénoliques .............................. 50
II.1.4. L’évaluation de l’activité biologique............................................................... 53
II.1.4.1. L’évaluation de l’activité antioxydant de l'extraits…………..…………53
II.1.5.1. L’évaluation de l’activité antibactérienne de l’extraits ........................... 56
II. Discussion ............................................................................................................. 58
Conclusion ..................................................................................................................... 63
Références bibliographique ......................................................................................... 66
Annexes .......................................................................................................................... 82
Introduction générale
Introduction générale
1
Depuis plusieurs années, l’utilisation des plantes médicinales ou des préparations
à base des plantes connaît un succès croissant. Ainsi, d’après les estimations, 80% de la
population mondiale dépend principalement de la médecine traditionnelle (OMS, 2012),
(Jean et Jiri 1983). Elles jouent un rôle croissant dans la santé humaine. Environ 25%
des médicaments d'ordonnances couramment utilisés proviennent de plantes
médicinales traditionnellement utilisées (Chaouche et al., 2015).
En Algérie en général et au Sahara en particulier, l’état de la flore spontanée dans
cette zone ainsi que les relations entre l’homme et les espèces végétales méritent une
attention particulière. Certaines espèces possèdent des propriétés pharmacologiques qui
leur confèrent un intérêt médicinal. Les plantes médicinales sont extrêmement
nombreuses. En effet, les estimations indiquent que plus de 13000 espèces de plantes
médicinales sont utilisées comme remèdes traditionnels par diverses cultures dans le
monde entier (Chaouche et al., 2013). Ces plantes ont l’aptitude de synthétiser de
nombreux composés appelés métabolites secondaires et constituent donc un immense
réservoir de composés d’une grande diversité chimique, possédant un large éventail
d’activités biologiques (Jean et Jiri, 1983). C’est le cas par exemple des polyphénols
végétaux dont le principale qui sont largement utilisés en thérapeutique comme
antimicrobiens, antioxydants et antihémolytiques. Avec d’autres catégories : les
flavonoïdes, les huiles essentielles, les térpenoides et les alcaloïdes (Chaouche et al.,
2015 et Yakhlef, 2010). L’étude de la chimie des plantes reste d’actualité malgré son
ancienneté. Cela tient principalement du fait que le règne végétal représente une source
d’une immense variété de molécules bioactives possédant un très large éventail
d'activités biologiques (Ferrari, 2002).
Au cours des dernières années, des études sur les activités antioxydants des
plantes médicinales ont augmenté de façon remarquable grâce à leur potentiel d’être
utilisées en tant que sources d’antioxydants riches et naturelles (Chaouche et al., 2013,
Hadduchi et al., 2014).
La thérapeutique des infections bactériennes se base principalement sur l’usage
des antibiotiques produite du plant médicinal (Billing et Sherman, 1998). Les
composes de plante qui portée cette activité telles que polyphénols notamment les
flavonoïdes et les tannins sont reconnus par leur toxicité vis- à -vis des microorganismes
(Cowan, 1999).
En Algérie, l’industrie pharmaceutique, mais également des médecins et des
chimistes cherchent à mieux connaître le patrimoine des espèces spontanées utilisées en
Introduction générale
2
médicine traditionnelle. Leurs modes d'utilisation, leurs indications dans diverses
pathologies ainsi que les principes actifs sont étudiés depuis plusieurs années (Djebaili,
1984; Bouattoura, 1988; Maizak et al., 1993). Par ailleurs, on ne peut que se réjouir
du fait que l’Algérie est un bon exemple de pays en développement qui a pris
conscience de la richesse et de l’importance de sa médecine traditionnelle puisque tout
en s’efforçant de moderniser son système de santé sur le modèle occidental, elle rend
prioritaire l’étude des plantes médicinales par les laboratoires de recherche
universitaires, dans le but de rationaliser leurs utilisations encore très répandues dans ce
pays .
A la lumière de ces données, l’objectif principal de notre travail était la validation
de certaines propriétés de la plante Daucus carota L., via l’étude phytochimique, et
l’investigation des activités antioxydant et antibactérienne des trois extraits aqueux,
éthanolïques et éthérique de partie aérienne (les graines) de plante Daucus carota L.
Cette étude a été divisée en deux parties. Dans une première partie, nous
résumerons une étude bibliographique sur les connaissances botaniques et
phytochimiques de l'espèce étudiée Daucus carota L. Cette partie comprend aussi des
généralités sur les activités antioxydants et antibactériennes. La seconde décrit la partie
expérimentale, avec une présentation des techniques d’extraction, les méthodes de
dosage des composes phénoliques ainsi que les méthodes d’évaluation des activités
biologiques. La troisième partie consiste en une analyse des résultats obtenus et une
discussion qui mettra l’emphase sur leur signification. Enfin le manuscrit se termine par
une conclusion générale.
Première Partie: Etude
Bibliographique
Chapitre I: Généralité sur la
plante étudiée
Chapitre 1 Généralité sur le plant étudié
5
I.1. La famille des Apiaceae
Cette famille regroupe près de 3000 espèces, réparties en 420 genres qui sont
surtout présentes dans les régions tempérées et plus particulièrement dans l'hémisphère
Nord, Elle est très homogène, facilement reconnaissable par ses inflorescences en
embelles. Cependant, il est parfois difficile de distinguer les unes des autres (Sáenz
Laín et al., 1981).
Cette famille riche en métabolites secondaires présente des intérêts économiques
et médicinaux, comportant des coumarines, flavonoïdes, polyphénols, composés
acétyléniques et des lactones sesquiterpéniques (Sáenz, 1981).
Caractères morphologiques généraux des Apiacées:
- sont généralement des herbes qui sont annuelles comme cerfeuil, bisannuelles
comme la carotte ou, le plus souvent vivaces. L’appareil souterrain pérennant peut être
une racine pivotante, un rhizome ou un tubercule.
- La tige est fistuleuse.
-Les feuilles sont alternes et isolées, munies à leurs bases d’une gaine très
développée, et dépourvue de stipule. L'inflorescence typique des Apiacées, justement
appelées ombellifères.
- Les fleurs, petites, à symétrie pentamère, sont le plus souvent blanches ou
jaunâtres, quelquefois rougeâtres comme la fleur centrale de l'ombelle de carotte.
L'ovaire porte deux styles qui s'élargissent à la base en un disque ou coussinet
nectarifère (stylopode).
- Les fruits, secs, sont des schizocarpes (diakènes) qui se scindent en deux à
maturité, chaque partie contenant une graine qui sont importants à observer pour la
détermination des espèces (Mazzoni, 1999).
- Les genres se répartissent entre les divers continents, avec une prédominance
pour le continent asiatique (265), Amérique (197), Europe (139), Afrique (126),
Australie (36). (Meng-lan et al., 2005).
Chapitre 1 Généralité sur le plant étudié
6
Figure 01: Répartition géographique mondiale des Apiaceae (Meng-lan et al., 2005).
La famille des Apiaceae occupe une place importante dans la flore Algérienne où
elle est représentée par 56 genres, 130 espèces (dont 24 endémiques) et 26 sous espèces
(Pujadas Salvà et al., 2003).
I.2. Le plante Daucus carota
I.2.1. Le définitions et description botanique
Le genre Daucus est plus répandu de la carotte, est une plante bisannuelle de
climats tempérés, appartenant à la famille des Apiacées, anciennement appelée famille
des Ombellifères. (Downie et Katz-Downie, 1996). Le genre Daucus est le plus étudié
de cette famille comprend 22 espèces, parmi lesquelles Daucus carota est la plus
répandue et indigène, commune en Europe (Reduron, 2007). A été rapporté est riche en
métabolites secondaires tels que les flavonoïdes, les coumarines, les polyphénols , les
huiles essentielles, les stérols et les tanins. (Reduron, 2007).
Les espèces qui appartiennent au genre Daucus possèdent des propriétés
thérapeutiques, elles sont non seulement utilisées dans la médicine traditionnelle, mais
aussi dans l’industrie alimentaire et pharmaceutique. (Bach et al., 1979)
Chapitre 1 Généralité sur le plant étudié
7
I.2.2. Les noms de plante Daucus carota
Synonyme : Daucus sativus, Daucus azoricus.
Tableau 01 : Les noms de plante Daucus carota.
Nom vernaculaire Zaroudia
Anglais Carrot
Français Carotte ou Dentelle de la reine Anne
Bambara Carotii
Sonrhai Carotto
Arabe جزس
I.2.3. Le répartition de Daucus carota
Cette plante est originaire d’Europe (Clotault, 2009); des sous-espèces sont
cultivées dans le monde entier ainsi que la présence des ces plant au Moyen-Orient et en
Afrique du Nord, (Banga, 1963 ; Clotault, 2009 ; Ferradji et al., 2010), en Algérie le
genre Daucus est représenté par des espèces vivants dans les zones arides et incultes très
répandues le long de la côte ouest Algérienne (Mazzoni et al., 1999). La récolte de
racines et ses graines se fait dès la fin de l’été. Au Mali elle est cultivée dans toutes les
régions.
Selon Foury et Pitrat (1994), la carotte est, de nos jours, un des légumes le plus
largement cultivé et réparti dans toutes les zones climatique.
I.2.4. Le classification de la plante (Botineau, 2010).
Le plant Daucus carota est classé dans le tableau suivant :
Tableau 02 : Classification systématique Daucus carota.
Régne Plantae
Sous-règne Viridaeplantae
Empire Eukaryota
Embranchement Tracheophyta
Sous-embranchement Euphyllophytina
Infra-embranchement Radiatopses
Classe Magnoliopsida
Sous-classe Cornidae
Superordre Aralianae
Ordre Araliales
Famille Apiaceae
Sous famille Apioideae
Tribu Caucalideae
Genre Daucus
Espèce carota L.
Chapitre 1 Généralité sur le plant étudié
8
I.2.5. Le description morphologique et cycle de vie
Le Plante: est une plante de taille moyenne (0,6 à 2 m au moment de la
floraison). Nous la connaissons pour sa racine pivotante développée en organe de
réserve, charnue, cassante, pigmentée (rarement blanche), agréable au goût et non
ramifiée (en sol meuble, sans obstacle) (Reduron, 2007).
Les feuilles: Les feuilles sont minces, souvent mates, avec un pourtour
triangulaire. Elles sont très divisées-pennées, à divisions écartées très allongées, étroites,
linéaires ou lancéolées-linéaires (Reduron, 2007).
Les fleurs: Les inflorescences sont constituées de grandes ombelles composées de
fleurs blanches jaunâtres, allogames et protandres1, regroupées en ombellules. Chaque
fleur est constituée de cinq sépales, cinq pétales, cinq étamines et deux carpelles
(Figure 02). (Tirilly et Bourgeois, 1999)..
Figure 02: Les fleurs de Daucus carota. (Bach et al., 1979).
Les graines: Le fruit (communément appelé graine de façon abusive) est un
diakène albuminé de forme elliptique (Tirilly et Bourgeois, 1999). qui contiennent des
flavonoïdes, les polyphénols et une huile essentielle dont l’asarone, de carotol, de
pinènes, et de limonène, sesquiterpène, β-bisabolène. Les graines a contribué à la
réduction du stress oxydatif et ont montré une réduction significative du taux de
cholestérol total, de triglycérides et de HDL, VLDL (Singh et al., 2010).
Chapitre 1 Généralité sur le plant étudié
9
Figure 03: les graines de Daucus carota. (Photo original).
La floraison: est estivale ; la durée de cette floraison est de 7 à 10 jours pour une
ombelle donnée, mais de 30 à 50 jours pour la plante entière (Rubatzky et al., 1999).
Figure 04 : l’ombelle florale (Rubatzky et al., 1999).
Récolte: Pour la carotte de primeur, la récolte intervient entre la mi-avril et le
début mai. Pour la carotte de saison, qu'elle soit destinée au marché de frais ou à la
transformation, la récolte se fait entre juin et mai de l'année suivante selon les régions.
En région non exposée au gel, les racines sont arrachées au fur et à mesure des besoins
(Truffaut, 1978).
Conservation: Les Carottes peuvent se conserver en terre, en recouvrant la
planche de feuilles mortes à l'approche des grands froids. C'est même le meilleur
procédé lorsque les Limaces et les Rongeurs ne sont pas trop à craindre (Truffaut,
1978).
Chapitre 1 Généralité sur le plant étudié
10
On peut encore arracher les Carottes en novembre, et les conserver en silo ou en
cave, de préférence enfouies dans du sable. La pourriture due au Sclérotinia sera évitée
par désinfection ou chaulage de la cave à légumes (Truffaut, 1978).
I.2.6. Les composition chimique
Ont été mis en évidence la partie aérienne et la racine Daucus carota. Ces
différents composent telles que les métabolites secondaires sont consignés dans le
tableau 03.
Tableau 03 : Différents composes de Daucus carota.
Compose Référence
Eau
(Fokone, Edoun et al, 2013. et
Maiani et al, 2009).
Energie
Protéines
Lipides
Glucides
Fibres alimentaires
Minéraux : Ca, Mg, P, Fe, Zn
Caroténoïdes
Flavonoïdes
Acide ascorbique
Anthocyanes
Les vitamines : vitamine A, C.
L’asparagine
I.2.7. L’utilisation traditionnelle de la plante
Daucus carota est utilisée en médecine traditionnelle grâce à ses propriétés
hypolipidémique, antinoceptive et anti-inflammatoire, antioxydants.
P
lusieurs études épidémiologiques ont montré une corrélation négative entre la
consommation de carotte et l’apparition de certains cancers, certaines maladies
cardiovasculaires et les maladies liées au vieillissement comme la cataracte (Cao
et al., 1998 ; Koca et al., 2007).
Renforce l’action du foie, la sécrétion d’urines. La vitamine A contenue améliore
la vision. La racine est un traitement des oxyures chez l’enfant. Les feuilles sont
un bon diurétique, sont utilisées contre les cystites, soignent les troubles digestifs
Chapitre 1 Généralité sur le plant étudié
11
et atténuent les flatulences. Les graines stimulent les règles, les flatulences et
soignent les troubles digestifs (Chevallier, 1996).
Plusieurs composants impliqués dans la protection contre le maladie
cardiovasculaires comme la vitamine C, les flavonoïdes (Pool-Zobel et al., 1997;
Van Den Berg et Van Vliet, 1998) et les caroténoïdes (Bub et al., 2000 ;
Voutilainen et al., 2006).
De nombreux travaux scientifiques ont montré que les caroténoïdes contenus dans
la plante de carotte participent dans la lutte contre le cancer des poumons, du sein
et de la prostate, mais aussi des tumeurs de l’estomac, de l’intestin ou de
l’oseophage (De Groot, 1998).
Deux études récentes ont montré que la consommation de la carotte augmentait la
capacité antioxydante et le taux de la vitamine E dans le sang (Nicolle et al.,
2003).
Du carotène et des oléorésines sont extraits de Daucus carota pour les industries
pharmaceutiques et cosmétiques (Doré et Varoquaux, 2006).
CHAPITRE II: Les
métabolites secondaires et
l'activité biologique
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
13
I. Généralité sur les métabolites secondaires
I.1. Le définition des métabolites secondaires
Les métabolites secondaires végétaux peuvent être définis comme des molécules
indirectement essentielles à la vie des plantes, par opposition aux métabolites primaires
(protéines, lipides et glucides). Ces métabolites secondaires interviennent dans la
structure des plantes (lignines et tannins) mais également, elles exercent une action
déterminante sur l’adaptation des plantes à leur environnement (Mansour, 2009).
Ils participent ainsi, d’une manière très efficace, dans la tolérance des végétaux à
des stress variés : action anti-herbivore (menthe par exemple), inhibition des attaques
pathogènes des bactéries et des champignons, prédation d’insectes, défense contre la
sècheresse et lumière UV. Mais elles peuvent être anti-nutritives. Beaucoup de
métabolites secondaires sont toxiques, ils sont alors stockés dans des vésicules
spécifiques ou dans la vacuole (Sandrin, 2004).
D’un point de vue appliqué, ces molécules constituent la base des principes actifs
que l’on retrouve chez les plantes médicinales (Mansour, 2009).
I.2. Les classification des métabolites secondaires
Il existe plusieurs classifications de nombreux botanistes et chacune a un principe
et un point de vue différents. Et selon Mamadou, 2011 les métabolites secondaires sont
caractéristiques des plantes supérieur. Ces métabolites secondaires sont repartis en trois
grandes familles chimiques: les composés phénoliques, les terpénoides et les alcaloïdes.
I.2.1. Les composés phénoliques
I.2.1.1. Le définition et structure
Les poly-phénols sont des métabolites secondaires présents chez toutes les
plantes vasculaires. (Lebham, 2005). Ils constituent un des groupes le plus
nombreux et largement distribué des substances dans le royaume des végétaux
avec plus de 8000 structures phénoliques présents dans tous les organes de la
plante. Ils résultent biogénétiquement de deux voies synthétiques principales :
La voie shikimate et acétate (Lugasi et al., 2003).
L'élément structural de base est un noyau benzoïque auquel sont directement
liés un ou plusieurs groupes hydroxyles, libres ou engagés dans une autre fonction
chimique (éther, méthylique, ester, sucre...) (Bruneton, 1993).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
14
Figure 05: Structure de base des composés phénoliques (Vermerris et Nicholson,
2006).
Les composés phénoliques sont des molécules hydrosolubles présentes dans tous
les végétaux. Ils ont divers effets sur la physiologie végétale de (part leurs actions
anti- bactériennes et anti -fongiques. Ils participent à la pigmentation des fleurs,
des légumes et de quelques fruits (raisins, agrumes, etc…). Certains d’entre eux
sont responsables d’amertume et d’astringence (Adrian et Frangne, 1991 ; Milane,
2004).
Les fonctions principales attribuées à ces composés chez les végétaux sont
la protection contre les pathogènes et les herbivores ainsi que la limitation des
dommages dus aux radiations UV. Dans ce cas, ils agissent par effet d'écran et
par effet anti oxydant (Lebham, 2005).
Les composés phénoliques (acides phénoliques, flavonoïdes simples et
proanthocyanidines) forment le groupe des composés phyto-chimiques le plus
important des plantes. (Beta et al., 2005).
I.2.1.2. Les classification des composés phénoliques
Il existe différentes classes de composés phénoliques, notamment : les acides
phénoliques, les flavonoïdes, les tannins, les stilbènes, les lignanes, les saponines, les
phytostérols ou bien phytostanols. Les plus importants sont : les acides phénols, les
flavonoïdes et les tannins.
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
15
Figure 06 : Différentes classes des composés phénoliques (Gervaise, 2004).
Les acides phénoliques sont largement répandus chez les plantes. Ils dérivent
principalement de l’acide benzoïque ou de l’acide cinnamique.
Les acides hydroxycinnamiques sont les acides phénoliques les plus largement
distribués parmi les plantes. Le principal représentant de cette famille est l’acide
caféique qui, par estérification avec l’acide quinique, est transformé en acide
chlorogéniqe (Tapiero, 2006).
I.2.1.3. L’activités biologiques des polyphénols
Les poly-phénols sont associés à de nombreux processus physiologiques
interviennent dans la qualité alimentaire, impliqués lorsque la plante est soumise à des
blessures Mécaniques. La capacité d’une espèce végétale à résister à l’attaque des
insectes et des microorganismes est souvent corrélée avec la teneur en composés
phénoliques (Bahorun, 1997).
Ces composés montrent des activités anti-carcinogènes, anti-inflammatoires,
antiathérogènes, anti-thrombotiques, analgésiques, antibactériens, antiviraux,
anticancéreux (Babar et al., 2007), anti-allergènes, vasodilatateurs (Falleh et al., 2008)
et antioxydants (Gomez et al., 2006).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
16
I.2.2. Les flavonoïdes
I.2.2.1. Le définition et structure
Le terme flavonoïdes désigne une très large gamme de dérivés naturels de benzo-
Y-pyrane appartenant à la famille des polyphénols et très répondu dans les cellules
photosynthétiques (Šhergert et al., 2005). Cette dénomination vient du mot latin flavus
: jaune incluant les différents groupes dont les flavones, les flavonones, les isoflavones,
les flavonols, les catéchines et les pigments roses, rouges, pourpres et bleus nommés
anthocyanines (Alsalvar et al., 2005).
Ces substances se rencontrent à la fois sous forme libre ou sous forme de
glycosides. Le squelette de base à quinzeatomes de carbone, est constitué de deux unités
aromatiques (A et B), reliées par une chaîne de trois atomes de carbone (figure).
Environ 9000 structures ont été identifiées (Martens et Mithöfer, 2005).
Les composés de chaque sous classe se distinguent par le nombre, la position et la
nature des substituants (groupements hydroxyles, méthoxyles et autres) sur les deux
cycles A et B et la chaîne intermédiaire illustré dans la figure (Pietta, 2000).
Les flavonoïdes peuvent être subdivisés en plusieurs classes dont les plus
importantes sont: flavones, isoflavandiols, flavanols, flavondiols, aurones, chalcones,
anthocyanins (Effendi et al., 2008) .
Figure 07 : Structure de base des flavonoïdes (Rice-Evans, 1999)
Figure 08: Structures chimiques des flavonoïdes (Rice-Evans, 1999).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
17
I.2.2.2. Les activités biologiques des flavonoïdes
Les flavonoïdes sont largement connus et étudiées dans le domaine médicinal on
leurs reconnait des activités antioxydants, anti-inflammatoires et anti-cancéreuses
(Halliwell et al., 2005), activités antivirales, antispasmodiques, antitumorales,
antiagrégation plaquettaires, antiallergiques, hypocholestérolémiantes, anti-
hypertensives et antimicrobiennes (Ferradji, 2010) , ils assurant la protection des tissus
contre les rayonnements solaires nocifs (Crozier et al., 1997; Stobieck et al., 2006).
I.2.3. Les alcaloïdes
I.2.3.1. Le définition et structure
Les alcaloïdes sont des substances organique le plus souvent d’origine végétale,
forment une grande famille de molécules chimiquement hétérogène, leurs
caractéristiques communes sont la présence d’au moins un atome d’azote et leur forte
activité biologique, l’atome d’azote accepte souvent un proton, ce qui leur confère un
caractère légèrement basique en solution (d’où leur nom d’alcaloïde). Dans leur grande
majorité, les alcaloïdes sont hétérocycliques, bien que quelque composé azoté
aliphatique (non cyclique) comme la mescaline et la colchicine soient parfois classés
dans les alcaloïdes (Sou thon et Buckingham, 1989 ; Cyril, 2001).
Figure 09 : Structure chimique de quelques alcaloïdes (Cyril, 2001).
I.2.3.2. Le classification selon la structure chimique
Selon leur structure chimique et surtout leur structure moléculaires, on peut diviser les
alcaloïdes en plusieurs groupes (Elbidi, 2016):
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
18
Des phénylalanines: capasaicine du piment, colchicine du colchique.
Des alcaloïdes isoquinoléiques: morphine, ethylmorphine, codéine et papavérine
contenus dans l’opium du pavot.
Des alcaloïdes quinoléiques: tige feuillée de la rue commune.
Des alcaloïdes pyridiques et pipéridiques: ricine du ricin, trigonelline du
fenugrec.
Des alcaloïdes dérivés du tropane: scopolamine et atropine de la belladone.
Des alcaloïdes stéroïdes: racine de vératre, douce-amère ou acontie (aconitine).
I.2.3.3. Les activités biologiques des alcaloïdes
Les alcaloïdes provoquent chez l’Homme diverses réponses physiologiques par ce
qu’ils interférent avec les neurotransmetteurs.. De la préhistoire jusqu’à nos jours, les
alcaloïdes ou des extraits qui en renferment ont été utilises comme médicaments
relaxants musculaires, analgésique et tranquillisants. Une action sur la circulation
sanguine et améliore la circulation cérébrale avec une action antibiotique,
antiparasitaire, antihelminthique à doses variées (Hopkins, 2003 ; Judd et al., 2002).
I.2.4. Les tanins
I.2.4.1. Le définition et structure
Les tanins sont des composés phénoliques complexes, hydrosolubles ayant un
poids moléculaire. Ces composés sont naturellement produits par les plantes et se
caractérisent par leur facilité à se combiner aux protéines et sont formée d'unités
répétitives monomériques qui varient par leurs centres asymétriques, leur degré
d’oxydation. En générale, ils sont divisés en deux groupes : Les tanins condensés et les
tanins hydrolysables (Meddelton et al., 1993 ; Harbone et al., 1983).
a)- Les tanins condensés
Les tanins condensés ce sont des produits de la polymèrisation de flavan-3-ols
(cathéchines) et flavan-3,4-ols (leuco anthocyanidine), ces tanins sont largement
répandus dans l'alimentation humaine. Il sont aussi désignés sous le nom de "tanins
catéchiques" etne sont hydrolysables que dans des conditions fortement acides
(Peronny et al., 2007).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
19
Figure 10: Structure générale de tanins condensés (Boubekri, 2014).
b)- Les tanins hydrolysables
Les tanins hydrolysables sont des esters de glucides ou d'acide phénols, ou de
dérivés d'acides phénols ; la molécule glucidique est en général du glucose, mais
dans certains cas des polysaccharides. Ce groupe de tanins est caractéristique des
Dicotylédones. Ils sont facilement hydrolysables par chimique ou enzymatique
(Guigniard, 1996 ; Makkar, 2003).
Figure 11: Structure générale de tanins hydrolysables (Boubekri, 2014).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
20
I.2.4.2. Les activités biologiques des tanins
Le rôle biologique des tanins est lié à sa propre protection contre les infections
fongiques et bactériennes, les insectes et les animaux herbivores (Khanbabaee et Ree,
2001).
En outre, les tanins ont un très grand pouvoir, antiviral, anti-inflammatoire et une
activité antimutagène. Les plantes riches en tanins sont utilisées dans les cas de rhume,
de maux de gorge, les problèmes de sécrétions trop importantes, les infections internes
ou externes, blessures, coupures et brûlures (Laamari et Mostefaoui, 2017).
Les tanins peuvent exercer des effets nutritionnels bénéfiques chez les ruminants
qui en consomment des taux modérés. Plusieurs études suggèrent que la présence des
tanins condensés à un seuil inférieur à 6% est avantageuse et induit une amélioration des
performances animales, croissance et rendement en viande et en lait (Barry et al.,
1986) ; aussi, La présence naturelle des tanins dans les différents pâturages protège les
herbivores contre les ballonnements (Makkar, 2003).
I.2.5. Les huile essentielle
I.2.5.1. Le définition
Les huiles essentielles sont des substances huileuses, volatiles et odorantes qui
sont Sécrétées par les plantes aromatiques que l'on extrait par divers procédés dont
l’entraînement À la vapeur d’eau et l’hydro distillation (Oakes, et al., 2001), par
pressage ou incision des végétaux qui les contiennent. Elles se forment dans un grand
nombre de plantes comme sous-produits du métabolisme secondaire (Angus et al.,
1976). Elles sont très utilisées dans l'industrie des produits cosmétiques,
pharmaceutiques et agro-alimentaire (Eckert et Knutson, 1993). Les huiles essentielles
se retrouvent dans des glandes minuscules situées dans différentes parties de la plante
aromatique : les feuilles, les fleurs, les fruits, les graines, l'écorce et pour certaines
plantes dans les racines. Plus de 2000 espèces de plante sont riches en huiles essentielles
; elles sont reparties sur 60 familles dont les principaux sont: Lauraceae, Labiatea,
Umbelliferae, rutaceae, Compositae, Myrtaceae et les Pinaceae, Apiécés …… (Castro
et al., 1994).Les huiles essentielles des plantes ont trouvé leur place en aromathérapie,
en pharmacie, en parfumerie, en cosmétique et dans la conservation des aliments. Leur
utilisation est liée àleurs larges spectres d’activités biologiques reconnues (Jitaru et al.,
1997).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
21
I.2.5.2. Le domaine d’utilisation des huiles essentielles
a)- Pharmacie
Dans des préparations pharmaceutiques, les terpènes phénoliques, comme le
thymol et le carvacrol, sont souvent utilisés comme antiseptiques, antibactériens, et anti
fongique (Zambonelli et al., 2004).
b)- Cosmétique et parfumerie
L’utilisation des huiles essentielles dans les crèmes et les gels permet de préserver
ses cosmétiques grâce à leurs activités antiseptiques, et antioxydants, tout en leur
assurant leur odeur agréable (Vargas et al., 1999). Elles sont utilisées aussi dans
l’industrie des produits de beauté, parfums, articles de toilette, et produits d’hygiène
(Sparg et al., 2004).
c)-Aromathérapie
Les huiles essentielles sont utilisées en milieu clinique pour soigner les maladies
inflammatoires telles que les rhumatismes, les allergies, ou l’arthrite et ainsi pour traiter
certaines maladies internes et externes : infection d’origine bactérienne ou virale,
trouble humorale ou nerveuse (Maruyama et al., 2005).
d)- Industrie agroalimentaire
En industrie alimentaire, le consommateur cherche toujours à avoir une
conservation saine et de longue durée pour les produits consommés ainsi qu’une qualité
organoleptique meilleure. Une technique pour réduire la prolifération des micro-
organismes réside dans l’utilisation des huiles essentielles (Lachowicz et al., 1998) .
I.2.6. Les coumarines
I.2.6.1. Le définition et structure
Les coumarines sont des molécules biologiquement actives, substances naturelles
aromatiques, la coumarine est utilisée en parfumerie. son odeur se rapproche de la
vanilline et du foin fraîchement coupé (Alilou, 2012). Les coumarines sont des
composés phénoliques ayant an squelette de base en C6 – C3, mais ils possèdent un
atome d'oxygène hétérocycle dans le cadre de l'unité C3, généralement hydroxylée en
position 7,en 6 et 6,7,8 (Casley-Smith et al., 1993).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
22
Figure 12 : Structure chimique des coumarines ( Alilou, 2012) .
I.2.6.2. Les classification des Coumarine (Dean, 1952 ; Späth, 1937).
a)- Coumarines simples: Les coumarines les plus répandues dans le règne végétal
possèdent des substitutions (OH ou OCH3) en 6 et 7.
Figure 13 : Structure de ramification des coumarines simples.
b)-Coumarines complexes: On distingue les furocoumarines (ou furanocoumarines):
6,7 furocoumarines (linéaire)
7,8 furocoumarines (angulaire)
Figure 14 : Structure de ramification des coumarines complexes (A: 6,7
furocoumarines linéaire, B: 7,8 furocoumarines angulaire).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
23
I.2.6.3. Les propriétés pharmacologiques des coumarines
Les coumarines se révèlent être des composés immunostimulantes provoquent
l’augmentation des lymphocytes T dans la circulation sanguine ( Havsteen, 2002).
l’activité antibactérienne : les coumarines sont efficaces contre les bactéries à
Gram positif (Delporte et al., 1999) .
En 1957, O’ Neal et son équipe ont montré l’efficacité des coumarines pour
bloquer Le cancer induit chimiquement par les radiations ultraviolettes. Ces
molécules sont capables de prévenir la peroxydation des lipides membranaires et
de capter les radicaux hydroxyles, superoxyde et peroxyles (Stefanova et al.,
2007).
II. Les activités biologiques
II.1. Les activités antioxydants
II. 1.1. Introduction
L'oxydation fait partie d'une réaction d'oxydo-réduction qui transfère des électrons
d'une substance vers un agent oxydant. Cette réaction peut produire des radicaux libres
qui entraînent des réactions en chaîne destructrices (Berra, 2015). la production de ces
radicaux au niveau cellulaire est étroitement contrôlée par un énorme système de
défense dit système antioxydant. Cependant, une surproduction de radicaux libres d'un
côté et (ou) une déficience du système antioxydant de l'autre côté, conduira à une
augmentation significative de la production de ces radicaux, qui submergent la défense
antioxydante et imposent un stress oxydatif pour le système physiologique (Kebili,
2016).
II.1.2.Le stress oxydatif et les radicaux libres
II.1.2.1. Le stress oxydatif
Le stress oxydatif est défini par la production excessive de molécules pro-
oxydantes appelées radicaux libres, ou une insuffisance du mécanisme antioxydants.
Le stress oxydant correspond à un déséquilibre entre génération d’espèces réactive de
l’oxygène et les défenses antioxydants de l’organisme, en faveur des premiers (Haleng
et al., 2007).
La plupart des maladies induites par le stress oxydant apparaissent avec l’âge, car
le vieillissement diminue les défenses antioxydants et augmente la production
mitochondriale des radicaux libre (Favier, 2003).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
24
II.1.2.1.1. L’origine du stress oxydatif
La rupture d'équilibre entre le système pro-oxydant et antioxydant peut provenir
d'une défaillance nutritionnelle ou de la carence en un ou plusieurs antioxydants
apportés par la nutrition, comme les vitamines ou les oligo-éléments, présents en
quantité limitée dans l'alimentation. La mauvaise adaptation peut résulter d'anomalies
génétiques responsables d'un mauvais codage d'une protéine soit enzymatiquement
antioxydant, soit synthétisant un antioxydant (comme la gamma glutamyl synthétase
produisant le glutathion), soit régénérant un antioxydant. Généralement, le stress
oxydant sera la résultante de plusieurs de ces facteurs et affecte un tissu ou un type
cellulaire bien précis et non pas tout l'organisme (Favier, 2003).
II.1.2.1.2. Les conséquences du stress oxydatif
La production excessive de radicaux libres (RL) provoque des lésions directes de
molécules biologiques (oxydation de l'ADN, des protéines, des lipides et des glucides),
mais aussi des lésions secondaires dues au caractère cytotoxique et mutagène des
métabolites libérés notamment lors de l'oxydation des lipides. L'organisme peut aussi
réagir contre ces composés anormaux par production d'anticorps, qui malheureusement
peuvent aussi être des auto-anticorps créant une troisième vague d'attaque chimique
(Favier, 2003).
Le stress oxydatif est la principale cause de plusieurs maladies : cancer, cataracte,
sclérose latérale amyotrophique, syndrome de détresse respiratoire aigu, œdème
pulmonaire, vieillissement accéléré. Ainsi, le stress oxydatif est aussi un des facteurs
potentialisant l’apparition de maladies plurifactorielles telles le diabète, l’Alzheimer, le
rhumatisme et les maladies cardiovasculaires, etc. (Leverve et al., 2001).
II.1.2.2. Les radicaux libers
II.1.2.2.1. Le définition d’un radical libre
Un radical libre est une espèce chimique, atome ou molécule, contenant un
électron ou plusieurs non apparié. Extrêmement instable, ce composé peut réagir avec
les molécules les plus stables pour apparier son électron.
Les radicaux libres sont produits par divers mécanismes physiologiques car ils
sont utiles pour l’organisme à dose raisonnable. Cette production physiologique est
parfaitement maîtrisée par des systèmes de défense. Dans les circonstances normales, on
dit que la balance antioxydants/ pro-oxydants est en équilibre (Favier, 2003).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
25
Dans des conditions normales elles sont générées en faible quantité et jouent un
rôle de messagers secondaires capables notamment de régulier le phénomène de
l’apoptose ou d’activer les facteurs de transcription (Haleng et al., 2007).
II.1.2.2.2. L’origine des radicaux libres
La production des espèces oxydantes est une conséquence inévitable du
métabolisme aérobie. En effet, l’organisme a besoin d’O2 pour produire de l’énergie
au cours des réactions dites de respiration oxydative. Cependant, une faible partie de
l’oxygène échappe à sa réduction en eau au niveau de la mitochondrie, elle peut alors
être à l’origine de la production de radicaux libres oxygénés (Chu et al., 2010).
Les autres sources de production de radicaux libres sont classées en deux
catégories les sources endogènes ou les RL sont des produits des réactions de
l’organisme, et les sources exogènes telque le tabagisme, les radiations UV, les
médicaments, le réactif chimique, les solvants industriels et la pollution (Pastre, 2005).
II.1.3.L’activité antioxydants
L’activité antioxydante est l’habilité d’un composé (dit antioxydant) à inhiber la
dégradation oxydative d’un substrat telle que la peroxydation des lipides et des
protéines (Pellegrini et al., 2003 ; Roginsky et Lissi, 2005). Cet antioxydant a pour
rôle d'empêcher les RL d'atteindre leurs cibles biologiques, d'où leur fonction de
protecteur chimique (Gardès-Albert et al., 2003).
II.1.3.1. L’antioxydants
Un antioxydant peut être définit comme toute substance capable, à concentration
relativement faible, d’entrer en compétition avec d’autres substrats oxydables et ainsi
retarder ou empêcher l’oxydation de ces substrats. Il doit être soluble dans les lipides,
efficace et non toxique, n’entraine ni coloration, ni d’odeur, ni saveur indésirable,
résistant aux processus technologiques, et stable dans le produit final (Estiki et Urooj.
2012).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
26
II.1.3.1.1. Le classification des antioxydants
Les antioxydants peuvent être classés selon leur mode d’action, leur localisation
cellulaire et leur origine. On distingue deux grandes classes : Les antioxydants
enzymatiques et non enzymatiques (Figure 15).
Figure 15: Classification des antioxydants (Ratnam et al., 2006).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
27
I1.1.3.1.2. Les mécanismes d’action des antioxydants
Les mécanismes d’action des antioxydants sont divers, incluant le captage de
l’oxygène singulier, la désactivation des radicaux par réaction d’addition covalente, la
réduction de radicaux ou de peroxydes, la chélation des métaux de transition (Favier,
2006).
D’une manière générale, un antioxydant peut empêcher l’oxydation d’un autre
substrat en s’oxydant lui-même plus rapidement que celui-ci. Un tel effet résulte d’une
structure de donneurs d’atome d’hydrogène ou d’électrons souvent aromatiques cas de
dérivés du phénol.
En plus leurs radicaux intermédiaires sont relativement stables du fait de la
délocalisation par résonance et par manque de positions appropriées pour être attaqué
par l’oxygène moléculaire. Les antioxydants sont en fait des agents de prévention, ils
bloquent l’initiation en complexant les catalyseurs, en réagissant avec l’oxygène, ou des
agents de terminaison capables de dévier ou de piéger les radicaux libres, ils agissent en
formant des produits finis non radicalaires. D’autres en interrompant la réaction en
chaine de peroxydation, en réagissant rapidement avec un radical d’acide gras avant que
celui-ci ne puissent réagir avec un nouvel acide gras. Tandis que d’autres antioxydants
absorbent l’énergie excédentaire de l’oxygène singlet pour la transformer en chaleur
(Yaacoub, 2009 ; Hellal, 2011)
II.2. L’activité antibactérienne
Dès la naissance, l'homme se trouve en contact avec des micro-organismes qui
vont progressivement coloniser son revêtement cutanéo-muqueux. Pour résister à ces
microorganismes de nombreux moyens sont mis en jeu. On peut schématiquement en
distinguer 3 groupes : les barrières anatomiques, les mécanismes de résistance naturelle
(ou innés) et l'immunité acquise (Kaufmann, 1997). La thérapeutique des infections
bactériennes se base principalement sur l’usage des antibiotiques. La prescription à
grande échelle et parfois inappropriée de ces agents peut entraîner la sélection de
souches multirésistantes d’où l’importance d’orienter les recherches vers la découverte
de nouvelles voies qui constituent une source d’inspiration de nouveaux médicaments à
base des plantes (Billing et Sherman, 1998). L'activité antibiotique correspondant à
activité d'une molécule ou composé présent au sein d'un végétal qui inhibe le
développement d'une bactérie ou la tue (Laamari et Mostefaoui, 2017). Ce sont ces
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
28
matériaux trouvés dans les plantes les polyphénols notamment les flavonoïdes et les
tannins sont reconnus par leur toxicité vis- à -vis des microorganismes (Cowan, 1999).
Les antibiotiques
Les antibiotiques, au sens strict, sont des produits élaborés par des micro-
organismes, mais on inclut généralement parmi eux antibiotiques les dérivés semi-
synthétiques et les produits entièrement synthétiques. Les antibiotiques qui inhibent
sélectivement certaines voies métaboliques des bactéries, sans exercer habituellement
d'effets toxiques pour les organismes supérieurs. Cette propriété les distingue des
antiseptiques (Bergogne - Berezin et Dellamonica, 1995).
Les antibiotiques sont divisés selon le mécanisme d'action en deux parties :
- Antibiotiques qui inhibent la croissance des bactéries come : Sulfonamide.
- Antibiotiques bactéricides come : Pénicilline (Monsieur, 2005).
Ces antibiotiques peuvent empêcher les fonctionnes de bactéries en :
- Arrêter la fabrication de la paroi cellulaire externe des bactéries, ce qui
conduit à leur décomposition puis à leur destruction.
- Arrêt des réactions métaboliques qui se produisent chez les bactéries.
- Influence sur la perméabilité de membrane cytoplasmique de la bactérie, ce
qui conduit à la mort des bactéries (Monsieur, 2005).
L’aromatogramme
Une technique utilisée en bactériologie médicale, a été réalisé pour étudier
l’activité antibactérienne appelée antibiogramme ou méthode par diffusion en milieu
gélosé ou encore méthode des disques. Cette méthode a l’avantage de s’appliquer à un
très grand nombre d’espèces bactériennes et d’avoir été largement évaluée par 50 ans
d’utilisation mondiale (Pibiri, 2006). La méthode est basée sur la détermination d'une
zone d'inhibition proportionnelle à la sensibilité bactérienne à l'antimicrobien présent
dans le disque. (Manuel terrestre de l'OIE, 2008). Ce test a été réalisé pour étudier
l’antibiogramme standard des germes utilisés et le comparer avec l’effet de nos extraits
bruts (Yakhlaf, 2010).
CHAPITRE II Les métabolites secondaires et l'activité biologique
29
Figure 16: Illustration de la méthode des aromatogrammes sur boîte de Pétri (Zaika,
1988).
Deuxième partie: Etude
expérimental
CHAPITRE I: Matériels et
Méthodes
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
32
I.1. Les matériel
Notre travail a été réalisé au sein du laboratoire pédagogique de biochimie de la
faculté des sciences de la nature et de la vie à l’université Echahid Hamma Lakhdar d’El
Oued.
I.1.1. Les matériel biologique
I.1.1.1. Les matériel végétal
Le matériel végétal utilisé dans cette étude expérimentale est les graines de carotte
(Daucus carota L.), espèce appartenant à la famille des (Apiaceae), anciennement
appelée famille des Ombellifères. Les graines sont été nettoyées puis broyées à l’aide
d’un broyeur électrique jusqu’à l’obtention d’une poudre fine. La poudre des graines
récupérée est conservée dans des flacons en verre fermés hermétiquement puis stockés à
l’abri de la lumière dans 4C°.
Figure 17 : Les graines de l'espèce Daucus carota L. (photo originale).
A : graine sec ; B : graine poudre
I.1.1.2. Les microorganismes utilisés
Les souches microbiennes utilisées dans cette recherche pour l’activité
antimicrobienne des extraits sont des souches référencées.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
33
A. Les bactéries à Gram –
Escherichia coli
C’est une bactérie à Gram négatif, commensal du tube digestif de l’homme et de
l’animal, de forme non sporulée, de type aérobie facultative, généralement mobile grâce
aux flagelles, sa longueur varie de 2 à 6 μm, alors que sa largeur est de 1,1 à 1,5 μm,
elle représente la bactérie la plus impliquée dans les infections aigues d’appareil
urinaire, elle provoque également les diarrhées d’été, diarrhée infantile et les
intoxications alimentaires (Percival, 2004).
Pseudomonas aeruginosa
Ce sont des bacilles Gram négatif, de forme non sporulée, elles sont aérobies,
mobiles grâce à la présence de 1 à 2 flagelles, ce type de bactérie synthétise deux types
principaux de pigments pyocyanine : bleue phénazine, pyoverdine: jaune vert, il s’agit
de bactéries résistantes pour plusieurs antibiotiques (Percival , 2004). Pseudomonas
aeruginosa est responsable de 16% des cas de pneumonie nosocomiale, 12% des
infections urinaires, 8 % des infections suites aux blessures chirurgicales (Van Delden
et al., 1998)
Salmonella enterica serovar Typhi ATCC 14028
Ce sont des bacilles à Gram négatif, anaérobie facultatif, habituellement mobiles
grâce à une ciliature périt riche, mais des mutants immobiles peuvent exister
(Bourgeois et Mescle, 1996), responsables de la fièvre typhoïde humaine. Les
Salmonelles sont en général considérées comme pathogènes bien que leur virulence et
leur pouvoir pathogène varient énormément (Rodier et al,. 2009).
B. Les bactéries à Gram +
Staphylococcus aureus
Ce sont des cocci Gram positifs avec un diamètre de 0,5 à 1,5 μm, de forme non
sporulée, qui tendent à se grouper en paires, petites chaines, elles sont habituellement
non capsulées, ou possédant des capsules limitées, elles sont anaérobies facultatives. Le
Staphylococcus aureus représente l’agent commun des infections postopératoires de
blessures, endocardite aigue, intoxication alimentaire (Dworkin et al., 2006).
I.1.2. Les matériel de laboratoire
Les réactifs et les matériels utilisés dans les différents tests et dosage sont présenté
dans l’annexe.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
34
I.2. Les méthodes
I.2.1. Les préparation des différents extraits à partir des graines de Daucus carota
L. (Extraction par macération)
A. L’extraction par macération à l’eau
L’extrait aqueux des parties aériennes de la plante sont les graines de carotte
(Daucus carota L.) ont été préparés selon la méthode décrite par Coulibaly et al.,
(2011). On a pris 50 g du matériel végétal broyé est mise à macérer dans 500 ml d’eau
distillée sous agitation magnétique et à une température ambiante. Cette macération est
répétée 3 fois successivement avec renouvellement du solvant chaque 24 heure. Les
macérât aqueux obtenus sont soumis à la double filtration sur papier filtre Whatman
N°1.
Les filtrats obtenus sont concentrés à l’évaporateur rotatif (Rotavapor BUCHI
Haeting bath R-210) à la température de 45°C et 50°C respectivement. Après séchage à
l’étuve (45 °C) pendant 24 h, les extraits brut a été stocké dans des flacons stériles
étiquetées et nommés Aq(M) puis conservées au congélateur à 4C° jusqu'à utilisés pour
les tests phytochimiques et biologiques.
B. L’extraction par macération à l’éthanol
L’extrait hydro-alcoolique des parties aériennes de la plante sont les graines de
carotte (Daucus carota L.) ont été préparés selon la méthode décrite par Coulibaly et
al., (2011). On a pris 50 g du matériel végétal broyé est mise à macérer dans 500 ml
d’un mélange éthanol-eau distillée (80/20: V/V) sous agitation magnétique et à une
température ambiante. Cette macération est répétée 3 fois successivement avec
renouvellement du solvant chaque 24 heure. Les macérât hydro-alcoolique obtenus sont
soumis à la double filtration sur papier filtre WhatmanN°1.
Les filtrats obtenus sont concentrés à l’évaporateur rotatif (Rotavapor BUCHI
Haeting bath R-210) à la température de 45°C et 50°C respectivement. Après séchage à
l’étuve (45 °C) pendant 24 h, les extraits brut a été stocké dans des flacons stériles
étiquetées et nommés EtOH (M) puis conservées au congélateur à 4C° jusqu'à utilisés
pour les tests phytochimiques et biologiques.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
35
C. L’extraction par macération à l’éther
L’extrait hydro-alcoolique des parties aériennes de la plante sont les graines de
carotte (Daucus carota L.) ont été préparés selon la méthode décrite par Coulibaly et
al., (2011). On a pris 50 g du matériel végétal broyé est mise à macérer dans 500 ml
d’un mélange de éther (80/20 : V/V) sous agitation magnétique et à une température
ambiante. Cette macération est répétée 3 fois successivement avec renouvellement du
solvant chaque 24 heure. Les macérât hydro-alcoolique obtenus sont soumis à la double
filtration sur papier filtre WhatmanN°1.
Les filtrats obtenus sont concentrés à l’évaporateur rotatif (Rotavapor BUCHI
Haeting bath R-210) à la température de 45°C et 50°C respectivement. Après séchage à
l’étuve (45 °C) pendant 24 h, les extraits brut a été stocké dans des flacons stériles
étiquetées et nommés EtOH(M) puis conservées au congélateur à 4C° jusqu'à utilisés
pour les tests photochimiques et biologiques.
Figure 18 : Protocole de préparation de l'extrait aqueux, éthanol et éther de graines
Daucus carota L.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
36
I.2.1.1. Les déterminations du rendement d'extraction
Le rendement désigne la masse de l’extrait déterminée après évaporation du
solvant, il est calculé suivant la formule décrite par (Falleh et al., 2008). Il est exprimé
en pourcentage par rapport à la masse initiale de la plante soumise à l’extraction.
R: est le rendement en %.
PEB: Poids de l’Extrait Brut (g).
PMV: Poids de matière végétale (g).
I.2.2. Les tests phytochimiques
Les tests phytochimiques sont réalisés sur l’extrait aqueux, éthanol et éther de
graines de Daucus carota L. Le but de mise en évidence l’existence de quelques
métabolites secondaires.
A. Des alcaloïdes: 1ml d’extrait a analysé additionnée d’une goutte de HCl
concentré, la solution obtenue est ajoutée 2 gouttes de réactif de Drajendorf.
L’apparition d’un précipité ou d’une coloration brune-rougeâtre indique la
présence des alcaloïdes (Bagre et al., 2007).
B. Des polyphénols: 1 ml d’extrait végétal, on ajoute deux gouttes de solution
alcoolique de chlorure ferrique à 2%. L’apparition d’une coloration bleue
noirâtre ou verte plus ou moins foncée signe la présence des composés
polyphénoliques (Bidie et al., 2011).
C. Des flavonoïdes: Réaction dite à la cyanidine (réaction de Shibata) : dans un tube
à essai, mettre 1mld’extrait végétal, ensuite ajouter 1ml d’alcool chlorhydrique
(4ml EtOH + 1ml HCl concentré), ajouter ensuite deux à trois copeaux de
magnésium. La présence d’une coloration rose-oranger ou violacée signe la
présence des flavonoïdes (Békro et al., 2007).
D. Des tanins: La présence des tanins est mise en évidence en ajoutant, 1ml de
l'extrait aqueux même pour l'extrait de éthanol et éther, 1 ml d'eau distillé et à
2gouttes des solutions de FeCl3 diluée. L'apparition d'une coloration vert
foncée ou bleu-vert indique la présence des tanins (Trease et Evans, 1987).
E. Des saponosides: 1 ml d’extrait végétal sont mis dans un tube à essai. Après avoir
le tube est agité pendant 15 secondes(s), puis laissé au repos pendant 15 min.
R % = (PEB/PMV) × 100
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
37
Une hauteur de mousse persistante, supérieure à 1 cm indique la présence de
saponosides. (Bidie et al., 2011).
F. Des polyterpènes et stérols: Dans 1ml d’extrait végétal ajouter quelques gouttes
d’anhydride acétique. Ensuite introduire 0,5 ml d’acide sulfurique concentré.
L’apparition d’une couleur rouge intense indique la présence des terpènes et
verte foncée indique la présence des stérols. (Bagré et al., 2007).
I.2.3. Les méthodes d’analyse quantitative de l'extraits
I.2.3.1. Les dosage de composition phénolique
A. Les dosages des polyphénols (PP)
Principe
Le dosage des polyphénols totaux a été effectué par une méthode adaptée par
Singleton et Ross (1965) avec le réactif de Folin-Ciocalteu. Le réactif est formé d’acide
phosphotungstique (H3PW12O40) et phosphomolibdique (H3PMo12O40), qui sont réduit
lors de l’oxydation des phénols en oxydes bleus de tungstène (W8O23) et de
molybdène(Mo8O23). Ce qui nous aide à doser les phénols dans le visible à une longueur
d’onde de l’ordre 765 nm.
Mode opératoire
Dans un tube à essai ont été introduits à l’aide d’une micropipette 100 μl de
chaque solution d’extrait, suivis de l’addition de 500 μl de réactif de Folin Ciocalteu
((1/10) (10 fois dilué dans l’eau distillée)). Après 2 minutes, 2 ml d'une solution de
bicarbonate de sodium(Na2CO3) à 20% ont été ajoutée. Puis les solution ont été
secouées immédiatement et sont maintenues à l’obscurité pendant 30 minutes à
température ambiante. L’absorbance de chaque solution d’extrait à été déterminée à 765
nm avec UV Vis spectrophotomètre.
La courbe d'étalonnage a été réalisée par l'acide gallique à différentes
concentrations (10 - 35μg/ml), dans les mêmes conditions de dosage.
Les résultats sont ainsi exprimés en mg équivalent d'acide gallique par g d'extrait
sec (mg d'EAG/g ES). Toutes les mesures sont répétées 3 fois.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
38
Figure 19 : Protocole de dosage des polyphénols totaux (Singleton et Ross 1965).
B. Les dosages des flavonoïdes (FV)
Principe
Les flavonoïdes des extraits ont été quantifiés par la méthode du trichlorure
d’aluminium (Bahorun et al., 1996). Le principe est basé sur l’oxydation des
flavonoïdes par ce réactif (AlCl3), ce qui entraîne la formation d’un complexe jaune-
orange qui absorbe à 420 nm. La coloration jaune-orange produite est proportionnelle à
la quantité de flavonoïdes présente dans l’extrait testé (Chekroun, 2015).
Mode opératoire
Mettre 1ml d’extrait dans un tube à essai de différente concentration (0.2-1mg/ml);
Ajouter 1 ml d’une solution méthanolique de chlorure d’aluminium(AlCl3) à 2%;
incuber les tubes à 60 min à température ambiante. Lire l’absorbance à l’aide d’un
spectrophotomètre UV-visible à 420 nm.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
39
La concentration des flavonoïdes est déduite à partir d’une gamme d’étalonnage
établie avec la quercétine (10-35 μg/ml) et est exprimée en microgramme d'équivalent
de quercétine par milligramme d’extrait (μg EQ/mg d’extrait), le test est répété 3 fois.
(Kebieche, 2009; Talbi et al., 2014).
Figure 20 : Protocole de dosage des flavonoïdes (Bahorun et al., 1996).
I.2.4. L’évaluation de l’activité biologique
I.2.4.1. L’évaluation de l’activité antioxydant de l’extraits
La capacité antioxydant de l’ensemble des extraits a été évaluée in vitro par deux
méthodes spectrophotométriques. L’activité anti radicalaire, l’inhibition du DPPH, est
mesurée selon la méthode de Brand-williams (1995). Le pouvoir réducteur est évalué
selon la méthode d’Oyaizu et al., (1986) reprise par (Atmani et al. , 2009). Pour
chaque extrait, les tests ont été répétés trois fois. Une lyophilisation a été effectuée afin
de conserver nos échantillons et étudier l’effet de la concentration sur le pourcentage
d’inhibition du radical DPPH.
A. Le test du piégeage du radical libre DPPH
Principe du test
D'un point de vue méthodologique, le test au radical libre DPPH est recommandé
pour des composés contenant des groupes -SH, -NH et –OH. Le 2,2-diphenyl-1-
picrylhydrazyle possède un électron non apparié sur un d'azote. Ce radical ne forment
pas des dimères, il reste donc sous sa forme monomère qui est relativement stable
(Popovici et al., 2009).
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
40
La réduction du DPPH par un agent antioxydant en DPPH-H induit une perte de
sa couleur violette foncée qui va sa transforme en jaune pale (Figure 21). (Molyneux,
2004).
Cette réaction qui s'effectue à température ambiante pour éliminer tout risque de
dégradation thermique des molécules thermolabiles (Popovici et al., 2009) peut être
suivie spectrophotométriquement en mesurant la diminution de son absorbance entre
515-518 nm ( Molyneux, 2004).
Figure 21 : Mécanisme réactionnel intervenant lors du test DPPH• entre l’espèce
radicalaire (DPPH•) et un antioxydant (AH) (Molyneux, 2004).
Protocol de l'activité anti-radicalaire par le test DPPH
L’activité antioxydant des différents extraits est mesurée par la méthode décrite
par Brand-williams et al., (1995); Pour chaque extrait une différentes concentrations
comprises entre 0.02-0.1 mg/ml et des antioxydants standards (acide ascorbique) avec
différentes concentrations entre 0.001-0.08 mg/ml. Une solution de DPPH a été
préparée par solubilisation de 2 mg de DPPH dans 50 ml de méthanol. 0.5ml de solution
échantillons et témoin sont ajoutées à 1 ml de la solution de DPPH, après incubation de
30 min en obscurité à la température ambiante, les absorbances sont mesurées à 517 nm
contre le blanc correspondant.
Les résultats exprimés en IC50 qui sont calculés à partir des courbes de la variation
du pourcentage d'inhibition 1% en fonction de la concentration de chaque extrait. Il faut
rappeler que plus la valeur de IC50 est petite, plus l'activité antioxydant des extraits est
grande (Popovici et al., 2009).
Le pouvoir d'inhibition est exprimé en % et déterminé en appliquant la formule
suivante :
% d'activation antioxydant = [Abs contrôle - Abs échantillon / Abs contrôle] ×
100
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
41
Figure 22 : Protocole de dosage de l’activité antioxydants par le test DPPH (Brand-
williams et al., 1995).
B. La mesure du pouvoir réducteur du fer
Principe
Le pouvoir réducteur d'un extrait est associé à son pouvoir antioxydant. L'activité
réductrice du fer de nos extraits est déterminée selon la méthode décrite par Oyaizu et
al., (1986), basée sur la réaction chimique de réduction du fer ferrique (Fe3+) présent
dans le complexe K3Fe(CN)6 en fer ferreux (Fe2+
). L'absorbance du milieu réactionnel
est déterminée à 700 nm. Une augmentation de l'absorbance correspond à une
augmentation du pouvoir réducteur des extraits testés (Hubert, 2006).
Figure 23 : Réaction FRAP entre Fe3+
-TPTZ et l’antioxydant (Boutakiout et al.,
2015).
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
42
Mode opératoire
L’activité antioxydant des différents extraits est mesurée par la méthode décrite
par Oyaizu et al., (1986); mettre 0.25 mL de l'échantillon à différentes concentrations,
est mélangé avec 0.625 mL d'une solution tampon phosphate (0.2 M ; pH 6.6) et 0.625
mL d'une solution de ferricyanure de potassium K3Fe(CN)6 à 1% , Le mélange est
incubé à 50°C pendant 20 minutes, puis refroidi à température ambiante , 0.625 mL de
l'acide trichloracétique à 10% sont ajoutés pour stopper la réaction , puis les tubes sont
centrifugés à 4500 rpm pendant 10 minutes, 0.625 mL du surnageant sont ajoutés à
0.625 mL d'eau distillée et 0.125 ml d'une solution de trichlorure du fer (FeCl3, 6H2O) à
0.1%.
La lecture des absorbances du milieu réactionnel se fait contre un blanc à 700 nm
contre un blanc semblablement préparé, en remplaçant l’extrait par de l’eau distillée qui
permet de calibrer l’appareil (UV-VIS spectrophotomètre).
Le contrôle positif est représenté par une solution d’un antioxydant standard;
l’acide ascorbique dont l’absorbance a été mesuré dans les mêmes conditions que les
échantillons.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
43
Figure 24 : Protocole de détermination du pouvoir réducteur (Oyaizu et al., 1986).
I.2.4.2. L’évaluation de l’activité antibactérienne de l'extraits
Evaluation l’activité antibactérienne de l’extraits ont été déterminée par la
méthode de diffusion en milieu gélosé cité par (Treki et al., 2009) des différents
concentrations (0.5 mg/ml, 1 mg/ml, 1.5 mg/ml, 2 mg/ml) des trois extraits aqueux,
éthanolique et éthylique des graines Daucus carota L. Cette technique repose sur
l'apparition d’une zone d'inhibition autour du disque contenant l'extrait de la plante
(Bssaibis et al., 2009), dans le milieu de culture contre quatre souches bactériennes:
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
44
Salmonella enterica serovar Typhi ATCC 14028, Escherichia coli , Staphylococcus
aureus, Pseudomonas aeruginosa.
Préparation des milieux de culture
Les milieux de culture utilisés pour la réalisation des tests antimicrobiens sont la
gélose nutritive pour l’isolement des souches bactériennes et la gélose Mueller Hinton
pour l’étude de la sensibilité des bactéries pour les différents extraits de plantes préparée
comme suit :
Dissoudre 28 g de la gélose nutritive dans un litre d’eau distillée et de 38 g de la
gélose Muller-Hinton dans un litre d’eau distillée. Faire bouillir avec agitation jusqu'à
dissolution complète, puis la stérilisation à l'aide d'autoclave pendant 15 min à 121°C,
finalement couler dans les boites de Pétri à 4 mm de hauteur et on laisse quelques
minutes jusqu'à la solidification (Harrar, 2012).
Conservation des souches
Les souches bactériennes conservées à 4°C dans des boites de pétrie contenant
une solution nutritive.
Préparation des précultures (Le repiquage)
Les souches bactériennes à tester sont alors repiquées à partir de la culture dans
une boites de pétrie contenant milieu de culture la gélose nutritive et incuber pendant 18
à 24 h à 37°C dans l’étuve afin d’obtenir une culture jeune des bactéries et des colonies
isolées pour déterminé l’activité.
Préparation des dilutions des extraits (concentration)
Différentes concentrations (0.5 mg/ml, 1 mg/ml, 1.5 mg/ml, 2 mg/ml) des trois
extrait aqueux, éthanolique et éthylique des graines de Daucus carota L. ont été préparé
par la solution diméthyle sulfoxyde (DMSO) (Meddour et al., 2013).
Préparation des disques
Nous avons préparé les disques à partir de papier wattman de 6mm de diamètre,
puis elles sont mises dans un tube à essai bien fermer et stérilisés les disques à
l’autoclave pendant 30 minutes a 120°C. Et conservées jusqu'à l’utilisation.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
45
Figure 25 : Stérilisation les disques à L'autoclave.
Préparation de l'inoculum (suspensions bactériennes)
A l'aide d’une pipette pasteur stérilisés nous avons prélevée quelques colonies
bien isolées et parfaitement identiques de chacune des souches bactériennes à tester
préalablement cultivées dans la gélose nutritive 24h et sont été mises dans 10 ml d'eau
physiologique stérile. La suspension bactérienne est bien homogénéisée (Choi et al.,
2006).
L'ensemencement doit se faire en moins en quelques min après la préparation de
l'inoculum (Djelloul-Daouadji, 2010).
Ensemencement
L’ensemencement est réalisé par écouvillonnage sur boites Pétri, trempé un
écouvillon dans la suspension bactérienne, puis l’essorer en pressant fermement sur la
paroi interne du tube. Ensuit Frotté l’écouvillon sur la totalité de la surface gélosée
Mueller Hinton (GMH), de haut en bas enstries serrées.
L’opération est répétée deux fois en tournant la boite de 60° à chaque fois.
L’ensemencement est fini en passant l’écouvillon sur la périphérie de la gélose
(Djelloul-Daouadji, 2010 ; Rahal, 2011). L’écouvillon est rechargé à chaque fois
qu’on ensemence plusieurs boites de Pétri avec la même souche.
Application des disques (dépôt des disques)
A l’aide d’une pince stérile, 4 disques de 6 mm de diamètre préalablement
préparé, imprégnés des quatre concentrations de chaque extrait aqueux, éthanolique et
éthylique (0.5, 1, 1.5, 2 mg/ml).
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
46
Ensuit déposés les disques dans la boîte pétrie, une fois appliqué, le disque ne doit
pas être déplacé (Rahal, 2011).
=> Le témoin négatif était un disque de papier Wattman imprégnés de DMSO.
Incubation et Lecture
Après l’incubation 18-24 heures à 37°C dans l'étuve l’effet des extraits se traduit
par l’apparition autour de disque d’une zone circulaire transparente correspondant à
l’absence de la croissance. Plus le diamètre de cette zone est grand plus la souche est
sensible (Choi et al., 2006).
Test de sensibilité aux antibiotiques : antibiogramme
Ce test a été réalisé pour étudier l’antibiogramme standard des germes utilisés et
le comparer avec l’effet de nos extraits testés. Les disques d’antibiotiques (témoin
positif) sont déposés à la surface d'un milieu gélosé, préalablement ensemencé avec une
culture pure de la souche à étudier.
Figure 26: Protocole de détermination l’activité antibactérienne.
CHAPITRE I Matériels et Méthodes
47
I.2.5. Les analyses statistiques
Les résultats des tests sont exprimés en moyenne ± écart type. L'évaluation
statistique des résultats est effectuée par le test T student; qui est basé sur la
comparaison entre deux moyennes. Pour cela, on a utilisé les logiciels de MINITAB
(version 17) et EXCEL (version 2007),
La signification est déterminée par la valeur α=0.05 ; Si :
P < 0.05 : Différence significative.
P < 0.01 : Différence hautement significative.
P < 0.001 : Différence très hautement significative.
P > 0.05 : Différence non significative.
Les valeurs d’IC50 (concentration inhibitrice à 50%) sont calculées par la
régression linéaire à partir de la courbe [% inhibition = f (concentrations)].
CHAPITRE II: Résultats et
discussion
CHAPITRE II Résultats et discussion
49
II.1. Résultats II.1.1. Les rendements
Le rendement moyen en extraits (aqueux, éthanolique et éthérique) des graines de
Daucus carota L. a été calculé en fonction de la matière végétale sèche de la partie
aérienne de la plante. Ces rendements sont présentés dans le tableau 04.
Tableau 04 : Rendement, couleur et aspect des extraits secs des graines Daucus carota L.
Extrait brut Rendement(%) Couleur Aspect
Aqueux 13.22% Marron foncée Poudre
Ethanolique 11.99% Marron foncée Poudre
Ethérique 11.007% Marron foncée Poudre
Selon les résultats obtenus, nous remarquons le rendement de extrait aqueux de
valeur 13.22% plus élèves aux autres extraits éthanolique et éthérique de valeur 11.99%
et 11.007% respectivement. Elle est presque la même pour des trois extraits brut
considérable avec une couleur marron foncée et un aspect poudre.
II.1.2. Les tests phytochimiques
Les résultats des tests phytochimiques réalisés sur les trois extraits des graines
Daucus carota L. sont regroupés dans le tableau 05.
Ces réactions sont basées sur des phénomènes de précipitations ou de colorations
par des réactifs spécifiques à chaque famille de composé (Zirar, 2014).
Figure 27: Exemple sur le test phytochimiques des alcaloïdes et tanins des différents
extraits des graines Daucus carota L. (photo original).
À travers cette étude, nous avons mis en évidence l’existence des alcaloïdes, des
tanins, des flavonoïdes, les polyterpènes, les stérols et les polyphénols dans les trois
extraits aqueux, éthanolique et éthérique, la présence des alcaloïdes et les flavonoïdes
CHAPITRE II Résultats et discussion
50
avec les polyphénols qui sont plus élevées de moyen très important dans l’extrait
éthanolique par rapport aux autres extraits. Pour la classe des Saponosides, le test s’est
révélé négatif pour les trois extraits.
Ces résultats, confirment la richesse des graines Daucus carota L. par la majorité
des métabolites secondaires.
Tableau 05 : Résultats des tests phytochimiques des trois extraits aqueux, éthanolique
et éthérique des graines Daucus carota L.
Composés
Réactifs
Daucus carota L.
Extraits
Aqueux Ethanol Ether
Alcaloïdes Dragendorff ++ +++ +
Polyphénols FeCl3 ++ +++ ++
Flavonoïde D’alcool chlorhydrique ++ +++ +
Polyterpènes D’acide sulfurique + ++ ++
Stérols D’acide sulfurique + ++ ++
Saponosides Test de mousse - - -
Tanins FeCl3 ++ + +++
(+) présence, (++) abondant, (+++) très abondant, (-) absence
II.1.3. Les détermination des teneurs des composés phénoliques
A. Le dosage des polyphénols (PP)
L'étude quantitative des trois extraits réalisés par le dosage spectrophotomètrique
par la méthode de Folin-Ciocalteu avait pour objectif la détermination de la teneur totale
en polyphènol présent dans l’extrait de Daucus carota L. Cette teneur sont déterminées
à partir de l’équation de la régression linéaire de courbe d’étalonnage de l’acide
gallique, exprimée en microgramme d'équivalent d’acide gallique par gramme d’extrait
sec (µg EAG/g ES): y = 0.0866x + 0.296 avec (R2 = 0.963). Les résultats obtenus sont
représenté dans le tableau 06 pour les trois extraits.
Nous avons constaté que la teneur en polyphénols est plus élevée dans l’extrait
éthanolique avec une valeur de (1024.6 ± 49.8 µg EAG/g d’extrait sec), suivie par celle
d’extrait aqueux (1015.1 ± 10.9 µg EAG/g d’extrait sec). L’extrait éthérique possède la
teneur le plus faible en polyphénols avec une valeur de (820.77 ± 4.54 µg EAG/g
d’extrait sec) par rapport aux autres extraits.
CHAPITRE II Résultats et discussion
51
Tableau 06 : Teneurs en polyphénols (moyenne ± écart-type) dans les trois extraits
aqueux, éthanolïque et éthylique des graines Daucus carota L.
Daucus carota L. Teneurs en polyphénols (μgEAG /g ES)
Extrait aqueux 1015.1±10.9
Extrait éthanolique 1024.6±49.8
Extrait éthérique 820.77±4.54
Figure 28: Teneurs en polyphénols des différents extraits expérimentaux des graines
Daucus carota L.
*p < 0.05; **p < 0.01; ***p < 0.001 ; NS
P > 0.05 comparaison l'extrait aqueux avec
l'extrait éthanolique.
a p < 0.05;
b p < 0.01;
c p < 0.001 ;
NS’ P > 0.05 comparaison l'extrait aqueux avec l'extrait
éthérique.
a' p < 0.05;
b' p < 0.01;
c' p < 0.001 ;
NS'' P > 0.05 comparaison l'extrait éthanolique avec
l'extrait éthérique.
Les résultats présentés dans la figure 28: montrent une augmentation non
significative (p > 0,05) du teneur de polyphénols de l’extrait éthanolique et diminution
très hautement significative (p < 0.001) du extrait éthérique par rapport a l'extrait
aqueux de graine Daucus carota L. En revanche une diminution très hautement
significative (p < 0.001) de teneur en polyphénols de l’extrait d’éther par rapport a
l'extrait éthanolique.
CHAPITRE II Résultats et discussion
52
B. Le dosage des flavonoïdes (FV)
Le dosage des flavonoïdes a été réalisé selon la méthode au trichlorure
d’aluminium (AlCl3) et l’étalon été la quercétine. La teneur en flavonoïde a été
déterminée dans l’extrait des graines Daucus carota L. à partir de équation de la
régression linéaire de courbe d’étalonnage est exprimée en microgramme d'équivalent
de quercetine par milligramme d’extrait sec: y =3.051 + 0.144 avec (R2
= 0.986). Les
résultats obtenus sont représentés dans les tableaux 07.
Pour les trois extraits, nous avons remarqué que les teneurs en flavonoïdes sont
plus élevées dans l’extrait éthanolique 858.95±12.33 µg EQ/mg ES, suivie par celle
d’extrait aqueux avec une valeur de 824.37±3.05 (µg EQ/mg d’extrait sec), tandis que le
teneur le plus faible est celle de l’extrait éthérique (655.55±8.81µg EQ/mg d’extrait
sec).
Tableau 07 : Teneurs en flavonoïdes (moyenne ± écart-type) dans les trois extraits
aqueux, éthanoïque et éthylique des graines Daucus carota L.
Daucus carota L. Teneurs en flavonoïdes (µg EAG /mg ES)
Extrait éthanolïque 858.95±12.33
Extrait aqueux 824.37±3.05
Extrait éthylique 655.55±8.81
Figure 29 : Teneurs en flavonoïde des différents extraits expérimentaux des graines
Daucus carota L.
CHAPITRE II Résultats et discussion
53
*p < 0.05; **p < 0.01; ***p < 0.001 ; NS
P > 0.05 comparaison l'extrait aqueux avec
l'extrait éthanolique.
a p < 0.05;
b p < 0.01;
c p < 0.001 ;
NS' P > 0.05 comparaison l'extrait aqueux avec
l'extrait éthérique.
a' p < 0.05;
b' p < 0.01;
c' p < 0.001 ;
NS'' P > 0.05 comparaison l'extrait éthanolique avec
l'extrait éthérique.
Les résultats présentés dans la figure 29: montrent une augmentation hautement
significative (p < 0.01) du teneur de flavonoïde de l’extrait éthanolique et une
diminution hautement significative (p < 0.01) de l’extrait d’éther par rapport au l'extrait
aqueux de graine Daucus carota L. En revanche; une diminution, très hautement
significative (p < 0.001) de extrait de éther par rapport au l'extrait éthanolique.
II.1.4. L’évaluation de l’activité biologique
II.1.4.1. L’évaluation de l’activité antioxydant de l’extraits
La mise en évidence du pouvoir antioxydant des trois extraits des graines Daucus
carota L. été réalisée par deux techniques chimiques (test de piégeage du radical libre
DPPH, pouvoir réducteur du fer (FRAP).
A. Le test de DPPH
L’activité anti radicalaire est réalisée par la méthode du radical 2,2-diphényl-
1picrylhydrazyle (DPPH) qui est une méthode fréquemment utilisée pour sa simplicité.
L’inhibition de la décoloration du radical DPPH est en fonction de la concentration de
l’extraits utilisée (Cuendet et al., 1997).
Le radical libre DPPH a permis l’estimation de l’activité antioxydant. C’est un
radical synthétique de couleur violette qui vire vers le jaune quand il est capté par les
extraits testés. L’intensité de la couleur jaune reflète la capacité antiradicalaire de
l’extrait, et dépend de la nature, la concentration et la puissance de cet extrait.
Figure 30: La décoloration de couleur violette qui vire vers le jaune de test de DPPH
(photo original)
CHAPITRE II Résultats et discussion
54
L’activité antioxydant des différents extraits aqueux, éthanolique et éthérique des
graines de Daucus carota L. est exprimée en IC50, il définit la concentration efficace du
substrat qui cause la perte de 50% de l’activité du radical DPPH. Dans ce test on a
utilisé l’acide ascorbique comme standard, les résultats obtenus est représente dans le
tableau 08.
Le meilleur résultat obtenu est celui de l’extrait éthérique qui a donné un IC50 de
l’ordre de 41.677±1.528 µg/ml E suivi par ceux de extrait éthanolique 42.677±0.577
µg/ml E respectivement, les deux extraits sont plus actifs mais moins activité par
rapport a l’acide ascorbique de IC50 de l’ordre 15.000±1.000 µg/ml. Par contre, l’extrait
aqueux possède un pouvoir de piégeage du DPPH plus faible 85.00±13.08 µg/ml E par
rapport aux autres extraits et l’acide ascorbique.
Ces capacités sont nettement très importantes, cependant, l’extrait aqueux révèle
une capacité faible.
Tableau 08: IC50 de l’extrait brut et l’acide ascorbique (moyenne ± écart-type) dans les
trois extraits aqueux, éthanoïque et éthylique des graines Daucus carota L.
Daucus carota L. IC50 (µg/ml de E)
Extrait aqueux 85.00± 13.08
Extrait éthanolique 42.677± 0.577
Extrait éthérique 41.677± 1.528
Acide ascorbique 15.000 ±1.000
Figure 31 : IC50 de test DPPH des différents extraits expérimentaux des graines Daucus
carota L.
CHAPITRE II Résultats et discussion
55
*p < 0.05; **p < 0.01; ***p < 0.001 ; NS
P > 0.05 comparaison les trois extraits aqueux,
éthanolique et éthérique avec le acide ascorpique.
a p < 0.05;
b p < 0.01;
c p < 0.001 ;
NS' P > 0.05 comparaison l'extrait aqueux avec
l'extrait éthanolique.
a' p < 0.05;
b' p < 0.01;
c' p < 0.001 ;
NS'' P > 0.05 comparaison l'extrait aqueux avec
l'extrait éthérique.
Les résultats présentés dans la figure 31 : montrent une augmentation significative
(p < 0.05) de extrait aqueux et très hautement significative (p < 0.001) du extrait de
éthanol et hautement significative (p < 0.01) du extrait de éther du teneur de IC50 de test
DPPH des l'extraits des graines Daucus carota L. par rapport a l’acide ascorbique. En
revanche une diminution très hautement significative (p < 0.001) de l’extrait
éthanolique et étherique par rapport a l'extrait aqueux.
B. Les pouvoir réducteur du fer : FRAP (Ferric reducing antioxidant power)
En présence d'extrait de la plante le fer ferrique Fe3+
a été réduit à la forme
ferreuse Fe2+
.Par conséquent, Fe2+
peut être évalué en mesurant et en surveillant
l'augmentation de la densité de la couleur bleu dans le milieu réactionnel à 593 nm.
Les résultats montrent que l'activité réductrice du fer a été déterminée dans les
trois extraits aqueux, éthanolique et éthérique des graines Daucus carota L. à partir de
l’équation de la régression linéaire de courbe d’étalonnage est exprimée en milligramme
d'équivalent d’acide ascorbique par gramme d’extrait sec: y = 0.535x + 0.484 (R2 =
0.994). Les résultats obtenus sont illustrés dans le tableau 09.
Tableau 09: L’activité réductrice du fer (moyenne ± écart-type) dans les trois extraits
aqueux, éthanolique et éthérique des graines Daucus carota L.
Daucus carota L. L’activité réductrice du fer (mg/g de ES)
Extrait éthanolïque 10.916± 0.219
Extrait aqueux 8.351± 0.225
Extrait éthylique 7.6487± 0.894
La capacité à réduire le fer est plus élevée pour l’extrait éthanolique 10.916±0.219
(mg EAA/g ES). Elle est presque la même pour les extraits aqueux 8.351±0.225 (mg
EAA/ g ES). Alors que l’extrait de éther révèle la moins activité 7.6487± 0.894 (mg
EAA/ g ES) par rapport aux autres extraits. Les trois extraits des graines Daucus carota
L. Présentent un pouvoir antioxydant plus important.
CHAPITRE II Résultats et discussion
56
Figure 32: Teneurs en FRAP des différents extraits expérimentaux des graines Daucus
carota L.
*p < 0.05; **p < 0.01; ***p < 0.001 ;
NS P > 0.05 comparaison l'extrait aqueux avec
l'extrait éthanolique.
a p < 0.05;
b p < 0.01;
c p < 0.001 ;
NS' P > 0.05 comparaison l'extrait aqueux avec
l'extrait éthérique.
a' p < 0.05;
b' p < 0.01;
c' p < 0.001 ;
NS'' P > 0.05 comparaison l'extrait éthanolique avec
l'extrait éthérique.
Les résultats présentés dans la figure 32 : montrent une augmentation significative
(p < 0.05) de extrait éthanolique et diminution hautement significative (p < 0.01) du
extrait de éther du teneur de FRAP de l'extrait de graine Daucus carota L. par rapport
au l'extrait aqueux. En revanche une diminution hautement significative (p < 0.01) de
extrait de éther par rapport au l'extrait éthanolique.
II.1.4.1. L’évaluation de l’activité antibactérienne de l’extraits
Nous avons étudié in vitro le pouvoir antibactérienne des trois extraits isolés des
graines Daucus carota L. par la méthode de diffusion en milieu gélosés solides,
Mueller-Hinton pour les souches bactéries à tester.
L’activité antibactérienne des extraits a été estimée en termes de diamètre de la
zone d'inhibition autour des disques contenant les extraits à tester vis-à-vis de quatre
(04) souches bactériennes. Tous les extraits n'ont pas réagi avec les souches
bactériennes testées. On remarque aussi l'absence de pouvoir inhibitrice d'extrait contre
la croissance bactérienne comparativement au témoin positif qui a réagi fortement. Le
CHAPITRE II Résultats et discussion
57
tableau 10 indique les résultats des tests d’activité antimicrobienne d’extrait issus de la
plante Daucus carota L. sur les souches bactériennes utilisée.
Tableau 10 : Etude de l’activité inhibitrice d’extraits de graine Daucus carota L.
Concentration de
plante pour les trois extraits (aqueux,
éthanolique et éthérique) en (mg/ml)
Souche
Dia
mèt
res
d’i
nh
ibit
ion
(m
m)
PEN GEN VAN DMSO 0.5 1 1.5 2
Escherichia coli 6 32.6 22.3 6 0 0 0 0
Pseudomonas
aeruginosa
6 31 20.6 6 0 0 0 0
Salmonella Enteric
Serovar Typhi
ATCC 14028
10.3 28.6 20.6 6 0 0 0 0
Staphylococcus aureus 8 26 9.67 6 0 0 0 0
PEN: pénicilline; GEN: gentamycine; VAN: Vancomycine.
CHAPITRE II Résultats et discussion
58
II.2. Discussion
Parmi la flore Algérienne, nous sommes intéressés à une espèce plus consommée,
connu pour sa richesse floristique diversifiée. Il s’agit de Daucus carota L. plante
médicinale appartenant à la famille des Apiacées, utilisée en phytothérapie pour ses
propriétés sédatives, antioxydantes (Singh et al., 2010), anti cancéreuse (De Groot,
1998) et la protection contre les maladies cardiovasculaires ect. (Lecerf, 1999).
L’utilisation des plantes médicinales est aujourd’hui la forme de médecine de plus en
plus utilisée à travers le monde. Le recours au traitement par les plantes ainsi que la
recherche des nouvelles substances à activités biologiques constituent une des plus
grandes préoccupations scientifiques (Djedioui, 2010).
Notre étude a porté dans un premier temps à l'identification des groupes
phytochimiques, qui caractérisent les différents extraits aqueux, éthanolique et éthérique
des graines Daucus carota L. avec le dosage des composes phénoliques tel que le
polyphénols et les flavonoïdes et la recherche d'activité biologique que peuvent avoir
cet extrait in vitro à savoir les capacités antioxydantes et antibactériennes.
Le rendement d’extraction des différents extraits: aqueux, éthanolique et étherique
des graines Daucus carota L. donne un résultat de 13.22 % ; 11.99 % et 11.007 %
respectivement. Ces résultats sont on accorde avec une étude menée par Almaïmoune
Maiga, 2014, pour les rendements des différents extraits des tubercules de Daucus
carota (aqueux par macération, décoction et l’infusion), alors que pour l’extrait
éthanolique, l’extrait éthérique et l’extrait chloroformique, possèdent des rendements
très élève que notre étude .
Ces rendements peuvent être considérés comme élève comparativement à celui
obtenu à partir des fruits de Daucus glaber Forssk (Mansour et al., 2004) qui est de 4%
et de celui obtenu par (Ksouri et al., 2015) à partir des graines et des feuilles de Daucus
carota ssp. carota qui est entre (3% et 2.1%) respectivement. De même, (Saad et al.,
1995) ont aussi trouvé un rendement de 2.63% à partir des fruits de Daucus carota ssp.
maximus.
Ces différences sont dues à plusieurs facteurs : l’origine géographique, les
facteurs écologiques notamment climatiques (la température et l’humidité), l’espèce
végétal elle-même, l’organe végétal étudié, le stade de la croissance, la période de
cueillette, la conservation du matériel végétal, le méthode de séchage de partie utilisée
de plant pour l’étude et la méthode d’extraction (Granger et al., 1973; Rosua et
CHAPITRE II Résultats et discussion
59
Granados, 1987; Fournier et al., 1989; Haeckel et Omar, 1993; khajeh et al., 2005;
Viljoen et al., 2006; Sefidkon et al., 2007).
Les rendements varient d’une méthode d’extraction à une autre et d’une partie de
la plante à une autre. Cette différence est expliquée par la diffusion du solvant dans la
poudre des plantes dans l’étape de macération et probablement à la nature et la polarité
des solvants utilisés pour l’extraction (Naczk et Shahidi, 2004 ; Barroso et al,. 2014).
En général, les rendements les plus élevés sont obtenus avec les solvants polaires tels
que l'eau, le méthanol, l'éthanol et l’éther (Markom et al., 2007; Iloki-Assanga et al.,
2015).
Les résultats de l'analyse phytochimique sur les différents extraits : aqueux,
éthanolique et éthérique effectuée sur les graines Daucus carota L. ont montré la
présence de plusieurs composés bioactifs : alcaloïdes, polyphénols, flavonoïdes, stérols,
polyterpènes et les tanins dans les trois extraits, alors que les saponines sont absentes
avec une différence entre les extraits en quantité de présence de ces composants. Ces
résultats sont en accord avec la littérature (Almaïmoune Maiga, 2014). Les composés
polyphénoliques sont bien connus comme des agents antioxydants (Lebham, 2005). La
présence de ces composés est responsable de plusieurs activités biologiques, tels que
des flavonoïdes qui ont une activité anti-inflammatoires, anti-cancéreuses (Halliwell et
al., 2005), et inhiber la croissance tumorale (antitumorales) (Ferradji, 2010). Les
alcaloïdes port une effets pharmacologiques pour leurs effets analgésique et
tranquillisants (Hopkins, 2003), avec une rôle détoxifiant et un antihypertenseur
(Awoyinka et al., 2007). Les tanins sont responsables des propriétés hémostatiques
(Asquith et Butler, 1986), avec un pouvoir, antiviral, anti-inflammatoire et une activité
antimutagène (Laamari et Mostefaoui, 2017).
Selon Bidie et al., (2011), les composés phénoliques sont largement distribués
dans les tissus des plantes parmi lesquels se retrouvent de nombreuses molécules
antiradicalaires et antioxydantes qui, en général, peuvent céder facilement un électron
ou un proton pour neutraliser les radicaux libres. Les composés phénoliques sont les
éléments les plus abondants identifiés dans les parties aériennes de Daucus carota L. La
présence de ces composés, tels que des phénols et des flavonoïdes dans l'extrait de
Daucus carota L. donner un pouvoir antioxydant à cette plante.
Les résultats de dosage de polyphénols montrent que des différents extraits :
aqueux, éthanolique et éthérique des graines Daucus carota L. est très riche en
polyphénols 1015.1 ± 10.9, 1024.6 ± 49.8 et 820.77 ± 4.54 µg EAG/ g d’extrait sec
CHAPITRE II Résultats et discussion
60
respectivement. Ces résultats sont plus elevées par rapport à celles trouvés par (Noui,
2018), concernant d’autres espèces de mêmes famille Apiaceae et de même genre sur
des extraits butanolique, Acetate d’ethyl, méthanolique et chloroformique de plant
Daucus muricatus (164.42±10.20, 169.66±11.50, 119.16±2.37et 16.52±1.01 μg
EAG/mg d’extrait respectivement) .
Ces résultats peuvent être considérés comme très élève comparativement à celui
obtenu à partir des partie aériennes (tige, feuilles) de Daucus crinitus (Ayachi, 2014)
(extrait méthanolique et extrait aqueux de valeur de 130.19±5 et 89.80±3 µg EAG/mg
d’extrait sec respectivement).
Cette variabilité est due à plusieurs facteurs : le choix du système de solvant
d’extraction est très important dans la détermination des teneurs en polyphénols totaux
(Tirichine, 2010). La faible spécificité du réactif de Folin-Ciocalteu est l'inconvénient
principal du dosage colorimétrique. Le réactif est extrêmement sensible à la réduction
de tous les groupes d’hydroxyles non seulement celles des composés phénoliques, mais
également de certains sucres et de protéines etc. (Gmez-Caravaca et al., 2006;
Vuorela, 2005). Le solvant d'extraction élu des substances non phénoliques comme les
sucres, les protéines et les colorants qui peuvent interférer pendant toute évaluation
phénolique (Djeridane et al., 2007). Le dosage par ce réactif donne donc une évaluation
brute de tous les composés phénoliques d’un extrait. Il n'est pas spécifique aux
polyphénols, mais beaucoup de composés peuvent réagir avec le réactif, donnant un
taux phénolique apparent élevé (Tawaha et al., 2007).
Les résultats quantitatifs des flavonoïdes, révèlent que sa teneur est plus
importante dans notre différents extraits aqueux, éthanolique et éthérique 824.37±3.05,
858.95±12.33 et 655.55±8.81 µg EQ/mg d’extrait sec respectivement. Ces résultats sont
plus élevées avec un étude rapportés par (Ayachi, 2014) de d’autres espèce de même
genre des extraits méthanolique et aqueux de partie aérienne (tige, feuilles) de Daucus
crinitus de valeur 86.72±4 et 49.77±2 µg/mg ES respectivement.
Ces résultats peuvent être considérés comme très élève comparativement à celui
obtenu (Noui, 2018), de extrait butanolique, extrait Acetate d’ethyl, extrait
méthanolique et de extrait chloroformique de plant Daucus muricatus 158.09±9.76,
89.34±6.18 65.87±0.83, 04.87±2.16 μg EQ/mg d’extrait respectivement.
Cette différence dépend d'un certain nombre de facteurs: les conditions de séchage
(Couto et al., 2012), l'organe de plant analysé (Tirichine, 2010), d’extraction en terme
de méthode, temps et température d’extraction, granulométrie, solvant qui sont utilisés,
CHAPITRE II Résultats et discussion
61
nombre d’étapes d’extraction, l’expression des résultats, l’état et la provenance
géographique (Luthria, 2008 ; Kahouli, 2010 ; Rodriguez et al., 2012).
Dans le but d'évaluer l'activité antioxydants des différents extraits aqueux,
éthanolique et éthérique des graines Daucus carota L., nous avons utilisé deux
mécanismes antioxydants différents: le piéger le radical DPPH et pouvoir réducteur du
fer (FRAP) par méthode UV-Vis .
Les graines de Daucus carota L. présente une capacité antioxydants évalue par
test DPPH très important pour l’extraits éthanolique, éthérique et aqueux des IC50
42.677±0.577, 41.677±1.528, 85.00±13.08 µg EAA/ mg d’extrait sec respectivement
en comparaison avec du antioxydante standard (acide ascorbique) des IC50 15.000±1.00
µg EAA/mg ES .
Ces résultats peuvent être considérés comme élève comparativement à celui
obtenu à partir des parties aériennes (tige, feuilles) et les racines de d’autre espèce
Daucus crinitus (Ayachi, 2014), qui est de extrait méthanolique et aqueux des IC50 de
partie aérienne 0.492 et 0.710 mg EAA/ml extrait respectivement et des racines 0.068 et
0.644 mg EAA/ml d’extrait.
Alors que ce différent extrait de Daucus carota L. aqueux, éthanolique et
éthérique possède une capacité antioxydants importante de l'ordre de 8.351±0.225,
10.916±0.219 et 7.6487± 0.894 mg équivalent AA/g de la matière sèche pour le test de
FRAP respectivement .
Ces résultats peuvent être considérés comme très élève comparativement à celui
obtenu par Noui, (2018), de extrait butanolique, méthanolique et chloroformique de
plant Daucus muricatus 5.55±0.89, 4.87±1.30 et 11.44±2.06 µg/ml d’extrait
respectivement.
Les solvants de haute polarité utilisés sont des piégeurs de radicaux plus efficaces
que ceux ayant une faible polarité, ce qui indique que des antioxydants ou composés
actifs de polarité différente pourraient être présents dans l’extrait (Turkmen et al.,
2006).
L’activité antioxydant des extraits des plantes aromatiques est en relation directe
avec leur composition chimique. Pour cette raison, la présence d’une haute teneur en
composés phénoliques dans les extraits donne une forte capacité antioxydante (Sagdic
et al., 2011; Yavaşer et al., 2015). Selon notre littérature, il n y a pas des études qui
expliquent la capacité antioxydante totale des utilisant cette méthode, et en même temps
CHAPITRE II Résultats et discussion
62
il est difficile d’attribuer l’activité à un seul composé puisque un effet de synergie entre
les différents composés que ce soit minoritaires ou majoritaires peut avoir lieu .
Concernant l’activité antibactérienne les résultats montrent quelles différents
extraits des graines Daucus carota L. n'a aucun effet inhibiteur sur la croissance des
souches bactériennes testées (Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella
Enteric et Staphylococcus aureus).
Ces résultats sont en accord avec (Ayachi, 2014), l’activité antibactérienne de
l'huile essentielle du extrait des parties aériennes (tige, feuilles) Daucus crinitusn
présent un effet inhibiteur sur la croissance des souches microbiériennes la levure
Candida albicans et la bactérie Staphylococcus aureus et n’ont montré aucune
inhibition pour les bactéries Escherichia coli et Bacillus cereus. Et pour le Daucus
carota ssp. hispanis. forte activité antimicrobienne contre la levure Candida albicans. et
le bactérie Bacillus Subtilis. Les autres souches bactériennes (Listeria monocytogenes,
Bacillus cereus, Staphylococcu aureus, Enterococcus faecalis, Klebsiella pneumoniae et
Escherichia coli) n'ont montré aucune inhibition la croissance des souches bactériennes.
Ces résultats peuvent être expliqués par l’absence des principes actifs doués d’une
activité antibactérienne. La membrane externe de l'enveloppe cellulaire des bactéries à
GRAM négatif constituer une barrière efficace à haut niveau de résistance (Kebili,
2016).
Conclusion
Conclusion
64
Ce travail a été réalisé dans le but de valoriser les connaissances de la flore
Algérienne par l'étude de l’activité biologique d’une plante issues de cette flore appelée
Daucus carota L. et la mise en évidence des propriétés pharmacologiques de cette
plante. Cette plante appartenant à la famille des Apiaceae anciennement appelée famille
des Ombellifères. L’objectif était d’apporter des éléments pour la validation de certaines
propriétés de la plante étudiée, l’étude phytochimique et l’évaluation de l’activité
antioxydants et antibactérienne.
Notre travail nous a permis de réaliser une étude phytochimique des l'extraits la
partie aérienne (les graines) de la plante Daucus carota L. L’extrait à été préparé par
macération de la partie arienne dans les trois solvants l'eau distillée, l’éthanol et l’éther.
Cette étude a été l’occasion de mettre en œuvre les différentes facettes de l’analyse
développée au cours de cette thèse telles que l’extraction, le dosage ainsi que les tests
d’activité antioxydants et antibactérienne.
La détermination de rendement en extraits bruts a montré une rentabilité
importante de 13.22% pour l’extrait aqueux, 11.99% pour l’extrait éthanolique et
11.007% pour l’extrait éthérique.
Les principaux résultats de l’analyse phytochimique de la plante Daucus carota L.
pour les trois extraits aqueux, éthanolique et éthérique montrent une composition riche
et variée ; la présence des polyphénoles, des alcaloïdes, des flavonoïdes, des tanins, les
stérols et les polyterpénes due à leur rôle important dans la plante, dont ils sont des
produits considerés comme métabolites secondaires. Aussi on remarque l’absence des
saponosides dans les différents extraits.
Les analyses spectrophotométriques effectuées ont montré que les différents
extraits contient des polyphéols pour l’extrait aqueux 1015.1±10.9 μg EAG/mg ES,
éthanolique 1024.6±49.8 μg EAG/mg ES et éthérique 820.77±4.54 μg EAG/mg ES et
des flavonoïdes 824.37±3.05 μg EQ/mg ES pour l’extrait aqueux, 858.95±12.33 μg
EQ/mg ES de l’extrait éthanolique et 655.55±8.81 μg EQ/mg ES de l’extrait éthérique.
L'UV-Vis montre une activité antioxydants puissante par le Test du piégeage du
radical libre DPPH, donne une Valeur IC50 de 85.00± 13.08 µg/ml E pour l’extrait
aqueux, 42.677± 0.577 µg/ml E de l’extrait éthanolique et 41.677± 1.528 µg/ml E qui
est un valeur très importants par rapport l’acide ascorbique 15.000±1.000 µg/ml.
Les résultats de l’activité antioxydants, par le test de pouvoir réducteur du fer
(FRAP), montrent que les différents extraits a une activité antioxydant importante
Conclusion
65
8.351± 0.225 mg/g ES pour l’extrait aqueux, 10.916± 0.219 mg/g ES de l’extrait
éthanolique et 7.6487± 0.894 mg/g ES de l’extrait éthérique.
L’évaluation qualitative de l’activité antibactérienne des différents extrait aqueux,
éthanolique et éthérique étudiée n'a montré aucun effet antibactérien contre les souches
bactériennes a testé par rapport aux antibiotiques standards utilisés.
Références bibliographique
Références bibliographique
67
1. Abdelly C., (2008). Phenolic composition of Cynara cardunculus L. organs, and
their biological activities .C. R. Biologies. 331: 372-379.
2. Adrian J., Frangne R., (1991). La science Alimentaire de A à Z, Ed. La voisier,
Paris.
3. Alilou H., (2012). Etude phytochimique et antifongique de deux plantes du sud du
Maroc: Asterisus graveleolens sub sp. Odorus (Schousb.) Greutter et Asteriscus
imbricatus (Cav.) DC. Thèse de doctorat. Université d’Agadir.
4. Almaïmoune Maiga M.A., (2014). Etude de la chimie et des activités biologiques
de six (6) plantes utilisées dans le traitement traditionnel du diabète : Allium cepa;
Allium sativum; Daucus carota; Eucalyptus globulus; Psidium guajava et
Solanum melongena. Thèse de Doctorat en Pharmacie. Université des Sciences,
des Technique et des Technologies de Bamako .Mali, p : 135.
5. Alsalvar C., Al-Farsi M., Quantick P.C., Shahidi F. et Wiktorowicz R., (2005).
Effect of chill storage and modified atmosphere packaging (MAP) on antioxidant
activity, anthocyanins, carotenoïds, phenolics and sensory quality of ready- to- eat
shredded orange and purple carrots. Food Chemistry. 89: 69-76.
6. Angus S., Amstrong B., Reuck K. M., (1976). International thermodynamic table
of the fluid state: carbon dioxide. vol. 3. IUPAC. Pergamon Press. Oxford.
7. Atmani D., (2009). Antioxidant capacity and phenol content of selected Algerian
medicinal plants. Food chemistry. 112: 303-309.
8. Ayachi A.N.B., (2014). Etudes chimique et biologique des extraits de trois
Daucus (D. crinitus, D. muricatus et D. carota ssp hispanicus) de la région de
Tlemcen. Thèse de Doctorat en Sciences en Chimie organique appliquée.
Université Abou Bekr Belkaid. Tlemcen, p : 262.
9. Babar A., Hahn E.J., Paek K.Y., (2007). Methyl Jasmonate and Salicylic Acid
Induced Oxidative Stress and Accumulation of Phenolics in Panax ginseng
Bioreactor Root Suspension Cultures. Molécules. 12: 607-621.
10. Bach D., Mascre M., Deysson G., (1979). Organisation et classification des
plantes vasculaires, cours de botanique générale quatrième série, tome II, Paris,
pp : 529.
11. Bagré I., Bahi C., Gnahoue G., (2007). Composition phytochimique et évaluation
in vitro de l’activité antifongique des feuilles de Morinda morindoides (Baker)
Milne-redh (Rubiaceae) sur Aspergillus fumigatus et Candidant albicans. J Sci
Pharm Biol 8(1) : 15-23.
Références bibliographique
68
12. Bahorun T., Gressier B., Trotin F., Brunete C., Dine T., Vasseur J., Gazin
J.C., Pinkas M., Luycky M. et Gazin M., (1996). Oxigen species scavenging
activity of phenolic extract from howthorn fresh plant organs and pharmaceutical
preparation. Arzneim Forsh / Drug Res. 1- 6.
13. Banga O., (1963): Origin and distribution of the western cultivated carrot.
Genetica Agraria 17: pp 357-370.
14. Barrosoa M.R., Barros L., Dueñas M., Carvalho A.M., Santos-Buelga C.,
Fernandes I.P., Barreiro M.F. et Ferreira I.C.F.R., (2014). Exploring the
antioxidant potential of Helichrysum stoechas L. Moench phenolic compounds for
cosmetic applications: Chemical characterization, microencapsulation and
incorporation into a moisturizer. Ind Crops Prod 53: 330-336.
15. Békro Y. A., Békro J. A. M., Boua B. B., TRA B. F. H.et ehilé E. E., (2007).
Etude ethnobotanique et screening phytochimique de Caesalpinia benthamiana
(Baill.) Herend. et Zarucchi (Caesalpiniaceae). Rev. Sci. Nat. Vol. 4 (2) : 217-
225.
16. Bergogne-Berezin. E et Della Monica.P., (1995).Antibiothérapie en pratique
clinique. Masson. Paris.
17. Beta T., Nam S, Dexter J.E., Sapirstein H.D., (2005). Phenolic content and
antioxidant activity of pearle dulreat and roller – milled fractions, Creal Chem:
390-393.
18. Bidie A.P., Banga B., Adou F. Yapo1., Jean David N’guessan1 et Allico Joseph
Djaman1., (2011). Activités antioxydantes de dix plantes medicinales de la
pharmacopée ivoirienne Sciences & Nature Vol. 8 N°1: 1-11.
19. Billing J. and Sherman P. W. Antimicrobial Functions of Spices: Why Some Like
it Hot. Q. Rev. Biol. 1998; 73: 3-49.
20. Botineau M., (2010) : Botanique systématique et appliquée des plantes à fleurs,
Tec et Doc, Paris, pp: 13-35.
21. Bouattoura N., (1988). Les ressources phytogénétiques. Importance Préservation-
Utilisation. Annales, INA, El Harrach-Alger, 12 (1) : T 1: 43-63.
22. Bourgeois, C.M., Mescle, J.F., (1996). Microbiologie alimentaire : aspect
microbiologique de la sécurité et de la qualité des aliments. Edition Lavoisier ,pp:
5-6.
23. Boutakiout A., Elothmani D., Mahrouz M., Hanine H., (2015). Effect of seasons
on proximate composition of cladode juice of two species of cactaceae.
Références bibliographique
69
International Journal of Technology Enhancements And Emerging Engineering
Research, 1 (03): 1-8.
24. Brand-Williams W., Cuvelier ME., Berset C., (1995). Use of free radical method
to evaluate antioxidant activity. Lebensm Wiss Technology. 28: 25-30.
25. Brown J. E., Khodr H., Hider R.C. et Rice-Evans C., (1998). Structural
dependence of flavonoid interactions with Cu2+
ions: implications for their
antioxidant properties. Biochemical Journals. 330: 1173-1178.
26. Bruneton, J., (1993). Pharmi ognosie et phytochimie, plantes médicinales,
Tec et Doc La voisier Paris, p : 278-279.
27. Bruneton, J., (1999). Pharmiognosie, phytochimie, plantes médicinales, 2éme
édition, Pars : Editions médicales internationales, Tec et Doc La voisier, p :
1120.
28. Bssaibis F. , Gmira N., Mezinae M., (2009). Activité antibactérienne de Dittrichia
viscose L. ; Rev. Microbiol. Ind. San et Environn. Vol. 3(1): 44-55.
29. Bub A., Watzl B., Abrahamse L., Delinceé H., Adam S., Wever J., Müller H. et
Rechkemmer G., (2000). Moderate intervention with carotenoid-rich vegetable
products reduces lipid peroxidation in Men. Journal of Nutrition. 130: 2200-2206.
30. Buchanan B., Gruissem, W., Jones R., (2000). American Society of Plant
Physiologists, chapitre 24: 1250-1318.
31. Buettner GR., (1993). The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid
peroxidation, alpha-tocopherol, and ascorbate. Arch. Biochem . Biophys. 300:
535-543.
32. Cao G., Sofic E. et Prior R. L., (1998). Antioxidant capacity of tea and common
vegetables. Journal of Agriculture and Food Chemistry. 44 : 3426-3431.
33. Casley-Smith, J. R. R. G., Piller N. B., (1993). Treatment of Lymphedema of the
Arms and Legs with 5, 6-Benzo-pyrone, New Engel. J. Med. 329. 1158-1163.
34. Castro M.D., Valcarcel M., Tena M.T.1994. In Analytical supercritical fluid
extraction. Springer laboratory, Berlin, p: 321.
35. Chaouche TM., Haddouchi F., Atik-Bekara F., Ksouri R., Azzi R., Boucherit Z.,
Tefiani Ch., Larbat R., (2015). Antioxidant, haemolytic activities and HPLC-
DAD-ESI-MSn characterization of phenolic compounds from root bark of
Juniperus oxycedrus subsp. oxycedrus. Ind Crops Prod, 64: 182-7.
Références bibliographique
70
36. Chaouche TM., Haddouchi F., Ksouri R., Medini F., Atik-Bekara F., Ben
mansour A., (2013). In vitro evaluation of antioxidant activity of the hydro-
methanolic extracts of Juniperus oxycedrus subsp. oxycedrus. Phytotherapy11:
244-9.
37. Chekroun E., (2015). Contribution à l’étude phytochimique et recherche
d’activités antioxydante et antidiabétique de deux cucurbitacées : Bryonia dioica
Jacq et Citrullus colocynthis L. Schrad. Thèse de Doctorat en Biologie, Université
Aboubekr Belkaïd, Aboubekr Belkaïd. Tlemcen, p: 26.
38. Chevallier A., (1996). The Engcylopedia of medicinal plants; New Yourk. Dk.
Pub, P: 336.
39. Choi Y.M., Noh D.O., Cho S.Y., Suh H.J., Kim K.M. et Kim J.M., (2006).
Antioxidant and antimicrobial activities of propolis from several regions of Korea.
LWT- Food Science and Technology. 39: 756-761.
40. Clotault J., Peltier D., Berruyer R., Thomas M., Briard M. et Geoffriau E., (2008).
Expression of carotenoid biosynthesis genes during carrot root development.
Journal of Experimental Botany 59: 3563-3573.
41. Coulibaly A , Assandé JM , Mohui P, Yao H , Djaman AJ & Dosso M. (2011).
Activité antimycobactérienne in vitro des extraits de Phyllanthus amarus (Schum
et Thonn) sur les souches de Mycobacterium ulcerans en Côte d’Ivoire. Bulletin
de la Société Royale des Sciences de Liège, 80: 759-771.
42. Cowan M. M., (1999). Plant Products as Antimicrobial Agents. Clin. Microbiol.
Rev. 12: 564-582.
43. Cyril T., (2001). Étude des métabolismes primaires et secondaires de racines
transformées de Catharanthus Roseusen, vue du développement d’un modèle
cinétique, université de Montréal, p: 28.
44. De Groot H., (1998). Comment les caroténoïdes protègent du cancer. Tabula. 3:
10-11.
45. Dean, F. M., (1952). Fortschr. Chem. Org. Naturst. 9225.
46. Delporte G., Mascolo N., Izzo. A. A., (1999). Life. Scien. 65(4): 337-53.
47. Dixon, R.A; Dey, P. M; Lamb, C. J. (1983). Phytoal exins: Enzymology and
molecular biology, Adv . Enzymol, 55: 1-136.
48. Djebaili S., (1984). Steppe algérienne. Phytosociologie et écologie. Ed. OPU,
Ben-Aknoun, Alger, 177.
Références bibliographique
71
49. Djediou A., (2010). Evaluation De L’activité Hypoglycémiante et
Antihyperglycémiante De L’extrait Aqueux D’Inulaviscosa ; Une Plante De L’est
Algérien Chez Le Rat Avec Un Diabète Induit. Mémoire Magister. Badji Mokhtar
Université Annaba, p: 55.
50. Djelloul-Daouadji S., (2010). Détection de Biofilm a Staphylocoques sur
Cathéters Veineux. Thèse de Magister en Biologie Moléculaire et Cellulaire.
Université Abou Bekr Belkaid. Tlemcen. Algérie. P: 77.
51. Djeridane A., Yousfi M., Nadjemi B., Vidal N., Lesgards J.F., Stocker P., (2007).
Screening of some A Algerian medicinal plants for the phenolic compounds and
their antioxidant activity, European Food of Research and Technology, 224: 801-
809.
52. Doré C. et Varoquaux F., (2006) : Histoire et amélioration de cinquante plantes
cultivées. Éditions Quae, pp: 185.
53. Downie S. R., et Katz-Downie D. S., (1996). A Molecular Phylogeny of Apiaceae
Subfamily Apioideae: Evidence from Nuclear Ribosomal DNA Internal
Transcribed Spacer Sequences. American Journal of Botany 83: 234.251.
54. Duke J. A., Cseke L. J., Warber S., Kirakosyan A., Brielmann H. L., Kaufman P.
B., (2016). Natural products from plants. CRC press.
55. Dworkin MM., Falkow S., (2006). Proteobacteria : Gamma subclass. Ed.
Springer, New York, pp: 1248.
56. Eckert C. A., Knutson B. L., (1993). Molecular charisma in supercritical fluids.
Fluid Phase Equilibria, 83: 93-100.
57. Elbidi A., (2016). Screening phytochimique de quelques plantes steppiques
Artemisia Campestris et Teucrium Polium de la région de El Hamel wilaya de
M’Sila. Master professionnel. Université Zaine Achour de Djelfa.
58. Esteki T. and Urooj A., (2012). Phytochimicale profile and antioxidant potential
of Different Tissues of Ziziphus jujube mille. International journal of Food
Nutrition and Safety, 1(3): 115-144.
59. Falleh H., Ksouri R., Chaieb K., Karray-bouraoui N., Trabelsi N., Boulaaba M.,
Abdelly C., ( 2008) . Phenolic composition of Cynaracardunculus L. organs, and
their biological activities, C. R.Biologies.(331): 372-379.
60. Favier A., (2003). Le stress oxydant : Intérêt conceptuel et expérimental dans la
compréhension des mécanismes des maladies et potentiel thérapeutique.
l’actualité chimique. Grenoble. p : 108-115.
Références bibliographique
72
61. Favier A., (2006). Stress oxydant et pathologies humaines. Ann. Pharm. Fr . 64:
390-396.
62. Ferrari J., (2002). Contribution à la connaissance du métabolisme secondaire des
Thymelaeaceae et investigation phytochimique de l’une d’elles: Gnidia
involucrata Steud. ex A. Rich. Thèse de doctorat. Lausanne.
63. Fokone A. T., M. Edoun., Kuitche A., Kengne Ch., (2013). Modélisation de la
Cinétique de Séchage de la Carotte (Daucus carota). Modeling of Drying
Kinetics of Fresh Carrot Daucus carota.
64. Fournier G., Habib J., Reguigui A., Safta F., Guetari S. and Chemli R., (1989).
Étude de divers échantillons d’huile essentielle de Rosmarinus de Tunisie. Plantes
médicinales et phytothérapies, XXIII (3): 180-185.
65. Foury C., et Pitrat M., (1994). Histoires de légumes: des origines à l'orée du XXIe
siècle, Ed : INRA, Paris. pp : 127.
66. Gardès-Albert M., Bonnefont-Rousselot D., Abedinzadeh Z. et Jore D.,
(2003).Espèces réactives de l’oxygène : comment l’oxygène peut-il devenir
toxique ? Actualité chimique. p : 91-95.
67. Gervaise M.Y., (2004). Analyse des antioxydants naturels dans les matières
premières et les produits. Euroforum-Polyphénols. p : 1-33.
68. Ghedira K., (2005). Les flavonoïdes : structure, propriétés biologiques, rôle
prophylactique et emplois en thérapeutique. Phytothérapie. 4 : 162-169.
69. Gmez-Caravaca A. M., Gmez-Romero M., Arrez-Rom_Én D., Segura-Carretero
A. and Fern_Éndez-Guti_Ñrrez A., (2006). Advances in the analysis of phenolic
compounds in products derived from bees. J. Pharm. Biomed. Anal.; 41: 1220-
1234.
70. Gomez Caravaca .M., Gomez Romero M., Arraez Roman D.,Segura Carretero A.,
Fernandez Gutierrez A., (2006). Advances in the analysis of phenolic
compounds in Products derived from bees. J Pharmaceutical and Biomedical
Analysis. 41: 1220-1234.
71. Granger M. M. R., Passet J. and Arbousset G., (1973). L’essence de Rosmarinus
officinalis, influence du mode de traitement du matériel végétal. Parf. Cosm. Sav.
France 3(3): 133-137.
Références bibliographique
73
72. Hadduchi F, Chaouche TM, Ksouri R, Halla N., (2014). Phytochemical screening
and in vitro antioxidant activities of aqueous-extracts of Helichrysum stoechas
subsp. rupestre and Phagnalon saxatile subsp. saxatile. Chin J Nat Med 12: 415-
22.
73. Haleng J., Pincemail J., Defraigne J.O., Charlier C., Chapelle J.P., (2007). Revue
médicale de Liège. 62 : 10 : 628-638.
74. Halliwell B, Rafter J et Jenner A., (2005). Health promotion by flavonoids,
tocopherols, tocotrienols, and other phenols: direct or indirect effects. Antioxidant
or not? American Journal of Clinical Nutrition.81: 268S-76S.
75. Harborne J.B., (1998). Phytochemical methods. A guide to modern techniques
of plants analysis. Third Edition. ISBN: 0-412-57260-5 (HB) and 0- 412-57270-2
(PB).
76. Havsteen B. H., (2002). The biochemistry and medical significance of the
flavonoids. Pharmacol. Therapeut, P: 96, 67-202.
77. Hopkins William G., (2003). Physiologie végétale de bock université 2émé
édition, P : 276.268.
78. Hubert J., (2006). Caractérisation biochimique et propriétés biologiques des
micronutniments du germe de soja. Etude des voies de sa valorisation en nutrition
et santé humaines, Thèse pour obtenir le titre de docteur de l'institut national
polytechnique de Toulouse, école doctorale des Sciences Ecologiques,
Vétérinaires, Agronomiques et Bioingénieries, spécialité: Qualité et sécurité des
aliments, P: 174.
79. Iloki-Assanga S.B., Lewis-luján, L.M., Lara-Espinoza C.L., Gil-Salido A.A.,
Fernandez-Angulo D., Rubio-Pino J.L. et Haines D.D., (2015). Solvent effects on
phytochemical constituent profiles and antioxidant activities, using four different
extraction formulations for analysis of Bucida buceros L. and Phoradendron
californicum. BMC Res. Notes, 8: 396. pp: 1-14.
80. In Karumi Y., Onyeyili PA. et Ogugduaja VO., (2004)., Identification des
principles actifs de l’extrait de feuilles de M. balsamia (Baume du pomme).
Journal of Medicine and scintific. 4(3), 179 -182. Nigeria. ISSN 1682- 4474.
81. Jean V., Jiri S., (1983) Plantes médicinales. 250 illustrations en couleur. Larousse,
Paris, p 319.
Références bibliographique
74
82. Jitaru M., Lowy D. A., Toma M., Toma B. C., Oniciu L., (1997). Electrochemical
reduction of carbon dioxide on flat metallic cathodes, Journal of Applied
Electrochemistry 27: 875-989.
83. Judd W.S., Campbell C.S., Kellogg E.A., Stevens P., (2002). Botanique
Systématique: une perspective phylogénétique. Ed 1: Deboeck. P: 84-336.
84. Kansole M.M.R., (2009). Etude ethnobotanique, phytocuimique et activités
biologiques de quelques lamiaceae du Burkina Faso: cas de Leucas
martinicnsis (Jacquin) R.Brown, Hoslundia oppossta vahl et Or thosiphon
pallidus royleex benth. Mémoire pour obtenir un diplôme d’Etudes
Approfondies (D.E.A) en Sciences Biologiques Appliquées, Burkina Faso.
85. Kaufmann SHE., (1997). Host response to intracellular pathogens. Ed. Springer;
R.G. Landes, New York; Austin, p: 345.
86. Kebieche M., (2009). Activité biochimique des extraits flavonoïdiques de la
plante, Ranunculus repens L.: effet sur le diabète expérimental et l’hépatotoxicité
induite par l’epirubicine. Thèse de Doctorat en sciences. Université Mentouri
.Constantine, p: 88.
87. Kebili Z., (2016). Contribution à l’étude de quelques activités biologiques des
extraits de Ephedra alata de la région de Ouargla. Mémoire En vue de l'obtention
du Diplôme de Magister en Sciences Biologie. Université des KASDI MERBAH
.Ouargla, p: 116.
88. Khajeh M., Yamini Y., Bahramifar N., Sefidkon F. and Pirmoradei M.R., (2005).
Comparison of essential oil composition of Ferulaassa. foetida obtained by
supercritical carbon dioxide extraction and hydrosistillation methods. Food
Chemistry, 91: 639-644.
89. Koca N, Burdurlu H. S , Karadeniz F., (2007). Kinetics of colour changes in
dehydrated carrots. Journal of Food Engineering 78: 449-455.
90. Laamri F. et Mostefaoui C., (2017). Contribution à l'étude de quelques paramètres
biochimiques et biologiques (antioxydante et anti bactérienne) de Oudneya
africana R de la région de Ghardaïa. Mémoire de fin d’étude en vue de l’obtention
du diplôme de Master Académique en Biochimie Appliquée. Université Echahid
Hamma Lakhdar -El OUED.
91. Lachowicz K.j., Jones G.P., Briggos D.R., Wilcock A., (1998). Coventry M.J. the
synergistic preservative effects of the essential oil of sweet basil (ocimum
Références bibliographique
75
basilicum L.) against acid-tolerant food microflora. Letter applied microbiology,
vol.26, N0 .3, pp: 209-214.
92. Lebham., (2005). Thèse au laboratoi re d'Ecophysiologie et de
Biotechnologie des Halophytes et des Algues au sein de l' Institut Universi
tai re Européen de la Mer. (IVEM). Université de Bretagne Occi dentale
(UBO).
93. Lecerf J. M., (1999). Les Antioxydants et les autres éléments protecteurs dans Les
jus de fruits et de légumes. Institut Pasteur de Lille. pp: 1-33.
94. Leverve X., Cosnes J., Erny P. et Hasselmann M., (2001). Radicaux libres,
peroxydation et stress oxydant In : « traité de nutrition artificielle de l'adulte ».
2eme Ed. Springer-Verlag France. pp: 235-246.
95. Lugasi A ; Hovari J ; Sagi K.V. et Biro L., (2003). The role of anti oxidant
phytonutriments in the prevent ion of diseases. Acta. Biological zegedientsis 1- 4:
119-125.
96. Luthria DL., (2008). Influence of experimental conditions on the extraction of
phenolic compounds from parasley (Petroselinum crispum) flakes uusing a
pressurized liquid extractor. Food Chemistry.188: 9.
97. Maiani C., Catasta T., Cambrodón B., Granado-Lorencio., (2009). Carotenoids:
actual knowledge on food sources, intakes, stability and bioavailability and their
protective role in humans. Molecular nutrition et food research, 53 Suppl 2, S194
- 218.
98. Maizak K., Brac D.L.P., Hammiche V., (1993). Pharmacopée traditionnelle.
Sahara septentrional. Actes du 2e colloque européen d’ethnopharmacologie,
Heidelberg. 169-181.
99. Makkar H.P.S., (2003). Effects and fate of tannins in ruminant animals, adaptation
to tannins, and strategies to overcome detrimental effects of feeding tannin-rich
feeds. Small Ruminant Research. (49): 241-256.
100. Mansour A., (2009). Investigation photochimique de l’extrait n- butanol de
l’espèce centaure a Africanai.
101. Manuel terrestre de l'OIE., (2008). Méthodes de laboratoire utilisées pour les
essais d'antibiorésistance, p: 61-71.
102. Marfak A., (2003). Radiolyse gamma des flavonoïdes. Etude de leur réactivité
avec les radicaux issus des alcools : formation de depsides. Thèse de doctorat,
université de limong.
Références bibliographique
76
103. Markom, M., Hasan, M., Daud, W., Singh, H. et Jahim, J., (2007). Extraction of
hydrolysable tannins from Phyllanthus niruri Linn. : Effects of solvents and
extraction methods. Separation Purif. Technol, 52: 487-496.
104. Martens S et Mithöfer A., (2005). Flavones and flavone synthases.
Phytochemistry. 66:2399-2407.
105. Maruyama N., Sekimoto N., Ishibashi H., (2005). Suppression of neutrophil
accumulation in mice by cutaneous application of geranium essential oil. Journal
of inflammation, vol.2, p:1-11.
106. Mazzoni V., Tomi F., Casanova J. A., (1999). daucane-type sesquiterpene from
Daucus carota seed oil. Flv Frag .j, 14: 268-272.
107. Meddelton E., Kardasmani J.C., (1993). The flavonoids Advances, in: research
since., (1986), JB Harbone, chapman and Hall, London, p: 617-652.
108. Meddour A., Yahia M., Benkiki N., Ayachi A., (2013). Étude de l'activité
antioxydante et antibactérienne des extraits d'un ensemble des parties de la fleur
du Capparis Spinosa L., Lebanese Science Journal. Vol. (14) : 49-60.
109. Meng-lan S, Watson MF., (2005). Daucus in Flora of China. Science Press
(Beijing) and Missouri Botanical Garden Press, 14: 204.
110. Mercier J.P. et Godard P., (2001).Réaction et réactifs : aspects généraux In :
«chimie organique : une initiation». 2eme
Ed. PPur presses polytechniques et
universitaires romandes. p : 101-112.
111. Molyneux P., (2004). The use of the stable free radical diphenylpicryl-hydrazly
(DPPH) for estimating antioxydant activity. Songklanakarin J. Sci. Technol, 26:
211-219.
112. Monsieur B., (2005). Etude de la phytochimie et des activités biologiques de
combretum glutionsumperr. Ex : (combretaceae). Mémoire Pour obtenir le grade
de Docteur en Pharmacie (Diplôme d’Etat).Université de Bamako. Mali. P: 141.
113. Nazck M. et Shahidi F., (2004). Extraction and analysis of phenolics in food. J
Chromatogram A. 1054(1-2): 95-111.
114. Nicolle C., Cardinault N., Aprikian O., Busserolles J., Grolier P., Rock E.,
Demigné C., Mazur A., Scalbert A., Amouroux P. et Rémésy C., (2003). Effect of
carrot intake on cholesterol metabolism and on antioxidant status in cholesterol-
fed rat. European Journal of Nutrition. 42 (5): 254-261.
Références bibliographique
77
115. Noui A., (2014). Etude phytochimique et évaluation des activités biologiques de
la plante Daucus muricatus (Apiaceae). Thèse de Doctorat en Sciences en Chimie
organique. Université des Freres Mentouri .Constantine. p: 104.
116. Oakes R. S., Clifford A. A., Rayner C. M., (2001). The use of supercritical fluids
in synthetic organic chemistry. J. Chem. Soc. 1: 917-941.
117. Organisation mondiale de la Santé., (2012). Médecine traditionnelle: des textes
anciens aux nouveaux médicaments, 90 (8), pp : 557-632.
http://www.who.int/bulletin/volumes/90/8/12-020812/fr/.
118. Oyaizu M., (1986). Studies on product of browning reaction from glucose amine,
44: 307-315.
119. Pellegrini N., Serafini M., Colombi B., Rio D.D., Salvatore S., Blanchi M. et
Bringhenti F., (2003).Total antioxidant capacity of plant food, beverage and oils
consumed in italy assessed by three different in vitro assays. J .Nutr, 133: 2812-
2819.
120. Percival SL., (2004). Microbiology of waterborne diseases. Ed. Elsevier
Academic Press, Amsterdam; Boston, pp: 480.
121. Peronny, S., (2005). La perception gustative et la consommation des tannins chez
le Maki Ethologie.
122. Pibiri M., (2006). Assainissement microbiologique de l'air et des systèmes de
ventilation au moyen d'huiles essentielles. Thèse de doctorat, école polytechnique
fédérale de Lausanne, p: 161.
123. Pietta P. G., (2000). Flavonoids as Antioxidants. Journal of Natural Products. 63:
1035-1042.
124. Pool-Zobel B.L, Bub A, Müller H, I Wollowski I et Rechkemmer G., (1997).
Consumption of vegetables reduces genetic damage in humans: first results of a
human intervention trial with carotenoid-rich foods. Carcinogenesis. 18 (9): 1847-
1850.
125. Popovici C., Saykova I. et Tylkowski B., (2009). Evaluation de l'activité
antioxydant des compoés phénolique par la réactivité avec le radical libre DPPH.
Revue de Génie Industriel. 4: 25-39.
126. Poulin M. J., Bel-Rhlid R., Piché Y. et Chênevert R., (1993). Flavonoids released
by carrot (Daucus carota) seedlings stimulate hyphal development of vesicular-
arbuscular mycorrhizal fungi in the presence of optimal CO2enrichment. Journal
of Chemical Echology. 19 (10): 2317-2327.
Références bibliographique
78
127. Pujadas Salvà A J., (2003). Daucus L. in Flora Iberica, Araliaceae-Umbelliferae.
Real Jardín Botánico de Madrid, 10: 97-125.
128. Rahal K., (2011). Standardisation de l’antibiogramme en médecine humaine à
l’échelle National Selon les recommandations de l’OMS ; Alger, Algérie. P : 116.
129. Ratnam VD., Ankola DD., Bhardwaj V., Sahana DK., Kumar RMNV., (2006).
Role of antioxidants in prophylaxis and therapy: a pharmaceutical perspective. J
Control Release. 189-207.
130. Reduron J. P., (2007) : Ombellifères de France - tome 2 (Bulletin de la Société
Botanique du Centre-Ouest, 27). Société Botanique du Centre-Ouest, pp : 564.
131. Rice-Evans C., (1999). Screening of phenolics and flavonoids for the antioxidant
activity. In «Antioxidant and food supplement in human health». Edition:
Elsevier, pp: 239- 253.
132. Rice-Evans C.A; Miller N. J; Bolwer P.G; Bramley P.M. and Ridham J.B.,
(1995).The relative antioxidant activities of plant-derived polyphenolic
flavonoids, Free Rad. Res., 22: 375-383.
133. Rodier J., Legube B., Merlet N., (2009). L'analyse de l'eau, 9ème
édition, Ed.
Dunod p: 1579.
134. Rodriguez E., Towers G.H.N. and Mitchell J.C., (2012). Biological activities of
sesquiterpene lactones, Phytochemistry. (15): 1573-1580.
135. Roginsky V. et Lissi E.A., (2005). Review of methods to determine chain-
breaking antioxidant activity in food. Food Chemistry. 92: 235-254.
136. Rosua J. L. and Granados A.G., (1987). Analyse des huiles essentielles d’espèces
du genre Rosmarinus L. et leur intérêt en tant que caractère taxonomique. Plantes
Médicinales et Phytothérapie, XXI(2) : 138-143.
137. Rubatzky V. E., Quiros C. F. et Simon P. W., (1999): Carrots and related
vegetable Umbelliferae. CABI, Wallingford, pp: 310.
138. Saad H.E.A. ElSharkawy S.H. and Halim A.F., (1995). Essential oils of Daucus
carota ssp. maximus, Pharmaceut. Act. Helv. 70(1): 79-84.
139. Sáenz Laín C., (1981). Research on Daucus L. (Umbelliferae). Actas III Congreso
Óptima. Anales Del Jardín Botánico de Madrid, 37: 481-534.
140. Sagdic O., Ozturk I., Ozkan G., Yetim H., Ekici L. and Yilmaz M. T., (2011). RP-
HPLCDAD Analysis of Phenolic Compounds in Pomace Extracts from Five
Grape Cultivars: Evaluation of their Antioxidant, Antiradical and Antifungal
Activities in Orange and Apple Juices. Food Chem. 126 (4): 1749-1758.
Références bibliographique
79
141. Sandrine L., (2004) Lyon ; Diversité structurale et d’activité biologique des
Albumines entomotoxiques de type 1b des graines de Légumineuses. Thèse de
doctorat.
142. Sefidkon F., Abbasi K., Jamzad Z. and Ahmadi S., (2007). The effect of
distillation methods and stage of plant growth n the essential oil content and
composition of Satureja Rechingeri jamzad. Food chemistry. 100: 1054-1058.
143. Singh K., Dhangade H., Singh N., Kashyap P., Sarkar SR., (2010).
Hypolipidemic activity of ethanolic extract of Daucus carota seeds in normal rats,
International Journal of Biomedical Advance Research
(www.ijbar.ssjournals.com).
144. Singleton V.L., Rossi J.A., (1965). Colorimetry of total phenolics with
phosphomolybdic phosphotungstic acid reagents. American Journal of Enology
and Viticulture, 16: 144-158.
145. Škerget M., Kotnik P., Hadolin M., Hraš A.R., Simonič M., Knez Ţ., (2005).
Phenols, proanthocyanidins, flavones and flavonols in some plant materials and
their antioxidant activities. Food Chemistry 89: 191–198.
146. Southon .I.W.J. et Bucking (EDS)., (1989). dictionnary of alkaloids London and
hall.in livere Hopkins WG P: 281.
147. Sparg G.S., Light M.E., Van staden J., (2004). Biological activities and
distribution of plant saponine .Journal of Ethno pharmacology. 94. 219-243
148. Späth E., (1937). Ber. Dtsch. Chem. Ges. 70A: 83.
149. Stefanova T., Nikolova N., Michailova A., Mitov I., Zlabinger g.I., Neychev H.,
(2007). Enhanced resistance to Salmonella entericsero var typhimurium infection
in mice after coumarin treatment. Microbes and infection. 9: 7-14.
150. Talbi H., Boumaza A., El-mostafa K., Talbi J et Hilali A., (2015). Evaluation de
l’activité antioxydant et la composition physico-chimique des
extraitsméthanolique et aqueux de la Nigella sativa L. (Evaluation of antioxidant
activity andphysico-chemical composition of methanolic and aqueous extracts of
Nigella sativa L.).Mater. Environ. Sci, 6 (4): 1111-1117.
151. Tawaha K., Alali F. Q., Gharaibeh M., Mohammad M. and El-Elimat T.,
(2007).Antioxidant activity and total phenolic content of selected Jordanian plant
species. Food Chem. 104: 1372-1378.
Références bibliographique
80
152. Thiebauld C.M. et Sprumont P., (1998). Radicaux libres et croissances In:
«l’enfant et le sport : introduction à un traité de médecine du sport chez l’enfant».
Ed. De Boeck et Larcier s.a. Paris, Bruxelles, pp : 141-152.
153. Tirichine H.S., (2010). Etude ethnobotanique, activité antioxydante et analyse
phytochimique de quelques cultivars de palmier dattier (Phoenix dactylifera L.)
du SudEst algérien. Thèse de Magister en Biologie. Université d'Oranes-Es Senia,
Oran Algérie. P: 88.
154. Tirilly Y, et Bourgeois C.M., (1999). Technologie des légumes. Éditions Tec &
Doc, 558 p: 10.
155. Trease E; et Evans W.C., (1987). Pharmacognosie, Billiaire Tindall. London 13 th
Edition. P: 61.
156. Treki A.S., Merghem R., Dehimat L., (2009). Etude phytochimique et Évaluation
de l'activité antibactérienne d'une Labiée : Thymus hirtus. Sciences &
Technologie. Vol. (29) : 25-29.
157. Truffaut G., (1978) : Comment en soin son jardine éd : BORDAS, Paris, pp : 112.
158. Tyler Varro E., (1993). The honest herbal, Pharmaceutical Products Press
(Haworth Press) Binghamton, New York, 3rd
edition, p: 375.
159. Van Delden C, Iglewski BH., (1998). Cell-to-cell signaling and Pseudomonas
aeruginosa infections. Emerg. Infect. Dis. 4: 551-560.
160. Vargas I., Sanz I., Prima-Yufera E., (1999). Antimicrobial and antioxidant
compounds in the nonvolatile fraction of expressed range essential oil. Journal of
Foods protection, vol 62, N° 8. P: 929-932.
161. Viljoen A.M., Denirci B., Baser K.H.C., Potgieter C.J. and Edwards T.J., (2006).
Micro distillation and essential oil chemistry- a useful tool for detecting
hybridisation in Plectranthus (Lamiaceae). South African Journal of Botany, 72:
99-104.
162. Voutilainen S., Nurmi T., Mursu J. et Rissanen T.H., (2006). Carotenoids and
cardiovascular health. American Journal of Clinical Nutrition. 83: 1265-1271.
163. Vuorela S., (2005). Analysis, isolation and bioactivities of rapeseed phenolics. Ed.
University of Helsinki, Helsinki. P: 76.
164. Yakhlef G., (2010). Etude de l’activite biologique des extraits de feuilles de
Thymus VulgarisL. Et Laurus nobilis. Memoire de magister en Biochimie
Appliquée, Universite elhadj lakhdar. Batna, p: 2-3.
Références bibliographique
81
165. Yavaşer R., Erkuş H., Sunna Ç. and Karagözler A. A., (2015). Evaluation of
Antioxidant and Antimicrobial Activity of Abies cilicica (Ant et Kotschy) subsp.
isauricacoode et Cullen resin. Eur J Biotechnol Biosci. 3 (10): 37-44.
166. Zaika L.L., (1988). Spices and Herbs - Their Antimicrobial Activity and Its
determination. Journal of Food Safety Vol. 9, N°2, pp: 97-118. In Pibiri M.,
(2006), Assainissement microbiologique de l'air et des systèmes de ventilation au
moyen d'huil esessentielles. Thèse de doctorat, école polytechnique fédérale de
Lausanne, P: 161.
167. Zambonelli A., D’aurelio A.Z., Severi A., Benvenuti E., Maggi L., Bianchi A.,
(2004). Chemical composition and fungidal activity of comercial essential oils of
thymus vulgaris L. journal of essential oil of research, vol 16, N 01, p: 69-74.
Annexes
Annexes
83
Annexes 01
A. Les matériels utilisés
Balance analytique (Photo originale). Evaporateur de type Rotavapor BUCHI
Haeting bath R-210 (Photo originale).
Autoclave (TIMO) (Photo originale). Etuve (Memmert) (photo originale).
Spectrephotomètre (Photo originale). Bain marie (Photo originale).
Annexes
84
B. Les produits et réactifs chimique
Eau distillée; éthanol; éther; méthanol; solution méthanolique de chlorure
d'aluminium a 2 % (AlCl3); FolinCioclateu (1/10); 2,2-diphényle-1-picryl hydrazyl
(DPPH); acide ascorbique; acide gallique; quercetine; acide sulfurique (H2SO4); Fecl3
diluée; sérum physiologique 0.9 %; méthanol; bicarbonate de sodium; HCl concentré;
réactif de Mayer; réactive de Wagner; réactif de Drajendorf; solution alcoolique de
chlorure ferrique à 2%; copeaux de magnésium; alcool chlorhydrique (4ml EtOH + 1ml
HCl concentré); acide trichloroacétique; tampon phosphate (0.2 M, PH 6,6);
ferricyanure de potassium K3Fe (CN)6 (1%); chlorure ferrique ( 0.1%), DMASO, gélose
nutritif et de Muller-Hinton.
C. Les verreries et petits matériels
Erlenmeyer, Eprouvet, Béchers de 500 ml et 1000 ml, Tubes à essai, Tubes sec,
Micropipette 10 ul; 50ul et 1000 ul, Flacons en verre, papier filtre Whatman N°1, Boite
bertie, Pipettes Pasteur, Lans de platine, Seringue de 10ml, Disques de papier wattman,
Bec Benzène, Ecouvillon stérile.
Annexes
85
Annexe 02
Figure 33: Courbe d’étalonnage pour le dosage des polyphénols.
Figure 34: Courbe d’étalonnage pour le dosage des flavonoïdes.
Figure 35: Courbe d’étalonnage pour le test de DPPH.
Annexes
86
Figure 36: Courbe d’étalonnage pour le test de FRAP.