New BIJ EIKEN UERCUS ROBUR L.) TIJDENS...
Transcript of New BIJ EIKEN UERCUS ROBUR L.) TIJDENS...
-
FACULTEIT BIO-INGENIEURSWETENSCHAPPEN
ACADEMIEJAAR 2011 – 2012
TEMPERATUURSONAFHANKELIJKE VARIATIE IN STAM CO2 EFFLUX
BIJ EIKEN (QUERCUS ROBUR L.) TIJDENS DORMANTIE
YENTL DUPON
PROMOTOREN: Prof. dr. ir. KATHY STEPPE, dr. ir. HANS VERBEECK,
TUTOR: ir. JASPER BLOEMEN
MASTERPROEF VOORGEDRAGEN TOT HET BEHALEN VAN DE GRAAD VAN
MASTER IN DE BIO-INGENIEURSWETENSCHAPPEN: BOS- EN NATUURBEHEER
-
De auteur en de promotoren geven de toelating deze scriptie voor consultatie beschikbaar te
stellen en delen ervan te kopiëren voor persoonlijk gebruik. Elk ander gebruik valt onder de
beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting
uitdrukkelijk de bron te vermelden bij het aanhalen van resultaten uit deze scriptie.
The author and promoters give the permission to use this thesis for consultation and to copy
parts of it for personal use. Every other use is subject to the copyright laws, more specifically
the source must be extensively specified when using results from this thesis.
Gent, juni 2012
Prof. dr. ir. Kathy Steppe dr. ir. Hans Verbeeck
ir. Jasper Bloemen Yentl Dupon
-
Woord vooraf
In eerste instantie ging ik voor mijn scriptie op onderzoek gaan in de tropische regenwouden
van Yoko en Yangambi (DR Congo) om de bijdrage van lianen in de koolstofcyclus van de
Afrikaanse tropische regenwouden te bepalen. Door een samenloop van omstandigheden werd
deze expeditie een paar dagen voor vertrek afgelast. Ondanks deze grote teleurstelling ben ik
toch bij een onderwerp binnen de koolstofcyclus gebleven. Door mijn liefde voor natuur en
mijn nieuwsgierig karakter naar het functioneren van bomen heb ik mijn hoofd uiteindelijk
over dit boeiende, maar abstracte fenomeen gebroken.
Hierbij wil ik Hans Verbeeck bedanken voor de moeite die hij tevergeefs gedaan heeft om
alles in orde te stellen voor de expeditie en om mij na de ontgoocheling dat duwtje in de rug te
geven zodat ik toch mijn thesis in eerste zit kon indienen.
Speciale dank gaat uit naar Jasper Bloemen, die mij gedurende de experimenten met raad en
daad heeft bijgestaan en waarvan deur altijd open stond. Bedankt voor de hulp, de bespreking
van de resultaten en de boeiende discussies. Ook bedankt om mijn geschreven teksten kritisch
te overlezen. Zonder jou zou dit werk nooit deze vorm en zeker niet de inhoud gehad hebben.
Ook wil ik Geert Favyts bedanken voor de technische hulp bij de opstelling van mijn
experiment en de losse babbels tussendoor. Kathy Steppe voor mijn interesse in de ecologie
doorheen de jaren van mijn opleiding aan de universiteit op te wekken en het overlezen van
deze scriptie. Alsook wil ik al de andere proffen bedanken voor het overdragen van hun
kennis.
Los van de universiteit zou ik in eerste instantie mijn ouders willen bedanken voor de wortels
die ze in mij gelegd hebben, de kans die ze mij gegeven hebben om in Gent te mogen studeren
en de rode draad, steun en opvang doorheen de (verdere) loop van mijn leven. Mijn broer,
Kjel, voor de wegen die hij voor mij heeft opengelegd en de jaren die we samen hebben
doorgebracht. Ook al mijn maten zonder wie het leven in Gent nooit zo leuk zou geweest zijn
en niet in het minste wil ik mijn vriendin, Isaura, een dikke knuffel geven voor de liefde en
warmte waarmee ze me elke dag omhelst.
Yentl.
-
Samenvatting
Respiratie van het houtige weefsel wordt functioneel opgedeeld volgens twee componenten,
nl. groeirespiratie (Rg) en onderhoudsrespiratie (Rm) (o.a. de Wit et al., 1970). Biochemisch
zijn deze niet van elkaar te onderscheiden. Echter, Rg vindt uitsluitend tijdens het groeiseizoen
plaats en Rm continu onafhankelijk van de seizoenen. Hierdoor wordt Rm geschat tijdens het
dormante seizoen als representatie genomen voor Rm doorheen de seizoenen. Hiervoor wordt
tijdens het dormante seizoen de CO2 efflux van het houtige weefsel (ECO2) ingesloten door de
cuvette gemeten met de veronderstelling dat deze gelijk is aan Rm van dat weefsel. Echter, uit
onze studie bleek de CO2 efflux van het stamsegment (Estam) ingesloten door de cuvette
depressies te vertonen tijdens belichting van vier 10 cm lange stamsegmenten volgens een
hoogtegradiënt boven de cuvette en dit tijdens de dormante periode en bij een constante
temperatuur. Temperatuursonafhankelijke variaties van Estam werden in de literatuur verklaard
door enerzijds de invloed van de sapstroom (Martin et al., 1994). Anderzijds zou een daling
van de waterinhoud van de cellen in het stamweefsel resulteren in een lagere
respiratiesnelheid (Wang et al., 2003). Echter, gedurende de experimenten was het
plantmateriaal bladloos waardoor er geen sapstroom was en het bijgevolg onwaarschijnlijk
was dat er reducties in de waterinhoud van de cellen in de stam plaats kon vinden tijdens
periodes van hoge transpiratie ter hoogte van de bladeren. In een studie van Saveyn et al.
(2006) werd gesuggereerd dat fotosynthese in houtige weefsels een niet te onderschatten
effect heeft op de Estam bij dormante bomen. Immers, door het optreden van fotosynthese in de
belichte stamsegmenten is het aanneembaar dat de CO2 concentratie daar daalt. De cuvette,
alsook de andere stamdelen waren in ons experiment bedekt met verschillende lagen
aluminiumfolie waardoor er daar geen CO2 fixatie kon plaatsvinden. Volgens de diffusiewet
van Fick resulteert een dergelijke concentratiegradiënt in een axiaal transport van intern CO2
van de plaats van Estam meting naar de plaats van CO2 fixatie en bijgevolg in een daling van
Estam. Bovendien bleek naarmate de afstand van het belichte stamsegment tot de cuvette
toenam, de fractie van axiaal getransporteerd CO2 weg van de plaats van Estam meting af te
nemen. Hieruit werd geconcludeerd dat door het inpakken van een boom over een
welbepaalde afstand boven en onder de cuvette ECO2 na een voldoende lange periode Rm zal
benaderen. Meer onderzoek zou uitgevoerd moeten worden om voor een bepaalde boomsoort,
leeftijd en de plaats van ECO2 meting, de duur en afstand waarover men moet inpakken bij een
bepaalde lichtintensiteit te achterhalen waarbij fotosynthetische refixatie in het houtige
weefsel geen impact meer heeft op de schatting van Rm aan de hand van ECO2 metingen.
-
Inhoudsopgave
Lijst van afkortingen en symbolen .............................................................................................. i
1 Introductie .......................................................................................................................... 1
2 Intern CO2 in de stam afkomstig van respiratie .................................................................. 4
2.1 Inleiding................................................................................................................................... 4
2.2 Stamrespiratie als een bron van interne CO2 in de stam .......................................................... 5
2.2.1 Aandeel respirerende cellen ............................................................................................ 5
2.2.2 Metabolische activiteit van de respirerende cellen ......................................................... 6
2.3 Sinks van intern CO2 ............................................................................................................. 13
2.3.1 Radiale CO2 diffusie naar de atmosfeer ........................................................................ 14
2.3.2 Opname in de sapstroom ............................................................................................... 16
2.3.3 Fotosynthetische refixatie van intern CO2 ..................................................................... 17
2.4 Kwantificatie van respiratie op basis van CO2 efflux metingen ............................................ 20
3 Materiaal en methodes ..................................................................................................... 24
3.1 Plantmateriaal en groeikamer condities ................................................................................. 24
3.2 Stamtemperatuur ................................................................................................................... 25
3.3 Bepaling van de CO2 efflux ................................................................................................... 25
3.4 Impact van fotosynthetische refixatie op de CO2 efflux ........................................................ 27
3.5 Temperatuurrespons van de CO2 efflux ................................................................................ 29
3.6 Bepaling van variaties in stamdiameter en sapstroom ........................................................... 30
3.7 Chlorofylconcentratie ............................................................................................................ 31
3.8 Data analyse .......................................................................................................................... 32
4 Resultaten ......................................................................................................................... 33
4.1 Klimatologische gegevens groeikamer en plantmateriaal ..................................................... 33
4.2 Groei en sapstroom ................................................................................................................ 33
4.3 Chlorofylconcentratie ............................................................................................................ 34
4.4 Respons van de CO2 efflux op fotosynthetische refixatie ...................................................... 35
4.5 Temperatuursrespons van de CO2 efflux ............................................................................... 37
5 Discussie ........................................................................................................................... 42
5.1 Temperatuursonafhankelijke variatie van de CO2 efflux ...................................................... 42
5.2 Implicaties voor de bepaling van de onderhoudsrespiratie ................................................... 46
5.3 Temperatuursrespons van de CO2 efflux ............................................................................... 49
6 Conclusie .......................................................................................................................... 52
7 Referenties ........................................................................................................................ 54
-
i
Lijst van afkortingen en symbolen
Afkortingen
AICc Akaike information criterion
BPP bruto primaire productie
CUE carbon use efficiency
DIC opgeloste anorganische koolstof
EPDM ethyleen–propyleen–dieen monomeer
IRGA infrared gas analyser
LVDT linear variable displacement transducer
NPP netto primaire productie
PAR fotosynthetisch actieve straling
PVC polyvinylchloride
Rd donkerrespiratie
Rg groeirespiratie
Rl lichtrespiratie
Rm onderhoudsrespiratie
RH relatieve vochtigheid
WUE water use efficiency
Symbolen Beschrijving Eenheid
[CO2] CO2 concentratie in de gasfase (%)
[CO2*] DIC concentratie in de oplossing (mmol l-1
)
Δ[CO2] CO2 concentratiegradiënt in de gasfase (μmol mol-1
of
μmol m-3
)
ΔS opslag van CO2 in de stam (μmol m-3
s-1
)
A stamoppervlak (m2)
A663.6 absorbantie bij golflengte 663.6 nm (-)
A646.6 absorbantie bij golflengte 663.6 nm (-)
Ca concentratie chlorofyl a (µg ml-1
)
Cb concentratie chlorofyl b (µg ml-1
)
D diffusiecoëfficiënt (m2 s mmol
-1 of
s m-1
)
-
ii
Da luchtdebiet (l min-1
)
Ea Arrhenius activatie energie (J mol-1
)
ECO2 CO2 efflux van houtige weefsel (μmol m-2
s-1
of
μmol m-3
s-1
)
ECO2(20) CO2 efflux bij 20 °C (μmol m-2
s-1
of
μmol m-3
s-1
)
Estam stam CO2 efflux (μmol m-2
s-1
of
μmol m-3
s-1
)
ET export van opgeloste CO2 in sapstroom (μmol m-3
s-1
)
F sapstroomsnelheid (g s-1
)
FT transport flux van CO2 in de sapstroom (μmol m-3
s-1
)
IT import flux van opgelost CO2 in sapstroom (μmol m-3
s-1
)
k reactiesnelheid (μmol m-3
s-1
)
K aciditeitsconstante (-)
KH constant van Henry (-)
pCO2 partieeldruk van CO2 (Pa)
Pin geleverde vermogen (W)
Q10 relatieve wijziging in snelheid bij een
temperatuurswijziging van 10° (-)
Qf warmteflux in de sapstroom (W)
Qr radiale warmteflux (W)
Qv verticale warmteflux (W)
R som van de diffusieweerstanden van de (m2 s mmol
-1 of
verschillende weefsellagen s m-1
)
RS respiratiesnelheid (μmol m-3
s-1
)
RS(Tr) respiratiesnelheid bij een referentietemperatuur Tr (μmol m-3
s-1
)
Ru universele gasconstante (J mol-1
K-1
)
R2 determinatie coëfficiënt (-)
T temperatuur (°C of K)
Ta atmosferische temperatuur (°C)
Tr referentie temperatuur (°C)
Tst stamtemperatuur (°C)
-
1
1 Introductie
Terrestrische ecosystemen dragen door hun koolstofopslag, water – en energiehuishouding in
grote mate bij tot de klimaatregulatie (Millennium Ecosystem Assessment, 2005). Tijdens het
onderzoek naar de regulerende functie van terrestrische ecosystemen wordt vaak gekeken naar
hun koolstofbalans. De grens tussen netto koolstofopslag of – afgifte in een bosecosysteem, is
in sommige gevallen vaag. Autotrofe organismen spelen hierin een belangrijke rol. Zo wordt
door planten atmosferische koolstof opgenomen en tijdelijk opgeslagen in hun weefsels
tijdens het fotosyntheseproces en deels terug gerespireerd of geïnvesteerd in de opbouw van
nieuwe celstructuren. De respiratie die plaats vindt in alle levende cellen van een boom wordt
aanzien als de bepalende factor of een ecosysteem functioneert als een netto sink of source
van koolstof. Immers, de bijdrage van autotrofe respiratie werd 40 tot 60% van de bruto
fotosynthese in koude gematigde bossen geschat en tot 90% in tropische ecosystemen
(Larcher, 2003). De respiratie van het houtige weefsel draagt bij tot één derde van de totale
koolstofuitstoot van een gematigd, bladverliezend bos (Damesin et al., 2002). Op boomniveau
is de energiekost om houtige componenten aan te maken hoger in vergelijking met de kost
voor de productie van bladeren. Echter, door de langere levensduur van de houtige
componenten wordt deze hogere investering deels gecompenseerd. Bovendien werd
aangetoond dat het houtige weefsel een efficiënte manier bezit om intern CO2 te refixeren
(Aschan, 2003). Zo kan fotosynthetische refixatie van intern CO2 voor 60 tot meer dan 90%
het potentiële respiratorische koolstofverlies compenseren (Teskey et al., 2008). Accurate
metingen van de gerespireerde CO2 van het houtige weefsel zijn dus van cruciaal belang om
betrouwbare uitspraken te maken omtrent de koolstofbalans van een ecosysteem en om de
klimaatsverandering in kaart te brengen.
Metingen van de hoeveelheid gerespireerde CO2 van het houtige weefsel van bomen worden
uitgevoerd door de meting van CO2 efflux (ECO2) met behulp van een cuvette rond een stam-
of taksegment (Teskey et al., 2008). Deze methode veronderstelt echter dat het houtige
weefsel binnen de cuvette de enige bron van CO2 is en dat alle gerespireerde CO2 via radiale
diffusie doorheen het houtige weefsel aan de atmosfeer wordt afgegeven. Studies toonden
echter aan dat de radiale diffusie van CO2 van de plaats van respiratie doorheen het houtige
weefsel naar de atmosfeer niet de enige manier is om gerespireerde CO2 te transporteren (o.a.,
-
2
Boysen-Jensen, 1933; Johannson, 1933; Maier & Clinton, 2006; Hölltä & Kolari 2009).
Bovendien bleek dat de CO2 in het stamsegment ingesloten door de cuvette niet enkel van
lokaal levende cellen afkomstig is (Levy et al., 1999; Teskey & McGuire, 2007). Uitgaande
van de kennis die men tegenwoordig heeft over de verschillende sinks en sources van intern
CO2 in de stam werd door Teskey & McGuire (2004) een massabalans model opgesteld.
Hierin kan het interne CO2 in een stamsegment radiaal naar de atmosfeer diffunderen, tijdelijk
opgeslagen worden in het stamsegment of opgelost in de sapstroom getransporteerd worden.
Respiratie van het houtige weefsel wordt opgedeeld volgens een functioneel model in
enerzijds groeirespiratie (Rg) en anderzijds onderhoudsrespiratie (Rm) (o.a. de Wit et al.,
1970). Daar deze twee componenten biochemisch niet te onderscheiden zijn, wordt bij de
inschatting ervan berust op indirecte en ruwe methodes. Groeirespiratie vindt uitsluitend
tijdens het groeiseizoen plaats, terwijl de levende cellen in het stam- en takweefsel continu
respireren om energie te voorzien voor hun onderhoud. Hierdoor wordt Rm geschat door de
meting van ECO2 tijdens het dormante seizoen gebruik makend van een cuvette rond een stam-
of taksegment. Deze Rm wordt als representatie genomen voor de Rm doorheen de seizoenen.
Hierbij wordt verondersteld dat de gemeten ECO2 tijdens het dormante seizoen gelijk is aan
Rm. De fractie van de totale respiratie gemeten tijdens het groeiseizoen, die Rm overschrijdt
wordt als inschatting van de groeirespiratie genomen. Om de factoren die respiratie
beïnvloeden beter te begrijpen en modellen op te stellen om betrouwbare schattingen van de
respiratie van een ecosysteem te maken, is een goede schatting van de onderhoudsrespiratie
bijgevolg van groot belang.
In een studie van Saveyn et al. (2006) over niet-temperatuur gerelateerde variaties in stam
CO2 efflux (Estam), gemeten met een cuvette rond een stamsegment, werd gesuggereerd dat
fotosynthese in houtige weefsels een niet te onderschatten effect heeft op de CO2 efflux bij
dormante bomen. Door assimilatie van intern CO2 bij belichting van het stamgedeelte boven
en onder de cuvette daalde daar de CO2 concentratie. Hierdoor ontstond een
concentratiegradiënt tussen de cuvette en de belichte stamdelen, wat een verklaring gaf voor
de geobserveerde daling in de stam CO2 efflux. Uitgaande van deze waarneming zal in deze
scriptie de relatie tussen fotosynthese in houtige weefsels en de stam CO2 efflux verder
onderzocht worden voor dormante bomen. Hierbij zal nagegaan worden in welke mate de
daling van Estam wordt bepaald door de afstand tussen het stamsegment waar Estam wordt
-
3
gemeten en het stam segment waar CO2 wordt geassimileerd door fotosynthese in houtige
weefels. Daarnaast zal tijdens een additioneel experiment nagegaan worden in welke mate
fotosynthese in houtige weefsels een invloed heeft op de relatie tussen stamtemperatuur en
Estam. Een correcte parameter schatting voor deze relatie is dan ook cruciaal voor een correcte
bepaling van de onderhouds- en groeirespiratie van stamweefsels gedurende het groeiseizoen.
In deze scriptie werd eerst een literatuurstudie uitgevoerd naar CO2 intern in de stam. Hierin
zal duidelijk worden welke factoren een invloed hebben op het respiratieproces en welke
wegen het gerespireerde CO2 kan inslaan. Ook wordt de kwantificatie van respiratie uitgaande
van ECO2 metingen met behulp van een cuvette rond een stam of taksegment besproken.
Daarna wordt de impact die fotosynthetische refixatie van intern CO2 door fotosynthese van
het houtige weefsel op Estam uitgelegd. Hierbij wordt eerst een overzicht gegeven van de
gebruikte materialen en de gehanteerde methodes, waarna de resultaten hiervan worden
weergegeven. Deze zullen vervolgens besproken worden en hieruit werden conclusies
getrokken.
-
4
2 Intern CO2 in de stam afkomstig van respiratie
2.1 Inleiding
Respiratie, of ademhaling is een essentieel levensproces voor autotrofe organismen, zoals
planten en bacteriën die hun organische stoffen zelf kunnen aanmaken met als primaire
energiebron anorganische stoffen of licht. Vooral tijdens de nacht, maar ook overdag, worden
de aangemaakte organische stoffen tijdens het respiratieproces onder invloed van zuurstof
(O2) omgezet tot koolstofdioxide (CO2) en waterdamp (H2O). De energie die opgeslagen zit in
ondermeer suikers, vetten en malaat komt tijdens deze omzetting vrij en wordt benut bij groei-
en onderhoudsprocessen. Ondanks het feit dat de biochemie omtrent respiratie bijna volledig
gekend is, is de kennis over de respiratie in stammen, twijgen en takken echter beperkt
(Damesin, 2003). Respiratie van het houtige weefsel aanwezig binnen een ecosysteem is zeer
belangrijk daar het 33-37% van het totale koolstofverlies (Janssens et al., 2001) en tot 50%
van de bovengrondse autotrofe respiratie bepaald (Edwards et al., 1981).
Naast de uitstoot van CO2 assimileren bomen onder invloed van licht CO2 onder de vorm van
suikers en wordt als bijproduct O2 vrijgesteld. Fotosynthese vindt plaats in de chloroplasten of
bladgroenkorrels die zich in alle groene structuren van een plant of boom bevinden. Bijgevolg
kunnen bladeren, reproductieve organen (Weis et al., 1988; Blanke & Lenz, 1989), het stam-
en takweefsel (Nilsen, 1995) en zelfs de wortels (Benzing et al., 1983; Hew et al., 1984;
Kitaya et al., 2002) fotosynthetisch actief zijn. Verhoute stammen, takken, twijgen, vruchten
en groene bloemen vertonen een efficiënte interne CO2 cyclus waarbij gerespireerde CO2
intern getransporteerd en terug geassimileerd wordt (Aschan & Pfanz, 2003). Zo kunnen
eenjarige twijgen van een beuk (Fagus sylvatica L.) 63 g koolstof assimileren tijdens de
dormante periode (Damesin, 2003). Dit is niet niets rekening houdend dat twijgen slechts 1%
van de houtige bovengrondse biomassa van een boom zijn (Ottorini & Le Goff, 1998)
In de hiernavolgende secties van deze literatuurstudie zal dieper ingegaan worden op de
factoren die het respiratieproces in stammen beïnvloeden. Vervolgens zullen de sinks van
intern CO2 in de stam onderzocht worden, waarbij fotosynthetische refixatie in detail wordt
behandeld en ten slotte hoe respiratie gekwantificeerd wordt.
-
5
2.2 Stamrespiratie als een bron van interne CO2 in de stam
Het intern CO2 in een stam is enerzijds aanwezig als gas in de intercellulaire ruimten, binnen
de poriën van de celwand en in het lumen van de cel (Gartner et al., 2004) en anderzijds komt
het opgelost in het xyleemsap voor (Teskey et al., 2008). Het CO2 die intern in een stam
aanwezig is kent drie bronnen. Ten eerste wordt anorganisch koolstof opgelost in het
bodemwater geabsorbeerd door de wortels (o.a., Livingston & Beall, 1934; Arteca &
Poovaiah, 1982; Amiro & Ewing, 1992). Het geabsorbeerde sap wordt in de wortels verder
verrijkt met CO2 afkomstig van de respiratie in de wortels en wordt met de transpiratiestroom
naar de stam, takken en bladeren getransporteerd (Teskey & McGuire, 2007). De grootste
bron van intern CO2 in de stam is echter afkomstig van de respiratie van de levende cellen
aanwezig in het stamweefsel. De hoeveelheid gerespireerde CO2 die in de stam vrijkomt
wordt enerzijds bepaald door de hoeveelheid respirerende cellen in de stam en anderzijds door
de metabolische activiteit van de respirerende cellen (Teskey et al., 2008).
2.2.1 Aandeel respirerende cellen
Stamrespiratie vindt uitsluitend plaats in levende cellen die hoofdzakelijk terug te vinden zijn
in het floëem van de binnenste schorslaag en het vasculair cambium en in mindere mate ook
in de xyleemstralen van het spinthout. Het kernhout en de buitenste schorslaag bevatten
daarentegen geen levende cellen (Fig. 2.1). Volgens Siau (1984) is het aandeel levende cellen
in het floëem en het cambium 50%, terwijl het spinthout slechts 5% levende cellen bevat.
Stockfors & Linder (1998) vonden dat het volume levende cellen in het xyleem van Picea
abies L. Karst. 0.89% van het totale xyleemvolume was, terwijl het aandeel levende cellen in
het floëem 20.9% van het totale floëemvolume bedroeg.
Ondanks het lagere proportioneel aandeel levende cellen in het xyleemweefsel kan bij grotere
bomen het aandeel levende cellen in het xyleem groter zijn dan het aandeel levende cellen in
het floëem en cambium, door een lagere verhouding van floëem en cambium volume tot het
xyleemvolume. Zo vond Ryan (1990) voor Pinus Contorta var. Latifolia Engelm. en Picea
engelmanii Parry met een diameter op borsthoogte van 4 - 40 cm, dat 80% van het totaal
levende celvolume zich in het xyleem bevond. Ook uit een studie van Ceschia et al. (2002) op
de stam van Fagus sylvatica L. bleek dat het aandeel levende cellen in het xyleem groter was
-
6
dan de fractie levende cellen aanwezig in de binnenste schorslagen (d.i. het floëem en
vasculair cambium). Stockfors & Linder (1998) vonden daarentegen dat bij de Picea abies L.
Karst. het xyleem slechts 20% van het totaal levende celvolume bevatte.
Figuur 2.1: Anatomische opbouw van een stam (naar Raven et al., 1992).
Om te bepalen welke weefsels het meest bijdragen tot het respiratieproces werd door
verschillende onderzoekers (Zabuga & Zabuga, 1990; Pruyn et al., 2002a; Pruyn et al.,
2002b; Bowman et al., 2005) de hoeveelheid CO2 die via radiale diffusie doorheen de
afzonderlijke weefsellagen naar de atmosfeer diffundeert gemeten, waaruit bleek dat de
binnenste schors het meest metabolisch actieve stamweefsel was.
2.2.2 Metabolische activiteit van de respirerende cellen
Groei- en onderhoudsrespiratie
Respiratie van het houtige weefsel kan functioneel opgedeeld worden in twee componenten,
nl. groeirespiratie en onderhoudsrespiratie (de Wit et al., 1970; McCree, 1970; Thornley,
1970; Hesketh et al., 1971). Tijdens de groeirespiratie wordt de vrijgemaakte energie
geïnvesteerd in de synthese van nieuwe biomassa. Groeirespiratie vindt uitsluitend plaats
tijdens het groeiseizoen en is vooral geassocieerd met de activiteit van het cambium en het
floëem (Penning de Vries et al., 1974). Daarentegen wordt de energie vrijgemaakt tijdens de
-
7
onderhoudsrespiratie gebruikt voor de aanmaak en afbraak van proteïnen (protein turnover)
en het onderhoud van ionen, metabolieten en cellulaire structuren. De onderhoudsrespiratie
vindt continu plaats in alle levende cellen, tijdens zowel het dormante als het groeiseizoen
(Penning de Vries, 1975).
Het scheiden van de respiratie in een onderhouds- en groeifractie is in de praktijk moeilijk,
doordat beide bronnen van gerespireerde CO2 biochemisch niet te onderscheiden zijn
(Amthor, 1984). Hierdoor moet er tijdens het onderzoek van deze twee componenten
gesteund worden op ruwe, indirecte methoden. Een veel gebruikte methode voor bomen
bestaat erin de respiratie tijdens het dormante seizoen als representatie van de
onderhoudsrespiratie doorheen de seizoenen te nemen en elke fractie die deze
onderhoudsrespiratie overschrijdt te koppelen aan groeirespiratie (o.a., Sprugel, 1990;
Edwards & Hanson, 1995; Lavigne, 1996; Damesin, 2003; Wieser & Bahn, 2004). Ryan et al.
(1990) rapporteerden de bijdrage van de onderhoudsrespiratie van de stam 40 tot 60% van de
totale stamrespiratie voor sparren (Picea sp.) en dennen (Pinus sp.) gedurende het vegetatieve
seizoen. Damesin (2003) vond dat de onderhoudsrespiratie van Fagus sylvatica L. twijgen
voor 55% van de totale respiratie van de twijgen instaat.
Doordat de groeirespiratie enkel plaats grijpt onder klimatologisch gunstige condities, zoals in
het groeiseizoen, is gedurende de lente en de zomer de hoeveelheid gerespireerde CO2 of de
respiratiesnelheid hoger in vergelijking met de respiratiesnelheid tijdens het dormante
seizoen. Het verschil tussen de respiratiesnelheid tijdens de verschillende seizoenen wordt
verder versterkt doordat de onderhoudsrespiratie sterk beïnvloed wordt door de temperatuur,
aangezien de enzymwerking tijdens respiratie sterk temperatuursafhankelijk is (Thornley &
Johnson, 1990).
Temperatuur
Temperatuur beïnvloedt de metabolische processen daar het een effect heeft op de
reactiekinetiek van chemische processen en het de activiteit van de betrokken enzymen
bepaalt. Het effect van een toenemende temperatuur op de reactiesnelheid wordt weergegeven
door de Arrhenius vergelijking:
-
8
TR
Eak
u
aexp (2.1)
Met k de reactiesnelheid bij temperatuur T (K), a een constante, Ea is de Arrhenius activatie
energie voor een gegeven reactie (J mol-1
) en Ru is de universele gasconstante (8.314 J K-1
mol-1
) (Thornley & Johnson, 1990). De Arrhenius vergelijking is geldig voor ieder
temperatuursafhankelijke reactie, echter de relatie tussen de respiratiesnelheid en de
temperatuur werd in vele studies (Lavigne, 1987; Stockfors & Linder, 1998; Damesin, 2003;
Saveyn et al., 2006; Hölltä & Kolari, 2009) beschreven door middel van een Q10 functie:
1010rTT
rSS QTRR
(2.2)
Met RS de respiratiesnelheid (μmol m-3
s-1
) bij een temperatuur T (°C of K), RS(Tr) de
respiratiesnelheid bij een referentietemperatuur Tr (°C of K) en Q10 de relatieve stijging in
respiratiesnelheid bij een temperatuurstoename van 10 °C. Volgens Amthor (1994) is Q10 bij
lage temperaturen ongeveer 3 en neemt af bij een toenemende temperatuur. Binnen het
biologisch relevante temperatuursbereik is Q10 ongeveer 2 (Amthor, 1989). Tijdens de
ontwikkeling van een natuurlijk ecosysteemmodel met betrekking tot de koolstof of energie
uitwisseling werd Q10 bijgevolg vaak gelijk aan 2 gesteld.
Echter, aan de ondergrens van het biologisch relevante temperatuursbereik zal een toename in
temperatuur een groter effect hebben op de respiratiesnelheid, doordat er de enzymatische
activiteit bij die temperaturen sterk gelimiteerd is. Bij de bovengrens van het
temperatuursbereik zal een extra temperatuurstoename maar weinig effect hebben op de
respiratiesnelheid doordat fysische processen, zoals de diffusiesnelheid belangrijker worden
(Larcher, 2003). Bij temperaturen boven de 50 °C gaan de biochemische reacties zo snel dat
het substraat en de metabolieten de snelle turnover van energie en materie niet kunnen
bijhouden, waardoor er een plotse daling in de respiratiesnelheid plaatsvindt (Fig. 2.2)
(Amthor, 1994). Hieruit kan bijgevolg geconcludeerd worden dat over het fysiologisch
temperatuursbereik Q10 van enzymatische reacties niet constant is.
-
9
Figuur 2.2: Relatie tussen de relatieve respiratiesnelheid (Q10) en de weefseltemperatuur. De weergegeven
relatie tussen de respiratiesnelheid en de stamtemperatuur is enkel geldig voor temperatuurswijzigingen
op korte termijn. Wijzigingen in temperatuur op langere termijn kunnen immers resulteren in een
acclimatisatie van de plant, dewelke een invloed heeft op de respiratie (naar Amthor, 1994).
Bovendien wordt in het Q10 model geen rekening gehouden met de tijdsvertraging van de
respons van de CO2 efflux (ECO2) op een wijzigende weefseltemperatuur. Zo toonden Hölltä
& Kolari (2009) aan dat de respons van de stam CO2 efflux (Estam) van een Pinus sylvestris L.
op een stijgende omgevingstemperatuur in de grootte-orde van een half uur was nabij de
bladbiomassa tot uren aan de stambasis. Ryan et al. (1995) vonden dat de respons van Estam op
een stijgende temperatuur in het spinthout van vier 21 tot 51 jaar oude coniferen 5h na-ijlde.
Lavigne et al. (1996) vonden een tijdsvertraging van 1.75h tussen de stamtemperatuur en de
Estam in 10 tot 60 jaar oude balsemzilversparren (Abies balsamea L.). Bosc et al. (2003)
vonden dat de ECO2 van de takken van een volwassen Pinus pinaster L. 50 min na-ijlde op de
taktemperatuur. Saveyn et al. (2006) vonden een tijdsvertraging tussen Estam en de
stamtemperatuur van 12 en 18 min voor respectievelijk beuk (Fagus sylvatica L.) en eik
(Quercus robur L.) met kleine diameters. Dergelijke hystereses worden enerzijds verklaard
door de grote weerstand die CO2 tijdens de radiale diffusie doorheen de verschillende
weefsellagen ondervindt, waardoor er een tijdsvertraging heerst tussen het moment van CO2
productie in de levende cellen en het moment waarop het geproduceerde CO2 de stam verlaat
(Eklund & Lavigne, 1995). Anderzijds zou een meting van de stamtemperatuur op één plaats
niet representatief zijn voor de temperatuur van het gehele spinthout (Stockfors, 2000). In de
studie van Saveyn et al. (2006) bleek er geen tijdsvertraging te zijn tussen de CO2
concentratie van het xyleem en de stamtemperatuur, waaruit geconcludeerd werd dat de eerste
verklaring de waargenomen hysterese het best verklaarde. Ook uit het model van Hölltä &
Kolari (2009) bleek de trage respons van de CO2 efflux op wijzigende
-
10
omgevingstemperaturen te wijten zijn aan de traagheid van de radiale diffusie van CO2
doorheen de stam. Dit impliceert dat de temperatuursafhankelijkheid van de stamrespiratie (de
‘echte’ Q10) groter is dan wat wordt afgeleid van de temperatuursafhankelijkheid van de CO2
efflux (de ‘geschatte’ Q10). Hölltä & Kolari (2009) vonden via een iteratief proces 3.5 als
waarde voor de ‘echte’ Q10 terwijl de ‘geschatte’ Q10 2.5 was. Andere waarden uit de
literatuur voor Q10 variëren van 1 tot meer dan 3 (Paembonan et al., 1991; Ceschia et al.,
2002; Damesin et al., 2002) en zelfs tot boven de 6 (Kim et al., 2007). Bovendien is ook
gebleken dat Q10 dagelijkse en seizoenale variaties vertoont, die niet door
temperatuurswijzigingen te verklaren vallen (o.a., Paembonan et al., 1991; Kaipiainen et al.,
1998; Stockfors & Linder, 1998; Damesin, 2003; Gansert, 2004). Deze studies maakten echter
geen verschil tussen de ‘echte’ en de ‘geschatte’ Q10 en hielden dus geen rekening met de
traagheid van het diffusieproces (Hölltä & Kolari, 2009). Hier moet er op al op gewezen
worden dat schattingen van RS uitgaande van het Q10 model gebruik maken van metingen van
ECO2 in de veronderstelling dat deze gelijk is aan de respiratiesnelheid. In het verdere verloop
van deze literatuurstudie zal blijken dat dit niet altijd het geval is en dat bijgevolg de
gemaakte schattingen van RS bijgevolg niet accuraat zijn.
Nutriëntenbeschikbaarheid
De beschikbaarheid van nutriënten, vooral stikstof (N), heeft een invloed op de
respiratiesnelheid. De aanwezige stikstof in planten komt immers voor 90% voor in proteïnen,
die een hoge energiekost kennen voor hun onderhoud (Penning de Vries, 1975). Echter, uit de
reeds uitgevoerde studies naar het effect van de N-beschikbaarheid op de respiratiesnelheid
bleek de relatie niet altijd eenduidig te zijn. Zo werd door Vose & Ryan (2002) een correlatie
gevonden tussen ECO2 per massa-eenheid en de stikstofconcentratie in Pinus strobus L. tijdens
het dormante seizoen. Lavigne & Ryan (1997) vonden daarentegen geen relatie tussen ECO2
en de stikstofconcentratie in het spinthout van verschillende boreale boomsoorten tijdens het
tijdens dezelfde periode.
Ook in de studies naar het effect van N-bemesting op ECO2 kon geen eenduidig antwoord
gevonden worden. Zo werd door Maier et al. (1998) een hogere Estam per volume-eenheid
spinthout gevonden tijdens het dormante seizoen van bemeste Pinus taeda L. bomen.
Stockfors & Linder (1998) vonden daarentegen geen effect van de stikstofconcentratie in de
-
11
stam op de onderhoudsrespiratie per eenheid levend celvolume in bemeste Picea abies L.
Karst. bomen. Ryan et al. (1996) vonden ook weinig effect van bemesting op de
onderhoudsrespiratie van de stam per volume-eenheid spinthout in Pinus radiata D. Don.
bomen. Volgens Maier (2001) zou de groeirespiratie toenemen met een toenemende N-
beschikbaarheid, als en slechts als de groeisnelheid toeneemt met een toenemende N-
beschikbaarheid. Echter, het bleek dat een toenemende Estam onder bemesting vooral het
resultaat was van een toenemende groeisnelheid en niet echt beïnvloed werd door
veranderingen in de stikstofconcentraties van het stamweefsel (Stockfors & Linder, 1998;
Maier, 2001).
Uit deze studies blijkt dat de invloed van de N-beschikbaarheid op de respiratiesnelheid van
de stam nog niet echt duidelijk is. Bovendien werd de respiratiesnelheid bepaald aan de hand
van ECO2 metingen in de veronderstelling dat deze gelijk is aan RS, wat niet noodzakelijk het
geval is. De resultaten van deze studies kunnen bijgevolg ook incorrect zijn.
Waterstatus
De waterstatus van een plant kan een invloed hebben op de respiratiesnelheid van houtige
weefsels. Vooral het groeiproces wordt sterk beïnvloed door de waterstatus, doordat de
celstrekking (Lockhart, 1965) en de aanmaak van de celwand (Proseus & Boyer, 2006)
gecorreleerd is met de turgordruk van de cel. Hierdoor wordt er verwacht dat de
groeirespiratie afneemt als de waterinhoud van de bodem daalt. Bovendien wordt er een
daling in onderhoudsrespiratie verwacht onder droogtestress, door een vertraging in
metabolische activiteit (Amthor & McCree, 1990; Ryan, 1991; Saveyn et al., 2007c).
Niet enkel het uitdrogen van de bodem, maar ook uitputting van de waterreserves van de stam
overdag kunnen droogtestress veroorzaken (Hook et al., 1972). De uitputting van de
waterreserves overdag zijn te wijten aan de tijdsvertraging tussen de stomatale activiteit van
de bladeren en de wateropname door de wortels tijdens het ochtendgloren. Hierdoor ontstaat
tijdelijk een watertekort in de stamweefsels met een daling in de turgordruk van de cellen tot
gevolg, wat resulteert in een tijdelijke afname in groeisnelheid. Hogere groeisnelheden
gedurende de nacht in vergelijking met de groeisnelheid overdag werden door verschillende
onderzoekers reeds gerapporteerd (Boyer, 1968; Schurr et al., 2000; Halter et al., 1996; Solari
-
12
et al., 2006). Hieruit kan afgeleid worden dat de energievereiste voor het groeiproces hoger
zal liggen gedurende de nacht dan tijdens de dag.
Zuurstofbeschikbaarheid
Doordat er zuurstof geconsumeerd wordt tijdens het aerobe respiratieproces werd er
verondersteld dat de respiratiesnelheid van de levende cellen gelimiteerd kon worden door het
onvoldoende beschikbaar zijn van zuurstof. De invloed van de interne O2 concentratie in
stammen op het respiratieproces is nog onduidelijk, maar er wordt verondersteld dat het
afhankelijk is van het weefseltype. Zo werd er door Van Dongen et al. (2003) aangetoond dat
bij een O2 concentratie van 7% het energiemetabolisme in stammen van Ricinus communis L.
gelimiteerd werd. Bij een verdere daling in O2 concentratie werd het transport in het floëem
bovendien abrupt gestopt. Kimmerer & Stringer (1988) vonden een hogere ethanol
concentratie in het vasculair cambium van verschillende boomsoorten, wat volgens Pfanz et
al. (2002) wijst op anaerobe respiratie. Spicer & Holbrook (2005) vonden bij een artificiële
daling in de O2 concentratie van het xyleem tot zeer onnatuurlijke waarden (< 3%) maar een
klein effect op de O2 consumptie in vier gematigde boomsoorten. Uit deze studies kan
bijgevolg geconcludeerd worden dat een O2 tekort in de stam een invloed kan hebben op de
respiratiesnelheid van het floëem en het cambium, terwijl het effect op de respiratiesnelheid
van het xyleem onwaarschijnlijk is.
Carbohydraten
Slechts enkele studies werden uitgevoerd ter bepaling van de relatie tussen de
beschikbaarheid van koolhydraten en de metabolische activiteit van houtige weefsels. Door
een verhoging van de fotosynthese ter hoogte van de bladeren van Pinus taeda L. zaalingen
werd door Martin et al. (1994) een graduele en niet significante daling van Estam gevonden.
Daudet et al. (2005) vonden daarentegen een graduele stijging van Estam tijdens belichting van
gepotte okkernoot bomen (Juglans regia L.) over een periode van 8 dagen. Een andere
techniek om de impact van de carbohydraat inhoud in stammen op de respiratie te meten
bestaat erin om de boom te ringen (Edwards & McLaughlin, 1978; Martin et al., 1994;
Ogawa, 2006; Johnsen et al., 2007). Uit dergelijke studies bleek ECO2 van het stamgedeelte
boven de ring groter te zijn dan ECO2 van het stamgedeelte onder de ring. Van het onderste
-
13
stamgedeelte bleek bovendien ECO2 geleidelijk af te nemen met verloop van de tijd. Echter,
het ringen van bomen is een destructieve methode resulterend in een hogere
onderhoudsrespiratie. Bovendien werd door Teskey & McGuire (2005) aangetoond dat door
het mechanisch verwijderen van de schors ECO2 sterk stijgt op de plaats van kwetsuur door het
verwijderen van een grote barrière voor het diffunderend CO2. Bijgevolg, zijn de resultaten
van dergelijke onderzoeken mogelijks meer te wijten aan een hogere ECO2 en niet
noodzakelijk door een hogere respiratiesnelheid, die te wijten zou zijn aan de hogere
aanwezigheid van koolhydraten ter hoogte van het stamgedeelte boven de plaats van ringen.
2.3 Sinks van intern CO2
De CO2 die tijdens het respiratieproces vrij komt intern in de stam, kan ofwel radiaal
doorheen de verschillende weefsels in de stam naar de atmosfeer diffunderen of opwaarts
getransporteerd worden na opname in de sapstroom (Hari et al., 1991; Levy et al., 1999;
Teskey & McGuire, 2004; Teskey et al., 2008). Bovendien kan door fotosynthese van het
houtige weefsel intern CO2 geassimileerd worden (Cernusak & Marshall, 2000; Saveyn et al.,
2006; Wittmann & Pfanz, 2007; Ceralosi et al., 2009). Een schematische weergave van de
belangrijkste sinks voor interne CO2 in een stamsegment worden weergegeven in figuur 2.3.
Hierin wordt het CO2 die radiaal naar de atmosfeer diffundeert, gerefixeerd wordt tijdens
corticulaire fotosynthese en het transport van opgelost CO2 in de sapstroom weergegeven
door respectievelijk nummer 1, 2 en 3. De CO2 fluxen vanuit de binnenste schorslagen, het
cambium, het xyleem en de sapstroom worden weergegeven door de letters a, b, c en d,
respectievelijk.
-
14
Figuur 2.3: Schematische weergave van de belangrijkste sinks van intern CO2 in een stamsegment van een
boom. (1) diffusie van CO2 naar de atmosfeer vanuit (a) de binnenste schorslaag, (b) het cambium, (c) de
xyleemstralen of (d) geïmporteerd vanuit de sapstroom. (2) refixatie van intern CO2 door corticulaire
fotosynthese. (3) diffusie van CO2 in de sapstroom vanuit (a) de binnenste schorslaag, (b) het cambium of
(c) de xyleemstralen (naar Teskey et al., 2008).
2.3.1 Radiale CO2 diffusie naar de atmosfeer
De CO2 concentratie in de atmosfeer bedraagt ongeveer 338 ppm of 0.04% en is in
vergelijking met de interne CO2 concentratie in de stam van bomen ongeveer 30-750 keer
kleiner (Teskey et al., 2008). Uit metingen bleek immers de stam CO2 concentraties te
variëren van minder dan 1% tot meer dan 26% (o.a., Bushong, 1907; Pfanz & Aschan, 2000;
Pfanz et al., 2002; Teskey & McGuire, 2007; Teskey et al., 2008). Uit de diffusiewet van Fick
(vgl. 2.3) volgt dat door een dergelijke concentratiegradiënt een spontaan diffusieproces
optreedt van een plaats van hoge concentratie naar een plaats van lage concentratie (Jones
1992).
x
CDJ
(2.3)
Met J de massaflux (mol m-2
s-1
), D de diffusiecoëfficiënt (m2 s
-1), ∆C het concentratieverschil
(mol m-3
) en ∆x de diffusieafstand (m). De diffusiecoëfficiënt is de inverse van de weerstand
die een diffunderend molecule tijdens het diffusieproces ondervindt. Uit de diffusiewet van
-
15
Fick volgt dat de radiale flux van intern CO2 naar de atmosfeer afhankelijk is van de interne
stam CO2 concentratie, de ruimtelijke positie in de stam waar CO2 gerespireerd wordt en de
weerstand die CO2 tijdens de diffusie doorheen de verschillende weefsellagen ondervindt.
De interne stam CO2 concentratie is beduidend groter dan de atmosferische CO2 concentratie,
waaruit men kan concluderen dat de stamweefsels een grote barrière zijn voor CO2 die radiaal
naar de atmosfeer diffundeert (Teskey et al., 2008). Uit studies van Sorz & Hietz (2006) bleek
dat voor verschillende soorten de diffusiecoëfficiënt van O2 in watergesatureerd xyleem lager
was dan de diffusiecoëfficiënt van O2 in zuiver water. Hieruit volgt dat de celwanden van het
stamweefsel een grote barrière zijn voor de gasdiffusie. Bovendien vonden Kramer &
Kozlowski (1979) dat het cambium een significante rem is voor de radiale gasdiffusie naar de
atmosfeer. Dit wordt bevestigd door de concentratiegradiënt die heerst tussen de CO2
concentratie in het xyleemweefsel en de CO2 concentratie in het schorsweefsel. Deze laatste is
immers slechts 0.06 tot 0.17% (Cernusak & Marshall, 2000; Wittmann et al., 2006).
De diffusiecoëfficiënt van CO2 in lucht is 1.6 × 10-5
m2 s
-1, terwijl dit slechts 1.6 × 10
-9 m
2 s
-1
is in water bij 20 °C en 101.3 kPa (Nobel, 1999). Waardoor de diffusie van CO2 doorheen een
waterige fase minder efficiënt is in vergelijking met diffusie van CO2 doorheen een gasfase.
Bijgevolg zal de diffusie van CO2 doorheen de gasfase dominant zijn tijdens de radiale
diffusie van CO2 doorheen de stam (Teskey et al., 2008). Bovendien is de diffusiecoëfficiënt
afhankelijk van de gasinhoud van de stam. Zo vonden Sorz & Hietz (2006) dat de
diffusiecoëfficiënt van O2 doorheen de stam vijf tot 13 keer groter was in Picea abies L.,
Taxus baccata L. en Quercus robur L., 36 keer groter in Fraxinus excelsior L. en ongeveer
1000 keer groter in Carpinus betulus L. en Fagus sylvatica L. bij een gasvolume van 40% in
vergelijking met de diffusiecoëfficiënt bij een gasinhoud van 15%.
Doordat de diffusie van CO2 veel sneller verloopt doorheen lucht dan in water, zullen
dagelijkse (Hook et al., 1972) en seizoenale (MacDougal et al., 1929; Pausch et al., 2002)
variaties in de waterinhoud van het xyleem, cambium en de schors een belangrijke impact
hebben op de diffusiesnelheid van CO2 doorheen de stam. Immers, tijdens de uitputting van
de waterreserves in het stamweefsel overdag zal de diffusie van CO2 naar de atmosfeer sneller
verlopen in vergelijking met de diffusie van CO2 tijdens de nacht. Volgens MacDougal et al.
(1929) is de gasinhoud van een boom het hoogst tijdens de zomer door de grote hoeveelheid
-
16
getranspireerd water ter hoogte van het bladoppervlak en de hoge productie van gas tijdens
het respiratieproces. Daarentegen is de gasinhoud het laagst tijdens de herfst en de lente. Deze
seizoenale variaties zijn het meest uitgesproken bij bladverliezende bomen, aangezien er geen
sapstroom optreedt gedurende het dormante seizoen. De seizoenale variaties in de
diffusieweerstand worden verder versterkt door een afnemende protoplasmatische viscositeit
en de verdikking van de celwanden door afharding tijdens de winter in vergelijking met de
dunnere celwanden van het actief delende cambium en de nieuw gevormde cellen van het
xyleem en floëem, die een efficiëntere gasuitwisseling toelaten, tijdens de lente (Joseph &
Kelsey, 2004).
Het gerespireerde CO2 diffundeert doorheen een complex van water, lucht en celwanden van
verschillende weefseltypes. Hierdoor kan de diffusiecoëfficiënt uitgedrukt worden als de som
van de diffusiecoëfficiënten van de verschillende weefsels waarover diffusie plaatsvindt. De
wet van Fick kan bijgevolg herschreven worden als (Pfanz & Aschan, 2001):
R
COECO
22
(2.3)
Met ECO2 de flux van CO2 uit de stam of tak (µmol m-2
s-1
), ∆[CO2] het verschil tussen de
stam CO2 concentratie en de atmosferische CO2 concentratie (µmol mol-1
) en R de som van
een serie diffusieweerstanden voor de verschillende weefsels waarover diffusie plaatsvindt
(m2 s mol
-1).
2.3.2 Opname in de sapstroom
Door de transpiratie van water ter hoogte van de bladeren ontstaat er een opwaarts transport
van water en opgeloste ionen in het xyleemweefsel. Reeds in het begin van de 20ste
eeuw
werd er door Boysen-Jensen (1933) en Johansson (1933) gespeculeerd dat de
transpiratiestroom een belangrijke impact kon hebben op de interne CO2 concentratie. De
respirerende cellen in de xyleemstralen liggen immers nabij de vaten gebruikt voor het
watertransport doorheen een boom. De fractie van het intern gasvormig CO2 die met de
transpiratiestroom opwaarts getransporteerd wordt is afhankelijk van de oplosbaarheid van
CO2 in het xyleemsap. Volgens de wet van Henry is de oplosbaarheid van een gas in een
-
17
oplossing bij een bepaalde temperatuur proportioneel met de druk van het gas boven de
oplossing (Stumm & Morgan, 1996):
22211*2
)10(101 pCOK
KKKCO HpHpH
(2.4)
Waarbij [CO2*] (mol L
-1) de totale hoeveelheid opgelost anorganische koolstof (DIC) in de
oplossing is, d.i. de som van [CO2]aq., [H2CO3], [HCO3- ] en [CO3
2-]. K1 en K2 zijn
respectievelijk de eerste en tweede aciditeitsconstanten, KH de constante van Henry (mol L-1
atm-1
) en pCO2 de partieeldruk van CO2 boven de oplossing (atm). Gebruik makend van de
wet van Henry is het mogelijk uitgaande van de CO2 concentratie in de gasfase DIC in het
xyleemsap te bepalen (McGuire & Teskey, 2002). De oplosbaarheid van CO2 in de sapstroom
is bijgevolg afhankelijk van de CO2 concentratie in de gasfase in evenwicht met het
xyleemsap, de temperatuur en de zuurtegraad (pH).
2.3.3 Fotosynthetische refixatie van intern CO2
Volgens Aschan & Pfanz (2003) kan fotosynthese in het houtige weefsel opgedeeld worden in
de netto fotosynthese van groene stammen en twijgen, schors en corticulaire fotosynthese en
hout fotosynthese. In tegenstelling tot de netto fotosynthese van groene stammen en twijgen
wordt tijdens de corticulaire, schors en hout fotosynthese geen atmosferische CO2 gefixeerd,
maar treed interne refixatie van gerespireerd CO2 op. Fotosynthetische refixatie van intern
CO2 wordt uitgedrukt als een fractie van het CO2 die gerespireerd wordt tijdens de
donkerrespiratie en wordt gekwantificeerd aan de hand van ECO2 metingen tijdens de donker
(Rd) en lichtrespiratie (Rl) (Cernusak & Marshall, 2000):
100%
d
ld
R
RRrefixatie (2.5)
Fotosynthetische refixatie van intern CO2 kan voor 60 tot 90% het potentiële respiratorische
koolstofverlies compenseren (o.a., Coe & McLaughlin, 1980; Kaipiainen et al., 1998; Levy &
Jarvis, 1998; Wittmann et al., 2001; Cernusak et al., 2006). Berveiller et al. (2007) vonden in
sommige gevallen zelfs waarden van fotosynthetische refixatie boven 100%. Voor een
-
18
overzicht van gepubliceerde waarden van maximale interne fotosynthetische refixatie van
CO2 wordt verwezen naar Teskey et al. (2008) tabel 3.
Verschillende onderzoekers hebben aangetoond dat alle houtige organen chlorofylhoudend
weefsels bezitten (o.a., Pfanz & Aschan, 2001; Berveiller et al., 2007). Zo werden er
chloroplasten gevonden in onder andere de schors, het corticulaire parenchym, het floëem, de
houtstralen, het xyleem en zelfs tot in de kern (Fig. 2.4). Volgens Kharouk et al. (1995) bevat
de schors van jonge populieren (Populus tremuloides Michx en Populus tremula L.) 42% van
het totale chlorofyl in de boom. De chlorofylinhoud van jonge twijgen uitgedrukt per
oppervlakte-eenheid kan 50 tot meer dan 70% van de chlorofylinhoud van bladeren zijn
(Pilarski, 1984; Solhaug et al., 1995; Schmidt et al., 2000; Pfanz et al., 2002; Manolis et al.,
2007).
Figuur 2.4: kopslag van stammen van (A) Alnus glutinosa L. en (B) Ginkgo biloba L. geobserveerd via
epifluorescentie microscopie. De rode fluorescentie correspondeert met natuurlijke chlorofyl fluorescentie
onder belichting met blauwe fotonen. b= binnen en buitenste schors, cp= corticulair parenchym, mp =
medullair parenchym, ph = floëem, xy = xyleem en sc = sclerenchym. Streep = 200µm (naar Berveiller et
al., 2007).
De chlorofylconcentratie en distributie varieert tussen soorten (Berveiller et al., 2007) en is
afhankelijk van de leeftijd en expositie van het houtige weefsel ten opzichte van de zon
(Pearson & Lawrence, 1958; Glase & Granet, 1978). Immers, de aanwezigheid van
chlorofylmoleculen in een stamweefsel wordt sterk beïnvloed door de mate waarin licht
doorheen de schors tot aan het respectievelijke stamweefsel doordringt. Als vuistregel mag
gesteld worden dat jongere stammen een betere penetratie van licht toelaten dan oudere en
dikkere stammen. Immers, door de rhytidomale verdikking neemt de absorptie van
-
19
geïntercepteerd licht toe en verliezen de lenticellen de lichtgeleidende functie (Langenfeld-
Heyser, 1989; Kharouk et al., 1995; Pfanz & Aschan, 2000). Naarmate minder licht het
stamweefsel bereikt zal de densiteit van de chlorofylmoleculen per oppervlakte eenheid
toenemen, uigedrukt per gewicht droge stof (DS) zal dit echter afnemen (Steppe, mondelinge
overdracht). Dit zal zoals bij schaduwbladeren de light-harvesting maximaliseren bij lage
lichtintensiteiten (o.a., Langenfeld-Heyser, 1981; Kauppi, 1991; Brugnoli et al., 1994; Aschan
& Pfanz, 2001; Manolis et al., 2007). De chlorofylconcentratie in stammen neemt bijgevolg
toe met een toenemende leeftijd en naarmate er minder licht het stamweefsel bereikt (Pfanz &
Aschan, 2000; Manolis et al., 2007). Ondanks de lagere chlorofylconcentratie van jongere
stammen is de mate van CO2 refixatie beduidend groter dan in oudere stammen (Linder &
Troeng, 1981). Het is immers niet enkel de kwantiteit, maar vooral de kwaliteit van het licht
die het light-harvesting complex van de chloroplasten bereikt die de fotosynthetische
capaciteit zal bepalen. Omwille van de verschillende kleuren van de schors treedt er selectieve
absorptie van golflengtes op. De korte, meer energetische golflengtes (blauw) worden
hoofdzakelijk geabsorbeerd door de schors en de groene teruggekaatst. Bijgevolg zijn het
vooral de langere golflengtes (rood) die de chloroplasten bereiken (Kharouk et al., 1995;
Solhaug et al., 1995; Pfanz & Aschan, 2001).
Dankzij de fotosynthetische refixatie van intern CO2 verhoogt de carbon use efficiency
(CUE), d.i. de ratio van de netto primaire productie (NPP) tot bruto primaire productie (BPP),
waardoor de productiviteit op bestandsniveau positief beïnvloed wordt (Aschan et al., 2001).
Naast de reductie van het verlies aan gerespireerd CO2, is fotosynthese van het houtige
weefsel een bron van intern O2 in de stam, waardoor de kans op anaerobe omstandigheden en
bijgevolg anaerobe respiratie verkleint (Pfanz et al., 2002). Stamfotosynthese heeft in
vergelijking met bladfotosynthese bovendien twee voordelen. Door de hoge CO2 concentratie
in de stam is de kans op fotorespiratie zeer klein (Cernusak & Marshall, 2000) en door het
ontbreken van stomata treedt er tijdens het fotosyntheseproces geen waterverlies op, wat een
positieve invloed heeft op de water use efficiency (WUE), d.i. een maat voor de hoeveelheid
water nodig voor de synthese van biomassa. Daarenboven werd recentelijk gesuggereerd dat
fotosynthese in de stam, en met name in het parenchym van het xyleem, een rol speelt bij het
herstel van gecaviteerde vaten in mangrove (Schmitz et al., 2012).
-
20
2.4 Kwantificatie van respiratie op basis van CO2 efflux metingen
Bij de kwantificatie van de respiratie van het houtige weefsel wordt ECO2 gemeten van een
bepaald stam- of taksegment enerzijds onder gecontroleerde omstandigheden in het
laboratorium (o.a., Yoda et al., 1965; Zabuga & Zabuga, 1990; Pruyn et al., 2002a; Damesin,
2003; Bowman et al., 2005) en anderzijds onder veld omstandigheden (o.a., Teskey &
McGuire, 2002; Maier & Clinton, 2006; Saveyn et al., 2006; Gruber et al., 2009; Brito et al.,
2010). Hierbij werd verondersteld dat alle lokaal geproduceerde CO2 van het stamsegment
binnen de cuvette radiaal naar de atmosfeer diffundeert en dat bijgevolg ECO2 een goede
schatting vormt van de respiratie. Echter, radiale diffusie van CO2 naar de atmosfeer is niet de
enige manier waarop het gerespireerde CO2 getransporteerd of verwerkt kan worden. Zoals
reeds hierboven beschreven kan intern CO2 opgelost in de sapstroom getransporteerd worden
of tijdens fotosynthese in het houtige weefsel gefixeerd worden.
De impact van de sapstroomsnelheid op de CO2 efflux is goed bekend, maar de relatie tussen
beiden is niet eenduidig. Door de hoge oplosbaarheid van intern CO2 is het aanneembaar dat
een fractie van het lokaal gerespireerde CO2 in het houtige weefsel ingesloten door de cuvette,
gebruikt voor ECO2 meting, oplost in het xyleemsap en opwaarts getransporteerd wordt in
plaats van langs de schors te ontsnappen, resulterend in een daling van ECO2 (o.a., Negisi,
1972; Kaipiainen et al., 1998; Teskey & McGuire, 2004; Bowman et al., 2005; Gansert &
Burgdorf, 2005). Echter, de transpiratiestroom kan ook dienen als een bron van intern CO2 in
het stamsegment ingesloten door de cuvette. Immers, het door de levende cellen van de
wortels of micro-organismen in de bodem gerespireerde CO2 kan opgelost in de sapstroom
opwaarts getransporteerd worden en ter hoogte van het stamsegment uit het stamweefsel naar
de atmosfeer diffunderen, resulterend in een hogere ECO2 (Levy et al., 1999; Teskey &
McGuire, 2007; Aubrey & Teskey, 2009).
Bijgevolg stelden McGuire & Teskey (2004) een massabalans model op om respiratie in een
stamsegment exact te kunnen bepalen (Fig. 2.5). Hierbij werd rekening gehouden met het
interne transport van CO2. Bijgevolg kan het interne CO2 in een stamsegment radiaal naar de
atmosfeer diffunderen (ECO2) en tijdelijk opgeslagen worden in het stamsegment (∆S).
Bovendien kan intern CO2 ook opgelost in de sapstroom in het stamsegment geïmporteerd (IT)
worden en uit het stamsegment geëxporteerd (ET) worden. De CO2 flux van intern CO2 uit het
-
21
stamsegment opgelost in de sapstroom (FT) wordt berekend uitgaande van het verschil van ET
en IT. De totale respiratie (RS) van het stamsegment wordt dan (Teskey & McGuire, 2004):
SFER TAS (2.6)
Met behulp van dit model kan door meting van de axiale CO2 concentratiegradiënt van het gas
in de stam in contact met het xyleemsap, de sapstroomsnelheid en de CO2 efflux een schatting
gemaakt worden van de actuele stamrespiratie. Voor de uiteindelijke berekening van de
verschillende componenten in dit model wordt verwezen naar Teskey & McGuire (2004).
Figuur 2.5: Schematische weergave van de massabalans geldig voor een stamsegment ingesloten door een
cuvette (zwarte cylinder). Met ECO2 = CO2 efflux naar de atmosfeer, ET = export van opgelost CO2 uit het
stamsegment, IT = import van opgelost CO2 in het stamsegment en ∆S = tijdelijke verandering in interne
CO2 concentratie (naar Saveyn et al., 2007c; aangepast van McGuire & Teskey, 2004).
Teskey & McGuire (2007) gebruikten het massabalans model om de stamrespiratie van vijf
platanen (Platanus occidentalis L.) tijdens de zomer te schatten. Hieruit bleek dat FT de
belangrijkste interne CO2 flux was, immers 70% van het gerespireerde CO2 werd tijdens de
middag opgelost in de sapstroom getransporteerd. Tijdens de nacht, wanneer er geen
sapstroom was, steeg Estam aanzienlijk. Uitgaande van deze meting en in de veronderstelling
dat Estam een exacte schatting geeft van de respiratie werd een overschatting gemaakt van de
werkelijke stamrespiratie. Immers, de gemeten Estam bevatte gerespireerd CO2 afkomstig van
lokaal respirerende cellen en CO2 die door de sapstroom vanuit onderliggende stamsegmenten
in het stamsegment ingesloten door de cuvette werd getransporteerd. Over een periode van
24h werd 55% van de gemeten Estam getransporteerd vanuit de wortels en lagere gelegen
-
22
stamsegmenten. Gemiddeld, over een periode van 24h, werd 66% van het gerespireerde CO2
van de lokaal in het stamsegment respirerende cellen via radiale diffusie aan de atmosfeer
afgegeven.
Bovendien blijkt de relatie tussen Estam en de sapstroom afhankelijk te zijn van de ruimtelijke
positie op de boom waar de in situ meting van Estam uitgevoerd wordt (Ceschia et al., 2002;
Bowman et al., 2005; Hölltä & Kolari, 2009). Zo vonden Hölltä & Kolari (2009) bij een
stijgende sapstroomsnelheid een daling van Estam in het onderste en middelste stamgedeelte
van Pinus sylvestris L. en een stijging van Estam in het bovenste stamgedeelte. Dit fenomeen
werd verklaard doordat bij een hogere sapstroomsnelheid het gerespireerde CO2 in het
onderste en middelste stamgedeelte sneller opgelost in de sapstroom afgevoerd wordt,
resulterend in een lagere Estam. Naarmate men hoger in de boom stijgt zal de CO2 concentratie
in het xyleemsap toenemen, resulterend in een accumulatie van CO2 in het bovenste
stamgedeelte en bijgevolg in een hogere Estam (Hölltä & Kolari, 2009).
Het massabalans model van Teskey & McGuire (2004) en het model van Hölltä & Kolari
(2009) hielden echter geen rekening met de impact van fotosynthetische refixatie van intern
CO2 op de meting van Estam. Immers, Saveyn et al. (2006) vonden dagelijkse variaties van
Estam tijdens het dormante seizoen en onder constante omgevingstemperatuur. Dergelijke
discrepanties in de exponentiële relatie tussen de temperatuur en Estam werden verklaard met
enerzijds variaties in de sapstroomsnelheid (Martin et al., 1994; Hölltä & Kolari, 2009) en
anderzijds een lagere waterinhoud in de celwanden van het stamweefsel resulterend in een
lagere groei- en onderhoudsrespiratie (Wang et al., 2003). Tijdens de studie van Saveyn et al.
(2006) was het plantmateriaal echter bladloos, waardoor de sapstroom afwezig was en
bovendien werden er geen significante verschillen tussen de stamtranspiratie tussen de
belichte en de donkere periode gevonden. De geobserveerde dalingen in CO2 efflux konden
bijgevolg niet verklaard worden door de invloed van de sapstroom of een daling van de
waterinhoud in de celwanden van het stamweefsel. De hypothese werd naar voren gebracht
dat door fotosynthetische refixatie van intern CO2 in de belichte stamsegmenten de interne
CO2 concentratie daar lager is in vergelijking met de CO2 concentratie in het stamsegment
ingesloten door de opake cuvette. Dit zou resulteren in een interne axiale diffusie van CO2
van het stamsegment ingesloten door de cuvette naar de belichte stamsegmenten (Fig. 2.6).
-
23
Figuur 2.6: Schematische weergave van de interne axiale diffusie van CO2 door corticulaire en/of
houtfotosynthese in de belichte stamsegmenten boven en onder de plaats waar een opake cuvette (zwarte
cilinder) werd geïnstalleerd (Naar Saveyn et al., 2007c).
Echter, de impact van een dergelijk intern axiaal transport van CO2 op ECO2 is tot nog toe
onbekend. In het verder verloop van deze scriptie zal duidelijk worden dat door
fotosynthetische refixatie van intern CO2 in belichte stamsegmenten dicht bij de cuvette
effectief een fractie van het gerespireerde CO2 axiaal getransporteerd wordt weg van het
stamsegment ingesloten door de cuvette. Hierdoor zal bijgevolg een daling in de CO2 efflux
optreden onafhankelijk van de temperatuur, de sapstroom of een daling in de waterinhoud van
de cellen.
-
24
3 Materiaal en methodes
3.1 Plantmateriaal en groeikamer condities
Drie vier jaar oude eiken (Quercus robur L.) (QR1, QR2 en QR3) die oorspronkelijk buiten
werden opgekweekt in containers van 50 l met een gemiddelde diameter op borsthoogte van
27.46 ± 2.99 mm werden gebruikt voor deze studie. Eén boom werd afzonderlijk in een
groeikamer (Laboratorium voor plantecologie, Universiteit Gent, België) geplaatst met
afmetingen 2 x 1.5 x 2 m (hoogte x breedte x lengte), waarbij stam en takken boven 1.6 m
hoogte werden gesnoeid (Fig. 3.1). Na het opsnoeien werd het bovenste deel van de gesnoeide
boom bedekt met parafilm om infecties te vermijden en om het uitdrogen van de stam te
voorkomen. De experimenten werden gestart op 1 december 2011 en werden beëindigd op 7
mei 2012. Gedurende deze periode was het plantmateriaal bladloos (dormant seizoen).
Figuur 3.1: Vier jaar oude eik ingepakt met aluminiumfolie in de groeikamer.
-
25
Luchttemperatuur, luchtvochtigheid en lichtintensiteit werden in de groeikamer constant
gehouden. Luchttemperatuur werd gemeten met een koper-constantaan thermokoppel (Pt-100,
Omega, Nederland) op een hoogte van 40 cm boven het bodemoppervlak en was gemiddeld
20.17 ± 0.34 °C. Luchtvochtigheid werd gemeten op dezelfde hoogte als de luchttemperatuur
met een capacitieve RH sensor (Model HIH-3605-A, Honeywell, USA) en was gemiddeld
40.65 ± 4.36%. De lampen van de groeikamer (‘TL’D 80, Philips Lighting NV, Nederland),
gaven een constante fotosynthetisch actieve straling (PAR) van 138.06 ± 4.16 µmol PAR m-2
s-1
(gemeten met een kwantumsensor, model Li-190, serienummer 36475, Li-COR, USA) ter
hoogte van de top van de boom. Het waterpotentiaal in de bodem werd gemeten met behulp
van een bodem vocht sensor (Model SM300, Delta-T, UK). De bodem werd bedekt met
schors om verdamping te vermijden.
3.2 Stamtemperatuur
De stamtemperatuur werd gemeten met koper-constantaan thermokoppels 2 cm boven en
onder de cuvette gebruikt voor de bepaling van Estam (Fig. 3.2a). De thermokoppels werden op
een diepte van 15 mm in de stam gebracht, gebruik makend van een naald (lengte 20 mm,
diameter 1.1 mm) waarin de thermokoppel verwerkt zat. De naald werd ingesmeerd met een
silicahoudende gel om het contact tussen het houtige weefsel en de naald te bevorderen.
3.3 Bepaling van de CO2 efflux
De metingen van Estam werden uitgevoerd op een 13 cm lang stamsegment startend op een
hoogte van 30 cm boven de het bodemoppervlak. De gemiddelde boven- en onder diameter
van de stamsegmenten voor de drie eiken waren 31.39 ± 3.36 mm en 33.53 ± 3.40 mm,
respectievelijk. De stamsegmenten werden bedekt door een cuvette (Fig. 3.2a) opgebouwd uit
3 lagen 20 mm brede zelfklevende EPDM isolatietape (Rs components benelux, België) en
afgedicht met een doorzichtige polycarbonaat film (Roscolab Ltd, Londen, VK). Leidingen
voor ingaande en uitgaande lucht in de cuvette werden aan de boven- en onderkant geplaatst
en de cuvette werd voorzien van een ventilator. Beide om een homogeen luchtmengsel in de
cuvette te verkrijgen. De cuvette werd luchtdicht gemaakt met niet-corrosieve siliconen (Rs
components benelux, Brussel, België) en bedekt met enkele lagen aluminiumfolie zodat
fotosynthese in de houtige weefsels ingesloten door de cuvette niet kon plaatsvinden. De
-
26
gemiddelde diameter van de cuvettes geïnstalleerd op de drie eiken was 63.1 ± 1.67 mm.
Naast de cuvette op het stamsegment, werd ook een referentiecuvette (Fig. 3.2b) geplaatst op
een PVC buis met een diameter van 31 mm. De referentiecuvette had dezelfde opbouw en
afmetingen als de cuvette op de stam en bijgevolg was dan ook het bemonsterd volume en de
residentietijd van de lucht in de cuvette op de stam en de referentiecuvette gelijk.
Figuur 3.2: (a) Cuvette geïnstalleerd op een stamsegment voor het inpakken met aluminiumfolie. Om
fotosynthese in de ingesloten houtige weefsels te vermijden werd de cuvette ingepakt met verschillende
lagen aluminiumfolie. Meting van stamtemperatuur gebeurde met koper-constantaan thermokoppels 2cm
boven en onder de cuvette. (b) Opbouw van de referentiecuvette rondom een PVC buis met diameter van
31 mm.
Ingaande lucht van de cuvette werd aangezogen met een membraanpomp (model 2-Wisa,
Hartmann & Braun, Duitsland) en eerst doorheen een buffervat van 50 L gestuurd, om een
homogeen luchtmengsel te verkrijgen en fluctuaties in CO2 concentratie zoveel mogelijk te
vermijden. De lucht werd met een flow meter (model 5860S, Brooks, Nederland) door de
cuvettes gepompt met een gemiddeld debiet van 1.1 L min-1
. De CO2 concentratie van de
uitgaande lucht van de cuvettes werd bepaald door middel van een InfraRed Gas Analyser
(IRGA) (LI-7000 CO2/H2O Analyzer, LI-COR, USA). Bij de IRGA werd de interne pomp
gebruikt die de lucht afkomstig van de cuvettes door de IRGA zuigt, om zo fluctuaties in de
uitgaande flow door eventuele lekken in de cuvette zoveel mogelijk te vermijden. Het debiet
a b
-
27
van deze pomp was lager dan het debiet van de pomp geplaatst voor de cuvettes zodat een
lichte overdruk heerste in de cuvette en gasdiffusie vanuit de omgeving in de cuvette werd
vermeden. De IRGA berekende het verschil in CO2 concentratie tussen de lucht afkomstig
van de cuvette rond de stam en de referentie cuvette. Dit om er zeker van te zijn dat de
gemeten waarden van de CO2 concentraties afkomstig zijn van het stamsegment ingesloten
door de cuvette. De CO2 efflux van het stamsegment ingesloten door de cuvette (Estam) (µmol
m-2
s-1
) werd vervolgens met de volgende formule bepaald (afgeleid van Long & Hallgren,
1985):
112 min)60/1(4.22 ][CO)/(
slmolADEstam (3.1)
Waarbij D het luchtdebiet is doorheen de cuvette (1.1 l min-1
), A de oppervlakte van het
stamsegment omsloten in de cuvette (m2) en ∆[CO2] het verschil in CO2 concentratie tussen
de lucht afkomstig van de cuvette rond de stam en de referentiecuvette (µmol mol-1
) is.
3.4 Impact van fotosynthetische refixatie op de CO2 efflux
Om de invloed van de fotosynthetische refixatie van CO2 in hoger gelegen stamsegmenten op
Estam te onderzoeken werd een eerste deelexperiment uitgevoerd met behulp van een extra
verplaatsbare lichtbron (Lighting unit FL-400, Walz Inc., Duitsland) voorzien van een filter
uit glaswolvezels (Fig. 3.3a). Het voordeel van deze lamp was dat er geen warmte
geproduceerd werd tijdens de belichting. Om diffuse straling rond het stamsegment te creëren
werd gebruik gemaakt van een handgemaakt U-vormig element voorzien van spiegelfolie,
waarop de lichtbron bevestigd kon worden (Fig. 3.3b). De rechtstreekse en diffuse straling
waaraan de stamsegmenten werden blootgesteld gedurende de periodes van belichting werden
gemeten met PAR-sensoren (Quantum-sensor, Li-190, resp. serienummer 37408 en 37409,
Li-COR, USA).
-
28
Figuur 3.3: (a) Verplaatsbare lichtbron voorzien van een glaswolfilter bevestigd op een U-vormig element.
(b) U-vormig element waarvan binnenkant afgewerkt is met spiegelfolie om diffuse straling te creëren.
Eerst werd uitgegaan van een referentietoestand, waarbij de boom volledig bedekt werd met
zilverpapier (Fig. 3.4a). Zo kon er geen fotosynthetische refixatie plaatsvinden in de hoger
gelegen stamsegmenten die Estam mogelijks kon beïnvloeden. Na stabilisatie van Estam over
enkele dagen, werd overgegaan op een tweede positie, waarbij zilverpapier werd verwijderd
over een afstand van 5-15 cm boven de cuvette gebruikt voor de meting van Estam (Fig. 3.4b).
Ter hoogte van deze positie werd de lamp dan geplaatst, waarbij een gemiddelde PAR van
856.45 ± 186.23 µmol m-2
s-1
en 54.69 ± 6.33 µmol m-2
s-1
werd bekomen uit de richting van
respectievelijk de lamp en de spiegelfolie. Deze positie werd aangehouden voor 24h, waarna
terug werd overgegaan naar de referentiepositie voor 24h door het bedekken van dit
stamsegment. Deze werkwijze werd herhaald voor de overige posities op respectievelijk 15-
25 cm (Fig. 3.4c), 25-35 cm (Fig. 3.4d) en 35-45 cm (Fig. 3.4e ) van de cuvette. Steeds werd
de CO2 efflux gemeten op de verschillende posities vergeleken met de referentiepositie.
a
a
b
a
-
29
Figuur 3.4: fotografische weergave van Quercus robur L. tijdens de meting van de referentiewaarde (a) en
de te belichten stamsegmenten op 5-15 cm (b), 15-25 cm (c), 25-35 cm (d) en 35-45 cm (e) van de cuvette
tijdens de meting van Estam.
3.5 Temperatuurrespons van de CO2 efflux
Na dit eerste deelexperiment werd een tweede deelexperiment opgesteld waarbij nagegaan
werd in welke mate fotosynthetische refixatie van belang was bij de modellering van
stamrespiratie op basis van Estam metingen. Het respiratieproces is immers sterk afhankelijk
van de temperatuur (o.a., Amthor, 1989; Damesin, 2003; Saveyn et al., 2006; Hölltä & Kolari,
2009). Daarom werd de CO2 efflux gemodelleerd aan de hand van de gemeten Estam (µmol m-2
s-1
) met volgende functie (Damesin, 2003):
10
20
10)20(
stT
stamstam QEE (3.2)
Met Estam(20) de CO2 efflux bij 20 °C (µmol m-2
s-1
), Tst de stamtemperatuur (°C) en Q10 de
relatieve stijging in respiratiesnelheid met een temperatuurstijging van 10 °C.
Om aan te tonen dat fotosynthetische refixatie in hoger gelegen stamsegmenten een invloed
kon hebben bij het modelleren van stamrespiratie op basis van Estam metingen, werden de
bomen blootgesteld aan een temperatuursprogramma (Tab. 3.1) voor dezelfde posities als in
het vorig deelexperiment.
a d
a
b
a
c e
-
30
Tabel 3.1: Temperatuursprogramma blootgesteld aan de drie eiken om de invloed van fotosynthetische
refixatie op het modelleren van de stamrespiratie op basis van Estam metingen na te gaan.
periode (h) temperatuur (°C)
00.00 - 09.59 20
10.00 - 11.59 23
12.00 - 13.59 26
14.00 - 15.59 19
16.00 - 23-59 20
Na iedere 24h periode van belichting volgde telkens een 24h periode waarbij terug naar
referentietoestand werd overgegaan door het bedekken van de stam met aluminiumfolie en
waarbij de temperatuur in de groeikamer constant werd gehouden op ongeveer 20°C.
3.6 Bepaling van variaties in stamdiameter en sapstroom
Om te valideren dat de boom effectief in dormante toestand was, werd nagegaan of er geen
groei en sapstroom optraden. Variaties in de stamdiameter werden bepaald met behulp van
een LVDT (Linear Variable Displacement Transducer) (Model M920125A809-05, Solartron,
USA) op een hoogte van 0.95 m op de stam. De LVDT werd aan de boom bevestigd met
behulp van een stalen houder en twee elastische banden (Fig. 3.5).
Figuur 3.5: LVDT aan de stam bevestigt met een stalen houder om variaties in stamdiameter te meten.
Sapstroom werd opgemeten met behulp van een warmtebalans sensor (Model SGB17-WS,
Dynamax Inc., USA) geplaatst op een hoogte van 1.05 m op de stam. Deze sapstroomsensor
laat toe om continu de sapstroom te meten op basis van de warmtebalans methode van de
stam (Stem Heat Balance (SHB)). De installatie en uiteindelijke berekeningen van de
-
31
sapstroomsnelheid waren gebaseerd op de richtlijnen die te vinden zijn in de handleiding (Van
Bavel & van Bavel, 1990).
In de SHB methode wordt een uniforme hoeveelheid warmte (Qh) aan het
verwarmingselement van de sapstroomsensor toegediend. Deze warmte kan op drie wijzen
getransporteerd worden, nl. via radiale conductie doorheen de mantel (Qr), via axiale
conductie doorheen de stam (Qv) of via convectie in de sapstroom (Qf). Door meting van Qr
en Qv en de veronderstelling dat er geen warmte in de stam wordt opslagen kan de sapstroom
berekend worden met behulp van volgende formule (Van Bavel & van Bavel, 1990):
dTC
QQPF
p
vrin
(3.3)
Waarin F de sapstroom (g s-1
), Pin het geleverde vermogen aan het verwarmingselement van
de sapstroomsensor (W), Qr de radiale conductie (W), Qv de verticale conductie (W), Qf de
convectie in de sapstroom (W), Cp de warmtecapacititeit van water (4,186 J g-1
°C-1
) en dT de
toename in temperatuur van de sapstroom (°C) zijn.
3.7 Chlorofylconcentratie
Bepaling van de chlorofylconcentratie van de schors ter hoogte van de belichte
stamsegmenten werd uitgevoerd met een spectrofotometer (UVIKON XL, BIO-TEK
Instruments, FB 999/L37) gebruik makend van de methode van Porra (2002). Van ieder
stamsegment boven de cuvette werden 3 stukken schors met een scalpel verwijderd. De 12
stalen werden direct na de staalname ondergedompeld in een bad vloeibare stikstof en
bewaard bij een temperatuur van -80 °C om zo de eventuele afbraak van chlorofyl te
voorkomen. De stalen werden in kleine stukken verknipt en vermalen met een grinder (IKA
A11 basic analytical mill, Sigma-Aldrich Co., Duitsland) tot een homogeen mengsel. In een
centrifugebuis werd 150 mg van dit mengsel afgezonderd en 7.5 ml aceton (80%) werd
toegevoegd. De stalen werden 24h bewaard in een diepvries en nadien gecentrifugeerd. Met
behulp van een pipet werd het supernatans in een glazen cuvette getransfereerd en in de
spectrofotometer overgebracht. Absorbanties werden gemeten bij golflengtes van 663.6 nm en
-
32
646.6 nm. Volgende formules werden gebruikt om uiteindelijk de chlorofylconcentraties te
berekenen (Porra 2002):
6.6466.663 55.225.12 AACa (3.4)
6.6636.646 91.431.20 AACb (3.5)
Waarbij Ca en Cb respectievelijk de concentratie (µg ml-1
) aan chlorofyl a en b zijn. A663.6 en
A646.6 zijn de absorbanties gemeten bij respectievelijk de golflengtes 663.6 nm en 646.6 nm.
De concentraties aan chlorofyl a en b werden omgerekend en uitgedrukt als mg chlorofyl per
gram vers gewicht schors (mg Chl g-1
VG).
3.8 Data analyse
Signalen van de gebruikte meetinstrumenten werden continu en om de 20 seconden
geregistreerd door een data logger (HP 34970A, Agilent Technologies, USA) en opgeslagen
op een PC. De verkregen voltwaarden werden met Excel en na calibratie van de
respectievelijke meetinstrumenten omgerekend naar de gewenste eenheden. De data werd
uitgemiddeld over 5 min. Data analyse gebeurde met Microsoft Excel (Microsoft Inc., USA),
Sigmaplot (SPSS Inc., USA) en SAS (SAS institute Inc., USA). De parameters Estam(20) en
Q10 werden geschat met de kleinste kwadratenmethode in Matlab 7.2 (The Mathworks Inc.,
USA). Elke parameter werd afzonderlijk geschat voor de donkere en belichte periodes. Voor
statistische analyse werd een repeated measures design Analysis of Variance (ANOVA)
gebruikt met de posities (n=4) en tijd (n=40) als vast factoren en met boom (n=2) als random
factor. Daarbij werd een AICc criterium gebruikt om de juiste covariantie structuur te
selecteren dat het best de correlatie tussen de individuele bomen beschreef.
-
33
4 Resultaten
4.1 Klimatologische gegevens groeikamer en plantmateriaal
De klimatologische condities gedurende het eerste deelexperiment zijn beschreven in tabel
4.1. Hieruit blijkt dat gedurende het eerste deelexperiment uitgevoerd op de drie eiken (QR1,
QR2 en QR3) de gemiddelde stamtemperatuur gemeten 2 cm onder (Tst1) en boven (Tst2) de
cuvette, de gemiddelde luchttemperatuur (Ta), de gemiddelde relatieve vochtigheid (RH) en
de gemiddelde omgevingsstraling in de groeikamer ongeveer gelijk waren.
Tabel 4.1: Klimatologische condities tijdens het eerste deelexperiment uitgemiddeld over de ganse
proefperiode per boom. Ta = de luchttemperatuur in de groeikamer, Tst1 en Tst2 = de stamtemperatuur
gemeten resp. 2cm onder en boven de cuvette en RH = de relatieve vochtigheid in de groeikamer. Voor
alle gemiddelden werd de standaard afwijking bepaald, dewelke wordt weergeven in de tabel.
QR Ta (°C) Tst1 (°C) Tst2 (°C) RH (%) omgevingsstraling
(µmol PAR m-2
s-1
)
1 19.86 ± 0.34 20.47 ± 0.14 20.68 ± 0.20 42.53 ± 5.08 139.98 ± 4.06
2 20.37 ± 0.08 20.05 ± 0.06 20.11 ± 0.11 40.81 ± 2.84 136.74 ± 4.25
3 20.28 ± 0.60 20.48 ± 0.51 20.50 ± 0.54 38.60 ± 5.15 137.45 ± 4.17
4.2 Groei en sapstroom
De variaties in stamdiameters gemeten met de LVDT waren gemiddeld over de experimentele
periode per eik 2.14 ± 0.39 µm, 2.82 ± 0.35 µm en 2.61 ± 0,04 µm voor respectievelijk QR1,
QR2 en QR3. Hieruit kan geconcludeerd worden dat er tijdens de experimenten geen groei
was.
De warmtefluxen (Q) en de temperatuurstoename in de sapstroom (dT) gemeten met een
sapstroomsensor geïnstalleerd op QR1, QR2 en QR3 zijn weergegeven in tabel 4.2. Het
vermogen (Pin) die aan het verwarmingselement van de sapstroomsensor werd toegediend was
gemiddeld 333 mW voor QR1, QR2 en QR3. Doordat het plantmateriaal tijdens de
experimentele periodes bladloos was, werd er geen sapstroom verwacht. De fractie van de
-
34
warmte die ontwikkeld werd in het verwarmingselement van de sapstroomsensor die via
convectie in de sapstroom (Qf) werd afgegeven was voor de drie eiken verwaarloosbaar ten
opzicht van de radiale (Qr) en verticale (Qv) conductie. Bovendien werd er een zeer kleine
temperatuurstoename in de sapstroom waargenomen. Deze metingen bevestigen de
afwezigheid van de sapstroom van het plantmateriaal tijdens de experimentele periode.
Tabel 4.2: Temperatuurstoename in de sapstroom (dT) en de warmtefluxen (Q) gemeten met een
sapstroomsensor op QR1, QR2 en QR3. Qr = radiale warmteflux, Qv = verticale warmteflux en Qf =
warmteflux in de sapstroom. De fractie van de warmtefluxen ten opzichte van het totale geleverde
vermogen (Pin) aan het verwarmingselement van de sapstroomsensor zijn procentueel weergegeven. Voor
alle gemiddelden werd de standaard afwijking bepaald, dewelke wordt weergeven in de tabel.
QR dT (°C)
Qr Qv Qf
Warmteflux
(mW) %
Warmteflux
(mW) %
Warmteflux
(mW) %
1 0.1641
± 0.0284 259.8 ± 2.2 77.92% 73.5 ± 0.7 22.02% 0.2 ± 2.3 0.06%
2 0.0763
± 0.0126 274.7 ± 1.5 82.19% 59.0 ± 0.5 17.67% 0.5 ± 1.5 0.14%
3 0.0076
± 0.0184 248.2 ± 1.4 74.50% 85.2 ± 0.3 25.59% -0.3 ± 1.6 -0.10%
4.3 Chlorofylconcentratie
De gemiddelde chlorofylconcentratie van de schors van de vier belichte stamsegmenten van
QR1, QR2 en QR3 zijn weergegeven in tabel 4.3 en werden uitgedrukt in mg Chl per g vers
gewicht schors. Bij de stalen van QR1 werd 225 mg MgO toegevoegd om de vorming van
pheophytine a, d.i. de eerste elektronen acceptor in PSII, te verhinderen. Echter, dit
resulteerde in een dikke neerslag en het verkregen supernatans was troebeler. Hierdoor werd
er geen MgO toegevoegd aan de stalen van QR2 en QR3. Daardoor zijn de
chlorofylconcentraties van de stamsegmenten van QR1 lager in vergelijking met deze van QR2
en QR3. Ondanks de verschillen in chlorofylconcentratie blijkt dat voor elke boom chlorofyl
aanwezig was in de schors van de verschillende stamsegmenten van de stam. De
chlorofylconcentratie in de schors van de stamsegmenten vertoonden per boom weinig
variatie ten opzichte van elkaar. Enkel de chlorofylconcentratie in de schors van het eerste
-
35
stamsegment (S1) was hoger ten opzichte van de chlorofylconcentratie in de schors van de
andere stamsegmenten van QR1 en was de chlorofylconcentratie in de schors van S4 lager in
vergelijking met de chlorofylconcentratie in de schors van de andere stamsegmenten van QR3.
Tabel 4.3: Gemiddelde chlorofylconcentratie van de schors in de stamsegmenten (S) van QR1, QR2 en QR3
uitgedrukt in mg Chl per gram vers gewicht schors. Chlorofylconcentraties we