Manual química orgánica 1 rodolfo álvarez manzo 2016 1

Rodolfo Álvarez Manzo Martín Jorge Rocha Ramírez

MANUAL DE QUÍMICA ORGÁNICA I

FEBRERO-JUNIO 2016

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Organización del curso. 4

Reglamento general. 6

Práctica 1. Punto de fusión y calibración de un equipo Fisher-Johns. 11

Práctica 2. Técnicas de recristalización. 16

Práctica 3. Destilación fraccionada de bebidas alcohólicas 19

Práctica 4. Extracción por calentamiento a reflujo y destilación a presión reducida. 22

Práctica 5. Extracción simple y múltiple 24

Práctica 6. Extracción con disolventes activos 26

Práctica 7. Cromatografía en capa delgada 28

Práctica 8. Cromatografía en columna 32

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Práctica 9. Actividad óptica 34

Práctica 10. Inversión de la sacarosa 37

Práctica 11. Reaciones de combustión 39

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• Antes del inicio de cada sesión se entrega de un prelaboratorio al inicio de cada

práctica. Ejemplo de un diagrama de Prelaboratorio: A una solución de clorhidrato de hidroxilamina (3.5 g) en agua (7 mL) contenida en un matraz redondo de 50 mL, adicione 5.1 mL de acetilacetona. Caliente la mezcla de reacción hasta observar prueba negativa con cloruro férrico (aproximadamente 45 minutos); en seguida vacíela sobre agua helada (30 mL). Destile el 3,5-dimetilisoxazol, el cual se recupera como un aceite incoloro (130-135 °C a la presión de la ciudad de México, 586 mmHg).

3.5 g HO-NH3+ Cl

7 mL H2O

O O5.1 mL

¿Prueba negativa con FeCl3?

NO SEGUIR CALENTANDO

30 mL H2O heladaPurificación del

producto por destilación simple

(p. e. 130 - 135 °C)

SI

• A la sesión siguiente del término de cada práctica se entregará un reporte de postlaboratorio por equipo a mano, para lo cual se deberá de rellenar el formato que ya ha sido colocado en el sitio del grupo en la dirección electrónica de sinuhe2006.blogspot.mx.

• Se llevarán a cabo tres exámenes parciales. En cada uno de ellos se evaluará lo

realizado en las sesiones prácticas del periodo correspondiente.

• La calificación de cada periodo se integrará como sigue:

- Promedio de los diagramas de prelaboratorio: 10% - Promedio de los diagramas de postlaboratorio 40% - Promedio de los exámenes parciales 50%

TOTAL 100%

• Es indispensable, además de cumplir con el en todas las prácticas, dejar en claro que hay una tolerancia de 20 minutos para ingresar a clase.

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• Bibliografía general del curso.

Ávila-Zárraga, J. G.; García-Manrique, C.; Gavilán-García, I. C.; León-Cedeño, F.; Méndez-Stivalet. J. M.; Pérez-Cendejas, G.; Rodríguez-Argüello, M. A.; Salazar-Vela, G.; Sánchez-Mendoza, A. A.; Santos-Santos, E.; Soto-Hernández, R. M. Química orgánica. Experimentos con un enfoque ecológico. 2a. ed. Dirección General de Publicaciones, Universidad Nacional Autónoma de México. México: 2009.

Chang, R.; Goldsby, K. A.. Química. 11ª. McGraw-Hill-Interamericana Editores, S. A. De C. V.. México: 2012.

McMurry, J. Química orgánica. 7ª. Ed. Cengage Learning Editores, S. A. de C. V. México: 2008.

Carey, F. A., Giuliano, R. M. Química orgánica. 9ª. Ed. McGraw-Hill Interamericana Editores S.A de C. V. México: 2014.

Morrison, R. T.; Boyd, R. N. Química orgánica. 5ª. Ed. Addison-Wesley Iberoamericana. México: 1098.

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Del acceso y permanencia en el laboratorio:

1. Uso obligatorio de bata blanca 100% algodón, de manga larga, sin dobleces en las mangas, limpia y correctamente abotonada.

2. Todos sin excepción deben portar calzado cerrado, queda prohibido el uso de huaraches, sandalias, o zapatos que no cubran totalmente los pies.

3. Todos sin excepción deben mantener el cabello recogido, no usar accesorios de joyería. No se permitirá la entrada a las personas que vistan falda, pantalón corto o bermudas.

4. Queda estrictamente prohibido fumar, ingerir alimentos y/o bebidas, usar cualquier aparato de comunicación, introducir y/o utilizar cualquier material no contemplado en la práctica.

Del desarrollo de prácticas en el laboratorio

1. Los laboratorios, así como el equipo y materiales, son una herramienta del proceso enseñanza-aprendizaje, por lo que su uso será exclusivamente para fines académicos según los planes y programas de estudio vigentes; por lo tanto, cualquier otro uso que se les pretenda dar deberá ser autorizado por la Coordinación de Laboratorios y el Director del Departamento Académico que corresponda, o en su caso por el Rector del Campus.

2. El docente deberá solicitar al responsable del almacén el material, equipo y reactivos con al menos 7 días de anticipación al desarrollo de la práctica.

3. El docente de la asignatura es el responsable de la disciplina de los estudiantes y el buen uso de las instalaciones, equipo y materiales que se utilicen durante la realización de las prácticas.

4. Las prácticas siempre deberán realizarse bajo la supervisión del profesor, por lo que queda estrictamente prohibido que un estudiante trabaje sin supervisión docente en cualquier laboratorio.

5. Los estudiantes son los responsables de revisar las condiciones de las instalaciones antes de iniciar la práctica, y deberán entregarla en las condiciones en las que la recibieron. En caso de encontrar alguna anomalía al inicio de la sesión, deberán reportarla inmediatamente a la persona encargada del área, de lo contrario serán responsables de los desperfectos no reportados.

6. El préstamo de materiales y equipos se hará durante los primeros 30 minutos del horario establecido para la realización de la práctica. La solicitud de los materiales se debe realizar con la entrega de una credencial vigente y el llenado del vale correspondiente. Es obligación del solicitante revisar las

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condiciones y estado del equipo o material que recibe, ya que de existir daños o desperfectos no reportados con oportunidad, será su responsabilidad cubrir el costo que esto implique.

7. El área y mesas de trabajo deberán mantenerse en orden, despejada de objetos que obstaculicen las prácticas, la libre circulación o que puedan provocar algún accidente.

8. Queda estrictamente prohibido tirar los desechos en las tarjas. Los desechos se deben tirar en los recipientes dispuestos para cada tipo de sustancia, si es necesario el usuario debe de consultar con el docente o encargado del área, el lugar apropiado para depositar los desechos.

9. Queda estrictamente prohibido que los estudiantes ingresen al almacén de cualquier laboratorio, las únicas personas autorizadas son el docente y el auxiliar de laboratorio.

10. La devolución del material se debe realizar 15 minutos antes del término del horario de la práctica, y es deber de los estudiantes entregarlo limpio y bajo las mismas condiciones que le fue proporcionado.

11. Los usuarios de los diferentes laboratorios que causen daños o desperfectos a los equipos, materiales y/o instalaciones, deberán cubrir el importe o la sustitución de los mismos, en el plazo que le sea señalado por la Coordinación del Laboratorios bajo el reglamento establecido por la universidad.

12. En el caso de que no se cumpliera en tiempo y forma con la reparación del daño, será motivo de suspensión temporal o permanente del uso del laboratorio y se hará acreedor a las sanciones que correspondientes.

13. Los estudiantes deberán reportar de manera inmediata cualquier infracción a las reglas de seguridad e higiene establecidas, así como cualquier incidente que se llegara a presentar por insignificante que parezca.

14. Los estudiantes y/o académicos que requieran hacer uso de los laboratorios, equipos y materiales en un horario extra clase, deberán llenar una solicitud de préstamo por lo menos con 24 horas antes de la práctica, y quedarán sujetos a la disponibilidad de los espacios de laboratorios.

De lo general

1. El personal de Laboratorios es responsables directo de mantener el orden y la disciplina de los espacios de laboratorios cuando no se esté realizando ninguna actividad por parte de docentes y estudiantes.

2. El usuario que no cumpla con las normas que rigen el presente reglamento será puesto a disposición de la Coordinación del nivel o programa al que pertenezca, quien de ser necesario dictará la sanción disciplinaria que procede.

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3. Los casos no previstos en el presente reglamento serán resueltos por la Coordinación de Laboratorios, Coordinador Académico y/o autoridad competente conforme a los reglamentos institucionales.

***El desconocimiento de este reglamento no exime al alumno de cualquier sanción que pudiera ser aplicable y no se efectuara préstamo alguno a

quien no cumpla con los requisitos***

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Seguridad en el laboratorio

ASÍ SÍ

Se usan bata cerrada, lentes de seguridad y pantalones.

Se usan zapatos bajos de piel y cerrados.

Se usa el pelo recogido y, cuando sea necesario, se usarán guantes.

ASÍ NO

No se ingieren bebidas ni se enciende fuego dentro del laboratorio.

Tampoco se usa falda ni zapatos

descubiertos (sandalias o flats).

No se ingieren alimentos ni se usa el

pelo suelto.

No se usan jamás zapatos de tacón.

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UNIVERSIDAD DEL VALLE DE MÉXICO Escuela de Ciencias de la Salud Materia: Química Orgánica 1

Practica No. 1 Punto de fusión y calibración de un equipo Fisher-

Johns.

Carrera: Químico Farmacéutico Biotecnólogo

Que el estudiante aprenda la manera en la que se calibra un equipode Fischer-Johns para corregir en lo sucesivo las mediciones del punto de fusión de las sustancias sólidas cristalinas.

o Benzofenona (p. f. = 49 °C) o Vainillina (p. f. = 82 °C) o Ácido benzoico (p. f. = 123 °C) o Benzoina (p. f. = 136 °C)

• Aparato de Fisher-Johns • Cubreobjetos

1) PROCESO DE LA LECTURA DEL PUNTO DE FUSIÓN Se te proporcionarán cuatro sustancias puras a las que deberás determinar el punto de fusión en un aparato de Fisher-Johns (Figura 1). De cada una de ellas colocarás unos cuantos cristales sobre un cubreobjetos de forma redonda (dos muestras por cubreobjetos para iniciar, aunque con la práctica podrás más adelante colocar tres y hasta cuatro muestras). Es importante que los cristales de cada muestra queden lo suficientemente separados de los de las demás para que no se mezclen en el momento de fundirse. Cada cubreobjetos con las dos muestras se deberá cubrir con un segundo cubreobjetos, como si se tratase de un sándwich. Coloca cuidadosamente este ensamble sobre la platina del equipo (Figura 2) e inicia el calentamiento. La velocidad óptima de calentamiento que

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debe usarse en el reóstato del aparato (la cual se obtiene multiplicando por 0.4 el punto de fusión de cada muestra) inicialmente debe ser la asociada para la sustancia con el menor punto de fusión; al fundir ésta, deberá girarse el reóstato hacia la velocidad calculada para la siguiente sustancia en fundir. Sigue cuidadosamente el comportamiento de las muestras con la lupa del equipo.

Reóstato

Platina

APARATO DE FISHER-JOHNS.

COLOCACIÓN DE LA MUESTRA SOBRE LA PLATINA. Debe leerse en el equipo la temperatura a la cual los cristales de la muestra inician la fusión y a la que concluyen. Por ello, es importante colocar sólo unos cuantos,

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ya que de otra manera el intervalo en el que funde la sustancia se hace largo y carece de calidad para realizar los cálculos. Para montar el siguiente grupo de muestras deberá permitir que el equipo se enfríe lo suficiente para evitar una quemadura. Puedes acelerar este proceso colocando sobre la platina una moneda perfectamente seca previamente enfriada con hielo. Luego de un momento puedes removerla y colocar otra hasta que la temperatura haya descendido lo suficiente.

1) MANEJO DE LOS DATOS Al finalizar las lecturas contarás contar con cuatro parejas de datos, cada una conformada por el punto de fusión descrito en la literatura y el que acaba de determinar. En el caso de este último, si la sustancia fundió en un intervalo (de preferencia con sólo tres grados de diferencia como máximo), tomarás el valor medio. Construye entonces una curva de calibración (que no es necesario representar) con la que te será posible determinar el punto de fusión corregido de una sustancia problema, así como la desviación estándar o incertidumbre Sm asociada a esta medición. Para conseguir esto, deberás extraer de la curva de calibración algunos valores o parámetros matemáticos por medio de una regresión lineal auxiliándose de una plantilla de Excel como la que se muestra en la Figura 3.

PLANTILLA PARA DETERMINAR EL PUNTO DE FUSIÓN CORREGIDO DE UNA SUSTANCIA PROBLEMA Y LA DESVIACIÓN ESTÁNDAR O INCERTIDUMBRE DE LA MEDICIÓN.

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El valor del punto de fusión corregido se obtiene como sigue:

En las celdas A4-A7 coloca el nombre de las sustancias que utilizará como patrones o estándares para construir la curva de calibración.

En las celdas B4-B7 (que representarán los valores que irán en el eje de las “x” de la curva) inserta los valores de los Puntos de fusión descritos en la literatura correspondientes a cada sustancia.

En las celdas C4-C7 inserta los valores de los Puntos de fusión experimentales (o su promedio) que irás midiendo en tu aparato de Fisher-Johns (estos serán los valores que irán en el eje de las “y”).

En la casilla C8 coloca el valor del punto de fusión experimental de la muestra desconocida o problema. Éste será el valor que se corregirá.

Determina el valor de la pendiente m de la curva de calibración que se construye con las cuatro parejas de datos B4-B7/C4-C7. Para ello, escribe en la celda C10 el comando =PENDIENTE(C4:C7,B4:B7).

Determina la ordenada al origen de la curva, insertando su valor en la celda C11 con el comando =INTERSECCION.EJE(C4:C7,B4:B7). Este valor puede ser negativo o positivo, pero debe aproximarse a cero.

Determina el coeficiente de correlación de la curva R2 utilizando el comando =COEFICIENTE.R2(C4:C7,B4:B7) e insértalo en la casilla C12. Con ello, podrás tener una idea clara de la linealidad de la curva.

Finalmente, calcula el valor del punto de fusión corregido y asienta su valor en la celda C14 mediante =(C8-C11)/C10.

Para la determinación de Sm haz lo siguiente:

Determina el número de mediciones de parejas de datos N e inserte su valor en la casilla F3. En este caso, emplearemos =CONTAR(C4:C7).

Inserta en la casilla F4 el número M de veces que has realizado cada medición. Así por ejemplo, si sólo has realizado una vez la medición del punto de fusión de cada sustancia, M valdrá 1; si las mediciones las has realizado por duplicado, entonces M = 2.

Inserta nuevamente el valor de la pendiente en la casilla F5, donde puedes escribir =C10.

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Coloca en la casilla F6 el valor del promedio de los valores de las “y”, los cuales corresponden a los valores de puntos de fusión experimentales. Haz esto con el comando =PROMEDIO(C4:C7).

Realiza la siguiente operación en la casilla F7: =F3*VARP(B4:B7).

En F8 coloca el error típico de las parejas de datos. Coloca allí el comando =ERROR.TIPICO.XY(C4:C7,B4:B7).

Calcula la desviación estándar de la medición Sm insertando en F9 la instrucción =F8/F5*RAIZ(1/F4+1/F3+(C8-F6)/(F5*F5*F7)).

Finalmente, reproduce este mismo valor en la E14 para que su plantilla tenga un aspecto claro usando =F9.

o ¿De que manera se puede establecer mediante un aparato de Fisher-Johns que un sólido cristalino se encuentra puro?

o Define el concepto de punto de fusión corregido y por qué es deseable determinarlo.

o ¿Qué es una curva de calibración? o ¿Qué representa la desviación estándar? o ¿Por qué razón cada compuesto requiere de una diferente velocidad de

calentamiento en la platina? o ¿Por qué el intervalo de temperaturas medidas para el punto de fusión no debe

exceder los 2 °C (extraordinariamente los 4 °C)? a) ¿Qué cuidados debe tener la platina de un aparato de Fisher-Johns?

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Practica No. 2 Técnicas de recristalización


Que el estudiante conozca y domine la técnica de la recristalización para que, en lo sucesivo, pueda purificar compuestos cristalinos sólidos.

1 probeta graduada de 100 mL 1 embudo de vidrio 1 matraz Kitasato con manguera 1 embudo Büchner con empaque de hule 1 agitador de vidrio 1 parrilla 2 vasos de precipitados de 100 mL 2 matraces Erlenmeyer de 125 mL 5 tubos de ensayo de 10 mL 2 pipetas de 5 mL 1 espátula 1 charola de pesado

1 vaso de precipitados de 400 mL 1 pinza de tres dedos con nuez 1 gradilla 1 vaso de precipitados de 400 mL hexano acetato de etilo acetona etanol carbón activado dibenzalacetona impura 3,5-dicarbetoxi-4-fenil-2,5-dimetil-1,4-dihidropiridina impura

1) DISOLVENTE IDEAL Añade en sendos tubos de ensaye una pequeña cantidad de la muestra a recristalizar (una “punta de espátula”), en este caso dibenzalacetona impiura, y 1 mL de cada uno de los disolventes. Si no se disuelve, añade otros 2 mL. Los disolventes que sean capaces de disolver a la muestra a temperatura ambiente

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(en frío) se descartan y se continúa el trabajo con los restantes. Se adiciona a éstos una perla de vidrio para controlar la ebullición y se calientan los tubos restantes. Ahora serán descartados los tubos donde la muestra no se disuelva en caliente. A los tubos restantes de este segundo filtro se les enfría con hielo y se observa. Los disolventes que califiquen como ideales serán aquéllos de este último grupo en los que se puedan reconstituir cristales de la muestra al enfriarla. 2) RECRISTALIZACIÓN SIMPLE

Pesa 1 g de dibenzalacetona impura y colócala en un matraz Erlenmeyer. Agrega 20 mL del disolvente ideal, ADICIONA PERLAS PARA CONTROLAR LA EBULLICIÓN y calienta el sistema hasta que comience a hervir. Si la muestra no se disuelve con el disolvente a ebullición, adiciona un poco más de disolvente, NO DEJES PASAR EL TIEMPO. Una vez disuelta la muestra, filtra por gravedad en caliente (Figura 4) Recibe el filtrado en un matraz o en un vaso de precipitados, deja que se enfríen las aguas madres a temperatura ambiente y luego en un baño de hielo hasta la completa formación de cristales (para inducir la cristalización, puedes raspar las paredes del matraz). Filtra al vacío los cristales obtenidos a través de un embudo Büchner montado en un matra Kitasato (Figura 5), pésalos y calcula el rendimiento (masa de los cristales obtenidos x 100 % / 1 g).

PARA FILTRAR EN CALIENTE, DOBLA EL PAPEL FILTRO

COMO SE INDICA EN (1) – (4), COLÓCALO EN UN ANILLO METÁLICO O SOBRE UNAS PINZAS (CENTRO) Y VIERTE EN ÉL LA SOLUCIÓN LA SOLUCIÓN EN CALIENTE AYUDÁNDOTE DE UNA VARILLA DE VIDRIO; EL DISOLVENTE PASARÁ MÁS RÁPIDO SI HACES DOBLECES ADICIONALES SOBRE EL PAPEL (A LA DERECHA). NO OLVIDES CALENTAR PREVIAMENTE EL VÁSTAGO DEL EMBUDO ANTES DE FILTRAR A TRAVÉS DE UN EMBUDO DE VIDRIO.

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3) RECRISTALIZACIÓN SIMPLE EMPLEANDO CARBÓN ACTIVADO

Repite el procedimiento anterior, sólo que ahora tras la adición de la muestra agrega además una punta de espátula de carbón activado. NUNCA LO AGREGUES CUANDO EL DISOLVENTE SE ENCUENTRE A EBULLICIÓN, YA QUE OCASIONARÍA PROYECCIONES.

4) RECRISTALIZACIÓN POR PAR DE DISOLVENTES

Para la muestras de 3,5-dicarbetoxi-4-fenil-2,5-dimetil-1,4-dihidropiridina impura repite el procedimiento anterior con los tubos de ensaye, seleccionando ahora dos disolventes: uno que sea capaz de disolver en frío a tu sustancia problema y otro que no la disuelva en caliente con la condición de que ambos presenten miscibilidad. Una vez que hayas determinado esto, disuelve en una cantidad mínima (20 mL) a tu sustancia en el disolvente en

el que es soluble, adiciona perlas de ebulición y calienta la solución hasta hacerla entrar en ebullición. Adiciona ahora el disolvente en el que es insoluble en pequeñas porciones manteniendo la ebullición; esta adición concluye cuando se genera una turbidez permanente, tras de lo cual deberás adicionar la menor cantidad del primer disolvente. Al redisolverlo todo, retira el calentamiento y permite que el sistema se enfríe. Puedes usar nuevamente hielo.

o ¿Que diferencia hay entre compuestos sólidos cristalinos y no cristalinos? o ¿Qué ocurre con las moléculas de un sólido en el punto de fusión? o ¿En que consiste el fenómeno de la adsorción? o Señala las características que debe cumplir un disolvente ideal en

recristalización simple. o ¿En qué te fundamentas para afirmar que un compuesto se encuentra

ahora de forma pura? o Señala las características que deben cumplir los dos disolventes empleados

en la técnica de recristalización por par de disolventes.

DISPOSICIÓN DEL EMBUDO

BÜCHNER Y DEL MATRAZ KITASATO PARA LA FILTRACIÓN AL VACÍO. EL PAPEL DEBERÁ CORTARSE DE TAL MANERA QUE SOLO CUBRA LOS ORIFICIOS Y NO SE FRUNZA.

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Practica No. 3 Destilación fraccionada de bebidas alcohólicas


Que el estudiante conozca un proceso de purificación para una mezcla de líquidos utilizando el concepto de punto de ebullición para que, en lo sucesivo, elija la técnica más adecuada para sus fines (destilación simple o fraccionada).

1 matraz bola de 100 mL 1 cabeza o T de destilación 1 portatermómetros 1 termómetro 1 refrigerante 1 probeta de 100 mL 2 soporte universales 2 pinzas de tres dedos con nuez

1 refrigerante de aire 3 vasos de precipitado de 50 mL 1 parrilla de calentamiento 3 perlas de ebullición 3 pinzas de tres dedos con nuez 50 mL de una bebida alcohólica Lana de vidrio

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1 matraz bola de 100 mL 1 cabeza o T de destilación 1 portatermómetros 1 termómetro 1 refrigerante 1 probeta de 100 mL 2 soporte universales 2 pinzas de tres dedos con nuez

1 refrigerante de aire 3 vasos de precipitado de 50 mL 1 parrilla de calentamiento 3 perlas de ebullición 3 pinzas de tres dedos con nuez 50 mL de una bebida alcohólica Lana de vidrio

Ensambla un equipo como el que se ilustra. Si se te propociona tubo para

columna rectificadora, empácala con lana de vidrio USANDO PINZAS. Adiciona 50 mL de la bebida alcohólica a destilar en el matraz bola y no olvides adicionar perlas de ebullición. Llena tu refrigerante con agua e inicia el calentamiento de la bebida alcohólica (solo llénalo; no hagas circular agua hasta que se inicie el proceso de destilación, esto es, hasta que caiga la primera gota del líquido a destilar). Coloca un vaso de precipitados a la salida del refrigerante para colectar el destilado. Descarta los primeros mililitros de líquido en lo que se alcanza una temperatura constante de destitación (a esta primera fracción se le denomina cabeza). Colecta todo el destitado que salga con punto de ebullición constante (el mismo puede variar por corrientes de aire entre 2 y 3 °C), el cual contendrá el componente puro que deseamos destilar (cuerpo), que en este caso será etanol (p. e. = 70 °C en la ciudad de México). Suspende la colecta de esta fracción cuando la temperatura varíe abruptamente o cuando observes que cesa la destilación colocando un tercer vaso. El líquido remanente en el matraz será la cola. Realiza una prueba organoléptica del destilado para constatar que se trata de etanol; confirma esto vertiendo unas cuantas gotas sobre la mesa de acero inoxidable y cuidadosamente inflámalas con un cerillo (NO CON ENCENDEDOR).

o ¿Qué es la presión de vapor y cómo influye en el fenómeno de la ebullición

de un líquido? o ¿Cuál es la diferencia entre la destilación simple y la fraccionada? o ¿Qué es un azeótropo?

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o ¿Qué contiene una bebida alcohólica además de etanol? o ¿Qué son los grados Gay-Lussac y como se calculan? o ¿Por qué es importante la destilación como operación unitaria? o ¿Qué pruebas químicas realizarías para corroborar que lo que se obtiene

es etanol? o ¿Qué evidencias experimentales sustentan que efectivamente se ha

obtenido el producto? o ¿Cuál es la función de las perlas de ebullición?

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Practica No. 4 Extracción por calentamiento a reflujo y

destilación a presión reducida


Aislar el aceite esencial de un producto natural utilizando la técnica de reflujo.

1 refrigerante con mangueras 1 matraz bola de 100 mL 1 probeta de 100 mL 3 vasos de precipitado de 50 mL 1 parrilla de calentamiento con agitación magnética

1 barra de agitación 1 matraz Erlenmeyer de 125 mL 50 mL de acetato de etilo sulfato de sódio anhidro material vegetal

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Adiciona a un matraz bola de 100 mL el material orgánico del cual extraerás su aceite esencial, una barra de agitación magnética y 25 mL de acetato de etilo. Ensambla el matraz con un refrigerante en posición de reflujo como se indica en la figura del equipo a ensamblar. Calienta a reflujo durante 30 minutos (el tiempo de reflujo se contabiliza a partir de que cae la primera gota de disolvente condensado). Pasado este tiempo, desmonta el equipo, decanta el extracto obtenido (macerado) para remover el material vegetal y viértelo en un matraz Erlenmeyer de 125 mL. Agrega sulfato de sodio anhidro hasta haber secado la fase y transfiere el líquido sobrenadante al matraz redondo impio y seco para destilar el disolvente en el rotavapor llevándolo a sequedad. Anota las características del residuo obtenido con esta operación. Opcional: efectúa esta operación de extracción montando un equipo Soxhlet como se indica en la Figura 6.

o Describe el fundamento de la técnica de extracción a reflujo. o ¿Para que se calientan a reflujo en las reacciones químicas. o ¿De qué otra manera puedo obtener los aceites esenciales de alguna

sustancia? o La figura de abajo muestra un equipo de extracción Soxhlet. Indica

cómo funciona. o ¿Por qué es importante la extracción en la industria química?

DISPOSICIÓN DEL EQUIPO

SOXHLET PARA EXTRACIÓN CONTÍNUA.

24 UNIVERSIDAD DEL VALLE DE MÉXICO Escuela de Ciencias de la Salud Materia: Química Orgánica 1

Practica No. 5 Extracción simple y múltiple


Conocer la técnica de extracción líquido-liquido como método de separación y purificación de sustancias integrantes de una mezcla para emplearla en el tratamiento de las reacciones químicas.

1 embudo de separación de 125 mL 2 pipetas graduadas 4 vasos de precipitado de 100 mL 3 matraces Erlenmeyer de 100 mL 1 Embudo de tallo corto

1 soporte universal 1 anillo metálico Sulfato de sodio anhidro Yodo metálico Yoduro de potasio Bisulfito de sodio

1) EXTRACCIÓN SIMPLE Coloca en un embudo de separación con la llave cerrada 10 mL de solución yodo-yodurada (esta solución se prepara adicionando unos cuantos cristales de yodo a 50 mL de agua y el yoduro de potasio suficiente hasta su disolución) y 45 mL de acetato de etilo. Coloca el tapón y toma el embudo como se indica en la Figura 7 permitiendo que se libere presión del sistema girando la llave (operación de purgado), tras de lo cual el sistema

DISPOSICIÓN CORRECTA PARA

TOMAR EL EMBUDO DE SEPARACIÓN.

25 se vuelve a cerrar. NO DIRIJAS LA SALIDA DE VAPORES HACIA TU CARA O A LA DE CUALQUIER COMPAÑERO. Mantén el embudo tomado con ambas manos en la misma disposición y agita vigorosamente la mezcla durante tres minutos, purgando el sistema de cuando en cuando. Coloca el embudo en posición vertical sobre un anillo de hierro, retira el tapón y permite que las fases se separen. Cuando esto ocurra, coloca un matraz Erlenmeyer a la salida del embudo y abre la llave para disponer en él la fase inferior. RECUERDA SIEMPRE RETIRAR EL TAPÓN. A continuación coloca un segundo matraz y agrega en él la fase superior. Es importante que no viertas al drenaje los residuos. 2) EXTRACCIÓN MÚLTIPLE Repite la operación anterior pero adicionando el acetato de etilo en tres porciones de 15 mL. Colecta todos los extractos de acetato de etilo y compara la intensidad de color de éste con el extracto de la operación anterior. También compara la coloración de las fases acuosas.

o Indica cómo influye la polaridad en las operaciones de extracción líquido-líquido.

o ¿Qué define la constante de partición? o ¿En que consiste el fenómeno de la adsorción? o ¿En qué consiste el proceso de purgado? o ¿Por qué debe removerse el tapón del embudo de separación al

momento de vaciar éste?


Practica No. 6 Extracción con disolventes activos


Hacer uso de las propiedades ácido-base de los grupos funcionales de diversas sustancias para manipular su solubilidad en diversos disolventes con el objeto de poder separarlos de mezclas complejas.

1 rotavapor 1 embudo de separación de 125 mL 2 pipetas graduadas 4 vasos de precipitado de 100 mL 3 matraces Erlenmeyer de 100 mL 1 embudo Büchner con alargadera 1 matraz Kitasato con manguera

1 Embudo de tallo corto 1 Parrilla de calentamiento Sulfato de sodio anhidro Acido benzoico Piridina Ácido clorhídrico Hidróxido de sodio Naftaleno

Disuelve 0.5 gramos de ácido benzoico, 0.5 g naftaleno y 0.5 mL de piridina en 25 mL de acetato de etilo. Coloca esta mezcla en un embudo de separación. Extrae dos veces con porciones sucesivas de 10 mL de HCl 6 M. Colecta los extractos acuosos en un matraz y márcalo con una A. Vuelva a extraer la fase orgánica ahora con dos porciones sucesivas de 10 mL cada una de una solución acuosa de NaOH 3 M. Colecta estos extractos acuosos en un matraz marcado como B. Finalmente, pasa la fase orgánica a un matraz Erlenmeyer y sécala con de sulfato de sodio anhidro (éste será el matraz C). Neutraliza las soluciones acuosas A y B con HCl 6 M o NaOH 6 M según se requiera, enfría exteriormente con hielo y filtra al vacío cada uno de los sólidos recuperados de A y B. Evapora en la campana de

27 extracción una pequeña muestra del matraz C y observa. Pesa los residuos recuperados de las fases A y B y calcula el rendimiento.

¡ Reacciones ácido-base que tuvieron lugar en la práctica. ¡ Concepto de ácidos y bases conjugadas. ¡ Constante de reparto, de partición o de distribución


Practica No. 7 Cromatografía en capa delgada.


Conocer la técnica de cromatografía en capa delgada, sus características, la relación que existe entre la polaridad de las sustancias que se analizan y la de los eluyentes utilizados para emplearla como criterio de pureza e identificación de sustancias.

1 vaso de precipitados de 100 mL 2 probetas de 25 mL 1 espátula 1 tubo capilar 1 vidrio de reloj Navaja de un solo filo Regla metálica Cromatofolio para CCD Lámpara de luz UV

Yodo Acetona Acetato de etilo Hexano Metanol Ácido benzoico Benzaldehído 2,4-dinitrofenilhidrazina, Benzofenona Benzoina

1) PREPARACIÓN DE CAPILARES

Para aplicar las soluciones a las cromatoplacas harás uso de tubos de aplicación capilares, que previamente deben ser estirados en la flama del mechero (flama pequeña), con el fin de que tengan el diámetro adecuado (Figura 8).

PREPARACIÓN DE

CAPILARES.

29 B) PREPARACIÓN DE LAS PLACAS

CROMATOGRÁFICAS

Traza con un lápiz suave sobre la superficie de sílice de un cromatofolio una línea a 5-7 mm de uno de los lados, evitando tocarla con las manos. El objetivo es obtener cuatro placas cromatográficas de 5 x 5 cm de lado con su línea a lápiz a 5-7 mm en uno de sus extremos (Figura 9), así que realiza un corte con navaja de un solo filo y una regla metálica de la placa a 5 cm del lado donde trazó la línea para obtener primero una tira de 20 x 5 cm (las placas miden 20 x 20 cm) y luego divide ésta en cuatro. Sobre la línea de cada pequeña placa traza con lápiz cuidadosamente 5 pequeñas marcas. Cada uno de estos puntos señalará el lugar donde depositará las muestras a ser evaluadas cromatográficamente con la ayuda de un capilar.

C) ELUCIÓN DE CROMATOPLACAS

En una placa colocarás con el capilar correspondiente muestras de ácido benzoico, benzaldehído, 2,4-dinitrofenilhidrazina, benzofenona y benzoina. Cada equipo trabajará con un diferente disolvente, a saber: mezcla hexano/acetato de etilo 9:1, mezcla hexano/acetato de etilo 5:5, mezcla hexano/acetato de etilo 2:8, acetona y metanol. Coloca la placa cromatográfica dentro del frasco de elución que ya contenga al eluyente (el nivel del mismo NUNCA deberá de tocar las muestras adsorbidas sobre la placa cromatográfica). Cierra el frasco y sin

CROMATOPLACA DE 5 X 5 CM.

ASPECTO DE LA

CROMATOPLACA SIENDO ELUIDA.

30 moverlo observa la ascensión del eluyente (Figura 10). Al llegar éste a 2 mm del extremo superior retira la placa del frasco, marca con un lápiz la altura alcanzada por el eluyente y traza las manchas que se observen con una lámpara de UV. Determina el Rf de cada componente (Figura 11).

DETERMINACIÓN DEL RF DEL ELUATO.

c) La CCD como criterio de pureza Se te proporcionarán dos sustancias las cuales analizarás por CCD. Una de ellas se encuentra impura y la otra se supone purificada. Analiza cuidadosamente ambas mediante esta técnica colocando en una placa de 2 cm de ancho una muestra de cada una de ambas sustancias. Inicia el análisis con una mezcla hexano/acetato de etilo 9:1.

¡ ¿Cómo se elige el eluyente para cromatografía en capa fina?

31 ¡ ¿Por qué se dice que la cromatografía en capa delgada es un criterio

parcial y no total de identificación? ¡ ¿Qué es el Rf y cómo se mide? ¡ ¿Cómo influye la polaridad del eluyente en el Rf de las sustancias? ¡ ¿Cuál será el resultado de los siguientes errores en cromatografía en

capa delgada? 1. Aplicación de solución muy concentrada. 2. Utilizar eluyente de alta polaridad. 3. Emplear gran cantidad de eluyente en la cámara de cromatografía. 4. El valor del Rf ¿depende del eluyente utilizado?


Practica No. 8 Cromatografía en columna.


Conocer la técnica de cromatografía en columna para que el estudiante pueda llevar a cabo separaciones de compuestos que conformen una mezcla o que se hallen impuros.

1 bureta de 100 mL 1 probeta de 100 mL 2 embudos de vidrio 1 espátula 1 tubo capilar 1 vaso de precipitados de 10 mL 1 vaso de precipitados de 250 mL 1 vidrio de reloj que cubra la boca del vaso de precipitado 1 navaja de un solo filo 1 regla metálica 1 cromatofolio para CCD 6 matraces Erlenmeyer de 25 mL 1 pipeta graduada de 10 mL con jeringa

1 pinzas para bureta 1 soporte universal 1 pipeta graduada de 10 mL con jeringa 1 mortero con pistilo 1 Lámpara de luz UV Silica gel para columna cromatgráfica Pastilla de paracetamol de 500 mg Acetato de etilo Hexano

Tritura una pastilla de paracetamol en un mortero hasta que se reduzca a un polvo fino, adiciona 12 mL de acetato de etilo y agita vigorosamente con una espátula durante 3 minutos. Mientras eso ocurre, coloca un trozo pequeño de algodón en una bureta, justo por encima de la llave. Adiciona EN LA CAMPANA DE EXTRACCIÓN

33 PARA EVITAR ASPIRARLA 6 gramos de gel de sílice para columnas. Ya que la columna ha sido montada, adiciona 3 mL del extracto de paracetamol recién preparado sin polvo del excipiente y adiciónalo a la parte superior de la columna (Figura 12). Adiciona acetato de etilo y colecta cinco fracciones de 20 mL en matraces diferentes. Sigue su contenido corriendo placas cromatográficas de cada una de ellas hasta que deje de salir el producto.

REPRESENTACIÓN DEL ASPECTO DE LA COLUMNA CROMATOGRÁFICA.

¡ Fundamento de la separación cromatográfica. ¡ ¿Qué es la fase estacionaria y fase móvil? ¡ ¿Qué es el eluyente y el eluato?. ¡ ¿Cuál es la diferencia entre una placa cromatográfica analítica y una

preparativa? ¡ ¿A qué se refieren los términos de separación cromatográfica en fase

normal y en fase inversa (o reversa)? ¡ ¿Cómo influye la polaridad de una sustancia en cromatografía?

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Practica No. 9 Actividad óptica.


Que el estudiante conozca los principios básicos mediante los cuales opera un polarímetro para que pueda emplearlos en su trabajo profesional al trabajar con sustancias quirales.

2 vasos de precipitado de 100 mL 1 varilla de vidrio 1 probeta de 25 mL 1 pipeta de 10 mL 1 espátula

1 polarímetro con celdas 1 flexómetro Sacarosa Fructosa

Adiciona a una celda del polarímetro (Figura a) agua destilada, insértala en el aparato, enciende la lámpara y ajusta a la celda móvil en la posición en la que se permita el mayor paso luz posible (Figuras b - c). Luego de esto, remueve la celda, desecha el agua destilada y prepara una solución de 12 g de sacarosa en 25 mL de agua destilada. Adiciona ésta a la celda limpia, introdúcela nuevamente en el polarímetro y rota ahora la lente móvil hasta que percibas de nueva cuenta la mayor cantidad de luz proveniente de la lámpara. Determina

35 sobre la carcasa la distancia L (el arco, Figura d) correspondiente al desplazamiento que ha sufrido el lente móvil desde la posición que guardaba cuando se hizo la medición con agua destilada. Al finalizar esta medición, extrae la celda y realiza dos mediciones más con la solución de azúcar diluida 1:2 y 1:4 (esto es, diluye la solución de sacarosa a la mitad dos veces). Cada que cambias de solución, asegúrate de lavar perfectamente con agua destilada la celda.

Determina con la siguiente ecuación la rotación específica 𝛼 ! de la sacarosa.

𝛼 ! = 360° ∙ L

2𝜋 ∙ 𝑟 ∙ 𝑐 ∙ 𝑙

donde L = longitud del arco en mm medido con el flexómetro donde se alcanzó nuevamente la máxima intensidad de luz; r = radio externo de la sección transversal del tubo de PVC = 37.5 mm; c = concentración del azúcar, en g/mL; l = longitud de trayectoria de la celda = 2 dm; T = temperatura a la que fueron hechas las mediciones. Repite las mediciones anteriores empleando ahora D-fructosa, haciendo uso de una solución primaria de este compuesto concentración también de 12 g en 25 mL de agua destilada.

¡ ¿Qué es la rotación especifica? ¡ ¿Qué es α y cual es su diferencia con respesto a 𝛼 !

!? ¡ ¿Es la rotación específica una propiedad extensiva o intensiva? ¡ ¿Cómo puede diferenciarse un compuesto levógiro de uno dextrógiro? ¡ Desarrolla una explicación acerca del polarímetro y sus partes. ¡ ¿Qué es la luz polarizada en un plano? ¡ ¿Qué tipo de compuestos son los únicos capaces de poseer propiedades quirópticas, como la rotación específica? ¡ Las soluciones contienen azucares. ¿Pueden desecharse directamente al drenaje?

Este protocolo fue desarrollado en las por los estudiantes de la carrera de QFBT Adriana Katushka Ceballos, César Cuéllar, Luis Escudero, Francisco Galván,

36 Abigaíl Hernández, Arath López, Dalia Márquez, Daniel Ochoa, Ana Ordaz, María F. Ortíz, Ana Osorio, Manuel Santos, Andrés Valdez, Julián Vargas, Junior Velázquez y Marco A. Vivero.


Practica No. 10 Inversión de la sacarosa.


Conocer la técnica de cromatografía en columna para que el estudiante pueda llevar a cabo separaciones de compuestos que conformen una mezcla o que se hallen impuros.

2 vasos de precipitado de 100 mL 1 barra de agitación magnética 1 agitador magnético 1 probeta de 25 mL 1 pipeta volumétrica de 20 mL 1 espátula

1 polarímetro con celdas 1 flexómetro Sacarosa Ácido clorhídrico

Prepara en un vaso de precipitados de 100 mL una solución de 12 g de sacarosa en 25 mL de agua destilada y realiza una medición de L de ésta en el polarímetro siguiendo el mismo protocolo de la práctica anterior. A continuación, regresa ésta al vaso de precipitados y adiciona 5 mL de ácido clorhídrico concentrado. Permite que el sistema se agite y realiza determinaciones en el polarímetro de la rotación observada cada 15 minutos. Asegúrate de que la celda esté bien llena con la solución cada que haces la medición; una vez hecha ésta, devuelve la solución al vaso de precipitados para que la agitación continúe y lava perfectamente la celda con agua destilada. Mide sobre la carcasa el arco L y anota tus resultados. Prepara una gráfica de α contra tiempo empleando la ecuación

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𝛼 = 360° ∙ L2𝜋 ∙ 𝑟

¡ ¿Por qué razón observas un cambio en el valor de α original? ¡ ¿Qué tipo de reacción es la que está teniendo lugar? ¡ ¿Cuál es el papel del ácido clorhídrico en esta práctica?

Este protocolo fue desarrollado en las por los estudiantes de la carrera de QFBT Ana María Alegre Vázquez, Antonio Cuenca Rojo, Virginia Cuevas Ayala, Luis Alberto Hernández Chávez, Joselin Denisse Hernández Ortíz, Enrique Adrián Lugo Hernández, Mariana Martínez Parrilla, Daniel Pérez Tagle Gamboa, Luis Enrique Popo González y Carla Lorena Sánchez Rodríguez.

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Practica No. 11 Reacciones de combustión.


Hacer uso de los conocimientos acerca de la relación que hay entre la estructura de las moléculas orgánicas y sus propiedades físicas para interpretar adecuadamente el tipo de flama que se desarrolla al incinerar una ompuesto orgánico.

2 cápsulas de porcelana Cerillos Hexano Etanol

Propanol Butanol Acetato de etilo Éter Tolueno

Adiciona unos cuantos mL de cada disolvente a una cápsula de porcelana. Colócala dentro de una campana de extracción, enciéndela y acerca a continuación cuidadosamente un cerillo e inflámalo (puedes arrojarlo al interior de la cápsula). Observa la flama y la posible generación de humos. En el caso del tolueno, enfría este exteriormente con hielos antes de incinerar.

¡ ¿En que consiste la reacción de combustión? ¡ ¿Qué induce la generación de humos durante la incineración?

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¡ ¿Por qué razón, en contraste con el hexano, se observó el fenómeno que pudiste apreciar con el tolueno frío?

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