UNIVERSIDAD NACIONAL DE UCAYALI

FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS

ESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍA

PROYECTO DE TESIS

I. DATOS PERSONALES.

Nombres Y Apellidos: Johnny Sú SerrucheDNI: 44759813Código: 0002050196Celular: 961613640

II. DATOS DEL PROYECTO.

TITULO: Efecto del ácido Indolbutírico (AIB) en el enraizamiento y brotamiento de estaquillas de 8 plantas promisorias de camu camu (Myrciaria dubia H.B.K Mc. Vauhg) en cámara de propagación con sub-irrigación en Pucallpa, Perú.

ASESOR: Ing. Eliel Sánchez Marticorena.LUGAR DE EJECUCIÓN: Campo de práctica de la UNU.PERIODO DE EJECUCIÓN: 8 mesesINICIO: Abril del 2011FINAL: Noviembre del 2011

--------------------------------------- ------------------------------------------ Johnny Sú Serruche Ing. Eliel Sánchez Marticorena TESISTA ASESOR

I. ASPECTOS GENERALES.

1.1TITULO.

Efecto del ácido Indolbutírico (AIB) en el enraizamiento y brotamiento de estaquillas de 8 plantas promisorias de camu camu (Myrciaria dubia H.B.K Mc. Vauhg) en cámaras de propagación con sub-irrigación en Pucallpa, Perú.

II. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA DE INVESTIGACIÓN.

II.1Formulación del problema.

El cultivo de camu camu (Myrciaria dubia H.B.K Mc. Vauhg) es una especie nativa de la Amazonía Peruana; tiene grandes potencialidades que debe ser aprovechado al máximo, por poseer frutos con elevada concentración de ácido ascórbico. Sin embargo, los planes de mejoramiento genético aún no han concluido, en el proceso de obtener materiales genéticos mejorados, se han realizado diversos trabajos de investigación: Carlos Oliva, en el 2006, con el objetivo de evaluar el comportamiento de estaquillas de camu camu en cámaras de propagación con sub irrigación, utilizó ácido indolbutirico mezclado con talco inerte en concentraciones de 00, 100, 200, 400 y 800 ppm; en tipos de rama se consideró tres tipos de ramas a) ramas jóvenes (suculentos muy jóvenes), b) ramas medias (ramas ligeramente lignificadas) y c) ramas gruesas (ramas yemeras. Sin embargo el tratamiento testigo (00 ppm) ha logrado los mejores resultados con 38.89% de enraizamiento, seguido por 400 y 100 ppm con 24.99% y 22.22% de enraizamiento respectivamente. Además, Larry Puente en el 2008, realizó un trabajo de investigación que tiene por finalidad validar la metodología de propagación vegetativa en plantas madres promisorias de camu camu arbustivo, mediante la utilización de estaquillas en cámaras de sub irrigación sin la aplicación de hormonas pero considerando la cantidad de hojas (0, 2, 4 y 6 hojas) los mejores resultados se obtuvieron en estaquillas con 6 hojas, con un promedio de 51.852 % de enraizamiento, seguidamente en estaquillas con 4 hojas, se obtuvo un promedio de enraizamiento de 47.653 %; finalmente en estaquillas con 2 hojas el porcentaje de enraizamiento disminuyó hasta un 30.616 %. De tal manera que teniendo los resultados y siguiendo las recomendaciones de investigaciones realizadas, el presente trabajo se desarrollará teniendo en consideración que la especie presenta ciertas dificultades para el enraizamiento y brotamiento por tener tejidos lignificados propios de una especie arbustiva, además de estar en proceso de investigación para obtener el mejor paquete tecnológico propagativo; se usarán estaquillas de 75 días después de la poda, dejando 4 hojas cortadas al 50% como fuente natural de reservas, además de una dosis de acido indolbutírico a 100 ppm.

En consecuencia podemos realizar la siguiente interrogante.

¿Cuál será el efecto de la aplicación del ácido Indolbutírico (AIB) en el enraizamiento y brotamiento de estaquillas de 8 plantas promisorias de camu camu (Myrciaria dubia H.B.K Mc. Vauhg) en cámaras de propagación con sub-irrigación en Pucallpa, Perú?

III. JUSTIFICACIÓN.

La manifiesta diversidad genética en el cultivo de camu camu en cuanto a rendimiento (plantas con alto, medio y bajo rendimiento), diferente ciclo fenológico (plantas que se cosechan en abril y otras en agosto), diferente arqueotipo, (plantas con una o pocas ramas y otras con varias a muchas ramas productivas), etc que impiden al productor lograr altos y uniformes rendimientos de calidad, es decir que el nivel de ácido ascórbico cope el mínimo deseado por los compradores, esto es mayores a 1800mg/100g de pulpa. Por ello es necesario el trabajo de investigación para determinar el método de propagación más eficiente, rentable y que garantice la obtención de plantones originados a partir de plantas promisorias de alta producción y calidad.

Por ello, el conocimiento del efecto del ácido Indolbutírico (AIB) en el enraizamiento y brotamiento de estaquillas de 8 plantas promisorias de camu camu (Myrciaria dubia H.B.K Mc. Vauhg) en cámaras de propagación con sub-irrigación en Pucallpa, estaría aportando un paquete tecnológico para propagar estaquillas de plantas promisorias de camu camu siguiendo la secuencia de los resultados y recomendaciones de trabajos de investigación realizados en el tema de propagación de estaquillas de camu camu.

IV. OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN.

IV.1 OBJETIVO GENERAL.

Determinar el efecto del ácido Indolbutírico (AIB) en el enraizamiento y brotamiento de estaquillas de 8 plantas promisorias de camu camu (Myrciaria dubia H.B.K Mc. Vauhg) en cámaras de propagación con sub-irrigación en Pucallpa, Perú.

4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS.

- Determinar el efecto del acido indolbutírico en el enraizamiento de estaquillas de 8 plantas promisorias de camu camu.

- Determinar el efecto del acido indolbutírico en el brotamiento de estaquillas de 8 plantas promisorias de camu camu.

- Determinar la influencia de las 8 plantas promisorias en el enraizamiento y brotamiento de estaquillas de camu camu propagadas en cámaras con sub irrigación.

- Determinar el porcentaje de mortandad de estaquillas en cada tratamiento.- Determinar el costo de plantones mediante la técnica de propagación de estaquillas en

cámaras de propagación con sub-irrigación.

V. MARCO TEÓRICO.

5.1 REVISIÓN DE LITERATURA.

5.1.1 Clasificación Taxonómica.

Según los estudios realizados por Humboldt, Bonpland y Kunt y citado por INIA (1987), clasifican al camu camu de la siguiente manera:

División: FanerógamasSubdivisión: AngiospermaClase: DicotiledóneasOrden: MyrtalesFamilia: MyrtáceaeGénero: MyrciariaEspecie: dubia (HBK) Mc Vaugh

5.1.2 Origen Y Distribución Geográfica.

Según el IIAP, 2001, el camu camu (Myrciaria dubia) en estado natural se localiza en fajas de ribera que pueden ser muy estrechas, como en el río Nanay (unos 5 m), hasta muy amplias (unos 100 m) en el río Putumayo. Existen poblaciones naturales en Perú, Brasil. Colombia y Venezuela. En el Perú, se encuentra en un gran número de cuerpos de aguas negras, de origen amazónico, afluentes de los ríos Nanay, Napa, Ucayali, Marañón, Tigre, Tapiche, Yarapa, Tahuayo, Pintuyacu, Itaya, Ampiyacu, Apayacu, Manití. Oroza, Putumayo, Yavarí y Curaray. En Brasil, se encuentra en los ríos Tocantins y Trombetas (Estado de Pará); Yavarí, Madeira, Negro y Xingú (Estado de Amazonas); Macangana y Urupé (Estado de Rondonia). También está presente en los ríos Orinoco, Caciqueare, Oreda, Pargueni y Caura (Venezuela), así como también en el río Inírida (Colombia).

5.1.3 Morfología.

Según Dostert, en el 2009, el camu camu (Myrciaria dubia H.B.K. McVaugh) es un arbusto alto o un árbol pequeño siempre verde, de 3 a 8 m de altura que se desarrolla en bosques ribereños temporalmente inundados del territorio del Amazonas, en el borde de ríos de aguas negras y lagos, donde forma densas poblaciones en medio de una vegetación semi-abierta. El tronco es liso, tiene un diámetro de 10-15 cm y es muy ramificado, con renuevos basales que se desarrollan profusamente; las ramas son delgadas y levemente péndulas. El tronco forma una corteza color café claro a grisácea, la que regularmente se desprende en capas delgadas. Las hojas son opuestas, simples, enteras, sin estípulas y tienen un pecíolo de 1,5-6 mm de largo y cerca 1 mm de ancho; las láminas son lanceoladas a elípticas, de 4,5-10 cm de largo, 1,5-4,5 cm de ancho, con ápice agudo, base redondeada y cubierta de glándulas, con ambas caras glabras. El haz de la hoja es verde oscuro y algo brillante, mientras que el envés es opaco y verde claro. Las inflorescencias axilares tienen normalmente 4 flores hermafroditas en dos pares opuestos en el eje de la inflorescencia, que es de 1-1,5 mm de largo.

El cáliz, de cerca 2 mm de largo y 2 mm de ancho, se compone de 4 sépalos. Los 4 pétalos son blancos, aovados, 3-4 mm de largo, con margen ciliado. Los cerca de 125 estambres por flor son de 7-10 mm de largo, con anteras de 0,5-0,7 mm de largo; del ovario ínfero se origina un estilo simple de 10-11 mm de largo. El fruto comestible, de sabor muy ácido, es una baya esférica con un diámetro de 1-3 cm. La baya, desarrolla en estado maduro un color café-rojizo a violeta negruzco y una pulpa carnosa suave en la que se encuentran alojadas 2-3 semillas. Las semillas son reniformes, 8-5 mm de largo y 5,5-11 mm de ancho.

5.1.4 Variabilidad.

Variabilidad interespecífica. En América tropical se han identificado y descrito varias especies cultivadas y silvestres del género Myrciaria, notándose que la mayor variabilidad en especies se encuentran en el Brasil (Mendoza y Anguiz, 2001). En la región Ucayali no se han encontrado poblaciones naturales de Myrciaria dubia HBK Mc Vaugh. Pero si de la especie arbórea, Myrciaria floribunda West. Ex Wild, caracterizada por su gran porte, gran diversidad en el peso y tamaño de frutos, pero menor contenido de ácido ascórbico. M. floribunda, también se encuentra en menor proporción en la región de Loreto donde existen áreas en las que cohabita con Myrciaria dubia HBK Mc Vaugh. Las observaciones indican que ambas especies poseen abundante variación (Vásquez, 2000).

Variabilidad intraespecífica.

Según el IIAP(2004), se ha observado una amplia variabilidad fenotípica expresado por diferentes rasgos, tales como color y forma de las hojas, tamaño de fruto, espesor de la cáscara, número de semillas, contenido de ácido ascórbico, precocidad, etc., que constituye una importante fuente de variabilidad para iniciar un programa de mejoramiento. Parte de esta diversidad ha sido colectado y si bien se ha evaluado la productividad durante varios años, no se llegaron a efectuar las pruebas genéticas que discriminen los efectos genéticos de los ambientales; de modo que actualmente se cuenta con material de amplia base no evaluado para el suministro de material propagativo que cubra las necesidades de un programa de mejoramiento. Además en plantaciones de productores, se han encontrado tipos enanos, frutos de color amarillo, tipos con periodo de cosecha atípica, de altos y estables rendimientos.

5.1.5 Métodos De Propagación Vegetativa Aplicables al Camu Camu.

Acodos.

Acodo bajo de cepa" o "de aporque": Es un brote o rama basal (chupón) enraizado mediante el amontonamiento de tierra al pie de la planta (aporque); luego se extirpa la rama, convertida en una planta hija, y se planta en terreno definitivo. (Pinedo et al. 1998.)Acodo aéreo. La propagación vegetativa por acodo aéreo, es utilizada para lograr enraizar especies vegetales arbóreas o arbustivas que tienen dificultad de enraizamiento. Esta técnica, consiste en hacer que un tallo o rama desarrolle raíces sin separarlo de la planta madre (Imán y Melchor, 1993).

Acodo de punta: Se emplea en algunos frutales no arbóreos de tipo matorral como la mora, que se caracterizan por emitir brotes o ramas tiernas desde el suelo o en ramas maduras. Estas ramas jóvenes no producen frutos durante su primer año de vida, sino que se alargan, alcanzando longitudes mayores de un metro (1 m), que por ser delgadas tienden a doblarse y hacer contacto con el suelo, razón por la cual su extremo o ápice se arquea, momento en el cual se puede realizar el acodo de punta. (Pinedo et al. 1998.)Acodo de cepa: Esta clase de propagación, es empleado en la fruticultura para la obtención de patrones para injertación, por lo que se debe ser exigente en aspectos como material parental elite de excelente calidad y sanidad, suelo de adecuadas propiedades físicas y químicas, y adecuada aplicación de la técnica. (Pinedo et al. 1998.)

Estacas.

La propagación por estacas consiste en cortar brotes, ramas o raíces de la planta, las cuales se colocan en una cama enraizadora, con el fin de lograr la emisión de raíces y brotación de la parte aérea, hasta obtener una nueva planta. No todas las partes vegetativas de la planta arbórea sirven para estacas, las de fácil enraizamiento se obtienen de madera dura y las de difícil enraizamiento de madera tierna. Se define como madera dura, aquellas ramas de uno o más años de edad y madera tierna las ramas menores de un año de edad, que aún se encuentran en proceso de crecimiento y plena actividad fisiológica. Cuando se trate de madera dura, se deben obtener de aquellas ramas más maduras que correspondan a zonas basales de las mismas, debido a que la garantía de su prendimiento es mayor. La emisión de raíces en plantas que no tienen esta facultad o que el brote de raíces es deficiente, se puede inducir con el uso de productos hormonales (Rojas et al, 2004)

Injertos.

Requejo (1964), Norma (1982), Hartaman, et al (1982), consideran que el uso del injerto es importante en cualquier especie frutal, ya que los arboles obtenidos por semillas son muy lentos para entrar en producción, comportándose algunas veces como plantas estériles o produciendo frutos de baja calidad, mientras que el injerto permite conservar las características varietales de las plantas y los frutos seleccionados. Estos autores definen al injerto como la porción pequeña, separada del tallo que contiene una o varias yemas durmientes, las cuales, al unirse con el patrón, forman la porción superior de la nueva planta. Para su mayor entendimiento dividen a los injertos de acuerdo a la porción vegetativa que se emplea, es decir, injerto de púa e injerto de yema. Los injertos de púa emplean una porción del tallo que contiene más de una yema y se clasifican en injerto de hendidura, inglés simple, inglés doble lengüeta, corona y púa lateral. Los objetivos en este tipo de propagación son: Multiplicar una planta muy buena, pero susceptible a enfermedades de raíz. Reducir la altura de planta favoreciendo la cosecha. Sin embargo, su aplicación podría acarrear algunos inconvenientes, tales como: Las plantas injertadas tienden a perder longevidad. Los costos de instalación se incrementan significativa mente. Para el caso particular de los sistemas inundables, la reducción de altura de la planta, lograda con el injerto, podría no ser conveniente por el mayor riesgo de pérdida de la cosecha (IIAP 2001).

Micro estacas.

En el IIAP (1990) y el INIA (1990), se han desarrollado estudios de micro-propagación in vitro de la especie. Se han presentado dificultades de alta oxidación y contaminación para establecer material procedente del campo que permita donar una planta selecta. Se logró germinación y desarrollo de semillas en condiciones asépticas, para luego tomar micro estacas y recultivarIas en medios artificiales de multiplicación. Se logró una tasa de 4,2 plántulas/21 días.El desarrollo de yemas laterales y enraizamiento fue logrado en un medio de cultivo artificial conteniendo una solución preparada según Murashige y Skoog, sin adición de fito reguladores ni antioxidantes (INIA-Iquitos1990).

Estaquillas.

Carlos Oliva (2006), con el objetivo de evaluar el comportamiento de estaquillas de camu camu en cámaras de propagación con sub irrigación, utilizó ácido indolbutirico mezclado con talco inerte en concentraciones de 00, 100, 200, 400 y 800 ppm; en tipos de rama se consideró tres tipos de ramas a) ramas jóvenes (suculentos muy jóvenes), b) ramas medias (ramas ligeramente lignificadas) y c) ramas gruesas (ramas yemeras. Sin embargo el tratamiento testigo (00 ppm) ha logrado los mejores resultados con 38.89% de enraizamiento, seguido por 400 y 100 ppm con 24.99% y 22.22% de enraizamiento respectivamente.Según la tesis de Puente (2008); la metodología de propagación vegetativa en plantas madres promisorias de camu camu arbustivo, mediante la utilización de estaquillas en cámaras de sub irrigación a los 90 días después de establecido el experimento de enraizamiento de estaquillas procedentes de 9 Plantas Madres de Myrciaria dubia H.B.K. Mc Vaugh “camu camu arbustivo”, sin la aplicación de Hormonas y utilizando una tecnología sencilla mediante propagadores de Sub Irrigación, se obtuvo lo siguiente: Los mejores resultados se obtuvieron en estaquillas con 6 hojas, con un promedio de 51.852 % de enraizamiento, seguidamente en estaquillas con 4 hojas, se obtuvo un promedio de enraizamiento de 47.653 %; finalmente en estaquillas con 2 hojas el porcentaje de enraizamiento disminuyó hasta un 30.616 %.

Oliva (2007), realizó la propagación de estaquillas colectados de las ramas fruteras de plantas madres de 10 años de edad, utilizando cámaras de propagación con sub irrigación en sustrato arena; con la aplicación de 4 tratamientos (estaquillas con 4 hojas y sin la aplicación de hormonas, con 1 hoja + extracto de fruto pintón maduro, con 2 hojas + extracto de ápice y 3 hojas + extracto de ápice), logrando obtener a los 90 días un 73.33% de enraizamiento con el tratamiento testigo con 4.18 raíces por estaquilla, la cual se comportó estadísticamente similar a los demás tratamientos pero significativamente superior al tratamiento extracto de frutos que solo alcanzo un 30% de enraizamiento. Cabe resaltar que la aplicación de los extractos tanto de fruto como de ápice fue en la parte basal de las estaquillas por un tiempo de 20 minutos de inmersión.

5.1.6 Ventajas de la propagación vegetativa.

Según Rojas et al (2004), con la propagación vegetativa se pretende las siguientes ventajas:Valorar genéticamente material vegetal, incluyendo estudios de interacción genotipo ambiente, manifestaciones juveniles y maduras de una misma característica. Preservar genotipos y complejos genéticos en bancos clonales y arboretos. Acortar ciclos reproductivos para acelerar procesos de cruzamiento y prueba. Conservar genotipos superiores que determinan características genéticas favorables (resistencia a plagas y/o enfermedades, crecimiento, producción, calidad de frutos, tolerancia a condiciones extremas de humedad o sequía, etc.). Esas características se pueden “perder” por el cruzamiento genético en la propagación sexual. Obtener plantaciones uniformes o la producción de un determinado número de individuos con identidad genética.Mantenimiento de genotipos superiores: La mayoría de especies arbóreas tropicales son de polinización abierta, lo cual significa que hay recombinación de genes durante la reproducción sexual, esta situación puede repercutir en la siguiente generación porque muchas características deseables no se expresarían; por tal razón, cuando se identifica un individuo con características superiores, la información genética puede ser fi jada en la próxima generación mediante la propagación vegetativa.Problemas de almacenamiento de semillas: Muchas especies de árboles tropicales producen semillas recalcitrantes que requieren procedimientos de manejo especial, a menudo complicados; otras producen escasos frutos, no los producen o simplemente no tienen semillas; de igual manera es común en el trópico la condición de embrión inmaduro de la semilla que limita la propagación sexual de algunas especies; en estos casos, la propagación vegetativa es una alternativa adecuada para la reproducción de estas especies.Ciclo reproductivo corto: Aunque no es una norma general, la propagación vegetativa puede acortar el ciclo vegetativo y acelerar la entrada del árbol o planta en la etapa reproductiva, esto es especialmente útil cuando los productos deseados son fl ores, frutas o semillas.Combinación de genotipos: La injertación es un método de propagación vegetativa que permite combinar las características deseables de dos o más plantas en una sola. Pueden unirse yemas de un árbol con características deseables de fruto con las de un árbol (patrón) con otras características deseables, como resistencia a nematodos, sequía, enfermedades, etc. (Rojas et al, 2004).

5.1.7 Desventajas de la propagación vegetativa.

Según Rojas et al., (2004), menciona algunas limitantes: Dispersión de enfermedades, especialmente bacteriales y virales; una vez que la planta adquiere la infección, puede transmitirse rápidamente dentro del sistema de la planta. La estrechez genética de las poblaciones propagadas vegetativamente suele convertirse en un problema, pues este tipo de reproducción no permite la recombinación genética que favorece la evolución y adaptación de las especies. Considerando que la reproducción sexual por semilla mantiene la variabilidad genética y el avance evolutivo de la especie, la propagación vegetativa se orienta a la reproducción idéntica de plantas con características deseables como la alta productividad, calidad superior o tolerancia al estrés biótico o abiótico y como tal, juega un papel muy importante en la permanencia de una característica ideal de una generación a otra (Rojas et al., 2004).

5.1.8 Podas.

Es reconocido en la fruticultura que la poda es una de las prácticas más importantes sin la cual es inútil pretender cultivar las plantas frutales con ideas de lucro. Sin embargo, es necesario que sea hecha racionalmente y ejecutada con oportunidad y moderación, estudiando e] modo de vegetar de la especie, que debe ser la base para la metodología que se aplique. Con la poda se acorta la vida de la planta, ya que se le obliga a dar nuevas ramas y mayor fructificación, sin embargo el menor tiempo de vida es recompensado por la mayor productividad (IIAP, 2001).

Poda de formación.

Se realiza en los primeros años para dar estructura a la planta, regulando el desarrollo relativo de las diversas ramas que forman el esqueleto de la copa. La poda de formación es recomendable iniciarla cuando la planta presente unos 70 cm de altura, efectuando el primer corte o poda del tallo a 50 cm del suelo. Luego de unos 45 días del primer corte, en que se tendrá un número abundante de ramas de segundo orden, se suprime las mal conformadas y mal ubicadas dejando de dos a cuatro ramas equidistantes, a las que se cortará a unos 30 cm del punto del primer corte, efectuando así la segunda poda. Luego de 40 días, se efectúa la tercera poda que será sobre las ramas secundarias y a 30 cm del punto de corte de la segunda poda, para estimular el brote y crecimiento de las ramas terciarias (IIAP, 2006).

Poda de producción.

Se practica para favorecer el desenvolvimiento de las ramas fructíferas y obtener un fructificación regular y bien distribuido, Con esta poda, se pretende mantener la forma, la constancia de fructificación y la calidad de los frutos. Para aplicada adecuadamente se requiere conocer cómo se desarrolla el arbusto y cómo están constituidas las ramas fructíferas (IIAP, 2003).

Poda de renovación.

Se practica para rejuvenecer la plantación, manejar el sombreado entre plantas o suprimir la persistencia de algún eventual problema fitosanitario. Dependiendo de la situación de la plantación y de los objetivos específicos de esta poda, podrá efectuarse en el tallo principal o ramas secundarias a una altura entre 50 a 150 cm del suelo. (IIAP, 2004).

5.1.9 Inducción del enraizamiento.

Para favorecer y acelerar la emisión de raíces, se usan productos hormonales reguladores de crecimiento, pudiéndose mezclar o usar simultáneamente varios para aumentar el efecto de los mismos. Las auxinas sintéticas utilizadas para el enraizamiento son mucho más estables que la auxina natural, su acción está fuertemente localizada y pueden transformarse rápidamente en tóxicas, sin embargo, en un suelo o en un sustrato orgánico, los microorganismos degradan con bastante rapidez estos productos. Los métodos de aplicación varían según la formulación del producto comercial, generalmente viene para uso directo en polvo o para disolución en agua. Para el segundo caso se pueden

utilizar dos estrategias: remojo de la base de las estacas (de 2 a 3 cm) en soluciones de baja concentración de la hormona por tiempos prolongados (de 4 a 12 horas) este método es lento y poco exacto, difícil de realizar cuando el material es numeroso y algunas veces las hojas se marchitan durante el proceso, por ello se puede recurrir a soluciones con alta concentración y tiempos de inmersión cortos (5 a 15 minutos); una variante con buenos resultados es el uso de alcohol etílico como solvente con tiempos cortos de inmersión (5 segundos), posteriormente, antes de colocarlas en el sustrato de propagación, se somete la base de la estaca al aire frío para evaporar el alcohol (IIAP, 2001).

5.1.10 Regulación Hormonal

El desarrollo normal de una planta depende en gran parte de la interacción de factores externos (luz, nutrientes, agua, temperatura) e internos (hormonas). Las hormonas vegetales o fitohormonas son aquellas sustancias sintetizadas en un determinado lugar de la planta y que se traslocan a otro donde actúan a muy bajas concentraciones, regulando el crecimiento, desarrollo, reproducción y otras funciones de las plantas (Rojas, 2004). Hay cinco (5) grupos principales de hormonas y reguladores de crecimiento, las auxinas, giberelinas, citoquininas, el ácido abscísico y el etileno. A cada grupo se les ha asignado un efecto dominante, pero es común encontrar efectos contradictorios en la respuesta fisiológica asociada a cada etapa de desarrollo (vegetativa y reproductiva). En el momento de optar por la propagación vegetativa la regulación hormonal dependerá de la especie (genotipo), del ambiente (estímulos físicos) y la respuesta se verá afectada por la concentración y proporción de cada una de estas hormonas (Rojas, 2004).

Así también se han realizado trabajos de investigación en estacas con diferentes hormonas:

Oliva (2003), realizó un trabajo con estacas de camu camu con 48 horas de inmersión en 200 ppm de Acido indolbutírico (AIB). Según la prueba estadística de Tukey se atribuye los mejores resultados a las estacas tratadas con AIB en sus dos tiempos de inmersión de 48 y 24 horas, con 80% y 60% de enraizamiento respectivamente.

Oliva (2003), utilizando estacas de camu camu, con aplicación de 400 ppm de Acido Indolbutírico (AIB)además de Acido NaftalenAcético(ANA) con 24 horas y 48 horas de inmersión, obtuvo enraizamiento de 55.57 y 40.73% respectivamente.

Oliva (2003) y López (2003), realizaron un trabajo para conocer el efecto del ácido naftalenacético en el enraizamiento de estacas de Myrciaria dubia (HBK) Mc Vaugh. Obteniendo hasta 24.46% de enraizamiento con 100 ppm de ANA en 30 minutos de inmersión.

Auxinas

Existen varios tipos de auxinas, algunas son naturales y otras sintéticas, se conocen el ácido indolacético (AIA), ácido naftalacético (ANA), ácido indolbutírico (AIB), 2,4,-D y 2,4,5-T. El ácido indol-3- acético o AIA es la más conocida, es una hormona natural que se produce en los ápices de los tallos, meristemos y hojas jóvenes de yemas terminales, de allí migra al resto de la planta en forma basipétala (de arriba para abajo) mediante un mecanismo activo, exhibiendo fuerte polaridad durante el transporte a través de las células del floema y del parénquima presente en el xilema; durante su circulación, la auxina reprime el desarrollo de brotes axilares laterales a lo largo del tallo, manteniendo de esta forma la dominancia apical (Rojas, 2004).

La función o modo de acción de las auxinas, se sitúa principalmente a nivel de las membranas celulares, donde se modifican la permeabilidad de ésta, llevando consigo también una modificación del funcionamiento celular y activando su metabolismo, esto tiene efecto sobre la división y crecimiento celular, la atracción de nutrientes y de otras sustancias al sitio de aplicación, además de las relaciones hídricas y fotosintéticas de las estacas, entre otros aspectos. Hormonas sintéticas pueden ser aplicadas para promover el desarrollo de raíces a través de su acción directa o a través de una acción antagónica en hormonas que inhiban las raíces (Rojas, 2004).

La auxina que ocurre naturalmente, es sintetizada fundamentalmente en las yemas apicales y en las hojas jóvenes, se mueve a través de la planta del ápice a la base. El transporte de las auxinas se realiza de forma polar, quiere decir que en el tallo se dará en dirección basípeta y en la raíz en dirección acrópeta (Fanego, 2006).

Las auxinas promueven el desarrollo de raíces laterales. Estas en cantidades pequeñas estimulan el crecimiento. No obstante en concentraciones mayores, inhiben el crecimiento de raíces primarias, aunque pueden provocar formación de nuevas raíces secundarias. Ellas estimulan el desarrollo de raíces adventicias, por estas razones se emplea comercialmente para estimular la formación de raíces en esquejes, especialmente en el cultivo de plantas leñosas (Fanego, 2006).

Citoquininas.

Se encuentran en forma natural y sintética, las más conocidas son: zeatina, kinetina y benzilaminopurina (BAP). Son producidas en las zonas de crecimiento, como los meristemos, en la punta de las raíces (zonas próximas del ápice) y son transportadas vía acropétala (de abajo hacia arriba), moviéndose a través de la savia en los vasos correspondientes al xilema desde el ápice de la raíz hasta el tallo o brote, estimulando la división celular en tejidos no meristemáticos. Las citoquininas paradójicamente, son inhibidoras de la rizogénesis a fuertes dosis; sin embargo, su presencia es positiva porque actúan en interacción con las auxinas en el papel que ellas ejercen sobre la desdiferenciación y sobre la división celular. (Rojas, 2004).

Ácido abscísico (ABA).

Es un inhibidor natural del crecimiento celular y la fotosíntesis, por lo tanto tiene efectos contrarios a los de las hormonas de crecimiento (auxinas, giberelinas y citoquininas). El ácido abscísico se encuentra en todas las partes de la planta, principalmente en la base del ovario, semillas y frutos jóvenes y su síntesis ocurre en las yemas (Rojas, 2004). Este ácido ha sido propuesto como un regulador en respuestas fi siológicas tan diversas como el letargo, abscisión de hojas y frutos y estrés hídrico. Entre las funciones de este ácido se tienen: Promueve la latencia en yemas y semillas, inhibe la división celular, causa el cierre de los estomas, anula el efecto de las giberelinas, inhibe el crecimiento (Rojas, 2004).

Giberelinas.Se encuentran naturalmente en las plantas y existen varios tipos, siendo las más comunes:GA1, GA3, GA4, GA7, GA9. Las giberelinas son sintetizadas en los primordios apicales de las hojas, en las puntas de las raíces y en semillas en desarrollo. No muestra el mismo transporte fuertemente polarizado como el observado para la auxina, aunque en algunas especies existe un movimiento basipétalo en el tallo. Además de ser encontradas en el floema, las giberelinas también han sido aisladas de exudados del xilema, lo que sugiere un movimiento bidireccional de la molécula en la planta. (Rojas, 2004). Su principal función es incrementar la tasa de división celular (mitosis) estimulando la división y elongación celular, lo que influye en el incremento del crecimiento en los tallos, interrumpen el período de latencia de las semillas, haciéndolas germinar y movilizando las reservas en azúcares, inducen la brotación de yemas, estimulan la síntesis de ARN mensajero y promueven la floración y el desarrollo de los frutos (Rojas, 2004).

Etileno.Es un gas, un hidrocarburo no saturado muy diferente a otras hormonas vegetales naturales. El efecto del etileno sobre las plantas y partes de éstas varía ampliamente. (Rojas, 2004). Ha sido implicado en la maduración, abscisión, senectud, dormancia, floración y otras respuestas. Las funciones principales el etileno son: Promueve la maduración de los frutos, promueve la senescencia (envejecimiento), caída de las hojas y geotropismo en las raíces. (Rojas, 2004).

5.1.11 Propagadores y medios de enraizamiento

Un propagador es una construcción que evita la pérdida de agua del medio que rodea a las estacas, su función es similar a la de un almácigo, pues ambos propician las condiciones ambientales adecuadas para la germinación y establecimiento de las plántulas o para el enraizamiento de las estacas, según sea el caso de que se trate. El área, debe ser fresca y sombreada, la temperatura óptima se encuentra entre los 20 y 25°C. Cuando las temperaturas son mayores de 30°C la humedad relativa de la atmósfera o contenido de vapor de agua presente en el aire tendrá que ser muy alto (más de 90%) para impedir que las plantas pierdan demasiada agua y terminen marchitándose, al incrementarse su transpiración. La sombra se puede producir con materiales de origen vegetal como hojas de palma, paja, ramas secas o con mallas plásticas especiales diseñadas para ese propósito, es importante que el material utilizado transmita una luz que sea apropiada para activar la fotosíntesis de las plantas. (Rojas, 2004).

Propagadores de Sub irrigación

Los propagadores de sub irrigación fue desarrollado en el Instituto de Ecología Terrestre de Escocia (ITE), en un trabajo conjunto entre el CATIE y el ITE (Leakey, et al., 1990). Consiste en un invernadero en miniatura, los cuales tienen la función de proveer agua por capilaridad a los diferentes sustratos y evitar su evaporación (Mesen, 1998).

El Propagador de sub-irrigación es un marco de madera o de metal rodeado por plástico transparente para hacerlo impermeable. Los primeros 25 cm se cubren con capas sucesivas de piedras grandes, piedras pequeñas y grava, los últimos 5 cm se cubren con un sustrato de enraizamiento (arena fina, aserrín, etc.). Los 20 cm basales se llenan con agua, de manera que el sustrato de enraizamiento siempre se mantendrá húmedo por capilaridad. Para introducir el agua u observar su nivel, se utiliza un cilindro de bambú o cualquier otro material insertado verticalmente a través de las diferentes capas del material. Internamente se utilizan marcos de reglas que le dan apoyo a la estructura y a la vez proporcionan sub divisiones que permiten el uso de sustratos diferentes dentro del mismo propagador. La caja se cubre con una tapa que ajuste bien, también forrada de plástico, para mantener alta la humedad interna (Puente, 2008).

VI. HIPÓTESIS ,VARIABLES Y OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES:

6.1 Hipótesis.

Si aplico acido indolbutírico en estaquillas de camu camu (Myrciaria dubia H.B.K Mc. Vauhg) entonces enraizaré y estimularé el brotamiento de las estaquillas.

6.2 Variables en estudio.

6.2.1. Variables independientes:- Estaquillas de camu camu.- Hormonas aplicables

6.2.2. Variables dependientes:- Porcentaje de estaquillas enraizadas. - Porcentaje de estaquillas con brotes.- Número y longitud de raíces.- Número y longitud de brotes.- Número de estaquillas con callos.- Número de estaquillas muertas.

6.2.3Otros parámetros y datos a registrar serán:

- Temperatura interna de la cámara de sub irrigación.- Humedad interna de la cámara de sub irrigación.- Ataque de plagas y/o enfermedades.

6.3 Operacionalización de las variables.

La metodología para la evaluación de estas variables serán las siguientes:

El porcentaje de enraizamiento a los 90 días de instalado el experimento.

Con la finalidad de conocer el porcentaje de enraizamiento de las estaquillas; se quitarán las estaquillas del sustrato (arena) y se procederá a contar las estaquillas que lograron enraizar; aplicando una regla de tres simple se determinará el porcentaje de enraizamiento.

El porcentaje de brotación a los 90 días de instalado el experimento. Con la finalidad de conocer el porcentaje de brotación de las estaquillas; se procederá a contar las estaquillas que lograron brotar, aplicando una regla de tres simple se determinará el porcentaje de brotamiento.

El número y longitud de raíces a los 90 días de instalado el experimento.

Con la finalidad de conocer el número de raíces por estaquilla, se contarán las raíces emitidas individualmente, así como por tratamiento. Para determinar la longitud de raíces, se usará una regla transparente o Vernier.

El número y longitud de brotes a los 90 días de instalado el experimento.

Con la finalidad de conocer el número de brotes por estaquilla, se contarán los brotes emitidos, individualmente así como por tratamiento. Para determinar la longitud de brotes se usará una regla transparente o Vernier.

El número de estaquillas con callos.

Con la finalidad de conocer el número de estaquillas con callos, se observará minuciosamente la base de cada estaquilla y se contarán los callos por cada tratamiento.

El número de estaquillas muertas.

Es necesario saber la cantidad de estaquillas muertas,; esto ayudará a conocer que tratamiento resultó mejor.

VII. DISPOSICIÓN EXPERIMENTAL

VII.1 Componentes en estudio

El experimento comprende el estudio de 2 factores:

Factor A: Estaquillas de plantas madres promisorias de camu camu Myrciaria dubia (H.B.K.) Mc Vaugh (Factor genotipo)

Niveles del Factor A:

A1: Estaquillas de la planta madre Nº 06A2: Estaquillas de la planta madre Nº 09A3: Estaquillas de la planta madre Nº 26A4: Estaquillas de la planta madre Nº 28A5: Estaquillas de la planta madre Nº 36A6: Estaquillas de la planta madre Nº 40A7: Estaquillas de la planta madre Nº 48A8: Estaquillas de la planta madre Nº 62

Factor B: Dosis de Acido Indol Butítrico.

Niveles del Factor B:

B1:00 ppmB2: 100 ppm

VII.2 Diseño experimental.

El Experimento emplea un Factorial 8A X 2B, arreglado en Diseño Completamente Randomizado (DCR), con 3 repeticiones. Además de la prueba estadística de Tukey. Además de la prueba estadístca asignada según los resultados.

Los tratamientos están formados por la combinación de los 8 niveles del factor “A” con los 2 niveles del factor “B”, los cuales hacen 16 combinaciones o tratamientos: (a1b1, a1b2, a2b1, a2b2, a2b3,...a8b1, a8b2). Cada combinación está representada por 12 estaquillas, haciendo un total de 36 estaquillas en sus tres repeticiones por cada tratamiento. Y 48 unidades experimentales considerando las 3 repeticiones. Con todo esto se necesitará 576 estaquillas para realizar todo el experimento.

7.3 Análisis estadístico

a. Análisis de Varianza (ANVA)

b. Modelo Estadístico

Yijk= ai + bj + ai bj ijk

Donde:

Yijk = Es el resultado que se obtendrá de la interacción del i-ésimo clon por a j-ésimo dosis de hormona perteneciente a la k-ésima repetición.

= Efecto de la media general.

ai = Efecto del i-ésimo nivel del Factor A (clon) en estudio.

bj = Efecto del j-ésimo nivel del Factor B (Dosis hormonal) en estudio.

ai bj = Efecto de la interacción del i-ésimo clon por la j-ésimo dosis hormonal.

ijk = Es el efecto aleatorio del error experimental asociado a dicha observación.

Para:

i = 1, 2,… 8 Clones j = 00 ppm, 100 ppm (Dosis Hormonal).k = 1, 2, 3, repeticiones

c. Tipo de investigación.

El presente trabajo de investigación será de tipo experimental.

d. Procesamiento de los datos.

Los datos serán procesados con la ayuda del programa estadístico informático SPSS versión 15.

e. Gráfico de distribución en el campo experimental.

F. V. G. L

Factor A 7

Factor B 1

A x B 7

Error experimental 32

Total 47

A2B2 xxxxxxxxxxxxA6B1 xxxxxxxxxxxxA4B1 xxxxxxxxxxxxA1B2 xxxxxxxxxxxxA6B1 xxxxxxxxxxxxA8B2 xxxxxxxxxxxxA5B2 xxxxxxxxxxxxA7B1 xxxxxxxxxxxxA6B2 xxxxxxxxxxxxA8B1 xxxxxxxxxxxxA2B1 xxxxxxxxxxxxA4B1 xxxxxxxxxxxxA3B2 xxxxxxxxxxxxA6B2 xxxxxxxxxxxxA1B1 xxxxxxxxxxxxA8B2 xxxxxxxxxxxxA5B1 xxxxxxxxxxxxA2B1 xxxxxxxxxxxxA3B2 xxxxxxxxxxxxA4B2 xxxxxxxxxxxxA1B1 xxxxxxxxxxxxA8B1 xxxxxxxxxxxxA4B1 xxxxxxxxxxxxA1B2 xxxxxxxxxxxxA7B2 xxxxxxxxxxxxA6B1 xxxxxxxxxxxxA1B2 xxxxxxxxxxxxA2B1 xxxxxxxxxxxxA3B2 xxxxxxxxxxxxA3B1 xxxxxxxxxxxxA5B2 xxxxxxxxxxxxA5B1 xxxxxxxxxxxxA2B2 xxxxxxxxxxxxA3B1 xxxxxxxxxxxxA8B2 xxxxxxxxxxxxA2B2 xxxxxxxxxxxxA8B1 xxxxxxxxxxxxA1B1 xxxxxxxxxxxxA7B2 xxxxxxxxxxxxA5B2 xxxxxxxxxxxxA7B1 xxxxxxxxxxxxA4B2 xxxxxxxxxxxxA3B1 xxxxxxxxxxxxA6B2 xxxxxxxxxxxxA5B1 xxxxxxxxxxxxA7B2 xxxxxxxxxxxxA4B2 xxxxxxxxxxxxA7B1 xxxxxxxxxxxx

Unidad experimental

En una unidad experimental se tiene un total de 12 estaquillas.

Dimensiones de la cámara de propagación.

Largo: 2.5m

Ancho: 1m

Área total: 2.5m2

Dimensiones de la unidad experimental.Largo: 70 cmAncho: 5 cm.Distancia entre estacas: 5 cm.

VIII. METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN

A. Localización del experimento

5cm X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

El siguiente trabajo experimental se llevará a cabo en terrenos agrícolas de la UNU, ubicado en el Distrito de Callería, Provincia de Coronel Portillo, Departamento de Ucayali, Región Ucayali.

B. Duración

La fase experimental tendrá una duración de 8 meses, iniciándose en el mes de abril 2011 y dando por concluido la evaluación en el mes de noviembre del 2011; considerando desde la etapa de instalación hasta el enraizamiento y brotación.

C. Condiciones edáficas y climáticas

La región Ucayali presenta un bosque tropical, casi siempre verde estacional.

Las características edáficas corresponden al suelo ultisol, caracterizado con un pH ácido, bajo contenido de materia orgánica, alta saturación de aluminio, baja saturación de bases, bajo contenido de fosforo y contenido medio de potasio, baja capacidad de intercambio catiónico, son de color amarillento, rojo o anaranjado.

También presentan suelos del tipo entisol, que son suelos jóvenes y muy fértiles, de buena aptitud agrícola, con Ph de 5 a 6, bajo contenido de materia orgánica, suelos francos limosos o franco arenoso.

La Región Ucayali se caracteriza por:

Ser cálido, húmedo y lluvioso.

T° media anual de 25 °C con muy poca variación;

- Máximo: 36.5 °C- Mínimo: 17.5 °C, durante todo el año.

Humedad relativa: 75% Precipitación anual promedio: 1773 mm, la variación es bimodal.

Geográficamente se encuentra ubicada a 74° 34´ 35´´ de longitud Oeste y a 8° 22´31´´ de latitud Sur y una elevación de 154 m,s,n.m.

D. Materiales

o Material vegetativo:

-Estaquillas de camu camu. Obtenidas de plantas madres promisorias como se detalla en el siguiente cuadro:

o Insumos

-Fitohormona. Se usará Acido Indol Butírico (AIB), 0.1 g; para estimular el enraizamiento de las estaquillas.

o Herramientas-Pala. Para nivelar el terreno donde se instalará la cámara de propagación.-Rastrillo. Para Limpiar el terreno correspondiente a la parcela de plantas madres promisorias, así también el lugar en donde se instalará la cámara de propagación-Azadón.Para limpieza del terreno.-Machete. Para desmalezar el terreno de instalación del experimento. -Carretilla. Para transportar las piedras que se necesitará en la cámara de propagación.-Winchas. Para medir el terreno. Asi también para realizar las mediciones de las maderas para la realización del armazón de la cámara de propagación.-Vernier. Para medir las raíces y brotes emitidos por las estaquillas al final del experimento -Tijeras podadoras. Para la poda de las plantas promisorias; así también para obtener las estaquillas de dichas plantas.-Martillo. Para clavar las maderas del armazón de la cámara de propagación. -Maderas. (Tablillas de bolaina, ripas de 1 ½ pulg)Para armar la cámara de propagación.

Nº de Planta

Descripción Rendimiento2009 2010

6 Planta seleccionada, tiene frutos grandes 1.0 cm 40 Kg 41 kg

9 Seleccionada, frutos abundantes 1.0 cm 19.2kg 49kg

26 Frutos más o menos abundantes, pequeños y grandes 31kg

28 Frutos Grandes mayores de 1.5 cm 20.5kg

36 Frutos pequeños menores de 1.5 cm 27.4kg

40 Frutos pequeños abundantes 28kg

48 frutos pequeños abundantes 25.5kg

62 Abundantes frutos pequeños 39kg

-Clavos.-Piedras de diversos tamaños. Para colocarlas como estratos en la base de la cámara de propagación.-Arena. Será el sustrato que irá dentro de la cámara de propagación.

o Materiales de escritorio-Cuaderno de apuntes -Lápices -Regla-Calculadora

o Equipo fotográfico

-Cámara fotográfica

o Otros

-Etiquetas plastificadas. Para codificar las plantas madres promisorias.

-Mica Nº6. Para forrar el interior de la cámara de propagación.

-Pulverizador.Para rociar agua a las estaquillas instaladas en la cámara de propagación.

VIII. ASPECTOS ADMINISTRATIVOS.ACTIVIDADES Meses(2011)

Marzo Abril Mayo junio Julio Agosto Setiembre Octubre Noviembre DiciembreFormulación del proyecto de tesis X X

Inicio de la investigación X

Limpieza de la parcela X

Defoliacion de camu camu X

Podas de regeneracion X

Fertilización foliar x

Deshierbos X X X X x

Colecta de las estaquillas x

Construcción del tinglado-invernadero X X X X

Instalación de los tratamientos x

Riego de la cama con las estacas X X X X X X X X X X x

Evaluaciones de las variables en estudio

x

Visita de los jurados X x

Trabajo en gabinete-tabulaciones X X

Redacción del trabajo monográfico

X X

Corrección de observaciones X

Entrega de informe corregido X

Sustentación X

8.1 Cronograma de actividades.

Se llevará a cabo conforme se indica en el siguiente cronograma de actividades.

8.2 Presupuesto

Concepto Unidad Cantidad Costo unitario

Sub total Total

Insumos 1725.00

Acido Neftalenacético Kg 1 850.00 850.00

Acido Indolbutírico Kg 1 850.00 850.00

Herbicida (glifosato) Lt. 1 25.00 25.00

Mano de obra 860.00

Deshierbos Jornal 8 20.00 160.00

Defoliacion del camu camu Jornal 8 20.00 160.00

Podas Jornal 5 20.00 100.00

Fertilización foliar Jornal 2 20.00 40.00

Preparación de camas- invernadero Jornal 2 20.00 40.00

Colecta de las estacas -Instalación de las estacas

Jornal 8 20.00 160.00

Alimento para personal 200.00

Herramientas 63.00

Machetes unidades 1 15.00 15.00

Tijeras podadoras unidades 4 12.00 48.00

Materiales para construcción de tinglado-invernadero

164.00

Listones unidades 20 4.00 80.00

Plásticos transparentes metro 20 3.00 60.00

Clavos Kg 8 3.00 24.00

Transporte 100.00

TOTAL 2912.00

IX. BIBLIOGRAFÍA.

1. DOSTERT, N. 2009. Datos Botánicos de Camu camu. Nota técnica. PBD. Suiza – SECO.145 p.

2. GALUCIO, P. 2002. Producción de mudas de camu camu (Myrciaria dubia (H.B.K.) Mc Vaugh) por estacas utilizando ramas provenientes de diferentes tipos y posiciones de la planta. Nota Técnica. INPA. Brasil.

3. HARTMANN, T. y HANSEN, J. 1997. Effect of season of collecting, indolebutyric acid and pre-planting storage treatments on rooting of Marianna plum, peach and quince hardwood cuttings. Proc. Amer. Soc. Hortic. Sci., 71: 57-66p.

4. IIAP, 2001. Sistema de Producción de Camu Camu en Restinga. Programa de ecosistemas terrestres. Proyecto Bioexport - camu camu. 141 p.

5. IIAP, 2003. Plan de mejoramiento genético de camu camu arbustivo Myrciaria dubia (H.B.K.) Mc Vaugh. RPSP/PAJPH. En preparación 2003.

6. IIAP, 2004. Plan de mejoramiento genético de camu camu. Iquitos, Perú. 52 p.

7. IIAP, 2006. Cuarto año de Caracterización Morfológica de 315 plantas de camu camu arbustivo Myrciaria dubia (H.B.K.) Mc Vaugh, establecidas en suelos inundables – Pacacocha – INIEA / IIAP. Informe Técnico Anual 2006. Pucallpa. Perú. 19 p.

8. LOPEZ, A. y OLIVA, C. 2005. Manual técnico del Cultivo de camu camu (Myrciaria dubia HBK) injerto en suelos Aluviales. Pucallpa, Perú. 34 p.

9. MENDOZA, A. ANGUIZ, R. 2001. El camu camu, Myrciaria dubia HBK Mc Vaugh: Situación actual y perspectiva de mejoramiento genético. UNALM/IIAP. 18 p.

10.MESEN, F. 1998. Enraizamiento de estacas juveniles de especies forestales: Uso de Propagadores de sub-Irrigación. Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza - CATIE. Turrialba, Costa Rica 33 p.

11.OLIVA, C. 2004. Efecto de fitoreguladores enraizantes y la temperatura en el enraizamiento de estacas de Myrciaria dubia (HBK) Mc vaugh, Camu camu arbustivo, en Ucayali-Perú . Artículo científico. Pucallpa. Perú. 8 p.

12.OLIVA, C. 2004. Efecto de los ácidos naftalenacético e indolbutírico en el Enraizamiento de estacas de Myrciaria dubia (HBK) Mc vaugh, camu camu. Artículo científico. Pucallpa. Perú. 8 p.

13.OLIVA, C. 2004. Efecto del ácido naftalenacético, en el enraizamiento Myrciaria dubia (HBK) Mc vaugh, camu camu. Artículo científico. Pucallpa. Perú. 8 p.

14.OLIVA, C. 2007. Enraizamiento de estaquillas de camu camu arbustivo Myrciaria dubia (H.B.K.) Mc Vaugh, mediante incremento de área foliar, en Cámaras de sub Irrigación, en Ucayali. Articulo científico. Pucallpa. Perú. 8 p.

15.PUENTE GANZ, l. 2008.Validación Clonal de Plantas Madres Promisorias de Myrciaria dubia (H.B.K.) Mc Vaugh “camu camu arbustivo”, en Cámaras de Sub Irrigación en Ucayali. Tesis Ing. Pucallpa, PE. UNAS.107p.

16.ROJAS, P., ARCE, P., ARRIAGADA, M. 2004. Propagacion vegetativa por estacas en Eucalyptus camaldulensis Dehn. Ciencia e Investigación Forestal (Chile), Vol. 1, Nº 2, P. 1-8.

17. Salvador Rojas González18. Jairo García Lozano

Melva Alarcón Rojas. PROPAGACIÓN ASEXUALDE PLANTASConceptos Básicos

1. y Experiencias con Especies Amazónicas.

PRODUCCI ÓN EDITORIAL

Diagramación, armada, fotomecánica,impresión y encuadernación

1. www.produmedios.com

Impreso en Colombia

Edición: marzo 2004

Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria, CORPOICA© Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural© Programa Nacional de Transferencia de Tecnología Agropecuaria, Pronatta

Sistema de producción de camu camu en restinga. Agosto, 2001. EdiciónAnna Maria Lauro.

Mario Pinedo Panduro Ingeniero Agrónomo. M. Sc. Autor PrincipalRita Riva Ruíz Ingeniera AgrónomaElsa Rengifo Salgado Licenciada en BiologíaCésar Delgado Vásquez Licenciado en Biología. M. Sc.Jorge Villacrés Vallejo Ingeniero AgrónomoAgustín González Coral Ingeniero Agrónomo. M. Sc.Herminio Inga Sánchez Ingeniero AgrónomoAntonio López Ucariegue Ingeniero Agrónomo. M. Sc.Ricardo Farroñay Peramas EconomistaRodney Vega Vizcarra Ingeniero Químico. M. Sc.Carlos Linares Bensimón Ingeniero Forestal. Dr. Forestal