Rápido y seguro. Todo lo que necesita para histología.

Rápido y seguro.Todo lo que necesita para histología.

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01

03 04 05 06 Fijadores

• Formaldehído• Etanol

Introducción

Descalcificación

• OSTEOMOLL®• OSTEOSOFT®

Histoprocesamiento

• Histosec®• Cortes de parafina

Solventes

• Etanol• 2-propanol• Acetona• Xileno• Neo-Clear®• Neo-Clear® y

Neo-Mount™

Tinciones

• Tinción nuclear con hematoxilina

• Tinción de H&E• Tinción de PAS• Azul alcián-PAS• Tinción rojo nuclear• Azul alcian-rojo

nuclear• Tinción de Van Gieson• Tinción de Giemsa

26 • 3516 • 2512 • 1510 • 1106 • 09

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Contenido

07 08 09 10 11

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Kits de Tinciones

• Tinción de PAS• Hematoxilina férrica

de Weigert's• Fibras elásticas

Van Gieson• Masson-Goldner• Plateado de

metenamina• Plateado según

Warthin-Starry• Plateado de reticulina• Plateado según

von Kossa• Rojo Congo• Tb-color modificado• Tb-fluor• Tb-fluor, libre de fenol• Tinción de ADN• HEMATOGNOST Fe™• LEUCOGNOST® NASDCL

ISOSLIDES®

• ISOSLIDES® Reticulina portaobjetos de control

Montaje

• Bálsamo de Canadá• Entellan™• Entellan™ nuevo• Entellan™ nuevo

para cubreobjeto• DPX• DPX nuevo• Neo-Mount™

Colorantes en forma sólida

• Certistain®• Otros colorantes

en forma sólida

QMGestión de Calidad

Referencias

74 • 75

72 • 7370 • 7168 • 6936 • 65 66 • 67

Introducción

01 Introducción

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Certificación CE de IVDs

La Directiva Europea de Dispositivos Médicos In Vitro (98/79/CE) del 20 de octubre de 1998, constituye el instrumento legal en el cual se basa la legislación IVD dentro de los Estados Miembros de la Unión Europea. Es una directiva obligatoria vigente desde diciembre del año 2003, para todos los Dispositivos Médicos In Vitro (IVDs) que se comercializan en el mercado de la Unión Europea. Por esta razón, a partir del año 2005, todos los fabricantes deben obtener la Certificación CE e incorporarla en el etiquetado de sus productos y en sus instrucciones de uso previo a la venta.

El término Dispositivo de Diagnóstico In Vitro se asigna a cualquier dispositivo médico, un reactivo, calibrador, material de control, equipo, instrumento, dispositivo, equipo o sistema, utilizado sólo o en combinación, destinado por el fabricante a ser usado "in vitro" para el estudio de muestras, incluyendo sangre y tejidos procedentes del cuerpo humano, exclusiva o principal-mente, con el fin de proporcionar información:• relativa a un estado fisiológico o patológico,• relativa a una anomalía congénita,• para determinar la seguridad y compatibilidad

con receptores potenciales,• para supervisar las medidas terapéuticas

La Directiva agrupa IVDs de la siguiente manera:Clase 2 - IVD en la lista del anexo II A (que incluye kits de pruebas para VIH y algunos productos de grupo sanguíneo) y la Lista B (que incluye kits de prueba para varios anticuerpos y virus y kits de pruebas de glucosa en sangre).Clase 1a - IVD para autodiagnóstico, que no sean las de la Clase 2,Clase 1 - todos IVDs distintos de los contemplados en el Anexo II y el IVD para el autodiagnóstico. Nuestros "Productos para Microscopía" pertenecen a la Clase 1.

La certificación CE es un proceso de auto-certificación en la que se declaran los detalles de un determinado producto y se validan de acuerdo con los requeri-mientos de la EDMA (Asociación de Fabricantes de Diagnostica Europea) teniendo como base la clasificación del código VDGH (Verband der Diagnostika-Industrie eV). Merck ha completado con éxito el proceso de certificación CE en diciembre de 2003, para todos los productos de Microscopía clasificados como IVDs y que pertenecen al grupo de bajo riesgo. Los nuevos productos son desarrollados, fabricados, certificados y documentados de acuerdo con la normativa, y se han registrado con la Autoridad Competente antes de ser puestos en el mercado. El proceso de certificación CE, también cubre la realización de auditorías internas y externas de los sistemas de gestión de calidad de acuerdo con la norma ISO EN 13485.

Fijadores

La fijación de una muestra significa interrumpir los complejos procesos metabólicos intravitales y supravitales que se producen en los tejidos, preservando las estructuras y la prevención del decaimiento postmorten. La fijación cambia fundamentalmente el estado nativo del tejido y los análisis se basan en una imagen que es característica del fijador utilizado. En histología el material de muestra se satura en el líquido fijador, para luego ser seccionado finamente e inmerso en un volúmen de fijador, como mínimo 20 veces mayor que el volumen del tejido a ser fijado.

Objetivo de la fijaciónLas proteínas, sustancias orgánicas solubles, son desnaturalizadas con formaldehído para hacerlas insolubles y biológicamente inactivas y para inducir el entrecruzamiento. La reacción de las cadenas laterales de las proteínas con formaldehído conduce al entrecruzamiento, lo que lleva a los antígenos a ser enmascarados e incapaces de reaccionar con los anticuerpos a menos que estén especialmente pre-tratados.

Los lípidos se fijan y estabilizan a través de la fijación de la fracción proteica. Los lípidos son extraídos en alcohol y son visibles como vacuolas o estructuras que semejan una malla vacia. Los hidratos de carbono se estabilizan a través del tejido circundante fijo. Los ácidos nucleicos pierden su estructura cuando se fijan y forman agregados. La estabilización es debida al tejido circundante fijo. Espacios intercelulares se hacen más grandes. Los límites entre las diversas estructuras pueden presentar daño estructural masivo. Las estructuras que contienen agua pueden presentar contracción o hinchazón inducida por la ósmosis.

RH + CH2O R-CH2(OH)R-CH2(OH) + HR´ R-CH2-R´ + H2O

La fijación evita:

• Autólisis,producidaporlasenzimas propias de las células

•Putrefacción,causadapormicroorganismos• Descomposición,bajooxígenoatmosférico• Descomposición,elmismoproceso

pero sin oxígeno

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02 Fijadores

Ventajas de la fijación con formaldehídoLas estructuras se mantienen. La solución madre es acuosa aprox. 40% de formaldehído. Las soluciones de trabajo son al 4% o al 10%. Las muestras fijadas se mantienen estables durante mucho tiempo, el material se endurece, por lo que es fácil trabajar con él. Las enzimas tales como fosfatasa alcalina, esterasas inespecíficas, esterasa y lipasa específica permanecen activas después de la fijación con formalina.Cuando las muestras son mantenidas en soluciones diluídas de formalina, éstas se pueden almacenar prácticamente en forma indefinida. La formalina, incluso en concentraciones muy bajas, tiene un efecto desinfectante sobre los virus, bacterias, esporas, bacterias de la tuberculosis, la hepatitis y el virus del SIDA.

Desventajas de fijar con formaldehídoInvestigaciones histoquímicas pueden llegar a ser difíciles cuando las enzimas y epítopes son enmascarados. Sin embargo el enmascaramiento puede ser parcialmente eliminado por el lavado. El formaldehído puede causar problemas de salud, es alergizante y un irritante químico.

Información TécnicaEl formaldehído es un fijador rápido que perfunde aproximadamente 1 mm de tejido por hora. Los tiempos de fijación no deben ser inferiores a 8 horas para permitir la fijación completa de la muestra. Mantener las muestras en el frío puede dar lugar a la formación de para-formaldehído como resultado de la polimerización; este sedi- menta en forma de precipitado blanco, reduciendo la concentración de la solución. Es importante, por lo tanto, no mantener soluciones en el refrigerador. El ácido fórmico formado, por ejemplo, de la exposición a la luz en soluciones no estabilizadas y no tamponadas, puede perjudicar la tinción nuclear. Fijación con formaldehído es especialmente adecuada para los siguientes tipos de muestra: muestras generales, depósitos calcificados, hueso, cartílago, sistema nervioso. Soluciones ácidas de formaldehído tienen un impacto negativo en tinciones de plata, por lo que el pH debe permanecer en el intervalo neutro.Además de formaldehído, otros fijadores pueden ser utilizados. Cuando se trabaja con soluciones de formaldehído es vital asegurar que el lugar de trabajo esté bien ventilado. La solución de trabajo al 4% se ajusta con tampón de fosfato para proteger las estructuras del tejido. La solución es adecuada para todos los tipos de tejidos y asegura eficiencia y, al mismo tiempo una fijación suave.Con la adición de carbonato de calcio, la solución madre al 37% está protegida contra los cambios de pH hacia el rango ácido. El metanol al 10% proporciona una protección eficaz para detener la polimerización de formaldehído a para-formaldehído.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoFormaldehído en solución 4%, tamponado 5 l, 10 l Titripak® 100496Formaldehído en solución mín. 37% libre de ácido, estabilizada con aproximadamente 10% de metanol y carbonato de calcio

1 l, 2.5 l 103999

El formaldehído (HCOH) es uno de los fijadores más familiares y efectivos. Se ha utilizado por más de 100 años. Su solución acuosa se conoce como formalina o formol.

Formaldehído

Otros fijadores

La literatura cita un número de otras mezclas fijadoras con productos químicos, que ya no están disponibles para éste propósito, tales como el sublimado, ácido pícrico, cloroformo, ácido crómico y acetato de uranilo. Los beneficios de estas mezclas fijadoras ya no son considerados en la visualización de estructuras peculiares, debido a su naturaleza tóxica y peligrosa durante su exposición, tanto para el usuario como para el medio ambiente.

El etanol (alcohol etílico) con un contenido de 96% o 100% (absoluto) es otro fijador utilizado con frecuencia. Actua extrayendo el agua de las muestras sin alterar sus estructuras o componentes químicos. El reactivo utilizado para desnaturalizar el alcohol es un metíl etíl cetona, que se comporta de forma neutral en las aplicaciones para las que se utiliza. Las muestras a fijar no deben ser superiores a 5 mm de espesor. El etanol al 96% o al 100% lleva a una fijación rápida, y toma entre 30 y 60 minutos para muestras de 1-2 mm de espesor o entre 2 y 4 horas para aquellos con un espesor de 3-4 mm. La rápida deshidratación causada por la fijación con etanol, a menudo deja una muestra dura y quebradiza y no siempre fácil de cortar. Puede ocurrir que la muestra se encuentre fijada y dura en el exterior, mientras que el interior todavía no esté fijada correctamente. Esto se puede evitar utilizando soluciones de etanol de baja concentración como 50% a 70%. El encogimiento puede ser evitado mediante la fijación en soluciones frías.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoEtanol absoluto, para análisis EMSURE® ACS, ISO, Reac. Ph Eur 1 l, 2.5 l 100983

Etanol desnaturalizado con aprox 1% de metil etil cetona para análisis EMSURE® 1 l, 5 l 100974

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02 Fijadores

Etanol

Tambor de acero retornable con sistema de vaciado para gas inerte presurizado

Descalcificación

Para tejidos delicados, como muestras obtenidas por punción de la cresta ilíaca, deben ser descalcificados suavemente para preservar las células y estructuras de los antígenos, y permitir que métodos inmunohistoquímicos puedan ser aplicados después de la descalcificación. OSTEOSOFT®, es recomendado hoy en día, como un descalcificador suave y su número de artículo es el 101728.Para el material óseo más duro, se debe utilizar una solución descalcificadora que permita una descalcificación rápida y confiable: por ejemplo OSTEOMOLL®, número de artículo 101736. OSTEOMOLL® es una solución descalcificadora que contiene formaldehído ácido, por lo que la descalcificación y la fijación se producen en un solo paso. OSTEOMOLL® decalcifica huesos en un tiempo que oscila, entre 30 minutos a un máximo de 8 horas dependiendo del tamaño, peso y densidad de la muestra, por ejemplo, los fragmentos de hueso de la cadera.

Por esa razón, es importante que los procedimientos para el procesamiento de material duro, deben ser evaluados, ya que la capacidad de tinción del material, puede verse reducida si se tratan demasiado tiempo con OSTEOMOLL®.Si se encuentra que el material descalcificado está demasiado duro para hacer el corte, todo el bloque puede ser colocado durante unos minutos, hacia abajo, en un plato de fondo plano que contenga OSTEOMOLL® para permitir más descalcificación. Si el material persiste en permanecer demasiado duro, el procedimiento se puede repetir. Secar el bloque de parafina con cuidado y hacer los cortes en la forma usual.

Métodos de descalcificación para exámenes microscópicos ópticos de hueso y otros tejidos duros en procedimientos histológicos de rutina

OSTEOMOLL® y OSTEOSOFT®

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03 Descalcificación

Biopsia de médula ósea, corte de parafina, OSTEOSOFT®, inmunohistoquímica, Plasmocitoma

Biopsia de médula ósea, corte de parafina, OSTEOSOFT®, inmunohistoquímica, cambios reactivos

Si un material duro como los huesos o los dientes, debe ser procesado histológicamente, éste deberá ser descalcificado para su procesamiento estándar de inclusión y corte en parafina o debe ser embebido en plástico para hacer los cortes con micrótomo.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoOSTEOSOFT® solución descalcificadora de huesos para tejido delicado que contenga calcio

1 l 101728

OSTEOMOLL® solución descalcificadora de huesos y tejidos duros 1 l, 2.5 l 101736

Histoprocesamiento

Las parafinas son mezclas de hidrocarburos saturados que tienen un punto de fusión que aumenta con la longitud de la cadena. Las parafinas utilizadas en histología tienen longitudes de cadena entre 20 y 35 átomos de carbono (y correspondientes puntos de fusión entre 38°C y 70°C). La consistencia de la parafina solidificada a su vez aumenta con el punto de fusión. Para el trabajo histológico de rutina, se utiliza parafina con un rango de fusión entre 56-58°C. La parafina se cristaliza así como solidifica. Con enfriamiento rápido, la parafina solidificada asume una estructura cristalina fina homogénea, fácil de cortar. Cuando se enfría sólo gradual- mente, la parafina cristaliza para formar placas irregulares y agujas, y sufre contracción. La superficie del bloque de parafina sólida puede ser muy irregular y se pueden formar espacios llenos de aire entre los cristales de parafina. Estos últimos son vistos con apariencia de parafina moteada y no con la apariencia transparente y vidriosa que normalmente posee la parafina. El moteado es perjudicial durante el proceso de corte, los bloques pierden su integridad en estos puntos y se rompen. Diversas sustancias se añaden a la parafina para evitar este efecto, el aditivo clásico es 5% cera de abejas. Parafinas modernas contienen polímeros de plástico para evitar el moteado, mejorando el proceso de corte y aumentando la tasa de infiltración. La parafina no debe ser calentada más de 2-3°C por encima de su punto de fusión. La parafina que se ha sobrecalentado se oxida a un color amarillo y saponifica cuando se enfría. La adición de DMSO (sulfóxido de dimetilo) permite una penetración más rápida y completa, mientras que la adición de polímeros presta mayor plasticidad a los tejidos embebidos. El alto grado de pureza hace que sea innecesario filtrar la cera fundida. Excelentes propiedades de corte están aseguradas para cortes individuales y múltiples, y la forma y el color de la tinción histológica se conservan.

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04 Histoprocesamiento

Parafina para histoprocesamiento y formación del bloque

Histosec®Histosec® es una parafina de alta pureza disponible con y sin DMSO. Su punto de fusión es entre 56°C y 58°C y dentro de este rango, cualquier espécimen puede ser procesado sin temor a daños independiente del método utilizado.Histosec® se produce en un proceso complejo desde ceras cuidadosamente seleccionadas y otros materiales de partida. Es sometido a rigurosos controles de calidad.En histoprocesamiento, para lograr la deshidratación total de las muestras, se fijan y se enjuagan y luego pasarán por concentraciones ascendentes de alcohol, a través de baños que contienen soluciones intermedias, esto es, soluciones que son miscibles con alcohol, y con la parafina.

La solución intermedia más utilizada hoy en día es el xileno y sustitutos del xileno. Después que toda el agua ha sido removida, las muestras se colocan en baños de parafina y son perfundidas con parafina. Al final del proceso, la parafina ha penetrado en puntos donde el agua o sustancias solubles *en alcohol tales como la grasa se encontraban en el material original. Las características notables de Histosec® son su excelente durabilidad en el histoprocesador y su estabilidad durante todo el proceso.

Parafina de primera calidad para uso rutinario, tinción inmunohistoquímica y aplicaciones de microondas

Histosec®

Para asegurar una preparación fácil de cortes multiples, las muestras deshidratadas y perfundidas con parafina son incluídas en bloques de parafina, y mantenidas en un lugar fresco.

Protocolo de histoprocesamientoProducto Concentración TiempoEtanol 50 % 1 hEtanol 70 % 1 hEtanol 70 % 1 hEtanol 80 % 1 hEtanol 90 % 1 hEtanol 100% desnaturalizado 1 hEtanol 100% desnaturalizado 1 hEtanol 100% desnaturalizado 1 hXileno o Neo-Clear® 1 hXileno o Neo-Clear® 1 hHistosec® 60 °C 2 hHistosec® 60 °C 3 h

Histosec® son parafinas seleccionadas con adición de polímeros

Información TécnicaSi se utiliza parafina grado técnico o si la parafina se ha mantenido durante mucho tiempo en el histoprocesador, puede absorber demasiados componentes no deseados. La apariencia de la parafina cambia, se convierte en grasa, con olor al solvente y es incapaz de penetrar en las muestras en forma eficaz.Como consecuencia, puede que las muestras no sean completamente penetradas y pueden ser más difíciles de cortar. Muestras recién puestas en bloque, pueden causar problemas y la calidad del corte ser más pobre.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoHistosec® con DMSO 4 x 2.5 kg, 25 kg 111609Histosec® sin DMSO 4 x 2.5 kg, 25 kg 115161Parafina puraParafina 4 x 2.5 kg 107164

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04 Histoprocesamiento

Cortes de parafina

CorteLas cortes de parafina se preparan usando un micrótomo de deslizamiento o rotatorio. En ambos casos, la cuchilla se mueve horizontalmente sobre el bloque de parafina. En el micrótomo rotatorio se realiza un movimiento lineal con un volante de accionamiento manual el que se transforma en un movimiento de rotación. Detalles del microtomo en particular se pueden encontrar en las instrucciones de uso. Cuchillas clásicas de microtomos diseñados para el uso repetido pueden ser utilizados en ambos tipos de dispositivos. Cuchillas desechables son adecuadas para su uso en micró- tomos rotativos. Los bloques de parafina siempre deben mantenerse en frío antes del corte. El microtomo se ajusta en el grosor de corte deseado, para que los cortes sean de aproximadamente 3 a 5 micras. Los cortes se retiran de la cuchilla con una pinza fina y quedan listos para su posterior procesamiento.

Unión y estiramientoLos cortes se estiran mediante la colocación de éstos en un baño de agua caliente y luego en un portaobjetos limpio. Para aplicaciones especiales los portaobjetos se pueden recubrir o bien utilizar portaobjetos pre-tratados comercialmente, con el fin de impedir que los cortes se desprendan durante el procesamiento posterior. Después que los cortes se han unido al portaobjetos, éstos se colocan en una cámara de calor para secar.

Preparación para la desparafinaciónLos cortes de parafina se funden durante unos 20 minutos a aprox. 70°C en una cámara de calor y procesados posterior-mente como se indica en el protocolo.

Para algunos procedimientos de tinción, tales como tinción con rojo Congo para detectar amiloide, los cortes deben ser de 7 µm de espesor; para la detección de micobacterias por el método de Ziehl-Neelsen el espesor debe ser de al menos 5 µm para permitir a las estructuras objetivo ser teñidas apropiadamente. Las dificultades en la preparación de los cortes son experimentadas cuando los bloques de parafina son demasiado blandos, demasiado duros o quebradizos, o cuando la parafina todavía contiene residuos de solventes del histoprocesamiento. Resultados estables y reproducibles sólo se pueden lograr mediante el uso de solventes de grado superior, una parafina especialmente diseñada para uso histológico y un protocolo apropiado. Por ello, cuando se utiliza el protocolo, los solventes y las parafinas aquí descritos, los resultados son excelentes, reproducibles y elimina los costos e interrupciones innecesarias durante la preparación de la muestra.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoHistosec® con DMSO 4 x 2.5 kg, 25 kg 111609Histosec® sin DMSO 4 x 2.5 kg, 25 kg 115161Parafina puraParafina 4 x 2.5 kg 107164

Solventes

El etanol es un solvente que tiene las siguientes propiedades fisicoquímicasDatos químicos y físicosTemperatura de ignición 363 °C (DIN 51794) Solubilidad en agua (20 °C) solublePunto de fusión -114.5 °C Masa molecular 46.07 g/molDensidad 0.790-0.793 g/cm³ (20 °C) pH 7.0 (10 g/l, H2O, 20 °C)Punto de ebullición 78.3 °C Presión de vapor 59 hPa (20 °C)Limites de explosividad 3.5-15 % (V) Punto de inflamación 13 °C c.c.Indice de refracción 1.36

El etanol, C2H5OH, está entre los solventes utilizados con mayor frecuencia en histología. Se utiliza en el procesamiento histológico para la serie ascendente y descendente de alcohol empleado en la tinción, para enjuagar durante el proceso, así como en numerosas soluciones de tinción. Las instrucciones de aplicación explican cómo se utiliza el etanol para el histoprocesamiento y la tinción. El etanol actúa con rapidez y eficacia. Para evitar pérdida en la calidad de los cortes, los baños deben ser cambiados con frecuencia y así evitar cortes decoloridos o láminas turbias con aspecto lechoso.

El etanol lleva el símbolo de peligro F, por su característica de inflamable. Instrucciones de seguridad e información sobre cómo manipular el etanol sin riesgo, figuran en la ficha de datos de seguridad que está disponible en la Web o por solicitud.

H3C OH

Etanol

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05 Solventes

El etanol se utiliza en un grado sin desnaturalizar con una pureza de >/= 99,9% o bien como una solución al 96%. Los grados de etanol sin desnaturalizar [en Alemania] tienen ciertos impuestos, haciéndolos más caros.Además del grado del etanol sin desnaturalizar, también existe el etanol desnaturalizado, que contiene aproximadamente 1% de MEC (metil etil cetona). Este etanol desnaturalizado se ha utilizado durante muchos años y ha demostrado ser popular, ya que no tiene relación con los resultados histológicos. Al ser desnaturalizado, este etanol no tiene impuestos especiales, por lo tanto a esta calidad se debería dar preferencia en las aplicaciones rutinarias.Además de los procedimientos con soluciones de etanol concentrado a menudo son requeridos los diluídos. Estos se pueden preparar manualmente según sea necesario.Para re y deshidrataciones, se usan soluciones al 50%, 70% y 80%. El etanol viene en numerosos grados que van desde GR para análisis al grado técnico, y también como soluciones re-procesadas. Por otra parte, la regla es que el uso de buenos solventes tiende a evitar problemas en el flujo de trabajo y en los resultados. Un análisis costo-beneficio realista debería realizarse de vez en cuando para permitir cambios cuando sea necesario.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoEtanol absoluto, para análisis EMSURE® ACS, ISO, Reac. Ph Eur 1 l, 2.5 l 100983

Etanol desnaturalizado con aprox 1% de metil etil cetona para análisis EMSURE®

1 l, 5 l 100974

2-propanol es un disolvente que tiene las siguientes propiedades fisicoquímicasDatos químicos y físicosTemperatura de ignición 425 °C (DIN 51794) Solubilidad en agua (20 °C) solublePunto de fusión -89.5 °C Masa molecular 60.1 g/molDensidad 0.786 g/cm³ (20 °C) pH (H2O, 20 °C) neutralPunto de ebullición 82.4 °C (1013 hPa) Presión de vapor 43 hPa (20 °C)Limites de explosividad 2-13.4 % (V) Punto de inflamación 17 °C, crisol abiertoIndice de refracción 1.378 Absorción de agua 1000 g/kgIndice de evaporación 11

El alcohol 2-Propanol, C3H8O, es usado como disolvente de laboratorio y también para la preparación de alcoholes en serie descendente y ascendente, para hidratar y deshidratar muestras respectivamentente. El 2-propanol actúa más lentamente que el etanol.

El 2-propanol lleva los símbolos de peligro F y Xi, debido a que es inflamable e irritante.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículo2-Propanol para análisis EMSURE® ACS, ISO, Reac. Ph Eur 1 l, 2.5 l 109634

H3C CH3

OH

2-Propanol

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05 Solventes

Acetona es un solvente que tiene las siguientes propiedades físico-químicasDatos químicos y físicosTemperatura de ignición 465 °C (DIN 51794) Solubilidad en agua (20 °C) solublePunto de fusión -95.4 °C Masa molecular 58.07 g/molDensidad 0.79 g/cm³ (20 °C) pH 5-6 (395 g/l, H2O, 20 °C)Punto de ebullición 56.2 °C (1013 hPa) Presión de vapor 233 hPa (20 °C)Limites de explosividad 2.6-12.8 % (V) Indice de refracción 1.35868 (20 °C)Absorción de agua 1000 g/kg

Acetona (sinónimos: dimetil cetona, propanona), C3H6O, es un disolvente de uso general que encuentra aplicaciones especiales en el laboratorio histológico: por ejemplo, como fijador y para adicionar a soluciones.

La acetona lleva los símbolos de peligro F y Xi debido a que es inflamable e irritante

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoAcetona para análisis EMSURE® ACS, ISO, Reac. Ph Eur 1 l, 2.5 l 100014

H3C CH3

O

Acetona

El xileno es un disolvente que tiene las siguientes propiedades fisicoquímicasDatos químicos y físicosTemperatura de ignición 490 °C (DIN 51794) Solubilidad en agua 0.2 g/l (20 °C)Punto de fusión > -34 °C Masa molecular 106.17 g/molDensidad 0.86 g/cm³ (20 °C) pH (H2O) no aplicablePunto de ebullición 137-143 °C (1013 hPa) Presión de vapor 10 hPa (20 °C)Limites de explosividad 1.7-7.0 % (V) Punto de inflamación 25 °CConcentración de saturación

35 g/m3 (20 °C) aire Viscosidad cinemática 0.85 mm2/s (201 °C)

Indice de evaporación 13.5

El xileno es un solvente aromático, C6H4 (CH3)2, que ha sido utilizado durante décadas en aplicaciones de histoprocesamiento, desparafinación y clarificación. Se utiliza una mezcla de isómeros orto- meta- y para-.

CH3 CH3 CH3

CH3

CH3

CH3

Xileno

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05 Solventes

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoXileno para análisis EMSURE® ACS, ISO, Reac. Ph Eur 1 l, 2.5 l 108661

XilenoLa ventaja del xileno es que desparafina cortes muy rápidamente y de manera eficiente y también termina la etapa de deshidratación. El xileno tiene una excelente capacidad y velocidad para disolver la parafina de los cortes. En histología, estas propiedades han hecho del xileno, el solvente estándar.Protocolos usados y probados usando xileno en histología, se pueden encontrar en las secciones de Histoprocesamiento y Tinción.

Varios grados de xileno están disponibles, los que van desde el grado reactivo para análisis hasta los grados técnicos, pero se pueden encontrar dificultades cuando se utilizan los grados de menor calidad. La tinción y durabilidad pueden verse afectadas negativamente cuando el xileno usado es de un grado de calidad muy baja.El xileno es un disolvente que puede ser re-utilizado. Hay sistemas en el mercado que permiten procesar el xileno usado, por ejemplo, destilado, por lo que puede ser reciclado y re-utilizado. Sin embargo, se debe tener en cuenta que este tipo de proceso siempre está asociado con una cierta pérdida de calidad y que cualquier xileno que ha sido reciclado debe ser reemplazado antes que produzca pérdida de calidad en la muestra.

El ProblemaEl problema con el xileno, es ser un reactivo peligroso y con clasificación Xn, esto es, inflamable, nocivo e irritante, y tiene una alta tasa de evaporación con un olor característico. El olor revela rápidamente dónde se está utilizando. Los laboratorios deben tener una buena ventilación y cualquier trabajo que implique el uso de xileno debe ser realizado bajo una campana de extracción.Indicaciones de seguridad e información del manejo del xileno sin riesgo, se encuentran en la hoja de datos de seguridad que está disponible en la Web o por solicitud.

Como resultado de una exposición intensa a disolventes aromáticos tales como el xileno, son conocidos los daños al hígado, órganos hematopoyéticos y al sistema linfático. La dosis oral LD50 para la rata es 2840 mg/kg; LD50 dérmica para el conejo es > 4350 mg/kg.

Neo-Clear® sustituto de xilenoPara cumplir con las regulaciones cada vez más estrictas impuestas por las autoridades de salud y del medio ambiente, hay una necesidad de reemplazar los disolventes aromáticos tales como el xileno, con disolventes no aromáticos, amigables con el usuario y el medio ambiente.

En la práctica, un sustituto del xileno se origina a partir de diferentes grupos químicos: como los terpenos, con su olor a limón, y los del grupo de mezclas de hidrocarburos alifáticos que tienen una longitud de cadena de alrededor de C7-C15, que les sitúa entre las isoparafinas.Neo-Clear® es una mezcla de hidrocarburos alifáticos saturados C9-C11 CAS No. 64742-48-9 que es prácticamente inodoro, incoloro, miscible con la mayoría de disolventes orgánicos e inmiscible con agua.

Resultados óptimos con Neo-Clear® - información técnicaSe puede utilizar el protocolo normal del xileno para histoprocesamiento. La aplicación de pruebas ha demostrado que el xileno y Neo-Clear® poseen un mismo tiempo de vida útil en el histoprocesador.No hay diferencias en la forma en que se utilizan en la des- parafinación. Neo-Clear® debe ser reemplazado al mismo ritmo que el xileno.No se observa opacidad de los baños de alcohol en la serie de tinciones. Clarificación de los cortes histológicos con Neo-Clear®, proporciona la misma calidad de color que cuando se utiliza xileno.Para lograr resultados óptimos de tinción, las muestras deben ser montadas usando un medio de montaje adecuado. Para tinciones con cubreobjetos ofrecemos el Neo-Mount™, número de artículo 109016, - un medio de montaje especial que está diseñado para su uso con Neo-Clear®.

Neo-Clear® es un hidrocarburo alifático (C9-C11), que pertenece al grupo de sustancias conocidas como isoparafinas. Estos disolventes son capaces de disolver la parafina, una característica crucial en un sustituto del xileno, y tienen una consistencia ligeramente aceitosa que significa que reaccionan muy sensiblemente cuando entran en contacto directo con el agua. Más abajo se mencionan uno o dos puntos que ayudarán a los usuarios a obtener el máximo provecho de Neo-Clear® y maximizar la calidad de sus preparaciones.

Las características necesarias de un sustituto del xileno• Riesgoreducidoparalasalud• Resultadosidénticos• Pocooningúncambioen

las instrucciones de trabajo• Mismavidaútil• Bajo,preferentementesin

impacto ambiental

Neo-Clear®

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05 Solventes

Neo-Clear® es una mezcla de hidrocarburos alifáticos saturados C9-C11

Datos químicos y físicosTemperatura de ignición ~ 230 °C (DIN 51794) Solubilidad en agua 0.1 g/l (20 °C)Densidad 0.77 g/cm³ (20 °C) Presión de vapor 7.1 hPa (20 °C)Punto de ebullición 150-215 °C (1013 hPA) Punto de inflamación > 40 °CLimites de explosividad 0.7-7.0 % (V)

Según la normativa CE, Neo-Clear® se clasifica como una sustancia Xn (nociva). Indicaciones de seguridad y otra información acerca del manejo de Neo-Clear® sin riesgo, figuran en la ficha de datos de seguridad que está disponible en la Web o por solicitud.

Neo-Clear® sustituto del xileno para desparafinación, deshidratación e histoprocesamiento

Neo-Clear® y la calidad del alcoholCuando en la serie de baños de alcohol, se utiliza etanol "extra puro" o grado superior en concentraciones de 96% o más, no ocurre turbidez. Grados técnicos de alcohol pueden tener un contenido menor de etanol que la indicada y no ser lo suficientemente concentrado para lograr la plena deshidratación, con la consecuencia que el agua se lleva a los baños de Neo-Clear®, haciendo que el medio de trabajo se torne turbio dando resultados con el mismo aspecto.

Neo-Clear® y manual de montaje con Neo-Mount™Neo-Clear® tiene una menor tasa de evaporación que el xileno, necesitando cambios menores en el protocolo normal.Una vez que las muestras han sido retiradas del baño final de la serie de deshidratación/clarificación, se procesan en forma normal pero rápidamente para evitar que se sequen.Las muestras tratadas con Neo-Clear® deben montarse con el medio de montaje coincidente, Neo-Mount™, con el fin de garantizar que se logre la brillantez óptica habitual. Cuando se usa Neo-Clear® y los medios de montaje están basados en xileno, en las preparaciones se producen manchas y una apariencia turbia.

Cuando se utiliza Neo-Clear® para la clarificación y Neo-Mount™ para el montaje, el exceso de Neo-Clear® debe ser retirado de las muestras colocandolas en una hoja de papel de filtro por aprox. 1 minuto. El riesgo que se sequen las muestras no existe, debido a la menor tasa de evaporación del Neo-Clear® y su consistencia ligeramente aceitosa. Los portaobjetos se cubren posteriormente de la forma habitual.Si el exceso de Neo-Clear® permanece en las muestras y éstas se montan con Neo-Mount™ usando un cubreobjeto, se pueden formar burbujas de aire debajo del cubreobjetos.

Neo-Mount™medio de montaje amigable con el usuario y el medio ambiente, que contiene un disolvente no aromático para muestras de tinción rápida

La combinación perfecta de productos para histoprocesamiento y montaje

Neo-Clear® y Neo-Mount™

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05 Solventes

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoNeo-Clear® 5 l 1098435000Neo-Clear® 4 x 5 l 1098435004

Medio de montaje adecuadoNeo-Mount™ 500 ml 1090160500

Histoprocesamiento con Neo-Clear®

Cortes de parafina

Desparafinación con Neo-Clear®

Tinción Deshidratación con Neo-Clear®

Montaje con Neo-Mount™

Neo-Clear® y montaje con Neo-Mount™ utilizando un equipo de montaje automáticoCuando las muestras que han sido aclaradas con Neo-Clear® son procesadas con un equipo de cubreobjetos automático, en el recipiente de retención, antes de sobreponer el cubreobjetos, no deben ser cubiertas con Neo-Clear® (lo cual por el contrario, es esencial cuando se utiliza xileno), pero en su lugar se deben colocar en el recipiente vacío. Las muestras no se secan, incluso cuando la rejilla está completamente llena de portaobjetos. Si las muestras son cubiertas directamente en un recipiente con Neo-Clear®, puede suceder que dentro de unas horas, todas las muestras montadas estén llenas de burbujas bajo el cubreobjeto.

Uso de Neo-Clear® y Neo-Mount™ produce láminas de tinción rápidas. El tiempo de secado para las muestras con cubreobjetos usando Neo-Mount™ es de aproximadamente 30 minutos.

Si es necesario, los cubreobjetos pueden ser removidos por inmersión en Neo-Clear®.

TincionesSoluciones de tinción listas para el uso en histología

Beneficios

• Listasparaeluso• Protocolosdetinciónprobados• Resultadosdetinciónefectivos• Resultadosreproducibles• Altosrendimientos• Consistencialotealote• Establesalmenos2años,

en su mayoría 3• Segurasdeusar• Controldecalidadypruebas

de aplicaciones• Nohaycontactodirectocon

colorantes o polvos

Información general y tinción estándar con hematoxilina y eosinaLa tinción Hematoxilina-Eosina (H&E) es un procedimiento histológico estándar, que otorga una buena visión general de las estructuras del tejido, y al mismo tiempo, permite que estructuras de interés puedan ser clasificadas como normales, inflamadas, con cambios degenerativos o patológicas.

En la tinción con H&E, primero se tiñen los núcleos con una solución de hematoxilina ácida, en la cual la hematoxilina está en forma oxidada como hemateína. Además del colorante, la solución contiene una sal de metal trivalente, esto es un compuesto de aluminio, y un agente oxidante, ahora un yodato en lugar de las sales de mercurio utilizadas anteriormente.

En la solución, el colorante forma un complejo con las sales de los metales, tiñiendo las estructuras objetivo. Para permitir que el complejo de hematoxilina tome el típico color azul, el portaobjetos se enjuaga bajo el agua corriente del grifo, que fija la tinta en las estructuras objetivo. Los núcleos se tiñen de azul oscuro, violeta oscuro a negro.Al igual que los núcleos, el tejido calcificado, el moco ácido y las bacterias Gram-positivas se tornan de color azul.

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06 Tinciones

En la tinción de hematoxilina-eosina, la técnica de tinción histológica más utilizada, la tinción del núcleo se realiza utilizando soluciones listas para el uso: Solución hemalumbre de Mayer o solución de hematoxilina modificada de acuerdo a Gill III. La contratinción se lleva a cabo con eosina A (amarillenta) al 0,5% en solución alcohólica o acuosa, esto es, para la tinción de proteínas, colágeno, queratina y sustancias intercelulares.

Ambas soluciones de hematoxilina utilizan sales de aluminio para la formación del complejo. Éstos pertenecen al grupo de los así llamados "hemalums" y se comportan de una manera similar en términos de tiempo, diferenciación y terminación de la tinción.

Los beneficios proporcionados por las soluciones de hematoxilina listas para el uso en comparación con soluciones preparadas en el laboratorio, además de las características ya mencionadas, son las siguientes...

Tinción nuclear con hematoxilina•Oxidacióncontroladadelcoloranteenlasolución•Resultadosestablescontinciónnuclearselectiva•Eleccióndelasoluciónclásicaomodificada

Kit de tinción Masson-Goldner para la visualización de tejido conectivo con coloración tricrómica Masson-Goldner

Tinción nuclear con hematoxilina• Listasparaeluso

• Protocolosdetinciónprobados• Resultadosdetinciónefectivos• Resultadosreproducibles• Altosrendimientos• Consistencialotealote• Establesalmenos2años,

en su mayoría 3• Segurasdeusar• Controldecalidadypruebas

de aplicaciones• Nohaycontactodirectocon

colorantes o polvos

Tinción de contraste con eosinaTras la tinción del núcleo, se debe realizar una tinción de contraste para visualizar las proteínas, tejidos conectivos, fibras y queratina.El colorante más usado para este propósito es la Eosina A, donde A representa amarillento (en inglés Y yellowish). Dependiendo de las necesidades y preferencias personales, la mayoría de los laboratorios utilizan concentraciones de eosina entre 0,1% y 1% en soluciones de tinción acuosas o alcohólicas.Eosina A al 0,5% en solución alcohólica y acuosa, para la tinción H&E de contraste, están disponibles comercialmente en su formato listas para el uso. Eosina A al 0,5% en solución alcohólica produce una tinción más intensa que la solución acuosa, y debe ser usada cuando se requiera una tinción de mayor contraste. Adición de ácido acético a cualquier de las dos soluciones produce una tinción más brillante (Adicionar aprox. 0,2 ml de ácido acético (glacial) 100% anhidro a 100 ml de solución de eosina A).

Eosina A al 0,5% en solución alcohólica y eosina A al 0,5% en solución acuosa pueden ser usadas con la solución hemalum de Mayer o con la solución de hematoxilina modificada según Gill III.

MaterialTanto para cortes de parafina o tejido congelado, la tinción H&E puede ser usada para material citológico, tales como esputo, lavados, sedimentos de orina, efusiones y muestras FAAB (biopsias por aspiración con aguja fina).

H&E Protocolo de tinción - Eosina A acuosaEtapa TiempoDesparafinar los cortes de la forma habitual y rehidratarTeñir en solución hemalum de Mayer, o solución de Hematoxilina según Gill lII

3 min

Enjuagar en una solucion de HCl al 0,1% 2 segDiferenciar en agua corriente del grifo 3-5 minEosina A al 0,5% en solución acuosa* 3 minEnjuagar con agua corriente del grifo 30 segEtanol 70% 20 segEtanol 70% 20 segEtanol 96% 20 segEtanol 96 % 20 segEtanol 100%, desnaturalizado 20 segEtanol 100%, desnaturalizado 20 segAclarar en Neo-Clear® o xileno 5 minAclarar en Neo-Clear® o xileno 5 minMontaje

*Adicionar 0,2 ml de ácido acético glacial a 100 ml de Eosina A al 0,5% en solución acuosa para obtener un resultado de una tinción más intensa

Protocolo de tinción H&E – Eosina A alcohólicaEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarTeñir en solución hemalum de Mayer, o solución de Hematoxilina según Gill lII

3 min

Enjuagar en una solución de HCl al 0.1 % 2 segDiferenciar en agua corriente del grifo 3-5 minEosina A al 0,5% en solución alcohólica* 3 minEtanol 96% 10 segEtanol 96 % 10 segEtanol 100%, desnaturalizado 10 segEtanol 100%, desnaturalizado 10 segAclarar en Neo-Clear® o xileno 5 minAclarar en Neo-Clear® o xileno 5 minMontaje

*Adicionar 0,2 ml de ácido acético glacial a 100 ml de Eosina A al 0,5% en solución alcohólica, para obtener un resultado de una tinción más intensa

ResultadoNúcleos azul oscuro a violeta oscuroCitoplasma, sustancias intercelulares rojo-naranjaEritrocitos amarillo-naranja

Tinción H&E (Hematoxilina-Eosina)

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06 Tinciones

Cuando las muestras o cortes de tejido congeladas son teñidos utilizando una tinción H&E, es importante que el material no fijado revele todos sus detalles estructurales con una claridad que permita una fácil evaluación. Como el colorante se une más rápido a las estructuras objetivo de material no fijado, los tiempos de tinción deben ser reducidos significativamente (véase el protocolo para muestras de tejido congelado). Neo-Clear® y Neo-Mount™ aportan numerosas ventajas en comparación con el xileno y el medio de montaje, ya que la combinación de ambos productos es prácticamente inodora y casi libre de evaporación. No se requiere campana de extracción y la tinción se puede llevar a cabo directamente junto a microtomo.

Si se necesitan diferentes concentraciones de colorante en las soluciones de hematoxilina y eosina, éstas se pueden preparar usando colorantes sólidos grado Certistain®.

Protocolo para cortes criogénicosEtapa Concentración TiempoTinción nuclear con solución de hematoxilina según Gill III

10-20 seg

Enjuagar en agua corriente del grifo

Mover las muestras hasta que no haya más colorante rojo tipo nube saliendo de las partes gruesas de las preparaciones

Diferenciar en ácido acético 1 % 10 segDiferenciar en agua del grifo Mover los cortes, hasta que el color cambia

de violeta a azulEnjuagar con agua destilada Enjuagar poco tiempoTeñir con solución de eosina A 0.5 % alcohólica 10-15 segDeshidratar en alcohol 70 % Mover las muestras hasta que no exista mas

turbiedad, esto es, colorante saliendo de las preparaciones

Deshidratar en alcohol 96 % Mover las muestras hasta que no exista mas turbiedad, esto es, colorante saliendo de las preparaciones

Deshidratar en alcohol 100 % Mover las muestras hasta que no exista mas turbiedad, esto es, colorante saliendo de las preparaciones

Aclarar en Neo-Clear® 15 segMontaje con Neo-Mount™

Intestino, corte de parafina, H&E tinción de eosina A al 0,5% en solución alcohólica. Hematoxilina según Gill III

Riñon, corte de parafina, H&E tinción de eosina A al 0,5% en solución acuosa. Hematoxilina según Gill III

Hígado, corte de parafina, H&E tinción de eosina A al 0,5% en solución alcohólica. Hematoxilina según Gill III

Estómago, corte de parafina, H&E tinción de eosina A al 0,5% en solución acuosa. Hematoxilina según Gill III

ResultadoNúcleos azul oscuro a violeta oscuro, negroProteina, tejido conectivo, colágeno, queratina rojo-naranja, amarillo-naranja

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoSolución Hemalum de Mayers 500 ml, 1 l, 2,5 l 109249Hematoxilina en solución modificada según Gill III 500 ml, 1 l, 2,5 l 105174Eosina A al 0,5% en solución alcohólica 500 ml, 2,5 l 102439Eosina A al 0,5% en solución acuosa 1 l, 2,5 l 109844

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoReactivo de Schiff 500 ml, 2.5 l 109033

Adicional requeridoNombre Presentación Número de artículoHematoxilina en solución modificada según Gill III 500 ml, 1 l, 2.5 l 105174

Duodeno, corte de parafina, tinción PAS

Duodeno, corte de parafina, tinción PAS

La tinción de PAS (ácido periódico de Schiff) es uno de los métodos químicos más utilizados en histología.En la tinción de PAS el material se trata con ácido periódico, y es durante este proceso, que los 1,2-glicoles son oxidados a grupos aldehído. Los aldehídos del reactivo de Schiff producen un color rojo brillante. La tinción de PAS produce una reacción de color específico con polisacáridos no sustituidos, mucopoli- sacáridos neutros, muco-y glicoproteínas, glico-y fosfolípidos.Combinando la tinción de PAS con azul alcián, a un pH de 2,5 para la solución de azul álcian, permite la identificación adicional de mucosustancias ácidas (glicosaminoglicanos). A un pH 1,0 se tiñen las mucosustancias sulfatadas. La tinción de PAS se utiliza para cortes de parafina y frotis.

Protocolo para tinción PASEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarEnjuagar con agua corriente del grifo 5 minSolución de Periodato 5 minEnjuagar con agua destiladaReactivo de Schiff 15 minEnjuague en agua sulfito 3 x 2 minEnjuaguar bajo agua corriente del grifo 10 minSolución de hematoxilina según Gill III 2 minAgua corriente del grifo 3 minSeries de alcohol ascendentes, 2x Neo-Clear® o xilenoMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con NEO-CLEAR®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrio

El reactivo de Schiff para la reacción del ácido periódico de Schiff o PAS, –para la detección de mucopolisacáridos, glucógeno, mucopolisacáridos neutros, muco-y glicoproteínas, glicolípidos, fosfolípidos, membrana basal, colágeno.

ResultadoNúcleos azulLos polisacáridos, glucógeno, mucopolisacáridos neutros, muco-y glicoproteínas, glicolípidos, fosfolípidos, membrana basal, colágeno

púrpura

Tinción de PAS

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06 Tinciones

Protocolo para tinción azul Alcian-PASEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarAzul álcian en solución 5 minAgua corriente del grifo 3 minEnjuagar con agua destiladaÁcido periodico 10 minAgua corriente del grifo 3 minEnjuagar con agua destiladaReactivo de Schiff 15 minAgua corriente del grifo 3 minEnjuagar con agua destiladaSolución de hematoxilina según Gill III 20 segAgua corriente del grifo 3 minSeries de alcohol ascendentes, 2x Neo-Clear® o xilenoMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con NEO-CLEAR®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrio

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoReactivo de Schiff 500 ml, 2.5 l 109033Azul álcian en solución 500 ml 101647

Adicional requeridoNombre Presentación Número de artículoHematoxilina en solución modificada según Gill III 500 ml, 1 l, 2.5 l 105174

Mucosustancias ácidas, polisacáridos y mucopolisacáridos neutros son visualizados usando una combinación de azul Alcian (pH 2,5) y la tinción de PAS.

ResultadoNúcleos azulMucosustancias ácidas brillante, azul claroPolisacáridos, mucopolisacáridos neutros púrpura

Azul alcián-PAS

Duodeno, corte de parafina, azul Alcian-PAS

Duodeno, corte de parafina, azul Alcian-PAS

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoRojo nuclear en solución sulfato de aluminio al 0,1% 500 ml 100121

Las tinciones, rojo nuclear en solución de sulfato de aluminio al 0,1% y la tinción general de rojo nuclear, son métodos simples y confiables de tinción nuclear y son usadas principalmente para tinción de contraste de alta diferenciación. Una laca de aluminio de rojo nuclear (rojo nuclear en solución de sulfato de aluminio) es la que realmente produce la tinción del núcleo. El fondo y la tinción del citoplasma se logran a través de un colorante libre que no está unido en la solución como laca colorante de aluminio. Solución de rojo nuclear para la tinción nuclear, se utiliza por ejemplo en la tinción de azul alcián, para la visualización de hierro libre con la reacción de azul de Prusia (ver kits de tinción: HEMATOGNOST Fe™) y en la tinción de plata para la visualización de las fibras reticulares (ver Kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets). Si sólo el citoplasma debe ser teñido, se utiliza una solución acidificada de rojo nuclear al 0,1% en agua que no contenga sulfato de aluminio.

Protocolo para la tinción nuclear/Visión general de la tinciónEtapa Concentración TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarEnjuagar con agua destilada 1 minRojo nuclear en solución de sulfato de aluminio al 0,1%

10 min

Enjuagar con agua destilada 1 minEtanol 70 % 1 minEtanol 96 % 1 minEtanol 100 % 1 minEtanol 100 % 1 minXileno o Neo-Clear® 5 minXileno o Neo-Clear® 5 minMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno

Visión general de la tinción con rojo nuclearVisualización de los núcleos y de todas las estructuras celulares con rojo nuclear/solución sulfato de aluminio al 0,1%.

ResultadoNúcleos rojo oscuroCitoplasma rojo claro

Tinción rojo nuclear

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06 Tinciones

Protocolo para la tinción azul Alcian para mucosustancias ácidasEtapa Concentración TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarAzul álcian en solución 5 minAgua corriente del grifo 3 minEnjuagar con agua destiladaRojo nuclear en solución sulfato de aluminio al 0,1% 10 minAgua corriente del grifo 3 minEnjuagar con agua destiladaEtanol 70 % 1 minEtanol 96 % 1 minEtanol 100 % 1 minEtanol 100 % 1 minXileno o Neo-Clear® 5 minXileno o Neo-Clear® 5 minMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoAzul álcian en solución 500 ml 101647Rojo nuclear en solución sulfato de aluminio al 0,1% 500 ml 100121

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoRojo nuclear en solución sulfato de aluminio al 0,1% 500 ml 100121

Si solo las mucosustancias ácidas van a ser teñidas, entonces se recomienda el uso de la tinción de azul alcián (pH 2,5); con rojo nuclear como tinción de contraste para una mejor visualización estructural del núcleo.

Intestino, corte de parafina, azul alcián-rojo nuclear en solución sulfato de aluminio al 0,1%

Estómago, corte de parafina, azul alcián-rojo nuclear en solución de sulfato de aluminio al 0,1%

ResultadoNúcleos rojo oscuroCitoplasma rojo claroMucosustancias ácidas azul claro

Azul alcián-rojo nuclear

Protocolo para tinción tricrómica según van GiesonEtapa Concentración TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarSolución hematoxilina férrica de Weigert

5 min

Enjuagar en agua corriente del grifo 3 minSolución de picrofucsina 30 segEnjuagar con agua destilada 30 segEtanol 96 % 30 segEtanol 96 % 30 segEtanol 100 % 1 minEtanol 100 % 1 minXileno o Neo-Clear® 5 minXileno o Neo-Clear® 5 minMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoSolución de picrofucsina según van Gieson 500 ml 100199Kit de hematoxilina férrica según Weigert 2 x 500 ml 1159730002

Solución de picrofucsina para tinción tricrómica de van GiesonLa tinción de van Gieson es frecuentemente usada para lograr una visualización de alto contraste de tejido conjuntivo de colágeno en cortes de parafina. La solución de picrofucsina de van Gieson se utiliza con frecuencia junto con la solución hematoxilina férrica de Weigert, número de artículo 115973, en la tinción tricrómica. La solución de picrofucsina de van Gieson contiene dos colorantes distintos dispersos: ácido pícrico finamente dispersado y fucsina ácida groseramente dispersada. El colorante tiñe de color rojo brillante las fibras colágenas y de color amarillo, al músculo, citoplasma y fibras gliales. Amiloide, material hialino, coloides y mucosidad, muestran un teñido gradual que va desde el color amarillo hasta tonos rojos. Para una tinción nuclear estable y duradera se debe utilizar tinción de hematoxilina férrica según Weigert, con el fin de evitar la decoloración debido a la solución de tinción ácida.La ventaja de usar pricrofucsina en solución según van Gieson lista para el uso, radica en el hecho que el ácido pícrico está en forma disuelta y así se puede evitar el contacto directo, como también con la fucsina ácida. La solución de picrofucsina van Gieson puede ser usada en combinación con la solución de elastina de Weigert en la tinción Elastica de van Gieson, para demostrar fibras elásticas en material histológico.

MaterialCortes de parafina de 3 µm, fijados en formalina o en solución de Bouin

PreparaciónSolución hematoxilina férrica de WeigertMezclar solución A de Weigert y solución B de Weigert en una proporción de 1:1.

Útero, corte de parafina, solución de picrofucsina

Lengua, corte de parafina, solución de picrofucsina

ResultadoNúcleos negro-marrónColágeno rojoTejido muscular, fibras gliales amarilloColoide, moco, material hialino, amiloide, epitelio queratinizado

amarillo a rojo

Tinción de van Gieson

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06 Tinciones

Protocolo de la tinción de GiemsaEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarEnjuagar con agua destilada 10 segTeñir en Azur-eosina-azul de metileno según Giemsa en solución no diluída, filtrada

15 min

Acido acético al 0,1% 10 segEnjuagar con agua destilada 10 seg2-Propanol 10 seg2-Propanol 10 seg2-Propanol 10 segXileno o Neo-Clear® 5 minXileno o Neo-Clear® 5 minMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno

Azur-eosina-azul de metileno según Giemsa en solución según Giemsa La tinción de Giemsa es uno de los procedimientos estándares en histología, usados para teñir muestras especiales como médula ósea, amigdalas y ganglios linfáticos debido a su alta proporción de células linfáticas y hematológicas. La tinción demuestra las diversas células con sus características morfológicas mejor de lo que puede ser con una tinción H&E. La tinción de Giemsa también se puede utilizar para detectar Helicobacter pylori en biopsias de tejido gástrico.El material de muestra se ve afectado por tratamientos previos, como la fijación y procesamiento histológico, los núcleos celulares se tiñen de distintos tonos de azul, mientras que otras estructuras son visualizadas en varios tonos rojosPara la tinción de Giemsa

aplicada a cortes incluídos en parafina, es importante utilizar baños de clarificación por separado, con xileno o Neo-Clear®, debido a que trazas de etanol en las soluciones pueden producir decoloración.El pre-tratamiento de la médula ósea y punciones de cresta ilíaca con la solución para descalcificación leve, OSTEOSOFT®, produce resultados óptimos. Las muestras de punciones fijadas se colocan durante 6 horas en OSTEOSOFT® para una descalcificación suave, y posteriormente se someten a procesamiento histológico convencional. Los bloques se cortan cuidadosamente y, si es necesario, tratados nuevamente por 20 min con OSTEOSOFT®.

Biopsias de médula ósea, cortes de parafina, Azur-eosina-azul de metileno según Giemsa en solución

Biopsias de médula ósea, cortes de parafina, Azur-eosina-azul de metileno según Giemsa en solución

ResultadoNúcleo celular, células azul, azul oscuroColágeno, osteoide azul pálidoGranos eosinofílicos rojoMucopolisacáridos acidofílicos, mastocitos, matriz de cartílago

violeta rojizo

Materiales acidofílicos rojo naranja

Tinción de Giemsa

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoSolución de picrofucsina según van Gieson 500 ml 100199Kit de hematoxilina férrica según Weigert 2 x 500 ml 1159730002

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoAzur-eosina-azul de metileno según Giemsa 100 ml, 500 ml, 1 l, 2.5 l 109204

Kits de Tinciones

Dependiendo del objetivo y el tipo de muestra, una serie de técnicas de tinción especiales se utilizan de forma rutinaria en histopatología, además de la tinción H&E. Los métodos son bien conocidos y han perdurado en el tiempo, con resultados que en su mayoría son comparables, incluso con modificaciones del método. Las soluciones son a menudo tradicionalmente preparadas por el usuario. La gama de soluciones de tinción “lista para usar” y kits de tinción está en aumento. Un alto grado de fiabilidad se logra a través de procesos de fabricación estandarizados, materias primas similares lote a lote y controles de calidad. El uso de soluciones listas para el uso/kits se deben considerar como una posible alternativa a los métodos tradicionales.Para tinciones de uso frecuente suministramos kits que garantizan una alta consistencia lote a lote, resultados reproducibles, larga vida media en estantería y también durante el uso, manejo sencillo y seguro. Instrucciones probadas y comprobadas vienen dentro con cada producto.

Duodeno, corte de parafina, kit de tinción PAS Duodeno, corte de parafina, kit de tinción PAS

Para tinción de PAS el material es tratado con ácido periódico, durante éste proceso los grupos glicoles 1,2 son oxidados a aldehídos. Con el reactivo de Schiff los aldehídos dan una coloración rojo brillante. Con poli-sacáridos no sustituidos, mucopoli-sacáridos neutros, mucoproteínas y glico-proteínas, glicolípidos y fosfolípidos, la tinción de PAS produce una coloración específica.

Kit de detección de polisacáridos, glicógeno, mucopolisacáridos neutros, glicolípidos y mucolípidos, colágeno, membranas basales

Protocolo tinción de PASEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarEnjuagar con agua destiladaÁcido periodico 5 minAgua corriente del grifo 3 minEnjuagar con agua destiladaReactivo de Schiff 15 minAgua corriente del grifo 3 minEnjuagar con agua destiladaSolución de hematoxilina según Gill III 2 minAgua corriente del grifo 3 minSeries de alcohol ascendentes, 2x Neo-Clear® o xilenoMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrio

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de tinción de PAS 2 x 500 ml 1016460001Componentes del kitSolución 1: Ácido periodico al 0.5 %, acuoso 500 mlSolución 2: Reactivo de Schiff 500 ml

Tinción de PAS

ResultadoNúcleos azulPolisacáridos, glicógeno, mucopolisacáridos neutros, muco y glicoproteínas, glicolípidos, fosfolípidos, membrana basal, colágeno

púrpura

Kits de Tinciones

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07

Las soluciones de hematoxilina férricas, se utilizan en particular, para tinción nuclear de cortes de tejido donde se realiza la tinción de contraste utilizando soluciones de colorantes ácidos. Ejemplos de este tipo de aplicación son la demostración de las fibras elásticas de acuerdo a van Gieson y las tinciones tricrómicas de varios tejidos conectivos, debido a la alta resistencia de la tinción de hematoxilina férrica a soluciones de tinción ácidas. Soluciones hemalum comúnmente utilizadas tales como hemalum de Mayer, Gill y Harris dan sólo tinciones nucleares débiles con contraste ácido

Kit para tinción nuclear para tinciones tricrómicas y tinciones ácidas de contraste

Preparación Solución hematoxilina férrica de WeigertMezclar solución A de Weigert y solución B de Weigert en una proporción de 1:1.

Hematoxilina férrica de Weigert

Protocolo del procedimiento de tinción hematoxilina férrica de WeigertEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarTinción en solución hematoxilina férrica de Weigert 5 minDiferenciar bajo agua corriente del grifo 3 minTinción de contraste de acuerdo al método que se esta usandoDehidratar,clarificar y montaje de seccionesMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con NEO-CLEAR®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrio

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de hematoxilina férrica según Weigert 2 x 500 ml 1159730002Componentes del kitSolución A de Weigert-solución alcohólica de hematoxilina 500 mlSolución B de Weigert - solución clorhídrica de nitrato de hierro(III) 500 ml

Pulmones, corte de parafina, Kit de hematoxilina férrica según Weigert

Pulmones, corte de parafina, Kit de hematoxilina férrica según Weigert

ResultadoNúcleos azúl-negro

Varios métodos comunes de tinción son usados para demostrar fibras elásticas en cortes de tejido. Muy buenos resultados se logran para la visualización de las fibras usando una solución de resorcina-fucsina según Weigert en conjunto con solución de picrofucsina de van Gieson y tinción nuclear con solución hematoxilina férrica de Weigert

Kit para detección de fibras elásticas

Elastica de van Gieson

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de tinción de fibras eláticas según van Gieson 4 x 500 ml 1159740002Componentes del kitSolución 1: solución A de Weigert - solución alcohólica de hematoxilina 500 mlSolución 2: solución B de Weigert - solución clorhídrica de nitrato de hierro (III) 500 mlSolución 3: Elastina según Weigert - solución de resorcina-fucsina 500 mlSolución 4: Solución de picrofucsina según van Gieson

(solución de ácido pícrico-fucsina ácida) 500 ml

Vasos sanguíneo, corte de parafina, kit de tinción de fibras elásticas según van Gieson

Vasos sanguíneo, corte de parafina, kit de tinción de fibras elásticas según van Gieson

Protocolo para tinción de fibras elásticas según van GiesonEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarElastina según Weigert 10 minEnjuaguar bajo agua corriente del grifo 1 minSolución hematoxilina férrica de Weigert 5 minEnjuaguar bajo agua corriente del grifo 3 minSolución de picrofucsina 2 minEtanol 70% 1 minAlcohol en concentraciones crecientes, 2x xileno o Neo-Clear®Montar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con NEO-CLEAR®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrio

ResultadoNúcleos negro-marrónFibras elásticas negroColágeno rojoMúsculo amarillo

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07 Kits de Tinciones

El uso combinado de tres soluciones de tinción diferentes, permite a las fibras musculares, fibras de colágeno, fibrina y eritrocitos, a ser visualizados en forma selectiva. Los métodos originales fueron usados primariamente para diferenciar colágeno y las fibras musculares. Los colorantes utilizados tienen diferentes tamaños moleculares y permiten que los tejidos individuales se pueden teñir en forma diferenciada.La tinción de Masson-Goldner tiene la siguiente ventaja: la técnica se puede aplicar con material fijado en formalina. Después de una tinción nuclear con hematoxilina férrica de Weigert, componentes tales como músculo, citoplasma y eritrocitos son teñidos con azofloxina y la solución anaranjado G. El tejido conectivo se contrasta luego con solución verde luz SF.

Kit para visualizar tejido conectivo con tinción tricrómica de Masson-Goldner

Preparación 1. Ácido acético al 1 % Diluir el ácido acético 10% 10:1 con agua destilada

2. Solución hematoxilina férrica de Weigert Mezclar solución A de Weigert y solución B

de Weigert en un radio de 1:1.

Masson-Goldner

Protocolo para la tinción tricrómica de Masson-GoldnerEtapa Concentración TiempoXileno o Neo-Clear® 5 minXileno o Neo-Clear® 5 minEtanol 100 % 30 segEtanol 100 % 30 segEtanol 96 % 30 segEtanol 96 % 30 segEtanol 70 % 30 segEtanol 30 segSolución hematoxilina férrica de Weigert

5 min

Agua corriente del grifo 5 minEnjuagar en ácido acético al 1% 30 segSolución de azofloxina 10 minEnjuagar en ácido acético al 1% 30 segSolución de ácido fosfowolfrámico-anaranjado G

1 min

Enjuagar en ácido acético al 1% 30 segVerde luz SF en solución 2 minEnjuagar en ácido acético al 1% 30 segEtanol 70 % 30 segEtanol 96 % 30 segEtanol 100 % 30 segEtanol 100 % 30 segEtanol 100 % 2 minXileno o Neo-Clear® 5 minXileno o Neo-Clear® 5 minMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con NEO-CLEAR®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrioÁcido acético al 1%: Preparar la solución fresca en forma regular. Los tiempos dados de deben cumplir para obtener resultados óptimos

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de tinción de Masson-Goldner 4 x 500 ml 1004850001Componentes del kitSolución1:solucióndeazofloxina 500 mlSolución 2: Solución de ácido fosfowolfrámico-anaranjado G 500 mlSolución 3: Verde luz SF en solución 500 mlSolución 4: Ácido acético al 10% 500 mlAdicional requeridoKit de hematoxilina férrica según Weigert 2 x 500 ml 1159730002

Lengua, corte de parafina, Kit de Masson-Goldner

Placenta, corte de parafina, Kit de Masson-Goldner

ResultadoNúcleos marrón oscuro a negroCitoplasma, músculo rojo ladrilloTejido conectivo, sustancias muco ácidas verdeEritrocitos naranjo brillante

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Tinción con plataLa tinción con plata es una de las técnicas especiales más comunes usadas en histología. Varios reactivos pueden ser aplicados para diferenciar diferentes estructuras de tejidos. La tinción de Metenamina plateado según Gomori, es usada para teñir membranas basales, bacterias y hongos. Las estructuras objetivo se tornan negras, mientras que el resto, se tiñe con solución SF Verde Luz (Light Green).A través de la tinción de GMS, los aldehídos resultantes de la oxidación de los 1,2-glicoles con ácido periódico se visualizan con una solución de nitrato de plata metenamina borato. Los grupos aldehído reducen los iones de plata en el intervalo de pH alcalino a plata metálica, que aparecen en negro. El color de los depósitos de plata puede ser intensificado aún más, mediante tratamiento con una solución de cloruro de oro, a través de la formación de un complejo de plata y oro. El uso de la solución de cloruro de oro evita también la tinción no específica del fondo. El exceso de nitrato de plata se lava con una solución de tiosulfato de sodio.

Se ha diseñado un protocolo usando horno de microondas. El horno microondas reduce el tiempo para la etapa de la solución de nitrato de plata/metenamina borato a sólo 2 minutos después de calentar a 600 W durante 55 segundos. El prototocolo esta disponible bajo solicitud.

Preparación de la solución de plata metenamina1 comprimido de metenamina/borato es suficiente para la preparación de 30 ml de solución de plata. Disuelva el comprimido completamente en la solución de plata. La solución está lista para su uso. Colocar la solución de nitrato de plata/borato metenamina junto con la muestra para ser teñido en el baño de agua previamente calentado a 55 °C, mantener esta temperatura durante todo el proceso de tinción y teñir durante 35 a 45 minutos hasta alcanzar la intensidad deseada. Usar la solución inmediatamente y desechar después de su uso.

Kit para visualizar membranas basales, células enterocromafinas, bacterias y hongos

Nota importanteUse sólo vidrio limpio y vasos de plástico para la preparación de la solución de plata. Evitar el contacto de metal (por ejemplo, soporte de pinzas deslizantes) con la solución de plata.

Metenamina plateado según Gomori (tinción GMS)

Protocolo para Metenamina kit de plateado según GomoriEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarAgua destilada 2 minSolución de ácido peryódico 10 segAgua destilada 3 x ca. 30 segTeñir en el baño de agua a 52-57 °C con solución de nitrato de plata/metenamina borato

34-35 seg

Agua destilada 3 x ca. 30 segSolución de cloruro de oro 1 minAgua destilada ca. 30 segSolución de tiosulfato de sodio 2 minAgua corriente del grifo 3 minAgua destilada ca. 30 segVerde luz SF en solución 2-3 minAgua destilada ca. 30 segDeshidratar en un baño de alcohol de concentración creciente, clarificar 2 x en Neo-Clear® o xilenoMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con NEO-CLEAR®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrio

ResultadoHongos marrón oscuro a negroMembranas basales marrón oscuro a negroFondo verde

Ventajas de usar una solución de cloruro de oro en reacciones argénticasLos métodos de plata son reacciones sensibles que pueden responder a las perturbaciones en el procedimiento mediante la producción de una reacción inadecuada o no específica. Las instrucciones de uso deben ser seguidas muy de cerca con el fin de lograr resultados concretos e inconfundibles.El uso de cloruro de oro es un paso hacia la mejora de resultados de la reacción y el aumento de contraste. El proceso se supone que es aproximadamente como sigue:

A través del uso de cloruro de oro, la plata se convierte a cloruro de plata y depósitos de oro metálico en lugar de la plata. El depósito de oro es más estable y más duradero.

3 Ag + AuCl3 Au + 3 AgCl

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoMetenamina kit de plateado según Gomori 7 x 100 ml, 10 tabletas 1008200001Componentes del kitReactivo 1: solución de ácido periódico 100 mlReactivo 2: solución de nitrato de plata 3 x 100 mlReactivo 3: comprimidos de borato de metenamina 10 tabletasReactivo 4: solución de cloruro de oro 100 mlReactivo 5: solución de tiosulfato de sodio 100 mlReactivo 6: Verde luz SF en solución 100 ml

El tratamiento de las células con una solución de cloruro de oro produce una visualización más clara, las reacciones no específicas se reducen, y la coloración marrón disminuye. El uso de la solución de cloruro de oro aumenta la estabilidad y la durabilidad de la tinción; el cloruro de plata puede ser removido por tratamiento con tiosulfato de sodio. La intensificación de la reacción es probablemente debido a una reducción de subproductos no deseados, argirofilia no específica del fondo.

Riñon, corte de parafina, Metenamina kit de plateado según Gomori

Pulmones con hongos, corte de parafina, Metenamina kit de plateado según Gomori - con cloruro de oro

Pulmones, con hongo corte de parafina, Metenamina kit de plateado según Gomori - sin cloruro de oro

Kits de Tinciones

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En el método de tinción de plata de Warthin-Starry, el nitrato de plata es reducido con hidroquinona a plata metálica, la hidroquinona se oxida a quinona. La solución de reacción se selecciona de tal manera que la plata metálica se deposita en una reacción específica en las estructuras objetivo, en este caso Helicobacter pylori.La reacción es detenida por una etapa de enjuague que termina el desarrollo del plateado. La plata es depositada en la superficie de las bacterias, que aparecen marrón oscuras a negro bajo el microscopio, las células se vuelven amarillas a amarillo dorado, mientras que los núcleos son de color marrón. Las bacterias se encuentran en la mucosa del epitelio de la superficie, en las glándulas apicales del estómago y en las foveolas de la mucosa gástrica. En una etapa adicional con una solución de tiosulfato de sodio, la plata depositada se fija y estabiliza. El uso de tiosulfato de sodio significa que posteriormente la muestra se puede montar con cualquier medio de montaje que contenga xileno. Si se prefiere no utilizar este baño de tinción adicional, las muestras se deben montar con DPX para detener la decoloración.

Kit para detección de Helicobacter pylori en cortes de parafina

Plateado de Warthin-Starry

MaterialCortes de parafina de 3-5 µm espesor, fijados en formalina.

PreparaciónAplicación toma lugar en la cubeta. El kit es diseñado para un volumen de 60 ml, el cual corresponde a la cubeta de HellendahlPre-calentar el baño de agua a 60°C

1. Producción de solución diluída de ácido acéticoAcidificar 1 l de agua destilada con 10 ml de 1,2% ácido acético (solución stock, puede ser almacenada por un máximo de 3 semanas)

2. Solución de impregnaciónAdicionar 50 ml de la solución diluída de ácido acético + 10 ml de una solución de nitrato de plata al 6 %, mezclar y colocar en el baño de agua cubierto y calentar a 60°C. Medir la temperatura (solución lista para ser usada).

ImportanteNo usar materiales de metal

3. Solución desarrolladoraA) PreparaciónAdicionar 60 ml de la solución diluída de ácido acético + 2 cucharas dosificadoras rojas de gelatina y poner en un baño de agua cubierto al mismo tiempo que la solución de impregnación y agitando ocasionalmente. La gelatina debe estar completamente disuelta. Otras adiciones siguen sólo justo antes de la colocación de los cortes en esta solución. (ver Finalización)

B) FinalizaciónAdicionar 2 cucharadas dosificadoras anaranjadas (ubicadas en la tapa, llena hasta el borde) de mezcla de hidroquinona, revolver bien. Adicionar 3 ml de solución de impregnación caliente con la pipeta proporcionada, mezclar bien.

Nota¡Los cortes deben ser puestos inmediatamente en la solución reveladora lista para usar!

4. Agua destilada2 x enjuagar

Cubrir con cubreobjetos con DPXCubrir las preparaciones tratadas con xileno sólo con DPX y poner el cubreobjetos con el fin de mantener estable el resultado de la tinción.

Protocolo kit de plateado Warthin-Starry, modificadoEtapa Temperatura TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarAgua destilada 10 segSolución de impregnación 60 °C 30 minEnjuagar bien en agua corriente del grifo

3 min

Solución reveladora 60 °C 2-3 minAgua destilada 60 °C 10 segAgua destilada 60 °C 2 minDeshidratar y clarificar las secciones de la forma habitualCubrir con cubreobjetos con DPX

ResultadoHelicobacter pylori marrón oscuro a negroFondo amarillo a amarillo oro

Biopsia de estómago, corte de parafina, kit de plateado según Warthin-Starry modificado


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Protocolo kit de plateado Warthin-Starry, modificadoEtapa Temperatura TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarAgua destilada 10 segSolución de impregnación 60 °C 30 minEnjuagar bien en agua corriente del grifo

3 min

Solución reveladora 60 °C 2-3 minAgua destilada 60 °C 10 segAgua destilada 60 °C 2 minSolución de tiosulfato de sodio 3 minAgua destilada 10 segDeshidratar y clarificar las secciones de la forma habitualCubrir con agente de montaje conteniendo xileno

Cubrir con agente de montaje conteniendo xilenoSi otro agente de montaje que contenga xileno es usado, entonces una etapa adicional con tiodulfato de sodio es requerida para prevenir depósitos de plata no específicos y mantener los resultados de la tinción estable.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de plateado Warthin-Starry, modificado para 500 ensayos 1024140001Componentes del kitReactico 1: Solución de nitrato de plata, 6 % 500 mlReactivo 2: Mezcla de hidroquinona 2 x 14 mlReactivo 3: Gelatina en polvo 130 gReactivo 4: Solución de ácido acético al 1.2 % 60 mlAdicional requeridoDPX, agente de montaje no acuoso 500 ml 101979Solución de tiosulfato de sodio, 0,1 mol/l (0,1 N) Titrisol® 1 l 109950


ResultadoHelicobacter pylori marrón oscuro a negroFondo pardusco


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Protocolo para plateado de Reticulina según Gordon & SweetsEtapa Cantidad TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarAgua destilada 10 segDejar caer gotas del reactivo 1 y 2, uno después del otro

4 gotas de cada uno 5 min

Agua destilada 10 segReactivo 3 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 4 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 5 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 6 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 7 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 8 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segDeshidratar y clarificar las secciones de la forma habitualMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrio.

Las fibras reticulares que no pueden ser visualiza-das correctamente con una tinción H&E pueden hacerlo a través de una reacción PAS o, mejor, una tinción de plateado. La visualización de la reticulina con tinción de plata da un mayor contraste y nitidez en el contexto de PAS. Las fibras reticulares consisten, entre otras cosas, de haces delgados de fibrillas finas de colágeno tipo III. Estas fibrillas de colágeno reaccionan fácilmente con sales de plata y se describen como argirofilas y son teñidas de negro después del plateado. Las fibras reticulares se pueden visualizar en las membranas basales, membranas de soporte alrededor de estructuras epiteliales, capilares y fibras nerviosas periféricas, así como en órganos como el hígado y los riñones y en particular en los órganos hematopoyéticos. En esa ubicación, ellas forman mallas de fibra y esqueletos que proporcionan soporte flexible y elástico para órganos y tejidos. La tinción de plata Gordon & Sweets para reticulina puede ser seguida por la tinción de rojo nuclear en solución de sulfato de aluminio al 0,1% cuando los núcleos, el colágeno y el fondo deben ser teñidos además de las fibras reticulares.

Plateado de reticulina según Gordon & Sweets

Procedimiento La tinción con los reactivos 1-8 se lleva a cabo en un banco 'de tinción fabricado de plexiglás o revestido con plástico. Los reactivos se adicionan por goteo uno tras otro de manera que cubra la muestra completamente. Enjuagar con agua destilada usando una botella de lavado. No utilizar pinzas de metal y tampoco permitir el contacto de otros objetos metálicos con los preparados.

ResultadoFibras reticulares negro

Protocolo con Rojo nuclear en solución de aluminio sulfato al 0,1% Etapa TiempoRojo nuclear en solución sulfato de aluminio al 0,1%

3 min

Enjuagar con agua destilada 10 segDeshidratar, clarificar y montar las secciones de la forma habitual

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets 2 x 16 ml, 6 x 30 ml 1002510001Componentes del kitReactivo 1: Solución de permanganato de potasio 16 mlReactivo 2: Ácido sulfúrico 16 mlReactivo 2: Ácido oxálico 30 mlReactivo 4: Solución de sulfato de hierro (III) y amonio 30 mlReactivo 5: Solución amoniacal de nitrato de plata 30 mlReactivo 6: Solución de formaldehido 30 mlReactivo 7: Solución de cloruro de oro 30 mlReactivo 8: Solución de tiosulfato sódico 30 mlAdicional requeridoRojo nuclear en solución sulfato de aluminio al 0,1% 500 ml 100121

Nodulo linfático, corte de parafina, kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets

Pulmones, corte de parafina, kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets con tinción rojo nuclear rápido

Pancreas, corte de parafina, kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets

Pancreas, corte de parafina, kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets con tinción rojo nuclear

Pancreas, corte de parafina, kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets

ResultadoFibras reticulares negroNúcleo celular rojoFondo rojoColágeno rojo

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Protocolo para plateado de Reticulina según Gordon & SweetsEtapa Cantidad TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarAgua destilada 10 segDejar caer gotas del reactivo 1 y 2, uno después del otro

4 gotas de cada uno 5 min

Agua destilada 10 segReactivo 3 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 4 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 5 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 6 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 7 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segReactivo 8 8 gotas 2 minAgua destilada 10 segDeshidratar y clarificar las secciones de la forma habitualMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno, y cubrir con cubreobjetos de vidrio.

Kits de Tinciones

Los métodos de plateado son altamente específicos, y son usados para visualizar estructuras finas que tienen afinidad con los iones de plata. Las estructuras llamadas argentafin se muestran negras por la reacción con plata. El kit de plateado según von Kossa es usado para visualizar depósitos de calcio en muestras de tejido histológico. Los iones de plata de la solución de nitrato de plata reaccionan con el carbonato y los iones fosfato de calcio y desplazan los iones de calcio. Estos iones de plata son reducidos a plata metálica por exposición a la luz fuerte, la que es evaluada en el microscopio. Los métodos de tinción de plata pueden ser complicados durante la aplicación y requieren de una particular precisión.

Kit para la detección de depósitos de calcio en cortes de parafina

Kit de plateado según von Kossa

Procedimiento La tinción es ejecutada en cubetas de HellendahlLa distancia entre la fuente de luz y la cubeta de Hellendahl debería ser de aprox. 5 cm para asegurar exposición óptima.

Adicionalmente requiere auxiliares para exposiciónFuente de luz (ej. lámpara de escritorio) equipada con una lámpara de ahorro de energía de al menos 20 vatios.

Nota:Muestras de tejido fijadas con formalina neutral tamponada. Espesor del corte de tejido recomendados 5-6 μm. No usar pinzas metálicas y no permitir que objetos de metal tengan contacto con las muestras.

Protocolo de plateado según von KossaEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarEnjuagar con agua destilada 1 minSolución de nitrato de plata bajo exposición 20 minAgua corriente del grifo 3 minSolución de tiosulfato de sodio 5 minAgua corriente del grifo 1 minSolución rojo nuclear 3 minEnjuagar con agua destilada 1 minEtanol 70 % 1 minEtanol 96 % 1 minEtanol 100 % 1 minEtanol 100 % 1 minXileno o Neo-Clear® 5 minXileno o Neo-Clear® 5 minMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno

ResultadoCalcio marrón a negroNúcleo celular rojoFondo rojoColágeno rojo

Corte de parafina, mama, plateado según von Kossa

Corte de parafina, mama, plateado según von Kossa

Corte de parafina, mama, H&E (muestra idéntica)

Corte de parafina, mama, H&E (muestra idéntica)

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Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de plateado según von Kossa 2 x 100 ml 1003620001Componentes del kitReactivo 1: Solución de nitrato de plata 100 mlReactivo 2: Solución de tiosulfato de sodio 100 mlAdicional requeridoRojo nuclear en solución de sulfato de aluminio al 0,1% 500 ml 100121

Protocolo para Kit de tinción rojo Congo según HighmanEtapa Concentración TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarEnjuagar con agua destilada 1 minTinción en Hematoxilina en solución según Gill IIIEnjuaguar bajo agua corriente del grifo 5 minTinción en rojo Congo en solución 10 minEnjuagar en agua corriente del grifo 5 minDiferenciar en solución KOH 30-40 segEnjuagar en agua corriente del grifo 5 minEnjuagar en Etanol 96 % 30 segDeshidratar en Etanol 100 % 1 minDeshidratar en Etanol 100 % 1 minClarificar con xileno o Neo-Clear® 5 minClarificar con xileno o Neo-Clear® 5 minMontar con Neo-Mount™ las muestras tratadas con Neo-Clear®, o con Entellan™ nuevo aquellas tratadas con xileno

Además del método Highman, otra forma de visualizar el amiloide es con los métodos según Bennhold y Puchtler. La detección del amiloide es relevante para todo un grupo de enfermedades, algunas hereditarias, como la enfermedad de Alzheimer, la enfermedad de Creutzfeld-Jakob, encefalopatía espongiforme bovina, miopatías hereditarias, y angiopatías, entre otros. La tinción con rojo Congo se basa en la formación de enlaces de puente de hidrógeno con el componente carbohidrato del sustrato. El amiloide que se ha teñido con rojo congo muestra un notable dicroísmo en luz polarizada, con depósitos mostrando un color verde brillante contra un fondo oscuro, mientras que otros materiales como el colágeno no muestra este efecto. La birrefringencia del amiloide teñido con rojo congo, el cual aparece verde bajo luz polarizada, mejora enormemente la sensibilidad del método. La afinidad de las diferentes proteínas amiloides al rojo congo puede ser influenciada, y por lo tanto facilitar el diagnóstico, a través de medidas de pre-tratamiento.

Kit para detección de amiloide

Rojo Congo según Highman

MaterialPara una mejor demostración del amiloide, es importante que los cortes de parafina no sean demasiado delgadas, éstas deberían ser 5-6 µm o preferentemente de 7 μm de grosor

La tinción con rojo Congo sigue siendo una de las técnicas rutinarias en patología. Para hacer el procedimiento de tinción más fácil, y los resultados reproducibles, un kit de tinción fiable ha sido desarrollado en base a la tinción de Highman. El kit de tinción contiene solución de rojo congo y solución de diferenciación KOH, ambos en formato listos para usar.

ResultadoNúcleos azul oscuroAmiloide en luz transmitida rosado a rojoAmiloide en luz polarizada metacromasia verdeTejido conectivo rojo claro

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit Rojo Congo según Highman 3 x 100 ml 1016410001Componentes del kitSolución rojo congo 100 mlsolución KOH 2 x 100 mlAdicional requeridoHematoxilinaensoluciónmodificadasegúnGillIII 500 ml, 1 l, 2.5 l 105174

Control positivoEn orden a identificar amiloide con certeza, los descubrimientos bajo luz transmitida deberían ser siempre seguida por una inspección de la muestra bajo luz polarizada.El microscopio usado debería tener los requerimientos de un laboratorio de diagnóstico médico y ser equipado con la opción de polarización.

Hígado, corte en parafina, kit de tinción rojo Congo según Highman, luz normal

Hígado, corte en parafina, kit de tinción rojo Congo según Highman, luz polarizada

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Protocolo para tinción Tb-color modificado sobre una rejilla de tinciónEtapa TiempoCubrir las muestras completamente con solución carbol-fucsina Tb-color modificada. Calentar 3 veces con cuidado desde el fondo con un mechero Bunsen hasta que se produzca vapor y mantener caliente (no debe hervir)

5 min

No permitir hervir al coloranteEnjuagar con agua del grifo hasta que no se desprendan más nubes de colorCubrir completamente con Tb-color modificado alcohol-ácido clorhídrico y en función del espesor de la muestra

15-30 seg

Enjuagar inmediatamente con agua del grifoTinción de contraste en Tb-color modificado azul de metileno en solución

30 seg

Enjuagar cuidadosamente con agua del grifoDeshidratar las muestras histológicas (serie creciente de alcohol), aclarar en xileno o Neo-Clear®) y montar con Entellan™ nuevo o Neo-Mount™ respectivamente

Devido a la elevada proporción de ceras y lípidos en la pared celular, las micobacterias absorben los colorantes muy lentamente. Para acelerar la absorción del colorante fucsina y lograr la formación del complejo micolatofucsina en la pared celular, normalmente se calienta la solución de carbolfucsina aplicada sobre el preparado hasta la formación de vapores. Una vez que las micobacterias han absorbido el colorante, difícilmente lo ceden nuevamente a pesar de ser tratadas intensamente con una solución decolorante como ácido clorhídrico en etanol. Así, las micobacterias se denominan bacteria ácido-alcohol resistentes en los procedimientos de tinción y se visualizan de color rojo en el preparado microscópico, mientras que todos los microorganismos ácido-alcohol no resistentes adoptan el color de la tinción de contraste correspondiente.

Kit para tinción en caliente de bacterias alcohol-ácido resistentes

Tb-color modificado

UsoPara el análisis microscópico de micobacteriasEl kit de Tb-color modificado es para el uso del procedimiento clásico de Ziehl-Neelsen en caliente.Las soluciones están también disponibles en forma separada en varios tamaños.

MaterialCortes de parafina - aprox. 5 µm y secados al aire, frotis de muestras bacteriológicas fijadas por calor como esputo, frotis de biopsias por aspiración con aguja fina (BAAF), lavados, huellas, efusiones, pus, exudados, asi como cultivos líquidos y sólidos.

Cortes histológicosDesparafinar los cortes en forma habitual y rehidratar en la serie decreciente de alcoholes.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoTb-color modificado, kit de tinción 4 x 500 ml 1004970001Componentes del kitSolución1:Tb-colormodificadofucsinafenicadaensolución 500 mlSolución2:Tb-colormodificadoácidoclorhídrico-alcohol 2 x 500 mlSolución3:Tb-colormodificadoazuldemetilenoensolución 500 mlReactivos individualesFucsina fenicada en solución según Ziehl-Neelsen 100 ml, 500 ml, 2.5 l 109215AzuldemetilenoensoluciónsegúnLöffler 500 ml, 2.5 l 101287Ácido clorhídrico en etanol 1 l, 5 l 100327

ValoraciónUn resultado positivo se reporta como "bacterias alcohol-ácido resistente detectadas" y un resultado negativo se reporta como "bacterias alcohol-ácido resistente no detectadas".No es posible determinar si hay bacterias de tuberculosis u otras bacterias "atípicas".Tampoco es posible determinar si las micobacterias son todavía capaces de reproducirse o ya están muertas.Cuando se observan bacterias alcohol-ácido resistentes en la muestra, se deben realizar más análisis en un laboratorio especializado.

Pulmones, corte de parafina, Tb-color modificado

Pulmones, corte de parafina, Tb-color modificado

ResultadoBacteria alcohol-ácido resistente

rojo

Fondo azul claro

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La tinción para microscopía de fluorescencia con auramina O y rodamina B se ha convertido en un procedimiento de rutina junto con la tinción ZN, como la tinción de fluorescencia que permite identificar fácilmente bacilos ácido-alcohol resistentes, aún si su número es bajo. Dependiendo de la combinación de filtros en el microscopio hay una elección entre los dos colorantes fluorescentes Rodamina B - rojo y auramina O - de color verde amarillento. La solución de permanganato de potasio convierte el fondo de color negro uniforme con el fin de suprimir la problemática intrinsica de la fluorescencia de la muestra. Si es necesario, es posible realizar una doble tinción con Tb-color modificado (ZN)

Kit para tinción fluorescente de bacterias alcohol-ácido resistentes

Tb-fluor

PretratamientoEsputoEl esputo debería ser tratado previamente con Sputofluol® con el fin de liberar las micobacterias de la mucosidad envolvente. El principio activo en Sputofluol® es hipoclorito, el cual por oxidación disuelve el material orgánico mientras que conserva en gran medida las micobacterias.

En un tubo de centrífuga mezclar 1 parte de la muestra (al menos 2 ml) con 3 partes de una solución de Sputofluol® al 15 % preparada con agua destilada, dejar actuar por 10 minutos bajo fuerte agitación cada cierto tiempo. Centrifugar durante 20 minutos a 3.000 – 4.800 rpm, decantar el líquido sobrenadante, extender el sedimento y dejar secar.Muestras de punción y lavados, sedimentosDespués de pasos adecuados de enriquecimiento, extender las muestras sobre el portaobjetos y dejar secar al aire.Cortes histológicosDesparafinar los cortes en forma habitual y rehidratar en la serie decreciente de alcoholes.

Material de muestraCortes de parafina y frotis de esputo fijado por calor, BAAF, lavados, huellas, fluidos corporales, exudados, pus, cultivos líquidos y sólidos.

FijaciónLa fijación se realiza sobre la llama de un mechero Bunsen (2-3 veces, evitando un exceso de calor). También es posible fijar los frotis en una estufa a 100-110°C durante 20 min. Temperaturas superiores o calentamientos más largos, pueden perjudicar la tinción.

Protocolo para Tb-fluor en jarras coplinEtapa TiempoTinción con solución auramina-rodamina 15 minEnjuagar con agua corriente del grifo 10 minSolución decolorante 1 minEnjuagar con agua corriente del grifo 5 minSolución de contraste con KMnO4 5 minEnjuagar con agua destilada 5 minDeshidratar y clarificar de la manera habitualMontar con Neo-Mount™ o Entellan™ nuevo

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de tinción Tb-fluor 6 x 500 ml 1090930001Componentes del kitSolución 1: Solución de auramina-rodamina 500 mlSolución 2: Solución decolorante 3 x 500 mlSolución 3: Solución de contraste (KMnO4) 2 x 500 ml

InterpretaciónUna reacción positiva significa "presencia de bacilos alcohol-ácido resistentes", y un resultado negativo significa "ausencia de bacilos alcohol-ácido resistentes". No se puede diferenciar si la bacteria detectada corresponde a Mycobacterium tuberculosis u otras micobacterias, como tampoco es posible determinar si las bacterias están vivas o muertas.De encontrarse micobacterias, deberían realizarse análisis posteriores en un laboratorio especial.

Pulmones, corte de parafina, Tb-fluor, tinción con Auramina

Pulmones, corte de parafina, Tb-fluor, tinción con Rodamina

Pulmones, corte de parafina, Tb-fluor, tinción con Rodamina

Pulmones, corte de parafina, Tb-fluor, tinción con Auramina

Protocolo para TB-fluor en instrumentos de tinciónEtapa TiempoTinción con solución auramina-rodamina 15 minEnjuagar con agua corriente del grifo 10 minSolución decolorante 1 minEnjuagar con agua corriente del grifo 5 minSolución de contraste con KMnO4 5 minEnjuagar con agua corriente del grifo 5 minDeshidratar y clarificar de la manera habitualMontar con Neo-Mount™ o Entellan™ nuevo

Requerimientos técnicosCombinación de filtros recomendados para microscopía de fluorescencia:Filtro de excitación 490-570 nmEspejo dicroico 525 and 635 nmFiltro supresor 505-600 nm

ResultadoLos bacilos alcohol-ácido resistentes se presentan de color rojo o amarillo-verdoso bajo el microscopio de fluorescencia, según la combinación de filtros usados, contra un fondo oscuro.

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Además del kit de Tb-fluor, la clásica tinción auramina-rodamina, hay un kit con el que la solución de tinción de auramina-rodamina se prepara sin fenol. Es necesario la penetración eficaz de los colorantes en las estructuras objetivo, lo que se logra mediante un sustituto de fenol que es más fácil de utilizar y ecológico que el fenol. El kit Tb-fluor, libre de fenol, está diseñado para ser utilizado en frotis, aunque también se puede utilizar para cortes de parafina cuando se necesite asegurar la no sequedad en el mesón.

Kit de tinción fluorescente para bacterias alcohol-ácido resistentes

Tb-Fluor libre de fenol

PretratamientoEsputoEl esputo debe ser tratado previamente con Sputofluol® con el fin de liberar las micobacterias de la mucosidad envolvente. El ingrediente activo en Sputofluol® es hipoclorito, el cual por oxidación disuelve el material orgánico mientras que preserva las micobacterias en su gran mayoría.

En un tubo de centrífuga mezclar 1 parte de la muestra (al menos 2 ml) con 3 partes de una solución de Sputofluol® al 15 % preparada con agua destilada, dejar actuar por 10 minutos bajo fuerte agitación cada cierto tiempo. Centrifugar durante 20 minutos a 3.000 – 4.800 rpm, decantar el líquido sobrenadante, extender el sedimento y dejar secar.Muestras de punción y lavados, sedimentosDespués de llevar a cabo el enriquecimiento apropiado, extender las muestras en los portaobjetos y dejar secar al aire. Secciones histológicasDesparafinar los cortes en forma habitual y rehidratar en la serie decreciente de alcoholes.

Material de muestraFrotis de esputo fijados por calor, BAAF, lavados, improntas, fluidos corporales, exudados, pus, cultivos líquidos y sólidos, secciones histológicas

FijaciónLa fijación se realiza sobre la llama de un mechero Bunsen (2-3 veces, evitando un exceso de calor). También es posible fijar los frotis en una estufa a 100-110°C durante 20 min. Temperaturas superiores o calentamientos más largos, pueden perjudicar la tinción.

Protocolo para TB-Fluor libre de fenol en una bandeja para teñirEtapa TiempoCubra la muestra fijada al aire y con calor completamente con la solución de tinción de auramina-rodamina y teñir

15 min

Enjuagar cuidadosamente con agua corriente del grifo 30 segCubrir las muestras completamente con solución de decoloración y dejar reposar

1 min

Enjuagar cuidadosamente con agua corriente del grifo 30 segCubrir las muestras completamente con solución de contraste KMnO4 y teñir

5 min

Enjuagar cuidadosamente con agua corriente bajo el grifo 30 segDeshidratar y clarificar de la manera habitualMontar con Neo-Mount™ o Entellan™ nuevo

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoTb-Fluor libre de fenol 4 x 200 ml 1015970001Componentes del kitSolución 1: Solución de auramina-rodamina, libre de fenol 200 mlSolución 2: Solución decolorante 2 x 200 mlSolución 3: Solución de contraste (KMnO4) 200 ml

Requerimientos técnicosCombinación recomendada de filtros para microscopía de fluorescencia:Filtro de excitación 490-570 nmEspejo dicroico 525 and 635 nmFiltro supresor 505-600 nm

Tinción dobleCualquier resultado dudoso o sospechoso puede confirmarse realizando la tinción doble "TB-fluor-Tb-color" o "Tb-fluor-Tb-color modificado". En el caso de preparaciones no montadas teñidas con Tb-fluor, se utiliza primeramente solo aceite de inmersión para diagnóstico. Posteriormente, el aceite de inmersión se retira cuidadosamente y las muestras secas se tiñen con Tb-color o Tb-color modificado. Las micobacterias se destacan por su color rojo sobre fondo verde claro (Tb-color) o azul claro (Tb-color modificado). Cortes histológicos pueden ser tratados de la misma forma que con Tb-color modificado, el cubreobjetos debe ser removido antes de la segunda tinción. Teñir según protocolo.

Pulmones, corte de parafina, Tb-fluor libre de fenol, tinción con rodamina

Resultado

Bacterias alcohol-ácido resistentes aparecen de color rojo o verde-amarillo bajo el microscopio de fluorescencia, dependiendo de la combinación de filtros usados, contra un fondo oscuro.

Un resultado positivo significa "presencia de bacterias alcohol- ácido resistentes " y un resultado negativo significa "ausencia de bacterias alcohol-ácido resistentes“. No se puede diferenciar si se trata de micobacterias de la tuberculosis o de otras micobacterias, tampoco resulta posible verificar si se trata de bacterias activas o muertas. De encontrarse micobacterias, deberían realizarse análisis posteriores en laboratorios especiales.

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La reacción estandarizada de Feulgen es el método de elección para la determinación de ADN en muestras histológicas y citológicas. Desde que se reconoció la importancia del contenido de ADN en el diagnóstico y el pronóstico, particulamente en tumores no diferenciados, el análisis de imágenes de ADN realmente ha pasado a primer plano. Un factor crucial en la fiabilidad de las mediciones de ADN es la reproducibilidad de la reacción de Feulgen. Siempre que se sigan las instrucciones del protocolo, los reactivos contenidos en el kit de Feulgen proporcionan esta reproducibilidad.

Kit para la determinación cuantitativa de ADN

Tinción de ADN según Feulgen

PretratamientoSolución de lavado de sodio disulfitoPara preparar aprox. 100 ml de solución, mezclar 95 ml de agua destilada, 5 ml de sodio disulfito concentrado (Reactivo 3) y 1 ml de HCl (Reactivo 1).

Preparación de la muestrasVarios métodos pueden ser usados para fijar la muestra

MaterialLas muestras incluyen monocapas de cultivos celulares, frotis por contacto, frotis de biopsias por aspiración con aguja fina (BAAF) y preparados exfoliativos, citocentri-fugados de líquido ascítico, orina y líquidos obtenidos por punción de la pleura y líquido cerebroespinal, así como cortes de tejidos fijados con formalina incluídos en parafina.

Prostata, corte de parafina, kit de tinción de ADN según Feulgen

Frotis ginecológicosEtapa TiempoFijación por pulverización con Merckofix®Fijación en formaldehído en solución 4% tamponado (pH 7,0)

1 hora

Enjuaguar bajo agua corriente del grifo 10 min

Otras muestras citológicasEtapa TiempoSecar por una hora al aireFijación en formaldehído en solución 4% tamponado (pH 7,0)

1 hora

Enjuaguar bajo agua corriente del grifo 10 min

Cortes de tejido fijados en forma rutinaria con formalina, incluídos en parafinaEtapa TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarEnjuaguar bajo agua corriente del grifo 10 min

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoKit de tinción para ADN según Feulgen 5 x 250 ml 1079070001Componentes del kitReactivo 1: Ácido clorhídrico 5 M 2 x 250 mlReactivo 2: Reactivo de Schiff 2 x 250 mlReactivo3:Metabisulfitodesodioconcentrado 250 ml

Procedimiento para analizar muestras preparadasAntes de ser analizadas, las muestras montadas deben ser mantenidas durante 24 horas en la oscuridad, ya que el índice de refracción del medio de montaje todavía cambia durante un tiempo, lo que comprometería la reproducibilidad de la medición.

Histograma de la muestra, carcinoma de prostata G3

Protocolo para tinción de ADN según FeulgenEtapa Concentración TiempoHCl a 22 °C (± 0.5 °C) 50 minAgua destilada 2 minAgua destilada 2 minReactivo de Schiff a temperatura ambiente 60 minSolución de lavado de disulfito de sodio 3 minSolución de lavado de disulfito de sodio 3 minAgua destilada 2 minAgua destilada 2 minEtanol 50 % 1 minEtanol 70 % 1 minEtanol 80 % 1 minEtanol 99 % 1 minXileno 1 minMontar con Entellan™ nuevo y cubrir con cubreobjeto

ResultadoNúcleo celular teñidos rojo violetaCitoplasma y fondo debe ser incoloro

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Kit para la detección de hierro iónico libre por la reacción de azul de Prusia en histología y hematología

HEMATOGNOST Fe™

Preparación de la solución de tinción para cortes y frotisReactivo 1 y Reactivo 2 se mezclan en volúmenes iguales. Cuando se usa una cubeta de Hellendahl (con extensiones) de 60 ml, se recomienda un volumen de 30-40 ml de cada uno, Reactivo 1 y Reactivo 2. La solución de tinción debe desecharse después de cada procedimiento de tinción.Reactivo 3: Con el fin de lograr la máxima diferenciación óptica de los precipitados de hierro del fondo celular, se utiliza la solución de rojo nuclear para dar una tinción de contraste ligeramente rosada.Si necesita información más detallada sobre morfología celular y elementos estructurales, también es posible usar tinción de contraste con procedimientos establecido "clásicos" (Giemsa, May Grünwald, hemalum, etc).La tinción HEMATOGNOST Fe™ también puede llevarse a cabo (sin los pasos 4 y 5) sobre muestras que ya han sido teñidas utilizando uno de los métodos mencionados anteriormente.

Reacción de azul de PrusiaEn la reacción de azul de Prusia cualquier ion de hierro libre (Fe3+) en el tejido, reaccionan con hexacianoferrato (II) en solución acuosa de ácido clorhídrico. El producto de reacción es un precipitado típico azul brillante que se deposita en la estructura blanco.

La ecuación de la reacción es la siguiente:

La reacción del azul de Prusia en histologíaEn histología, se utilizan reacciones de azul de Prusia, por ejemplo, para el diagnóstico de la hemocromatosis en el hígado y para el diagnóstico de enfermedades de los pulmones (asbestosis) y articulaciones.

La reacción del azul de Prusia en hematologíaEn hematología, reacciones de hierro se utilizan en enfermedades de la médula ósea y especialmente en el síndrome mielodisplásico (MDS).

MaterialCortes de parafina de 5-6 μm.

4 Fe3+ + 3 K4Fe(CN)6 Fe4(Fe(CN)6)3 + 12 K+

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoHEMATOGNOST Fe™ 4 x 250 ml 1120840001Componentes del kitReactivo 1: solución de hexacianoferrato (II) de potasio 250 mlReactivo 2: solución de HCl 250 mlReactivo 3: Solución de rojo nuclear 2 x 250 ml

Información sobre cambios patológicos en el contenido de hierro celularValores aumentados de ferritina en suero indican hemo-cromatosis. Tal sospecha ha de ser demostrada por medio de una biopsia de hígado con determinación del contenido de hierro en el hígado. A menudo, una determinación semicuantitativa mediante la reacción de azul de Prusia es suficiente. Las células principalmente afectadas son las células del parénquima y epiteliales del conducto biliar.En cortes de tejido se pueden detectar cantidades de hasta 0.002 μg de hierro iónico.

Hígado, cortes de parafina, HEMATOGNOST Fe™, hemocromatosis - nivel suave

Hígado, corte de parafina, HEMATOGNOST Fe™, hemocromatosis - nivel fuerte

Protocolo para HEMATOGNOST Fe™Secciones de tejido* TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarPoner los cortes en solución de teñir recién preparada e incubar

20 min

Enjuagar con agua destiladaColocar las secciones en solución de reactivo 3 e incubar 5 minEnjuagar brevemente con agua destiladaDeshidratar los cortes con etanol en concentraciones ascendentes y clarificar con xilenoCubrir con Entellan™ nuevo

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ResultadoPrecipitados con Fe 3+ liberados de ferritina y haemosiderina

azul

Núcleos rosado o rojo

Kit para la detección de esterasas específicas en células granulocíticas inmaduras y maduras

LEUCOGNOST® NASDCL

MaterialSección de parafina de 2-3 μm espesor

Preparación de la solución de tinción*Solución A Diluir 10 ml de reactivo 1 con 60 ml de agua destilada, adicionar 1 botella de reactivo 2, y enjuagar 2-3 veces con unos pocos ml de tampón.

Solución B Adicionar 15 gotas de reactivo 3 a una botella de reactivo 4, mezclar y dejar incubar durante 2 minutos.

Solución C Adicionar la solución B a la solución A, y enjuagar 2-3 veces con unos pocos ml de mezcla de sustrato tamponado.* Preparar la solución inmediatamente antes de usar

Preparación de la muestra• Colocar los cortes de parafina de 2-3 μm de espesor

sobre portaobjetos recubiertos• Secar los cortes de parafina por 20 min a 60°C y

desparafinar• Permitir que los cortes se sequen durante 30 minutos

a temperatura ambiente• Calentar LEUCOGNOST® NASDCL a temperatura

ambiente

Protocolo para LEUCOGNOST® NASDCLSecciones de tejido TiempoDesparafinar los cortes de forma habitual y rehidratarIncubar los cortes en la solución de tinción recién preparada a temperatura ambiente

30 min

Poner en agua destilada 5 minTinción de contraste en hemalum de Mayer 5 minEnjuagar con agua corriente del grifo 5 minDeshidratar y clarificar de la manera habitualMontar con Entellan® nuevo

5 min

LEUCOGNOST® NASDCL permite a las esterasas específicas en células inmaduras particularmente de la serie granulocítica, a ser detectadas en cortes de parafina, frotis de sangre y médula ósea a través de una coloración roja intensa producida en una reacción enzimática citoquímica.

ResultadoNASDCL células positivas rojo brillanteFondo azulCélulas madres de tejido reaccionan positivamente

Beneficios de las soluciones listas para el uso

Los usuarios obtienen numerosos beneficios al usar estos productos para el trabajo diario y aplicaciones especialesUn resumen se presenta aqui:

• Resultadosreproducibles• Consistencialotealotecomoresultado

del control de calidad del fabricante• Simple,procedimientoseguro• Tiempoahorradodurantelapreparación• Protocolosdetinciónprobadosbasados

en estándares internacionales• Certificadosdeanálisisdisponibleparacadalote• Menorcontactodirectoconreactivosy

colorantes sólidos peligrosos• Elkitcontieneenlamayoríadeloscasos,

todos los reactivos necesarios para la tinción• Fácildeusaryenvasesdetamañoseconómicos• Desarrollado,probadoyfabricadodeacuerdo

con DIN ISO 9001• AnalizadosdeacuerdoconDINISO13485• Productoscumplenconrequerimientos

de productos IVD y son certificados CE

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoLEUCOGNOST® NASDCL para teñir 12 lotes

(con un máximo de 16 diapositivas cada uno)

1161980001

Componentes del kitReactivo 1: Tampón tris concentrado Reactivo 2: Naftol-AS-D cloroacetatoReactivo 3: Solución de nitrito de sodioReactivo 4: Solución de sal LB violeta rojo sólido

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Punción de cresta iliaca, tinción LEUCOGNOST® NASDCL

Punción de cresta iliaca, tinción LEUCOGNOST® NASDCL

Para asegurar que las preparaciones contengan el material relevante para el diagnóstico y las estructuras blanco pueden ser visualizadas por tinción con una buena diferenciación, se recomienda usar un control de preparación. Preparaciones de control ISOSLIDE® son un grupo de productos creados para ayudar a optimizar y estandarizar los resultados de tinción, permi-tiendo una comparación directa del material de control estándar con las muestras de laboratorio.Las muestras de control ISOSLIDE® consisten en portaobjetos para el microscopio con un corte de parafina conteniendo las estructuras típicas del método a usar. Las muestras controles son preparadas usando cortes de material animal disponible. Cada paquete de muestras control ISOSLIDE® contiene 25 muestras. Una muestra viene pre-teñida con el método de referencia como estándar para ser comparada con aquellas teñidas en el laboratorio. Las 24 muestras sin teñir son teñidas de acuerdo a la especificación de Merck o de acuerdo a la especificación interna del laboratorio. Para ver los resultados de las tinciones, una muestra control es teñida en conjunto con el material del laboratorio y ambas comparadas con el control pre-teñido.

Muestras control para tincion histológica de rutina y especial

ISOSLIDE® Reticulina, muestras control

Principio del métodoEn el kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets, las sales de plata son depositadas sobre las fibras de reticulina, las cuales se hacen visibles como estructuras negras. En éste método el material es oxidado con permanganato de potasio y reducido con formaldehído. El cloruro de oro sirve para estabilizar mejor los componentes metálicos, los cuales hacen posible que los resultados sean más intensos. Nota: ISOSLIDE® Reticulina es un ejemplo, consultar por otras ISOSLIDES®

MaterialCortes de parafina de aprox. 3-4 µm de muestras de tejido de origen animal. El tejido es fijado con formalina neutra tamponada.

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08 ISOSLIDES®

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoISOSLIDE® Reticulina Kit de portaobjetos control 25 portaobjetos controles 1003610001Adicionalmente requeridoKit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets 2 x 16 ml

6 x 30 ml1002510001

Rojo nuclear en solución de sulfato de aluminio al 0,1% 500 ml 1001210500

Procedimiento Análogo al kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets, N° Art. 1002510001. El kit de tinción incluye 8 reactivos contenidos en botellas de 30 ml con gotario. Los reactivos son depositados por goteo sobre los portaobjetos como descrito en el protocolo. La tinción en si misma se ejecuta sobre una bandeja de tinción hecha de plexiglás o recubierta con plástico. También es posible teñir con solución rojo nuclear para demostrar núcleo y otras estructuras, el procedimiento esta descrito en las instrucciones de uso del kit de plateado de reticulina según Gordon & Sweets.

Es importante enjuagar los portaobjetos copiosamente con agua destilada. No use pinzas de metal y no permita otros metales a tener contacto con las muestras.

ResultadoFibras reticulares negroCon solución rojo nuclear sólidoNucleos celulares rojoFondo rojoColágeno rojo

ISOSLIDE® muestra de control reticulina, corte de hígado, plateado de reticulina

ISOSLIDE® muestra de control reticulina, corte de vertebras, plateado de reticulina

MontajePara obtener preparaciones de larga duración en histología, se utiliza un medio de montaje que inicialmente se aplica en la muestra en forma líquida, como un líquido claro y viscoso. Como el xileno, tolueno o sustituto del xileno se evaporan, el medio de montaje permanece como una película clara y dura entre el portaobjetos con la muestra y el cubreobjetos.

Procedimiento Las muestras histológicas y citológicas deben estar completa-mente deshidratadas antes de ser montadas. En el último paso se aclaran con xileno o un sustituto de xileno para sacar las trazas de agua que causan turbidez.Aprox. 0,5 ml de medio de montaje se coloca sobre un portaobjetos colocado horizontalmente con el fin de llenar el espacio entre el portaobjetos y el cubreobjetos. Tan pronto como se asegura una distribución uniforme sobre toda la muestra, se coloca cuidadosamente un cubreobjeto limpio de manera tal de excluir burbujas de aire. Antes que pueda colocarse bajo el microscopio, la muestra se deja en posición horizontal para secar durante aprox. 30 minutos. El secado completo, es necesario antes que la muestra pueda ser archivada, tomando varias horas. Muestras preparadas de esta manera mantienen un color estable durante al menos 5 años.

El medio de montaje anhidro incluye productos clásicos como bálsamo de Canadá o productos modificados, generalmente mezclas de resinas acrílicas, que se disuelven en disolventes aromáticos tales como xileno o tolueno.

Laboratorios que procesan grandes cantidades de muestras están reemplazando, cada vez más, el montaje manual del cubreobjeto con el montaje automático usando equipos automáticos. Esto optimiza y estándariza el proceso de montaje.

Nosotros hemos desarrollado Entellan™ nuevo para equipos automáticos que colocan el cubreobjeto, un medio de montaje con un intervalo de viscosidad pequeño diseñado especial-mente para éste propósito. Su viscosidad oscila entre 500 y 600 mPas. El rango de viscosidad menor mejora y acelera la aplicación, ya que ni la velocidad de goteo ni el volumen necesitan ser reseteados después de la primera corrida cuando una botella nueva de Entellan™ nuevo es usado en equipos automáticos.

Entellan™ nuevo es adecuado para equipos comerciales automáticos que trabajan con cubreobjetos de vidrio. El medio de montaje Entellan™ nuevo para cubreobjetos se usa como en las instrucciones en el manual del cubreobjetos. La cantidad óptima de medio de montaje se calcula en la corrida inicial con cubreobjetos en blanco y portaobjetos, basados en el tamaño del cubreobjetos y el tamaño/grosor del corte, y chequeando cuando se cambia la botella.DPX nuevo es un medio de montaje libre de agua para microscopía que puede sustituir completamente el previamente usado DPX, medio de montaje libre de agua para microscopía (N° Cat. 101979), en todas las aplicaciones. Aunque DPX nuevo aún contiene xileno, el ingrediente teratogénico dibutil ftalato (DBP) no esta presente, así, la nueva composición no es solamente mas amigable para el medio ambiente, si no también mas conveniente para el usuario.Un nuevo grupo de medios de montaje son los fabricados con disolventes a base de mezclas de hidrocarburos alifáticos. Neo-Mount™ es un medio de montaje libre de agua que tiene que ser utilizados en combinación con Neo-Clear® para el montaje de los cubreobjetos, con el fin de conseguir las propiedades ópticas deseadas. Neo-Mount™ es sumamente estable en cuanto al color.Neo-Mount™ contiene Neo-Clear®, el sustituto libre de aromáticos para xileno de Merck Millipore. Tiene un índice de refracción de aprox. 1,46 y produce una película transparente, dura bajo el cubreobjeto Se tarda aprox. 30 minutos en secar y esto es muy similar a los medios de montaje a base de xileno.

Todos los medios de montaje deben cumplir con ciertos criterios químicos y físicos1. índice de refracción de aprox. 1.5, igual al vidrio, de manera que

el medio de montaje es prácticamente invisible entre el porta-objetos con la muestra y el cubreobjetos,

2. viscosidad suficientemente alta para que la solución pueda distribuirse homogéneamente y no correr inmediatamente fuera de los bordes,

3. muy baja fluorescencia intrínseca, entonces la muestra puede, si es requerido, ser examinada bajo un microscopio de fluorescencia.

Medio clásico de montajeBálsamo de Canada para microscopía N° Art. 101691Indice refractivo (20 °C) 1.515-1.530Densidad (20 °C/4 °C) 0.980 g/cm3

Medio de montaje modificado con toluenoMedio de montaje rápido para microscopía N° Art. 107960Indice refractivo (20 °C) 1.492-1.500Densidad (20 °C/4 °C) 0.925-0.935 g/cm3

Viscosidad (20 °C) 60-100 mPasFluorescencia </= 100 ppb

con xilenoMedio de montaje rápido Entellan™ nuevo para microscopía N° Art. 107961Indice refractivo (20 °C) 1.490-1.500Densidad (20 °C/4 °C) 0.94-0.96 g/cm3

Viscosidad (20 °C) 250-600 mPas

Entellan™ nuevo para montadores de cubreobjetos para microscopia N° Art. 100869Indice refractivo (20 °C) 1.490-1.500Viscosidad (20 °C) 500-600 mPasFluorescencia </= 250 ppb

Medio de montaje DPX libre de agua para microscopía N° Art. 101979Indice refractivo (20 °C) 1.518-1.521Viscosidad (20 °C) 600-700 mPas

DPX nuevo, medio de montaje libre de agua para microscopio N° Art. 100579Indice refractivo (20 °C) 1,518-1,521Viscosidad (20 °C) 600-700 mPas

con Neo-Clear®Medio de montaje anhidro Neo-Mount™ para microscopía N° Art. 109016Indice refractivo (20 °C) 1.43-1.46Viscosidad (20 °C) 300-650 mPasFluorescencia </= 250 ppb

Nota técnicaNeo-Mount™ no se debe utilizar junto con xileno en el mismo protocolo, ya que esto da lugar a incompatibilidades entre el disolvente aromático y el disolvente alifático en Neo-Mount™, causando que las muestras se vuelvan turbias y con rayas.Cualquier exceso de Neo-Clear® se debe dejar escurrir antes de cubrir con cubreobjetos, ya que de otro modo, se pueden formar burbujas de aire debajo del mismo. Esto se logra mediante la colocación de los cubreobjetos deshidratados sobre papel filtro durante aprox. 1 minuto y después montar en forma habitual. Con equipos cubreobjetos automáticos el depósito debe ser utilizado sin Neo-Clear® como solvente para evitar las burbujas de aire.

Información para pedidosNombre Presentación Número de artículoBalsamo de Cánada 25 ml, 100 ml 101691Medio de montaje rápido Entellan™ para microscopía 500 ml 107960Entellan™ nuevo medio de montaje rápido para microscópía 100 ml, 500 ml, 1 l 107961Entellan™ nuevo para cubreobjetos para microscopía 500 ml 100869Medio de montaje DPX libre de agua para microscopía 500 ml 101979DPX nuevo, medio de montaje libre de agua para microscopía 500 ml 100579Neo-Mount™ anhídro, medio de montaje para microscopía 500 ml 109016

Montaje

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Colorantes en forma sólidaNumerosos colorantes sólidos están disponibles para los usos de rutina y especiales en histología. Para cada aplicación hay protocolos que permiten al usuario preparar, en su propio laboratorio, los colorantes necesarios desde formas sólidas. Ciertos colorantes pueden ser utilizados en combinación para lograr resultados óptimos.

Información para pedidosNombre C.I. Aplicación Presentación Número

de artículoFucsina ácida 42685 Tinción de plasma 25 g 105231Anaranjado de acridina ZnCl2 46005 Tinciónvitalyfluorescente 25 g 115931Azul alcian 8GX 74247 Visualización de mucosustancias ácidas 10 g 105234Verde brillante (hidrógeno sulfato) 42040 Tinción de esporas 25 g 101374Azul de cresilo brillante ZnCl2 - Tinción de reticulositos 25 g 101368Carmín 75470 Cortes histológicos 5 g, 25 g 115933Violeta de cresilo (acetato) - Tinción nuclear 25 g 105235Violeta cristal 42555 Tinción de Gram 25 g, 100 g 115940Eosina B 45400 Tinción de plasma 25 g, 100 g 115934Eosina A (amarillenta) 45380 Tinción de plasma 25 g, 100 g 115935Eritrocina B 45430 Tinción de plasma 10 g, 25 g 115936Fast green FCF 42053 Tinción de muestra de testículo 25 g 104022Fucsina (básica) 42510 Tinción nuclear y bacteria 100 g 115937Hematoxilina monohidrato 75290 Tinción nuclear 25 g, 100 g 115938Indigo carmin 73015 Tinción de tejido conectivo 25 g 104741Verde luz SF 42095 Cromosomas 25 g, 100 g 115941Verde de malaquita (oxalato) 42000 Tinción de contraste 25 g, 100 g 115942Azul de metileno 52015 Bacteria y tinción de contraste 25 g, 100 g 115943Verde de metilo ZnCl2 42590 Cromatina 25 g 115944Violeta de metilo 42535 Amiloide 25 g 115945Rojo neutro 50040 Cortes de cerebro 25 g 101376Neofucsina 42520 Tinción de micobacteria 100 g 105226Nigrosina (soluble en agua) 50420 Tinción de bacteria 25 g 115924Azul de Nilo (hidrogenosulfato) 51180 Cortes de hígado 25 g 115946Rojo nuclear sólido 60760 Tinción de contraste 25 g 115939Rojo aceite O 26125 Tinción de grasa 25 g 105230Anarnajado G 16230 Tinción de plasma 25 g 115925Orceína (sintética) - Fibras elásticas 5 g, 25 g 107100Pararosanilina (cloruro) 42500 Visualización de aldehídos 25 g, 100 g 107509Floxina B 45410 Tinción de citoplasma 25 g 115926Ponceau S 27195 Tinción de conectivo 25 g 115927Pironina G 45005 Tinción de verde metilo-pironina 5 g 107518Safranina O 50240 Cromosoma y tinción de Gram 25 g 115948Tionina (acetato) 52000 Cortes de cerebro 25 g 115929Azul de toluidina O ZnCl2 52040 Tinción nuclear, metacromasia 25 g 115930

El grupo de los colorantes Certistain® comprende más de 30 colorantes para microscopía. Los colorantes son probados para garantizar que cumplan criterios químicos y físicos especificados, y una prueba de tinción típica se realiza para cada colorante. Certistain® es sinónimo de excelente y resultados de la tinción reproducibles. Los resultados coinciden con los del CTB (Comisión de Tinción Biológica) que se encuentra en los EE.UU. y define el estándar. Por cada colorante Certistain® hay instrucciones para una aplicación típica. Las instruciones se pueden descargar desde www.merckmillipore.com y también están disponibles si asi lo requiere.

Además de Certistain® existen otros colorantes de microscopía que se utilizan para la tinción clásica con soluciones preparadas por el usuario. Para tinciones especiales que no se realizan con frecuencia y para los que no están comercialmete disponibles, estos colorantes ofrecen una alternativa viable junto con colorantes Certistain®.


de artículoNegro amido 10B 20470 Tejido conectivo colagénico 25 g, 100 g 101167Auramina O 41000 TinciónflurescenteparaMicobacteria 50 g 101301Ácido carmínico 75470 Carmalum, paracarmina 1 g, 5 g 1002114’,6’-Diamidino-2-fenilindol-dihidrocloruro (DAPI)

- TinciónfluorescentedeADN(crio secciones)

100 g 124653

Fluoresceína 5-isotiocianato (FITC) - Marcaje de proteínas 250 g 124546Azur-eosina-azul de metileno según Giemsa

- Muestra linfática, detección de Helicobacter pylori en biopsias de estómago

25 g, 100 g 109203

Hemateína 75290 Tinción nuclear 25 g 111487Cristales de hematoxilina 75290 Tinción nuclear 25 g, 100 g 104302Verde de malaquita (oxalato) 42000 Tinción de contraste 25 g, 100 g 101398Azul de metileno (> 60 %) 42780 Tinción de tejido conectivo 50 g 116316Rodamina B 45170 TinciónflurescenteparaMicobacteria 25 g, 100 g 107599

Otros colorantes en forma sólida

Certistain®


de artículoFucsina ácida 42685 Tinción de plasma 25 g 105231Anaranjado de acridina ZnCl2 46005 Tinciónvitalyfluorescente 25 g 115931Azul alcian 8GX 74247 Visualización de mucosustancias ácidas 10 g 105234Verde brillante (hidrógeno sulfato) 42040 Tinción de esporas 25 g 101374Azul de cresilo brillante ZnCl2 - Tinción de reticulositos 25 g 101368Carmín 75470 Cortes histológicos 5 g, 25 g 115933Violeta de cresilo (acetato) - Tinción nuclear 25 g 105235Violeta cristal 42555 Tinción de Gram 25 g, 100 g 115940Eosina B 45400 Tinción de plasma 25 g, 100 g 115934Eosina A (amarillenta) 45380 Tinción de plasma 25 g, 100 g 115935Eritrocina B 45430 Tinción de plasma 10 g, 25 g 115936Fast green FCF 42053 Tinción de muestra de testículo 25 g 104022Fucsina (básica) 42510 Tinción nuclear y bacteria 100 g 115937Hematoxilina monohidrato 75290 Tinción nuclear 25 g, 100 g 115938Indigo carmin 73015 Tinción de tejido conectivo 25 g 104741Verde luz SF 42095 Cromosomas 25 g, 100 g 115941Verde de malaquita (oxalato) 42000 Tinción de contraste 25 g, 100 g 115942Azul de metileno 52015 Bacteria y tinción de contraste 25 g, 100 g 115943Verde de metilo ZnCl2 42590 Cromatina 25 g 115944Violeta de metilo 42535 Amiloide 25 g 115945Rojo neutro 50040 Cortes de cerebro 25 g 101376Neofucsina 42520 Tinción de micobacteria 100 g 105226Nigrosina (soluble en agua) 50420 Tinción de bacteria 25 g 115924Azul de Nilo (hidrogenosulfato) 51180 Cortes de hígado 25 g 115946Rojo nuclear sólido 60760 Tinción de contraste 25 g 115939Rojo aceite O 26125 Tinción de grasa 25 g 105230Anarnajado G 16230 Tinción de plasma 25 g 115925Orceína (sintética) - Fibras elásticas 5 g, 25 g 107100Pararosanilina (cloruro) 42500 Visualización de aldehídos 25 g, 100 g 107509Floxina B 45410 Tinción de citoplasma 25 g 115926Ponceau S 27195 Tinción de conectivo 25 g 115927Pironina G 45005 Tinción de verde metilo-pironina 5 g 107518Safranina O 50240 Cromosoma y tinción de Gram 25 g 115948Tionina (acetato) 52000 Cortes de cerebro 25 g 115929Azul de toluidina O ZnCl2 52040 Tinción nuclear, metacromasia 25 g 115930

Colorantes

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Gestión de CalidadLos requisitos de gestión de calidad en el laboratorio de histología se cumplen a través del uso de productos certificados y, en particular, mediante el uso de soluciones de tinción listas para su uso y kits de tinción.

Productos que han sido designados como IVD y por lo tanto sometidos a pruebas de idoneidad para el uso indicado en aplicaciones de diagnóstico y 'llevan la marca CE, que ha sido obligatoria en Europa desde fines del 2003, están debidamente documentados. Los documentos proporcionan a los usuarios importante información para su trabajo cotidiano y garantizan la seguridad. El marcaje CE es un proceso de autocertificacion documentando cada paso en el ciclo del producto junto con los datos de gestión de calidad.

Documentos que se relacionan con el producto, tales como el certificado de análisis de lote específico, la hoja de datos de seguridad, instrucciones de uso y las hojas de información técnica están disponibles en nuestro sitio web, www.merckmillipore.com, o a petición.

Cada producto ha sido objeto de una evaluación de riesgos ISO 13485, para ver dónde están los riesgos para los usuarios u otras partes y que se puede hacer para detener tales situaciones cuando ocurran. Las instrucciones del producto, que son un elemento importante de la documentación, contienen información general sobre el uso del IVD, así como información específica del producto y la aplicación relacionada.IVDs sufren auditorías internas y externas periódi-cas para comprobar la exactitud e integridad de la documentación en todas las áreas.

Todas las preguntas técnicas y los problemas que se reciben en relación con un IVD se procesan utili-zando un software espécifico y gestionadas y almacenadas en una base de datos. Cada vez que se recibe un reclamo, un chequeo es llevado a cabo para ver si un RCA es requerido (Análisis Causa Raíz) con CAPA (Acción correctiva Acción preventiva). El sistema de atención al cliente te ayuda en la identificación de cualquier problema con el producto o proceso y la búsqueda de una solución eficaz.

La aprobación exitosa de los productos a través de un proceso de avalación para obtener resultados reproducibles y uso dedicado, proporcionando a los usuarios información sobre los productos y una garantía de seguridad para su trabajo diario y la asistencia en caso que ocurra un problema.

Durante la acreditación de un laboratorio, los documentos relacionados a los productos pueden ayudar a simplificar la documentación de procedi-mientos del laboratorio. Todo es más sencillo cuando se usan en el proceso productos comercialmente manufacturados, ya que muchas etapas en el laboratorio están cubiertas con documentación detallada.

Gestión de Calidad por Merck Millipore

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Referencias

• J. Bancroft, A. Stevens Theory and Practice of Histological Techniques,

Churchill Livingstone, Edinburgh (1990)

• A. Böcking, F. Giroud, A. Reith Consensus report of the ESACP task force on

standardization of diagnostic DNA image cytometry, Analytical Cellular Pathology 8, 65-74 (1995)

• G. Clark Staining Procedures,

Williams & Wilkins, Baltimore (1981)

• H. J. Conn’s Biological Stain’s,

Williams & Wilkins, Baltimore (1977)

• European Committee for Clinical Laboratory Standards (ECCLS) S on RM for TS [SRMTS] (1992)

Dye Standards, Part I, Terminology and general principles, Histochemical Journal 24, 217-219

• R. W. Horobin, J. A. Kiernan Conn’s biological Stains, A Handbook of Dyes,

Stains and Fluorochromes for Use in Biology and Medicine, 10th Edition, BIOS Scientific Publisher, Oxford UK (2002)

• J. A. Kiernan Histological & Histochemical Methods:

Theory & Practice, 2nd Edition, Pergamon Press, Oxford (1990)

• D. P. Penney, J. M. Powers, M. Frank, C. Willis, C. Churukian Analysis and testing of biological stains –

The Biological Stain Commission Procedures, Biotechnic & Histochemistry, 77 (586), 237-275 (2002)

• M. Mulisch; U. Welsch (Hrsg.) Romeis Mikroskopische Technik,

18. Auflage, Spektrum Akademischer Verlag (2010)

• L. Vacca Laboratory Manual of Histochemistry,

Raven Press, New York (1985)

• D. Wittekind Standardization of Dyes and Stains for Automated

Cell Pattern Recognition, Analytical and Quantitative Cytology and Histology, Vol. 7, No. 1, March 1985

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Merck KGaA64271 Darmstadt, AlemaniaCorreo electrónico: [email protected]

Nosotros suministramos información y asesoramiento a nuestros clientes, según nuestro mejor conocimiento y capacidad, pero sin obligación o responsabilidad. Existen leyes y reglamentos en cada país que deben ser respetados por nuestros clientes en todos los casos . Esto también se aplica con respecto a los derechos de terceros. Nuestra información y asesoramiento no exime a los clientes de su propia responsabilidad en la comprobación de la idoneidad de nuestros productos para la finalidad prevista.

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