Huminsäuren in Oberflächensedimenten der Nordsee
– Indikatoren für terrestrischen Eintrag?
Vom Fachbereich Chemie
der Carl von Ossietzky Universität Oldenburg
zur Erlangung des Grades eines
Doktors der Naturwissenschaften
angenommene Dissertation
von
Ummo Fooken
geboren am 13.12.1968 in Varel
Wilhelmshaven im November 1999
Die vorliegende Arbeit wurde in der Zeit von April 1996 bis Oktober 1999 am
Forschungszentrum Terramare in Wilhelmshaven unter der Leitung von
Herrn Priv. Doz. Dr. Gerd Liebezeit durchgeführt.
Referent: Priv. Doz. Dr. Gerd Liebezeit
Korreferent: Prof. Dr. Dieter Schuller
Tag der Disputation: 31. Januar 2000
Inhalt
I
1 Einleitung _____________________________________________________________ 1
1.1 Motivation der Huminstofforschung___________________________________________ 1
1.2 Was sind Huminstoffe?______________________________________________________ 1
1.2.1 Historische Entwicklung der Huminstofforschung ______________________________________1
1.2.2 Definition und Vorkommen der Huminstoffe __________________________________________3
1.2.2.1 Definitionen _________________________________________________________________3
1.2.2.2 Vorkommen _________________________________________________________________4
1.2.3 Allgemeine physikalische und chemische Eigenschaften von Huminstoffen __________________5
1.2.3.1 Grundlegende physiko-chemische Eigenschaften_____________________________________5
1.2.3.2 Umweltrelevante Eigenschaften __________________________________________________6
1.2.4 Strukturelle Merkmale von Huminstoffen_____________________________________________8
1.2.5 Genese der Huminstoffe _________________________________________________________11
1.2.5.1 Das klassische Modell ________________________________________________________11
1.2.5.2 Abweichende Modellansätze ___________________________________________________13
1.3 Extraktion und Fraktionierung von Huminstoffen ______________________________ 15
1.3.1 Extraktion von Huminstoffen _____________________________________________________15
1.3.2 Fraktionierung von Huminstoffen__________________________________________________17
1.4 Vergleich mariner und terrestrischer Huminstoffe ______________________________ 18
1.5 Ziel der Arbeit ____________________________________________________________ 20
2 Material und Methoden _________________________________________________ 22
2.1 Probenherkunft und Probennahme___________________________________________ 22
2.1.1 Marine Sedimente ______________________________________________________________22
2.1.2 Vergleichsproben ______________________________________________________________22
2.1.3 Probenbezeichnungen ___________________________________________________________26
2.2 Gewinnung der Feinfraktion ________________________________________________ 27
2.2.1 Vorbehandlung und Siebung______________________________________________________27
2.2.2 Bestimmung des Feinfraktionanteils und des Wassergehalts _____________________________27
2.3 Elementaranalytische Untersuchung der Feinfraktion ___________________________ 28
2.3.1 Bestimmung des Kohlenstoff- und Schwefelgehalts____________________________________28
2.3.1.1 Organischer Kohlenstoff_______________________________________________________28
2.3.1.2 Gesamtkohlenstoff, anorganischer Kohlenstoff und Gesamtschwefel ____________________29
2.3.2 Bestimmung des Stickstoffgehalts _________________________________________________29
2.3.3 Bestimmung des Phosphorgehalts__________________________________________________30
2.3.3.1 Extrahierbares anorganisches Phosphat ___________________________________________30
2.3.3.2 Extrahierbares Gesamtphosphat und organisches Phosphat ____________________________31
Inhalt
II
2.4 Gewinnung, Isolierung und Reinigung der Huminsäurefraktion___________________ 31
2.5 Untersuchung der Lipidfraktion _____________________________________________ 33
2.5.1 Bestimmung des Lipidgehalts _____________________________________________________33
2.5.2 Fluoreszenzspektroskopische Analyse der Lipidfraktion ________________________________33
2.6 Untersuchung der Huminsäurefraktion _______________________________________ 35
2.6.1 Bestimmung des Aschegehalts ____________________________________________________35
2.6.2 Elementaranalyse (C, N, P) und Isotopenbestimmung (13C, 15N) __________________________35
2.6.2.1 Phosphatbestimmung _________________________________________________________35
2.6.2.2 Elementaranalyse (C, N) und Isotopenbestimmung (13C, 15N) __________________________35
2.6.3 Fluoreszenzspektroskopie ________________________________________________________37
2.6.3.1 1D-Fluoreszenzspektroskopie___________________________________________________37
2.6.3.2 2D-Fluoreszenzspektroskopie___________________________________________________38
2.6.4 UV/VIS-Spektroskopie __________________________________________________________38
2.6.5 FT-IR-Spektroskopie____________________________________________________________39
2.6.6 Quantifizierung von IR-Banden ___________________________________________________39
2.6.7 Protonen-NMR-Spektroskopie ____________________________________________________41
2.7 Mikroskopie______________________________________________________________ 41
2.8 Chemikalien______________________________________________________________ 41
2.9 Statistische Analysen_______________________________________________________ 42
3 Ergebnisse ____________________________________________________________ 43
3.1 Basisparameter der Sediment- und Vergleichsproben ___________________________ 43
3.1.1 Wassergehalt und Feinfraktionsanteil der Sedimentproben ______________________________43
3.1.2 Elementgehalte (C,N,S,P) der Sedimentfeinfraktionen und Vergleichsproben________________46
3.1.2.1 Kohlenstoffgehalte ___________________________________________________________46
3.1.2.2 Stickstoffgehalte _____________________________________________________________49
3.1.2.3 Schwefelgehalte _____________________________________________________________50
3.1.2.4 Phosphorgehalte _____________________________________________________________52
3.2 Untersuchung der Lipidfraktion _____________________________________________ 53
3.2.1 Lipidgehalte der Proben _________________________________________________________53
3.2.2 Fluoreszenzdaten der Lipidfraktionen_______________________________________________55
3.3 Untersuchung der Huminsäurefraktionen _____________________________________ 58
3.3.1 Löslichkeit____________________________________________________________________58
3.3.2 Huminsäuregehalte _____________________________________________________________58
3.3.3 Aschegehalte der Huminsäurefraktionen ____________________________________________60
3.3.4 Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren __________________________________________61
3.3.4.1 Kohlenstoffgehalte ___________________________________________________________62
Inhalt
III
3.3.4.2 Stickstoffgehalte _____________________________________________________________63
3.3.4.3 Phosphorgehalte _____________________________________________________________63
3.3.4.4 C/N- und C/P-Verhältnisse _____________________________________________________65
3.3.5 Isotopenverhältnisse ____________________________________________________________65
1.1.1.1 Kohlenstoffisotopenverhältnisse (δ13C) _________________________________________65
3.3.5.2 Stickstoffisotopenverhältnisse (δ15N)___________________________________________67
3.3.6 UV/Vis-Spektroskopie __________________________________________________________68
3.3.6.1 Absorptionsspektren________________________________________________________68
3.3.6.2 Absorptionsverhältnisse: E4/E6 und A2/A4______________________________________71
3.3.7 Fourier-Transform-Infrarotspektroskopie (FT-IR) _____________________________________74
3.3.8 Fluoreszenzspektroskopie ________________________________________________________82
3.3.8.1 Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm)______________________________________82
3.3.8.2 Anregungsspektren (Detektion bei 440 nm)______________________________________83
3.3.8.3 Emissionsspektren _________________________________________________________85
3.3.8.4 Synchronspektren __________________________________________________________86
3.3.8.5 2D-Fluoreszenzspektren_____________________________________________________90
3.3.9 Protonen-NMR-Spektroskopie (1H-NMR) ___________________________________________92
4 Diskussion ____________________________________________________________ 96
4.1 Basisparameter der Sediment- und Vergleichsproben ___________________________ 96
4.1.1 Das Hauptprobengebiet: Die Nordsee_______________________________________________96
4.1.2 Wassergehalt und Feinfraktionsanteile der Nordseesedimente ____________________________96
4.1.3 Elementgehalte der Sedimentfeinfraktionen und Vergleichsproben ________________________98
4.1.3.1 Kohlenstoffgehalte _________________________________________________________98
4.1.3.2 Stickstoff-, Schwefel- und Phosphorgehalte______________________________________99
4.2 Die Huminsäurefraktion___________________________________________________ 102
4.2.1 Huminsäuregehalte und Extraktionseffizienz ________________________________________102
4.2.2 Aschegehalte _________________________________________________________________104
4.2.3 Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren _________________________________________105
4.2.3.1 Der Kohlenstoffgehalt _____________________________________________________105
4.2.3.2 Der Stickstoffgehalt _______________________________________________________106
4.2.3.3 Der Phosphorgehalt _______________________________________________________107
4.2.3.4 C/N- und C/P-Verhältnisse__________________________________________________108
4.2.4 Isotopenverhältnisse ___________________________________________________________111
4.2.4.1 δ13C-Werte ______________________________________________________________111
4.2.4.2 δ15N-Werte ______________________________________________________________113
4.2.5 UV/Vis-Spektroskopie _________________________________________________________114
1.1.1.1 Anwendung der UV/VIS-Spektroskopie auf Huminstoffe__________________________114
4.2.5.2 Absorptionsspektren von Huminsäuren ________________________________________114
4.2.5.3 Charakteristische Absorptionsverhältnisse: E4/E6 und A2/A4 ______________________116
Inhalt
IV
4.2.6 FT-IR-Spektroskopie___________________________________________________________120
4.2.6.1 Anwendung der IR-Spektroskopie auf Huminstoffe ______________________________120
4.2.6.2 Vergleich der FT-IR-Spektren _______________________________________________121
4.2.7 Fluoreszenzspektroskopie _______________________________________________________126
4.2.7.1 Anwendung der Fluoreszenzspektroskopie auf Huminstoffe________________________126
4.2.7.2 1D-Anregungs- und Emissionsspektren ________________________________________127
4.2.7.3 1D-Synchronspektren______________________________________________________130
4.2.7.4 2D-Fluoreszenzspektren____________________________________________________131
4.2.8 1H-NMR-Spektroskopie ________________________________________________________132
4.2.8.1 Anwendung der NMR-Spektroskopie auf Huminstoffe ____________________________132
4.2.8.2 1H-NMR-Spektren ________________________________________________________133
4.3 Kombination analytischer Parameter ________________________________________ 136
4.4 Schlußfolgerungen und Ausblick____________________________________________ 142
5 Zusammenfassung ____________________________________________________ 143
6 Literatur_____________________________________________________________ 146
Hinweis: Eine Zusammenstellung aller Einzelmeßwerte findet sich auf der Datendiskette.
Die Daten sind in Form einer Excel-Tabelle dargestellt und im "Excel97-Format" unter dem
Namen "Datenanhang.xls" abgespeichert.
Abbildungen
V
Abbildungsverzeichnis
Abb. 1 Struktur einer Huminsäure nach FUCHS (1930)
Abb. 2 Modellstruktur nach HAWORTH (1971)
Abb. 3 „Building-Block-Modell“ nach SCHNITZER (1978)
Abb. 4 Huminsäurestruktur nach SCHULTEN & LEINWEBER (1996)
Abb. 5 Hypothetische Huminstoffstrukturen nach GAGOSIAN (1978)
Abb. 6 Mechanismus für die Bildung von Huminstoffen nach STEVENSON 1982
Abb. 7 Karten der Probenahmestationen
Abb. 8 Fluoreszenzsynchronspektren der organischen Lösungsmittel
Abb. 9 Verteilung der Feinfraktionsanteile im Hauptprobengebiet
Abb. 10 Korrelation zwischen Wassergehalt und Feinfraktionsanteil
Abb. 11 Variation der Kohlenstoffgehalte in den Sedimenten (Feinfraktionen)
Abb. 12 Verteilung der TOC-Gehalte in den Feinfraktionen der Sedimente im Hauptprobengebiet
Abb. 13 Korrelation zwischen Feinfraktionsanteilen und TOC
Abb. 14 Korrelation der TOC- und TN-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedimente (Feinfraktionen)
Abb. 15 Korrelation der TOC- und TS-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedimente (Feinfraktionen)
Abb. 16 Korrelation der TOC- und POP-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedimente
Abb. 17 Lipidgehaltverteilung im Hauptprobengebiet (Feinfraktion)
Abb. 18 Anregungsspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)
Abb. 19 Emissionsspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)
Abb. 20 Synchronspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)
Abb. 21 Korrelation der TOC- und Huminsäuregehalte
Abb. 22 Mikroskopische Aufnahmen von Huminsäureisolaten (200-fache Vergrößerung)
Abb. 23 Box-Darstellung der Kohlenstoffgehalte von Huminsäuren
Abb. 24 Box-Darstellung der Stickstoffgehalte von Huminsäuren
Abb. 25 Box-Darstellung der Phosphorgehalte (gemessen als Phosphat) von Huminsäuren
Abb. 26 Box-Darstellung der δ 13C-Werte von Huminsäuren
Abb. 27 Box-Darstellung der δ 15N-Werte von Huminsäuren
Abb. 28 Absorptionsspektren von Huminsäuren (Beispiele)
Abb. 29 Absorptionsspektren von Fulvinsäuren und Lignin
Abb. 30 Absorptionsspektren von Lipidextrakten (Beispiele)
Abb. 31 Der Einfluß von anorganischen „Verunreinigungen“ auf die UV/Vis-Spektren von Huminsäuren
Abb. 32 E4/E6- und A2/A4-Verhältnisse der Huminsäureisolate
Abb. 33 Verteilung der A2/A4-Verhältnisse im Hauptprobengebiet
Abb. 34 Der Einfluß von anorganischen Verunreinigungen auf die IR-Spektren von Huminsäuren
Abb. 35 FT-IR-Spektren von Huminsäuren (Beispiele)
Abb. 36 Quantifizierung von IR-Schwingungsbanden
Abb. 37 Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm) von Huminsäuren (Beispiele)
Abb. 38 Anregungsspektren (Detektion bei 440 nm) von Huminsäuren (Beispiele)
Abb. 39 Mittlere Lage der Anregungsmaxima (Detektion bei 440 nm) der Huminsäureproben und Lignin.
Abbildungen
VI
Abb. 40 Emissionsspektren von Huminsäuren (Beispiele)
Abb. 41 Box-Darstellung der Lage der Fluoreszenzemissionsmaxima von Huminsäuren
Abb. 42 Synchronspektren von Huminsäuren (Beispiele)
Abb. 43 Flächenintegration bei Synchronspektren (Beispiel NN3)
Abb. 44 Fluoreszenzanteile der Synchronspektren
Abb. 45 Box-Darstellung der prozentualen Flächenanteile des kurzwelligen Bereiches (250 – 350 nm) am
Gesamtflächenintegral der Fluoreszenzsynchronspektren von Huminsäuren
Abb. 46 2D-Fluoreszenzspektren von Huminsäureisolaten aus einem Nordseesediment und einem
Wattsediment
Abb. 47 2D-Fluoreszenzspektren von Huminsäureisolaten aus einem Ackerboden und einem Torf
Abb. 48 1H-NMR-Spektren von Huminsäuren
Abb. 49 Prozentuale Reduktion der Elementgehalte ausgewählter Proben durch die Lipid- und
Huminsäureextraktion
Abb. 50 Box-Darstellung der molaren C/N-Verhältnissen von Huminsäuren
Abb. 51 Box-Darstellung der molaren C/P-Verhältnisse von Huminsäuren
Abb. 52 Einfluß einer Methanolextraktion auf das UV/Vis-Spektrum einer marinen Huminsäure (NN3)
Abb. 53 Einfluß des pH-Wertes auf das UV/Vis-Spektrums einer marinen Huminsäure (Station 38)
Abb. 54 Charakteristische Absorptionen von Tonmineralen in dem FT-IR-Spektrum eines
Huminsäureextraktes (Station 55, Nordsee)
Abb. 55 Verhältnis der Absorptionen bei 1650/1600 WZ in Huminsäuren
Abb. 56 Verhältnis der Absorptionen bei 1720/1535 WZ in Huminsäuren
Abb. 57 Fluoreszenzindices für Huminsäuren
Abb. 58 MDS-Darstellung der Meßergebnisse (14 Meßparameter)
Abb. 59 MDS-Darstellung der Meßergebnisse (ohne Torfproben)
Abb. 60 Kombination zweier korrelierter Meßparameter: A2/A4- und δ 13C-Werte
Abb. 61 Kombination zweier Meßparameter: δ 15N- und δ 13C-Werte
Tabellen
VII
Tabellenverzeichnis
Tab. 1 Fraktionierungsverfahren für Huminstoffe nach BURBA (1998a)
Tab. 2 Verwendete Probenkennzeichnungen
Tab. 3 Kohlenstoffgehalte der Vergleichsproben
Tab. 4 Stickstoff-, Schwefel- und Phosphorgehalte der Vergleichsproben
Tab. 5 Lipidgehalte (Feinfraktion) der Vergleichsproben
Tab. 6 Huminsäure- und TOC-Gehalte der „Nicht-Sediment-Proben“
Tab. 7 Vergleich des Aschegehaltes ausgewählter Huminsäureextrakte
Tab. 8 Aschefreie Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren der Vergleichsproben
Tab. 9 δ 13C- und δ 15N-Werte der Vergleichsproben
Tab. 10 Einfluß von Kupferionen auf das A2/A4-Verhältnis von Huminsäuren
Tab. 11 Schwingungszuordnung der IR-Banden
Tab. 12 Integrale und Integralverhältnisse von Spektrenbereichen der 1H-NMR-Spektren
Tab. 13 ausgewählte Metallgehalte in Huminsäuren (ICP-OES-Bestimmung)
Tab. 14 1H-Aromatizität von Huminsäuren
Tab. 15 Korrelationskoeffizienten der Meßparameter
Einleitung
1
1 Einleitung
1.1 Motivation der Huminstofforschung
Huminstoffe, das sind im einzelnen Humine und insbesondere Humin- und Fulvinsäuren,
stehen seit über 200 Jahren im Interesse wissenschaftlicher Untersuchungen und gewinnen
dabei stetig an Bedeutung. Ein wichtiger Grund dafür liegt zum einen in der Tatsache, daß
sie überall auf der Erde vorkommen und vielerorts bis zu 70% des gesamten organischen
Materials ausmachen, und zum anderen, daß ihr Einfluß auf zahlreiche umweltrelevante
Parameter mehr und mehr erkannt wird.
Die große Umweltrelevanz der Huminstoffe begründet sich auf ihre vielfältigen chemischen
und physikalischen Eigenschaften. Da Huminstoffe sowohl hydrophile als auch hydrophobe
Charakteristika besitzen, sind sie in fast allen ökologischen Kompartimenten der Biosphäre
wie z.B. Böden, marinen und limnischen Sedimenten oder der freien Wassersäule zu finden.
Die auch als refraktäres organisches Material bezeichneten Makromoleküle sind in der Lage,
sich an die Oberflächen verschiedener Partikel zu adsorbieren und damit Prozesse wie
Lösungsvorgänge, Fällungsreaktionen und Kristallisationen zu beeinflussen. Desweiteren
können sie über ihre Fähigkeit, Metalle und kleinere organische Moleküle zu komplexieren,
Einfluß auf deren Bioverfügbarkeit nehmen und somit Toxizitäten oder Nährstoffangebote
verändern. Aufgrund ihrer ausgeprägten Säure-Base-Eigenschaften spielen sie als Säure-
Base-Puffer in Böden eine wichtige Rolle.
Neben den ökologischen Aspekten stehen auch grundlegende Fragestellungen im Vorder-
grund der Huminstofforschung. Dazu zählen neben den chemischen und physikalischen
Eigenschaften auch die Fragen nach Bildungswegen und Transformationen der Huminstoffe.
1.2 Was sind Huminstoffe?
1.2.1 Historische Entwicklung der Huminstofforschung
Begrifflich leiten sich die Huminstoffe von humus, dem lateinischen Ausdruck für Boden, ab.
Die nachweislich ersten Versuche, Huminstoffe aus einem Boden zu isolieren, wurden 1786
von ACHARD unternommen. Er extrahierte Torfproben mit Alkali und erhielt nach dem
Ansäuern des Extraktes einen dunklen, amorphen Niederschlag.
Die Verwendung des Begriffs humus alleine im Zusammenhang mit dem dunkelfarbigen
organischen Material eines Bodens und nicht mehr mit dem Boden selbst wurde von
SAUSSURE (1804) geprägt.
Einleitung
2
Die Formulierung des Begriffs Huminsäure (engl. humic acid) geht auf DÖBEREINER
(1822) zurück und bezieht sich ebenfalls auf das dunkelfarbige organische Material in
Böden.
Die auch heute noch übliche Verwendung des Begriffs Huminsäure zur Bezeichnung der
alkalilöslichen und säureunlöslichen Fraktion des organischen Materials stammt von
BERZELIUS (1839).
Im Laufe der Jahrzehnte wurden zahlreiche Begriffe und Definitionen im Zusammenhang mit
organischem Material und dessen Fraktionen formuliert. Dabei waren diese nicht immer klar
voneinander abgegrenzt. Einen Überblick über die unterschiedliche Verwendung und Vermi-
schung der Begriffe Humus, Huminsäure, Humussäure, Humin, Huminkohle und Fulvinsäure
gibt WAKSMAN (1938).
Im Verlauf des 19. Jahrhunderts befaßten sich mehrere Wissenschaftler mit der Gewinnung
und den chemischen Eigenschaften der Huminstoffe (z.B. SPRENGEL, 1826; BERZELIUS,
1839). Um 1840 untersuchte LIEBIG (1843) die Bedeutung der Huminstoffe für die Bodenbil-
dung, den Kohlenstoffkreislauf und ihren Einfluß auf die Nährstoffverfügbarkeit für Pflanzen.
Die Huminstoffuntersuchungen im 18. und 19. Jahrhundert befaßten sich fast ausschließlich
mit Extrakten aus Böden und Torfen, also dem terrestrischen Milieu. Das organische Material
in marinen Sedimenten wurde erstmals von VERIGO (1888) quantitativ erfaßt. Erst im 20.
Jahrhundert wurde die Huminstofforschung auch auf den limnischen und marinen Bereich
ausgedehnt, wobei viele Methoden und Begriffe aus dem terrestrischen Bereich übernom-
men wurden. Als Pionierarbeiten in limnischen Gewässern gelten dabei die Untersuchungen
von BIRGE & JUDAY (1926, 1934) bzw. OHLE (1934).
Mit der Entwicklung neuer, insbesondere spektroskopischer Analysenmethoden nahm die
Zahl der Huminstoffuntersuchungen sowohl im terrestrischen als auch im marinen Bereich
weiter deutlich zu, so daß heute ein breites wissenschaftliches Feld der Huminstofforschung
existiert. Neben den physiko-chemischen Eigenschaften und Reaktionen der Huminstoffe
spielen dabei auch mehr und mehr ökologische Aspekte eine Rolle. So beschäftigen sich
zahlreiche Untersuchungen mit der Mobilisierung bzw. Immobilisierung organischer Schad-
stoffe, toxischer Metalle und radioaktiver Substanzen durch Huminstoffe (vergl. Abschnitt
1.2.3.2).
Auch der Einfluß der Huminstoffe auf die Bodenqualität findet weiterhin Beachtung, was den
Huminstoffbegriff sogar in die Werbung für agrartechnische Produkte hat Einzug nehmen
lassen (z.B. INTERNET, 1997). Daneben gibt es auch Arbeiten, die die Eigenschaften von
Huminsäuren unter medizinischen Gesichtspunkten untersuchen. So fanden beispielsweise
MESROGLI et al. (1991) in Tierversuchen heraus, daß Huminsäuren die Bildung von Adhä-
sionen beim Heilungsprozeß innerer Verletzungen signifikant verringern können.
Einleitung
3
1.2.2 Definition und Vorkommen der Huminstoffe
1.2.2.1 Definitionen
Im Gegensatz zu den meisten Stoffgruppen in der Chemie sind die Huminstoffe nicht über
ihre molekulare Struktur oder Struktureinheiten, sondern über ihr Löslichkeitsverhalten in
wäßrigen Systemen definiert. Der Hauptgrund hierfür ist ihre hochgradige Komplexität und
Diversität, welche die Huminstoffe nicht als einheitliche Substanzklasse im klassisch-chemi-
schen Sinne erscheinen läßt (ZIECHMANN, 1980).
Im Laufe der letzten zwei Jahrhunderte wurden mehrere Untergruppen der Huminstoffe mit
unterschiedlichen Eigenschaften erkannt und unterschiedlich bezeichnet (vergl. Abschnitt
1.2.1). Dies führte zu zahlreichen Begriffen und Definitionen, die häufig nicht völlig konform
verwendet wurden.
Heute versucht man, diese Begriffe und Definitionen zu präzisieren und zu standardisieren,
ein Anliegen, welches in erster Linie von der International Humic Substances Society (IHSS)
seit 1981 verfolgt wird (I.H.S.S., 1998). Dabei geht es nicht um die Standardisierung der
Begriffe und Definitionen alleine, sondern vor allem um die Normierung von Extraktionsver-
fahren und Aufarbeitungsmethoden sowie um die Bereitstellung von Huminstoffstandards.
Die heute allgemein üblichen und anerkannten Definitionen für Huminstoffe und deren
Untergruppen sind nach AIKEN et al. (1985):
Huminstoffe: Gruppe biogen gebildeter, heterogener organischer Substanzen, die allgemein
als gelb- bis schwarz gefärbt, hochmolekular und refraktär charakterisiert werden können.
Fulvinsäuren: Fraktion der Huminstoffe, die bei jedem pH-Wert in wäßrigen Systemen
löslich ist.
Huminsäuren: Fraktion der Huminstoffe, die unter sauren Bedingungen (pH <2) in Wasser
unlöslich ist, bei höheren pH-Werten aber in Lösung geht.
Humine: Fraktion der Huminstoffe, die in wäßrigen Systemen bei jedem pH-Wert unlöslich
ist.
Berücksichtigt man die Herkunft der Huminstoffe, so lassen sich folgende weitere Unter-
scheidungen vornehmen (BURBA, 1998a):
Huminstoffe, die in Böden gebildet wurden, werden als pedogen bezeichnet, während man
Huminstoffe, deren Bildung in Gewässern stattfand, als aquagen bezeichnet.
Ebenso unterscheidet man marine und terrestrische Huminstoffe nach ihrer Herkunft
(RASHID, 1985). STEELINK (1985) führte zudem die Unterscheidung autochthoner von
allochthonen Huminstoffen ein, wobei es sich bei der ersten Gruppe um aquatische Humin-
stoffe handelt, die ausschließlich aus dem Abbau von Phytoplankton gebildet wurden,
während die ebenfalls aquatischen Huminstoffe der zweiten Gruppe unter dem Einfluß von
Einleitung
4
terrestrischem Material, also in die Gewässer eingetragene Pflanzenreste, Laub, Boden und
terrestrische Zersetzungsprodukte, gebildet wurden.
1.2.2.2 Vorkommen
Huminstoffe kommen auf der Erde ubiquitär vor. Neben der erwarteten Verbreitung in Böden,
natürlichen Gewässern, marinen und limnischen Sedimenten, Torfen, Braun- und Schwarz-
kohlen sowie kohlenstoffhaltigen Schiefern (STEVENSON, 1985) finden sie sich auch in eher
unerwarteten Systemen, wie z.B. antarktischen Böden (BONAVITA et al., 1996) bzw. Sedi-
menten (CAMPANELLA et al., 1991) oder sogar atmosphärischen Aerosolen (HAVERS et
al., 1998). Zudem lassen sich Huminstoffe auch aus Materialien isolieren, die noch keinem
Diageneseprozeß unterworfen waren. So konnten z.B. ERTEL & HEDGES (1985) aus dem
Holz einer Weißeiche bzw. einer Rottanne knapp zwei Prozent des Kohlenstoffs als Humin-
säuren isolieren. Aus der Rinde der Rottanne isolierten sie sogar 15% des organischen
Kohlenstoffs als Huminsäuren. Die Gewinnung von Huminsäuren gelang auch aus verschie-
denen Arten lebender Braunalgen wie beispielsweise Pilayella littoralis, Ascophyllum
nodosum, Fucus vesicolosus und Laminaria saccharina (GHABBOUR et al., 1994, RADWAN
et al., 1997a, b), aus dem Seegras Zostera marina (RADWAN et al., 1997a) oder dem in
Salzwiesen zu findenden Schlickgras Spartina alterniflora (FILIP et al., 1988). HANNEMANN
(1995) isolierte darüber hinaus auch Huminsäuren aus dem Laub und den Nadeln verschie-
dener Bäume (Buche, Eiche, Fichte), dem Cyanobakterium Merismopedia punctata sowie
der Diatomee Phaeodactylum tricornutum.
Der Anteil an Huminstoffen zwischen, aber auch innerhalb der jeweiligen Systeme variiert
stark und ist dabei von vielen Faktoren abhängig. Wichtige Parameter sind dabei die Biopro-
duktivität, der mikrobielle Abbau, Sedimentationsraten, Redox-Bedingungen sowie Korn-
größenverteilungen und die vorhandene Mineralogie (RASHID, 1985).
Nach STUERMER et al. (1978) liegt der typische Gehalt von basisch extrahierbaren Humin-
stoffen am TOC mariner Sedimente zwischen 25 und 50%. In alten Sedimenten variiert
dieser Gehalt sogar zwischen 0,1 und 70,1% (HUC & DURAND 1977). Im Extremfall werden
für bestimmte Böden und Sedimente sogar Werte von bis zu 90% gefunden (RASHID,
1985).
Auch das Verhältnis der Huminstofffraktionen untereinander variiert stark. Beispielsweise
liegt der Fulvinsäureanteil am basischen Extrakt bei Waldböden mit über 75% deutlich über
dem Wert für einen grasbewachsenen Boden, welcher einen Anteil von nur knapp 27% Ful-
vinsäuren enthält (STEVENSON, 1982).
Einleitung
5
Neben diesem natürlichen Vorkommen der Huminstoffe fanden GHIO et al. (1994), daß sich
auch bei der unvollständigen Verbrennung von Tabak huminstoffähnliche Substanzen bilden
können.
1.2.3 Allgemeine physikalische und chemische Eigenschaften von Huminstoffen
Die in diesem Kapitel vorgestellten Eigenschaften der Huminstoffe sollen einen Überblick
über grundlegende Erkenntnisse der Huminstofforschung geben. Dabei werden Charakteri-
stika, welche sich aus der Bestimmung analytischer Parameter herleiten lassen, die auch in
dieser Arbeit ermittelt wurden, an dieser Stelle bewußt ausgespart.
Diese Eigenschaften, wie sie aus analytischen Ergebnissen der Elementar- und Isotopen-
analyse sowie der UV/Vis-, Fluoreszenz-, Infrarot- und NMR-Spektroskopie abgeleitet wer-
den können, werden in den jeweiligen Abschnitten des Kapitels 4 vorgestellt.
1.2.3.1 Grundlegende physiko-chemische Eigenschaften
Huminstoffe sind generell komplexe Mischungen sich ähnelnder Makromoleküle mit variie-
renden Strukturen, Funktionalitäten und molaren Massen (BURBA, 1998a).
Die in der Literatur hin und wieder verwendete Charakterisierung der Huminstoffe als Poly-
mere ist mit großer Vorsicht zu behandeln, da die Gegenwart monomerer Einheiten, welche
in regelmäßigen Sequenzen auftreten, für Huminstoffe bisher weder nachgewiesen noch
ausgeschlossen werden konnte (MacCARTHY & RICE, 1985).
Eine Fraktionierung des komplexen Polyelektrolytengemisches in reine Einzelsubstanzen ist
selbst mit Hochleistungstrennverfahren prinzipiell nicht möglich (LEENHEER, 1985).
Dennoch werden Fraktionierungsverfahren immer häufiger eingesetzt, um einzelne Humin-
stoffuntergruppen zu separieren und zu charakterisieren, um so neue Erkenntnisse für das
Gesamtbild der Huminstoffe zu gewinnen (vergl. Abschnitt 1.3).
Eine Zusammenstellung allgemeiner physiko-chemischer Eigenschaften von Huminstoffen
findet sich bei STEVENSON (1982). Danach reicht die Farbe der Huminstoffe von hell-gelb
bis gelb-braun für Fulvinsäuren über dunkel-braun bis grau-schwarz für Huminsäuren bis hin
zu tief-schwarz für Humine, wobei auch eine Zunahme der Farbintensität zu beobachten ist.
Folgende Eigenschaftsänderungen finden sich für den Übergang von Fulvinsäuren über
Huminsäuren bis zur Huminfraktion:
Einleitung
6
1. Der Grad der Kondensation nimmt zu.
2. Das Molekulargewicht steigt von ca. 2.000 auf über 300.000 g/mol.
3. Der Kohlenstoffanteil steigt von ca. 45 auf über 62%.
4. Der Sauerstoffgehalt sinkt von ca. 48 auf unter 30%.
5. Der Säuregrad sinkt von ca. 1.400 auf unter 500 meq/100 g
6. Die Löslichkeit in wäßrigen Systemen nimmt ab.
Die hier gemachten Aussagen sind als Richtwerte anzusehen. In besonderen Fällen können
die genannten Wertintervalle auch über- oder unterschritten werden. So fanden beispiels-
weise RASHID & KING (1969) mittels Sephadex-Gelfiltration in Huminstoffen aus Schelfse-
dimenten Huminsäuren mit Molekulargewichten von über 2 000 000 g/mol.
Der Anteil an funktionellen Gruppen am Huminstoffmolekül beträgt für Fulvinsäuren 50 - 60%
und für Huminsäuren noch 20 - 30% (RASHID 1985), was die Huminstoffe nicht nur aus
analytischer, sondern besonders aus ökologischer Sicht interessant macht (vergl. 1.2.3.2).
Wichtige funktionelle Gruppen sind dabei Hydroxygruppen in phenolischer und alkoholischer
Form, Carboxylgruppen, Carbonylgruppen in meist chinoider Form, Etherbrücken, Methoxyl-
gruppen sowie Aminogruppen und heterocyclisch gebundene Stickstoffunktionen
(ZIECHMANN, 1980).
Die quantitativen Anteile dieser Gruppen unterscheiden sich je nach Herkunft und Konden-
sationsgrad der Huminstoffe beträchtlich, was bei Berücksichtigung vieler weiterer Unter-
schiede zu der Vermutung führt, daß es keine zwei Huminstoffmoleküle gibt, die genau
gleich sind.
1.2.3.2 Umweltrelevante Eigenschaften
Der sowohl hydrophile als auch hydrophobe Charakter der Huminstoffe, der zu ihrer weiten
Verbreitung in der Umwelt führt, bedingt zusammen mit weiteren Eigenschaften ihre große
Umweltrelevanz (BUFFLE, 1990). Sie können an vielen Oberflächen und Partikeln adsorbie-
ren und dadurch Prozesse wie Flockenbildung und Kristallwachstum beeinflussen. Aufgrund
ihrer Fähigkeit, Metallionen und kleinere organische Moleküle zu komplexieren, beeinflussen
sie deren Bioverfügbarkeit sowie die Adsorption und Sedimentation. Über ihre Säure-Base-
Eigenschaften nehmen Huminstoffe eine wichtige Rolle bei der Säure-Base-Pufferung in
Böden ein. Auch in Seen können Huminstoffe als pH-Puffer dienen, wobei die Pufferkapazi-
tät dort mit 50 – 1000 µM aber als eher gering einzustufen ist (WAHLBERG & GREN,
1996). Die Folgen all dieser Eigenschaften besonders für Böden sind im wesentlichen
(HAYES & SWIFT, 1978):
Einleitung
7
- Bildung und Erhaltung einer guten Bodenstruktur
- Verbesserung der Wasseraufnahme und –speicherung von Böden
- Bindung von Pflanzennährstoffen durch Kationenaustauschprozesse
- Transport von Metallen in Pflanzenwurzeln mit der Folge eines stimulierten Pflanzen-
wachstums
- Immobilisierung einiger dem Boden zugesetzter anthropogener Chemikalien, die das
Wachstum der Pflanzen fördern sollen
- Verbesserung der Pufferkapazität
- Erhöhung der Bodentemperatur aufgrund einer verstärkten Strahlungsabsorption
Einige dieser Eigenschaften sind auch bei Biopolymeren wie Proteinen oder Polysacchariden
zu beobachten. Aufgrund ihres raschen mikrobiellen Abbaus ist der Beitrag dieser Substan-
zen in der oben aufgezeigten Form aber als eher gering anzusehen.
Auch im marinen Bereich spielen die Huminstoffe eine wichtige Rolle. So haben z.B.
FENGLER et al. (1994) auf die besondere Rolle der Huminstoffe bei der Komplexierung und
Zurückhaltung von Schwermetallen in marinen Sedimenten des Skagerraks hingewiesen.
Dabei sind Huminstoffe kaum in der Lage monovalente Metalle zu binden, während sie mit
divalenten Kationen sehr starke Wechselwirkungen eingehen (van den HOOP et al. 1990).
Auch negative Einflüsse der Huminstoffe auf die Umwelt wurden erkannt. So können unter
bestimmten Umständen die Toxizitäten von Metallen und Xenobiotika erhöht werden
(STEINBERG et al., 1997). Im Fall der Xenobiotika wird dies über das in Gegenwart von
Huminstoffen vermehrte Auftreten von Mikroorganismen erklärt, welche für eine verstärkte
Bildung toxischer Metabolite sorgen. Bei einigen Metallen wird die erhöhte Toxizität auf die
durch Huminstoffe erhöhte Mobilität dieser Metalle zurückgeführt.
Auch bei analytischen Fragestellungen dürfen die Huminstoffe nicht unberücksichtigt bleiben.
So kommt es bei der quantitativen Bestimmung von polycyclischen aromatischen Kohlen-
wasserstoffen und Zinnorganylen zu Minderbefunden durch anwesende Huminstoffe
(GREMM et al., 1993; KUMKE et al.,1995).
Das gesamte Ausmaß des umweltrelevanten Einflusses der Huminstoffe ist kaum abzu-
schätzen, da immer mehr, z.T. auch sehr komplexe Mechanismen erkannt werden.
Einleitung
8
1.2.4 Strukturelle Merkmale von Huminstoffen
Aufgrund ihrer extrem hohen Komplexität und der Tatsache, daß es wohl keine zwei identi-
schen Huminstoffmoleküle in einer Probe oder Fraktion gibt, ist es nicht möglich, Huminstoffe
durch eine exakte chemische Strukturformel darzustellen (BURBA, 1998a). Dennoch wurden
zur Veranschaulichung ihrer Struktur und Wirkung eine Reihe von Modellen entwickelt, die
bis zu Strukturvorschlägen oder Computersimulationen führten.
Exemplarisch seien hier einige Modelle und Vorschläge genannt:
Basierend auf zahlreichen Untersuchungen, insbesondere der Bestimmung von Carboxyl-
und phenolischen Hydroxylgruppen, entwickelte FUCHS (1930) einen Strukturvorschlag für
eine terrestrische Huminsäure (Abb. 1).
COOH
COOH
OH OH
COOH
COOH
COOH
HO
HO
HO
HO
O
O
O
H3CO
Abb. 1 Struktur einer Huminsäure nach FUCHS (1930)
Auffallend ist das ausgeprägte aromatische Doppelbindungssystem und das völlige Fehlen
von aliphatischen Seitenketten und Heteroatomen wie Stickstoff oder Schwefel, die stets in
Huminsäuren nachgewiesen werden können.
Ein eher modellhafter Strukturvorschlag stammt von HAWORTH (1971; Abb. 2). Dabei stellt
ein polycyclischer und grundsätzlich aromatischer Kern das Grundgerüst, während daran
andere nachweisbare Komponenten wie Metalle, Polysaccharide, Kohlenwasserstoffe und
phenolische Säuren mehr oder minder stark gebunden sind. Haworth geht davon aus, daß
es sich bei diesen Bindungen sowohl um kovalente als auch Wasserstoffbrückenbindungen
handelt, die fest genug sind, vielen biologischen und chemischen Angriffen zu widerstehen.
Einleitung
9
polycyclischeraromatischerKern
Kohlenwasserstoffe
Phenolische Säuren
Peptide
Metalle
Abb. 2 Modellstruktur nach HAWORTH (1971)
Ein anderes Modell verfolgt der Strukturvorschlag von SCHNITZER (1978; Abb. 3). Bei die-
sem sogenannten „Building-Block-Modell“ geht man davon aus, daß Huminsäuren keine
einzelnen Moleküle sind, sondern daß es sich um den Zusammenschluß von einzelnen
Molekülbausteinen, den „building blocks“ handelt. Wichtige Grundbausteine werden dabei
von Benzoesäureeinheiten gestellt, die über Wasserstoffbrücken, van der Waals-Kräfte oder
π-Bindungen miteinander verknüpft sind.
Abb. 3 „Building-Block-Modell“ nach SCHNITZER (1978)
Einen sehr komplexen und auf vielen Daten beruhenden Strukturvorschlag machen
SCHULTEN & LEINWEBER (1996; Abb. 4). Mit Hilfe von Computerberechnungen haben die
Autoren die Daten zahlreicher analytischer Erkenntnisse zu einer Struktur aus 738 Atomen
modelliert. Als Grundlage dienten dabei die Ergebnisse aus Pyrolysen, spektroskopischen
Analysen, Elementaranalysen, Elektronenmikroskopie, oxidativem und reduktivem Abbau
sowie aus Kolloiduntersuchungen.
Einleitung
10
Abb. 4 Huminsäurestruktur nach SCHULTEN & LEINWEBER (1996)
In der Literatur finden sich zahlreiche weitere Vorschläge und Modellansätze, die sich teil-
weise ergänzen, aber häufig auch widersprechen. In diese Strukturüberlegungen gehen in
der Regel auch Bildungsprozesse für die Huminstoffe mit ein. Ein Beispiel dafür stellt die
hypothetische Huminsäurestruktur von GAGOSIAN (1978) dar (Abb. 5). Basierend auf der
Melanoidinhypothese (vergl. 1.2.5), die häufig für die Bildung mariner Huminstoffe angeführt
wird, ergänzt durch weitere Bindungsknüpfungen, ergeben sich die dargestellten Strukturen,
deren Eigenschaften mit den Ergebnissen von Elementaranalysen, Molmassenbestim-
mungen, Titrationen, chemischen Reduktionen und Spektralanalysen in Einklang stehen.
Diese Strukturen unterscheiden sich von den für terrestrische Huminstoffe vorgeschlagenen
Strukturen z.T. erheblich. Auffallend ist der deutlich geringere Anteil an aromatischen Kom-
ponenten. Dafür finden sich in marinen Huminstoffen nachgewiesene Bestandteile wie
Aminosäuren, Aminozucker, Zucker und Fettsäuren.
Einleitung
11
Abb. 5 Hypothetische Huminstoffstrukturen nach GAGOSIAN (1978)
AS: Aminosäuren AZ: Aminozucker FS: Fettsäuren
Z: Zucker
1.2.5 Genese der Huminstoffe
Nach FELDBECK (1971) sind über 50% des „Huminsäuremoleküls“ hinsichtlich seiner
Bestandteile bekannt. Danach sind polycyclische Aromaten, benzolische Aromaten,
Aminosäuren, Hexosamine, aliphatische Strukturen sowie Kohlenhydrate nachgewiesene
Huminsäurekomponenten. Wie es aber zu der Verknüpfung dieser Komponenten oder über-
haupt zum Entstehen der Huminstoffmoleküle kommt, wird unterschiedlich diskutiert. Die
Angabe detaillierter Bildungswege oder –reaktionen für Substanzen, deren Struktur nicht
exakt angegeben werden kann, ist dabei unmöglich (MacCARTHY et al., 1990).
1.2.5.1 Das klassische Modell
Die klassischen Modellansätze zur Beschreibung der Bildungswege von Huminstoffen
stammen aus dem Bereich der Bodenforschung.
Nach einer Übersicht von WEBER (1999) spielen vier Bildungswege bei der Entstehung von
Huminstoffen eine entscheidende Rolle. Basierend auf dem Konzept von STEVENSON
(1982; vergl. Abb. 6) kommen diese vier Wege beim Übergang von tierischen und pflanzli-
Einleitung
12
chen Rückständen zu den Huminstoffen in jedem Boden zum Tragen. Welchen Anteil dabei
der einzelne Weg hat, ist von der Art des Bodens und den Umweltbedingungen abhängig.
pflanzliche und tierische Rückstände
Huminstoffe
Transformation durch Mikroorganismen
Amin-Verbindungen
Zucker Polyphenole Abbauprodukte des Lignins
Chinone Chinone
modifiziertesLignin
1.4.
2. 3.
Abb. 6 Mechanismus für die Bildung von Huminstoffen nach STEVENSON 1982
(1. – 4.: Bildungswege, Erläuterung siehe Text)
Die vier Bildungswege sind die folgenden (WEBER, 1999):
1. Huminstoffe gelten nach der Theorie von WAKSMAN (1938) als modifizierte Lignine.
Danach wird Lignin von Mikroorganismen nur unvollständig abgebaut und der Rückstand
wird ein Teil der Bodenhuminstoffe. Einige der wichtigen Modifikationen sind dabei der
Verlust von Methoxylgruppen sowie der Aufbau von o-Hydroxyphenolen und die Oxida-
tion von aliphatischen Seitenketten bis zu Carboxylgruppen. Diese modifizierten Lignine
gehen dann weitere Kondensationsreaktionen vor allem mit stickstoffhaltigen Verbindun-
gen ein und werden so zu Huminstoffmakromolekülen. Dieser Bildungsweg dominiert
nach Auffassung Webers vor allem in den feuchten Böden von Mooren.
2. Auch bei diesem Bildungsweg für Huminstoffe spielt Lignin eine tragende Rolle. Nach
dem Angriff durch Mikroorganismen freigesetzte phenolische Aldehyde und Säuren wer-
den unter enzymatischem Einfluß in Chinone umgewandelt. Diese polymerisieren dann,
besonders unter dem Einfluß von Aminoverbindungen, zu huminstoffähnlichen Makro-
molekülen.
Einleitung
13
3. Dieser Bildungsweg ist dem zweitem sehr ähnlich, nur daß die enzymatisch gebildeten
Polyphenole nicht aus dem Lignin stammen, sondern von Mikroorganismen aus anderen
Kohlenstoffquellen wie z.B. Zellulose synthetisiert werden. Zusammen mit dem zweiten
Bildungsweg spricht man auch von der „Polyphenoltheorie“.
4. Der vierte Bildungsweg für Huminstoffe wird durch eine Zucker-Amin-Kondensation
(Maillard-Reaktion) eingeleitet. Dabei kommt es zunächst zur Ausbildung einer
Schiff’schen Base zwischen dem Aminstickstoff einer Aminosäure und der Aldehyd- oder
Ketofunktion eines Zuckers (GAGOSIAN, 1978). Daran schließen sich Umlagerungen,
Cyclisierungen, Decarboxylierungen und Polymerisierungen an. Das entstandene Pro-
dukt, ein Gemisch aus stickstoffhaltigen braunen Makromolekülen, wird auch als Mela-
noidin bezeichnet, weshalb dieser vierte Bildungsweg auch Melanoidinhypothese
genannt wird. Diese wird in erste Linie für die Genese von Huminstoffen in marinen
Systemen formuliert (z.B. NISSENBAUM, 1974), da sie ohne die Einbeziehung von
Lignin auskommt.
Die Richtigkeit der Melanoidinhypothese für die Bildung mariner Huminstoffe wurde u.a. von
IKAN et al. (1992) überprüft. Dazu wurden die Eigenschaften von synthetisch erzeugten
Melanoidinen mit denen natürlicher Huminstoffe verglichen. Über chemische, isotopische,
spektroskopische und geochemische Aspekte kamen die Autoren zu dem Schluß, daß die
Melanoidinhypothese für den marinen Bereich zu favorisieren ist und daß viele traditionelle
Konzepte aus der Bodenchemie nicht auf das marine Milieu zu übertragen sind. Allerdings
sind die anderen Bildungswege nicht völlig auszuschließen, da ein Teil des marinen organi-
schen Materials auch aus dem terrestrischen Bereich stammt und über Flüsse und die
Atmosphäre in das marine System eingetragen wird (KÖRDEL et al., 1997).
Zusammenfassend stellt sich also das klassische Modell der Huminstoffgenese wie folgt dar:
Die Biopolymere toter Organismen, wie z.B. Lipide, Kohlenhydrate, Proteine, Lignine, und
Pigmente werden durch Mikroorganismen in kleinere Einheiten zerlegt. Diese auch als
„Building Blocks“ bezeichneten Komponenten (z.B. SCHNITZER, 1978; DEREPPE et al.,
1980), z.B. Zucker, Aminosäuren, Fettsäuren, Aromaten, Phenole oder organische Säuren,
kondensieren oder polymerisieren dann zunächst zu Fulvinsäuren und nach weiteren Kon-
densationen und Polymerisierungen bilden sich dann die Huminsäuren und letztlich auch die
Humine (RASHID, 1985).
1.2.5.2 Abweichende Modellansätze
Über NMR-Untersuchungen kommen HATCHER et al. (1980;1981) zu der Überzeugung,
daß es sich bei Huminstoffen, unabhängig ob aus dem marinen oder terrestrischen Bereich,
Einleitung
14
um ein hochverzweigtes aliphatisches Netzwerk mit variierendem Anteil an aromatischen
Strukturen handelt. Damit erscheint nach Meinung der Autoren die Huminstoffgenese aus
Lignin als äußerst unwahrscheinlich, besonders, da Lignin im Kohlenstoff-NMR keine Signale
im aliphatischen Bereich von 0 bis 50 ppm aufweist, Huminsäuren hingegen in jedem Fall.
Auch die Melanoidinhypothese als wichtige Huminstoffgenese wird von Hatcher angezweifelt
(HATCHER et al. 1983). Statt dessen formulieren die Autoren die „Hypothese der selektiven
Erhaltung“. Danach wird das Grundgerüst der marinen Huminstoffe durch makromolekulare
aliphatische Strukturen aufgebaut, die bereits in lebenden Algen vorhanden sind und wäh-
rend der frühen Diagenese selektiv erhalten bleiben. Die für eine Melanoidinsynthese not-
wendigen Komponenten wie Proteine oder Kohlenhydrate seien zu labil und würden sehr
schnell mikrobiell abgebaut. Nach PHILIP & CALVIN (1976) bilden diese erhalten gebliebe-
nen Strukturen die Ausgangsbasis für sich anschließende Kondensationsreaktionen mit Lipi-
den und Chlorophyllderivaten, bis letztendlich Huminstoffe und Kerogene entstanden sind.
Nach VANDENBROUCKE et al. (1985) bilden sich primäre Huminstoffe aus den Abbaupro-
dukten zellulärer Bestandteile toter Organismen. Erst weitere biologische und chemische
Kondensationsreaktionen liefern dann sekundäre Huminstoffe. Dieses Modell wird durch die
Tatsache unterstützt, daß Huminstoffe direkt aus dem Rückstand vaskulärer Pflanzen oder
sogar aus frischem Planzenmaterial extrahiert werden können (vergl. 1.2.2.2).
HATCHER & OREM (1985) gehen sogar davon aus, daß es sich bei den Huminen um das
Vorläufermaterial der Humin- und Fulvinsäuren handelt. Aus Untersuchungen mit CP/MAS13C-NMR-Analysen schließen sie, daß es sich bei den unlöslichen Huminen um makromole-
kulare Strukturen aus Algen und Bakterien handelt, die während der frühen Diagenese
erhalten geblieben sind und sich im Sediment angereichert haben. Über einen oxidativen
Abbau dieser Humine entstehen dann die Huminsäuren, welche durch den Einbau bakteriell
erzeugter Pflanzenmetabolite, insbesondere mikrobieller Polysaccharide, zu Fulvinsäuren
werden. Unterstütze wird diese Aussge durch die Beobachtung, daß der Anteil gelöster
Huminstoffe (DHC) im Porenwasser mariner Sedimente mit der Sedimenttiefe zunimmt
(CHEN & BADA, 1989; LIEBEZEIT & PAETZEL, 1993).
Bei der Erhaltung von organischem Material besonders in küstennahen marinen Sedimenten
vermutet man, daß neben den beiden vorgestellten Modellen, also dem klassischen Model
der Kondensationsreaktionen („condensation pathway“) und dem Modell der selektiven
Erhaltung („selective preservation“) auch die Adsorption des organischen Materials an feine
Sedimentpartikel eine entscheidende Rolle spielt (HEDGES & KEIL, 1995). Nach COLLINS
et al. (1995) ermöglicht erst die Adsorption an mineralische Oberflächen eine Kondensation
des organischen Materials. Die Autoren betonen, daß Kondensationsreaktionen in stark ver-
dünnten wäßrigen Medien wie Seewasser eher unwahrscheinlich seien.
Einleitung
15
Alle diese Beispiele zeigen, daß es keine einheitliche Theorie über die Bildung der Humin-
stoffe gibt. Je nach Herkunft der Huminstoffe und den gegebenen Umweltparametern ist
sicherlich die eine oder andere Theorie die wahrscheinlichere, wenn auch nicht einzig
gültige.
1.3 Extraktion und Fraktionierung von Huminstoffen
1.3.1 Extraktion von Huminstoffen
Um Huminstoffe untersuchen zu können, müssen sie von anderen Komponenten, mit denen
sie vermengt oder an die sie adsorbiert sind, isoliert werden. Dazu findet eine Reihe von
Extraktionsverfahren Anwendung.
Huminstoffe, die bereits in gelöster Form vorliegen, werden in der Regel mit Hilfe von XAD-
Harzen isoliert (MALCOLM, 1990). Dabei sind das Styrol-Divenyl-Copolymer (XAD 2) und
das Acryl-Ester-Polymer (XAD 8) die gebräuchlichsten Harze, da diese über genügend
große Poren verfügen, um die Huminstoffmakromoleküle aufnehmen zu können. Die
Desorption der Huminstoffe von den Harzen erfolgt dann in der Regel mit 0,1M NaOH.
Bei der Extraktion von Huminstoffen handelt es sich immer um Verfahren zur Gewinnung der
Humin- und Fulvinsäurefraktionen, da die Humine von den verwendeten Extraktionsmitteln
nicht gelöst werden. Bei der Gewinnung der Humine wird daher der Weg der Matrixzerstö-
rung gegangen. Nach der Entfernung der Lipide mit organischen Lösungsmitteln und der
Extraktion der Humin- und Fulvinsäuren, in der Regel mit 0,5M Natronlauge, wird die minera-
lische Matrix mit Flußsäure zerstört, so daß das unlösliche Humin zurückbleibt (z.B. RUSSEL
et al. 1983).
Bei der Extraktion der Humin- und Fulvinsäuren aus Böden und Sedimenten kommen zahl-
reiche Lösungsmittel zum Einsatz. Nach WHITEHEAD & TINSLEY (1964) sollte ein
Lösungsmittel für die Huminstoffextraktion folgende Kriterien erfüllen:
1. Das Lösungsmittel sollte eine hohe Polarität aufweisen und eine hohe Dielektrizitätskon-
stante besitzen, um die Dispersion der geladenen Moleküle zu unterstützen.
2. Die Lösungsmittelmoleküle müssen klein genug sein, um in die Huminstoffstrukturen ein-
dringen zu können.
3. Das Lösungsmittel muß in der Lage sein, bestehende Wasserstoffbrückenbindungen zu
lösen und die Ausbildung neuer Brückenbindungen zu verhindern.
4. Metallkationen sollten durch das Lösungsmittel immobilisiert werden.
Einleitung
16
Um eine ideale Extraktionsmethode zu erhalten, müssen nach STEVENSON (1982) fol-
gende Punkte erfüllt werden:
1. Die Methode führt zu unverändertem Material.
2. Die extrahierten Huminstoffe sind frei von anorganischen Verunreinigungen wie z.B.
Tonmineralen oder polyvalenten Kationen.
3. Die Extraktion ist vollständig und erfaßt den gesamten Molmassenbereich des organi-
schen Materials.
4. Die Methode ist für alle Böden und Sedimente universell einsetzbar.
Eine ideale Methode, die alle diese Kriterien erfüllt, ist real nicht zu erreichen. Zwar können
einige Punkte optimiert werden, aber in der Summe müssen immer Kompromisse in Kauf
genommen werden. So zeichnet sich die am häufigsten angewendete Extraktion mit 0,1M
bzw. 0,5M NaOH zwar durch hohe Ausbeuten aus – bis zu 80% des organischen Materials
werden extrahiert - (SCHNITZER & KHAN, 1972; STEVENSON, 1982), doch kann es auch
zur Koextraktion von Silikaten aus der mineralischen Matrix kommen (PICCOLO et al.,
1989). Zudem wurde gezeigt, daß die Huminstoffe während der alkalischen Extraktion Sau-
erstoff aufnehmen und stickstoffhaltige, labile Gruppen wie z.B. Amide oder Aminogruppen
abgeben können (PARSONS, 1988). Um eine Oxidation durch Luftsauerstoff während der
alkalischen Extraktion zu vermeiden, hat die IHSS in ihrer Standardprozedur vorgeschlagen,
die gesamte Extraktion unter Stickstoffatmosphäre durchzuführen (HAYES, 1985).
Auch mildere und zum Teil selektivere Extraktionsmittel kommen zur Anwendung. So werden
z.B. wäßrige Lösungen von Natriumsalzen wie Pyrophosphat, Citrat oder Fluorid, die in der
Lage sind, polyvalente Metalle zu komplexieren, verwendet (PARSONS, 1988). Ihr Vorteil
liegt in der Tatsache, daß die Extraktion in neutraler Lösung durchgeführt wird, was zu einer
geringeren Veränderung des organischen Materials führt. Die Effizienz der Extraktion ist
allerdings bedeutend geringer. So werden mit dem am häufigsten eingesetzten Natriumpyro-
phosphat nur ca. 30% des organischen Materials extrahiert (STEVENSON, 1982). Ein weite-
res Problem stellen die starken Wechselwirkungen zwischen dem Pyrophosphat und den
Huminstoffen dar. So konnten TONELLI et al. (1997) über eine Gel-Chromatographie (high-
performance size-exclusion) zeigen, daß die besonders in den leichteren Fraktionen auftre-
tenden unerwarteten Signale durch Pyrophosphatanlagerungen hervorgerufen werden. Bei
der Verwendung von NaOH treten diese Signale hingegen nicht auf.
Um die Gefahr der Koextraktion anorganischer Verbindungen zu vermeiden, empfehlen
PICCOLO et al. (1989) die Verwendung dipolarer, aprotischer Lösungsmittel wie DMSO oder
Aceton. Im Gemisch mit verdünnter Salzsäure extrahieren diese Lösungsmittel besonders
aliphaten- und proteinreiche Huminstoffkomponenten, die sich durch deutlich geringere
Einleitung
17
Aschegehalte gegenüber alkalisch extrahierten Huminstoffen auszeichnen. Dieses Beispiel
zeigt auch, daß es sinnvoll sein kann, mehrere Extraktionsmittel zu mischen.
Eine häufiger angewendete Methode ist die Extraktion mit 0,1M NaOH und 0,1M Na4P2O7
(z.B. SAITO & HAYANO, 1981; GARCIA et al.,1993).
Auch auf die Notwendigkeit der Probenvorbehandlung für die eigentliche Extraktion wird hin-
gewiesen. So ist es nach GHABBOUR et al. (1994) wichtig, polare Nicht-Huminstoffe, wie
Chlorophyll, Aminosäuren, wasserlösliche Zucker und Proteine, vor der Huminstoffextraktion
zu entfernen. Dazu werden vorgeschaltete Soxhlet-Extraktionen mit Ether, Aceton, Ethanol,
Dioxan und Wasser empfohlen. Nach RADWAN et al. (1997b) lassen sich diese zeitaufwen-
digen Vorbehandlungen aber durch den einzigen Schritt einer überkritischen CO2-Extraktion
ersetzen.
1.3.2 Fraktionierung von Huminstoffen
Aufgrund der Komplexität der Huminstoffe und ihrer zum Teil starken Bindungen an Nicht-
Huminstoffe ist eine analytische Auftrennung in reine Einzelsubstanzen selbst mit modernen
Hochleistungstrennverfahren prinzipiell nicht möglich (LEENHEER, 1985). Dennoch spielen
Fraktionierungen bei der Analyse von Huminstoffen eine wichtige Rolle. Schon das Extrakti-
onsverfahren mit NaOH und die anschließende Ausfällung der Huminsäuren mit Salzsäure
stellt eine Fraktionierung der Huminstoffe dar: Über die unterschiedlichen Löslichkeiten in
Säuren und Basen werden die drei Fraktionen Fulvinsäure, Huminsäure und Humine von
einander getrennt. Eine Übersicht über die heute erfolgreich eingesetzten Trennverfahren
und ihre Fraktionen gibt BURBA (1998a; Tab. 1).
Verfahren Fraktionen/Signale
Extraktion mit organischen Lösungsmitteln
unterschiedlicher Polarität
diskrete Fraktionen
Reversed-phase-Chromatographie meist ein bis zwei Signale
Size-exclusion-Chromatographie breite Verteilung
Mehrstufen-Ultrafiltration operationelle Fraktionen
Feldfluß-Fraktionierung breite Verteilung
Elektrophorese Fingerprints, je nach Huminstoff
Kapillarelektrophorese Fingerprints im Fall von niedermolekularen
Huminstoffen
Metallaffinitäts-Chromatographie drei bis vier Fraktionen
Tab. 1 Fraktionierungsverfahren für Huminstoffe nach BURBA (1998a)
Einleitung
18
Von den flüssig-chromatographischen Verfahren, die sehr zahlreich angewendet werden, ist
die Gel-Chromatographie am weitesten verbreitet (THURMAN & MALCOLM, 1983). Dabei
werden aber in der Regel die Huminstoffe so stark an die Sephadex-Harze adsorbiert, daß
es durch eine verzögerte Elution zur Unterschätzung der Molmassen kommt. Auf der ande-
ren Seite führen bei negativ geladenen Geloberflächen Abstoßungen der ebenfalls partiell
negativ geladenen Huminstoffe zu höheren Transportgeschwindigkeiten durch die Säule,
was zur Überschätzung der realen Molekülgrößen führen kann.
In neuerer Zeit findet auch die Hochleistungsflüssigkeits-Chromatographie (HPLC) Anwen-
dung bei der Huminstofffraktionierung. So erhielten WOELKI et al. (1997) bei der Chromato-
graphie von Huminsäuren an C18-Säulen in der Regel Chromatogramme mit fünf Signalen.
Die Trennung der Huminstoffe wird dabei besonders durch ein unterschiedliches hydropho-
bes Verhalten aufgrund geänderter Tertiärstrukturen beeinflußt.
Die Anwendung der Ionenpaar-Chromatographie auf Fulvinsäuren führte zu einer Aufspal-
tung in zahlreiche gut aufgelöste Komponenten, von denen die Mehrzahl Molekulargewichte
von über 500 Dalton aufwies (SMITH & WARWICK (1991).
Aus all diesen Fraktionierungen konnten zahlreiche neue Erkenntnisse gewonnen werden,
von denen besonders die Molmassenverteilungen und die Ermittlung von Strukturkompo-
nenten der Huminstoffe zu erwähnen sind.
1.4 Vergleich mariner und terrestrischer Huminstoffe
Huminstoffe aus terrestrischen Böden und marinen Sedimenten weisen viele Gemeinsam-
keiten auf. Dies erscheint um so erstaunlicher, da das organische Material, aus dem sie her-
vorgegangen sind, sehr unterschiedlich ist. Nach KÖRDEL et al. (1997) setzt sich das pri-
märe organische Material in Böden aus folgenden Bestandteilen zusammen:
- durch Photosynthese entstandene Biomasse wie Laub und Äste
- verwitternde Wurzeln
- Sekrete aus Pflanzenwurzeln und vor allem von Mikroorganismen
- gestorbene Bodentiere und Mikroorganismen
- ergänzend in landwirtschaftlich genutzten Böden: Rückstände der Ernte und Düngung
Daraus resultieren für terrestrische Huminstoffe folgende Substanzgruppen als Ausgangs-
material:
Aus den Zellwänden: Pektine, Zellulosen, Hemizellulosen und Lignine
Aus den Zellen: Proteine, Zucker und Polysaccharide
Hinzu kommen geringere Mengen an Fetten, Wachsen und Pigmenten.
Einleitung
19
Das Ausgangsmaterial für marine Huminstoffe wird dagegen aus folgenden Quellen gebildet:
- Abbau toter mariner Organismen via Autolyse und bakteriellem Abbau
- Ausscheidungen von Algen (photosynthetische Produkte)
- Sekrete des Zooplanktons und anderer mariner Tiere
Marine Organismen enthalten grundsätzlich kein Lignin. Dennoch sind in marinen Sedimen-
ten im Durchschnitt 3 - 5% Lignin nachweisbar (z.B. COWIE et al., 1992). Dieses stammt aus
allochthonem Material, welches über die Atmosphäre und vor allem über die Flüsse in das
marine System eingetragen wird. Trotz der relativ großen Menge und der hohen Persistenz
dieses terrestrischen Materials gegenüber mikrobiellem Abbau stellt dessen eindeutiger
analytischer Nachweis in marinen Sedimenten immer noch ein große Herausforderung dar
(HEDGES et al., 1997).
Zu den oben angesprochenen Gemeinsamkeiten mariner und terrestrischer Huminstoffe
gehört die Tatsache, daß sie aus denselben Elementen, nämlich Kohlenstoff, Wasserstoff,
Sauerstoff, Stickstoff sowie deutlich geringeren Anteilen Schwefel und Phosphor bestehen
(RASHID, 1985). Auch ihre Molekülgrößen nehmen keine eindeutig unterschiedlichen Berei-
che ein. Sie liegen sowohl für marine als auch für terrestrische Huminstoffe zwischen einigen
hundert und mehreren hunderttausend g/mol.
HATCHER et al. (1981) weisen besonders darauf hin, daß alle Huminstoffe unabhängig von
ihrer Herkunft aus einem Netzwerk hochverzweigter aliphatischer Strukturen bestehen, in die
variierende Anteile aromatischer Strukturen eingegliedert werden (vergl. auch Abschnitt
1.2.5.2).
Auch das Löslichkeitsverhalten, hydrophile und hydrophobe Charakteristika sowie viele opti-
sche Eigenschaften folgen bei allen Huminstoffen einem ähnlichen allgemeinen Muster
(RASHID, 1985).
Quantitativ dominieren die marinen Huminstoffe geringfügig gegenüber den terrestrischen.
STEVENSON (1986) schätzt die Gesamtmenge an terrestrischen Huminstoffen auf
2500 * 1012 kg und die der marinen Huminstoffe auf 3000 * 1012 kg.
Deutliche und charakteristische Unterschiede zwischen marinen und terrestrischen Humin-
stoffen, wie sie durch zahlreiche analytische Untersuchungen herausgearbeitet wurden, wer-
den in den Abschnitten des Kapitels 3 vorgestellt und daher an dieser Stelle nicht gesondert
erwähnt.
Bei all diesen ermittelten Unterschieden sollte man sich aber darüber im klaren sein, daß es
sich dabei häufig um Ergebnisse auf Grundlage sehr kleiner Probenzahlen von manchmal
nur zwei bis selten auch über zwanzig Proben handelt. Ob und wie weit diese Ergebnisse
verallgemeinert werden können, ist dabei kaum abzuschätzen. Vielleicht können Untersu-
chungen mit größeren Probensätzen oder auch statistische Auswertungen vieler unter-
schiedlicher Studien diesbezüglich für mehr Sicherheit sorgen.
Einleitung
20
Letzteres ist z.B. für die Frage nach Elementgehalten von Huminstoffen geschehen. So
haben RICE & MacCARTHY (1991) die Elementardaten von zahlreichen unterschiedlichen
Studien zusammengetragen und damit die Daten von 410 Huminsäure-, 214 Fulvinsäure-
und 26 Huminproben in ihre Auswertung mit einbezogen. Bei einem solchen Datenaufkom-
men sind statistische Verfahren sinnvoll anwendbar und die gemachten Vergleiche mariner
und terrestrischer Huminstoffe stehen auf einer breiten Grundlage.
1.5 Ziel der Arbeit
Wie bereits in Abschnitt 1.2.2.2 beschrieben stellen die Huminstoffe den bei weitem größten
Teil des organischen Materials in marinen Sedimenten und terrestrischen Böden. Dennoch
werden sie bei der Frage nach der Herkunft des organischen Materials einer Probe nur sel-
ten berücksichtigt. Hierzu werden statt dessen andere Fraktionen des organischen Materials,
deren Anteil deutlich unter dem der Huminstoffe liegt, herangezogen. Als sogenannte Bio-
marker (biological marker) dienen dabei vor allem Lipide, Alkohole, Kohlenwasserstoffe,
Pigmente und Lignin (z.B. HEDGES & OADES; 1997). Definitionsgemäß handelt es sich bei
Biomarkern um organische Molekülverbindungen, deren Gegenwart als unzweifelhafter Indi-
kator für spezifische Organismengruppen oder spezifische (bio)chemische und ökologische
Prozesse dienen kann (BOON, 1998). Eine wichtige Eigenschaft solcher Verbindungen ist
die hohe Stabilität des Gesamtmoleküls oder zumindest eines charakteristischen Grundge-
rüsts über geologische Zeiträume (EGLINTON, 1969).
Aufgabe der vorliegenden Arbeit war es, die Huminsäurefraktion von über 200 Oberflächen-
sedimenten aus einem Probenahmegebiet, welches sich von der Deutschen Bucht bis in die
zentrale Nordsee erstreckt, zu isolieren und analytisch zu charakterisieren. Anhand der
erhaltenen Daten sollte der Frage nachgegangen werden, ob sich in den isolierten Humin-
säurefraktionen spezifische Signale für marine bzw. terrestrische Quellen des organischen
Materials finden lassen, mit deren Hilfe dann der Eintrag und die Verbreitung von terrestri-
schem Material in der Nordsee verfolgt werden könnte.
Dazu war es notwendig, den obengenannten Probensatz um zahlreiche Proben aus dem
marinen, terrestrischen sowie dem marin-terrestrischen Übergangsbereich zu erweitern.
Auch einige limnische Sedimentproben wurden zum Vergleich herangezogen.
Als analytische Methoden sollten in erster Linie spektroskopische Verfahren wie die UV/Vis-,
Fluoreszenz- und IR-Spektroskopie zum Einsatz kommen. Daneben wurden aber auch Ele-
mentar- und Isotopendaten auf ihre Anwendbarkeit in dem obengenannten Sinne überprüft.
Einleitung
21
Letztlich sollte also der Frage nachgegangen werden, ob sich die im organischen Material
quantitativ bedeutsame Fraktion der Huminsäuren ebenfalls als „Biomarker“ eignet; sei es
durch einzelne Signale oder durch die Summe zahlreicher analytischer Eigenschaften.
Material und Methoden
22
2 Material und Methoden
2.1 Probenherkunft und Probennahme
2.1.1 Marine Sedimente
Von einer Fahrt des WFS „Planet“ im Juli/August 1992 standen insgesamt 186 Proben zur
Verfügung. Dabei handelte es sich um Oberflächensedimente bis zu einer Sedimenttiefe von
25 cm, die mittels eines Shipek-Greifers genommen wurden. Teilproben von 0,5 bis 2,0 kg
wurden direkt aus dem Greifer entnommen, in PE-Beutel eingeschweißt und bereits an Bord
bei -18 °C tiefgefroren. Die Lagerung an Land erfolgte dann bis zur Aufarbeitung ohne
Unterbrechung der Tiefkühlung bei –18 °C. Die Positionen der einzelnen Probenahmestatio-
nen gehen aus Abb. 7 (obere Karte, Nr. 1-218) hervor.
Nach der gleichen Vorgehensweise wurden im Mai 1996 15 Oberflächensedimente auf einer
Fahrt des FS „Viktor Hensen“ und im Juni 1996 sieben Sedimente auf einer Fahrt des
FK „Senckenberg“ genommen und gelagert. Auch diese Stationen sind in Abb. 7 verzeichnet
(obere Karte: A - D: „Viktor Hensen“-Probenahmegebiete; E: „Senckenberg“-Probenahme-
gebiet; vergl. auch Tab. 2).
Um das Probenahmegebiet der Nordseeproben nach Norden und Osten zu erweitern, wur-
den im Oktober 1997 analog dem oben beschriebenen Verfahren sieben weitere Oberflä-
chensedimente auf einer Fahrt des FS „Dana“ genommen. Die Stationen dieser Proben sind
in Abb. 7 (untere Karte) verzeichnet.
2.1.2 Vergleichsproben
Als Vergleichsprobe eines Tiefseesediments stand eine Probe von der Fahrt SO 45B/151D
des FS „Sonne“ zur Verfügung. Bei dieser Probe handelt es sich um einen Sedimentkern von
20 - 286 cm Sedimenttiefe, der 1986 in der Floressee bei einer Wassertiefe von 2200 m
erbohrt wurde. Die Koordinaten der Probenstation lauten 08°00,3‘ S und 118°10,7‘ E. Die
Probe lag in bereits getrockneter und gesiebter Form vor, wobei die Feinfraktion des Kerns
(<63 µm) in 28 Teilproben fraktioniert war.
In ebenfalls getrockneter und gesiebter Form lag ein Sedimentkern aus der Ostsee vor. Er
stammt von einer Station am Landsorttief und wurde 1993 bei einer Wassertiefe von 442 m
bis zu einer Sedimenttiefe von 49 cm erbohrt. Der Kern wurde in zwei Fraktionen geteilt. Die
Fraktion LT1 erfaßt die oberen 21 cm und die Fraktion LT2 den Bereich von 21 – 49 cm.
Die Koordinaten der Probenstation lauten 58°40,3‘ N und 018°19,3‘ E.
Material und Methoden
23
Aus dem Mittelmeer stammen drei weitere Oberflächensedimente, die im Januar 1998 auf
einer Fahrt des FS „Meteor“ genommen wurden.
Die Sedimente wurden bereits am Bord getrocknet und dann tiefgefroren. Die Koordinaten
der Probenstationen lauten:
M1: 35°49,0‘ N und 025°16,0‘ E, z = 1840 m,
M2: 35°15,0‘ N und 023°42,5‘ E, z = 1224 m,
M3: 34°26,0‘ N und 026°04,0‘ E, z = 4156 m.
Aus dem Marmarameer stand eine Sinkstoffprobe zur Verfügung, die von Mai bis Oktober
1988 mittels einer Sedimentfalle gesammelt wurde. Dabei wurde die Sedimentfalle in einer
Wassertiefe von 961 m an den Koordinaten 40°48,38‘ N und 029°01,39‘ E ausgebracht. Das
partikuläre Material lag in bereits getrockneter und gesiebter Form vor (<1 mm).
Im Februar 1998 wurden drei Oberflächensedimente im Süßwasserbereich der Weser
genommen, zwei Proben in einem Weserseitenbecken bei der Ortschaft Dreye (DR1 im
Abstand von 0,5 und DR2 im Abstand von 3 m vom Ufer) und eine weitere im Uferbereich
der Weser bei Horsten (Abstand zum Ufer: ca. 3 m). Die Proben wurden mit einer Kunst-
stoffschaufel direkt in PE-Beutel überführt.
Auf analoge Weise wurden im April bzw. im September 1996 vier Wattproben im Bereich der
Jade genommen, eine Probe im Sander Watt des Jadebusens, eine Probe bei Schillig und
zwei Proben im Watt vor Hooksiel, wobei eine Probe direkt aus dem Sediment einer ehema-
ligen Muschelbank und die andere aus muschelfreiem Sediment am Rande der Muschelbank
genommen wurde.
In Form von Huminsäureisolaten standen vier weitere Wattproben von 1995 zur Verfügung,
eine aus einem Wattsediment des Neuharlinger Nackens, eine aus dem Solthörner Watt bei
Langwarden, eine aus Duhnen bei Cuxhaven und eine aus dem Schweiburger Watt bei
Augusthausen (de WALL, 1995).
Ebenfalls in der Form eines Huminsäureisolates lag eine Probe eines Skagerrakkerns vor,
der 1985 auf einer Fahrt des FS „Valdivia“ in 525 m Wassertiefe erbohrt wurde. Die Position
der Station lautet 58°00‘ N und 009°00‘ E (FENGLER et al., 1989).
Desweiteren standen fünf Torfproben aus drei Bohrkernen, die im September 1996 im Wan-
gerland erbohrt wurden, zur Verfügung.
Die Koordinaten der drei Bohrlokationen lauten:
W1: 53°37,01‘ N und 007°57,20‘ E,
W2: 53°37,44‘ N und 007°58,05‘ E,
W3: 53°36,29‘ N und 007°56,37‘ E.
Bei der Probe T1 handelt es sich dabei um einen Schilftorf der organischen Basalsequenz,
der im Kern W1 bei einer Tiefe von 11,17 bis 11,23 m anstand. Bei den vier übrigen Torfen
Material und Methoden
24
handelt es sich um Proben aus der organischen Aufspaltungssequenz. Der Seggentorf T2
(8,19 bis 8,26 m) und der Schilftorf T3 (8,30 bis 8,40 m) stammen aus dem Kern W2.
Die Proben T4, ein Seggentorf aus dem Tiefenbereich 5,28 bis 5,35 m, und T5, ein Schilftorf
aus dem Bereich 5,35 bis 5,40 m, stammen aus dem Kern W3.
Als rein terrestrische Proben wurden eine Ackerbodenprobe (Anthrosol) von einem Maisfeld
bei Gießelhorst (Ammerland) sowie zwei Waldbodenproben aus dem Neuenburger Urwald
genommen. Bei der Ackerprobe handelt es sich dabei um die oberen 15 cm des Oberbodens
eines Stoppelfeldes. Die Probe wurde im April 1998 genommen.
Bei der Urwaldprobe NU1 handelt es sich um den Oberboden (A-Horizont, 0–15 cm) eines
Laubmischwaldes , der noch mit Laubresten und kleinen Zweigen durchsetzt war. Die Probe
NU2 stammt aus dem lehmigen Untergrund (B-Horizont) direkt unterhalb von NU1.
Als weitere Vergleichsprobe wurden in einer Salzwiese bei Cäciliengroden abgestorbene
Quellerpflanzen (Salicornia spec.) gesammelt.
Letztlich stand noch eine Ölschieferprobe aus der Grube Messel in der Nähe von Darmstadt
zur Verfügung. Bei dieser Formation handelt es sich um eine etwa 700 m breite und 1000 m
lange grabenartige Struktur, in der während des Eozäns Süßwassersedimente abgelagert
wurden. Die Bildung dieser sogenannten Messel-Formation fand vor etwa 49 Mio. Jahren im
tiefen Mitteleozän statt. (HABERMEHL & HUNDRIESER, 1983; GOTH et al., 1988; HARMS
& SCHAAL, 1996).
Material und Methoden
25
Abb. 7 Karten der Probenahmestationen
Material und Methoden
26
2.1.3 Probenbezeichnungen
Tab. 2 gibt eine Übersicht über die Proben und ihre Kennzeichnungen. Im weiteren Verlauf
dieser Arbeit werden die jeweiligen Proben über diese Kennzeichnungen identifiziert.
Probenart Kennzeichnung
Sedimente der „Planet“-Fahrt 1, 2, ... , 218 (186 Proben standen noch zur
Verfügung)
Sedimente der „Viktor Hensen“-Fahrt DOG1, DOG2, DOG3, DOG4 (Gebiet A)
WG1, WG2, WG3 (Gebiet B)
DB 1 - 4 (Gebiet C) und DB 5 - 8 (Gebiet D)
Sedimente der „Senckenberg“-Fahrt DB 9 - 15 (Gebiet E)
Sedimente der „Dana“-Fahrt NN 2, 3, 4, 5
SC1, SC2, DK
Sedimentkern der „Sonne“-Fahrt Teilproben: S1, ... , S28
Mischprobe aus allen Teilproben: Sonne
Sedimentkern aus dem Landsorttief LT1 (0 - 21 cm)
LT2 (21 - 49 cm)
Wattsedimente Sander Watt: JB
Hooksieler Watt: HS1, HS2
Schilliger Watt: Schillig
Mittelmeersedimente M1, M2, M3
Wesersedimente bei Dreye: DR1, DR2
bei Horsten: HO
Sinkstoffe aus dem Marmarameer SM
Torfproben der Wangerlandkerne T1, ... , T5
Waldbodenproben NU1, NU2
Ackerbodenprobe AC
Ölschiefer aus der Grube Messel ME
Quellerprobe Queller
Huminsäureextrakte aus Wattsedimenten Neuharlinger Nacken: NEU
Watt bei Langwarden: LAN
Watt bei Cuxhaven: CUX
Watt bei Augusthausen: AUG
Huminsäureextrakt aus Skagerrakkern SKK
Tab. 2 Verwendete Probenkennzeichnungen
Material und Methoden
27
2.2 Gewinnung der Feinfraktion
2.2.1 Vorbehandlung und Siebung
Material:
- Prüfsieb, Edelstahl, Maschenweite 63 µm, nach ISO 3310-1
- Trockenschrank der Firma Heraeus
- Rotormühle „Pulverisette 14“ der Firma Fritsch
- Siebmaschine „Analysette 3“ der Firma Fritsch
- Planetmühle „Pulverisette 5“ der Firma Fritsch mit Mahlbesteck aus Achat
Methode:
Die tiefgefrorenen Sedimente wurden in den verschweißten Beuteln bei Raumtemperatur
über Nacht aufgetaut. Eine Teilprobe von ca. 20 - 30 g wurde abgetrennt und bis zur weite-
ren Untersuchung wieder eingefroren. Anschließend wurde über eine Naßsiebung die Fein-
fraktion (<63 µm) abgetrennt und mit dem Spülwasser in PE-Flaschen aufgefangen. Die
Grobfraktion wurde nicht weiter untersucht. Für einen Zeitraum von mindestens 72 h wurden
die Flaschen erschütterungsfrei gelagert, bis die Feinfraktion völlig sedimentiert war und der
Überstand klar wurde. Der Überstand wurde dekantiert und die zurückbleibende Feinfraktion
im Trockenschrank bei 60 °C getrocknet.
Die Quellerprobe wurde zunächst gewaschen, um sie von anhaftendem Sediment zu
befreien. Anschließend wurde die Probe im Trockenschrank bei 50 °C für 24 h getrocknet,
bevor sie mit einer Rotormühle bei 12000 U/min gemahlen wurde. Die Feinfraktion (<63 µm)
wurde mittels einer Siebmaschine trocken abgetrennt.
Die Wald- und Ackerbodenproben wurden im Trockenschrank für 24 h bei 50 °C getrocknet
und ebenfalls in der Siebmaschine über das 63 µm-Prüfsieb fraktioniert.
Die Torfproben wurden nach dem Auftauen bei 50 °C getrocknet und als Gesamtproben
untersucht.
Die Ölschieferprobe aus der Grube Messel wurde in einer Planetmühle in Mahlbechern aus
Achat gemahlen und anschließend in der Siebmaschine fraktioniert.
2.2.2 Bestimmung des Feinfraktionanteils und des Wassergehalts
Material:
- Prüfsieb, Edelstahl, Maschenweite 63 µm, nach ISO 3310-1
- Waage „BP210S“ der Firma Satorius
- Trockenschrank der Firma Heraeus
Material und Methoden
28
Methode:
Die Teilproben der Sedimente (vergl. 2.2.1) wurden aufgetaut und überstehendes Wasser
dekantiert. Die Proben wurden dann in Porzellantiegel eingewogen und über Nacht bei
110 °C im Trockenschrank getrocknet. Anschließend wurden die Proben zurückgewogen
und so ihr Wassergehalt bestimmt. Die Proben wurden dann mittels einer Naßsiebung über
ein 63 µm-Prüfsieb fraktioniert, wobei die Feinfraktion mit dem Spülwasser in einer Porzel-
lanschale aufgefangen wurde. Nach der Trocknung der Feinfraktion bei 110 °C wurde ihre
Masse bestimmt und damit ihr prozentualer Gewichtsanteil am Gesamtsediment ermittelt.
Eine Korrektur der Werte wurde für einen angenommenen Salzgehalt von 32 * 10-3 für das
Porenwasser vorgenommen. Dieser Wert entspricht dem mittleren Salzgehalt, wie er für die
untersuchten Proben anzunehmen ist. Für Proben der offenen Nordsee ist ein Salzgehalt
von bis zu 35 * 10-3 zu erwarten, während die Werte für die Deutsche Bucht um 32 * 10-3, im
Bereich des Wattenmeeres um 29 - 30 * 10-3 liegen (THIES 1985).
2.3 Elementaranalytische Untersuchung der Feinfraktion
2.3.1 Bestimmung des Kohlenstoff- und Schwefelgehalts
2.3.1.1 Organischer Kohlenstoff
Material:
- Coulomat 702 der Firma Ströhlein
- Heizplatte
- Standard: getrocknetes Calciumcarbonat (12,00% C)
Methode:
Um anorganische Karbonatverbindungen zu entfernen, wurden jeweils ca. 50 mg Probe mit
1N Salzsäure versetzt. Nicht umgesetzte Säure wurde anschließend auf einer Heizplatte
abgedampft.
Im Sauerstoffstrom wurden die Proben dann bei 1200 °C verbrannt und freigesetztes H2O
sowie Schwefeloxide in einer Magnesiumperchlorat- bzw. Perhydritfalle aus dem Gasstrom
entfernt. Ebenfalls störende Halogenidverbindungen wurden in einem Kontaktofen bei
500 °C durch Silberwolle abgefangen.
Das verbleibende CO2 wurde in eine coulometrische Meßzelle mit Bariumperchlorat / Bari-
umcarbonat-System eingeleitet und die entstehende Potentialänderung mittels Elektrode
registriert. Anschließend erfolgte eine coulometrische Rücktitration, bei der die erforderliche
Strommenge ermittelt und ausgegeben wurde. Diese ist proportional zur eingeleiteten Menge
Material und Methoden
29
an CO2, so daß der organische Kohlenstoff der untersuchten Probe quantifiziert werden
konnte.
Eine Kalibrierung der Messung erfolgte über die Bestimmung von trockenem Calciumcarbo-
nat (12,00% C). Die Bestimmung von 20 Standards ergab eine relative Standardabweichung
von 0,89%.
2.3.1.2 Gesamtkohlenstoff, anorganischer Kohlenstoff und Gesamtschwefel
Material:
- Analysator SC-444 der Firma Leco
- Standards: Calciumcarbonat (12,00% C), Leco-Kohlestandards mit 0,63, 0,89 und 95% S
Methode:
Bei dieser Verbrennungsanalyse wurden jeweils ca. 100 mg Probe im Sauerstoffstrom bei
1400 °C verbrannt. Freigesetztes H2O wurde in Anhydronfallen aus dem Gasstrom entfernt,
bevor die freigesetzten Gase CO2 und SO2 in einer IR-Detektorzelle simultan quantitativ
erfaßt und anschließend ausgegeben wurden.
Die Kalibrierung für Kohlenstoff erfolgte mit trockenem Calciumcarbonat (12,0% C). Die
Schwefelkalibrierung erfolgte hingegen über drei käufliche (LECO) Schwefelstandards mit
Gehalten von 0,63%, 0,89% und 0,95% Schwefel.
Der Anteil an anorganischem Kohlenstoff wurde aus der Differenz des ermittelten Gesamt-
kohlenstoffs und dem separat bestimmten (s. 2.3.1.1) organischen Kohlenstoff errechnet.
Die Bestimmung von 20 Calciumcarbonat-Standards ergab eine relative Standardabwei-
chung von 1,49%. Für die Schwefelbestimmung wurde aus 20 Kohlestandards (0,89% S)
eine relative Standardabweichung von 1,53% ermittelt.
2.3.2 Bestimmung des Stickstoffgehalts
Material:
- Stickstoffanalysator Vario EL der Firma Elementar
- Zinnschiffchen
- Standard: Acetanilid
Methode:
Für die Verbrennungsanalyse wurden jeweils ca. 10 mg Probe in Zinnschiffchen eingewogen
und unter Ausschluß von Luft eingerollt. Die Verbrennung der Proben erfolgte im Gasstrom
bei 960 °C, wobei Helium als Trägergas fungierte. Das im Verbrennungsrohr befindliche
Kupferoxid diente der Optimierung der Oxidation der freigesetzten Gase. Möglicherweise
Material und Methoden
30
freigesetzte Schwefeloxide wurden bereits im Verbrennungsrohr mittels Bleichromat aus
dem Gasstrom entfernt. In den zwei folgenden Reduktionsrohren wurden die Stickoxide bei
500 °C am Kupferkontakt zu elementarem Stickstoff reduziert. Zur Entfernung der Haloge-
nidverbindungen aus dem Gasstrom befand sich auch Silberwolle in den Reduktionsrohren.
In nachgeschalteten Sicapent- und Natriumhydroxidfallen wurden H2O und CO2 aus dem
Gasstrom entfernt, so daß schließlich nur noch der Stickstoff die Detektorzelle erreichte. Hier
wurde mittels einer Wärmeleitfähigkeitsdifferenz zwischen dem Probegasstrom und einem
Heliumreferenzstrom die aus der Probe freigesetzte Stickstoffmenge ermittelt.
Als Kontrollstandard diente Acetanilid mit einem Stickstoffgehalt von 10,36%. Die relative
Standardabweichung bei der Bestimmung von 20 Standards betrug 0,46%.
2.3.3 Bestimmung des Phosphorgehalts
Bei der Bestimmung von Phosphor handelt es sich stets um die Bestimmung von Phospha-
ten. Die Bestimmung des partikulären organisch gebundenen Phosphats (POP) erfolgte
nach der Differenzmethode von ASPILA et al. (1976). Dazu ist es notwendig, sowohl das
partikuläre Gesamtphosphat (TPP) als auch das partikuläre anorganische Phosphat (PIP)
aus den Sedimenten zu extrahieren und einzeln zu bestimmen (Phosphatfraktionierung).
2.3.3.1 Extrahierbares anorganisches Phosphat
Material:
- Photometer Uvicon 930 der Firma Kontron
- Schüttler der Firma Gerhard
- Zentrifuge Megafuge 1.0R der Firma Heraeus
- 1M Salzsäure
- Ascorbinsäurereagenz: 10 g Ascorbinsäure werden in 50 mL Wasser gelöst und mit 4,5M
Schwefelsäure auf 100 mL aufgefüllt.
- Mischreagenz:
Lösung A: 7,5 g Kaliumheptamolybdat-tetrahydrat werden in 100 mL Wasser gelöst.
Lösung B: 2,5 g Kaliumantimonyltartrat werden in 100 mL Wasser gelöst.
Für das Mischreagenz werden 90 mL 4,5M Schwefelsäure, 30 mL der Lösung A und
5 mL der Lösung B vermischt.
- Phosphatstandard (1 ppm) der Firma Merck (Darmstadt)
- trockenes Kaliumdihydrogenphosphat
Material und Methoden
31
Methode:
Jeweils ca. 25 mg Feinfraktion wurden mit 5 mL Salzsäure versetzt und für 16 h unter
Schütteln extrahiert. Der Extrakt wurde abzentrifugiert und eine Teilprobe von 1 mL in ein
PP-Fläschchen überführt und mit 9 mL Wasser verdünnt. Anschließend wurden 0,2 mL
Ascorbinsäurereagenz und 0,2 mL Mischreagenz zur Probelösung gegeben und mit dieser
vermischt. Die Hexamolybdänsäure aus dem Mischreagenz reagiert mit vorhandenem Phos-
phat zu Molybdatophosphorsäure, welche durch Ascorbinsäure zu Heteropolysäure
(H3(PmoO12O38(H2O)) reduziert wird. Die entstandene blau Heteropolysäure wurde 10 Min.
nach der Reagenzienzugabe photometrisch bei 880 nm quantitativ bestimmt. Dieses Zeitin-
tervall wurde für alle Proben exakt eingehalten. Die Bestimmung der Phosphatkonzentration
erfolgte über das Lambert-Beersche-Gesetz. Danach gilt für Absorptionen bis zu 1,5 AU fol-
gende lineare Beziehung zwischen der Absorption A, der Konzentration c und der optischen
Weglänge d: A = ε * c * d.
Der in der Literatur angegebene molare Absorptionskoeffizient ε beträgt 22.700 [dm3 mol-1
cm-1] (GRASSHOFF et al., 1983). Zur Überprüfung des Koeffizienten wurde an jedem Meß-
tag über die Messung von vier Standardlösungen mit Konzentrationen zwischen 0 und
20 µmol PO43-/dm3 eine Kalibriergerade ermittelt.
Die Bestimmung von 10 Kaliumdihydrogenphosphatlösungen der Konzentration 10,0 µmol
PO43-/dm3 ergab eine relative Standardabweichung der Absorption von 1,52%
2.3.3.2 Extrahierbares Gesamtphosphat und organisches Phosphat
Zur Bestimmung des Gesamtphosphats wurden jeweils ca. 25 mg Feinfraktion in einem
Muffelofen der Firma Heraeus für eine Stunde bei 550 °C geglüht. Dadurch wurde die orga-
nische Matrix zerstört und das vorher gebundene Phosphat der Salzsäureextraktion zugäng-
lich gemacht. Anschließend wurden die Proben wie oben aufgearbeitet und der Phosphatge-
halt bestimmt. Der Anteil des organischen Phosphats wurde schließlich über die Differenz
aus Gesamtphosphat und anorganischem Phosphat ermittelt.
2.4 Gewinnung, Isolierung und Reinigung der Huminsäurefraktion
Material:
- Zentrifugenröhrchen aus Teflon
- Zentrifuge Varifuge der Firma Heraeus
- Schüttler der Firma Gerhard
- Trockenschrank
Material und Methoden
32
- 0,1M Natronlauge
- Flußsäure (5%)
- Lösungsmittelgemisch: Dichlormethan / Methanol (9:1 (v/v))
- 2M Salzsäure
- Dialyseschlauch der Firma Medicell: Durchmesser 44,4 cm, Porengröße 24 Å
Methode:
Die Gewinnung der Huminsäuren erfolgte in Anlehnung an das von der IHSS vorgeschla-
gene Verfahren (WEBER, 1999) über eine alkalische Extraktion mit 0,1M Natronlauge (vergl.
auch Abschnitt 1.3). Auf den häufiger verwendeten Zusatz von Natriumpyrophosphat
(SAITO & HAYANO, 1981; GARCIA et al., 1993) wurde verzichtet, da auch die
Phosphorgehalte in den Huminsäurefraktionen bestimmt werden sollten. Bei Verwendung
von Na4P2O7 als Extraktionsmittel kommt es zum Einbau von Pyrophosphationen besonders
in die niedermolekularen Fraktionen der Huminsäuren (FRANCIOSO et al., 1998a).
Der Huminstoffextraktion vorgeschaltet wurde eine Extraktion der freien Lipide mit einem
Lösungsmittelgemisch aus Dichlormethan und Methanol (9:1; v/v) sowie die Entfernung von
Karbonatverbindungen mit 2M Salzsäure.
Die einzelnen Extraktionsschritte wurden wie folgt vorgenommen:
Zunächst wurden ca. 7 g Probe, bei nicht ausreichendem Probenmaterial auch entsprechend
weniger, in Zentrifugenröhrchen aus Teflon eingewogen und mit ca. 50 mL Dichlor-
methan / Methanol versetzt. Die Proben wurden über Nacht geschüttelt und anschließend
zentrifugiert. Dieser Vorgang wurde so oft wiederholt, bis das Zentrifugat farblos blieb. Die
vereinigten Extrakte wurden bis zu ihrer fluorimetrischen Analyse bei 4 °C aufbewahrt. Der
Rückstand wurde bei 50 °C getrocknet und anschließend vorsichtig mit 2M Salzsäure ver-
setzt und solange geschüttelt, bis keine Gasentwicklung mehr zu beobachten war. Die über-
schüssige Säure wurde mit Natronlauge bis zu einem pH-Wert von 6 neutralisiert und der
Überstand abzentrifugiert. Anschließend wurden die Proben noch zweimal mit Wasser
gewaschen und danach bei 50 °C getrocknet.
Nach Zugabe von ca. 50 ml 0,1 M Natronlauge wurden die Proben über Nacht geschüttelt
und anschließend zentrifugiert. Dieser Vorgang wurde solange wiederholt, bis das Zentrifu-
gat so gut wie farblos blieb; maximal wurden je Probe jedoch nur fünf Extraktionen durchge-
führt (vergl. auch Abschnitt 3.3.2). Die vereinigten Extrakte wurden mit 2M Salzsäure bis zu
einem pH-Wert von 1 angesäuert und für mehrere Stunden stehengelassen. Die dabei aus-
gefallenen Huminsäuren wurden abzentrifugiert und erneut in 0,1M Natronlauge gelöst. Der
Vorgang der Ausfällung und Lösung wurde jeweils dreimal wiederholt, bevor die Proben vor
der letzten Fällung in Dialyseschläuche überführt wurden. Zur Reinigung der Extrakte und
zur Entfernung von Salzen aus den Probelösungen wurden diese jeweils eine Woche gegen
Leitungswasser und eine Woche gegen zweifach destilliertes Wasser dialysiert, wobei das
Material und Methoden
33
Wasser täglich gewechselt wurde. Danach wurden die gereinigten Huminsäuren erneut mit
Salzsäure gefällt, abzentrifugiert und im Trockenschrank bei 50 °C getrocknet.
Die Bestimmung des Aschegehalts der erhaltenen Extrakte zeigte, daß die Proben z.T.
erhebliche Mengen an anorganischen „Verunreinigungen“ enthielten (vergl. 3.3.3). Da diese
mitextrahierten Verbindungen aber einen Einfluß auf die spektroskopischen Eigenschaften
aus dem ultravioletten bis sichtbaren (UV/Vis, vergl. 3.3.6) und insbesondere infraroten (IR,
vergl. 3.3.7) Anregungsbereich aufwiesen, wurden die Proben einer weiteren Aufreinigung
unterzogen.
Dazu wurden die Huminsäureextrakte mit 5%iger Flußsäure versetzt und für 36 Stunden
geschüttelt. Nach dem Abzentrifugieren des Extraktionsmittels wurden die Proben noch
zweimal mit Wasser gewaschen und anschließend bei 50 °C getrocknet. Dieses aus dem
Bereich terrestrischer Huminstofforschung stammende Verfahren hat sich bei der Reduzie-
rung von Silikatmineralen aus Huminsäureproben gut bewährt (HEDGES et al., 1997).
2.5 Untersuchung der Lipidfraktion
2.5.1 Bestimmung des Lipidgehalts
Material:
- Rotationsverdampfer der Firma Resona mit Membranpumpe der Firma Vacubrand
- Waage BP210S der Firma Satorius
Methode:
Um den Lipidgehalt der Proben quantitativ zu erfassen, wurden die vereinigten Lipidextrakte
in einen vorgewogenen Rundkolben überführt und am Rotationsverdampfer bei 40 °C Was-
serbadtemperatur und einem Druck von zunächst 500, später 15 hPa von dem Lösungsmit-
telgemisch befreit. Durch Zurückwiegen des Kolbens konnte der Lipidanteil der Proben
ermittelt werden.
2.5.2 Fluoreszenzspektroskopische Analyse der Lipidfraktion
Material:
- Fluoreszenzspektrometer SFM 25 der Firma Kontron
- 1 cm Quarzküvette
Methode:
Der Lipidrückstand (vergl. Abschnitt 2.5.1) wurde in 50 mL Dichlormethan aufgenommen und
fluoreszenzspektroskopisch untersucht. Auf die Verwendung von Methanol als Lösungsmittel
Material und Methoden
34
wurde verzichtet, da dieses besonders bei den Synchronspektren eigene Fluoreszenzaktivi-
tät aufwies (vergl. Abb. 8).
Von den Lipidextrakten wurde jeweils ein Anregungs-, Emissions- und Synchronspektrum
aufgenommen.
Bei den Anregungsspektren wurde die Fluoreszenzemission bei einer Wellenlänge von
450 nm gemessen, während die Proben sequentiell über einen Bereich von 200 – 420 nm
angeregt wurden.
Für die Emissionsspektren wurden die Probe bei einer Wellenlänge von 350 nm angeregt,
während die Fluoreszenzemission im Bereich von 370 - 550 nm detektiert wurden.
Für die Aufnahme der Synchronspektren wurden die Proben sequentiell über einen Wellen-
längenbereich von 250 - 550 nm angeregt, während die jeweilige Fluoreszenz-emission in
einem Abstand von 50 nm oberhalb der jeweiligen Anregungswellenlänge detektiert wurde.
300 400 500 600E m iss ion (nm )
rel.
Flu
ores
zenz
S ynchronspektren
D ich lorm ethan / M ethano l (9 :1)
D ich lorm ethan
Abb. 8 Fluoreszenzsynchronspektren von Dichlormethan und einem Lösungs-
mittelgemisch aus Dichlormethan und Methanol im Volumenverhältnis
9:1
Material und Methoden
35
2.6 Untersuchung der Huminsäurefraktion
2.6.1 Bestimmung des Aschegehalts
Material:
- Kammerofen der Firma Heraeus
- Mikrofeinwaage M2P der Firma Satorius
- Aluminiumschiffchen
- Exsikkator
Methode:
Um den Gehalt an anorganischen Verunreinigungen (Asche) in den Huminsäureisolaten zu
bestimmen, wurde die organische Matrix im Kammerofen verbrannt. Dazu wurden jeweils 2 -
5 mg Huminsäure in vorgeglühte Aluminiumschiffchen eingewogen und für 12 h im Kammer-
ofen bei 600 °C geglüht. Nach dem Abkühlen im Exsikkator wurde der Rückstand zurückge-
wogen.
2.6.2 Elementaranalyse (C, N, P) und Isotopenbestimmung ( 13C, 15N)
2.6.2.1 Phosphatbestimmung
Für die Ermittlung des Phosphorgehaltes der Huminsäurefraktionen wurde ihr Glührückstand
(vergl. Abschnitt 2.6.1) für 30 Min. mit 2 mL 1M Salzsäure extrahiert. 1 mL des Extraktes
wurde dann mit 9 mL Wasser verdünnt und der Phosphatgehalt, wie in 2.3.3 beschrieben,
bestimmt.
2.6.2.2 Elementaranalyse (C, N) und Isotopenbestimmung ( 13C, 15N)
Material:
- Stable Isotope Analyser 20-20 der Firma Europa Scientific
- Zinnschiffchen
- Standard: Harnstoff
Methode:
Bei der Bestimmung der Kohlenstoff- und Stickstoffisotopenverhältnisse sowie der Absolut-
gehalte der beiden Elemente handelt es sich um eine Verbrennungsanalyse im Sauer-
stoffstrom bei 1000 °C mit anschließender Reduktion bei 550 °C und massenspektrometri-
scher Detektion.
Material und Methoden
36
Die Kalibrierung und Kontrolle des Meßsystems erfolgte über die Einwaage eines zertifizier-
ten Harnstoffstandards nach jeder zweiten Messung. Diese Standards dienten auch als
Referenzmaterial für die Ausgabe der Isotopenwerte, da diese in der allgemein üblichen δ-
Notation erfolgen sollte.
Bei der Angabe von Isotopenverhältnissen handelt es sich stets um die Relation stabiler
Isotope des entsprechenden Elements. Im Falle des Kohlenstoffs handelt es sich dabei um
die Isotope 12C und 13C und im Falle des Stickstoffs um 15N und 14N. Um die erhaltenen
Werte miteinander vergleichen zu können, werden sie in der Regel in Relation zu einem
normierten Standard in Form eines δ− Wertes angegeben. Dieser Wert ist wie folgt definiert:
δ (in ‰) = (Vx / Vs – 1) * 1000
wobei V das Verhältnis des schwereren Isotops zum leichteren Isotop angibt, mit x dem Wert
für die Probe und s dem Wert für den Standard (KENDAL & CALDWELL, 1998).
Als Standard dient bei den Stickstoffisotopen atmosphärische Luft mit einem konstanten 15N-
Anteil von 0,3677%. Bei den Kohlenstoffisotopen kommt ein fossiler Belemnit aus der Pee
Dee Formation (PDB) (Pee Dee River, South Carolina) zum Einsatz. Dieser Standard weist
ein 12C/13C – Verhältnis von 1,1237 * 10-2 auf (KENDALL & CALDWELL, 1998).
Die Angabe der δ13C- und δ15N-Werte dieser Arbeit basiert auf einer Umrechnung der
gegenüber dem Harnstoffstandard gemessen Werte auf die Standards PDB und Luft. Als
Referenz für alle Proben wurden jeweils 150 µg Stickstoff über den Harnstoffstandard ein-
gewogen.
Obwohl der Analysator durch den Einbau einer GC-Säule in der Lage ist, die aus den Proben
freigesetzten Analysengase in einem Analysengang zu messen, wurden für die Kohlenstoff-
und Stickstoffmessungen separate Bestimmungen durchgeführt. Der Grund hierfür lag in der
zu erwartenden hohen Differenz zwischen den Elementgehalten der Huminsäuren und der
damit verbundenen Problematik einer angepaßten Kalibrierung.
Es wurden daher für die Kohlenstoffmessungen jeweils ca. 1 mg und für die Stickstoffmes-
sungen jeweils ca. 7 mg Probe in Zinnschiffchen eingewogen.
Die Absolutgehalte an Kohlenstoff und Stickstoff konnten aus dem ausgegebenen Sum-
menmeßwert berechnet werden.
Die Bestimmung von jeweils 20 Harnstoffstandards für die Kohlenstoff- bzw. Stickstoffwerte
ergab folgende relative Standardabweichungen:
- C-Gehalt: 1,53%
- δ13C-Wert: 0,59%
- N-Gehalt: 1,35%
- δ15N-Wert: 1,77%
Material und Methoden
37
2.6.3 Fluoreszenzspektroskopie
2.6.3.1 1D-Fluoreszenzspektroskopie
Material:
- Fluoreszenzspektrometer SFM 25 der Firma Kontron
- 1 cm Quarzküvette
Methode:
Ca. 5 mg Probe wurden in 20 mL 0,1M Natronlauge gelöst und in einer Quarzglasküvette
vermessen. Von jeder Probe wurde ein Anregungs-, Emissions- und Synchronspektrum auf-
genommen.
In Anlehnung an die Arbeiten von SENESI et al. (1989a, b) wurden dabei folgende Parame-
ter eingehalten:
Bei den Anregungsspektren wurde die Fluoreszenzemission der Proben bei einer Wellen-
länge von 520 nm detektiert, während die Anregung sequentiell über den Wellenlängenbe-
reich von 280 – 490 nm erfolgte.
Für die Emissionsspektren erfolgte die Anregung bei 360 nm, während die Emission über
den Bereich von 390 – 550 nm detektiert wurde.
Für die Synchronspektren, bei denen Anregung und gemessene Emission in einem festen
Wellenlängenabstand durchfahren werden, wurde eine Wellenlängendifferenz ∆λ von 18 nm
gewählt. Diese empirisch ermittelte Differenz hat sich für Huminstoffe als besonders geeignet
erwiesen, da sie eine optimale Auflösung der Spektren bedingt (MIANO et al., 1988). Die
Anregung der Proben erfolgte über den Wellenlängenbereich von 232 – 550 nm.
Bei der Auswahl der Detektorwellenlänge (Emission) für die Anregungsspektren finden sich
in der Literatur z.T. erhebliche Unterschiede. Während viele Autoren Emissionswellenlängen
zwischen 500 und 560 nm vorschlagen (z.B. VISSER, 1983 (500 nm); SENESI et al., 1991
(520 nm); MIANO et al., 1988 (560 nm)) finden sich auch Untersuchungen, die die Fluores-
zenzemissionen bei deutlich kürzeren Wellenlängen beobachten. Um den Einfluß von
Raman-Streuungen auf die Fluoreszenzspektren von Huminstoffen zu minimieren, schlägt
LIEBEZEIT (1988) eine Emissionswellenlänge von 420 nm vor, deren Lage dem Maximum
der Fluoreszenz aus den Emissionsspektren mariner Huminstoffe entspricht.
Aus diesem Grunde wurden von den hier untersuchten Proben auch Anregungsspektren mit
folgenden Vorgabeparametern aufgenommen: Die Anregung erfolgte zwischen 200 –
410 nm, während die Emission bei 440 nm detektiert wurde.
Material und Methoden
38
2.6.3.2 2D-Fluoreszenzspektroskopie
Material:
- Fluoreszenzspektrometer F4500 der Firma Hitachi
- 1cm Quarzküvette
Methode:
Jeweils ca. 1 mg der vier Huminsäureisolate NN2, HS2, T1 und AC wurden in 10 ml 0,1M
Natronlauge gelöst und in einer 1 cm Quarzglasküvette vermessen.
Für die Aufnahme der 2D-Spektren, bei denen die Fluoreszenzintensitäten in Abhängigkeit
von Anregungswellenlängen und Emissionswellenlängen dargestellt werden, wurden fol-
gende Parameter gewählt:
Die sequentielle Anregung der Proben erfolgte in diskreten Intervallen von 10 nm über einen
Bereich von 250 – 570 nm, während die dazugehörigen Emissionsintensitäten ebenfalls in
10 nm – Intervallen über den Wellenlängenbereich von 270 – 650 nm ermittelt wurden. Die
Spaltbreite auf der Seite der Anregung betrug 10 nm, der Emissionsspalt war auf 20 nm
begrenzt.
2.6.4 UV/VIS-Spektroskopie
Material:
- Spektralphotometer Uvicon 930 der Firma Kontron
- UV-Küvette, 1 cm
- Schüttler der Firma Gerhard
- Kupfer-(II)-Standardlösungen (mit CuSO4 * 5 H2O angesetzt)
S1: enthält 1,0 * 10-4 mol / L Cu(II)
S2: enthält 1,0 * 10-6 mol / L Cu(II)
S3: enthält 1,0 * 10-7 mol / L Cu(II)
Methode:
Für die Aufnahme der UV/Vis-Spektren wurden jeweils ca. 2 mg Huminsäure in 20 mL 0,1M
Natronlauge gelöst und in eine 1 cm UV-Küvette überführt.
Die Absorption wurde über den Wellenlängenbereich von 230 – 700 nm gemessen. Dabei
wurde darauf geachtet, daß die Absorption einen Maximalwert von 2,0 AU nicht überschritt,
gegebenenfalls wurden die Huminsäurelösungen mit Natronlauge entsprechend verdünnt.
Der Grund hierfür liegt in der Tatsache, daß in der UV/Vis-Spektroskopie die Genauigkeit der
Messung bei sehr kleinen und sehr großen Absorptionen stark abnimmt. Der optimale Meß-
bereich liegt nach OWEN (1996) zwischen 0,3 und 1,0 AU.
Material und Methoden
39
Zusätzlich wurde für jede Probe die Absorption bei den vier Wellenlängen 665, 465, 407 und
270 nm gemessen, wobei die Meßdauer für jede Wellenlänge 5 Sekunden betrug.
Alle Messungen erfolgten gegen eine Blindprobe mit 0,1M Natronlauge.
Um den möglichen Einfluß von Metallionen auf das Absorptionsverhalten der Huminsäurelö-
sungen zu untersuchen, wurde folgender Test durchgeführt:
Jeweils 10 mg der Huminsäuren SC1 und T2 wurden in 20 ml Natriumkarbonatlösung (5%)
gelöst und im Volumenverhältnis von 1:1 mit den drei Kupfer-Standardlösungen S1, S2 bzw.
S3 vermischt und für 48 h geschüttelt. Anschließend wurden die Absorptionsspektren über
einen Wellenlängenbereich von 230 - 700 nm aufgenommen. Dabei erfolgten die Messungen
gegen die jeweiligen Referenzlösungen aus Natriumkarbonatlösung und dem entsprechen-
den Kupferstandard im Volumenverhältnis 1:1.
2.6.5 FT-IR-Spektroskopie
Material:
- FT-IR-Spektrometer FTS 7 der Firma Bio-Rad
- Kaliumbromid, IR-grade
- Preßwerkzeug zur Pellet-Herstellung
Methode:
Bei den Verfahren zur Infrarotspektroskopie von Huminstoffen dominiert eindeutig die auch
in dieser Arbeit angewendete Feststoff-Pellet-Methode (MacCARTHY & RICE, 1985).
Dazu wurden jeweils ca. 1 mg Huminsäure mit ca. 100 mg Kaliumbromid in einer Presse bei
8t Preßdruck zu einem klaren Pellet geformt. In einer CO2 gespülten Meßzelle wurden
anschließend die FT-IR-Spektren zwischen den Wellenzahlen 225 und 4000 cm-1 aufge-
nommen. Die Anzahl der durchgeführten Scans pro Messung variierte zwischen 8 und 32.
2.6.6 Quantifizierung von IR-Banden
Um die große Anzahl an IR-Spektren besser miteinander vergleichen zu können, wurde der
charakteristische Spektrenbereich zwischen ca. 1900 und 900 Wellenzahlen/cm (WZ)
mathematisch in einzelne Gauss-Amplituden zerlegt. Dadurch war es möglich, in jedem
Spektrum einzelne Schwingungsbanden zu quantifizieren und diese anschließend in Rela-
tion zu setzen. Die graphischen Informationen eines Spektrums wurden auf diesem Wege in
numerische Informationen transformiert.
Material und Methoden
40
Das mathematische Verfahren, das dabei zum Einsatz kam, basierte auf dem Algorithmus
einer Residualanalyse und wurde rechnergestützt angewendet. Als Software kam dabei das
Programm PeakFit TM der Firma AISN Software Inc. in der Version 4 zum Einsatz.
Nach der Transformation der Transmissionsdaten in Absorptionswerte wurden die Meßdaten
in PeakFitTM eingelesen. Um mögliches Rauschen aus den Rohdaten der Messungen zu
filtern, wurden die Daten mit einem Fast-Fourier-Transform-Filter (FFT) geglättet. PeakFitTM
optimiert dabei den Filtergrad automatisch, um die Daten so wenig wie möglich zu verän-
dern.
Nach der Auswahl des zu untersuchenden Meßbereiches (hier der Bereich zwischen dem
Transmissionsminimum um 1870 WZ und dem Minimum um 840 WZ), wurden die Daten auf
eine neue Basislinie umgerechnet. Als Basislinie diente dabei die lineare Verbindung vom
ersten zum letzten Datenpaar, welches sich im selektierten Bereich befand.
Diese scheinbar willkürliche Auswahl der Basislinie entsprach jedoch dem jeweiligen Trend
der Transmissionswerte, der in den einzelnen Spektren zu erkennen war.
Der so vorbereitete Datensatz (Absorptionskurve) wurde nun über den Algorithmus einer
Residualanalyse in einzelne Gauss-Amplituden zerlegt, wobei für die Berechnung weder die
Anzahl noch die Breite der Amplituden vorgegeben wurden. Die Vorgehensweise bei einer
solchen Residualanalyse ist dabei im wesentlichen die folgende:
Zunächst werden alle lokalen Maxima der Absorptionskurve detektiert und an diesen Posi-
tionen die Maxima der Gauss-Amplituden festgelegt. Aus der Summe dieser Gauss-Amplitu-
den erhält man nun eine erste angepaßte Kurve, die in der Regel stark von der Absorptions-
kurve abweicht. Das Programm vergleicht nun die Ordinatenabweichungen (Residuen) der
angepaßten und der originalen Kurve. Überschreitet ein Residuum einen vorgegebenen
Schwellenwert, so ergänzt das Programm an dieser Stelle ein weitere Amplitude. Auf diese
Weise können versteckte Maxima erkannt werden.
Liegen jetzt alle Amplituden fest, kann die eigentliche Kurvenanpassung erfolgen. In einzel-
nen Iterationsschritten werden die Amplitudenhöhen und -weiten solange variiert, bis die
angepaßte Kurve mit der Originalkurve annähernd übereinstimmt.
Für die Spektrenauswertung wurde die Prozedur der Kurvenanpassung jeweils solange
durchgeführt, bis ein Anpassungskoeffizient von r2 > 0,999 erreicht war.
Die Flächenanteile der einzelnen Amplituden an der Gesamtfläche aller Peaks wurden von
PeakFitTM automatisch berechnet und ausgegeben.
Mit diesem Verfahren wurde folglich nicht nur eine Quantifizierung der Schwingungsbanden
erreicht, sondern auf mathematischem Wege auch die Auflösung der Spektren verbessert,
da auch stark überlagerte Banden erfaßt und ausgewertet werden konnten.
Material und Methoden
41
2.6.7 Protonen-NMR-Spektroskopie
Material:
- NMR-Spektrometer Avance 500 Digital der Firma Bruker
- Deuteriumoxid mit 99,9 Atom% Deuterium
- Natriumdeuteroxid (40%) mit 99,9 Atom% Deuterium gelöst in Deuteriumoxid
- NMR-Röhrchen mit 5 mm Durchmesser
- Ultraschallbad Sonorex der Firma Bandelin electronic
- Zentrifuge der Firma Heraeus
Methode:
Zur Aufnahme der Protonen-NMR-Spektren wurden von 10 Huminsäureisolaten jeweils 30 –
40 mg mit Flußsäure behandelte Probe in einer Lösung aus 0,5 ml Deuteriumoxid und
0,5 mL Natriumdeuteroxid (40%) in Deuteriumoxid für zwei Stunden im Ultraschallbad gelöst
und durch Zentrifugation von unlöslichen Rückständen getrennt. Die Lösungen wurden in
NMR-Röhrchen überführt und bei 500 MHz mit 64 Scans gemessen. Die Kalibrierung des
Meßsystems erfolgte mit reinem Deuteroxid bei einer chemischen Verschiebung von
4,70 ppm.
2.7 Mikroskopie
Zur Verdeutlichung der Koextraktion von anorganischen Verunreinigungen bei der Humin-
säuregewinnung wurden von einigen Originalisolaten sowie deren mit Flußsäure behandel-
ten Entsprechungen mikroskopische Aufnahmen angefertigt. Dazu wurden ca. 1 mg Probe
auf einen Objektträger aufgebracht und mit einem Axiovert-100-Mikroskop der Firma Zeiss
200-fach vergrößert.
2.8 Chemikalien
Alle in Kapitel 2 angegebenen Chemikalien stammten von den Firmen Merck (Darmstadt),
Riedel-de Haen (Seelze), Scharlau (Barcelona) bzw. Sigma-Aldrich (Deisenhofen) und tru-
gen das Reinheitszertifikat „p.A.“.
Wenn nicht besonders erwähnt, handelt es sich bei dem verwendeten Wasser um Reinst-
wasser aus einer Seralpur Pro 90 CN–Anlage, welches eine Qualität von zweifach destillier-
tem Wasser aufwies.
Material und Methoden
42
2.9 Statistische Analysen
Die Berechnung von Mittelwerten und Standardabweichungen erfolgte mit dem Programm
„Excel97“ der Firma Microsoft. Auch die Flächenintegrale der Fluoreszenzsynchronspektren
wurden mit diesem Programm bestimmt.
Die Ermittlung von Korrelationskoeffizienten (Pearson-Produkt-Korrelation) sowie die multi-
dimensionale Skalierung (MDS) erfolgte mit dem Programm „Statistica für Windows“ (Ver-
sion 4.5) der Firma StatSoft Inc. Die für die MDS-Analyse notwendige Distanzmatrix (Euklidi-
sche Distanzen) wurde ebenfalls mit „Statistica“ berechnet.
Ergebnisse
43
3 Ergebnisse
3.1 Basisparameter der Sediment- und Vergleichsproben
Zur grundlegenden Charakterisierung der Proben wurden einige physikalische bzw. chemi-
sche Basisparameter bestimmt. Dazu zählen bei den Sedimentproben ihr Wassergehalt und
der prozentuale Gewichtsanteil an Ton- und Siltpartikeln am Gesamtsediment, also der Teil-
chenfraktion, die ein Sieb mit der Maschenweite von 63 µm noch passiert. Diese Fraktion
wird im Folgenden nur noch allgemein als Feinfraktion bezeichnet. Von den Feinfraktionen
der Sedimente sowie den Vergleichsproben wurden zudem folgende elementaranalytische
Größen bestimmt:
- der Gehalt an Kohlenstoff insgesamt (TC)
- der Gehalt an organischem Kohlenstoff (TOC)
- der Gehalt an anorganischem Kohlenstoff (TIC)
- der Gehalt an Schwefel (TS)
- der Gehalt an Stickstoff (TN)
- der Gehalt an partikulär gebundenem Phosphat insgesamt (TPP)
- der Gehalt an partikulär gebundenem organischem Phosphat (POP)
- der Gehalt an partikulär gebundenem anorganischem Phosphat (PIP)
3.1.1 Wassergehalt und Feinfraktionsanteil der Sedimentproben
Bei dem größten Teil der untersuchten Nordseesedimente (122 Proben) handelt es sich um
sandige Sedimente mit einem Feinfraktionsanteil von unter 5%. Lediglich neun Proben wei-
sen Anteile von über 25% Feinfraktion auf. Die Verteilung der Feinfraktionsanteile über das
Probengebiet in der zentralen und südlichen Nordsee ist in Abb. 9 dargestellt. Die Karte
berücksichtigt auch die Probenahmegebiete A - E, welche sich in der Deutschen Bucht und
bei der Doggerbank befinden (vergl. Abb. 7).
Die beiden Proben nördlich des Hauptprobengebietes (NN2 und NN3) sowie die im Westen
liegenden Proben SC1 und SC2 weisen ebenfalls nur Feinfraktionsanteile <5% auf, während
die nordwestlich zum Hauptprobengebiet gelegenen Proben NN4 und NN5 Werte von 26,7
bzw. 12,3% erreichen. Die Probe DK vor der Nordküste Dänemarks enthält mit 0,03% einen
äußerst geringen Anteil. Auch die Wattsedimente zeigen keine einheitlichen Feinfraktions-
anteile. So handelt es sich bei der Probe aus dem Sander Watt (JB) um ein schlickiges
Sediment mit einem Feinfraktionsanteil von 41,3%, während die Probe aus dem Schilliger
Watt nur 9,9% Ton- und Siltpartikel enthält. Die Sedimentprobe HS1, die unmittelbar aus
Ergebnisse
44
dem Gebiet einer ehemaligen Muschelbank stammt, enthält einen Feinfraktionsanteil von
14,7%, während die in ca. 15 m Entfernung am Rande dieser Muschelbank genommene
Probe HS2 einen Anteil von nur 2,5% aufweist.
Abb. 9 Verteilung der Feinfraktionsanteile im Hauptprobengebiet
5: Feinfraktionsanteil unter 5%
15: Feinfraktionsanteil zwischen 5 und 15%
25: Feinfraktionsanteil zwischen 15 und 25%
>25: Feinfraktionsanteil über 25%
Ergebnisse
45
Die Wassergehalte der Proben bezogen auf die Gesamtsedimente liegen zwischen 9,8 und
39, 9 Gew.% und lassen sich gut mit den Feinfraktionsanteilen korrelieren (Abb. 10). Daß es
dennoch zu relativ starken Streuungen kommt, ist auf die Tatsache zurückzuführen, daß nur
eine einfache Fraktionierung des Gesamtsediments vorgenommen wurde und somit keine
detaillierten Korngrößenverteilungen für die erhaltenen Ton- und Silt- bzw. Sand- und Kies-
fraktionen vorliegen.
Berechnet man für die Beziehung eine lineare Ausgleichsgerade, so erhält man folgende
Geradengleichung: y = 0,41 x + 18,35 bei einem Bestimmtheitsmaß von r2 = 0,85 (mit x =
Feinfraktionsanteil in Gew.% und y = Wassergehalt in Gew.%). Eine ähnliche Beziehung
fand auch RINNE (1999) für Oberflächensedimente der Jade. Sie berechnete auf der Basis
von 56 Sedimentproben eine Ausgleichsgerade mit der Funktion y = 0,42x + 18,39 bei einem
Bestimmtheitsmaß von r2 = 0,87.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Feinfraktion <63 µm [%]
Was
serg
ehal
t [%
]
r2 = +0,85(N = 213)
Abb. 10 Korrelation zwischen Wassergehalt und Feinfraktionsanteil
Ergebnisse
46
3.1.2 Elementgehalte (C,N,S,P) der Sedimentfeinfraktionen und Vergleichsproben
3.1.2.1 Kohlenstoffgehalte
Die Variation der Gehalte an Gesamtkohlenstoff (TC), gesamten organischem Kohlenstoff
(TOC) und gesamten anorganischem Kohlenstoff (TIC) in den Nordseesedimenten (Fein-
fraktionen) wird in Abb. 11 veranschaulicht.
Extremwerte25%-75%Medianwerte
Gew
.%
-1
1
3
5
7
9
11
T O C TIC T C
Abb. 11 Variation der Kohlenstoffgehalte in den Sedimenten (Feinfraktionen)
(Nordsee inkl. Deutsche Bucht und Wattproben)
Dabei wird deutlich, daß der überwiegende Anteil des TC durch den TOC aufgebracht wird
und daß die Streuung (25 - 75% Intervall) für die TIC-Werte gegenüber den TOC-Werten
deutlich geringer ist. Die entsprechenden Werte für die Vergleichsproben sind in Tab. 3
zusammengestellt.
Die Verteilung der TOC-Gehalte für das Hauptprobengebiet zeigt Abb. 12, die entsprechen-
den Werte für die Vergleichsproben sind in Tab. 3 zusammengefaßt.
Bei den TIC-Gehalten für die Nordseesedimente fallen drei recht hohe Werte für die im Nor-
den gelegenen Proben NN3, NN4 und NN5 auf, die mit Werten um 4% deutlich über dem
Mittelwert von 1,6% liegen.
Ergebnisse
47
Abb. 12 Verteilung der TOC-Gehalte in den Feinfraktionen der Sedimente im
Hauptprobengebiet
2: TOC unter 2%
4: TOC zwischen 2 und 4%
6: TOC zwischen 4 und 6%
8: TOC zwischen 6 und 8%
Ergebnisse
48
Aus der Karte (Abb. 12) wird deutlich, daß die TOC-Gehalte ähnlich wie auch die Feinfrakti-
onsanteile über große Gebiete ähnliche Werte aufweisen. Vergleicht man die TOC-Vertei-
lung mit der Verteilung der Feinfraktionsanteile, so zeigt sich, daß die Proben mit hohen
Feinfraktionsanteilen tendenziell geringere TOC-Gehalte aufweisen als die Proben mit gerin-
gen Ton- und Siltanteilen. Die Korrelation zwischen TOC und Feinfraktion liefert für alle
Sedimentproben einen Koeffizienten von –0,51. Aus Abb. 13 geht allerdings hervor, daß die-
ser linear berechnete Koeffizient die reale Abhängigkeit der beiden Parameter nur ungenü-
gend wiedergibt, da eher zwei Punktgruppen als eine lineare Abhängigkeitsbeziehung zu
erkennen sind. Die Punktgruppe A repräsentiert Proben mit geringen Feinfraktionsanteilen,
welche sich durch hohe TOC-Gehalte auszeichnen. Dagegen weisen die Proben der Gruppe
B niedrige TOC-Gehalte bei stark unterschiedlichen Feinfraktionsanteilen auf.
0 10 20 30 40 50Fein fraktionsante il [G ew .% ]
0
2
4
6
8
10
TO
C [G
ew.%
]
r² = -0 ,51
A
B
Abb. 13 Korrelation zwischen Feinfraktionsanteilen und TOC
Bei der Mehrzahl der Vergleichsproben wird der Kohlenstoffanteil ebenfalls durch den TOC
dominiert. Eine Dominanz des TIC findet sich allerdings für die drei Mittelmeerproben (M1 -
M3) und die Tiefseeprobe „Sonne“ (Tab. 3).
Ergebnisse
49
Probe TC TOC TIC[Gew.%] [Gew.%] [Gew.%]
NU1 19,10 18,66 0,44NU2 3,87 3,86 0,01AC 6,64 6,62 0,02T1 26,65 26,64 0,01T2 37,30 37,29 0,01T3 44,10 44,09 0,01T4 46,45 44,44 2,01T5 34,90 33,32 1,58
Queller 38,30 38,06 0,24LT1 3,51 2,20 1,31LT2 3,19 1,86 1,33SM 4,19 3,09 1,10M1 2,45 0,57 1,88M2 2,54 0,60 1,94M3 6,69 0,46 6,23HO 4,26 2,95 1,31DR1 6,02 5,47 0,55DR2 1,14 1,10 0,04ME 24,50 24,46 0,04
Sonne 3,82 1,23 2,59
Tab. 3 Kohlenstoffgehalte der Vergleichsproben
3.1.2.2 Stickstoffgehalte
Die Stickstoffgehalte (TN) der Nordseesedimente (Feinfraktionen) variieren zwischen 0,01
und 1,23 Gew.% und korrelieren sehr gut mit den TOC-Werten der Proben (Abb. 14). Diese
Abhängigkeit des Stickstoffgehaltes vom TOC-Anteil einer Probe zeigt sich auch bei den
meisten Vergleichsproben. Eine Abweichung zeigen allerdings die Torfproben T4 und T5.
Trotz ihres hohen TOC-Gehaltes von 44,44 bzw. 33,32 Gew.% weisen sie nur Stickstoffge-
halte von 1,30 bzw. 1,04 Gew.% auf.
Der höchste TN-Wert mit 2,66 Gew.% wurde für die Quellerprobe ermittelt.
Eine Zusammenstellung der TN-Gehalte für die Vergleichsproben gibt Tab. 4.
Ergebnisse
50
0 .0 1 .0 2 .0 3 .0 4 .0 5 .0 6 .0 7 .0 8 .0TO C [G ew .% ]
0 .0
0 .2
0 .4
0 .6
0 .8
1 .0
1 .2
1 .4
TN
[Gew
.%]
r ² = +0 ,98N = 201
Abb. 14 Korrelation der TOC- und TN-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedi-
mente (Feinfraktionen)
3.1.2.3 Schwefelgehalte
Der Schwefelgehalt (TS) für die Nordseesedimente (Feinfraktionen) liegt im Durchschnitt bei
0,41 Gew.% bei einer hohen Standardabweichung (SD) von ± 0,24%. Die Werte variieren
zwischen 0,03 (Station 56) und 1,47 Gew.% (Station 106). Die Korrelation mit den TOC-Ge-
halten ist nicht so eindeutig wie bei den Stickstoffwerten und weist einen Koeffizienten von
+0,50 auf (Abb. 15). Der Mittelwert für die Wattproben liegt bei 0,58 Gew.% (± 0,31% SD).
Sehr viel höhere Schwefelanteile mit Werten zwischen 3,5 (T4) und 8,0 Gew.% (T2) finden
sich in den Torfproben. Die einzelnen TS-Werte für die Vergleichsproben gibt Tab. 4.
Ergebnisse
51
0.0 1.0 2.0 3.0 4.0 5.0 6.0 7.0 8.0TO C [G ew .% ]
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
TS
[Gew
.%]
r² = +0 ,50N = 201
Abb. 15 Korrelation der TOC- und TS-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedi-
mente (Feinfraktionen)
Probe TN TS TPP POP PIP[Gew.%] [Gew.%] [µmol/g] [µmol/g] [µmol/g]
NU1 1,11 0,08 5,60 4,49 1,11NU2 0,27 0,03 0,67 0,63 0,04AC 0,41 0,05 37,86 9,62 28,24T1 1,51 7,78 n n nT2 1,85 8,03 n n nT3 2,00 4,18 n n nT4 0,13 3,46 n n nT5 0,52 3,82 n n n
Queller 2,66 0,48 37,77 29,34 8,42LT1 0,25 0,25 20,35 6,64 13,71LT2 0,22 0,19 15,71 6,93 8,78SM 0,32 0,27 14,05 7,11 6,94M1 0,06 0,13 2,09 0,54 1,55M2 0,06 0,14 2,92 1,33 1,59M3 0,04 0,10 3,22 0,88 2,34HO 0,01 0,23 23,67 15,67 8,00DR1 0,63 0,93 27,11 17,73 9,38DR2 0,15 0,11 15,33 4,12 11,21ME 0,61 1,04 14,09 0,24 13,85
Sonne 0,17 0,21 24,43 4,02 20,56
Tab. 4 Stickstoff-, Schwefel- und Phosphorgehalte der Vergleichsproben
n: nicht bestimmt
Ergebnisse
52
3.1.2.4 Phosphorgehalte
Der Gesamtgehalt an partikulär gebundenem Phosphat (TPP) in den Feinfraktionen liegt für
alle Proben unterhalb von 0,3 Gew.%. Die maximale TPP-Konzentration von 86,15 µmol/g
trockene Feinfraktion (FF) wurde für die Probe 145 ermittelt. Im Mittelwert für alle Proben
liegt der TPP-Gehalt bei 36,2 (± 15,7 SD) µmol/g FF. Dabei dominiert der Anteil an anorgani-
schen Phosphaten (PIP) [Mittelwert = 25,7 (± 12,8 SD) µmol/g FF] gegenüber den organisch
gebundenen Phosphaten (POP) [Mittelwert = 10,5 (± 5,4 SD) µmol/g FF]. Die Gehalte an
POP liegen für die Nordsee- und Wattproben zwischen 2,5 und 32,6 µmol/g FF und korrelie-
ren gut mit den TOC-Gehalten (Abb. 16). Die Waldbodenproben sowie die Mittelmeersedi-
mente sind hingegen annähernd phosphatfrei.
0 .0 1 .0 2 .0 3 .0 4.0 5.0 6 .0 7 .0 8 .0T O C [G ew .% ]
0 .0
10 .0
20.0
30 .0
40 .0
PO
P [µ
mol
/g F
F]
r² = +0 , 77N = 201
Abb. 16 Korrelation der TOC- und POP-Gehalte für die Nordsee- und Wattsedi-
mente
Die Phosphorgehalte der Vergleichsproben sind in Tab. 4 zusammengefaßt.
Ergebnisse
53
3.2 Untersuchung der Lipidfraktion
Bei der als Lipidfraktion bezeichneten Fraktion handelt es sich um den Extrakt, welcher mit
einem Lösungsmittelgemisch aus neun Volumenteilen Dichlormethan und einem Volumenteil
Methanol aus den Proben gewonnen wurde. Diese operative Definition schließt somit nicht
aus, daß die Lipidfraktion neben den Fetten und fettähnlichen Substanzen auch andere lipo-
phile Substanzen enthält, zu denen durchaus auch Huminstoffbestandteile gehören können.
Daher wurde neben der quantitativen Erfassung auch eine fluoreszenz-spektroskopische
Untersuchung der Lipidfraktion vorgenommen.
3.2.1 Lipidgehalte der Proben
Der Anteil der Lipidfraktion an den Feinfraktionen der Nordsee- und Wattsedimente liegt im
Durchschnitt bei 0,45 Gew.% und damit deutlich über dem Gehalt von rezenten Gesamtse-
dimenten, der mit durchschnittlich 0,06 Gew.% angegeben wird (MOORE, 1969). Hier kommt
also die bevorzugte Adsorption des organischen Materials an feine Sedimentpartikel zum
Ausdruck. Nur wenige Proben kommen auf Werte von über einem Prozent. Die Verteilung
der Lipidgehalte über das Hauptprobengebiet ist in Abb. 17 dargestellt. Auch für die Ver-
gleichsproben werden fast ausschließlich Lipidwerte von unter einem Gewichtsprozent
bestimmt (Tab. 5). Lediglich die Ölschieferprobe mit 1,92 und die Quellerprobe mit
7,68 Gew.% liegen deutlich darüber. Letzterer Wert erklärt sich aus der Tatsache, daß es
sich bei dieser Probe um reines Pflanzenmaterial handelt. Der Lipidgehalt höherer Pflanzen
wird auf 5 – 12% geschätzt und kann in den Nadeln einiger Bäume Werte von 25% erreichen
(KONONOVA, 1966)
Probe Lipidgehalt der Feinfraktion[Gew.%]
NU1 0,88NU2 0,06AC 0,15
Queller 7,68LT1 0,07LT2 0,15SM 0,23M1 0,01M2 0,01M3 0,01HO 0,16DR1 0,98DR2 0,16ME 1,92
Sonne 0,54
Tab. 5 Lipidgehalte (Feinfraktion) der Vergleichsproben
Ergebnisse
54
Abb. 17 Lipidgehaltverteilung im Hauptprobengebiet (Feinfraktion)
0,5: Lipidgehalt unter 0,5 Gew.%
1,0: Lipidgehalt zwischen 0,5 und 1,0 Gew.%
>1,0: Lipidgehalt über 1,0 Gew.%
Ergebnisse
55
3.2.2 Fluoreszenzdaten der Lipidfraktionen
Um einen qualitativen Vergleich der Lipidfraktionen zu ermöglichen, wurden die Extrakte
fluoreszenzspektroskopisch untersucht. Von jeder Probe wurde ein Anregungs-, Emissions-
und Synchronspektrum aufgenommen.
Abb. 18 zeigt eine Auswahl der Anregungsspektren. Fast alle Spektren zeigen ein Hauptma-
ximum und zwei bis drei Schultern. Die Lage der Hauptmaxima differiert von Probe zu Probe
z.T. erheblich, wobei allerdings im Sinne der Fragestellung dieser Arbeit, nämlich der Suche
nach quellenspezifischen Eigenschaften, kein signifikanter Trend zu beobachten ist. Ähnlich
verhält es sich auch mit den Emissions- und Synchronspektren der Lipidfraktionen, von
denen einige exemplarisch in den Abb. 19 und 20 dargestellt sind.
200 250 300 350 400W e llen länge [nm ]
N U 1
A C
rela
tive
Flu
ore
szen
z
Q ue lle r
J B
1 00
D B 5
N N 2
T 1
Abb. 18 Anregungsspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)
Alle Emissionsspektren weisen ein sehr breites Maximum auf, das für alle Proben zwischen
405 (Proben 210 und 211) und 431 nm (Queller) liegt. Mittelt man die Werte der marinen
Proben (Nordsee, Wattgebiete, Floressee) und die der terrestrischen (Waldboden, Ackerbo-
den, Torfe), so zeigen die marinen Proben eine leichte Verschiebung der maximalen Emis-
sion von ca. 10 nm zu kürzeren Wellenlängen.
Ergebnisse
56
40 0 44 0 480 52 0 56 0W ew llen läng e [nm ]
NU 1
AC
T1
rela
tive
Flu
ores
zenz
Queller
JB
DB5
NN 2
100
421 nm
415 nm
426 nm
431 nm
414 nm
425 nm
416 nm
423 nm
Abb. 19 Emissionsspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)
30 0 40 0 50 0W ellen länge [nm ]
rela
tive
Flu
ores
zenz
N U 1
A C
T 1
Q u e lle r
J B
D B 5
1 00
N N 2
Abb. 20 Synchronspektren der Lipidfraktionen (Beispiele)
Ergebnisse
57
Die Synchronspektren zeigen in der Regel ein Hauptmaximum mit zwei bis drei Schultern
bzw. lokalen Nebenmaxima. Ein signifikanter Unterschied zwischen den Spektren mariner
und terrestrischer Proben ist nicht festzustellen, da alle Spektren sehr individuelle Fluores-
zenzemissionen aufweisen.
Ergebnisse
58
3.3 Untersuchung der Huminsäurefraktionen
3.3.1 Löslichkeit
Nach der Trocknung der gereinigten Extrakte ist bei fast allen Proben zu beobachten, daß
sie in alkalischer wäßriger Lösung nur schwer wieder in Lösung gehen. Einzig die aschear-
men Torf- und Quellerextrakte sowie das Lignin (vergl. Abschnitt 3.3.3) lassen sich gut wie-
der lösen. Nach HAYES (1985) kommt es bei der Trocknung durch Schrumpfungsprozesse
der Matrix zu stärkeren Annäherungen der Makromoleküle. Dadurch bilden sich unter Einbe-
ziehung sekundärer Anziehungskräfte stärkere Assoziationen zwischen den Molekülen.
Nach Auffassung dieses Autors legt der eher hydrophobe Charakter getrockneter Humin-
stoffe die Vermutung nahe, daß sich die weniger polaren Komponenten im Verlauf des
Trocknungsprozesses verstärkt zur Außenseite der entstehenden Strukturen orientieren und
somit das Eindringen wäßriger Lösungsmittel erschweren.
Wie HAYES (1985) weiter ausführt, können di- und polyvalente Kationen, welche auch intra-
und intermolekulare Verbrückungen der Huminstoffmoleküle verstärken, auch dazu führen,
daß sich Brücken zwischen diesen Molekülen und negativ geladenen anorganischen Kolloi-
den ausbilden. Diese Vermutung wird durch die Tatsache bestätigt, daß gerade die Extrakte
mit hohem Ascheanteil eine schlechte Löslichkeit aufweisen. Durch die Extraktion mit
Natronlauge kann es zum Ladungsausgleich der Kolloide und damit zur Zerstörung ihrer
elektrischen Doppelschicht kommen (WEDLER, 1987), so daß sie dann mit den Huminstof-
fen bei deren Ausfällung „echte“ Partikel bilden. Die erneute Lösung dieser Partikel wird
dadurch deutlich erschwert.
3.3.2 Huminsäuregehalte
Die ermittelten Huminsäuregehalte, berechnet auf aschefreier Basis, sind nur als Richtwerte
aufzufassen, da eine quantitative Extraktion der Huminsäuren nicht für alle Proben durchge-
führt wurde. Allgemein war zu beobachten, daß ein großer Teil der Sedimentproben einen
erneut leicht bräunlichen Extrakt liefert, wenn die Extraktionszeit auf mehrere Tage verlän-
gert wird. Da aber bei einer so langen Einwirkungszeit der Natronlauge auf die Proben eine
deutliche chemische Veränderung des extrahierten Materials zu erwarten ist (SWIFT &
POSNER, 1972; vergl. auch 1.3.1), wurden diese Extrakte verworfen.
Anders verhält es sich bei den Torfproben, die selbst nach der fünften Extraktion noch einen
deutlich braun gefärbten Extrakt liefern. Um auch bei diesen Proben eine vergleichbare
Gesamtextraktionszeit wie bei den übrigen Proben zu gewährleisten, wurde die Extraktion
Ergebnisse
59
nach dem fünften Durchgang abgebrochen. Aus diesem Grunde werden für die Torfproben
keine absoluten Huminsäuregehalte angegeben. Nach je fünf Extraktionen lag die erhaltene
Huminsäuremenge bereits bei über 5% des eingewogenen Materials.
Vergleicht man die prozentualen Gehalte der Huminsäurefraktionen an den jeweiligen Sedi-
mentfeinfraktionen mit den entsprechenden TOC-Gehalten, so zeigt sich eine positiv korre-
lierte Abhängigkeit der beiden Parameter (Abb. 21, runde Symbole). Eine ähnliche Korrela-
tion zwischen TOC und Huminsäuregehalt fand auch SARDESSAI (1994). Die Untersuchung
von ca. 70 Oberflächensedimenten vom indischen Kontinentalrand ergab einen linearen Kor-
relationskoeffizienten von +0,72. Der Autor folgert aus dieser Proportionalität günstige geolo-
gische und geochemische Voraussetzungen für den Humifizierungsprozeß von organischem
Kohlenstoff in den Sedimenten.
Neben einer starken Streuung der Werte fällt jedoch auf, daß eine Gruppe von 34 Sediment-
proben (Abb. 21, dreieckige Symbole) keinen Huminsäureextrakt liefert, obwohl die Proben
TOC-Gehalte von bis zu 5% aufweisen (vergl. 4.2.1).
Die Werte für die „Nicht-Sediment-Proben“ sind in Tab. 6 zusammengefaßt und ihren TOC-
Gehalten gegenübergestellt. Auch diese Proben zeigen die bereits erwähnte positive Korre-
lation.
Probe Huminsäuregehalt TOC[Gew.%] [Gew.%]
NU1 5,83 18,66NU2 2,08 3,86AC 3,78 6,64T1 > 5 26,64T2 > 5 37,29T3 > 5 44,09T4 > 5 44,44T5 > 5 33,32
Queller 6,79 38,06ME 4,15 24,46
Tab. 6 Huminsäure- und TOC-Gehalte der „Nicht-Sediment-Proben“
Ergebnisse
60
0.0 2 .0 4 .0 6 .0 8 .0TO C [G ew . % ]
0 .0
1 .0
2 .0
3 .0
4 .0
5 .0
HS
-Geh
alt [
Gew
.%]
r² = +0,68N = 160
Abb. 21 Korrelation der TOC- und Huminsäuregehalte
3.3.3 Aschegehalte der Huminsäurefraktionen
Der Anteil an Glührückstand (Asche) der Huminsäureisolate ist für die Sedimentproben z.T.
erheblich. So wurde für die Probe DOG3 ein Maximalwert von 32,9% Asche bestimmt. Der
Mittelwert für alle Sedimentproben liegt bei 19,1% (± 6,5% SD), wobei die Isolate der Proben
171 und 173 mit jeweils 5,5% die geringsten Aschegehalte aufweisen. Auch für die Waldbo-
denproben wurden recht hohe Aschegehalte ermittelt. Der Wert für den lehmigen Unterbo-
den NU2 ist dabei mit 29,6% doppelt so hoch wie für den Oberboden NU1 (14,3%). Die
Aschegehalte der Torfisolate liegen hingegen bei Werten um 1%. Für die Quellerprobe
wurde ein Gehalt von 3% und für den Ackerboden von 8% Asche bestimmt. Auch das käuf-
lich erworbene Lignin weist einen Glührückstand von 2,5 Gew.% auf. Der Aschegehalt für
das Isolat aus dem Messeler Ölschiefer beträgt 27.5%.
Die Behandlung der Extrakte mit 5%iger Flußsäure führt zu einem deutlichen Rückgang des
Aschegehaltes besonders bei den Sedimenthuminsäuren (Tab. 7, Abb. 22).
Die in der Mikroskopaufnahme deutlich erkennbaren scharfkantigen Mineralpartikel (Abb. 22,
links) werden durch die Flußsäure gelöst. Zurück bleiben Huminsäureextrakte, deren Asche-
gehalte deutlich geringer ausfallen (Tab. 7). Mineralpartikel sind jetzt mikroskopisch nicht
mehr zu erkennen (Abb. 22, rechts).
Ergebnisse
61
Probe JB 38 106 T1 T3 AC NU1
Asche 1 [%] 20,6 25,3 25,0 1,1 2,1 8,1 14,3
Asche 2 [%] 3,7 4,2 3,2 0,9 0,9 2,0 2,1
Tab. 7 Vergleich des Aschegehaltes ausgewählter Huminsäureextrakte;
Asche 1: Extrakt ohne weitere Aufreinigung
Asche 2: Extrakt, aufgereinigt mit 5%iger Flußsäure
Mineralpartikel
Abb. 22 Mikroskopische Aufnahmen von Huminsäureisolaten (200-fache Vergrö-
ßerung): vor der Behandlung mit Flußsäure (links) und nach der Behand-
lung mit Flußsäure
3.3.4 Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren
Die in diesem Abschnitt vorgestellten Elementgehalte wurden alle auf aschefreier Basis der
Huminsäureisolate berechnet. Die in den Box-Darstellungen zusammengefaßten Proben-
gruppen setzen sich wie folgt zusammen (Gruppenlegende ):
- marine Huminsäuren (108 Proben): Nordseesedimente, Floressee, Ostsee, Marmara-
meer
- Watthuminsäuren (8 Proben): alle Proben aus dem Niedersächsischen Wattenmeer
- terrestrische Huminsäuren (alt) (6 Proben): Torfe, Messel
- terrestrische Huminsäuren (rezent) (6 Proben): Wald- und Bodenproben, Weserproben
Als separate Proben verbleiben der Quellerextrakt und das Lignin.
Ergebnisse
62
3.3.4.1 Kohlenstoffgehalte
Das bei weitem dominierende Element in Huminsäuren ist der Kohlenstoff. Für die Nordsee-
proben wurden Kohlenstoffgehalte zwischen 47,8% (Station 136) und 54,9% (NN3)
bestimmt. Der Mittelwert liegt bei 50,8 (± 1,4) % (SD). Die Werte für die Vergleichsproben
sind in Tab. 8 zusammengefaßt. Dabei fällt auf, daß die Kohlenstoffgehalte der terrestrischen
Proben im Mittelwert um gut 3% über dem Mittelwert der marinen Proben liegen (Abb. 23).
Dieser scheinbar deutliche Unterschied relativiert sich allerdings, wenn man die starke
Streuung der Kohlenstoffgehalte für die jeweiligen Huminsäuregruppen berücksichtigt. So
liegen beispielsweise die Werte einiger mariner Proben mit Gehalten von bis zu 56% Koh-
lenstoff (Floressee) deutlich über dem Wert für die Isolate aus dem Ackerboden oder dem
Torf T5.
Der Kohlenstoffgehalt des Lignins liegt mit 68,2% deutlich über den Werten für die Humin-
säuren. Der Quellerextrakt enthält mit 45,1% den geringsten Kohlenstoffanteil aller Proben.
Probe C N P C/N C/P[Gew.%] [Gew.%] [Gew.%] (molar) (molar)
NU1 56,8 2,9 0,04 22,6 3.769NU2 56,9 2,8 0,14 24,1 1.016AC 52,5 3,0 0,10 20,3 1.377T1 58,4 1,9 0,01 35,3 26.278T2 54,0 2,8 0,01 22,2 25.391T3 53,7 2,0 0,01 31,6 23.795T4 53,6 1,7 0,01 37,5 27.194T5 50,7 2,8 0,01 21,1 15.228
Queller 45,1 7,0 0,03 7,5 4.614LT1 47,8 3,9 0,19 14,4 643LT2 46,2 4,3 0,11 12,5 1.047SM 51,1 3,0 0,25 20,0 530HO 54,3 3,0 0,07 21,4 1.987DR1 51,7 3,5 0,08 17,3 1.661DR2 55,5 2,7 0,04 23,8 3.821ME 47,5 1,3 0,02 44,1 6.435
Sonne 56,0 4,4 0,20 14,9 737
Tab. 8 Aschefreie Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren der
Vergleichsproben
Ergebnisse
63
Min-Max2 5 % - 7 5 %Medianwer t
Kohlensto f f in Huminsäuren
C [G
ew.%
HS
]
4 4
46
48
50
52
54
56
58
60
terr . HS (al t )terr . HS (rezent)
H S W a t tHS mar in
Abb. 23 Box-Darstellung der Kohlenstoffgehalte von Huminsäuren
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
3.3.4.2 Stickstoffgehalte
Die Stickstoffgehalte der Huminsäurefraktionen variieren zwischen 1,3 und 7,0%, wobei der
Maximalwert von der Quellerprobe erreicht wird. Für die Nordseeproben wurde ein Mittelwert
von 4,8% (± 0,3% SD) Stickstoff bestimmt, der somit deutlich über dem Mittelwert für die
terrestrischen Proben von 2,5% (±0,6% SD) liegt (Abb. 24, Tab. 8). Bei den Wattproben fal-
len ein recht hoher Stickstoffgehalt von 6,7% für die Probe CUX und ein geringer Wert von
3,2% für die Probe AUG auf. Der geringste Stickstoffgehalt aller Huminsäureisolate wurde
mit 1,3% für die Messelprobe bestimmt. Die Ligninprobe enthält 1,2% Stickstoff.
3.3.4.3 Phosphorgehalte
Die Phosphorgehalte der Huminsäuren sind für alle Proben gering. Der Maximalwert von
0,44 Gew.% wurde für die Probe 51 bestimmt, während die Torfisolate und der Ölschie-
ferextrakt annähernd phosphorfrei sind (Abb. 25). Die Nordseehuminsäuren enthalten im
Mittelwert 0,16% Phosphor, weisen jedoch stark streuende Werte zwischen 0,02 und 0,44%
auf (SD = 0,10%), die regional keine homogene Verteilung zeigen. Die Gehalte für die Ver-
gleichsproben liegen in ähnlichen Größenordnungen wie die Nordseeproben und sind in Tab.
8 dargestellt. Auffallend ist dabei die deutliche Differenz der beiden Waldbodenproben. Wäh-
rend der lehmige Unterboden NU2 nur 0,04% Phosphor enthält, weist der rezente Oberbo-
Ergebnisse
64
den den mehr als dreifachen Wert auf. Für Lignin wurde die niedrigste Phosphorkonzentra-
tion mit nur 0,36 µmol/g (0,003%) bestimmt.
Min-Max25%-75%Medianwer t
St ickstof f in HuminsäurenN
[Gew
.% H
S]
0 .5
1.5
2.5
3.5
4.5
5.5
6.5
7.5
terr. HS (alt)terr. HS (rezent)
HS Wat tHS mar in
Abb. 24 Box-Darstellung der Stickstoffgehalte von Huminsäuren
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Min-Max2 5 % - 7 5 %Medianwer t
Phosphat in Huminsäuren
Pho
spha
t [µm
ol/g
HS
]
- 20
0
20
40
60
80
100
120
140
160
terr. HS (alt)terr . HS (rezent)
HS Wat tHS mar in
Abb. 25 Box-Darstellung der Phosphorgehalte (gemessen als Phosphat)
von Huminsäuren. Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Ergebnisse
65
3.3.4.4 C/N- und C/P-Verhältnisse
Die molaren C/N-Verhältnisse liegen für die Nordseeproben zwischen 10,3 und 15,9 bei
einem Mittelwert von 12,5 (± 1,0 SD). Dagegen weisen die terrestrischen Proben aufgrund
ihres geringeren Stickstoffgehaltes deutlich höhere Werte auf. Ihr Mittelwert liegt bei 26,8
(± 8,3 SD). Die Werte für die Watthuminsäuren liegen in dem Bereich der Nordseeproben,
nur die Probe AUG weist mit 18,3 ein deutlich höheres Verhältnis auf. Ein ebenfalls recht
hohes C/N-Verhältnis wurde für die Sinkstoffe aus dem Marmarameer (20,0) ermittelt. Das
höchste C/N-Verhältnis für eine Huminsäure wurde mit 44,1 für die Messelprobe bestimmt.
Nur Lignin weist mit 68,3 einen noch höheren Wert auf. Aufgrund seines hohen
Stickstoffanteils erreicht der Quellerextrakt mit 7,5 das niedrigste C/N-Verhältnis.
Die molaren C/P-Verhältnisse zeigen eine wesentlich größere Inhomogenität. Sie schwanken
für die Nordsee- und Watthuminsäuren zwischen 284 und 5.409 bei einem mittleren Wert
von 1.234 und sind stark gestreut (SD = 969). Deutlich höhere Werte ergeben sich für die
Torfproben. Die Werte liegen hier um 25.000. Die Wald- und Ackerproben kommen hingegen
auf Werte zwischen 1.000 und 3.800 und liegen somit in dem Bereich, wie er auch für die
marinen Proben ermittelt wurde. Die einzelnen C/N- und C/P-Verhältnisse für die Vergleich-
sproben finden sich in Tab. 8.
3.3.5 Isotopenverhältnisse
3.3.5.1 Kohlenstoffisotopenverhältnisse ( δ13C)
Die δ13C-Werte für die Nordseeproben liegen im Mittel bei -22,21‰ (± 0,71‰ SD) und variie-
ren zwischen –20,51‰ (Station 9) und –24,84‰ (Station 39). In diesem Bereich sind auch
die Wattproben zu finden. Die Floresseeprobe erreicht einen Wert von –20,73‰ und auch
die Ostseeproben liegen mit Werten um –22,4‰ in dem Bereich der Nordseeproben. Signifi-
kant geringere 13C-Anteile weisen die terrestrischen Proben auf. So liegt der Mittelwert für die
Torfe bei –27,54‰ (± 1,17‰ SD), wobei die Probe T5 mit –29,36‰ den leichtesten Wert
aller Proben erreicht. Auch die Wald- und Ackerbodenproben kommen auf Werte zwischen
–27 und –28‰. Eine Zusammenstellung der einzelnen Werte für die Vergleichsproben findet
sich in Tab. 9.
Ergebnisse
66
Probe δ13C [‰] δ15N [‰]Lignin -28,38 +14,52NU1 -27,91 -5,49NU2 -27,26 -1,73AC -28,24 +6,14T1 -27,65 +0,05T2 -26,14 +1,12T3 -27,46 +0,40T4 -27,07 +0,04T5 -29,36 -0,39
Queller -26,11 +12,26LT1 -22,41 +5,48LT2 -22,44 +5,42SM -24,76 +4,79HO -27,48 +7,40DR1 -27,58 +11,13DR2 -28,63 +6,69
Sonne -20,73 +5,68Messel -25,59 +4,15
Tab. 9 δ13C- und δ15N-Werte der Vergleichsproben
Dabei fallen die geringen 13C-Anteile für die Wesersedimente auf, die mit Werten bis zu
-28,6‰ klar im Bereich für die terrestrischen Proben liegen. Abb. 26 zeigt die nach ihrer
Quelle gruppierten Huminsäuren.
Min-Max2 5 % - 7 5 %Medianwer t
Kohlensto f f iso tope in Huminsäuren
Del
ta 13
C [p
pm]
- 30
-28
-26
-24
-22
-20
-18
terr. HS (alt)terr . HS (rezent)
HS Wa t tHS mar in
Abb. 26 Box-Darstellung der δ13C-Werte von Huminsäuren
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Ergebnisse
67
3.3.5.2 Stickstoffisotopenverhältnisse ( δ15N)
Die δ15N-Werte liegen für die Nordseehuminsäuren zwischen +4,83 und +8,97‰, bei einem
mittleren Wert von +6,34‰ (± 0,96‰ SD). Als Mittelwert für die Wattproben wurden +8,61‰
(± 0,69‰ SD) bestimmt. Die Floresseeprobe liegt mit +5,68‰ im Bereich der Nordseeisolate
und die Proben ME und SM liefern etwas schwerere Isotopenverhältnisse um +4,5‰.
Eine auffallend schwerere Isotopenzusammensetzung findet sich für die Waldbodenhumin-
säuren (Tab. 9). Den leichtesten Wert mit +14,52‰ liefert das Lignin, gefolgt von der Quel-
lerprobe (+12,26‰). Während die Ackerbodenprobe mit +6,14‰ im Bereich der Nordsee-
proben liegt, weisen die Torfe deutlich schwerere Isotopenwerte auf. Ihr Mittelwert liegt bei
+0,24‰ (± 0,56‰ SD). Ein auffallend hoher δ15N-Wert wurde für die Weserprobe DR1
ermittelt, die sich mit +11,13‰ deutlich von der in unmittelbarer Nähe genommenen Probe
DR2 (+6,69‰) unterscheidet. Die starke Diskrepanz zwischen den Waldbodenproben und
den Proben aus der Weser und dem Maisfeld wird auch in Abb. 27 deutlich.
Eine eindeutige Unterscheidung mariner und terrestrischer Proben ist daher alleine über ihre
die δ15N-Werte nicht möglich.
Min-Max25%-75%Medianwert
Stickstoff isotope in Huminsäuren
Del
ta 15
N [p
pm]
-8
-4
0
4
8
12
16
terr. HS (alt)terr. HS (rezent)
HS Wat tHS mar in
Abb. 27 Box-Darstellung der δ15N-Werte von Huminsäuren
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Ergebnisse
68
3.3.6 UV / Vis-Spektroskopie
3.3.6.1 Absorptionsspektren
Die Absorptionsspektren der Torfisolate zeigen den für Huminsäuren typischen Verlauf. Die
Absorption steigt mit kürzer werdenden Anregungswellenlängen stetig an, wobei die
Zunahme nicht linear, sondern eher exponentiell verläuft (Abb. 28). Im Bereich von 270 nm
ist eine schwach ausgeprägte Schulter zu erkennen. Einen analogen Absorptionsverlauf zei-
gen auch die Spektren der Proben NU1, NU2, AC und ME.
Die Spektren der Sedimentisolate zeigen hingegen eine verstärkte Absorption im Bereich um
407 nm. Während für die küstennahen Sedimente sowie die Wattsedimente nur eine
schwach ausgeprägte Schulter zu erkennen ist, zeigen die Spektren der Sedimentproben
aus der offenen Nordsee und der Floresseeprobe an dieser Stelle ein ausgeprägtes lokales
Maximum (Abb. 28). Eine Schulter im Bereich von 270 nm ist in der Regel nicht zu erkennen.
200 300 400 500 600 700W ellen länge [nm ]
Abs
orpt
ion
2 70 nm
407 nm
H um insäu ren:
H S N N 3
H S T 1
Abb. 28 Absorptionsspektren von Huminsäuren (Beispiele)
Zum Vergleich wurden auch die Absorptionsspektren einiger ungereinigter Fulvinsäureex-
trakte sowie von Lignin aufgenommen. Dabei zeigt sich, daß die Absorptionszunahme um
407 nm für die marinen Proben auf die Huminsäureisolate beschränkt bleibt, während sich
auf der anderen Seite die Schulter um 270 nm für die Torfproben deutlich verstärkt (Abb. 29,
Ergebnisse
69
links). Das Lignin-Spektrum zeichnet sich durch ein deutlich ausgeprägtes lokales Maximum
um 285 nm aus (Abb. 29, rechts).
200 300 400 500 600 700W e llen läng e [n m ]
Abs
orpt
ion
270 nm
407 nm
Fulvinsäuren:
FS NN3
FS T1
200 300 400 500 600 700W e llen läng e [n m ]
Abs
orpt
ion
285 nm
Lignin
Abb. 29 Absorptionsspektren von Fulvinsäuren (links) und Lignin
Auch von einigen Lipidextrakten wurden Absorptionsspektren aufgenommen. Dabei zeigt
sich, daß sowohl bei den terrestrischen als auch bei den marinen Proben eine Absorptions-
zunahme besonders im Bereich zwischen 400 und 450 nm sowie um 665 nm zu beobachten
ist. Die terrestrische Proben weisen zudem eine Schulter im Bereich um 275 nm auf (Abb.
30).
Der Einfluß anorganischer „Verunreinigungen“ auf die UV/Vis-Spektren zeigt sich in Abb. 31.
Die Steigung der Absorptionskurve für die Sedimentprobe (A) nimmt durch die Gegenwart
hoher Ascheanteile besonders im ultravioletten Bereich des Spektrums zu. Bei der Torfprobe
(B) fallen die Änderungen hingegen deutlich geringer aus. Dennoch kommt es auch hier
durch die HF-Behandlung zu leichten Änderungen der Absorptionsverhältnisse.
Ergebnisse
70
200 300 400 500 600 700W ellen länge [nm ]
Abs
orpt
ion
4 10 nm
665 nm
Lipidextrakte:
L ip id AC
L ipid NN3
275 nm
Abb. 30 Absorptionsspektren von Lipidextrakten (Beispiele)
300 400 500 600 700W e lle n läng e [nm ]
Abs
orpt
ion
U V /V is : H S aus S ed im ent (38)
unbehande lt (25 ,3% A sche)
m it HF (5% ) behandelt (4 ,2% Asche)
300 400 500 600 700W elle n län ge [nm ]
Abs
orpt
ion
U V /V is : H S aus Torf (T3)
unbehande lt (2 ,1% A sche)
m it HF (5% ) behandelt (0 ,9% Asche)
A
B
E 4/E 6unbehande lt: 4 ,69 behande lt: 4 ,84
A 2/A 4unbehande lt: 2 ,89 behande lt: 2 ,77
E 4/E 6unbehande lt: 7 ,02 behande lt: 6 ,91
A 2/A 4unbehande lt: 3 ,70 behande lt: 3 ,72
Abb. 31 Der Einfluß von anorganischen „Verunreinigungen“ auf die UV/Vis-Spek-
tren von Huminsäuren
Ergebnisse
71
3.3.6.2 Absorptionsverhältnisse: E4/E6 und A2/A4
Aufgrund der gewonnenen Erkenntnisse aus den Absorptionsspektren erschien es sinnvoll,
neben dem in der Literatur häufig zitierten Verhältnis der Absorptionen von 465 nm zu
665 nm, dem sogenannten E4/E6-Verhältnis (vergl. Abschnitt 4.2.5.3), auch das Absorpti-
onsverhältnis von 270 zu 407 nm zu bestimmen. Dieses Verhältnis wird im folgenden als
A2/A4-Verhältnis bezeichnet.
Die E4/E6-Verhältnisse der Nordseehuminsäuren liegen im Durchschnitt bei 4,87 (± 0,60
SD) mit einem Minimumwert von 3,42 für die Probe 37 und einem Maximum von 6,28 für die
Probe 141. Eine regional homogene Verteilung der Verhältnisse kann nicht festgestellt wer-
den. Auch die Wattproben weisen mit Werten zwischen 4,14 und 5,47 keine signifikant ande-
ren Verhältnisse auf. Ähnlich verhält es sich mit den übrigen Vergleichssedimenten aus der
Weser, der Ostsee und der Floressee. Die Messelprobe, wie auch die Wald- und Ackerbo-
denisolate liegen mit Werten um 5,0 ebenfalls in diesem Bereich. Lediglich die Huminsäuren
der Torfproben und das Quellerisolat weisen erhöhte E4/E6-Verhältnisse auf. Die Torfe
erreichen Werte von bis zu 8,07 (T4) und die Quellerprobe weist ein Verhältnis von 7,14 auf.
Für Lignin wurde ein Wert von 9,17 bestimmt.
Der Einfluß anorganischer „Verunreinigungen“ (Abb. 31) kommt auch in geänderten Absorp-
tionsverhältnissen zum Ausdruck. Der bei hohen Aschegehalten steilere Anstieg der Absorp-
tionskurve der Sedimentprobe (A) im ultravioletten Bereich bedingt folgerichtig ein höheres
A2/A4-Verhältnis gegenüber der aschearmen Probe. Im sichtbaren Bereich ist die Steigung
der Absorptionskurve der aschereicheren Probe etwas flacher, was sich in einem leicht
geringeren E4/E6-Verhältnis gegenüber der aschearmen Probe ausdrückt. Die Absorptions-
verhältnisse der Torfprobe (B) ändern sich durch die Flußsäurebehandlung hingegen deut-
lich weniger.
Die zum Vergleich bestimmten Absorptionsverhältnisse von 15 ungereinigten Fulvinsäureex-
trakten liegen sowohl für die E4/E6-Werte als auch für die A2/A4-Werte deutlich über denen
der entsprechenden Huminsäuren. Die E4/E6-Werte liegen zwischen 7,11 (NN3) und 11,78
(T1) und die A2/A4-Werte variieren zwischen 7,27 (Floressee) und 16,41 (Queller).
Die Erkenntnisse aus den Absorptionsspektren lassen vermuten, daß das A2/A4-Verhältnis
ein möglicher Parameter zur Unterscheidung der Huminsäuren hinsichtlich des Ursprungs
ihres zugrundeliegenden organischen Materials darstellt. So zeigt sich, daß Huminsäuren
terrestrischen Ursprungs (Wald-, Acker- und Torfproben) deutlich höhere Werte als die Pro-
ben marinen Ursprungs (Floressee, offene Nordsee) aufweisen. Eine Zusammenstellung der
Absorptionsverhältnisse, zusammengefaßt nach dem Ursprung der Proben, zeigt Abb. 32.
Ergebnisse
72
0,01,02,0
3,04,0
5,0
6,0
7,08,0
9,010,0
Flores
see
Nords
ee
Ostsee
Deut.
Bucht
Wat
t
Mar
mar
a
Mes
sel
Quelle
r
Wes
er
Acker
Wald
Torfe
Lignin
Proben (sortiert nach steigendem A2/A4-Verhältnis)
Abs
orpt
ions
verh
ältn
isse
E4/E6
A2/A4
Abb. 32 E4/E6- und A2/A4-Verhältnisse der Huminsäureisolate
Der dargestellte A2/A4-Mittelwert für alle untersuchten Nordseeproben von 2,51 repräsentiert
die Untersuchungsergebnisse natürlich nur ungenügend. Die A2/A4-Verhältnisse variieren
für die Nordseeproben zwischen 1,59 (NN3) und 3,45 (Station 53) bei einer Standardabwei-
chung von 0,33 .
Eine Verteilung der Verhältnisse über das Hauptprobengebiet zeigt Abb. 33. Aus der Karte
wird der Trend zu geringeren A2/A4-Werten in Richtung der offenen Nordsee deutlich. Die
niedrigsten Werte erreichen die Proben nördlich des Hauptprobengebietes (NN2 - NN5). Die
westlich gelegenen Proben SC1 und SC2 zeigen mit 2,38 bzw. 2,19 ebenfalls deutlich nied-
rigere Werte.
Die A2/A4-Verhältnisse der 15 untersuchten Fulvinsäuren liegen zwischen 7,72 (Sonne) und
16,41 (Queller) und damit deutlich über den Werten für die Huminsäuren. Die für die marinen
Sedimenthuminsäuren charakteristische Absorptionszunahme um 407 nm ist bei den Fulvin-
säuren nicht zu beobachten.
Die Behandlung zweier gelöster Huminsäuren mit den drei Kupferlösungen führen zu keinen
nennenswerten Änderungen der A2/A4-Werte der Proben (Tab. 10).
Probe SC1 SC1+S1 SC1+S2 SC1+S3 T2 T2+S1 T2+S2 T3+S3
A2/A4 2,38 2,26 2,34 2,39 3,98 3,62 3,91 3,92
Tab. 10 Einfluß von Kupferionen auf das A2/A4-Verhältnis von Huminsäuren
SC1, T2: Huminsäuren S1, S2, S3: Kupferlösungen (vergl. 2.6.4)
Ergebnisse
73
Lediglich die Lösung S1 mit einer Kupfer-II-Konzentration von 1,0 * 10-4 mol/L führt zu einem
leichten Rückgang im A2/A4-Verhältnis bei der Torfhuminsäure T2. Dieser ist in einer leich-
ten Abnahme der Absorption um 270 nm begründet. Im Bereich von 407 nm ist keine
Absorptionszunahme zu beobachten.
Abb. 33 Verteilung der A2/A4-Verhältnisse im Hauptprobengebiet
Ergebnisse
74
3.3.7 Fourier-Transform-Infrarotspektroskopie (FT-IR)
Die FT-IR-Spektren der Huminsäuren fallen auf den ersten Blick durch ihre Einfachheit auf,
vergleicht man sie mit den Spektren reiner Einzelsubstanzen. Der Grund hierfür liegt in der
Komplexität der Makromoleküle, welche eine Vielzahl unterschiedlicher funktioneller Grup-
pen in häufig ähnlicher, aber nicht identischer chemischer Umgebung aufweisen. Dadurch
kommt es zu Interferenzen der angeregten Schwingungen, die zu einer Verbreiterung der
registrierten Signale führen. Folglich weisen die IR-Spektren von Huminsäuren lediglich
breite Banden und keine scharfen Einzelsignale auf (MacCARTHY & RICE, 1985).
Die auffälligste und breiteste Bande ist die der O-H-Streckschwingungen im Bereich um
3400 Wellenzahl/cm (WZ). Sie findet sich als dominante Bande in allen Spektren und dehnt
sich über ein Intervall von mehr als 400 WZ aus. Die starke Verbreiterung der Bande wird
z.T. auch auf die ausgeprägte Anzahl von Wasserstoffbrückenbindungen zurückgeführt
(THENG et al., 1966). Obwohl den Huminsäuren ein stark carboxylischer Säurecharakter
nachgesagt wird, weisen die IR-Schwingungen um 3400 WZ nach Meinung von
MacCARTHY & RICE (1985) eher auf phenolische und alkoholische OH-Gruppen hin.
Im folgenden sollen die für die Interpretation von Huminsäure-IR-Spektren wichtigen Ban-
denbereiche kurz vorgestellt werden (Tab. 11). Je nach zugeführter Energie werden in den
Molekülen unterschiedliche Schwingungen angeregt. Man unterscheidet daher zwischen
einem Valenzschwingungsbereich (4000 - 1500 WZ) und einem Deformationsschwingungs-
bereich (1500 - 200 WZ). Der sogenannte Fingerprint-Bereich, in dem es zur Anregung von
Gerüstschwingungen kommt, die für das Gesamtmolekül charakteristisch sind, erstreckt sich
etwa von 1600 - 1000 WZ (SCHWEDT, 1995).
Bande
[Wellenzahl / cm]
angeregte Schwingungen Literatur
3700 – 3400 O-H-Streckschwingungen
N-H-Valenzen
MacCARTHY & RICE, 1985
FILIP & ALBERTS, 1994
2960 -CH3 asymmetrische Streckschwingung THENG et al., 1966
2920 -CH2 asymmetrische Streckschwingung THENG et al., 1966
2850 -CH2 asymmetrische Streckschwingung THENG et al., 1966
2600 H-Brücken gebundene OH-Gruppen der
Carboxylgruppe
PICCOLO et al., 1989
Tab. 11 Schwingungszuordnung der IR-Banden
Ergebnisse
75
Bande
[Wellenzahl / cm]
angeregte Schwingungen Literatur
1720 C=O-Streckschwingung in Carboxyl-,
Carbonyl, Keto- und Aldehydgruppen
MacCARTHY & RICE, 1985
THENG & POSNER, 1967
1650 Amid I (C-O-Streckschwingung)
Amidabsorption der Peptide
ungesättigte Ketone
FILIP & ALBERTS 1994
STEVENSON & GOH, 1971
THENG & POSNER 1967
1620 - 1610 Streckschwingungen ungesättigter
aromatischer Gruppen
SENESI et al. 1989b
1650, 1625, 1600 konjugierte C=C-Bindungen in z.B.
Dienen, Trienen usw.
HESSE et al. 1995
1600 aromatische C=C-Bindungen
stark H-brückengebundene C=O-
Bindungen in Chinonen
konjugierte Ketone (H-Brücken)
STEVENSON & GOH 1971
1560 - 1520 symmetrische und asymmetrische
Streckschwingungen von
Carboxylatgruppen
DENECKE et al. 1997
1540 Amid-II-Bande (Peptidbindung in
Proteinen)
STEVENSON & GOH 1971
1520 Amid-II-Bande
(C=O-Schwingung in Amidgruppen)
N-H-Deformation
SENESI et al., 1989b
FILIP & ALBERTS, 1994
1510 Streckschwingung aromatischer C=C-
Bindungen / Ringschwingungen
NH3+-Pendelschwingung
BELLAMY, 1975
MacCARTHY & RICE, 1985
1450 C-H-Pendelschwingungen in Aliphaten MacCARTHY & RICE, 1985
1420 C=C-Streckschwingungen in
aromatischen Ringen
FILIP & ALBERTS, 1994
1400 O-H-Pendelschwingungen (Alkohole,
Carboxylgruppen)
MacCARTHY & RICE, 1985
1385 symmetrische und asymmetrische
Streckschwingungen von COO-
O-H-Deformation und C-O-Streckung in
Phenolen, C-H-Deformationen
DENECKE et al., 1997
SENESI et al., 1989b
Tab. 11 (fortgesetzt) Schwingungszuordnung der IR-Banden
Ergebnisse
76
Bande
[Wellenzahl / cm]
angeregte Schwingungen Literatur
1300 - 1000 Ester, Polysaccharide und
Carboxylgruppen langkettiger
Fettsäuren
GESSA et al., 1983
1220 C-O-Streckschwingung und
O-H-Deformationen von
Carboxylgruppen
Amid-III-Bande
SENESI et al., 1989b
FILIP & ALBERTS, 1994
1160 - 1080 O-Al-OH, O-Fe-OH Schwingungen TAN et al., 1994
um 1030 Si-O-Streckschwingungen
C-O-Streckschwingungen in
Polysacchariden
typische Banden für Tonminerale
aromatische C-H-Deformation (in-plane)
FILIP & ALBERTS, 1994
LYNCH & SMITH-PALMER,
1992
STEVENSON & GOH, 1971
SENESI et al., 1989b
VAN DER MAREL &
BEUTELSPACHER, 1976
SARKANEN & LUDVIG,
1971
914 Si-O-Schwingungen VAN DER MAREL &
BEUTELSPACHER, 1976
FILIP & ALBERTS, 1994
unter 900 Pendelschwingungen (out-of-plane) von
aromatischen C-H-Bindungen
Schwingungen aliphatischer Ketten
SENESI et al., 1989a
800 C-H-Deformation in Aromaten
(=C-H out-of-plane)
FILIP & ALBERTS, 1994
BELZILE et al., 1997
780 - 458 Si-O-Schwingungen VAN DER MAREL &
BEUTELSPACHER, 1976
FILIP & ALBERTS, 1994
Tab. 11 (fortgesetzt) Schwingungszuordnung der IR-Banden
Die Angabe der Si-O, HO-Al-O und HO-Fe-O-Schwingungen in Tab. 11 soll verdeutlichen,
daß der Einfluß von anorganischen Verunreinigungen in den Huminsäureisolaten gerade auf
die IR-Spektren nicht vernachlässigt werden darf. Da die Aschegehalte der Isolate aus den
Böden und Sedimenten z.T. erhebliche Anteile (bis zu 30%) ausmachen, ist mit einer Beein-
Ergebnisse
77
flussung der Spektren durch diese „Verunreinigungen“ zu rechnen. Welche Bereiche der
Spektren eine Beeinflussung durch die koextrahierten Tonminerale erfahren, verdeutlicht
Abb. 34.
1000200030004000W ellenzahl / cm
Tra
nsm
issi
on
Torf-HS :
m it HF behandelt (0,9 % Asche)
unbehandelt (1,1 % Asche)
1000200030004000W ellenzahl / cm
Tra
nsm
issi
onNo rdsee-HS:
m it HF behandelt (2,4 % Asche)
unbehandelt (11,4 % Asche)
Abb. 34 Der Einfluß von anorganischen Verunreinigungen auf die IR-Spektren
von Huminsäuren: Nordsee-HS (oben) und Torf-HS
Ergebnisse
78
Durch die Behandlung der Isolate mit 5%iger Flußsäure konnten die Aschegehalte insbe-
sondere der Sedimentproben stark verringert werden (vergl. Abschnitt 3.3.3). Dies führt bei
den IR-Spektren im wesentlichen zu folgenden Änderungen (Abb. 34, oben):
- die OH-Bande um 3400 WZ wird deutlich schmaler.
- die Aliphatenbanden bei 2960 und 2850 WZ erfahren eine starke Betonung und werden
von der OH-Bande weniger überlagert.
- die OH-Bande um 2600 WZ erfährt ebenfalls eine leichte Betonung.
- die C=O-Bande bei 1720 sowie die Amid-II-Bande bei 1540 WZ nehmen etwas an Inten-
sität zu.
- die vor der Behandlung von den Si-O-Schwingungen um 1030 WZ stark überlagerten
CO- bzw. OH-Banden um 1220 WZ treten jetzt deutlich hervor.
- die typischen Si-O-Schwingungen bei 1030, 914, 523, 467 und 424 WZ gehen deutlich
zurück und geben die Schwingungen um 610 WZ (aromatische und aliphatische Pendel-
schwingungen) frei.
Bei Proben, die bereits vor der HF-Behandlung nur geringe Aschegehalte aufwiesen (z.B. die
Torfisolate), ist dagegen keine Änderung der Spektren zu beobachten (Abb. 34, unten). Dies
liefert die Gewißheit, daß die Huminsäuren durch die Flußsäure nicht angegriffen werden
und somit die Flußsäureprozedur auf alle Proben angewendet werden kann.
Eine Auswahl an IR-Spektren der mit Flußsäure behandelten Proben zeigt die Abb. 35.
Im Bereich von 4000 - 2000 WZ weisen die Spektren aller Proben große Ähnlichkeiten auf.
Bei den marinen Proben sind die Aliphatenbanden um 2960 und 2850 WZ etwas stärker
ausgeprägt als bei den terrestrischen.
Deutlichere Unterschiede finden sich im Bereich unter 2000 WZ. Während alle Proben eine
ausgeprägte Bande für die C=O-Valenzen um 1720 WZ aufweisen, kommt es für die
terrestrischen Proben zu einer Verschiebung der Bande um 1650 WZ in Richtung geringerer
Wellenzahlen. Für die Wald- und Ackerbodenproben liegt sie bei 1630 WZ und für die Torf-
proben bei 1600 WZ, was auf einen höheren aromatischen Anteil in diesen Proben schließen
läßt. Unterstützt wird diese Vermutung durch die ausgeprägte Bande um 1510 WZ, die bei
den marinen Proben völlig fehlt. Diese weisen hingegen bei 1540 WZ eine deutliche Amid-II-
Schwingung auf, die bei den Torfproben gar nicht und bei den Wald und Ackerproben nur
schwach zu erkennen ist.
Ergebnisse
79
1000200030004000W ellenzah l / cm
NU1
AC
T1
Q ueller
Tra
nsm
issi
on
JB
DB8
100
NN2
2920 2850 1720
1650
1540
1220
1030
Abb. 35 FT-IR-Spektren von Huminsäuren (Beispiele)
Die meisten der Banden unterhalb von 2000 WZ haben für alle Proben ähnliche Lagen, aber
durchaus unterschiedliche Intensitäten. Daher wurde der charakteristische Bereich mit
Schwingungen zwischen 2000 und 900 WZ mathematisch ausgewertet, um eine Quantifizie-
rung wichtiger Schwingungsbanden durchzuführen. Auf diese Weise können die Schwin-
gungsanteile unterschiedlicher Spektren miteinander verglichen werden. Zudem wird die
Ergebnisse
80
Auflösung der Spektren verbessert, da das Verfahren auch in der Lage ist, versteckte
Schwingungsanteile („hidden peaks“) zu lokalisieren und quantifizieren. Auf diese Weise
werden z.B. auch für die Torfproben Schwingungsanteile im Bereich um 1540 WZ erkannt,
die sich in den Spektren allenfalls als kaum angedeutete Schulter darstellen.
Zur vergleichenden Auswertung aller Spektren wurden folgende vier wichtige Schwingungen
quantifiziert:
- C=O-Valenzen um 1720 WZ
- Schwingungsanteile um 1650 WZ
- aromatische Schwingungen um 1600 WZ
- Amid-II-Anteile um 1535 WZ
Um Effekte durch Konzentrationsunterschiede bei der Spektrenaufnahme auszuschließen,
wurden jeweils zwei Schwingungsanteile ins Verhältnis gesetzt.
Das Verhältnis der Anteile bei 1720/1650 WZ liegt für alle Proben relativ nahe beieinander.
Im Mittelwert beträgt es 0,94 (± 0,23 SD), was die Ausgewogenheit der beiden Banden zum
Ausdruck bringt. Lediglich die Torfprobe T3, die Wattprobe NEU und die Ackerbodenprobe
lassen mit Werten von 2,19, 1,71 bzw. 1,66 eine deutliche Verschiebung zugunsten der
C=O-Bande erkennen. Das mit Abstand niedrigste Verhältnis mit 0,53 wurde für die Probe 9
ermittelt. Hier tritt die Bande um 1720 WZ nur als Schulter zur Bande um 1650 WZ auf.
Dagegen weist die Probe 36 mit 1,46 den größten Wert für die Nordseeproben auf, was
jedoch auf eine nur geringe Verbreiterung der Bande um 1650 WZ und nicht auf eine
Absorptionsdominanz bei 1720 WZ zurückzuführen ist.
Setzt man die Schwingungsanteile von 1720 WZ zu den aromatischen Anteilen um 1600 WZ
ins Verhältnis, so ergibt sich für die Nordsee- und Wattsedimente ein Mittelwert von 2,65,
wobei die stark gestreuten Einzelwerte (SD = 1,33) zwischen 0,88 (Station 72) und 7,12
(Station 20) schwanken.
Die Werte für die Ackerboden- und Torfproben liegen zwischen 0,77 (T3) und 1,50 (T5) bei
einem mittleren Wert von 1,12 (± 0,25 SD), was die erhöhten Schwingungsanteile aromati-
scher C=C-Bindungen zum Ausdruck bringt.
Höhere Amid-II-Schwingungsanteile werden dagegen für die marinen Proben bestimmt, was
sich in dem Bandenverhältnis von 1720/1535 WZ ausdrückt. Der Mittelwert der marinen Pro-
ben liegt mit 1,03 (± 0,25) deutlich unter den Werten der Torfproben, die zwischen 2,77 (T5)
und 12,40 (T4) variieren. Die verhältnismäßige Ausgeglichenheit der Schwingungsanteile
von 1720 WZ und 1535 WZ für die marinen Proben überrascht, wenn man die IR-Spektren
betrachtet. Dies erklärt sich aber über die größere Breite der Amid-II-Amplitude gegenüber
der C=O-Amplitude bei der computer-graphischen Auswertung. (Abb. 36).
Ergebnisse
81
FT-IR NN3Zerlegung: Gauss-Amp. (15 Peaks)
Fit=0.999689 SE=0.0933284
991.42
1035.7
10891152.9
12241300.4
1369.4
1413
1456.7
1505.7
1538.8
1606.2
1656.8
1721
1773.9
750 1000 1250 1500 1750 2000Wellenzahl / cm
-5
0
5
10
15
Abs
orpt
ion
-5
0
5
10
15
Abs
orpt
ion
0
5
10
15
20
Abs
orpt
ion
0
5
10
15
20
Abs
orpt
ion
Abb. 36 Quantifizierung von IR-Schwingungsbanden: Mathematische Zerlegung
des Spektrums (oben) in Gauss-Amplituden (unten).
Fit: Güte der Kurvenanpassung (optimal: Fit = 1,0)
SE: Standardfehler (optimal: SE = 0,0)
Ergebnisse
82
3.3.8 Fluoreszenzspektroskopie
3.3.8.1 Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm)
Die Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm) der Huminsäureisolate zeigen für alle Proben
sehr große Ähnlichkeiten. Sie zeichnen sich in der Regel durch ein Hauptmaximun im
Bereich zwischen 350 und 360 nm aus und weisen daneben drei Nebenmaxima bzw.
Schultern in den Wellenlängenbereichen um 390, 435 und 465 nm auf. Bei der letzten
Schulter handelt es sich um detektiertes Streulicht, welches in wäßrigen Systemen immer zu
beobachten ist (PARKER, 1959; GIENAPP, 1979). Diese sogenannte Raman-Bande findet
im Spektrum der Ackerbodenprobe eine besondere Ausprägung. Bei der Interpretation der
Spektren ist diese Bande jedoch nicht von Bedeutung, da sie dem Lösungsmittel zuge-
schrieben wird.
250 300 350 400 450 500W e llen länge [nm ]
N U 1
rela
tive
Flu
ores
zenz
T1
Q ue lle r
JB
D B6
100
N N 2
355 nm
390 nm
435 nm
465 nm
A C
Abb. 37 Anregungsspektren (Detektion bei 520 nm) von Huminsäuren (Beispiele)
Ergebnisse
83
Die Ausprägung der übrigen Fluoreszenzbanden ist zwar von Probe zu Probe etwas unter-
schiedlich (Abb. 37), ein signifikanter Unterschied zwischen den Proben terrestrischer und
mariner Herkunft kann anhand der Anregungsspektren nicht festgestellt werden.
3.3.8.2 Anregungsspektren (Detektion bei 440 nm)
Die Anregungsspektren, die bei einer Detektionswellenlänge von 440 nm aufgenommen
wurden, weisen im wesentlichen nur ein Maximum auf. Bei einigen Proben ist jedoch die
Raleigh-Streuung bei ein Anregungswellenlänge von 220 nm erkennbar (Abb. 38). Da es
sich bei dieser Strahlung jedoch um Streulicht handelt, welches von in der Probe vorhande-
nen Fluorophoren unabhängig ist, spielt diese Bande bei der Auswertung der Spektren keine
Rolle. Aus der Abbildung wird deutlich, daß die Anregungsmaxima durchaus unterschiedlich
lokalisiert sind.
200 250 300 350 400 450W e llen länge [nm ]
N U 1
A C
T1
Q uelle rrela
tive
Flu
ores
zenz
JB
D B 8
100
N N 2
Abb. 38 Anregungsspektren (Detektion bei 440 nm) von Huminsäuren (Beispiele)
So liegt das Fluoreszenzmaximum für die marine Probe NN2 bei 309 nm, während das
Maximum des Quellerextraktes bei 343 nm erreicht wird. Eine signifikante Korrelation zwi-
Ergebnisse
84
schen der Lage der Anregungsmaxima und der Herkunft der Huminsäuren läßt sich jedoch
nicht feststellen (Abb. 39). Beispielsweise liegt das Fluoreszenzmaximum für die Ackerbo-
denprobe mit 312 nm im Bereich der Nordseehuminsäure NN2, während die Huminsäure der
Station 100, die ebenfalls aus der Nordsee stammt, ihr Anregungsmaximum erst bei 327 nm
erreicht. Der Mittelwert für die Nordseeproben liegt bei 318 nm, wobei die Werte zwischen
305 nm (Probe SC1) und 328 nm (Probe 141) variieren. Abb. 39 zeigt die mittleren Lagen
der Fluoreszenzmaxima für die nach ihrer Herkunft gruppierten Proben. Dabei fällt beson-
ders das mit 354 nm für alle Proben längstwellig lokalisierte Maximum für die Skagerrakhu-
minsäure auf. Die Torfe erreichen ihr Fluoreszenzmaximum im Mittel bei 325 nm und variie-
ren zwischen 320 nm (T5) und 330 nm (T1).
280
290
300
310
320
330
340
350
360
Lignin
Wald
Acker
Torfe
Quelle
rW
att
Deutsc
he B
ucht
Nordse
e
Floress
ee
Skager
rak
Mar
mar
a Meer
Ostsee
Wese
r
Mes
sel
Proben (nach Herkunft zusammengefaßt)
Anr
egun
gsm
axim
um [n
m]
Abb. 39 Mittlere Lage der Anregungsmaxima (Detektion bei 440 nm) der Humin-
säureproben und Lignin; die Proben sind nach ihrer Herkunft zusam-
mengefaßt.
Ergebnisse
85
3.3.8.3 Emissionsspektren
Die Emissionsspektren der Huminsäuren (eine Auswahl zeigt Abb. 40) sind alle durch eine
sehr breite Bande mit einem Maximum im Bereich zwischen 436 nm (Probe 116) und
453 nm (SKK) gekennzeichnet. Im Mittel liegt das Emissionsmaximum für die Nordseepro-
ben bei 444 nm. Lediglich die Huminsäuren der Torfe T1, T3 und T4 sowie die Ackerboden-
huminsäure AC zeigen ein geringfügig langwellig verschobenes Emissionsmaximum um 460
nm. Eine eindeutige Tendenz zur Unterscheidung mariner und terrestrische Huminsäuren
läßt sich allerdings nicht feststellen (Abb. 41). Beispielsweise liegt das Emissionsmaximum
der Tiefseeprobe aus der Floressee mit einem Wert von 452 nm im selben Bereich wie das
Maximum der Waldbodenprobe NU1 (448 nm).
360 400 440 480 520 560W ellen länge [nm ]
N U 1
A C
T 1
Q u elle r
rela
tive
Flu
ores
zenz
JB
D B 6
1 00
N N 2
4 45 nm4 18 nm
Abb. 40 Emissionsspektren von Huminsäuren (Beispiele)
Ergebnisse
86
Neben dem Emissionsmaximum zeigen die meisten Spektren auch eine Schulter im Bereich
um 418 nm und um 525 nm. Letztere ist nur bei der Probe AC besonders ausgeprägt. Bei
der Emission um 418 nm handelt es sich um die häufig zu beobachtende Raman-Bande von
Wasser (PARKER, 1959; SENESI et al. 1991). Sie spielt bei der Charakterisierung der
Huminsäuren somit keine Rolle.
Für Lignin wurde ein Emissionsmaximum bei 440 nm ermittelt, das von der Quellerprobe ist
bei 445 nm lokalisiert.
Min-Max25%-75%Medianwert
Fluoreszenz: Emissionsmaxima von Huminsäuren
Lage
des
Em
issi
onsm
axim
ums
[nm
]
434
440
446
452
458
464
terr. HS (alt)terr. HS (rezent)
HS Wat tHS marin
Abb. 41 Box-Darstellung der Lage der Fluoreszenzemissionsmaxima von Humin-
säuren. Gruppenlegende: siehe 3.3.4
3.3.8.4 Synchronspektren
Im Gegensatz zu den Anregungs- und Emissionsspektren zeigen die Synchronspektren der
Huminsäuren eine stärkere Auflösung, so daß es zur Ausprägung zahlreicher Maxima
kommt (Abb. 42). Die größten Fluoreszenzintensitäten werden generell bei Emissionswel-
lenlängen zwischen 300 und 400 nm gemessen. Eine mehr oder minder stark ausgeprägte
Schulter findet sich im Bereich um 475 nm. Einige Proben weisen eine weitere Schulter zwi-
schen 500 und 550 nm auf (z.B. Probe 159).
Ergebnisse
87
200 300 400 500 600W ellen länge [nm ]
N U 1
A C
T1
rela
tive
Flu
ores
zenz
Q ue ller
JB
D B 6
100
N N 2
Abb. 42 Synchronspektren von Huminsäuren (Beispiele)
Da bei der großen Anzahl an Spektren eine Diskussion einzelner Fluoreszenzbanden als
wenig sinnvoll erscheint, werden die Fluoreszenzintensitäten über größere Wellenlängenbe-
reiche zusammengefaßt. Dies geschieht durch eine Flächenintegration unterhalb der erhal-
tenen Intensitätskurven. Dazu wird der gemessene Wellenlängenbereich in drei annähernd
gleich große Intervalle geteilt und für jedes Intervall die Fläche unterhalb der Fluoreszenz-
kurve bestimmt (Abb. 43).
Somit reduzieren sich die Informationen eines Spektrums auf die drei summierten Fluores-
zenzintensitäten innerhalb dieser Wellenlängenintervalle. Das Intervall der kurzwelligen Fluo-
reszenzemissionen umfaßt den Wellenlängenbereich von 250 bis 350 nm, der mittlere
Bereich erstreckt sich von 351 bis 450 nm und der langwellige Bereich faßt die Fluoreszenz-
emissionen oberhalb von 450 nm zusammen.
Ergebnisse
88
400 600W e lle n länge [nm ]
rela
tive
Flu
ores
zenz
In teg ralfläche 250 - 350 nm(48 ,8 % )
In teg ra lfläche 351 - 450 nm(4 0,8 % )
In teg ra lfläche 450 - 568 nm(10,4 % )
Abb. 43 Flächenintegration bei Synchronspektren (Beispiel NN3)
Eine Zusammenstellung der Ergebnisse dieser Flächenintegration zeigt Abb. 44. Dabei wird
deutlich, daß die marinen gegenüber den terrestrischen Proben tendenziell erhöhte Fluores-
zenzanteile im kurzwelligen Intervall aufweisen. Bei den terrestrischen Huminsäuren liegt der
Anteil mittelwelliger Fluoreszenz mit Werten um 50% eindeutig über dem der kurzwelligen
Fluoreszenz (30 –36%). Bei den Nordseeproben sind diese Unterschiede im Mittel deutlich
geringer. Der kurzwellige Anteil liegt hier bei 43,4%, während der mittlere Bereich etwa
46,6% ausmacht.
Allerdings variieren die einzelnen Anteile für die Nordseeproben beträchtlich. So weisen bei-
spielsweise einige Proben kurzwellige Anteile von nur 33% auf, während andere Proben bis
zu 51% erreichen (Abb. 45).
Ein ähnliches Verhalten wurde auch für den langwelligen Bereich beobachtet. Hier zeigen
die terrestrischen Proben im Mittel höhere Anteile als die marinen Huminsäuren. Den höch-
sten Wert erreicht der Torf T1 mit 18,0%. Für die Nordseeproben liegt der Mittelwert dage-
gen bei nur 10,0%. Dennoch erreichen auch hier einzelne Proben Anteile von bis zu 17,7%
(Station 173).
Ergebnisse
89
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Lignin
Wald
Acker
Torfe
Quelle
rW
att
Deutsc
he B
ucht
Nords
ee
Flores
see
Skage
rrak
Mar
mar
a M
eer
Ostsee
Wes
er
Mes
sel
Proben (nach Herkunft zusammengefaßt)
Ges
amtfl
äche
nant
eil [
%]
Flächenintegral 250 - 350 nm Flächenintegral 351 - 450 nm Flächenintegral 451 - 568 nm
Abb. 44 Fluoreszenzanteile der Synchronspektren – ermittelt über die Flächenin-
tegration der einzelnen Fluoreszenzkurven
Min-Max25%-75%Medianwer t
Fluoreszenz: Flächenintegrale 250 - 350 nm
Flä
chen
ante
il [%
]
28
32
36
40
44
48
52
56
terr. HS (alt)terr. HS (rezent)
HS Wat tHS mar in
Abb. 45 Box-Darstellung der prozentualen Flächenanteile des kurzwelligen
Bereiches (250 – 350 nm) am Gesamtflächenintegral der Fluoreszenz-
synchronspektren von Huminsäuren.
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Ergebnisse
90
Ein auffallend hoher Extremwert (47,3%) für die alten terrestrischen Huminsäuren in Abb. 45
wird für die Ölschieferprobe aus der Grube Messel beobachtet. Die Werte der Torfe liegen
dagegen deutlich darunter, was in dem engen 25 – 75% Intervall zum Ausdruck kommt.
3.3.8.5 2D-Fluoreszenzspektren
Von vier Huminsäureisolaten wurde auch ein zweidimensionales Fluoreszenzspektrum auf-
genommen. Dabei werden die Fluoreszenzemissionen innerhalb eines vorgegebenen Wel-
lenlängenbereichs in Abhängigkeit verschiedener Anregungswellenlängen gemessen. Die
Spektren der Proben NN2 (Nordsee-HS), JB (Watt-HS), AC (Boden-HS) und T1 (Torf-HS)
sind in den Abb. 46 und Abb. 47 dargestellt.
Während die Ackerbodenprobe lediglich ein Fluoreszenzmaximum aufweist, zeigen die übri-
gen drei Proben die Ausbildung mindestens eines weiteren lokalen Maximums. Die beiden
marinen Proben (Abb. 46) zeichnen sich durch verstärkte Fluoreszenzemissionen bei Anre-
gungswellenlängen zwischen 310 und 375 nm aus. Dabei liegt der maximale Emissionsbe-
reich für die Wattprobe zwischen 350 und 375 nm und für die Nordseeprobe zwischen 400
und 425 nm. Die Torfprobe zeigt bei Anregungswellenlängen zwischen 280 und 330 nm eine
Zunahme der Emission im Bereich zwischen 400 und 450 nm.
Bei sehr kurzwelliger Anregung (250 – 275 nm) zeigen alle Proben hohe Fluoreszenzemis-
sionen im Bereich zwischen 380 und 475 nm. Das Maximum für die Bodenprobe liegt dabei
um 410 nm, während die übrigen Proben Maximalwerte der Emission um 450 nm erreichen.
Bei einer Anregung von 280 nm weist die Nordseeprobe zudem ein weiteres Maximum um
310 - 320 nm auf.
Ergebnisse
91
Abb. 46 2D-Fluoreszenzspektren von Huminsäureisolaten aus einem Nordseese-
diment (oben) und einem Wattsediment (unten)
Ergebnisse
92
Abb. 47 2D-Fluoreszenzspektren von Huminsäureisolaten aus einem Ackerboden
(oben) und einem Torf (unten)
3.3.9 Protonen-NMR-Spektroskopie ( 1H-NMR)
Von zehn Huminsäureisolaten wurde ein 1H-NMR-Spektrum aufgenommen. Dabei handelte
es sich neben dem Quellerisolat und der Messelprobe um die Bodenproben NU1 und AC,
die Torfprobe T4, die Weserprobe DR1, das Wattsedimentisolat HS2 sowie die drei Nord-
Ergebnisse
93
seeproben 20, 106 und SC2. Da die Huminsäureisolate eine z.T. sehr schlechte Löslichkeit
in dem verwendeten Lösungsmittelgemisch aus D2O und NaOD aufwiesen, wurden die Pro-
ben vor der Überführung in die NMR-Röhrchen zentrifugiert.
Durch diese Löslichkeitsprobleme bedingt, zeigen die meisten Spektren ein relativ ungünsti-
ges Signal-Rausch-Verhältnis. Dennoch können signifikante Unterschiede zwischen den
einzelnen Proben beobachtet werden.
Abb. 48 zeigt beispielhaft die Spektren einer terrestrischen (T4), einer limnischen (DR1) und
einer marinen Huminsäure (SC2). Es wird deutlich daß alle Spektren kaum einzelne Signale
oder Multipletts aufweisen, wie dies für definierte Einzelsubstanzen in der Regel der Fall ist.
Vielmehr kommt es zur Ausbildung breiter, sich überlagernder Banden. Daher empfiehlt es
sich, nicht einzelne Peaks auszuwerten, sondern Bereiche chemischer Verschiebungen zu
integrieren und diese vergleichend zu betrachten. Dazu werden die Spektren in jeweils fünf
Bereiche unterteilt (DEREPPE et al., 1980):
Bereich 1: 8,5 – 5,8 ppm aromatische Protonen
Bereich 2: 5,8 – 4,1 ppm Protonen gesättigter Gruppen in α-Stellung zu zwei O-Atomen
Bereich 3: 4,1 – 2,8 ppm Protonen gesättigter Gruppen in α-Stellung zu einem O-Atom
Bereich 4: 2,8 – 1,7 ppm Protonen gesättigter Gruppen in α-Stellung zu aromatischen
Ringen oder funktionellen Gruppen mit C=O Bindungen
Bereich 5: 1,7 – 0,0 ppm Protonen gesättigter Gruppen in β-Stellung oder größerer Ent-
fernung zu aromatischen Ringen oder funktionellen Gruppen
mit C=O Bindungen
Die Ergebnisse der Bereichsintegrationen sind in Tab. 12 dargestellt. Das jeweilige Integral
für den Bereich 1 wurde dabei auf 1,00 normiert und die übrigen Integrale entsprechend
angepaßt. Für den Bereich 2 wurden keine Integrale berechnet, da in diesem Bereich das
Signal des Lösungsmittels D2O (4,7 ppm) die Spektren dominiert.
Probe Bereich 1 Bereich 2 Bereich 3 Bereich 4 Bereich 5 B1 / B5 B3 / B5 B3 / B48.5 - 5.8 ppm 5.8 - 4.1 ppm 4.1 - 2.8 ppm 2.8 - 1.7 ppm 1.7 - 0.0 ppm
NU1 1,00 (D2O) 2,07 1,75 2,36 0,42 0,88 1,18AC 1,00 (D2O) 1,45 1,83 4,53 0,22 0,32 0,79T4 1,00 (D2O) 1,55 1,37 1,10 0,91 1,41 1,13
DR1 1,00 (D2O) 48,09 51,32 141,20 0,01 0,34 0,94HS2 1,00 (D2O) 2,34 4,98 26,79 0,04 0,09 0,4720 1,00 (D2O) 5,01 22,85 171,54 0,01 0,03 0,22106 1,00 (D2O) 18,10 33,61 182,21 0,01 0,10 0,54SC2 1,00 (D2O) 42,26 41,47 71,90 0,01 0,59 1,02
Queller 1,00 (D2O) 24,48 30,32 60,31 0,02 0,41 0,81ME 1,00 (D2O) 0,11 0,43 20,65 0,05 0,01 0,26
Tab. 12 Integrale und Integralverhältnisse von Spektrenbereichen der 1H-NMR-
Spektren
Ergebnisse
94
D 2O
Abb. 48 1H-NMR-Spektren von Huminsäuren: Torf (oben), Weser (Mitte) und
Nordsee (unten)
Ergebnisse
95
Allgemein ist zu beobachten, daß die Proben aus dem aquatischen Milieu nur sehr wenige
Resonanzen im Bereich für die aromatischen Protonen aufweisen (Bereich 1). Dafür domi-
nieren die Signale in den aliphatischen Bereichen 3 – 5. Diese Bereiche sind auch bei den
terrestrischen Proben von deutlichen Resonanzen gekennzeichnet, so daß für diese Humin-
säuren ebenfalls vom Vorhandensein ausgeprägter aliphatischer Strukturen ausgegangen
werden kann.
Im Gegensatz zu der Nordseehuminsäure SC2 sind für die Weserprobe DR1 auch im aro-
matischen Spektrenbereich Signale zu erkennen. Da aber die Integralwerte für die aliphati-
schen Bereiche eindeutig dominieren, kommt diese Tatsache bei den Integralverhältnissen in
Tab. 12 nicht zum Ausdruck.
Besonders kritisch sollten die Integralwerte der Proben ME und 20 betrachtet werden, da die
Spektren beider Proben ein sehr ungünstiges Signal-Rausch-Verhältnis aufweisen.
Das Spektrum der Quellerprobe zeichnet sich wie das der marinen Proben durch deutliche
Signale in den aliphatischen Bereichen und kaum sichtbare Resonanzen im aromatischen
Bereich aus.
Generell lassen sich also durch die Protonen-NMR-Spektren für alle Huminsäuren aliphati-
sche Strukturanteile nachweisen. Der Anteil an aromatischen Protonen zeigt hingegen zwi-
schen den Huminsäuren mariner und terrestrischer Herkunft signifikante Unterschiede.
Diskussion
96
4 Diskussion
4.1 Basisparameter der Sediment- und Vergleichsproben
4.1.1 Das Hauptprobengebiet: Die Nordsee
Die Nordsee ist ein flaches Schelfmeer im Nordwesten Europas. Eingerahmt vom europäi-
schen Festland und den Britischen Inseln erreicht die Nordsee im Süden durchschnittliche
Wassertiefen von 40 m, während am nördlichen Schelfrand Tiefen von bis zu 200 m
bestimmt werden. Im Nordosten befinden sich zwei tiefe Becken, die Norwegische Rinne und
das Skagerrak, welche maximale Tiefen von 400 m bzw. 750 m aufweisen.
Der größte Teil der untersuchten Sedimente stammt aus dem südöstlichen Bereich des
Nordseeplateaus aus Wassertiefen zwischen 15 und 85 m. Nur die nördlichen Proben (NN2 -
NN5) und die Proben am Rande der Norwegischen Rinne (Stationen 160 - 162) kommen aus
Wassertiefen von deutlich über 100 m. Die Probe direkt aus dem Skagerrakbecken (SKK)
wurde in 525 m Wassertiefe genommen.
Der Sedimenttransport und damit der Transport an organischem Material innerhalb der
Nordsee wird überwiegend durch die Tiden, windinduzierte Wellen und Strömungen beein-
flußt (de HAAS, 1997). Sedimentpartikel erreichen die Nordsee vom Atlantik im Norden,
durch den Kanal im Südwesten, die Ostsee im Osten und den Eintrag der Flüsse. Darüber
hinaus trägt Erosion am Meeresboden und den Küstenrändern sowie die Primärproduktion
und atmosphärische Einträge zur Sedimentfracht der Nordsee bei.
Die Haupttransportrichtung der Nordseesedimente erfolgt dabei gegen den Uhrzeigersinn
(OTTO et al., 1990). Eine Ablagerung rezenter, feinkörniger Sedimente findet zum größten
Teil in den beiden tiefen Becken, der Norwegischen Rinne und dem Skagerrak, statt
(EISMA & KALF, 1987; van WEERING et al., 1993). Die höchsten Sedimentationsraten mit
bis zu 280 mm/100 a wurden für die Norwegische Rinne bestimmt (de HAAS et al., 1996).
Abgesehen von einigen kleineren Ablagerungsräumen für feinkörnige Sedimente, z.B. in der
Deutschen Bucht und um Helgoland, findet in der offenen Nordsee nur eine sehr geringe
Sedimentation feiner Partikel statt (de HAAS et al., 1997).
4.1.2 Wassergehalt und Feinfraktionsanteile der Nordseesedimente
Die Feinfraktionsanteile der untersuchten Sedimente sind überwiegend gering. Nur wenige
Proben erreichen Werte von über 25%. In Übereinstimmung mit den in Abschnitt 4.1.1
gemachten Aussagen finden sich erhöhte Werte von bis zu 28% bzw. 37% Feinfraktion in
Diskussion
97
den Sedimenten der Deutschen Bucht und am Rande der Norwegischen Rinne (Stationen
160 und 161). Daß es auch in Gebieten mit überwiegend geringen Feinfraktionsanteilen
durchaus zu lokalen Anstiegen der Ton- und Siltfraktion kommen kann, beweist die Probe
der Station 169, die in einer eindeutig sandigen Umgebung einen Feinfraktionsanteil von
über 32% aufweist.
Bei den Wattproben können die starken Unterschiede der Feinfraktionsanteile über differie-
rende Stömungsgeschwindigkeiten erklärt werden. So ist es nicht verwunderlich, daß die in
unmittelbarer Nähe des Deichefußes genommene Probe JB des von geringen Strömungsge-
schwindigkeiten geprägten Sander Watts im westlichen Teil des Jadebusens ein sehr schlik-
kiges Sediment mit 41% Feinfraktion aufweist (IRION, 1994), während das Sediment bei
Schillig nur knapp 10% Feinfraktion enthält. Durch die höheren Strömungsgeschwindigkeiten
am Rande der Jade kommt es hier lediglich zur Ausbildung eines Sandwatts.
Die deutliche Differenz zwischen den nahe beieinander gelegenen Sedimentproben HS1 und
HS2 (14,7 bzw. 2,5% FF) geht auf den Einfluß einer ehemaligen Miesmuschelbank zurück.
So befindet sich der Standort HS1 direkt im Zentrum der ehemaligen Bank, während die
Probe HS2 am Rande der Bank genommen wurde. Nun stellen Miesmuschelbänke im Watt
eine Falle für feinkörnige Sedimente dar (cf. HERTWECK & LIEBEZEIT, 1996), so daß die
darunterliegenden Sedimente mit Ton- und Siltpartikeln angereichert werden.
Besonders bei Wattsedimenten ist zudem zu berücksichtigen, das es zu jahreszeitlichen
Schwankungen in den Feinfraktionsanteilen kommen kann. So findet man im Sommer deut-
lich höhere Anteile als im Winter (BARTHOLOMÄ & FLEMMING, 1997). Dies wird vor allen
auf die erhöhte Hydrodynamik in der Wintersituation und das verstärkte Auftreten von Biode-
positen in den Sommermonaten erklärt.
Die gute Korrelation von Wassergehalt und Feinfraktionsanteilen drückt sich in dem linearen
Korrelationskoeffizienten von 0,85 aus und bestätigt die Ergebnisse von WIRTH & WIESNER
(1988) und RINNE (1999), die ebenfalls Oberflächensedimente aus der Nordsee bzw. der
Jade untersuchten. Daß die Werte dennoch einer gewissen Streuung unterliegen, ist auf die
Tatsache zurückzuführen, daß die hier untersuchten Sedimente nur einmal fraktioniert wur-
den und somit die Untersuchung der Korngrößenverteilung auf nur zwei Klassen beschränkt
blieb. Um so bemerkenswerter ist das nahezu identische Ergebnis für die Berechnung der
Ausgleichsgeraden bei RINNE (1999) und in dieser Arbeit (vergl. 3.1.1). Dies läßt auf sehr
ähnliche physikalische Eigenschaften der Sedimentpartikel aus der Nordsee und der Jade
schließen.
Diskussion
98
4.1.3 Elementgehalte der Sedimentfeinfraktionen und Vergleichsproben
4.1.3.1 Kohlenstoffgehalte
Es ist bekannt, daß Korngrößenverteilungen einen maßgeblichen Einfluß auf die Anreiche-
rung von organischem Material in marinen Sedimenten besitzen (z.B. van STRAATEN, 1954;
WIRTH & WIESNER, 1988). Dabei wird der überwiegende Teil des organischen Kohlenstoffs
über die partikuläre Phase in das Sediment eingebracht (DEGENS, 1970). Das organische
Material adsorbiert an mineralische Partikel und sinkt mit diesen zu Boden. Es wird vermutet,
daß diese Adsorption, die überwiegend an sehr feinkörnigen Partikeln stattfindet, maßgeblich
zur Erhaltung des organischen Kohlenstoffs in den Sedimenten beiträgt (HEDGES & KEIL,
1995). Auf diese Weise trägt das organische Material auch dazu bei, daß es überhaupt zur
Sedimentation der sehr feinen Silt- und Tonpartikel kommt. Einzelne Partikel werden durch
die organische Matrix z.T. miteinander verklebt und es bilden sich größere Sedimentflocken,
welche dann aufgrund höherer Sinkgeschwindigkeiten das Sediment erreichen (IRION,
1994).
Untersuchungen haben gezeigt, daß der TOC-Gehalt mariner Sedimente positiv mit dem
Anteil an feinkörnigen Partikeln korreliert ist. So fanden beispielsweise WIRTH & WIESNER
(1988) eine lineare Beziehung zwischen dem TOC-Gehalt von Nordseesedimenten und dem
prozentualen Gewichtsanteil der Sedimentfraktion <20 µm. Trägt man jedoch den Feinfrakti-
onsanteil der Sedimente gegen den TOC-Gehalt in dieser Feinfraktion auf, so läßt sich keine
direkte Korrelation zwischen den beiden Parametern erkennen. Vielmehr lassen sich nach
Meinung der Autoren zwei Gruppen von Sedimenten unterscheiden. Die erste Gruppe
umfaßt danach Sedimente aller Fazies von Schlick bis Sand, die eher geringe TOC-Gehalte
in ihren Feinfraktionen aufweisen, während die zweite Gruppe aus sandigen Sedimenten
besteht, deren TOC-Gehalte deutlich höhere Werte annehmen. Obwohl in dieser Arbeit die
Sedimentfraktionierung bei 63 µm anstelle von 20 µm vorgenommen wurde, zeigt sich ein
ähnliches Bild (Abb. 13). Auch hier lassen sich die beiden Sedimentgruppen leicht ausma-
chen, wenn auch einzelne Proben außerhalb der genannten Bereiche liegen.
Nach Auffassung von WIRTH & WIESNER (1988) lassen sich solche Beobachtungen damit
erklären, daß es neben einem konstanten und relativ geringen TOC-Hintergrund in den
Feinfraktionen, repräsentiert durch die erste Sedimentgruppe, auch zu lokal unterschiedlich
ausgeprägten Beimengungen von OC-reichen Partikeln (biogenen Depositen) kommt, die
dann zu starken TOC-Anstiegen führen können. Teilt man Sedimente in mehr als zwei Korn-
größenfraktionen, so zeigt sich, daß die einzelnen Korngrößenklassen durchaus unter-
schiedliche TOC-Hintergrundwerte besitzen (WIESNER et al., 1990).
Diskussion
99
Die in dieser Arbeit untersuchten Feinfraktionen der Nordseesedimente deuten auf einen
Hintergrundwert von ca. 2% TOC für die Fraktion <63 µm hin (Abb. 13, Punktgruppe B).
Die deutlich niedrigeren TOC-Gehalte der Floressee- und Mittelmeersedimente lassen sich
mit den wesentlich größeren Tiefen erklären, aus denen diese Proben stammen. So ist
bekannt, daß nur ca. 10% des absinkenden organischen Kohlenstoffs Sedimente in 4000 m
Wassertiefe erreicht (SUESS, 1980). Von diesem abgelagerten POC verbleiben dann letzt-
endlich weniger als 1% dauerhaft in den Sedimenten (JAHNKE 1996).
Die Niedermoortorfproben T2 - T5 liegen mit TOC-Gehalten zwischen 36 und 45% unterhalb
des für schwach zersetzte Torfe typischen Bereiches von 48 - 53% (NAUCKE, 1974). Dabei
muß berücksichtigt werden, daß die von NAUCKE angegeben Werte auf aschefreier Basis
ermittelt wurden, während die hier angegebenen Werte den Gesamtproben entsprechen.
Durch die Ablagerungsprozesse sind diese Proben teilweise mit darüberliegenden Materia-
lien vermischt. Dies drückt sich besonders in dem mit 27% besonders geringen TOC-Wert
für den Basaltorf T1 aus. Die aschefreien Kohlenstoffgehalte für stark zersetzte Torfe können
bis zu 63% betragen (NAUCKE, 1974).
Der hohe TOC-Gehalt von 18,7% in der Waldbodenprobe NU1 rührt von der starken Durch-
mischung der oberen Bodenschicht mit Zweig- und Laubresten her. Der darunter liegende
Lehmboden ist von dieser Durchmischung hingegen wenig beeinflußt, was in dem TOC-Wert
von 3,9% zum Ausdruck kommt.
Der ermittelte TOC-Gehalt des Messeler Ölschiefers von 24,5% stimmt mit der
Gesteinsanalyse des Schiefers überein. Danach stellt SiO2 neben geringeren Mengen an
Al2O3 und Fe2O3 den Hauptbestandteil des Schiefers (HARMS & SCHAAL, 1996). Die
Anteile an organischer Substanz werden mit 25% beziffert. HUC & DURAND (1977)
bestimmten für den Messeler Ölschiefer einen TOC-Wert von 29,7%.
Die gegenüber den terrestrischen Proben deutliche höheren TIC-Gehalte der Sedimente
gehen auf die für marine Proben typischen Ablagerungen von Carbonatmineralien zurück.
Dabei handelt es sich zu etwa 99% um die Minerale Calcit, Dolomit und Aragonit (DEGENS,
1965). Die hohen TIC-Werte der beiden Torfproben T4 und T5 aus dem Kern W3 können
durch die Vermischung der Torfe mit den darüber abgelagerten Wattsedimenten erklärt wer-
den. Die über den anderen Torfen T1 - T3 abgelagerten lagunären Sedimente haben hinge-
gen scheinbar keinen Einfluß auf die darunterliegende Torffraktion.
4.1.3.2 Stickstoff-, Schwefel- und Phosphorgehalte
Die stöchiometrische Zusammensetzung mariner organischer Substanz (ozeanisches
Plankton) entspricht ungefähr einem molaren Elementverhältnis von 106 : 16 : 1 für die Ele-
Diskussion
100
mente C : N : P (REDFIELD, 1958). Demnach liegt das molare C/N-Verhältnis dieses organi-
schen Materials bei ca. 6,6 und das C/P-Verhältnis bei ca. 106. Da in terrestrischen Pflanzen
geringere Mengen an Proteinen vorkommen, liegt deren C/N-Verhältnis über dem des mari-
nen organischen Materials (KUKAL, 1971; SARDESSAI, 1994).
Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, bleibt dieser Trend auch in diagenetisch überpräg-
tem Material erhalten, auch wenn das C/N-Verhältnis höhere Werte annimmt. So weisen die
Sedimentproben aus der Nordsee- und den Wattgebieten ein durchschnittliches molares
C/N-Verhältnis von 9,1 (± 0,8 SD) auf, während die Waldproben auf Werte von 19,6 (NU1)
bzw. 16,7 (NU2) kommen. Der Verlust an Stickstoff während der Diagenese (RASHID, 1985)
zeigt sich besonders stark bei den Torfproben und dem Ölschiefer. Die Torfe erreichen C/N-
Werte von 20,6 (T1) bis 39,6 (T4) und die Probe aus der Grube Messel weist sogar ein C/N-
Verhältnis von 46,8 auf. Das dagegen verhältnismäßig niedrige C/N-Verhältnis des Ackerbo-
dens (12,5) ist vermutlich auf den Einsatz von Düngemitteln zurückzuführen. Im Falle einer
„organischen Düngung“ mit Gülle kommt es neben Ammonium- und Nitratverbindungen auch
zum direkten Eintrag organischer Stickstoffverbindungen (z.B. Harnstoff) in den Boden, wäh-
rend anorganische Dünger sich in der Regel auf die Bereitstellung von Ammonium- und/oder
Nitratsalzen beschränken.
Der besonders starke diagenetische Verlust an Phosphor (RASHID, 1985) kommt in den
hohen C/P-Verhältnissen zum Ausdruck, die alle deutlich über dem REDFIELD-Verhältnis
von 106 liegen. Die Nordsee- und Wattsedimente erreichen im Durchschnitt ein C/P-Verhält-
nis von 230,1 (± 40,6 SD). Die Werte für die terrestrischen Proben liegen sogar noch deutlich
darüber (AC: 573; NU1: 3460; NU2: 5101) und erreichen bei der Messelprobe einen
Extremwert von über 84.000.
Vergleicht man die Mittelwerte der POP- und TPP-Gehalte der Sedimentproben, so zeigt
sich, daß ca. 29% des TPP durch organische Phosphatverbindungen aufgebracht werden.
Dieser Wert deckt sich mit den Angaben von GERLACH (1990), wonach in den Sedimenten
der Kieler Bucht 15 – 40% des Gesamtphosphors durch organisch gebundenen Phosphor
aufgebracht werden.
Die hohen Schwefelgehalte (3,5 – 8,0 Gew.%) der holozänen Torfe lassen sich durch die
Bildung von Pyrit erklären, welches die mikrobielle Reduktion von Seewasser-Sulfat reflek-
tiert (DELLWIG et al., 1999). Die Autoren gehen davon aus, daß die abgelagerten Torfe
durch kurzzeitige Überflutungen mit Sulfaten aus dem Meerwasser versorgt wurden, die
dann durch schwefelreduzierende Bakterien in Sulfide überführt wurden. Auch eine Diffusion
von Sulfaten aus den die Torfe überlagernden Sedimentschichten kann nicht ausgeschlos-
sen werden.
Während die Sedimente ein durchschnittliches C/S-Verhältnis von 36,5 (± 16,8 SD) aufwei-
sen, erreichen die Quellerprobe (211,3) sowie die Bodenproben (322,2 – 392,8) einen deut-
Diskussion
101
lich höheren Wert. Hier zeigt sich erneut der geringere Proteinanteil höherer Pflanzen
gegenüber den marinen Organismen, da der größte Anteil des Schwefel in den Pflanzen aus
den Aminosäuren wie Cystein, Cystin oder Methionin stammt (STEWART et al., 1983). Die
Autoren zitieren für verschiedene terrestrische Pflanzen C/S-Verhältnisse von 150 – 450.
Die Elementanalyse des Ausgangsmaterials zeigt also durchaus signifikante Unterschiede
zwischen den Proben mariner und terrestrischer Herkunft.
Inwieweit diese Unterschiede in der Huminsäurefraktion der jeweiligen Proben erhalten blei-
ben und welche spektroskopischen oder isotopischen Differenzierungen möglich sind, soll in
den folgenden Abschnitten diskutiert werden.
Diskussion
102
4.2 Die Huminsäurefraktion
Bei der Diskussion der Ergebnisse der Huminsäureuntersuchung soll in erster Linie der
Frage nachgegangen werden, ob sich auf dem Wege der angewendeten analytischen Unter-
suchungsverfahren Parameter finden lassen, anhand derer eine Unterscheidung mariner und
terrestrischer Huminsäuren möglich wird. Aus der Literatur sind hierzu zahlreiche Ansätze
bekannt, deren Aussagekraft aber aufgrund häufig sehr geringer Probenanzahlen nicht
immer überprüft werden konnte.
Zudem soll diskutiert werden, ob es möglich ist, durch die Kombination mehrerer oder aller
gemessener Parameter die Signifikanz einer solchen Differenzierung zu erhöhen.
4.2.1 Huminsäuregehalte und Extraktionseffizienz
Wie in Abschnitt 3.3.2 erwähnt, können die ermittelten Huminsäuregehalte nicht als absolute
quantitative Größen angesehen werden. Ein wichtiger Grund hierfür liegt in der Tatsache,
daß es sich bei Huminsäuren um operativ gewonnene Substanzen handelt, deren erhaltene
Ausbeute nicht alleine vom verwendeten Lösungsmittel (HAYES, 1985), sondern auch von
der Dauer der Extraktion abhängt (PARSONS, 1988). Da es aber besonders im Falle der
alkalischen Extraktion mit zunehmender Extraktionsdauer zu chemischen Veränderungen,
insbesondere der Aufnahme von Sauerstoff durch die Huminsäuren kommt, wurden alle
Proben unabhängig von dem erreichten Status der Extraktion gleich lange extrahiert, um
eine Vergleichbarkeit der Ergebnisse zu gewährleisten.
Aus diesem Grunde werden nur besonders auffällige Huminstoffgehalte diskutiert. So hat
sich für 34 der Nordseesedimente gezeigt, daß durchaus nennenswerte TOC-Gehalte von
bis zu 5% nicht gleichbedeutend mit entsprechenden Huminsäureanteilen sind. Durch die
Lipid- und Huminsäureextraktion wurde beispielsweise von der Sedimentprobe der Station
215 der TOC-Gehalt nur von 2,62% auf 2,54% verringert, was einer TOC-Reduktion um
lediglich 3,1% entspricht. Folglich waren 96,9% des organischen Kohlenstoffs der Extraktion
nicht zugänglich. Es muß sich also um inerte Kohlenstoffverbindungen handeln, die der
Humin- oder Kerogenfraktion zugeschrieben werden können, was auf ein hohes Alter für das
untersuchte Material schließen läßt. 14C-Datierungen der organischen Fraktion von Oberflä-
chensedimenten des Skagerraks, der nördlichen Nordsee und des schleswig-holsteinischen
Wattenmeeres ergaben ein Alter des untersuchten Materials zwischen 2.000 und 3.000 Jah-
ren (J RGENSEN et al., 1981). Um diesem Aspekt jedoch genauer nachgehen zu können,
wäre eine Huminextraktion mit anschließender Maceralanalyse erforderlich, durch die sich
Diskussion
103
der Reifegrad des organischen Materials bestimmen ließe (ROBERT, 1980). Dies war jedoch
nicht Thema dieser Arbeit.
Wie stark sich die Effizienz der Extraktion bezüglich der Reduzierung der Elementgehalte
von Probe zu Probe unterscheiden kann, zeigt Abb. 49.
Während also aus der Probe 215 nur 3,1% des TOC herausgelöst wurden, brachten die
Extraktionen der Ackerbodenprobe eine TOC-Reduktion von über 93%.
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
90,0
100,0
NU
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AC
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HS
1
DB
7 13 27 36 53 61 108
142
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Proben
Red
uktio
n de
r E
lem
entg
ehal
te
[%]
TOC TN TS TPP
Abb. 49 Prozentuale Reduktion der Elementgehalte ausgewählter Proben durch
die Lipid- und Huminsäureextraktion
Abb. 49 macht auch deutlich, daß der bei weitem größte Teil des Phosphors und des
Schwefels durch die Extraktion erfaßt wird, was für die übrigen Parameter TOC und TN nicht
unbedingt der Fall ist. Eine gewisse Sonderrolle nimmt die Quellerprobe ein. Hier zeigt sich,
daß über 50% des Phosphats nicht durch die Extraktion herausgelöst werden können. Die
Untersuchung der einzelnen Phosphatfraktionen ergab sogar einen Reduktionsanteil des
POP von nur 32%. Demnach liegen in frischem Pflanzenmaterial Phosphorverbindungen vor,
die weder der Huminsäure- noch der Lipidfraktion zugeschrieben werden können. Bei diesen
kann es sich beispielsweise um wichtige Biomoleküle wie die hochmolekularen phosphathal-
tigen Nucleinsäuren (z.B. DNA, RNA) handeln (LIBES, 1992).
Diskussion
104
4.2.2 Aschegehalte
Die z.T. hohen Glührückstände der Huminsäureextrakte besonders bei den Sediment- und
Bodenproben weisen auf eine Koextraktion anorganischer Verbindungen hin. Nach HUC &
DURAND (1977) handelt es sich bei solchen anorganischen „Verunreinigungen“ in erster
Linie um Alumosilikate. Die von den Autoren untersuchten Huminsäureisolate alter und
rezenter Sedimente enthielten dabei Ascheanteile von 1 - 23%. BARUAH (1986) fand in
alkalischen Huminsäureextrakten aus Böden und Sedimenten sogar Ascheanteile von bis zu
40,2%, während der Extrakt aus einer Lignitprobe nur 3,7% Asche enthielt. Die elementana-
lytische Untersuchung der Asche zeigte eine deutliche Kopplung der Aluminium- und Silizi-
umgehalte, was ebenfalls einen Hinweis auf Alumosilikate darstellt. Mittels Röntgenanalyse
gelang BARUAH (1986) der Nachweis des Silikatminerals Dickit. Der größte Teil der Asche
besteht nach Angabe der Autoren jedoch aus amorphem Material. Die starke Diskrepanz in
den Ascheanteilen von Proben aus überwiegend organischer Matrix (Queller, Torfe) gegen-
über Proben aus mineralisch dominierter Matrix (Böden, Sedimente) wird auch in dieser
Arbeit bestätigt.
Wie FILIP & ALBERTS (1994) zeigen konnten, adsorbieren Huminsäuren besonders gut an
Tonminerale wie Kaolinit oder Montmorillonit. Die Adsorption an Quarz ist hingegen um ein
Vielfaches schwächer ausgeprägt. Auch nach einer erneuten Extraktion der adsorbierten
Huminsäuren bleiben große Mengen der Tonminerale mit den Huminsäuren verbunden.
Diese starken Wechselwirkungen zwischen den Mineralen und den Huminstoffen scheinen
verwunderlich, wenn man bedenkt, daß sowohl die Huminsäuren als auch viele Tonminerale
eine oberflächliche negative Ladung besitzen, die zur gegenseitigen Abstoßung führen sollte
(RASHID, 1985). In diesem Falle fungieren jedoch Kationen wie z.B. allgegenwärtige Eisen-
und Aluminiumspezies als verbindende Ladungsbrücken. Zudem können sie die Mineral-
oberflächen mit einer nach außen positiv geladenen Eisen- oder Aluminiumoxidschicht über-
ziehen (BECKETT, 1990).
Ein ebenfalls positiver Einfluß auf die Adsorption von Huminsäuren konnte für Na+ und Ca2+-
Ionen nachgewiesen werden (SCHLAUTMAN & MORGAN, 1994). Diese Tatsache unter-
stützt auch die Beobachtung, daß besonders die häufig verwendeten Extraktionsmittel
Natronlauge und Natriumpyrophosphatlösung zu hohen Ascheanteilen in den Huminsäuren
führen, während aprotische organische Lösungsmittel wie DMSO, DMF oder Aceton deutlich
weniger anorganische „Verunreinigungen“ extrahieren (PICCOLO et al., 1989). Allerdings
weisen die Extrakte letzterer Lösungsmittel auch strukturelle Unterschiede zu den Huminsäu-
ren auf, die mit den anorganischen Lösungsmitteln gewonnen wurden.
Das Problem der hohen Ascheanteile wurde von vielen Forschern auf dem Gebiet der mari-
nen Huminstoffe bisher nur wenig beachtet. In der Bodenhuminstofforschung wurde dieser
Diskussion
105
Problematik hingegen mehr Aufmerksamkeit gewidmet (HEDGES et al., 1997). Daß der Ein-
fluß anorganischer Anteile besonders bei der Untersuchung spektroskopischer Eigenschaf-
ten von Huminsäuren berücksichtigt werden muß, zeigen die IR- und UV/Vis – spektroskopi-
schen Ergebnisse dieser Arbeit (vergl. 3.3.6 und 3.3.7).
4.2.3 Elementgehalte (C, N, P) der Huminsäuren
4.2.3.1 Der Kohlenstoffgehalt
Kohlenstoff ist das Hauptelement in Huminsäuren. Die C-Gehalte zeigen jedoch eine große
Schwankungsbreite, welche von der Herkunft, dem Grad der Humifizierung und zahlreichen
äußeren Bedingungen abhängig ist (RASHID, 1985). Aufgrund ihrer höheren Funktionalität
und den damit verbundenen höheren Sauerstoffgehalten liegt der Kohlenstoffgehalt für Ful-
vinsäuren im Durchschnitt deutlich unterhalb dem der entsprechenden Huminsäuren (RICE
& MacCARTHY, 1991). Die Autoren ermittelten aus der Zusammenstellung zahlreicher
Publikationen einen durchschnittlichen Kohlenstoffgehalt von 55,1 ± 5,0% für Huminsäuren
(410 Proben) und 46,2 ± 5,4% für Fulvinsäuren (214 Proben). Dabei fallen besonders die
großen Extremwertintervalle für die jeweiligen Fraktionen auf. So variieren die Werte für die
Huminsäuren zwischen 37 und 76% sowie für die Fulvinsäuren zwischen 35 und 75%. Bei
der Untersuchung einer limnischen Standardprobe der IHSS ermittelten SENESI et al.
(1989b) sogar für die Fulvinsäure einen höheren Kohlenstoffanteil (51,23%) als für die ent-
sprechende Huminsäure (50,71%).
Vergleicht man, wie in der vorliegenden Arbeit geschehen, die gleiche Huminstofffraktion von
Proben unterschiedlicher Ursprungsquellen, so lassen sich bezüglich des Kohlenstoffanteils
zwar Unterschiede ausmachen, doch ist eine signifikante Beziehung zwischen der Quelle
und dem ermittelten Wert nicht festzustellen. So liegen die Medianwerte für die marinen und
Wattproben zwar mit ca. 51 bzw. 49% unterhalb denen der terrestrischen Proben (53,5 und
55,5%, Abb. 23), doch kommt es für beide alle Probengruppen zu starken Überlappungen
der Wertebereiche. Auch RICE & MacCARTHY (1991) fanden bei ihrer Literaturstudie keine
eindeutigen Tendenzen zwischen den Kohlenstoffgehalten mariner und terrestrischer
Huminsäuren. Der Medianwert der 215 erfaßten terrestrischen Huminsäuren liegt bei
56,0% C, der der 23 erfaßten Torfproben bei 57,4% und der für die 95 zusammengefaßten
marinen Proben bei 56,4%. Lediglich die 56 ausgewerteten Süßwasserproben erreichten
einen etwas geringeren Medianwert von 51,7%. Diese Tendenz kann für die in dieser Arbeit
untersuchten Weserproben nicht bestätigt werden, da sie mit Werten zwischen 52 und 55%
C klar im 25 - 75%-Bereich der marinen Proben liegen.
Diskussion
106
Die Tatsache, daß Fulvinsäuren im Mittel geringere Kohlenstoffgehalte aufweisen als
Huminsäuren, läßt sich mit ihrer höheren Funktionalität erklären. Ob man daraus allerdings
Aussagen über den Reifegrad einer Huminsäure ableiten kann, bleibt fraglich. So weist zwar
der Quellerextrakt mit 45% C den geringsten Wert aller Proben auf, doch liegt der Gehalt für
die 50 Mio. Jahre alte Messelprobe mit 47% in der gleichen Größenordnung.
ISHIWATARI (1975) konnte für Seensedimente zeigen, daß der Kohlenstoffgehalt sowohl in
Fulvin- als auch in Huminsäuren mit der Probenahmetiefe zunimmt. Dieses Verhalten läßt
sich auch für die marinen Proben beobachten. So liegen die C-Werte der Wattproben im
Mittel um ca. 2% unter denen der Nordseeproben. Die Floresseeprobe aus einer Wassertiefe
von 2200 m kommt sogar auf einen Wert von 56% Kohlenstoff. Doch auch diese Abhängig-
keit wird durch die starke Streuung der Meßwerte für die Nordseeproben relativiert.
Zusammenfassend läßt sich also sagen, daß über eine rein quantitative Erfassung des Koh-
lenstoffgehalts in Huminsäuren keine signifikante Aussage über deren Ursprung gemacht
werden kann.
4.2.3.2 Der Stickstoffgehalt
Der Stickstoffgehalt in marinen Huminsäuren liegt in der Regel zwischen 3 und 6% und wird
zu einem großen Teil durch mit den Huminsäuren assoziierten Aminosäuren aufgebracht
(RASHID, 1985). Für terrestrische Bodenhuminstoffe werden Stickstoffgehalte zwischen 0,8
und 4,3% als typisch angesehen (STEELINK, 1985). Während ERTEL & HEDGES (1983)
eine Stickstoffanreicherung für marine Huminsäuren (im Mittel 4,91 % N) gegenüber terre-
strischen Huminsäuren (2,13 % N) feststellen konnten, ergab die Literaturstudie von RICE &
MacCARTHY (1991) keine signifikanten Unterschiede zwischen Huminsäuren aus Böden (im
Mittel 3,6 % N) und marinen Sedimenten (3,8% N). Dagegen fanden letztere geringere Stick-
stoffanteile in Huminsäuren aus Süßwassersedimenten (2,6 % N) und Torfen (2,8% N).
Die Ergebnisse dieser Arbeiten bestätigen den Trend der terrestrischen Proben zu geringe-
ren Stickstoffanteilen gegenüber den marinen Extrakten. Besonders die alten Proben, also
die Torfe und der Ölschiefer, zeichnen sich durch deutlich geringere Stickstoffanteile (1 - 3%)
gegenüber den Nordseeproben (4 – 6% N) aus. Doch auch die rezenten Weser- und Boden-
proben kommen über Stickstoffanteile von 3 – 4% nicht hinaus. Gut erkennbare IR-Banden
im Bereich um 1650 WZ (Amid-I) und 1540 WZ (Amid-II) weisen auf deutliche Anteile amid-
gebundenen Stickstoffs in den marinen Proben hin. Daß es sich bei diesen Banden wirklich
um proteinspezifische Amidbanden handelt, konnten PETRONIO et al. (1994) zeigen. Durch
Hydrolyse mit 6M HCl war es den Autoren möglich, die entsprechenden Banden völlig aus
den IR-Spektren der untersuchten Huminsäuren zu entfernen. Eine anschließende
Diskussion
107
Aminosäureanalyse wies Glycin, Alanin, Asparaginsäure und Glutaminsäure als Hauptbe-
standteile des Hydrolysats nach.
Als Hauptstickstoffquelle für marine Huminstoffe dient das stark proteinhaltige Phytoplank-
ton. Doch auch niedere Pflanzen des marinen Systems können aufgrund ihres relativ hohen
Stickstoffgehaltes einen wichtigen Beitrag leisten (RASHID, 1985).
Die besonders niedrigen Stickstoffwerte für die „alten“ Proben weisen auf einen Verlust an
Stickstoff durch Abbauprozesse hin (Diageneseeffekt). So kommt die Huminsäure des aus
fluvialen Sedimenten entstandenen Messeler Ölschiefers nur auf einen N-Wert von 1,3%,
während die Extrakte der rezenten Wesersedimente immerhin 3 - 4% Stickstoff enthalten.
Der hohe Wert von 7% Stickstoff für den Quellerextrakt unterstützt diese These ebenfalls,
wie auch die Ergebnisse von HANNEMANN (1995), der bei der Extraktion von frischem
Pflanzenmaterial aus terrestrischen und marinen Systemen Stickstoffgehalte von 4%
(Eichenlaub) bis zu 7,5% (Keilmelde) ermittelte. Der Wert für den Extrakt aus getrocknetem
marinem Schaum erreichte sogar 8,3%.
Zusammenfassend läßt sich also feststellen, daß Stickstoffgehalte in Huminsäuren durchaus
als Indikator für den Ursprung des organischen Materials dienen können, daß aber die
Betrachtung von Einzelwerten keine Sicherheit bieten kann, da es zu starken Variationen
innerhalb einer Ursprungsgruppe kommen kann und da diagenetische Prozesse Einfluß auf
die Stickstoffgehalte in Huminstoffen nehmen.
4.2.3.3 Der Phosphorgehalt
In der Literatur finden sich relativ wenige Arbeiten, die auch die Bestimmung von Phosphor
in Huminsäuren zum Thema haben. Ein Grund hierfür liegt in der Tatsache, daß alle Extrak-
tionen unter der Verwendung von Natriumpyrophosphat als alleiniges oder zugesetztes
Extraktionsmittel eine Bestimmung von natürlich eingebautem Phosphor in Huminsäuren
sinnlos machen. Wie FRANCIOSO et al. (1998a) zeigen konnten, werden Pyrophosphat-
anionen aus dem Extraktionsmittel in deutlich meßbaren Anteilen in die Huminsäuremoleküle
inkorporiert. So führte beispielsweise die Extraktion eines Torfes mit einem Gemisch aus
Natronlauge und Natriumpyrophosphatlösung zu einem Phosphoranteil von über 8% in den
Extrakten. Der natürliche Gehalt an Phosphor in Huminsäuren liegt hingegen in der Regel
unterhalb von 0,2% (RASHID, 1985). Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, können in
Einzelfällen auch höhere Werte bis 0,44% P beobachtet werden, doch der Mittelwert von
0,15% Phosphor bestätigt die obige Aussage. Wie schon für die Stickstoffwerte beschrieben,
führen diagenetische Abbauprozesse auch zu einer Abnahme des Phosphors in Huminsäu-
ren (NISSENBAUM, 1979). Die niedrigen P-Gehalte für die Messel- und Torfproben zeigen
Diskussion
108
dies sehr deutlich. Noch drastischer verhält es sich bei den beiden Waldböden, bei denen
der rezente Oberboden den mehr als dreifachen Phosphorgehalt aufweist als der darunter
befindliche B-Horizont.
Als Phosphorquelle für marine Huminstoffe dient in erster Linie marines Plankton. Für terre-
strische Proben werden höhere Pflanzen als Hauptphosphorquelle angenommen
(NISSENBAUM, 1979). Die Phosphorgehalte in terrestrischen Huminsäuren ähneln denen
der marinen und überschreiten selten einen Wert von 0,3%. Der Wertebereich der rezent
terrestrischen Proben liegt erwartungsgemäß auch innerhalb der Bereiche für die Watt- und
Nordseeproben, wobei allerdings im Mittel eine Tendenz zu niedrigeren P-Gehalten zu
beobachten ist. Dennoch läßt sich zusammenfassend feststellen, daß Phosphorgehalte in
Huminsäuren als Einzelparameter nicht zur Unterscheidung verschiedener Quellen des
organischen Materials herangezogen werden können. Sehr niedrige P-Werte sind gleichwohl
ein Indiz für diagenetisch überprägtes Material.
4.2.3.4 C/N- und C/P-Verhältnisse
C/N-Verhältnisse werden schon seit vielen Jahren herangezogen, um marines und terrestri-
sches organisches Material zu unterscheiden (RASHID, 1985). Aufgrund ihres relativen
Stickstoffreichtums weisen marine gegenüber terrestrischen Proben in der Regel geringere
C/N-Verhältnisse auf (STUERMER et al., 1978). Bezogen auf das gesamte organische Mate-
rial liegen die C/N-Verhältnisse für marine Proben unter 10 (PARSONS, 1975), während ter-
restrisches Material Werte um 12 erreicht (KUKAL, 1971). Diese Werte sind sicherlich nur als
grobe Richtwerte anzusehen, da, wie bereits erwähnt, diagenetische Prozesse einen ent-
scheidenden Einfluß auf die elementare Zusammensetzung des organischen Materials neh-
men können. So ist es auch nicht verwunderlich, daß die C/N-Verhältnisse von Huminsäuren
z.T. deutlich oberhalb der angegeben Werte liegen (Abb. 50).
Innerhalb dieser einen Fraktion des organischen Materials lassen sich aber auch hier Unter-
schiede zwischen den Proben unterschiedlicher Herkunft ausmachen. So weisen die mari-
nen Proben im Mittel deutlich geringere C/N-Werte auf als die terrestrischen Extrakte. Das
relativ hohe C/N-Verhältnis von 18,3 für die Wattprobe AUG kann somit als Indiz für den
Eintrag großer Mengen an terrestrischem Material in das Sediment angesehen werden, was
aufgrund der weit in der Jadebucht gelegenen Probenahmeposition auch zu vermuten ist.
SARDESSAI (1994) weist jedoch ausdrücklich darauf hin, daß die Heranziehung des C/N-
Verhältnisses zur Bestimmung von terrestrischen Anteilen in marinen Proben stets mit
großer Vorsicht zu betrachten sind, da eben und gerade auch diagenetische Effekte zu
berücksichtigen sind.
Diskussion
109
Die fehlende diagenetische Überprägung bei der Quellerprobe bedingt somit auch den für
alle Proben geringsten C/N-Wert von nur 7,5, der in den von PARSONS (1975) angegeben
Bereich für rezente marine Proben fällt.
Min-Max25%-75%Medianwert
C/N-Verhäl tnisse in HuminsäurenC
/N
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
terr. HS (alt) terr.HS (rezent) HS Wat t HS mar in
Abb. 50 Box-Darstellung der molaren C/N-Verhältnissen von Huminsäuren
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Eine wichtige Ausgangssubstanz für terrestrische Huminsäuren stellt das Lignin dar
(SCHNITZER & KAHN, 1972). Mit einem C/N-Verhältnis von 68,3 differiert es jedoch so
deutlich von den Huminsäuren, daß andere, vor allem stickstoffreichere Materialien als wei-
tere Ausgangssubstanzen für terrestrische Huminsäuren angenommen werden müssen.
Das C/P-Verhältnis in Huminsäuren liegt aufgrund der sehr geringen Phosphoranteile bei
wesentlich höheren Werten als das C/N-Verhältnis und wird auch nicht im Zusammenhang
mit der Quelle organischen Materials, sondern mit der diagenetischen Reife einer Probe
gesehen (NISSENBAUM, 1979). So fand der Autor für Huminsäuren rezenter mariner Quel-
len C/P-Verhältnisse von 300 - 400, während tiefer liegende und somit ältere Sedimente auf
Werte bis zu 1000 kommen.
An dieser Stelle sei darauf hingewiesen, daß die in der Literatur angegebenen Elementver-
hältnisse nicht unbedingt miteinander verglichen werden können, da nicht immer die molaren
Verhältnisse errechnet werden. Beispielsweise dividiert NISSENBAUM (1979) die prozen-
tualen Gewichtsanteile der Elemente direkt. Andere Autoren wie z.B. ERTEL & HEDGES
(1983) setzen hingegen die molaren Konzentrationen der Elemente ins Verhältnis. Dies ist
auch der in dieser Arbeit beschrittene Weg, so daß die vergleichsweise hohen C/P-Verhält-
nisse (Abb. 51) nicht direkt mit den von NISSENBAUM (1979) angegeben Werten verglichen
Diskussion
110
werden können. Der vermutlich diagenetisch bedingte Verlust an Phosphor (vergl. 4.2.3.3)
führt bei den alten terrestrischen Proben zu C/P-Verhältnissen von bis zu 25.000. Diese Pro-
ben sind in der Abb. 51 nicht dargestellt.
Min-Max25%-75%Medianwert
C/P-Verhältnisse in Huminsäuren
C/P
-500
500
1500
2500
3500
4500
5500
6500
terr. HS (rezent) HS Wat t HS mar in
Abb. 51 Box-Darstellung der molaren C/P-Verhältnisse von Huminsäuren
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Aus der Abbildung geht zwar ein leichter Trend niedrigerer C/P-Verhältnisse für marine
gegenüber terrestrischen Proben hervor, doch folgt aus der extremen Variabilität der Werte,
daß eine Ursprungsbestimmung des organischen Materials anhand von C/P-Verhältnissen
nicht sinnvoll ist, gerade, weil auch diagenetische Effekte großen Einfluß auf die Werte
nehmen.
Zusammenfassend läßt sich festhalten, daß elementaranalytische Untersuchungen von
Huminsäuren im Hinblick auf bestimmte Elemente bzw. Elementverhältnisse durchaus als
Quellenindikator verwendbar sind. Dazu zählt insbesondere das C/N-Verhältnis wie auch das
von STUERMER et al. (1978) untersuchte C/H-Verhältnis. Allerdings sind auch diese Para-
meter nicht so eindeutig, als daß sie als alleinige Meßgröße für eine sichere Unterscheidung
der Huminstoffherkunft genügen. Andere Elemente wie Sauerstoff, Schwefel oder, wie in
dieser Arbeit gezeigt, auch Phosphor, korrelieren nicht mit der Quelle des organischen Mate-
rials (STUERMER et al., 1978).
Diskussion
111
4.2.4 Isotopenverhältnisse
Die Untersuchung der Isotopenverhältnisse in organischem Material wird unter verschiede-
nen Gesichtspunkten durchgeführt. Zum einen werden Isotopendaten genutzt, um marine
und terrestrische Quellen zu differenzieren (z.B. NISSENBAUM & KAPLAN, 1972). Anderer-
seits können Wasserstoffisotopenverhältnisse in Huminstoffen auch Hinweise auf klimatische
Verhältnisse in den Ablagerungsräumen des organischen Materials geben (STUERMER et
al. 1978). Es lassen sich über biologische Fraktionierungen beispielsweise von Schwefel-
isotopen auch Erkenntnisse über das Ausmaß und die Geschwindigkeit der Sulfatreduktion
durch Bakterien in marinen Sedimenten gewinnen (HABICHT & CANFIELD, 1997).
4.2.4.1 δ13C-Werte
Der relative Anteil des 13C-Isotops gegenüber dem 12C-Isotop ist im PDB-Standard höher als
bei nahezu allen natürlichen kohlenstoffhaltigen Substanzen (INTERNET, 1999). Daher ist
es nicht verwunderlich, daß für die Huminsäuren ausschließlich negative δ13C-Werte ermittelt
wurden. Vergleicht man die marinen und terrestrischen Isolate, so werden signifikante Unter-
schiede deutlich.
Generell zeigt sich, daß die marinen Proben zu höheren 13C-Anteilen tendieren als die terre-
strischen. Die Differenz der Medianwerte liegt bei rund 5‰ und unterstreicht damit die
Ergebnisse von NISSENBAUM & KAPLAN (1972), die bei der Untersuchung zahlreicher
Huminstoffe mariner, küstennaher und terrestrischer Proben Differenzen in der gleichen
Größenordnung feststellten. Der Grund für diese unterschiedlichen Isotopenverhältnisse ist
in erster Linie in der Quelle des in den Huminstoffen fixierten Kohlenstoffs zu finden. So
stammt ein großer Teil des Kohlenstoffs mariner Huminsäuren aus dem Plankton, dessen
Kohlenstoffquelle im Meerwasser gelöstes Hydrogencarbonat ist und für das δ13C-Werte von
rund –19‰ angegeben werden (NISSENBAUM & KAPLAN, 1972; ERTEL & HEDGES,
1983; VANDENBROUCKE et al., 1985). Daß der Wert für die Huminsäuren im Mittel jedoch
um 2 – 4‰ zugunsten des leichteren Kohlenstoffisotops verschoben ist, läßt vermuten, daß
entweder bei der Genese oder bei späteren diagenetischen Transformationen Isotopenfrak-
tionierungen stattfinden. So konnten IKAN et al. (1992) zeigen, daß es bei der synthetischen
Herstellung von huminstoffähnlichen Substanzen über die Maillard-Reaktion ebenfalls zu
einer Abnahme der 13C-Anteils von den Edukten zu den Produkten kommt. Wie in Abschnitt
1.2.5 bereits erwähnt, wird die Maillard-Reaktion als eine der wichtigen Bildungsreaktionen
für marine Huminstoffe angenommen.
Außerdem kommt es besonders in küstennahen Bereichen zum Eintrag von terrestrischem
Kohlenstoff in die Sedimente. Dies führt dazu, daß die Nordseeproben im Mittel einen um
Diskussion
112
1,5‰ geringeren δ13C-Wert (-22,2‰) aufweisen als die Tiefseeprobe aus der Floressee
(-20,7‰). Erstaunlicherweise weichen die Wattproben mit einem Mittelwert von –22,6‰ nur
unwesentlich von den Nordseeproben ab. Dies bestätigt die Beobachtungen von
NISSENBAUM & KAPLAN (1972), die für küstennahe Sedimente ähnliche Kohlenstoffisoto-
penverhältnisse fanden wie für Sedimente im offenen Ozean. Für die Autoren ist dies eine
Bestätigung der Hypothese, daß terrestrisches Material nicht weit in marine Systeme einge-
tragen wird.
Die Kohlenstoffquelle terrestrischer Pflanzen und damit terrestrischer Huminsäuren ist das
atmosphärische Kohlenstoffdioxid, dessen Kohlenstoff über die Photosynthese von den
Pflanzen fixiert wird. Im Verlauf der Photosynthese (Calvin-Benson-Mechanismus, C3) errei-
chen die Pflanzen durch Isotopenfraktionierung mittlere δ13C-Werte von –27‰ (INTERNET,
1999) bei Einzelwerten von bis zu –35‰. Solche an dem 13C-Isotop stark abgereicherten
Proben finden sich allerdings nicht in der Huminstofffraktion eines Bodens. Der Grund hierfür
liegt in der biologischen Isotopenfraktionierung durch Bakterien (LICHTFOUSE et al., 1995).
Die Autoren konnten zeigen, daß bei der Biodegradation von Weizenkomponenten beson-
ders die an sich 13C-reichen Polysaccharide bevorzugt abgebaut werden Die beteiligten
Organismen verwerten dabei vorrangig die leichteren Isotope, da deren Bindungsenergien
geringer sind (KENDALL & CALDWELL, 1998). Dies führt zu einem Anstieg der δ13C-Werte
im Boden von 1,5 – 4‰ gegenüber den Pflanzen.
Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, scheint also eine Differenzierung mariner und ter-
restrischer Quellen für Huminsäuren alleine über die Bestimmung ihrer Kohlenstoffisotopen-
verhältnisse möglich zu sein. Dennoch besteht diesbezüglich auch für diesen Parameter
keine völlige Sicherheit. Zum einen kommt es zu einer gewissen Streuung der Werte inner-
halb der jeweiligen Ursprungsgruppen. Diese kann neben der bereits erwähnten biologi-
schen Isotopenfraktionierung auch auf klimatische und anthropogene Effekte zurückgehen
(VANDENBROUCKE et al., 1985; WASSENAAR et al., 1990). Zum anderen darf nicht unbe-
rücksichtigt bleiben, daß, besonders in heißen und ariden Lebensräumen, auch Pflanzen
vorkommen, die ihren Kohlenstoff über eine sog. C4-Photosynthese (Hatch-Slack-Mecha-
nismus) fixieren. Die bei diesem Mechanismus stattfindenden Isotopenfraktionierungen
bedingen bei den Pflanzen einen δ13C-Wert von durchschnittlich –13‰, also mit 13C-Anteilen,
die noch über denen der marinen Proben liegen (NISSENBAUM & KAPLAN, 1972;
INTERNET, 1999).
Um die Differenzierung mariner und terrestrischer Quellen über Kohlenstoffisotopendaten
weiter abzusichern, schlagen einige Autoren die Kombination der δ13C-Werte mit anderen
Parametern vor. Nach Auffassung von STUERMER et al. (1978) eignet sich für diesen
Zweck besonders die Kombination der Isotopendaten mit dem H/C-Elementverhältnis der
Diskussion
113
Huminsäuren. MALCOLM (1990) sieht hingegen in der Kopplung der δ13C-Werte mit dem14C-Alter der Proben die besten Differenzierungsansätze.
In wie weit sich kombinatorische Parameterbetrachtungen der in dieser Arbeit ermittelten
Meßwerte zur verbesserten Unterscheidung der Huminsäurequellen eignen, wird in Abschnitt
4.3 diskutiert.
4.2.4.2 δ15N-Werte
Während RASHID (1985) auch in den Stickstoffisotopenverhältnissen einen Quellenindikator
für organisches Material sieht, zeigen die Ergebnisse dieser Arbeit, daß dies nur unter star-
ken Vorbehalten zu akzeptieren ist. Zwar tendieren die marinen gegenüber den terrestri-
schen Huminsäuren im Mittel zu höheren 15N-Anteilen, doch sind die Variabilitäten beson-
ders für die terrestrischen Proben sehr hoch. So liegen die Werte für die Torfe beispielsweise
im Bereich atmosphärischer Luft, die definitionsgemäß einen δ15N-Wert von 0‰ aufweist. Die
Waldbodenproben enthalten sogar noch deutlich geringere 15N-Anteile.
Auf der anderen Seite stehen die sicherlich stark terrestrisch beeinflußten Ufersedimente der
Weser sowie der Extrakt aus dem Messeler Ölschiefer. Diese fluvialen Proben erreichen
deutlich positive δ15N-Werte von +4 bis sogar +11‰. Daneben erreicht auch die Ackerbo-
denprobe mit +6,14‰ einen Wert, der in den Bereich der Nordseeproben (+4,9 bis +9,0‰)
fällt. Dieser Wert ist möglicherweise mit dem Einsatz von Düngemitteln, insbesondere bakte-
riell überprägter Gülle, zu erklären. Eine Klärung dieser Frage bedarf jedoch weiterer
Untersuchungen.
Ein Zusammenfallen der Stickstoffisotopendaten terrestrischer und mariner Proben fanden
auch ERTEL & HEDGES (1983). Alle untersuchten Proben erreichten Werte zwischen +4
und +5‰. Genauso konnten auch IKAN et al. (1992) keine signifikanten Unterschiede in den15N-Anteilen mariner und terrestrischer Huminstoffe erkennen. Dem stehen allerdings die
Ergebnisse von PETERS et al. (1978) entgegen, die eine klare Korrelation zwischen Kohlen-
stoff- und Stickstoffisotopendaten beobachteten. Die terrestrischen Proben erreichten dabei
δ15N-Werte um +2‰, während die marinen Proben auf ca. +9‰ kamen.
STUERMER et al. (1978) fanden auch heraus, daß durch die in einigen untersuchten aquati-
schen Systemen vorkommenden Cyanobakterien durchaus δ15N-Werte erreicht werden kön-
nen, die eher im Bereich atmosphärischer Luft als im Seewasser gelösten Nitrates liegen.
Letzteres weist nämlich deutlich höhere 15N-Gehalte auf. Die Autoren erklären dies mit der
Fixierung von atmosphärischem Stickstoff durch diese Organismen.
Auch bei terrestrischen Pflanzen stellt sich die Frage nach der Stickstoffquelle. So gibt es
Pflanzen, die zumindest teilweise in der Lage sind, Stickstoff aus der Luft zu fixieren, wäh-
Diskussion
114
rend andere Pflanzen alleine auf im Boden gelöste Stickstoffverbindungen angewiesen sind.
Nun ist aber atmosphärischer Stickstoff isotopisch leichter als die Stickstoffquellen im Boden,
so daß es zu starken Variationen des δ15N-Wertes für terrestrische Pflanzen kommen kann
(INTERNET, 1999).
Der isotopisch sehr schwere Wert für die Quellerprobe (+12,3‰) deutet somit klar darauf hin,
daß die Stickstoffquelle für diese Pflanze einzig im Sediment der Salzwiese zu finden ist.
Faßt man die Ergebnisse dieser und der zitierten Arbeiten zusammen, so zeigt sich, daß die
δ15N-Werte von Huminsäuren nicht als signifikanter Quellenindikator des organischen Mate-
rials nutzbar sind.
4.2.5 UV/Vis-Spektroskopie
1.1.1.1 Anwendung der UV/VIS-Spektroskopie auf Huminstoffe
Bei der UV/Vis-Spektroskopie handelt es sich um die Messung der Lichtabsorption im
Bereich sichtbarer (Vis: 400 – 800 nm) und ultravioletter (UV: 10 – 400 nm) Strahlung durch
Stoffe in Abhängigkeit von der eingestrahlten Wellenlänge (SCHWEDT, 1995). Die UV/Vis-
spektroskopische Untersuchung von Huminstoffen beschränkt sich dabei in der Regel auf
Bereich von 250 – 700 nm, also dem Bereich des sichtbaren und nahen ultravioletten elek-
tromagnetischen Spektrums (ZIECHMANN, 1980).
Generell wird die Lichtabsorption durch Elektronenübergänge zwischen verschiedenen
Zuständen im Molekül hervorgerufen. Dies kann bei der Untersuchung von Einzelsubstanzen
zu diskreten und für bestimmte Chromophore charakteristische Banden in den Spektren füh-
ren. Im Falle der Huminstoffe kommt es aber aufgrund der Komplexität der Moleküle zu star-
ken Überlappungen der Absorptionen verschiedener Chromophore, so daß die Identifizie-
rung diskreter Chromophore oder funktioneller Gruppen auf dem Wege der UV/Vis-Spektro-
skopie nicht möglich ist (MacCARTHY & RICE, 1985). Dennoch findet diese Art der Spektro-
skopie eine breite Anwendung bei der Charakterisierung von Huminstoffen.
4.2.5.2 Absorptionsspektren von Huminsäuren
Viele strukturelle und physiko-chemische Parameter wie beispielsweise die Elementarzu-
sammensetzung, funktionelle Gruppen oder Molmassenverteilungen wirken sich auf die
Lichtabsorption von gelösten Huminsäuren aus. Dadurch sollten sich Rückschlüsse auf den
Humifizierungsgrad aber auch die Quelle des organischen Materials ziehen lassen (RASHID,
1985). Wie der Vergleich der Spektren der marinen und terrestrischen Extrakte zeigt, ist
Diskussion
115
diese Vermutung nicht abwegig. Während die terrestrischen Proben in ihren Spektren den in
der Literatur als „typischen Verlauf für Huminsäuren“ bezeichneten monotonen Anstieg der
Absorption bei kürzer werdenden Wellenlängen aufweisen (z.B. NISSENBAUM & KAPLAN,
1972; ZIECHMANN, 1980), zeigen die marinen Proben eine Besonderheit. Im Bereich um
407 nm steigt die Absorption deutlich an, so daß es bei den meisten Proben zur Ausprägung
einer Schulter und in einigen Fällen sogar zur Bildung eines lokalen Absorptionsmaximums
kommt.
Diese Absorptionszunahme wurde auch von POVOLEDO et al. (1972) für Huminsäuren aus
kanadischen Seensedimenten beobachtet. Die Autoren gehen davon aus, das diese Absorp-
tionen in erster Linie durch Phaeophytin-Pigmente hervorgerufen werden, die mit den
Huminsäuren assoziiert sind.
Unterstützt wird diese Vermutung durch die Tatsache, daß die meisten Algenpigmente ihr
Absorptionsmaximum um 440 nm erreichen (BRICAUD et al., 1981). Dieses Maximum wird
auf die Gegenwart von Chlorophyll a zurückgeführt, welches Absorptionsmaxima bei 431
und 665 nm aufweist (ABAYCHI & RILEY, 1979). Im Falle der Huminsäuren ist eher die
Beteiligung der Chlorophyll-Abbauprodukte Phaeophytin und Phaeophorbid zu erwarten.
Diese Pigmente weisen Absorptionsmaxima bei um 409 und 667 nm auf (MANTOURA &
LLEWELLYN, 1983).
Eine Absorptionszunahme um 665 nm, wie sie von ERTEL & HEDGES (1983) auch in
Huminsäurespektren beobachtet wurde, kann in den Spektren der Huminsäuren dieser
Arbeit allerdings nicht ausgemacht werden, dennoch findet sie sich in den Spektren der
Lipidextrakte. FILIP et al. (1988) fanden eine Schulter um 670 nm nur im Alkaliextrakt fri-
scher Salzwiesenpflanzen. Die Extrakte abgestorbener Pflanzen und des Sediments wiesen
hingegen keine Zunahme der Absorption in diesem Bereich auf. Dies läßt vermuten, daß die
665 nm-Bande diagenetisch bedingt zurückgeht. Die Bande um 407 nm scheint davon
jedoch nicht oder nur kaum betroffen zu sein.
Während ISHIWATARI (1973) in der Lage war, die beobachtete Schulter um 410 nm durch
eine Methanolextraktion zu entfernen, gelang dies ERTEL & HEDGES (1983) trotz intensiver
Extraktion eines Huminsäureextraktes mit einem Methanol-Benzol-Gemisch nicht. Auch die
Extraktion des Nordseeisolats NN3 mit Methanol (15 Min. im Ultraschallbad, 48 h unter kon-
tinuierlichem Schütteln) führte zu keiner nennenswerten Reduktion der Bande um 407 nm
(Abb. 52), was auch in dem nahezu unveränderten A2/A4-Verhältnis zum Ausdruck kommt
(vergl. Abschnitt 4.2.5.3). Dieses Ergebnis zeigt, daß die Pigmente fest an die Huminsäuren
gebunden oder sogar in die Moleküle integriert sind.
Diskussion
116
200 300 400 500 600 700W e llen länge [nm ]
Abs
orpt
ion
H um insäure N N 3:
O rig ina lextrakt (A2 /A 4 = 1 ,59 )
m it M eO H extrah ie rte r E xtrakt (A 2 /A 4 = 1 ,63 )
Abb. 52 Einfluß einer Methanolextraktion auf das UV/Vis-Spektrum einer marinen
Huminsäure (NN3)
4.2.5.3 Charakteristische Absorptionsverhältnisse: E4/E6 und A2/A4
Ein häufig untersuchter Parameter bei der Charakterisierung von Huminsäuren ist ihr E4/E6-
Verhältnis. Darunter versteht man die Relation der Absorptionen einer Probe, wie sie bei 465
und 665 nm gemessen werden. Über dieses Verhältnis lassen sich unterschiedliche Neigun-
gen von Absorptionskurven numerisch erfassen (ZIECHMANN, 1980). Die Bedeutung und
Aussagekraft diese Verhältnisses wird in der Literatur unterschiedlich diskutiert.
Für ZIECHMANN (1980) besitzt dieser Parameter keine besondere Aussagekraft, wenn es
um die Beschreibung und Einteilung von Huminstoffen geht. Dies sehen jedoch viele Autoren
anders. SENESI et al. (1989b) fanden beispielsweise stark unterschiedliche E4/E6-Verhält-
nisse für Huminsäuren terrestrischer und aquatischer Herkunft. Verglichen mit den Ergeb-
nisse dieser Arbeit erscheinen die Werte von ca. 11 – 13 für Huminsäuren aus einem Fluß
und einem Nordseesediment jedoch außerordentlich hoch. Die terrestrischen Proben liegen
dagegen mit Werten zwischen 5 und 6 im Bereich, wie er auch für die Wald-, Acker- und
Weserproben bestimmt wurde.
Starke Differenzen im E4/E6-Verhältnis werden auch zwischen Fulvin- und Huminsäuren
gefunden, wobei die Fulvinsäuren generell höhere Werte erreichen als die entsprechenden
Huminsäuren (ALBERTS et al., 1988; SENESI et al. 1989b; BELZILE et al., 1997). Auch die
15 in dieser Arbeit untersuchten Fulvinsäureextrakte zeigen dieses Verhalten. Damit stellt
sich die Frage, welche Eigenschaften der Proben sich aus unterschiedlichen Absorptions-
verhältnissen ableiten lassen. Ältere Arbeiten machen das E4/E6-Verhältnis in erster Linie
von dem Kondensationsgrad aromatischer Gruppen in den Huminstoffen abhängig. (z.B.
Diskussion
117
KONONOVA, 1966). Doch NISSENBAUM & KAPLAN (1972) äußerten erste Zweifel an die-
ser Interpretation, als sie keine signifikante Korrelation zwischen dem E4/E6- und C/H-Ver-
hältnis ihrer Proben feststellen konnten. Seit der Arbeit von CHEN et al. (1977) geht man
davon aus, daß in erster Linie die räumliche Größe der Moleküle und, eng damit verbunden,
das Molekulargewicht der Huminstoffe das E4/E6-Verhältnis entscheidend beeinflußt. Die
Autoren konnten zeigen, daß das Absorptionsverhältnis mit steigenden Molekülgrößen bzw.
Molekulargewichten sinkt, was die höheren E4/E6-Werte für die Fulvinsäuren gegenüber den
Huminsäuren erklärt.
Daneben spielen auch der pH-Wert und die Konzentration an freien Kohlenstoff- und Sauer-
stoffradikalen eine Rolle. Maximale E4/E6-Werte werden bei einem pH-Wert von 7 erreicht
(Abb. 53). Bei steigendem pH-Wert geht der Einfluß von Wasserstoffbrücken in den Humin-
stoffmolekülen zurück und die flexibler werdenden Moleküle sorgen dann durch ihre zuneh-
mende räumliche Ausdehnung für abnehmende E4/E6-Verhältnisse (GHOSH &
SCHNITZER, 1979).
200 300 400 500 600 700W ellen länge [nm ]
Abs
orpt
ion
N o rdseehum insäu re , S ta tion 38 :
gem essen be i pH =7
gem essen be i pH =13
E 4 /E 6 : pH =07 => 4 ,97pH =13 => 4 ,84
A 2 /A 4 :pH =07 => 2 ,86pH =13 => 2 ,77
Abb. 53 Einfluß des pH-Wertes auf das UV/Vis-Spektrums einer marinen Humin-
säure (Station 38)
Ein Vergleich von Absorptionsverhältnissen ist somit nur sinnvoll, wenn alle Proben unter
den gleichen pH-Bedingungen gemessen wurden. Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen,
ist eine Differenzierung mariner und terrestrischer Proben anhand ihres E4/E6-Verhältnisses
Diskussion
118
nicht möglich. Es läßt sich aber festhalten, daß sowohl die unreife Quellerprobe als auch die
Torfextrakte durch geringere Molekülgrößen gekennzeichnet sind als die übrigen Proben.
Eine signifikant homogenere Verteilung der E4/E6-Verhältnisse der marinen Proben gegen-
über den terrestrischen Proben, wie sie von NISSENBAUM & KAPLAN (1972) festgestellt
wurde, kann nicht betätigt werden.
Wie in Abschnitt 4.2.5.2 erwähnt, zeichnen sich die Spektren der marinen Proben durch eine
verstärkte Absorption um 407 nm aus. Gleichzeitig weisen sie entgegen den terrestrischen
Proben keine oder nur eine sehr schwache Absorptionszunahme um 260 – 280 nm auf.
Letzterer Bereich ist für Absorptionen aromatischer Strukturen typisch (FUKUSHIMA et al.,
1996; GEYER et al., 1998) und läßt ligninische Anteile vermuten (vergl. Lignin-Spektrum in
Abb. 29; FILIP et al., 1988). PESCHEL & WILDT (1986) weisen zudem auf eine hoch signifi-
kante Korrelation (r² = 0,95) zwischen der Absorption bei 280 nm und den C/H-Verhältnis von
Huminsäuren hin. Hohe C/H-Verhältnisse bedeuten eine große Anzahl ungesättigter Kohlen-
stoffbindungen, die wiederum eine Vielzahl an möglichen π• π∗-Übergängen und damit eine
verstärkte Absorption bedeuten. Aus zahlreichen Untersuchungen ist bekannt, daß marine
Huminsäuren geringere aromatische Anteile besitzen als terrestrische (z.B. DEREPPE et al.,
1980; HATCHER et al., 1980; vergl. auch Abschnitt 4.2.8).
Somit finden sich in den UV/Vis-Spektren zwei Bereiche, die je nach Herkunft der Huminsäu-
ren unterschiedliche Betonungen erfahren. Das hier eingeführte A2/A4-Verhältnis trägt die-
sen Beobachtungen Rechnung, indem es die Absorption bei 270 nm zu der Absorption bei
407 nm in Relation setzt. Mit Werten von unter 2,0 erreichen die Proben der offenen Nordsee
und die Tiefseeprobe der Floressee die niedrigsten gemessenen A2/A4-Verhältnisse. Auf der
anderen Seite weisen die terrestrischen Proben Werte von 3,7 bis deutlich über 4,0 auf. Die
ebenfalls recht hohen Absorptionsverhältnisse für die Wattproben (um 3,0) lassen den Ein-
trag von terrestrischem Material in die Sedimente vermuten, der sich auch noch in der Deut-
schen Bucht und weiter in der Nordsee bemerkbar macht. Anhand von Fluoreszenzmessun-
gen konnte LIEBEZEIT (1988) zeigen, das ein großer Teil der gelösten Huminkomponenten
im Bereich der südlichen Deutschen Bucht durch organisches Material dominiert wird, wel-
ches über die Flüsse in die Bucht gelangt.
Terrestrische Einträge bestimmen auch klar die Sedimente der Weser (A2/A4: 3,2 – 3,7),
sowie die Sinkstoffe im Marmarameer (3,0). Die Probe aus dem Skagerrak weist mit 2,44 ein
A2/A4-Verhältnis auf, welches auf überwiegend marines Material hindeutet. Die Ablagerung
von allochthonem Material in diesem Becken (van WEERING et al., 1987) kommt jedoch
auch in diesem Wert zum Ausdruck, der mit 2,44 immer noch deutlich über den Werten der
offenen Nordsee (1,6 – 1,9) liegt. Eine eindeutige Antwort auf die Frage nach der Herkunft
des organischen Materials in Huminstoffen des Skagerraks ließ sich jedoch auch mit ande-
ren Untersuchungsmethoden nicht finden (FENGLER et al., 1989).
Diskussion
119
Um ausschließen zu können, daß das A2/A4-Verhältnis maßgeblich durch andere nicht auf
die Quelle des organischen Materials zurückzuführende Faktoren beeinflußt wird, wurden
zusätzliche Untersuchungen vorgenommen.
Wie in Kapitel 1 bereits ausgeführt, sind Huminsäuren in der Lage, in hohem Maße Metallio-
nen zu komplexieren. Dabei werden in erster Linie zweiwertige Spezies bevorzugt (van den
HOOP et al., 1990), von denen Kupfer-II-Ionen besonders fest an Huminsäuren gebunden
werden (BURBA, 1998b). Als Folge dieser Eigenschaft werden gerade Kupferionen in den
Huminsäuren mariner Sedimente gegenüber dem Gesamtsediment angereichert (Tab. 13;
de WALL, 1995). Um den Einfluß von Metallionen auf das A2/A4-Verhältnis zu testen, wur-
den eine terrestrische (T2) und eine marine Huminsäure (SC1) mit Lösungen unterschiedli-
cher Kupfer-II-Ionenkonzentration versetzt und anschließend erneut UV/Vis-spektroskopisch
untersucht. Das Ergebnis zeigt, daß es durch die Kupferionen bei keiner der beiden Proben
zu entscheidenden Änderungen im A2/A4-Verhältnis kommt (3.3.6.2). Die bei den marinen
Proben beobachtete Absorptionszunahme um 407 nm ist folglich eine quellenspezifische
Eigenschaft, die nicht auf unterschiedliche Metallgehalte der Proben zurückzuführen ist
(FOOKEN & LIEBEZEIT, 1999).
Probe Cr Cu Mn Ni V ZnNU2 89 128 297 21 123 173SC1 52 499 55 46 51 65
Tab. 13 ausgewählte Metallgehalte in Huminsäuren (ICP-OES-Bestimmung)
(Angaben in ppm)
Die Untersuchung der A2/A4-Verhältnisse eines 3,5 m langen Sedimentkerns aus der Nor-
wegischen Rinne, welcher einen Sedimentationszeitraum von mindestens 3500 Jahren
erfaßt, zeigte keine signifikanten Änderungen des Absorptionsverhältnisses mit zunehmen-
der Tiefe (FOOKEN & LIEBEZEIT, 1999), so daß auch diagenetische Effekte als Grund für
die deutlichen Unterschiede in den A2/A4-Werten zwischen marinen und terrestrischen
Huminsäuren ausgeschlossen werden können. Dafür spricht auch die Tatsache, daß das
A2/A4-Verhältnis des Extraktes aus dem Messeler Ölschiefer (3,37), für den fluviale Ablage-
rungsbedingungen angenommen werden (HABERMEHL & HUNDRIESER, 1983; GOTH et
al., 1988), in der gleichen Größenordnung liegt, wie das der rezenten Wesersedimente (im
Mittel 3,45).
Zusammenfassend läßt sich feststellen, daß mit dem hier eingeführten A2/A4-Verhältnis ein
Parameter gefunden wurde, der bei Differenzierung mariner und terrestrischer Quellen für
Huminsäuren eine durchaus nützliche Hilfestellung geben kann. Die Anwendung dieses Indi-
kators muß jedoch auf die Fraktion der Huminsäuren beschränkt bleiben, da im Falle der
niedermolekularen Fulvinsäuren keine signifikanten Unterschiede zwischen Proben unter-
Diskussion
120
schiedlicher Herkunft festgestellt werden konnten. Eine Absorptionszunahme im Bereich von
407 nm ist in den Fulvinsäuren für keine der untersuchten Proben zu erkennen.
An dieser Stelle sei darauf hingewiesen, daß die Extrakte möglichst frei von anorganischen
Verunreinigungen sein müssen, da durch diese die UV/Vis-Spektren und damit auch die
Absorptionsverhältnisse beeinflußt werden. Wie gezeigt werden konnte, führen hohe Asche-
gehalte zu einem Anstieg des A2/A4-Verhältnisses, während das E4/E6-Verhältnis gering-
fügig abnimmt.
4.2.6 FT-IR-Spektroskopie
4.2.6.1 Anwendung der IR-Spektroskopie auf Huminstoffe
Die Infrarotspektroskopie gilt als klassische Methode bei der Charakterisierung von Humin-
stoffen (ZIECHMANN, 1980). Ihre Vorteile liegen dabei in der relativ einfachen Handhabung,
der geringen Probenvorbehandlung, der nicht materialzerstörenden Methode und der hohen
Reproduzierbarkeit der Meßergebnisse. Dazu kommt, daß für eine Messung nur ca. 1 mg an
Probensubstanz erforderlich sind. Mit der Entwicklung von Fourier-Transform-IR-Geräten
wurde zudem die Auflösung der Spektren verbessert und es werden deutlich erhöhte Signal-
Rausch-Abstände erreicht (MacCARTHY & RICE,1985). Letzteres ist besonders bei Humin-
stoffen von Vorteil, da diese zu einer starken Untergrundabsorption neigen (ZIECHMANN,
1980).
Wie in Abschnitt 3.3.7 erwähnt, zeichnen sich die Spektren von Huminstoffen durch eine
relative Einfachheit und große Ähnlichkeit aus. MacCARTHY & RICE (1985) betonen jedoch,
daß daraus nicht unbedingt auch ähnliche Strukturen für die Huminstoffe abgeleitet werden
dürfen. Allenfalls deutet die Ähnlichkeit der Spektren daraufhin, daß Huminstoffe überwie-
gend dieselben funktionellen Gruppen besitzen, deren jeweilige Anzahl und strukturelle Ver-
knüpfungen aber variieren können.
Neben der allgemeinen Charakterisierung von Huminstoffen wird die IR-Spektroskopie auch
zu deren Unterscheidung bezüglich unterschiedlicher Fraktionen oder auch unterschiedlicher
Herkunft eingesetzt. Beispielsweise verglichen DEREPPE et al. (1980) marine und terrestri-
sche Huminsäuren anhand ihrer IR-Spektren. Dagegen suchten YONEBAYASHI &
HATTORI (1989) nach IR-spektroskopischen Unterschieden zwischen Huminsäuren unter-
schiedlicher Bodentypen. FRANCIOSO et al. (1988a, b) berichten wiederum über IR-spek-
troskopisch unterschiedliche Eigenschaften verschiedener Molekulargewichtsfraktionen von
Fulvin- und Huminsäuren aus Torfen, wobei auch der Einfluß unterschiedlicher Extraktions-
mittel auf die Spektren zum Ausdruck kommt.
Diskussion
121
4.2.6.2 Vergleich der FT-IR-Spektren
ERTEL & HEDGES (1983) betonen, daß marine gegenüber terrestrischen Huminsäuren
deutlich stärkere Absorptionen im Bereich aliphatischer C-H-Streckschwingungen (2960,
2850 WZ) aufweisen. Diese Tendenz läßt sich zwar auch in dieser Arbeit feststellen, die
Unterschiede erscheinen hier jedoch wesentlich geringer als in den von den genannten
Autoren vorgestellten Spektren. Das bloße Vorhandensein ausgeprägter Aliphatenbanden
stellt somit keinen signifikanten Quellenindikator dar. Unterstützt wird diese Aussage auch
durch die Ergebnisse aus NMR-Untersuchungen von HATCHER et al. (1980, 1981), die
darauf schließen lassen, daß sowohl terrestrische als auch marine Huminsäuren ein aliphati-
sches Grundgerüst besitzen.
Auch eine besondere Verbreiterung der OH-Bande um 3400 WZ, wie sie ERTEL & HEDGES
(1983) den terrestrischen gegenüber den marinen Proben zuschreiben, läßt sich nicht als
allgemein zutreffend bestätigen. Zwar weisen die Spektren der Torfextrakte eine auffallend
breite Bande in diesem Bereich auf, doch ist dies beispielsweise für die Waldbodenprobe
NU1 nicht der Fall (Abb. 35).
Generell läßt sich feststellen, daß die Spektren aller in dieser Arbeit untersuchten Huminsäu-
ren im Bereich zwischen 4000 und 2000 WZ nahezu übereinstimmen, denn auch die
Absorptionen um 2600 WZ, welche H-Brücken gebundenen OH-Gruppen zugeschrieben
werden, sind bei allen Proben erkennbar, aber nur schwach ausgeprägt. Selbst das Spek-
trum des Lignins zeigt im Bereich von 4000 - 2000 WZ keine nennenswerten Unterschiede
zu den Huminsäurespektren, was unterstreicht, daß dieser Bereich bei der Differenzierung
der Herkunft von Huminsäuren keine signifikanten Unterscheidungsmerkmale liefert.
Anders verhält es sich bei den Absorptionen unterhalb von 2000 WZ. Hier lassen sich bei
genauer Betrachtung tendenzielle Unterschiede zwischen den einzelnen Huminsäuregrup-
pen feststellen. Ein typisches Merkmal der marinen Huminsäuren ist die relativ deutlich aus-
geprägte Bande um 1540 WZ, welche auf Peptidbindungen von Proteinen zurückgeführt wird
(STEVENSON & GOH, 1971; DEREPPE et al., 1980; YONEBAYASHI & HATTORI, 1988).
Diese allgemein auch als Amid-II-Bande bezeichnete Schwingung wird von anderen Autoren
auch bei leicht verschobenen Wellenzahlen lokalisiert. So finden ERTEL & HEDGES (1983)
oder YUNOIAN et al. (1986) die Amid-II-Schwingung bei 1520 WZ und PICCOLO et al.
(1989) geben sogar 1510 WZ als Bandenlage an.
Letztere Wellenzahl wird jedoch eher aromatischen C=C-Bindungen zugeschrieben
(BELLAMY, 1975; GERASIMOWICZ & BYLER, 1985; NIEMEYER et al., 1992). Diese Bande
findet sich ausgeprägt und wenig verbreitert nur in den Spektren der Torfhuminsäuren und
dem Lignin. Weniger deutlich ausgeprägt, aber durchaus erkennbar läßt sich die Bande auch
in den Spektren der Acker- und Waldbodenproben ausmachen und auch beim Quellerextrakt
Diskussion
122
ist sie zu erkennen. Auszuschließen sind diese aromatischen Schwingungsanteile auch für
die übrigen Proben nicht, doch werden sie dort von der Amid-II-Bande überlagert, die bei den
Torfproben, dem Lignin und dem Extrakt aus dem Ölschiefer hingegen beinahe vollständig
fehlt. Berücksichtigt man die geringen Stickstoffanteile in den letztgenannten Proben, so
deckt sich diese Beobachtung mit den Beobachtungen von ISHIWATARI (1970), der eine
direkte Beziehung zwischen der Ausprägung der Amid-II-Bande und dem Stickstoffgehalt
von Huminsäuren aus einem See fand.
Daß die Amid-II-Bande nicht alleine auf die Spektren der marinen Proben beschränkt bleibt,
zeigen die Waldbodenproben. Zudem beobachteten SENESI et al. (1989b) Amidschwingun-
gen in stickstoffreichen Böden. Auch YONEBAYASHI & HATTORI (1988) fanden Banden um
1540 WZ in den Bodentypen Entisol und Inceptisol, während stickstoffärmere Böden keine
Amidabsorptionen aufwiesen. Diese Kopplung der Amid-II-Bande an Stickstoffgehalte in
Huminsäuren läßt folglich eine diagenetische Einflußnahme bei der Ausprägung der Bande
erkennen (vergl. auch Abschnitt 4.2.3.2). Das Vorhandensein einer Amid-II-Bande ist somit
kein sicheres Indiz für den marinen Ursprung einer Probe, wie auch die Arbeiten von HUC &
DURAND (1977) bestätigen, die Amid-II-Schwingungen nur in rezenten, nicht aber in alten
Sedimenten nachwiesen.
Eine in der Literatur häufig kontrovers diskutierte Bande in den IR-Spektren von Huminsäu-
ren ist die Absorption um 1030 – 1050 WZ. Zahlreiche Autoren schreiben diese Bande den
C-O-Streckschwingungen von Kohlenhydratanteilen zu (z.B. STEVENSON & GOH, 1971,
SENESI et al., 1989b). Andere Autoren, wie beispielsweise LYNCH & SMITH-PALMER
(1992) oder FILIP & ALBERTS (1994) gehen dagegen davon aus, daß es sich bei diesen
Absorptionen um Schwingungsanregungen von Si-O-Bindungen handelt, die aufgrund von
Silikat-Verunreinigungen in den Huminstoffproben vorhanden sind. Diese Interpretation findet
auch in der Tatsache Unterstützung, daß zahlreiche Tonminerale gerade in diesem Wellen-
zahlenbereich charakteristische Banden aufweisen (van der MAREL & BEUTELSPACHER,
1976).
Ein Vergleich der in dieser Arbeit aufgenommenen Spektren der unbehandelten, ascherei-
chen Proben mit denen der HF-behandelten, aschearmen Proben unterstreicht ebenfalls klar
die zweite Bandenzuordnung. Bei allen Proben, deren Aschegehalt deutlich reduziert werden
konnte, ist auch ein drastischer Rückgang der Absorption um 1030 WZ zu beobachten. Die
gleiche Beobachtung machten auch PICCOLO et al. (1989). Sie reduzierten den Aschege-
halt ihrer alkalisch extrahierten Proben mit einem Gemisch aus Fluß- und Salzsäure deutlich,
was neben der Reduktion der 1030er-Bande gleichzeitig zu einem Anstieg der Banden bei
2920, 2850, 2600,1710 und 1220 WZ führte.
Die Autoren führen dies auf das Freiwerden von CH- und vor allem von COOH-Funktionen
zurück, welche vorher in Tonmineral-Huminstoff-Komplexe eingebunden waren. Die
Diskussion
123
beschriebenen Absorptionszunahmen sind auch bei den Spektren der aufgereinigten Proben
in dieser Arbeit zu beobachten, wobei in erste Linie die Aliphatenbanden bei 2920 und
2840 WZ eine besondere Betonung erfahren.
Da die Absorptionsbande um 1030 WZ durch die Flußsäurebehandlung nicht völlig aus den
Spektren verschwindet, und da sie auch in den Spektren der nahezu aschefreien Torfex-
trakte zu finden ist, sollte die obengenannte Zuordnung dieser Absorption zu Kohlenhydrat-
schwingungen nicht grundsätzlich übergangen werden. LYNCH & SMITH-PALMER (1992)
betonen jedoch, daß sie in den 13C-NMR-Spektren der von ihnen untersuchten Proben kaum
Signale gefunden haben, die auf Kohlenhydratanteile hindeuten würden. Vergleicht man nun
die IR-Spektren aller aufgereinigten Proben, so lassen sich anhand der 1030er-Bande keine
signifikanten Unterschiede zwischen marinen und terrestrischen Extrakten feststellen.
In den Spektren der aufgereinigten Proben fallen neben den bisher erwähnten Änderungen
auch der Rückgang oder gar das Verschwinden weiterer Absorptionsbanden auf. Aus der
Bandenlage dieser Schwingungen lassen sich Rückschlüsse auf die Art der mitextrahierten
Tonminerale ziehen. So finden sich beispielsweise im FT-IR-Spektrum des mit 25,5%
besonders aschereichen Extraktes der Nordseestation 55 (Abb. 54) Absorptionsbanden, die
für die Tonminerale Illit und Kaolinit als charakteristisch beschrieben werden (VAN DER
MAREL & BEUTELSPACHER, 1976)
Gerade diese zwei Tonmineraltypen finden sich in den Sedimenten der Nordsee neben den
Mineralen Smektit und Chlorit als Hauptbestandteile der Tonfraktion (ZÖLLMER & IRION,
1993), so daß ihre Koextraktion zu erklären ist.
PICCOLO et al. (1989) weisen daraufhin, daß bei der Verwendung von aprotischen organi-
schen Lösungsmitteln wie DMSO, DMF oder Aceton bei der Extraktion von Huminstoffen die
Koextraktion anorganischer Silikatminerale vermieden werden kann. Die mit diesen
Lösungsmitteln gewonnenen Huminstofffraktionen weisen jedoch in erhöhtem Maße flüchtige
Komponenten auf, so daß die Extrakte nicht unbedingt mit alkalischen Extrakten verglichen
werden können. Somit erscheint der hier gewählte Weg einer alkalischen Extraktion mit
anschließender Aufreinigung der Proben in Flußsäurelösung als geeignetes Verfahren zur
Gewinnung aschearmer Huminsäurefraktionen, zudem die Spektren der behandelten und
unbehandelten Torfextrakte zeigen, daß es durch die Flußsäurebehandlung zu keiner Ver-
änderung der organischen Substanz kommt.
Diskussion
124
5001500250035001000200030004000
W ellenzah l / cm
Tra
nsm
issi
on
3 696
3628
1034
532
469
1080
912
754
828
Abb. 54 Charakteristische Absorptionen von Tonmineralen in dem FT-IR-Spek-
trum eines Huminsäureextraktes (Station 55, Nordsee)
Beim Vergleich der Spektren mariner und terrestrischer Huminsäuren fällt weiter auf, daß es
im Bereich der Bande um 1650 WZ (Amid-I-Bande) für die terrestrischen Proben zu einer
Verschiebung der Absorption zu geringeren Wellenzahlen kommt. Diese Tendenz wurde
auch von YUNOIAN et al. (1986) beobachtet, die Huminsäuren aus Sedimenten des östli-
chen Chinesischen Meeres mit den Extrakten aus einem Boden, einem Torf und aus Braun-
kohle verglichen.
Im Falle der Torfe geht diese Beobachtung eindeutig auf das Fehlen von Amidanteilen in den
Huminsäuren zurück. Bei den Ackerboden- und Waldbodenproben ist zwar die Amid-II-
Bande zu erkennen, doch führen vermutlich erhöhte aromatische Schwingungsanteile um
1600 WZ dazu, daß die Amid-I-Bande zu Wellenzahlen um 1630 verschoben wird. Diese
Tendenz kommt auch bei der computer-graphischen Auswertung der Bandenintensitäten
zum Ausdruck. So tendieren die Medianwerte und die 25 – 75%-Intervalle im Falle des
Absorptionsverhältnisses 1650/1600 WZ für die marinen Proben zu höheren Werten gegen-
über den terrestrischen Proben (Abb. 55). Die Aufweitung des Extremwertintervalls gerade
für die marinen Proben zeigt jedoch, daß dieses Absorptionsverhältnis kein sicherer Para-
meter zur Herkunftscharakterisierung einer Probe darstellt.
Diskussion
125
Min-Max2 5 % - 7 5 %Medianwer t
FT- IR: 1650/1600
Abs
orpt
ions
verh
ältn
is
-1
1
3
5
7
9
terr. HS (alt) terr. HS (rezent) HS Wat t HS mar in
Abb. 55 Verhältnis der Absorptionen bei 1650/1600 WZ in Huminsäuren
Daten: über PeakFit TM quantifizierte IR-Schwingungsanteile
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Tendenzielle Unterschiede lassen sich auch für das Absorptionsverhältnis 1720/1535 WZ
feststellen (Abb. 56). Hier kommt der erhöhte Anteil an Amid-II-Schwingungen für die mari-
nen Proben zum Ausdruck. Doch kommt es auch in diesem Fall zu Wertüberlappungen, die
die Eindeutigkeit dieses Parameters zur Quellenunterscheidung verhindern.
Min-Max2 5 % - 7 5 %Medianwer t
FT- IR: 1720/1535
Abs
orpt
ions
verh
ältn
is
-2
0
2
4
6
8
10
12
14
terr. HS (alt)terr. HS (rezent)
HS Wat tHS mar in
Abb. 56 Verhältnis der Absorptionen bei 1720/1535 WZ in Huminsäuren
Daten: über PeakFit TM quantifizierte IR-Schwingungsanteile
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
Diskussion
126
Zusammenfassend läßt sich feststellen, daß die IR-Spektren mariner und terrestrischer
Huminsäureextrakte im Wellenzahlenbereich von 2000 – 4000 WZ keine signifikanten Unter-
schiede aufweisen. Im Bereich unterhalb von 2000 WZ kommt es dagegen zu charakteristi-
schen Merkmalen für die jeweiligen Huminsäuregruppen. Eine eindeutige Identifizierung der
Herkunft einer Huminsäure ist jedoch alleine anhand von IR-Daten nicht möglich.
4.2.7 Fluoreszenzspektroskopie
4.2.7.1 Anwendung der Fluoreszenzspektroskopie auf Huminstoffe
Entgegen der Zweifel in einigen älteren Arbeiten gilt es heute als sicher, daß Huminstoffe bei
Anregung mit elektromagnetischer Strahlung aus dem UV/Vis-Bereich selbst Fluoreszenz-
licht emittieren und nicht etwa Begleitsubstanzen, die bei der Huminstoffgewinnung mitextra-
hiert wurden (ZIECHMANN, 1980). Es wird vermutet, daß die Fähigkeit der Huminstoffe zur
Fluoreszenz entweder auf der Gegenwart aromatischer Kerne beruht, die mit mindestens
einer Elektronendonorfunktion substituiert sind, oder daß ein ausgedehntes System konju-
gierter ungesättigter Bindungen mit hoher Resonanzfähigkeit für die Fluoreszenz verantwort-
lich ist (SEAL et al., 1964). Die erste Vermutung findet dabei Unterstützung in den Beob-
achtungen von MÜLLER-WEGNER (1977) sowie VISSER (1983), die eine positive Korrela-
tion zwischen dem Gehalt phenolischer Hydroxylgruppen in Huminstoffen und der Wellen-
länge des Fluoreszenzmaximums in Anregungsspektren feststellten.
Neben den qualitativen Fragestellungen werden Fluoreszenzmessungen häufig auch für die
Bestimmung von gelösten Huminstoffen in Wasserkörpern eingesetzt (z.B. KALLE, 1956;
LAANE, 1981; LIEBEZEIT, 1988).
Die Anregungs- und Emissionsspektren von Huminsäuren sind in der Regel durch ein breites
Fluoreszenzmaximum gekennzeichnet. Aufgelöste charakteristische Fluoreszenzbanden,
wie sie häufig für fluoreszierende Einzelsubstanzen beobachtet werden können, sind in den
Spektren von Huminstoffen nicht zu finden, so daß eine Bestimmung konkreter funktioneller
Gruppen via Fluoreszenzspektroskopie nicht möglich ist (MacCARTHY & RICE, 1985). Die
Autoren weisen auch darauf hin, daß in der Regel nur ein kleiner Teil der Moleküle, die
UV/Vis-Strahlung absorbieren, für deren Fluoreszenz verantwortlich ist. Folglich kann mit der
Fluoreszenzspektroskopie nur ein deutlich geringerer Teil der Huminstoffmoleküle charakte-
risiert werden, als dies bei der UV/Vis-Spektroskopie der Fall ist.
Bei den Emissionsspektren von Huminstoffen fällt zudem auf, daß sie wider Erwarten nicht
das Spiegelbild der UV/Vis-Absorptionsspektren darstellen (ALBERTS et al., 1988). Die
Autoren erklären dies mit der deutlich geringeren Anzahl an Fluorophoren gegenüber den
Diskussion
127
absorbierenden Chromophoren innerhalb der Huminstoffe. Im Falle der UV/Vis-Absorption
kommt es zu zahlreichen Absorptionsüberlappungen, die in dem nahezu monotonen Anstieg
der Absorptionskurven resultieren. Bei der Fluoreszenz ist die Zahl der Überlappungen
dagegen geringer, so daß konkrete Emissionsmaxima beobachtet werden können.
Auf der anderen Seite können die zahlreichen Chromophore der Huminstoffmoleküle auch
zur Eigenabsorption des emittierten Fluoreszenzlichtes führen, weshalb es schon bei sehr
geringen Huminstoffkonzentrationen zu Quenchingeffekten kommt. Fluoreszenzmessungen
ohne nennenswerte Eigenabsorptionen sind im Falle von Huminsäuren nur bis ca. 40 ppm
möglich (VISSER, 1983; PETRONIO et al., 1994). Im Falle einiger mariner Huminsäuren
liegt der Grenzwert sogar bei nur 30 ppm (KLUGE et al., 1999).
Die Intensität emittierter Fluoreszenz hängt auch von zahlreichen Umgebungsparametern
ab. Beispielsweise führen Änderungen des pH-Wertes, des Redoxpotentials oder der Tem-
peratur zu unterschiedlichen Fluoreszenzintensitäten (z.B. VISSER, 1983; MIANO et al.,
1988; MIANO & SENESI, 1992). Die Beeinflussung durch den pH-Wert ist dabei von Humin-
stoff zu Huminstoff unterschiedlich (ZIECHMANN, 1980) und hat keine Auswirkung auf die
Wellenlänge der emittierten Fluoreszenz (ALBERTS et al., 1988).
Für Fulvinsäuren werden häufig höhere Fluoreszenzintensitäten beobachtet als für die ent-
sprechenden Huminsäuren (GOSH & SCHNITZER, 1980). Die Autoren erklären dies mit
einer höheren Anzahl an Chromophoren in den Huminsäuren, die eine stärkere Eigenab-
sorption des Fluoreszenzlichtes bewirken. HALL & LEE (1974) sehen die Begründung sol-
cher Beobachtungen hingegen in der Tatsache, daß die niedermolekulareren Huminstoff-
fraktionen mehr sauerstoffhaltige funktionelle Gruppen enthalten, die als Elektronendonato-
ren dienen können. Dadurch würde die Wahrscheinlichkeit eines Überganges vom Grund- in
den Singulettzustand erhöht, was letztendlich zu verstärkten Emissionen führe. Diese letzten
Beispiele zeigen, daß die Interpretation der Fluoreszenzspektren komplexer Makromoleküle
mit großen Schwierigkeiten verbunden sind. Hinzu kommt auch, daß z.T. gegensätzlichen
Beobachtungen gemacht werden. So fanden EWALD et al. (1983) oder SENESI et al.
(1989a) eine Rotverschiebung von über 20 nm in den Emissionsspektren von Fulvinsäuren
gegenüber den entsprechenden Huminsäuren. Auf der anderen Seite ermittelten
PLECHANOV et al. (1983) nahezu identische Maxima in den Anregungs- und Emissions-
spektren dieser beiden Fraktionen.
4.2.7.2 1D-Anregungs- und Emissionsspektren
Zunächst sei darauf hingewiesen, daß es sich bei den in dieser Arbeit aufgenommenen Fluo-
reszenzspektren sowie den meisten Spektren in der Literatur um unkorrigierte Fluoreszenz-
Diskussion
128
messungen handelt. Dies ist in soweit von Bedeutung, da DE SOUZA SIERRA et al. (1994)
feststellten, daß die Aufnahme unkorrigierter Spektren bei der Verwendung unterschiedlicher
Fluorimeter bei identischen Proben zu Wellenlängendifferenzen von über 20 nm führen kann.
Folglich sollte auf eine Diskussion absoluter Wellenlängen verzichtet werden, während rela-
tive Tendenzen innerhalb einzelner Meßreihen zu Vergleichen herangezogen werden
können.
Die Eignung der Fluoreszenzspektroskopie zur Unterscheidung mariner und terrestrischer
Quellen für Huminstoffe wird in der Literatur sehr unterschiedlich beurteilt. So fanden
ERTEL & HEDGES (1983) lediglich in den Anregungsspektren terrestrischer Huminsäuren
Fluoreszenzmaxima im Bereich um 400 nm, während die Maxima mariner Proben auf den
Bereich von 325-365 nm beschränkt blieben. Ebenso deutlichere Unterschiede fanden
SENESI et al. (1989b). Die Emissionsspektren terrestrischer Huminsäureextrakte erreichten
danach ihr Maximum bei 510 nm. Die marinen Huminsäuren emittierten hingegen um 470
nm am stärksten und die Fulvinsäureproben erreichten ihr Maximum bei noch kürzeren
Wellenlängen (457 - 465 nm). Auch in den Anregungsspektren lagen die Hauptbanden der
Fluoreszenz für die terrestrischen Proben bei längeren Wellenlängen (450, 467 nm) als die
der marinen Proben (388 - 395 nm). Diese klare Tendenz zur Fluoreszenz bei längeren
Wellenlängen für die terrestrischen Proben führen die Autoren auf ein gegenüber den mari-
nen Proben deutlich stärker ausgedehntes konjugiertes π-Elektronensystem und mit Elektro-
nendonorfunktionen höher substituierte aromatische Kerne zurück. Die marinen Proben
zeichnen sich demnach durch einfachere Strukturen mit geringerer Aromatizität und geringe-
ren Molmassen aus (VISSER, 1983; SENESI et al., 1991).
Wie die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, sind solche Schlußfolgerungen jedoch nicht gene-
rell zulässig. Weder die Anregungs- noch die Emissionspektren lassen signifikante Unter-
schiede zwischen den Wellenlängen der Fluoreszenzmaxima mariner und terrestrischer
Extrakte erkennen. Die Lage der Emissionsmaxima differiert für alle Proben um nicht mehr
als 25 nm und ist für die Herkunft einer Probe nicht charakteristisch. Zwar tendieren die
Ackerboden- und Torfextrakte zu etwas langwelligeren Emissionen (450 - 460 nm), doch lie-
gen die Maxima der Waldbodenproben mit 440 und 448 nm im Bereich der Nordseeproben
(444 ± 3 nm SD).
Aus Abb. 39 wird zudem deutlich, daß auch die Lage der Anregungsmaxima (detektiert bei
440 nm) keinen Rückschluß auf die Herkunft einer Huminsäure zuläßt und daß diageneti-
sche Prozesse keinen entscheidenden Einfluß auf die Fluoreszenz nehmen, da z.B. der
Quellerextrakt und die Messelprobe annähernd identische Emissionen aufweisen. Letztere
Beobachtung stimmt auch mit den Aussagen von VISSER (1983) überein, der darauf hin-
weist, daß der Humifizierungsgrad eines Huminstoffes keinen Einfluß auf dessen Fluores-
zenzspektrum hat. Zudem fand HANNEMANN (1995) keine signifikanten Unterschiede zwi-
Diskussion
129
schen den Emissions- und Anregungsspektren der Extrakte aus Sedimenten, Torfen und
frischen Pflanzen. Im Gegensatz zu den Beobachtungen von SENESI et al. (1989a, b) fand
HANNEMANN (1995) auch das langwelligste Emissionsmaximum gerade für eine Tiefsee-
probe, während die terrestrischen Vergleichsproben geringfügig kürzere Emissionswellen-
längen aufwiesen.
Zur Unterscheidung mariner/mikrobieller und terrestrischer Quellen für gefärbte, gelöste
organische Substanzen (CDOM) auf der Basis von Emissionsspektren schlagen McKNIGHT
et al. (1998, zitiert nach BATTIN, 1998) eine Relation zweier Fluoreszenzwerte vor. Bei die-
ser im folgenden als Fluoreszenzindex (FI) bezeichneten Größe handelt es sich um das Ver-
hältnis der relativen Fluoreszenzen, die bei 450 und 500 nm bestimmt werden. Die Autoren
fanden für die als „marines Endglied“ bezeichnete Fulvinsäure aus dem antarktischen Lake
Fryxell einen Wert von FI = 1,11 ± 0,03 und für das „terrestrische Endglied“, eine Fulvinsäure
aus dem Suwannee River, einen Werte von FI = 1,56 ± 0,03. Andere Proben sollten nach
Auffassung der Autoren Werte zwischen diesen Endgliedern aufweisen, was auch von
BATTIN (1998) für Huminstoffe aus Flußsedimenten bestätigt wurde.
Die direkte Übertragung des Indices auf die Spektren dieser Arbeit ist nicht möglich, da diese
nicht bei der von McKNIGHT et al. (1998, zitiert nach BATTIN, 1998) verwendeten Anre-
gungswellenlänge von 370 nm, sondern bei 360 nm aufgenommen wurden. Dennoch sollten
tendenzielle Unterschiede oder Übereinstimmungen diskutiert werden können. Wie die Box-
Darstellung zeigt (Abb. 57), kann der Fluoreszenzindex nicht als sicherer Quellenindikator für
Huminsäuren herangezogen werden, da es zu starken Überlappungen der Werte für marine
und terrestrische Proben kommt. Zudem weisen entgegen der Beobachtungen von
McKNIGHT et al. (1998, zitiert nach BATTIN, 1998) gerade die marinen die im Mittel höch-
sten Werte auf.
Zusammenfassend läßt sich feststellen, daß die Fluoreszenzanregungs- und Emissions-
spektren im Hinblick auf die Fragestellung dieser Arbeit nicht als Quellen-indikatoren dienen
können.
Diskussion
130
Min-Max25%-75%Medianwert
Fluoreszenzindex: F(450)/F(500)
Anregungswel lenlänge: 360 nm
Inde
x
1 .4
1.8
2.2
2.6
3
3.4
terr. HS (alt)terr. HS (rezent)
HS Wat tHS mar in
Abb. 57 Fluoreszenzindices für Huminsäuren
Gruppenlegende: siehe 3.3.4
4.2.7.3 1D-Synchronspektren
Synchronspektren von Huminsäuren zeichnen sich gegenüber den Anregungs- und
Emissionsspektren durch zahlreichere und häufig charakteristischere Banden aus. Der Ein-
fluß von Raman-Streuungen auf die Spektren ist jedoch höher (MATTHEWS et al., 1996).
Die große Zahl an Banden läßt nach Auffassung von MIANO et al. (1990) auf eine hohe
Anzahl an Fluorophoren in den Huminstoffmolekülen schließen.
Je nach Größe der bei der Spektrenaufnahme gewählten Wellendifferenz zwischen Anre-
gung und detektierter Emission werden unterschiedlich aufgelöste Spektren erhalten. MIANO
et al. (1988) sehen eine Differenz von 18 nm als für Huminstoffe optimal an, da bei diesem
Intervall gute Auflösungen bei hohen Intensitäten erreicht werden. Es finden sich in der Lite-
ratur jedoch auch Spektren, die bei größeren Wellenlängendifferenzen aufgenommen wur-
den. So fanden de SOUZA SIERRA et al. (1994) bei einer Differenz von 50 nm in den Syn-
chronspektren mariner Proben charakteristische Banden um 250 nm, die sie auf den Einfluß
von Proteinen zurückführen. Diese Banden sind jedoch bei einer Differenz von 18 nm nicht
zu erkennen, wie die Spektren dieser Arbeit zeigen. Dennoch läßt sich für die marinen Pro-
ben eine leichte Tendenz der Fluoreszenzemissionen zugunsten kürzerer Wellenlängen
feststellen (Abb. 44). Die starken Variationen in den Flächenintegralen der Synchronspektren
Diskussion
131
der einzelnen Ursprungsgruppen (Abb. 45) machen jedoch deutlich, daß auch die Synchron-
spektren keine eindeutigen Quellenindikatoren darstellen.
4.2.7.4 2D-Fluoreszenzspektren
Aus der Tatsache, daß das Fluoreszenzemissionsmaximum eines Huminstoffes bei unter-
schiedlichen Anregungswellenlängen unterschiedliche Wellenlängen aufweist (ERTEL &
HEDGES, 1983; DE SOUZA SIERRA et al., 1994), folgern letztere Autoren, daß es in
Huminstoffen mindestens zwei unterschiedliche Typen von Fluorophoren gibt, deren jewei-
lige Häufigkeit innerhalb der Moleküle von der Herkunft der Huminstoffe abhängt. Je nach
Anregungswellenlänge werden unterschiedliche Fluorophore angeregt, was die unterschied-
lichen Emissionswellenlängen erklärt. Im Gegensatz zur herkömmlichen eindimensionalen
Fluoreszenzmessung ist bei der 2D-Fluoreszenzspektroskopie die simultane und nicht-
invasive Bestimmung der Fluoreszenzintensitäten mehrerer Fluorophore möglich
(LINDEMANN & STÄRK, 1999), was diese Methode für Charakterisierung von Huminstoffen
interessant macht (MATTHEWS et al., 1996).
Wie die Aufnahme der Spektren von vier Huminsäureextrakten zeigt, lassen sich deutliche
Unterschiede zwischen den einzelnen Proben feststellen (Abb. 46, 47). Zwei der Proben
weisen im Bereich zwischen den Streustrahlungen jeweils zwei Fluoreszenzmaxima auf,
während die Nordseeprobe sogar drei und die Ackerbodenprobe nur ein Maximum bei
265/410 nm (Anregung/Emission) erreicht. Die Maxima der Extrakte aus den Sedimenten
und des Torfes liegen mit 250/(425 - 450) nm in einem Bereich, der für Huminstoffe charak-
teristisch erscheint (MAYER et al., 1999). Für terrestrische Huminstoffe fanden die Autoren
auch noch eine ausgedehnte Fluoreszenzzunahme um 310/420 nm, die auch im Torfextrakt
dieser Arbeit zu beobachten ist.
Starke Fluoreszenz in natürlichen Wasserproben bei Anregungswellenlängen unterhalb von
300 nm, wird häufig mit der Gegenwart von Proteinen verbunden, da beispielsweise die
Aminosäure Tryptophan Maxima bei 220/340 bzw. 280/320 - 350 nm aufweist (MATTHEWS
et al., 1996; MAYER et al., 1999). Diese werden jedoch durch Fluorophore der Huminstoffe
stark überlagert. Im Bereich um 280/(310 - 320) nm weisen sowohl die Watt- als auch die
Nordseeprobe erhöhte Fluoreszenz auf, was folglich auf mögliche Proteinbestandteile hin-
deutet. Unterstützt wird diese Vermutung zudem durch ausgeprägten Amidbanden in den IR-
Spektren (vergl. 4.2.6.2).
Das Fluoreszenzmaximum der Nordseeprobe bei 360/425 nm liegt nahe dem Signal von
350/450 nm, welches PORYVKINA et al. (1992) als typisches Maximum für marine Humin-
säuren interpretieren. Dagegen weist die Watthuminsäure ein Maximum bei deutlich kürze-
Diskussion
132
ren Wellenlängen auf (325/360 nm), wobei jedoch auch hier erhöhte Fluoreszenzemissionen
bis in den Bereich um 350/450 nm registriert werden können.
Zusammenfassend läßt sich festhalten, daß die 2D-Fluoreszenzspektroskopie klarere Unter-
schiede zwischen den Huminsäuren unterschiedlicher Herkunft aufzeigt, als dies in den ein-
dimensionalen Kurvenspektren der Fall ist. Auch wird aus den Spektren deutlich, daß
Huminstoffe mindestens zwei unterschiedliche Gruppen von Fluorophoren besitzen, die je
nach Anregungswellenlänge unterschiedlich stark angeregt werden (de SOUZA SIERRA,
1994).
Aufgrund der geringen Probenanzahl läßt sich jedoch kein eindeutiges Merkmal feststellen,
welches für die Herkunft einer Huminsäure unbedingt charakteristisch ist.
4.2.8 1H-NMR-Spektroskopie
4.2.8.1 Anwendung der NMR-Spektroskopie auf Huminstoffe
Nach WERSHAW (1985) wurden die ersten NMR-Spektren von underivatisierten Humin-
stoffen bereits 1969 aufgenommen. Seit dieser Zeit ist die Zahl der NMR-spektroskopischen
Untersuchungen und damit ihr Stellenwert in der Strukturaufklärung von Huminstoffen stetig
gestiegen. Der Grund hierfür liegt in der relativ großen Anzahl der durch die Methode erhal-
tenen Informationen, die beispielsweise genauere Rückschlüsse auf aliphatische Strukturen
innerhalb der Huminstoffe zulassen als dies bei anderen Methoden wie der IR-Spektroskopie
der Fall ist (RUGGIERO et al., 1980a).
Dennoch verhindert die Komplexität der Huminstoffmoleküle auch im Falle der NMR-Spek-
troskopie die Aufnahme charakteristischer Spektren, aus denen sich eindeutige Struktur-
merkmale ableiten lassen. Feinstrukturen oder charakteristische Multipletts, wie sie in der
Regel in den NMR-Spektren organischer Einzelsubstanzen zu finden sind, gehen bei Humin-
stoffspektren in der Vielzahl der Signale verloren (WERSHAW, 1985). Zudem kommt es zu
Signalverbreiterungen, die neben der molaren Komplexität der Moleküle auch auf para-
magnetische Metallionen, freie Radikale und kurze Relaxationszeiten zurückzuführen sind
(DEREPPE et al., 1980).
Ein klarer Vorteil der NMR-Spektroskopie liegt in der nicht-destruktiven Technik, die exaktere
Daten zur Strukturaufklärung liefern kann als dies bei Methoden mit chemischen Abbaupro-
zessen der Fall ist (HATCHER et al., 1981).
Neben den klassischen Flüssig-NMR-Techniken mit der Detektion von 1H- und 13C-Kernen
kommen in neuerer Zeit auch Feststoff-NMR-Techniken wie die CP/MAS-NMR-Spektrosko-
pie bei der Untersuchung von Huminstoffen zum Einsatz (WERSHAW, 1985). Der Vorteil
Diskussion
133
dieser Technik liegt vor allem in der Vermeidung von Lösungsmitteleffekten. Zudem wird mit
dieser Methode auch die NMR-spektroskopische Untersuchung der unlöslichen Huminfrak-
tion möglich (HATCHER et al., 1983).
Wegen des geringen Anteils an 13C-Kernen im natürlichen Isotopengemisch des Kohlenstoffs
(1,1%) sind die Kohlenstoff-NMR-Techniken gegenüber den Protonen-NMR-Techniken
bezüglich ihrer Signalintensitäten benachteiligt (SCHWEDT, 1995). Um dies auszugleichen,
wird im Falle der Huminstoffe die Menge der zu vermessenden Probensubstanz erhöht, so
daß in der Regel mindestens 200 mg Huminstoffisolat für die Aufnahme eines 13C-NMR-
Spektrums benötigt werden. Aufgrund der geringen Isolatmengen bei den Proben dieser
Arbeit mußte daher auf die Aufnahme von Kohlenstoff-NMR-Spektren verzichtet werden.
HATCHER et al. (1980) weisen darauf hin, daß 1H- und 13C-Kerne in Huminsäuren ähnlichen
Wechselwirkungen, welche ja die gemessenen chemischen Verschiebungen bedingen, aus-
gesetzt sind, so daß aus beiden Spektrentypen sehr ähnliche Informationen über die struktu-
rellen Eigenschaften der Huminstoffmoleküle erhalten werden. Beispielsweise decken sich
die Informationen aus dem Bereich für aliphatische Protonen (0 – 2,5 ppm) in den Protonen-
NMR-Spektren nahezu mit denen aus dem Bereich aliphatischer 13C-Kerne (0 – 50 ppm) in
den Kohlenstoff-NMR-Spektren. Die Autoren fanden auch große Überein-stimmungen für
den Bereich der aromatischen/konjugiert olefinischen Protonen (6 – 8,5 ppm) bzw. der ent-
sprechenden Kohlenstoffkerne (105 – 170 ppm).
Allerdings ist es mit der 1H-NMR-Spektroskopie nicht möglich, Wasserstoffatome zu detektie-
ren, welche direkt an Heteroatome wie Sauerstoff oder Stickstoff gebunden sind, da diese
bei dem verwendeten Lösungsmittelsystem aus D2O und NaOD durch Deuterium ausge-
tauscht werden (SAITO & HAYANO, 1981). Damit ist eine direkte Erkennung von z.B. alko-
holischen, phenolischen, carboxylischen Hydroxylgruppen sowie Amiden nicht möglich.
4.2.8.2 1H-NMR-Spektren
Alle 1H-NMR-Spektren dieser Arbeit sind durch breite Banden gekennzeichnet, aus denen
z.T. scharfe Einzelsignale herausragen. In Abhängigkeit von der Löslichkeit werden sehr
unterschiedliche Signal-Rausch-Verhältnisse beobachtet. So zeigen die Spektren der
Queller- und Torfprobe ein nur geringes Grundrauschen, während die Spektren der Sedi-
mentextrakte und besonders der Messelprobe durch starkes Rauschen gekennzeichnet sind.
Ähnliche Beobachtungen machte HANNEMANN (1995) bei der Aufnahmen von Protonen-
NMR-Spektren der Extrakte verschiedener mariner und terrestrischer Pflanzen, eines Torfes
sowie einiger Sedimente. Auch hier ist das Spektrum des schlecht löslichen Extraktes aus
Diskussion
134
einem Tiefseesediment besonders stark verrauscht, während die gut löslichen Pflanzenex-
trakte bessere Signal-Rausch-Abstände aufweisen.
Zudem stellte HANNEMANN (1995) fest, daß die Auflösung der Spektren in charakteristi-
scher Weise mit dem ermittelten E4/E6-Verhältnis der Proben zusammenhängt. Proben mit
hohem E4/E6-Verhältnis zeichnen sich demnach durch bessere Auflösungen aus als die
Extrakte mit einem niedrigeren Absorptionsverhältnis. Korreliert man, wie von CHEN et al.
(1977) beschrieben, das E4/E6-Verhältnis mit der Molekülgröße der Huminstoffe, so läßt sich
folgern, daß die Auflösung der NMR-Spektren mit zunehmender Molekülgröße der Humin-
säuren abnimmt.
Unterstütz wird diese Aussage durch Beobachtungen von LUNDQUIST et al. (1985), die
wesentlich besser aufgelöste NMR-Spektren von niedermolekularen Fulvinsäuren erhielten
als von den entsprechenden höhermolekularen Huminsäurefraktionen. Das bestaufgelöste
NMR-Spektrum der hier untersuchten Proben stammt vom Quellerextrakt, der mit 7,14 auch
einen vergleichsweise hohen E4/E6-Wert aufweist. Entgegen der obigen Aussagen ist
jedoch die Auflösung des Spektrums des Torfextraktes sehr gering, obwohl die Probe durch
einen hohen E4/E6-Wert von 8,04 gekennzeichnet ist. Folglich spielen neben der Molekül-
größe auch noch andere Faktoren bei der Signalverbreiterung in den NMR-Spektren von
Huminstoffen eine Rolle (vergl. 4.2.8.1). Daß dabei möglicherweise auch diagenetische
Effekte entscheidenden Einfluß nehmen können, läßt sich aus dem stark unterschiedlichen
Alter der Torf- und Quellerprobe vermuten. Eine Klärung dieser Frage ist jedoch mit dem hier
vorliegenden Probenmaterial nicht möglich.
Beim Vergleich der Spektren mariner und terrestrischer Huminsäuren fällt auf, daß alle Pro-
ben dominierende Signale im Bereich von 0 – 4 ppm aufweisen. Dieser Bereich charakteri-
siert Protonen aus Alkylfunktionen (0 – ca. 2,8 ppm) und aus der Nähe sauerstoff-haltigen
Funktionen, wie sie für Kohlenhydrate, Alkohole und Ether charakteristisch sind (2,8 –
4,4 ppm) (z.B. WERSHAW, 1985; VIRKKI, 1992; HERZOG et al., 1997). Damit werden die
Aussagen von HATCHER et al. (1980; 1981) bestätigt, wonach sowohl marine als auch
terrestrische Huminsäure ein aliphatisches Grundgerüst besitzen, daß im Falle der
terrestrischen Huminstoffe durch zahlreiche aromatische Komponenten ergänzt wird, die in
marinen Proben dagegen deutlich geringer vertreten sind. Ältere Arbeiten gingen noch davon
aus, daß es sich bei terrestrischen Huminsäuren fast ausschließlich um hoch aromatische
Abbauprodukte des Lignins mit Aromatenanteilen von 60 - 70% handelt (SCHNITZER &
KHAN, 1972; SCHNITZER et al., 1976).
HATCHER et al. (1980) berechneten aus den Integralen der Protonen-NMR-Spektren dage-
gen für terrestrische Huminsäuren 1H-Aromatizitäten von 17 – 35%, während marine Proben
auf Werte von nur 2 – 7% kamen. Unter Aromatizität verstehen die Autoren dabei den pro-
zentualen Anteil der Integralfläche für die aromatischen Protonen (6,0 – 8,5 ppm) am Sum-
Diskussion
135
menintegral für aromatische (6,0 – 8,5 ppm) und aliphatische (0 – 2,5 ppm) Protonen. Dieser
deutliche Unterschied in der Aromatizität zwischen marinen und terrestrischen Extrakten
findet sich auch in den Spektren dieser Arbeit (Tab. 14). Die hier berechnete Aromatizität
entspricht dabei der oben genannten Definition von HATCHER et al. (1980), nur daß das
Integral der aromatischen Protonen den Bereich von 5,8 – 8,5 ppm und das der aliphati-
schen Protonen den Bereich von 0 – 2,8 ppm umfaßt.
Probe Aromatizität[%]
NU1 19,6AC 13,6T4 28,8
DR1 <1HS2 3,1
Stat. 20 <1Stat. 106 <1
SC2 <1Queller 1,1
ME 4,5
Tab. 14 1H-Aromatizität von Huminsäuren (Aromatizität nach HATCHER et al.,
1980; Berechnung leicht modifiziert, s. Text)
An dieser Stelle sei darauf hingewiesen, daß die Quantifizierung von 1H-NMR-Signalen
immer unter der Fragestellung nach möglichen Austauschprozessen betrachtet werden muß.
So konnten RUGGIERO et al. (1980b) sowie SAITO & HAYANO, (1981) nachweisen, daß es
bei der Verwendung des Lösungsmittelsystems D2O/NaOD zum Austausch von Wasser-
stoffatomen der Huminsäuren durch Deuteriumatome des Lösungsmittels kommt. Im Falle
der an Heteroatome wie Sauerstoff und Stickstoff gebundenen Wasserstoffe ist dieser Aus-
tausch nahezu quantitativ (SAITO & HAYANO, 1981). Bei den aromatischen Wasserstoffen
beträgt die Austauschrate hingegen lediglich 18 ± 7 % (RUGGIERO et al., 1980b). Folglich
sollten die berechneten Aromatizitäten nicht als diskrete Werte, sondern als Trendwerte auf-
gefaßt werden.
Die Verhältnisse der Integralbereiche 3/4 sowie 3/5 (vergl. 3.3.9; Tab. 12) zeigen keine so
eindeutigen Unterschiede zwischen marinen und terrestrischen Extrakten wie die Aromatizi-
tät oder das Verhältnis der Bereiche 1/5. Zwar weisen einige Proben dominante Anteile von
Protonen gesättigter Gruppen auf, die sich in α-Stellung zu einem Sauerstoffatom befinden
(Bereich 3), doch scheint diese Dominanz nicht unbedingt an die Herkunft der Proben
gebunden zu sein. So finden sich starke Signale in den Bereichen 3 und 4 der Spektren der
Bodenprobe NU1 und der Torfprobe T4 aber auch im Spektrum des Sedimentextraktes SC2.
Diskussion
136
Aufgrund der relativ geringen Anzahl von nur 10 vermessenen Proben lassen sich sicherlich
keine abschließenden Bewertungen über die Tauglichkeit der Protonen-NMR-Spektroskopie
als eindeutiger Quellenindikator vornehmen. Dennoch liegt mit der aus den Protonen-NMR-
Spektren ermittelbaren Aromatizität eine charakteristische Größe vor, die bei der Unter-
scheidung mariner und terrestrischer Huminsäuren eine wichtige Hilfestellung geben kann.
4.3 Kombination analytischer Parameter
Wie die Diskussion der Meßergebnisse einzelner Meßmethoden gezeigt hat, ist eine signifi-
kante Unterscheidung mariner und terrestrischer Huminsäuren anhand solcher Einzelpara-
meter in vielen Fällen kaum oder gar nicht möglich. Einige Parameter wie z.B. das A2/A4-
Verhältnis, der Stickstoffgehalt oder die δ13C-Werte lassen jedoch erkennen, daß es charak-
teristische Unterschiede zwischen den Huminsäuren unterschiedlicher Herkunft gibt. In die-
sem Abschnitt wird daher untersucht, wie stark die jeweiligen Parameter miteinander korre-
lieren und ob durch die Kombination mehrerer Meßparameter die Differenzierung mariner
und terrestrischer Huminsäuren sicherer werden kann.
Wie die Korrelationsanalyse zeigt, gibt es bei der Berücksichtigung aller Proben mit vollstän-
digem Parametersatz (123 Proben) eine große Anzahl signifikant korrelierter Meßparameter
(Tab. 15 A). Die Zahl signifikanter Abhängigkeiten nimmt jedoch stark ab, wenn man sich auf
die Watt- und Nordseeproben beschränkt (106 Proben, Tab. 15 B).
Diese Beobachtung deutet darauf hin, daß die Meßparameter der Vergleichsproben und hier
insbesondere der terrestrischen Proben in ihrer Gesamtheit doch deutliche Unterschiede
gegenüber den Sedimentproben aufweisen. Um dies zu überprüfen und graphisch zu veran-
schaulichen, wurde eine multidimensionale Skalierung (MDS) durchgeführt.
Bei diesem statistischen Analyseverfahren werden Ähnlichkeiten (bzw. Unähnlichkeiten) zwi-
schen Beobachtungsobjekten, im vorliegenden Fall der untersuchten Extrakte, analysiert und
graphisch veranschaulicht (BÜHL & ZÖFEL, 1998). Dabei werden die Ähnlichkeiten zweier
Beobachtungsobjekte durch Distanzen zwischen diesen Objekten ausgedrückt (Euklidische
Distanzen). Die graphische Darstellung der Ergebnisse einer MDS-Analyse erfolgt dabei in
der Regel zweidimensional. Definitionsgemäß sind sich nahe beieinanderligende Objekte
ähnlicher als zwei Objekte mit größerem Abstand. Die Zahl der Parameter, die zur Berech-
nung der Ähnlichkeiten herangezogen werden können, ist dabei beliebig groß.
Abb. 58 veranschaulicht das Ergebnis der MDS-Analyse für 14 direkt bestimmte oder abge-
leitete Meßgrößen.
Diskussion
137
Aus der Darstellung geht hervor, daß die Torfextrakte deutlich andere Charakteristika auf-
weisen als die übrigen Proben. Dabei ist die Homogenität der Torfproben untereinander
jedoch geringer als dies für die Sedimente der Fall ist. Auffallend ist auch die Nähe der ande-
ren terrestrischen Proben zur Gruppe der Sedimente. Letzteres unterstreicht die Beobach-
tungen bei den Einzelparametern, daß viele Meßgrößen bei der Differenzierung terrestri-
scher und mariner Huminsäuren nur wenig signifikante Unterschiede aufweisen.
MDS: 14 Meßparameter
Eukl id ische Distanzen; Streß = 0,015
Dimension 1
Dim
ensi
on 2
NU1
NU2
AC
T1
T2
T3
T4
T5QUE
JBSCHILL
HS2NEU
P9
P24
P37
P72P162
SM
DR2
ME
-0.8
-0.6
-0.4
-0.2
0
0.2
0.4
0.6
0.8
-1 0 1 2 3 4 5 6
Abb. 58 MDS-Darstellung der Meßergebnisse (14 Meßparameter)
berücksichtigte Meßgrößen: vergl. Tab. 15
Diskussion
138
Tab. 15 Korrelationskoeffizienten der Meßparameter
A: alle Proben mit vollständigen Parametersatz (N = 123)
B: Nordsee- und Wattproben mit vollständigem Parametersatz (N = 106)
markierte Felder: signifikante Korrelation bei p <0,001
Diskussion
139
Nimmt man die Torfe aus der MDS-Analyse heraus, so ergibt sich bei einer etwas geringeren
Anpassungsgüte (Streß = 0,082 statt 0,015) folgendes Bild (Abb. 59):
MDS: 14 Meßparameter (ohne Torfproben)
Euklidische Distanzen; Streß = 0,082
Dimension 1
Dim
ensi
on 2
NU1
NU2
A C
Q U E
JB
SCHILLHS1
HS2
N E U
LAN
CUX
A U G
DB8
DB10DB11DB12
DB15P9
P17
P21
P24
P29P35 P37P47P51
P60
P72
P81
P83P100P112
P126P131
P136
P141
P143P147
P156P159
P171P193P210
NN4
NN5
LT1
S M
H O
DR1
DR2
M E
-2
-1
0
1
2
3
-3 -2 -1 0 1 2 3 4 5
Abb. 59 MDS-Darstellung der Meßergebnisse (ohne Torfproben)
berücksichtigte Meßgrößen: vergl. Tab. 15
Auch hier kommt die Homogenität der Nordsee Proben klar zum Ausdruck. Während die
Waldbodenproben doch deutliche Abstände zu den Sedimenten aufweisen, ist der Abstand
der Ackerbodenprobe (AC) wesentlich geringer. Mit der Quellerprobe (QUE) zeigt sich, daß
der Extrakt diagenetisch noch nicht überprägten organischen Materials zwar eigene Cha-
rakteristika aufweist, aber in der Summe der untersuchten Parametern den übrigen Humin-
säuren sehr ähnlich ist. Der große Euklidische Abstand der in räumlich engem Abstand
genommenen Weserproben DR1 und DR2 ist vermutlich darauf zurückzuführen, daß die
Weserprobe DR1 in unmittelbarer Ufernähe genommen wurde und dadurch der Eintrag von
frischem Pflanzenmaterial aus dem Uferbereich nicht ausgeschlossen werden kann. Der
relativ geringe Euklidische Abstand zur Quellerprobe unterstützt diese Vermutung.
Wie in der Diskussion der einzelnen Meßmethoden erwähnt, eignen sich insbesondere das
A2/A4-Verhältnis und die δ13C-Werte als signifikanter Ursprungsindikator für Huminsäuren.
Wie aus Tab. 15 A zu entnehmen, sind die beiden Parameter auch gut miteinander korreliert
(r2 = 0,82). Trägt man beide Parameter gegeneinander auf, so lassen sich marine und terre-
strische Probe deutlich voneinander abgrenzen (Abb. 60). Die Kombination geeigneter Meß-
parameter kann somit die Differenzierung mariner und terrestrische Huminsäurequellen
verbessern.
Diskussion
140
1.00 2.00 3.00 4.00 5.00A 2/A 4
-30 .0
-28.0
-26.0
-24.0
-22 .0
-20 .0
δ 13
C [‰
]
r ² = -0 ,83 (-0 ,82 )N = 129 (123)
NU1
NU2
AC
T1
T2
T3
T4
T5
Queller
JB
Schillig
HS1
HS2
NEU
LAN
CUX
AUG
DB8DB9
DB10
DB11DB12DB13
DB15
9
101720
21
23
242528
29
34
35
3637 38
39
4445
474849
5051
54
57
585960
61
72
8182
83
86
9192
97
100
101
102103
104
105
106107
108
109
110
111112
115116
117
120123
126
129
131
136138
139
141
142
143144
147149
156157159
160
161
162
165
171
173
176178
180182
183 184188
193
199 200
209210DO G 3
NN2NN3NN4NN5 SC1
SC2
SKKLT1LT2
SM
HO DR1
DR2
Sonne
M E
m arine Sedim ente
Abb. 60 Kombination zweier korrelierter Meßparameter:
A2/A4- und δ13C-Werte
Einzig die Nordseeprobe der Station 39 unterscheidet sich von den übrigen Sedimenten
deutlich. Für diese Probe muß ein hoher Anteil an terrestrischem organischen Material
angenommen werden. Auf welchem Wege dieses Material in die Probe gekommen ist, kann
nicht erklärt werden. Da aufgrund des geringen Huminsäuremenge keine IR-Messungen
dieser Probe möglich waren, wurde sie bei der MDS-Analyse nicht berücksichtigt.
Auch die Kombination weniger stark korrelierter Parameter wie z.B. den δ15N- und δ13C-
Werten (r2 = 0,43) kann bei der Differenzierung mariner und terrestrischer Huminsäure-
extrakte hilfreich sein (Abb. 61).
Die Bereiche für marine bzw. terrestrische Proben wurden dabei aus den Meßwerten ver-
schiedener Arbeiten ermittelt. Der marine Bereich entspricht Proben aus der Floressee
(diese Arbeit) sowie mariner Sedimente nach HANNEMANN (1995), PETERS et al. (1978),
und STUERMER et al. (1978). Der als terrestrisch markierte Bereich umfaßt die Waldboden
und Torfproben dieser Arbeit sowie weiterer Torf- und Bodenproben nach PETERS et al.
(1978) und STUERMER et al. (1978).
Diskussion
141
-36.00 -32.00 -28.00 -24.00 -20.00
δ 13C
-10.00
-5.00
0.00
5.00
10.00
15.00
δ15N
Bere ich m ariner P roben
Bere ich terrestrischer P roben
Nordseesedim ente (diese A rbeit)
Skagerrak Oberflächensedim ente (L iebezeit, unpubliziert)
Abb. 61 Kombination zweier Meßparameter (r 2 = 0,43):
δ15N- und δ13C-Werte (Festlegung der Bereiche: s. Text)
Wie aus der Abbildung hervorgeht, liegt der überwiegende Teil der Isolate aus den Nordsee-
sedimenten nahe dem Bereich typische mariner Sedimente. Dennoch sind die Sedimente
von terrestrischem Eintrag nicht völlig unbeeinflußt, was bei einem Flachmeer wie der Nord-
see, in das zahlreiche Flüsse münden, zu erwarten ist. Besonders die Extrakte aus den Ska-
gerraksedimenten tendieren in Richtung der Werte für terrestrische Proben und unterstützen
damit die Vermutung, das gerade im Becken des Skagerraks allochthones organisches
Material abgelagert wird (van WEERING et al., 1987).
Zusammenfassend läßt sich festhalten, daß sich in der Gesamtheit aller Meßparameter eine
ausgesprochene Homogenität der Huminsäureextrakte aus den Nordseesedimenten beob-
achten läßt. Bei der Berücksichtigung zahlreicher Meßparameter weisen nur die Torfextrakte
eindeutig andere Charakteristika gegenüber den Sedimentproben auf.
Die Kombination mehrerer Meßgrößen kann bei der Differenzierung mariner und terrestri-
scher Huminsäuren zu verläßlicheren Aussagen führen, als dies für einzelne Parameter der
Fall ist. Die Ergebnisse dieser Arbeit haben zudem gezeigt, daß die Untersuchung kleiner
Probensätze manchmal zu ungenauen oder gar falschen Schlußfolgerungen führen können.
Diskussion
142
4.4 Schlußfolgerungen und Ausblick
Wie die MDS-Analyse der Gesamtheit aller Meßparameter gezeigt hat, sind die Unterschiede
in den untersuchten Eigenschaften der marinen und terrestrischen Huminsäuren nicht sehr
ausgeprägt. Dies ist sicherlich ein Ausdruck der hohen Komplexität der Huminsäuren, die
besonders bei den spektroskopischen Analyseverfahren zu wenig differenzierten Ergebnis-
sen führt. Die Auswahl und Kombination geeigneter Meßparameter ermöglicht es jedoch,
organisches Material unterschiedlicher Herkunft über charakteristische Eigenschaften seiner
Huminsäurefraktion zu differenzieren. Als geeignete Parameter haben sich dabei besonders
der Stickstoffgehalt der Extrakte, ihr C/N-Verhältnis, der δ13C-Wert und das A2/A4-Verhältnis
erwiesen. Im Hinblick auf die Fragestellung dieser Arbeit können Huminsäuren also durch-
aus die Rolle eines Biomarkers übernehmen.
Wie jedoch auch gezeigt werden konnte, eignen sich längst nicht alle der untersuchten
Parameter, um dieses Ziel zu erreichen. So hat sich besonders im Falle der Fluoreszenz-
messungen herausgestellt, daß in der Literatur als quellenspezifische Eigenschaften
bezeichnete Meßgrößen, bei der Untersuchung großer Probenzahlen ihre Spezifität stark
einbüßen oder sogar ganz verlieren. Auch konnte durch die große Anzahl an Proben gezeigt
werden, daß neben dem Ursprung des organischen Materials häufig auch weitere Faktoren,
wie beispielsweise die diagenetische Überprägung des Materials bei der Ausbildung cha-
rakteristischer Eigenschaften der Huminsäuren eine wichtige Rolle spielt.
Um diesen Einfluß genauer abschätzen zu können, sind jedoch noch weitere Untersuchun-
gen notwendig, die gezielt rezentes und altes organisches Material unterschiedlicher Her-
kunft miteinander vergleichen.
Zudem hat sich herausgestellt, daß auch die Huminsäuren der offenen Nordsee eine Beein-
flussung durch terrestrisches organisches Material erfahren, so daß sie nicht als rein marines
Endglied angenommen werden können. Folglich sollten weitere Untersuchungen besonders
von Huminsäuren aus Tiefseesedimenten vorgenommen werden, um statistisch abgesi-
cherte Aussagen über marine Endglieder zu erhalten.
Zusammenfassung
143
5 Zusammenfassung
Um die Eignung von Huminsäuren als Ursprungsindikator für das organische Material natür-
licher Proben zu überprüfen, wurde aus 106 Sedimenten der südlichen Nordsee und des
Niedersächsischen Wattenmeeres sowie 17 Vergleichsproben aus dem marinen, limnischen
und terrestrischen Bereich die Huminsäurefraktion der Proben isoliert und mit verschiedenen
analytischen Verfahren untersucht. Die ursprüngliche Anzahl an Sedimentproben war
nahezu doppelt so groß, doch konnte nur aus 106 Sedimentfeinfraktionen (<63 µm) genü-
gend Huminsäurematerial isoliert werden, um die verschiedenen Meßverfahren durchführen
zu können.
Nach einer grundlegenden Charakterisierung der Proben, die die Bestimmung von Wasser-
gehalt, Feinfraktionsanteil, Elementardaten (C,N,P,S) und Lipidgehalt umfaßte, wurden die
alkalisch gewonnenen Huminsäureextrakte mit spektroskopischen (IR, UV/Vis, Fluoreszenz)
und elmentaranalytischen (C, N, P, δ13C, δ15N) Verfahren untersucht. Ergänzend wurden von
einigen Extrakten auch 2D-Fluoreszenz- und 1H-NMR-Spektren aufgenommen.
Folgende Erkenntnisse wurden aus der Analyse der Huminsäurefraktionen gewonnen:
- Kohlenstoffgehalt:
Terrestrische Huminsäuren tendieren geringfügig zu höheren C-Gehalten gegenüber den
marinen Extrakten. Aufgrund der starken Überlappung der Wertebereiche ist eine signifi-
kante Differenzierung der beiden Ursprungsgruppen nicht möglich.
- Stickstoffgehalt:
Marine Huminsäuren weisen in der Regel höhere N-Gehalte auf als terrestrische. Diagene-
tisch bedingte Verluste an Stickstoff sind in den Extrakten zu beobachten. Der N-Gehalt
einer Huminsäure kann als Quellenindikator bei der Differenzierung mariner und terrestri-
scher Proben angesehen werden. Als abgeleitete Größe kann auch das C/N-Verhältnis bei
der Unterscheidung des Ursprungs von Huminsäuren wertvolle Informationen liefern.
- Phosphorgehalt:
Die P-Gehalte in Huminsäuren unterliegen einer diagenetischen Beeinflussung. Marine und
terrestrische Extrakte lassen sich über ihre P-Gehalte oder C/P-Verhältnisse nicht signifikant
unterscheiden.
- Kohlenstoffisotope:
Die 13C-Anteile in den terrestrischen Proben dieser Arbeit sind signifikant höher als in den
marinen Isolaten. Wenn das Vorkommen terrestrischer C4-Pflanzen ausgeschlossen werden
kann, eignet sich der δ13C-Wert einer Huminsäure als Ursprungsindikator.
Zusammenfassung
144
- Stickstoffisotope:
Über die Bestimmung von δ15N-Werten alleine lassen sich Huminsäuren mariner und terre-
strischer Systeme nicht eindeutig unterscheiden. Die Kombination mit δ13C-Werten führt zu
einer verbesserten Differenzierung aus unterschiedlichen Quellen gewonnener
Huminsäuren.
- UV/Vis-Spektroskopie:
Die signifikanten Unterschiede in den Spektren der Huminsäuren aus verschiedenen Quellen
lassen sich mit dem in dieser Arbeit eingeführten A2/A4-Verhältnis numerisch darstellen.
Abstufungen innerhalb der Gruppe der Nordsee- und Wattsedimente lassen sich mit diesem
Parameter vornehmen und zeigen den Eintrag von terrestrischem Material besonders in die
küstennahen Sedimente. Doch auch für große Bereiche des Nordseeplateaus wird der Ein-
fluß von terrestrischem Material über diesen Parameter sichtbar.
Das in der Literatur häufig zitierte E4/E6-Verhältnis kann hingegen nicht als Indikator für die
Herkunft einer Huminsäure herangezogen werden. Zwar lassen sich Humin- und Fulvinsäu-
ren über diesen Parameter differenzieren, die Huminsäuren unterschiedlichen Ursprungs
weisen bezüglich dieses Wertes jedoch keine signifikanten Differenzen auf.
Hohe Aschegehalte in den Huminsäureextrakten führen zu Veränderungen der UV/Vis-
spektroskopischen Eigenschaften der Huminsäuren. So steigt bei hohen Ascheanteilen das
A2/A4-Verhältnis einer Probe an, während das E4/E6-Verhältnis geringfügig abnimmt.
- IR-Spektroskopie:
Die IR-Spektren der untersuchten Huminsäuren weisen nur im Bereich unterhalb von
2000 Wellenzahlen/cm (WZ) signifikante Unterschiede auf. Marine Huminsäuren sind in der
Regel durch ausgeprägte Amid-II-Banden (1535 WZ) gekennzeichnet, was bei der quantita-
tiven Auswertung von Schwingungsanteilen zu niedrigeren Verhältnissen der Banden
1720/1535 führt. Abhängig vom Stickstoffgehalt einer Probe können jedoch auch die Spek-
tren terrestrischer Extrakte Amid-II-Banden aufweisen. Hohe aromatische Schwingungsan-
teile bei 1510 WZ lassen sich nur für die Torfproben feststellen.
Anorganische Bestandteile, insbesondere Tonminerale, in den Huminsäureextrakten führen
zu drastischen Veränderungen in den IR-Spektren. Eine Aufreinigung der Extrakte mit
5%iger Flußsäurelösung kann den Aschegehalt der Extrakte und damit den Einfluß anorga-
nischer „Störsignale“ stark verringern, ohne die spektroskopischen Eigenschaften der
Huminsäuren zu verändern.
- Fluoreszenzspektroskopie:
Die Emissions- und Anregungsspektren der Huminsäuren mariner und terrestrische Quellen
weisen keine signifikanten Unterscheide auf. In den Synchronspektren der Proben ist im
Mittel eine leichte Tendenz der marinen Proben zu kurzwelligeren Fluoreszenzemissionen
Zusammenfassung
145
gegenüber den terrestrischen Extrakten zu beobachten. Die Variationen in den Spektren der
Proben sind jedoch zu groß, um daraus quellenspezifische Differenzen ableiten zu können.
Die Aufnahme von 2D-Fluoreszenzspektren scheint hingegen stärkere Unterscheidungs-
merkmale sichtbar zu machen. So deuten die Spektren der marinen Proben auf die Gegen-
wart von Proteinbestandteilen hin, die in den terrestrischen Proben nicht zu erkennen sind.
Aufgrund der geringen Probenanzahl läßt sich die Aussagekraft dieses Parameters nicht
sicher abschätzen.
- 1H-NMR-Spektroskopie:
Die Protonen-NMR-Spektren ausgewählter Huminsäureextrakte zeigen die klare Tendenz
terrestrischer Huminsäuren zu höheren Aromatenanteilen gegenüber den marinen Isolaten.
Der Bereich aliphatischer Protonen weist hingegen keine klaren Unterschiede auf. Vergli-
chen mit den übrigen spektroskopischen Verfahren ist die für eine Analyse benötigte Menge
an Probensubstanz jedoch relativ hoch, weshalb nur 10 Proben untersucht werden konnten.
Aus diesem Grunde können die NMR-Ergebnisse nicht als genug abgesichert angesehen
werden, um daraus signifikante Informationen ableiten zu können.
- MDS:
Die MDS-Analyse hat gezeigt, daß nahezu alle Proben für die Gesamtheit aller Meß-
parameter große Ähnlichkeiten aufweisen. Lediglich die Torfextrakte unterscheiden sich
demnach von den übrigen Proben deutlich. Die anderen terrestrischen Proben besitzen hin-
gegen vergleichsweise geringe Euklidische Abstände zu den Sedimentextrakten oder
befinden sich sogar innerhalb des Bereichs der marinen Proben.
Die Kombination geeigneter Meßparameter hat sich bei der Differenzierung mariner und ter-
restrischer Huminsäuren als hilfreich und sinnvoll herausgestellt.
Literatur
146
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Danksagung
Mein Dank gilt
vor allem Herrn Priv. Doz. Dr. Gerd Liebezeit. Als Betreuer dieser Arbeit war er stets an
deren Inhalt und Entstehung interessiert. Seine Anregungen und Unterstützung im richtigen
Moment waren mir immer eine große Hilfe. Auch für die Ermöglichung der Teilnahme an
nationalen und internationalen Seminaren und Konferenzen bin ich ihm sehr dankbar.
Herrn Prof. Dr. Dieter Schuller danke ich für die freundliche Übernahme des Zweitreferats.
Allen Mitarbeitern und Angestellten des Forschungszentrums Terramare und der ICBM-
Meeresstation danke ich herzlich für das sehr angenehme Arbeitsklima und die immer
freundliche Unterstützung.
Der Besatzung des Forschungsschiffes „Viktor Hensen“ danke ich für die große Hilfestellung
bei der Probennahme zahlreicher Sedimente aus der Nordsee.
Frau Dr. Ingrid Kröncke und Herrn Dr. Achim Wehrmann danke ich für die Bereitstellung von
Probenmaterial.
Herrn Matthias Piontek sei für seine Hilfe bei der Extraktion der Huminsäuren besonders
gedankt.
Ebenso danke ich Herrn Klaus-Uwe Richter vom Alfred-Wegener-Institut für die Messung der
Isotopengehalte, Herrn Dr. Roland Ulber vom Institut für Technische Chemie der Universität
Hannover für die Aufnahme der 2D-Fluoreszenzspektren, Herrn Dr. Bernhard Schnetger vom
ICBM der Universität Oldenburg für die ICP-OES-Analysen und Herrn Dieter Neemeyer vom
Fachbereich Chemie der Universität Oldenburg für die Aufnahme der NMR-Spektren.
Mein besonderer Dank gilt meinen Eltern, die mir mein Studium durch ihre finanzielle
Unterstützung ermöglicht und mich mein ganzes Studium hindurch begleitet haben.
Ebenso bedanke ich mich bei meiner Frau Ulrike für ihre stete Unterstützung in allen
Lebenslagen.
Lebenslauf
Persönliche Daten
Name: Ummo Fooken
geboren am: 13.12.1968 in Varel (Friesland)
Familienstand: verheiratet
Schulausbildung
1974 - 1978 Grundschule in Westerstede
1978 - 1980 Orientierungsstufe in Westerstede
1980 - 1988 Gymnasium mit Abitur in Westerstede
Hochschulausbildung
1988 – 1992 Grundstudium der Chemie an der C.v.O. Universität Oldenburg
03.07.1992 Diplom-Chemiker-Vorprüfung
03.07.1993
Eingeschobene Studienfachwechsel:
1989 Maschinenbau an der TU Braunschweig (WS 1989)
1990 Mathematik an der C.v.O. Universität Oldenburg (SS 1990)
1992 – 1995 Hauptstudium der Chemie an der C.v.O. Universität Oldenburg
Wahlfach: Technische Chemie
07.11.1995 Diplom-Chemiker-Hauptprüfung
1995 Diplomarbeit in der AG Umweltanalytik der C.v.O. Universität Olden-
burg unter der Leitung von Herrn Prof. Dr. D. Schuller
seit 1996 Promotionsstudium an der C.v.O. Universität Oldenburg, ausgeführt
am Forschungszentrum Terramare in Wilhelmshaven im Arbeitskreis
von Herrn Priv. Doz. Dr. G. Liebezeit
Hiermit erkläre ich, daß ich diese Arbeit selbständig verfaßt und keine anderen
als die angegebenen Quellen und Hilfsmittel genutzt habe.
Ummo Fooken
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