Laporan Praktikum Tetap Biokimia
-
Upload
alfian-firdaus -
Category
Documents
-
view
282 -
download
0
Transcript of Laporan Praktikum Tetap Biokimia
1
LAPORAN PRAKTIKUM TETAP BIOKIMIA
1. ISOLASI DAN HIDROLISIS KARBOHIDRAT
2. KIMIA LIPIDA
3. UJI SIFAT FISIK DAN KIMIA CAIRAN TUBUH
(AIR LIUR DAN EMPEDU)
4. MENETAPKAN KADDAR KOLESTEROL
OLEH :
LINA YULIANASTUTI
G1A 008 030
PROGRAM STUDI BIOLOGI
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
UNIVERSITAS MATARAM
MATARAM
2010
2
HALAMAN PENGESAHAN
Laporan buokimia ini disahkan oleh:
Koordinator
Lalu Shafwan Hadi ELWathan
G1c 007 013
Co’as Acara 1 Co’as Acara 2
Lady Faerrosa Josman Sahri Yanti
G1C 007 014 G1C 007 35
Co’ as Acara 3 Co’as Acara 4
Mirwan Hazan Aziz Hismawadi
G1C 007 022 G1C 007 10
3
KATA PENGANTAR
Puji syukur kehadirat Allah swt karena berkat rahmat dan hidayah‐Nya laporan tetap
biokimia ini dapat selesai tepat pada waktunya. Laporan tetap biokim ini disusun dari hasil
praktikum yang telah dilakukan setiap minggunya, yang digunakan sebagai syarat mengikuti
respon akhir. Penyusunan laporan tetap ini tidak lepas dari bantuan co. ass baik secara
langsung maupun tidak langsung.
Penulis mengakui bahwa penyusunan laporan tetap ini masih jauh dari kesempurnaan.
Oleh karena itu, diharapkan adanya kritik serta saran yang membangun guna menjadikan
laporan tetap ini dapat menjadi lebih baik lagi. Akhir kata semoga laporan tetap ini dapat
berguna bagi para pembaca.
Desember, 2010
Penulis
4
DAFTAR ISI
Halaman Judul ............................................................................................................................... 1
Halaman pengesahan................................................................................ .................................. 2
Kata Pengantar .............................................................................................................................. 3
Daftar Isi .......................................................................................................................................... 4
Acara I ............................................................................................................................................... 5
Acara II ............................................................................................................................................. 17
Acara III ............................................................................................................................................ 34
Acara IV ............................................................................................................................................ 51
5
ACARA I
ISOLASI DAN HIDROLISIS KARBOHIDRAT
6
ACARA I
ISOLASI DAN HIDROLISIS KARBOHIDRAT
A. PELAKSANAAN PRAKTIKUM
Tujuan : Untuk mengidentifikasi sifat‐sifat umum berbagai jenis karbohidrat,
dengan uji kuantatif (menentukan kadar pati ) dan uji kualitatif
(reaksi peragian, reaksi Molisch, dan reaksi Benedict).
b. Hari, tanggal : Selasa, 17 November 2009
c. Tempat : Laboraturium Kimia Fakultas MIPA Universitas Mataram.
B. LANDASAN TEORI
Karbohidrat adalah senyawa‐ senyawa aldehid atau keton dengan banyak gugus
hidroksil.Senyawa‐senyawa ini menyusun sebagian besar bahan organik di dunia
karena peran multipelnya pada semua bentuk kehidupan. Peran karbohidrat antara lain
sebagai sumber energi,bahan bakar, dan zat antara metabolisme. Pati pada tumbuh‐
tumbuhan dan glikogen pada binatang adalah polisakarida yang dapat dengan cepat di
mobilisasi untuk menghasilkan glukosa, bahan bakar utama untuk pembentukan energi.
ATP,alat tukar energi bebas yang universal,adalah derivat gula terfosforilasi
sebagaimana layaknya koenzim. Gula ribosa dan deoksiribosa membentuk sebagian
besar kerangka struktur RNA dan DNA. Fleksibelitas cincin kedua gula ini penting pada
penyimpanan dan ekspresi informasi ganetik. Karbohidrat berikatan dengan banyak
proten dan lipid, misalnya unit‐unit gula glikoforin,yaitu suatu protein integral
membran yang memberi sel‐sel darah merah satu lapisan anion yang sangat polar.
Selain itu juga polisakarida merupakan elemen struktur dinding sel bakteri dan
tumbuhan, dan rangka luar artropoda (Stryer,2000:463).
Karbohidrat mempunyai rumus empiris CH2O,misalnya rumus molekul glukosa
adalah C6H12O6. Karbohidrat sangat beranekaragam sifatnya,misalnya Sukrosa dan
Fruktosa, keduanya adalah karbohidrat. Salah satu perbedaan utama antara berbagai
7
tipe karbohidrat ialah ukuran molekulnya. Monosakarida (sering disebut gula
sederhana) adalah satuan karbohidrat yang tersederhana,mereka tidak dapat
dihidrolisis menjadi molekul karbohidrat yang lebih kecil.Monosakarida dapat diikat
secara bersama‐sama membentuk dimer trimer dan sebagainya dan akhiirnya polimer.
Dimer‐dimer disebut disakarida. Sukrosa adalah suatu disakarida yang dapat
dihidrolisis menjadi satu satuan glukosa dan satu satuan fruktosa. Monosakarida dan
disakarida larut dalam air dan umumnya terasa manis (Fessenden,1982:319).
Biji‐bijian serta umbi‐umbian pada umumnya mengandung bayak karbohidrat yang
berfungsi sebagai sumber energi.Karbohidrat disimpan dalam bentuk polisakarida
seperti pati dan inulin. Hidrolisis polisakarida dapat menggunakan katalis asam atau
enzim. Pada hidrolisis asam terjadi pemotongan ikatan glikosida secara acak,dengan
membentuk macam‐macam oligosakarida dan akhirnya dikonversi menjadi
glukosa,sedangkan dengan katalis enzim terjadi pemotongan ikatan glikosida secara
teratur sesuai dengan enzim yand di gunakan. Misalnya Amilo pektin dan amilosa
keduanya dihidrolisis oleh enzim amilase yang disekresi oleh kelenjar liur dan pankreas
(Anonim,2009:1).
C. ALAT DAN BAHAN
1. Alat
- Tabung Reaksi
- Penangas Air
- Gelas Ukur
- Pipet
- Penyaring Buchner
- Stopwatch
- Blender
- Penjepit tabung
- Rak tabung
- Kain saring
- Timbangan
- cutter
8
2. Bahan
- Aquades
- Ubi kayu yang sudah diblender
- Alkohol 95 %
- Larutan 20 % suspensi ragi roti
- Larutan buffer fosfat (pH 6,6‐6,8)
- Larutan glukosa
- Larutan 10 % alfa naftol
- H2SO4 pekat
- Reagen Benedict
- isolasi amilum dari ubi kayu
- Kertas saring
D. SKEMA KERJA
1. Isolasi Amilum dari Umbi/Bijibijian.
‐ (+) 200 ml aquades kemudian di blender selama 30 detik, dilakukan beberapa kali.
‐ Disaring residu dengan kain dan larutan yang keruh ditampung dalam gelas ukur 500 ml.
‐ (+) 200 ml aquades dan dikocok
‐ Didekantasi
‐ (+) 200 mL aquadest dan dikocok.
100 gram ubi kayu yang
sudah diparut
Larutan yang jenuh
Larutan yang jenuh Endapan
9
‐ (+) 100 mL alkohol 95%
‐ Disaring dengan kertas saring.
‐ Dikeringkan pada suhu kamar.
2. Reaksi Peragian
‐ Dimasukkan ke tabung reaksi (fermentasi)
‐ Dibiarkan 1 jam + KH
3. Reaksi Molisch
‐ Dimasukkan ke dalam tabung reaksi.
‐ (+) 2 tetes larutan 10% alfa naftol yang masih baru.
‐ Dialirkan 2 mL H2SO4 pekat melalui dinding tabung yang dimiringkan hingga membentuk lapisan di bawah campuran.
Larutan yang jernih Endapan
Pati
5 mL Larutan 20% suspensi ragi roti
5 mL Larutan 20% suspensi ragi roti
2 mL glukosa
Adanya cincin ungu pada batas 2 cairan tersebut
menunjukkan adanya karbohidrat
hasil
10
4. Reaksi Benedict
‐ Dimasukkan ke dalam tabung reaksi
‐ dipanaskan dengan penangas air selama 5 menit
E. HASIL PENGAMATAN
Langkah Kerja Hasil Pengamatan
a. Reaksi peragian 5 ml larutan 20%
suspensi ragi roti + 5 ml buffer fosfat
(pH 6,6‐6,8). Dibiarkan 1 jam + KH
b. Reaksi Molisch
‐ perlakuan terhadap glukosan 5 ml
glukosa +b2 tetes larutan 10%
alfanaftol yang masih baru dan
dicampur, dialirkan perlahan‐lahan 2
ml H2SO4.
‐ perlakuan terhadap fruktosa 5 ml
fruktosa + 2 tetes larutan 10 % alfanaftol
‐ warna larutan putih susu, terdapat 2
lapisan yaitu jernih dan endapan.
‐ pada menit ke 15 mulai terlihat adanya
gelembung CO2hingga 1 jam gelembung
CO2 terlihat semakin jelas. Adanya
gelembung CO2 menunjukkan adanya
reaksi peragian.
‐ Terdapat partikel‐partikel melayang
warna hitam dan terdapat cincin ungu &
lama‐lama akan terasa panas berarti
campuran ini mengandung karbohidrat.
‐ terdapat seperti kotoran yang melayang
5 mL Reagen Benedict
Warna hijau, kuning, merah, orange atau merah bata dan
endapan merah bata menunjukkan reaksi positif.
11
yang masih baru dan dicampurkan,
dialirkan perlahan‐lahan 2 ml H2SO4.
c. Reaksi Benedict
‐ 5 ml reagen benedict + 5 ml larutan
glukosa diletakkan pada tabung dan
dimasukkan dalam penangas air slama
1 mnt.
‐ perlakuan terhadap fruktosa (sama
seperti glukosa)
diatas larutan.
‐ terdapat 2 lapisan atas keruh kehitaman,
bawah bening.
Terdapat cincin warna ungu yang
menandakan adanya karbohidrat.
‐ Wrna benedict biru, glukosa bebing
‐ benedict + glukosa = biru
‐ benedict + glukosa dipnskan = hijau lumut
‐ benedict + fruktosa dipnskan = merah
bata.
F. ANALISIS DATA
1. Isolasi Amilum dari umbi
Diketahui :
Berat amilum = 18,55 gram
Berat kertas saring = 1,11 gram
Berat kertas saring + pati = 19,66 gram
Dit : kadar amilum.....?
Kadar amilum = 18,55 / 100 gram X 100% = 18,55 %
12
2. Reaksi Mollisch
CH2OH—HCOH—HCOH—HCOH— HCOH—C=O + H2SO4 → C —H +
Glukosa OH
Furfural αnaftol
Rumus cincin yang terbentuk
O
__SO3H
H2C C OH
Cincin ungu senyawa kompleks
1. Reaksi Benedict
O O
R—C—H + Cu2+ 2OH‐ → R—C—OH + Cu2O
Gula Pereduksi Endapan Merah Bata
13
G. BEMBAHASAN
Praktikum kali ini adalah mengenai Isolasi dan Hidrolisis Karbohidrat. Adapun
percobaan yang dilakukan adalah isolasi amilum dari ubi kayu, reaksi peragian, reaksi Molisch,
dan reaksi Benedict. Pati (starch) atau amilum merupakan polisakarida yang terdapat pada
sebagian besar tanaman, terbagi menjadi dua fraksi yaitu amilosa dan amilopektin. Pati sebagai
komponen utama karbohidrat pada suhu tinggi dapat mengalami hidrolisis. Meningkatnya suhu
akan meningkatkan kecepatan hidolisis pati. Pada suhu tinggi pati dapat mengalami pemecahan
– pemecahan menjadi senyawa‐senyawa sederhana seperti glukosa, maltosa dan dekstrin.
Selain pada suhu tinggi, hidrolisis juga dapat dilakukan dengan asam (H2SO4) maupun dengan
basa (NaOH). Komponen karbohidrat lainnya yaitu sukrosa juga mengalami hidrolisis pada
kadar air rendah. Hidrolisis pati dapat juga dipengaruhi oleh pH, konfigurasi anomerik dan
ukuran cincin glukosil. Glikosidis lebih mudah terhidrolisis pada kondisi asam daripada kondisi
basa dan cenderung stabil. Karbohidrat cenderung tidak stabil pada suasana asam, khususnya
pada suhu tinggi. Perbedaan nilai anomerik hidrolisis β‐D‐glikosidis adalah lebih kecil dari pada
α‐D‐anomer, perbedaan ini disebabkan variasi struktural dan perbedaan pada derajat gabungan
antara oligo dan polisakarida. Cincin furanosa jauh lebih mudah dihidrolisis daripada cincin
firanosa, walaupun hidrolisa firanosa adalah gabungan molekul, hidrolisis furanosa dianggap
sebagai bimolekuler karena entropi negatifnya diaktifkan.
Uji kualitatif karbohidrat dengan reaksi peragian yaitu terlihat adanya gelembung CO2.
adanya gelembung tersebut menunjukkan adanya reaksi peragian. Hasil akhir dari reaksi ini
adalah CO2 dan etanol. Percobaaan peragian dilakukan untuk menentukan gula yang dapat
difermentasikan. Pada percobaaan, yang di uji adalah pati. Dimana telah diketahui sebelumnya
pati mengandung sejumlah gula salah satunya glukosa. Ragi pada reaksi peragian ini memiliki
enzim zymase, enzim inilah yang mampu mengubah atau menghidrolisis pati. Selain enzim pada
ragi, enzim yang dapat menghidrolisis pati adalah enzim amylase yang terdapat dalam kelenjar
air liur. Waktu makanan yang mengandung pati dikunyah di dalam mulut, dihasilkan bulatan
siap ditelan, α‐amilase saliva bekerja terhadap terhadap zat pati secara acak. Ikatan (1‐4) α‐D‐
glikosidik terpecah menghasilkan maltosa, beberapa glukosa dan unit‐unit molekul zat pati yang
lebih kecil, disebut dekstrin. Degradasi amilum membutuhkan enzim amilase yang akan
memecah/menghidrolisis menjadi polisakarida yang lebih pendek (dextrin), dan selanjutnya
menjadi maltosa.
Dalam karbohidrat dikenal beberapa pengujian untuk menentukan kandungan yang
terdapat dalam karbohidrat tersebut. Salah satu reaksi yang dilakukan untuk menentukan ada
tidaknya karbohidrat adalah raeksi Molisch. Larutan yang bereaksi positif akan memberikan
14
cincin yang berwarna ungu ketika direaksikan dengan α‐naftol dan asam sulfat pekat.
konsentrasi asam sulfat pekat bertindak sebagai agen dehidrasi yang bertindak pada gula untuk
membentuk furfural dan turunannya yang kemudian dikombinasikan dengan α‐naftol untuk
membentuk produk berwarna, dimana terlihat pada pengamatan terbentuk lapisan warna yaitu
bening keemasan dan putih keruh serta terdapat cincin ungu diantara lapisan warna bening
keemasan dan putih keruh. Hal tersebut ditunjukkan untuk perlakuan terhadap glukosa,
sedangkan perlakuan terhadap fruktosa terjadi hal yang sama yaitu terdapat lapisan warna
yaitu keruh kehitaman dan lapisan yang bening. Dimana seperti perlakuan terhadap glukosa
tadi, di tengah lapisan warna tersebut terdapat cincin berwarna ungu pekat. Cincin ungu inilah
yang menunjukkan adanya karbohidrat di dalam pati.
Selain reaksi Molisch, untuk uji karbohidrat dilakukan juga reaksi Benedict. Benedict
terdiri dari campuran Na2Co3 + CuSO4 + Natrium sitrat. Reaksi Benedict akan menyebabkan
larutan yang berwarna biru akan berubah menjadi orange atau kuning. Didalam pati terdapat
glukosa, beberapa glukosa memiliki gugus gula pereduksi. Hal ini dapat dibuktikan dengan
pengujian Benedict yang akan memberikan warna kehijauan jika hasil reaksi tersebut positif.
Larutan glukosa yang dipanaskan setelah diteteskan pada reagen benedict akan memberi warna
kehijauan. Warna hijau ini menandakan pati mengandung karbohidrat. Sedangkan fruktosa yang
ditambahkan dengan benedict dan dipanaskan warnanya menjadi merah bata, hal tersebut juga
menandakan pati mengandung karbohidrat.
H. PENUTUP
1. Kesimpulan
a. Karbohidrat merupakan kelompok besar senyawa polihidroksialdehida dan
polihidroksiketon
b. Atau senyawa‐senyawa yang dapat dihidrolisis menjadi polihidroksialdehida atau
polihidroksiketon. Karbohidrat dikelompokkan menjadi empat kelompok penting
yaitu monosakarida, disakarida, oligosakarida, dan polisakarida.
c. Pengujian pada karbohidrat yang dilakukan yaitu uji molisch, uji benedict, dan uji
peragian..
d. Pada reaksi peragian pati merupakan karbohidrat ditunjukkan oleh adanya
gelembung co2.
15
e. Reaksi molisch dilakukan untuk mendeteksi kandungan karbohidrat pada pati,
dengan adanya cincin ungu ketika direaksikan dengan α‐naftol dan asam sulfat
pekat.
f. Reaksi benedict membuktikan adanya karbohidrat ditunjukkan oleh adanya
beberapa perubahan warna, yaitu dari biru menjadi hijau ketika dipanaskan pada
glukosa dan menjadi merah bata ketika dipanaskan pada fruktosa.
g. Pati sebagai komponen utama karbohidrat pada suhu tinggi dapat mengalami
hidrolisis. Meningkatnya suhu akan meningkatkan kecepatan hidolisis pati.
h. Hidrolisis pati dapat juga dipengaruhi oleh ph, konfigurasi anomerik dan ukuran
cincin glukosil.
2. Saran
- Diharapkan kepada co.Ass untuk lebih membimbing praktikan dalam melakukan
praktikum agar tidak terjadi kesalahan.
- Diharapkan juga kepada praktikan agar lebih teliti lagi dalam melakukan praktikum
agar praktikum berjalan dengan lancar.
16
DAFTAR PUSTAKA
Anonim,2009.karbohidrat.www.wikipedia.com/19/11/2010.diakses pada 19 november 2010
Fessenden dan Fessendan.1982.Kimia Organik Edisi Ketiga.Erlangga.Jakarta
Stryer,Lubert.2000.Biokimia Edisi keempat.Penerbit buku Kedokteran EGC.Jakarta
Tim Penyusun.2009.Petunjuk Praktikum Biokimia.FMIPA Universitas Mataram.Mataram
17
ACARA 2
KIMIA LIPID
18
ACARA 2
Kimia Lipid
A.PELAKSANAAN PRAKTIKUM
a.Tujuan Praktikum : ‐ Identifikasi senyawa lipidmenggunakan tes noda lemak
‐ Identifikasi kualitas minyak melalui penentuan bilangan
penyabunan
‐ Identifikasi kualitas minyak melalui penentuan bilangan
asam
‐ Identifikasi kualitas minyak melalui penentuan bilangan
peroksida
b.Hari,tanggal : Selasa,23 Noavembera 2010
c.Tempat : Laboratorium Kimia Dasar Fakultas MIPA UNIVERSITAS MATARAM
B. LANDASAN TEORI
Lemak atau lipida adalah senyawa organik yang tidak larut dalam air,tapi dapat
diekstraksi dengan pelarut non polar seperti kloroform,eter,atau benzena. Lemak
termasuk juga minyak merupakan ester asam lemak dengan gliserol (gliserida).
Perbedaan lemak dengan minyak hanya berdasarkan sifat fisiknya saja. Lemak bersifat
padat pada suhu kamar dan minyak bersifat cair pada suhu kamar. Sifat minyak dan
lemak terutama ditentukan oleh komposisi asam lemaknya. Asam lemak jenuh bersifat
padat,sedangkan asam lemak tidak jenuh bersifat cair (Anonim,2007:10).
Lemak dan minyak biasanya dibedakan berdasarkan titik lelehnya. Pada suhu
kamar lemak berwujud padat sedang minyak berwujud cair. Titik leleh minyak dan
lemak bergantung pada strukturnya,biasanya meningkat dengan bertambahnya jumlah
karbon. Banyaknya ikatan pada dua karbon dalam komponen asam lemak juga
berpengaruh. Trigliserida yang asam lemak tak jenuh,seperti asam oleat dan
19
linoleat,biasanya berwujud minyak. Trigliserida yang kaya akan asam lemak jenuh
seperti asam lemak stearat dan palmiitat biasanya adalah lemak (Wilbraham,1992:112).
Lemak hewan dan tumbuhan mempunyai susunan asam lemak yang berbeda‐
beda,untuk menentukan derajat ketidak jenuhan asam lemak yang terkandung di
dalamnya diukur dengan bilangan iodium. Iodium dapat bereaksi denngan ikatan
rangkap di dalam asam lemak. Tiap molekul iodin mengadakan reaksi adisi pada suatu
ikatan rangkap. Oleh karenanya makin banyak ikatan rangkap main banyak pula iodin
yang bereaksi (Arna poejadi,1994:23).
Bilangan iodin adalah jumlah atau gram iod yang dapat diikat oleh ion gram
lemak. Ikatan rangkap yang terdapat pada lemak tidak jenuh atau bereaksi dengan iod
atau senyawa iod. Gliserida dengan tingkat kejenuan yang tinggi akan mengikat iod
dalam jumlah yang lebih besar. Bilangan iod dapat mmenyatakan ketidak jenuhan dari
lemak atau minnyak. Untuk menyatakan ukuran hidrolisis digunakan bilangan asam.
Bilangan asam adalah ukuran dari jumlah asam lemak bebas serta dihitung berdasarkan
berat molekul dari asam lemak atau campuran asam lemak. Bilangan asam lemak
dinyatakan sebagai jumlah mg KOH 0,1 µ yang digunakan untuk menetralkan asam
lemak (S.Ketaren,1986:212).
C. ALAT DAN BAHAN
a. Alat
1.Tabung reaksi
2.Rak tabung reaksi
3.Pipet tetes
4.Timbangan analitik
5.Gelas kimia
6.Pengaduk
7.Penjepit
8.Labu erlemeyer
9.Pendingin balik
10.Gelas arloji
11.Gelas ukur
12.Alat refluks
20
13.Alat titrasi
14.Kertas saring
15.Timbangan elektrik
16.Penangas uap
b. Bahan
1. Minyak goreng bekas
2. Minyak goreng bersih
3. Eter
4. 50 ml KOH 0,5 N
5. Etanol
6. Indikator fenolftalin
7. HCl 0,5 N
8. Alkohol 95 %
9. KOH 0,1 N
10. Kloroform asam asetat glasial
11. 0,5 ml larutan KI
12. Aquades
13. Natrium tiosulfat 0,1 N
14. Kertas label
15. Tissue
D. CARA KERJA
1. Grese spot test ( tes noda lemak )
+ eter,Dikocok
Dituang dalam arloji
Usap gelas arloji dengan kertas saring buram
Senyawa X
minyak baru/minyak
k
Hasil
Hasil
21
2. Penentuan bilangan penyabunan
Dimasukkan ke dalam erlenmeyer Ditambahkan 50 ml KOH 0,5 N
Dihubungkan dengan pendingin tegak ,didihkan dengan penangas uap.
+ indikator ( stlh dingin).
Dititrsi dengan HCL 0,5 N
3. Penentuan bilangan asam
- + 50 ml alkohol
- Erlenmeyer ditutup,dipanaskan,digojk,diginkan
+ pp
Titrasi dgn KOH 0,1 N
4.Penentuan bilangan peroksida
- - + 30 ml pelarut kloroform asam asetat
glasial - + 0,5 ml KOH,dikocok - +30 ml air
- Indikator amilum - +PP - Titrasi dgn Tiosulfat
4 gr minyak /kotor
20 gr minyak
baru/kotor
hasil
hasil
0,5 gr minyak
baru/koor
Hasil
Hasil
Hasil
Hasil
Hasil
Hasil
22
E. HASIL PENGAMATAN
Langkah kerja Hasil
a. Greas Spot test (tes noda lemak)
Minyak jelantah+ eter diletakkan di
gelas arloji diuapkan,ditutup
dengan kerts saring
Minyak baru + eter diletakkan di
gelas arloji kemudian
diuapkan,ditutup dengan kerts saring
b. Penentuan bilangan
penyabunan
‐2 gr minyak kotor dalam erlemeyer l
KOH 0,5 N dalam etanol 25 ml
‐Erlemeyer dihubungkan dengan
pendingin tegak dan minyak didihkan
dengan penangas.
‐ Ditambahkan indikator PP
‐ dititrasi dengan HCL 0,5 N
‐2 gr minyak baru dalam erlemeyer l
KOH 0,5 N dalam etanol 25 ml
Warna kecoklatan menjadi bening
sedikit berbau kemudian Diuap
dengan kertas saring hasilnya
Terdapat noda lemak berwarna
orange
Warna bening bening sedikit
berbau kemudian Diuap
dengan kertas saring
hasilnya terdapat spot pd kertas
saring.
‐Warna larutan kecoklatan
‐Setelah dipanaskan larutan
berubah menjadi orange
‐Tampak gelembung‐gelembung
udara di permukaan larutan ( 30
menit)
‐ warna merah
‐ warna semakin memerah pekat
dengan volume titrasi 2.1 ml.
‐Warna larutan kuning bening
23
‐Erlemeyer dihubungkan dengan
pendingin tegak dan minyak didihkan
dengan penangas.
‐ Ditambahkan indikator PP
‐ dititrasi dengan HCL 0,5 N
c. Penentuan bilangan asam.
‐10 gr minyak baru dalam erlemeyer
250 ml + 25 ml alkohol 95 %
‐Erlemeyer ditutup dengan pendingin
balik dipanaskan sampai mendidih dan
digosok kuat
‐Didinginkan,larutan dititrasi dengan
larutan standar KOH 0,1 N dengan
indikasi PP
‐tentukan juga 3 macam minyak
lainnya.
‐10 gr minyak kotor dalam erlemeyer
250 ml + 25 ml alkohol 95 %
‐Erlemeyer ditutup dengan pendingin
balik dipanaskan sampai mendidih dan
digosok kuat
‐Tampak gelembung‐gelembung
udara di permukaan larutan ( 30
menit)
‐ warna pink
‐ warna semakin merah dengan
volume titrasi 2.1 ml.
‐warna awal kuning+alkohol
terbentuk warna larutan jadi keruh
‐ setelah 5 menit terlihat buih
kuning keruh di bagian atas,saat 7
menit buih mulai berubah menjadi
putih,lama‐lama buih
berkurang,setelah 20 menit
warnanya menjadi keruh
kekuningan.
‐warna menjadi putih terdapat
endapan,setelah ditambah PP
warnaa terbaagi menjadi 2 lapisan
kuning di bagian atas putih
dibagian bawah,setelah dititrasi
warnanya menjadi kuning
bening.Volume titrasi 6,3 ml.
‐warna awal kecoklatan +alkohol
terbentuk warna jadi memudar
‐ tidak ada perubahan warna.
‐warna menjadi 2 warna terdapat
endapan, lapisan atas
bening,lapisan bawah coklat
24
‐Didinginkan,larutan dititrasi dengan
larutan standar KOH 0,1 N dengan
indikasi PP.
d.Penentuan bilangan peroksida
‐0,5 gr minyak baru+ 30 ml pelarut
kloroform : asam asetat glasial (2:3
v/v) dikocok.
‐ Ditambahkan 0,5 ml KI jenuh sambil
dikocok + 30 ml aquadest
‐Iodium yang dibebaskan oleh
peroksida dititrasi dengan larutan
standar Na‐tiosulfat 0,1 N dengan
indikator amilum.
‐Tentukan 3 macam contoh minyak
‐0,5 gr minyak kotor + 30 ml pelarut
kloroform : asam asetat glasial (2:3
v/v) dikocok.
‐ Ditambahkan 0,5 ml KI jenuh sambil
dikocok + 30 ml aquadest
‐Iodium yang dibebaskan oleh
peroksida dititrasi dengan larutan
standar Na‐tiosulfat 0,1 N dengan
indikator amilum.
pekat.setelah ditambah PP warnaa
menjadi homogen,setelah dititrasi
warnanya menjadi putih cokelat
keruh.Volume titrasi 10,3 ml.
‐ Tiosulfat digunakan 1,5,warana
awal bening keruh berubah
menjadi orange dengan gumpalan
minyak terdapat di dasar tabung.
‐Minyak larut dalam pelarut,warna
larutan kuning keruh,larutan
berubah menjadi keruh
‐Tiosulfat yang digunakan untuk
titrasi 3,8 ml,larutan berubah
menjadi orange,minyaknya
membentuk gumpalan.
25
e.Blanko
‐ NaoH 0,1 N+ KOH 0,1 N Sebelum
duipanaskan
‐erlenmeyer ditutup dengan pendingin
balik dipanaskan sampai mendidih
‐didinginkan+ PP,dititrasi dgn HCL 0,5
N
_ Warna bening
‐kuning seperti minyak baru.
‐jadi warna merah,volume titrasi
20,4 ml.
F. ANALISA DATA
a. Minyak baru
1. Penentuan bilangan penyabunan
Volume HCl untuk titrasi blangko (V1) = 20,4 ml
Volume HCl untuk titrasi minyak (V2) = 2,1 ml
Berat minyak = 2 gram
Bilangan penyabunan = ( V1 – V2 ) x 28, 5
Berat minyak (gram)
= ( 20,4 ml – 2,1 ml ) x 28,5
2 gr
= 260,75
2. Penentuan bilangan asam
Volume KOH untuk titrasi = 6,3 ml
Normalitas KOH = 0,1 N
Berat minyak = 10 gram
26
Bilangan asam = ml KOH x Norm. KOH x 56,1 Berat minyak (gram)
= 6,3 ml x 0,1 x 56,1 10 gram
= 3,53
3. Penentuan bilangan lipida
Volume titran larutan = 1,5 ml
Normalitas larutan Na2S203 = 0,1 N
Berat minyak = 0,5 gram
Bilangan peroksida = Vol. Titran lar. Na2S203 x Norm. Lar. Na2S203 X 1000
Berat minyak (gram)
=1,5 x 0,1 x 1000
0,5 gr
= 300
b. Minyak bekas
1. Penentuan bilangan penyabunan
Volume HCl untuk titrasi blangko (V1) = 20,4 ml
Volume HCl untuk titrasi minyak (V2) = 2,1 ml
Berat minyak = 2 gram
Bilangan penyabunan = ( V1 – V2 ) x 28, 5 Berat minyak (gram)
= (20,4ml – 2,1ml ) x 28,5 2 gram
= 260,775
27
2. Penentuan bilangan asam
Volume KOH untuk titrasi = 10,3 ml
Normalitas KOH = 0,1 N
Berat minyak = 10 gram
Bilangan asam = ml KOH x Norm. KOH x 56,1 Berat minyak (gram)
= 10,3 ml x 0,1 N x 56,1 10 gram
= 5,7783
3. Penentuan bilangan lipida
Volume titran larutan Na2S2O3 = 3,8ml
Normalitas larutan Na2S2O3 = 0,1 N
Berat minyak = 0,5 gram
Bilangan peroksida = Vol. Titran lar. Na2S2O3 x Norm. Lar. Na2S2O3 x 1000 Berat minyak (gram)
= 3,8 x 0,1 x 1000 0,5 gram
= 760
Reaksi:
a. CH3 – O – CH3 – O3 2 CO2 + H2O
b. Minyak + KOH kalium steurat + H2O + gliserol
c. KOH + HCL KCL + H2O
d. Minyak + alkohol kolesterol + asam lemak
e. Minyak (3HOCOR) atau 3CH2O2 C (Ch2)10 CH3
f. Kalium Stearat (3CH3 (CH2)16 CO2K
g. Asam lemak + etanol larut
28
h. Minyak + kloroform + asam asetat galsial larut
i. l3 ‐ + alium kompleks l3‐ amilum
j. l2 + 2S2O32‐ 21‐ + 3S4O62‐
G. PEMBAHASAN
Pada praktikum kali ini yaitu mengenai lipid,dilakukan empat macam percobaan antara
lain: Greas spot test,Penentuan bilangan penyabunan,Penentuan bilangan asam,dan
penentuan bilangan peroksida. Dimana digunakan dua jenis minyak yaitu minyak bersih
dan minyak yang sudah digunakan.
Pada percobaan Greas spot test yang bertujuan untuk melihat apakah dalam
minyak tersebut terkandung lemak atau tidak yang ditandakan dengan ada atau tidaknya
noda lemak pada kertas saring tersebut. Berdasarkan hasil pengamatan didapatkan hasil
bahwa pada minyak bersih warna larutan yang semula bening setelah didiamkan dan
diusap dengan kertas saring didapatkan noda lemak pada kertas tersebut sedangkan pada
minyak bekas setelah diusap terdapat lemak pada kertas saring tersebut,hal ini
menandakan bahwa baik pada minyak bekas terdapat lemak.menurut teori seharusnya
minyak bersih maupun minyak kotor terdapat spot lemak.kemungkinan terjadi kesalahan
prosedur pada saat praktikum khususnya pada minyak bersih. Kertas saring keduanya
menjadi transparan artinya keduanya mengandung lipid atau lemak bedanya kanya pada
warna noda di kertas saring saja,karna menggunakan minyak yang beda antara minyak
jelantah dan minyak baru.
Bilangan penyabunan adalah jumlah miligram KOH yang diperlukan untuk
menyabunkan 1 gram lemak atau minyak. Pada penentuan bilangan penyabunan,setelah
melakukan langkah‐langkah dalam praktikum ini, antara lain dengan mencampuran minyak
baru sebanyak 2 gram dengan etanol dalam Erlenmeyer titrasi dengan menggunakan HCl
didapat nilai titrasi sebagai V1 sebanyak 20,4 ml dan V2 sebanyak 2,1 ml. Maka ditemukan
hasilnya 260,775.hal ini sama kemungkinan terjadi salah penggunaan bahan atan
keteledoran praktikan.
Berarti bilangan penyabunan atau jumlah mg KOH yang dibutuhkan untuk menyabunkan 1
g lemak bernilai 260,775 sedangkan pada minyak lama maupun minyak baru.. Dimana
penyabunan itu sendiri didefinisikan sebagai reaksi yang terjadi karena adanya proses
pendidihan minyak/ lemak dengan senyawa alkil kemudian dilakukan pengasaman larutan
yang dihasilkan yang kemudian akan didapa tkan gliserol dan campuran asam lemak (Hart,
29
2003). Sedangkan berdasarkan data hasil pengamatan diperoleh hasil pada percobaan ini
menggunakan minyak baru warna larutan awal yang semula merah darah setelah
dipanaskan larutan berubah menjadi merah gelap,setelah ditambahkan indikator PP pada
larutan tersebut terdapat koagulan,dimana sabun tersebut menghilang setelah dititrasi
dengan HCl.Terjadinya perubahan warna disebabkan adanya reaksi penyabunan akibat
terjadinya reaksi penyabunan melalui proses pemanasan,.Sedangkan pada minyak bekas
didapatkan hasil setelah dititrasi minyak tersebut tidak mengalami perubahan warna yang
menandakan pada minyak bekas tersebut tidak terjadi reaksi penyabunan.
Pada penentuan bilangan asam,setelah melakukan beberapa langkah antara lain
dengan mencampurkan 10 gram minyak dengan alkohol 95 % sebanyak 25 ml di dalam
erlenmeyer serta ditutup dengan pendingin balik kemudian dipanaskan didapatkan hasil
pada minyak baru dengan Volume KOH 6,3 ml,dan berat minyak sebanyak 10 gr.
pada minyak baru 3,53. Berarti bilangan asam yang diperoleh dari proses penyabunan pada
percobaan dengan menggunakan bahan 2 gram minyak ,dan alkohol 95 % sebanyak 25 ml
kemudian dilakukan pemanasan dan titrasi dalah bernilai 3,53. Dimana asam lemak itu
sendiri adalah asam yang diperoleh dari porses penyabunan lemak/ minyak dengan
senyawa alkil. Sedangkan pada minyak lama didapatkan bilangan asam sebanyak 5,7783
Proses pemanasan minyak goreng akan menimbulkan sejumlah perubahan pada
sifat fisik dan kimianya. Perubahan sifat fisik pada minyak selama penggorengan
menyebabkan minyak jadi lebih kental, perubahan warna lebih cair, penurunan titik cair,
serta terbentuknya busa selama penggorengan. Sedangkan kerusakan kimia meliputi
polimerisasi, hidrolisis, atau oksidasi yang merusak vitamin yang terkandung dalam
minyak. Meningginya angka asam dan nilai peroksida merupakan salah satu parameter dari
mutu minyak. Bila kadar peroksida mencapai derajat ter‐ tentu, reaksi kimia yang kompleks
terjadi dan menghasilkan perambahan molekul oksigen pada ikatan ganda dan asam lemak
yang tidakjenuh, dengan menghasilkan peroksida yang labil kemudian berisomerisasi atau
terurai secara spontan atau bereaksi dengan air menjadi produk‐produk aldehida, keton
yang mudah menguap atau asam bebas yang bermolekul lebih rendah. Terjadinya produk‐
produk ini dapat diukur sebagai angka asam dan nilai periksida
Ketengikan (Ingg. rancidity) terjadi karena asam lemak pada suhu ruang dirombak
akibat hidrolisis atau oksidasi menjadi hidrokarbon, alkanal, atau keton, serta sedikit
epoksi dan alkohol (alkanol). Bau yang kurang sedap muncul akibat campuran dari
berbagai produk ini.
(Wikipedia Indonesia /23/05/09) .Reaksi lemak+alkohol menghasilkan ketengian.
30
Ketengikan suatu minyak biasanya bersamaan dengan meningkatnya pembentukan
asam bebas, maka untuk mengetahui kondisi dan tingkat kelayakan suatu jenis minyak atau
jajanan‐ goreng untuk dikonsumsi biasanya dilakukan paling sedikit 3 (tiga) .
Kerusakan minyak tidak bisa dicegah, namun dapat diperlambat dengan
memperhatikan beberapa faktor yang mempengaruhinya. Pertama, oksigen. Semakin
banyak oksigen semakin cepat teroksidasi; Kedua, ikatan rangkap. Semakin banyak ALTJ‐
nya semakin mudah teroksidasi; Ketiga, suhu. Suhu penggorengan dan penyimpanan yang
tinggi akan mempercepat reaksi; Keempat, cahaya serta ion logam tembaga (Cu++) dan besi
(Fe++) yang merupakan faktor katalis proses oksidasi; dan Kelima, antioksidan. Semakin
tinggi antioksidan yang ditambahkan semakin tahan terhadap oksidasi.
Disini untuk bilangan peroksida tidak dilakukan karna tidak adanya bahan yang tersedia
untuk praktikum oleh karena itu digunakan data dari kelompok lain.
H.PENUTUP
a. Kesimpulan
Berdasarkan hasil pengamatan dan analisis data dapat ditarik beberapa
kesimpulan antara lain:
1. Minyak merupakan senyawa non polar yang hanya bisa larut pada
senyawa polar dan semi polar
2. bahwa lemak atau minyak ialah suatu ester asam lemak dengan gliserol
dan gliserol adalah suatu trihidoksi alcohol.
3. Bilangan penyabunan pada minyak bekas dan minyak baru secara
berturut turut adalah 384,75 dan 14,25 artinya pada minyak baru lebih
tinggi bilangan penyabunannya dan dapat membuat hasil penyabunan
jadi lebih bagus atau baik.
4. Nilai bilangan asam pada minyak bekas dan minyak baru adalah 0,701
dan 0,84
31
5. Sedangkan nilai bilangan peroksida adalah 300 pada minyak baru dan
760 pada minyak bekas. Jadi minyak bekar lebih tengik karena peroksida
lebih banyak.
b. Saran
a. Diharapkan agar praktikan bersungguh‐sungguh dalam melaksanakan
praktikum.
b. Diharapkan agar praktikan belajar sebelum respon agar diperoleh hasil yang
baik
c. Untuk bahan‐bahan praktikum harap sudah tersedia lebih dahulu,agar tidak ada
praktikum yang terlewat
32
DAFTAR PUSTAKA
Anonim. 2009. Petunjuk Praktikum Biokimia.Mataram : UNRAM Press.
Ketaren,S.1986. Penghantar Teknologi Minyak dan Lemak Pangan. University
Press.Jakarta.
Poedjadi,Anna. 1994. DasarDasar Biokimia. UI Press : Jakarta.
Wilbraham,Antony,C. 1992. Pengantar Kimia Organik dan Hayati. ITB. Bandung.
33
ACARA 3
MENENTUKAN KADAR KOLESTEROL
34
MENETAPKAN KADAR KOLESTROL
A. PELAKSANAAN PRAKTIKUM
a. Tujuan : ‐ Untuk menetapkan kadar kolestrol dengan mengukur
absorbansi dan kadar larutan dan menbuat kurva kalibrasi.
b. Hari,tanggal : sabtu,4 Desember 2010
c. Tempat : Laboratorium Kimia Dasar FMIPA,UNRAM.
B. LANDASAN TEORI
Kolestrol adalah salah satu sterol yang penting dan terdapat banyak di alam.
Kolestrol hampir terdapat pada semua sel hewan san semua manusia. Pada tubuh
manusia terdapat dalam darah,empedu,kelenjar adrenal bagian luar dan jaringan syaraf.
Kolestrol dapat larut dalam pelarut lemak,misalnya eter,kloroform,benzena dan alkohol
panas. Endapan kolestrol apabila terdapat dalam pembuluh darah dapat menyebabkan
penyempitan pada pembuluh darah karena dinding pembuluh darah menjadi makin
tebal. Hal ini mengakibatkan berkurangnya elastisitas pembuluh darah. Adanya
kolestrol dapat ditentukan dengan menggunakan beberapa reaksi warna. Salah satu
diantaranya adalah reaksi Salkwoski. Apabila kolestrol dilarutkan dalam kloroform dan
larutan ini dituangkan di atas larutan asam sulfat pekat dengan hati‐hati,maka bagian
asam berwarna kekuningan dengan fluoresensi berwarna hijau bila dikenai cahaya.
Kolesterol terdapat pada hampir semua sel hewan dan manusia. Pada
tubuh manusia, kolesterol terdapat dalam darah, empedu, kelenjar adrenal bagian luar
dan jaringan syaraf. Mula‐mula kolesterol diisolasi dari batu empedu karena kolesterol
ini merupakan komponen utama batu empedu tersebut. Kolesterol dapat larut dalam
pelarut lemak, misalnya: eter, chloroform, benzene dan alcohol panas. Apabila terdapat
dalam konsentrasi tinggi, kolesterol mengkristal dalam bentuk Kristal yang tidak
berwarna, tidak berasa dan tidak berbau dan mempunyai titik lebur 150‐151oC.
Kolesterol atau komponen lemak ini merupakan sumber energi yang memberikan kalori
paling tinggi dan sangat dibutuhkan tubuh, terutama untuk membentuk dinding‐dinsing
sel dalam tubuh. Selain itu, kolesterol juga berguna untuk pembentukan asam empedu,
hormon‐hormon steroid, dan vitamin D (poedjadi : 1994).
35
Molekul kosleterol terdiri atas tiga lingkar enam tersusun seperti dalarn
fenantren dan terlebur dalam suatu lingkar lima, Hidrokarbon tetrasiklik jenuh,yang
mempunyai sistem lingkar lima, hidrokarbon tetrasiklik jenuh, yang mempunyai sistem
lingkar demikian dan terdiri atas 17 atom karbon, disebut 1,2
siklopentenoperhidrofenantren, kerangka ini sekalius merupakan ciri khususyang
membedakan steroid dengan senyawa organik bahan alam lainnya.
Kolesterol dan derivatnva. tidak larut dalam air tetapi larut dalam minvak
dan alkohol, sehingga dimasukkan dalam golongan lipid (lemak.). Kolesterol dalam
tubuh manusia sumbernya 2 yaitu berasaldari diet makanan asal hewan yang
mengandung kolesterol dan juga disintesis oleh liver dari Asetil KoA (Asetil KoA berasal
dari penguraian karbohidrat dan lemak). Biasanya tingkat kedua zat ini dalam plasma
darah sangat rendah. Konsentrasi lebih tinggi daripada normal zat – zat tersebut
berakibat eksresi keton bodies dalam urine (Vogel : 1985).
Kalibrasi merupakan proses verifikasi bahwa suatu akurasi alat ukur
sesuai dengan rancangannya. Kalibrasi biasa dilakukan dengan membandingkan suatu
standar yang terhubung dengan standar nasional maupun internasional dan bahan‐
bahan acuan tersertifikasi. Kalibrasi, pada umumnya, merupakan proses untuk
menyesuaikan keluaran atau indikasi dari suatu perangkat pengukuran agar sesuai
dengan besaran dari standar yang digunakan dalam akurasi tertentu. Contohnya,
termometer dapat dikalibrasi sehingga kesalahan indikasi atau koreksi dapat
ditentukan dan disesuaikan (melalui konstanta kalibrasi), sehingga termometer
tersebut menunjukan temperatur yang sebenarnya dalam celcius pada titik‐titik
tertentu di skala (Vogel : 1985).
Spektrofotometer sesuai dengan namanya adalah alat yang terdiri dari
spectrometer dan fotometer. Spektrometer menghasilkan sinar dari spektrum dengan
panjang gelombang tertentu dan fotometer adalah alat pengukur intensitas cahaya yang
di transmisikan atau yang di absorpsi. Spektrofotometer bekerja berdasarkan
penyerapan sinar yang dihasilkan oleh sampel yang bewarna pada panjang gelombang
tertentu. Spektrofotometer dapat mengidentifikasi logam yang ada dalam sampel bila
sampel itu bewarna, namum sulit diidentifikasi pada sampel yang tidak menghasilkan
perubahan warna atau kadar logam dalam sampel sangat kecil sekali. Absorptivitas (a)
merupakan tetapan dalam Hukum Bouguer‐Beer bila konsentrasi dinyatakan dalam %
36
b/v dan tebal kuvet dalam cm. Dengan satuan liter per gram per sentimeter.
Absorptivitas molar (ε) merupakan tetapan dalam Hukum Bouguer‐Beer bila
konsentrasi dinyatakan dalam molar dan tebal kuvet dalam cm dengan satuan liter per
mol per sentimeter. Transmitan (T) merupakan fraksi dari daya radiasi yang diteruskan
oleh suatu sampel T = P/Po. Sering dinyatakan sebagai suatu persentase : %T = (P/Po) x
100% (Montgomery : 1993).
C. ALAT DAN BAHAN
a. Alat
‐ Tabung reaksi
‐ Pipet
‐ Tutup tabung
‐ Penangas air
‐ Alat spektrofotometer UV Vis
‐ Gelas ukur
‐ Kuvet
‐ Penjepit tabung
‐ gelas ukur
b. Bahan
‐ Alkohol
‐ Serum
‐ Petroleum benzen
‐ Aquadest
‐ Colour reagent
‐ Asam asetat glasial
‐ H2SO4 pekat
‐ Etanol
‐ Serum
‐ Larutan kolestrol standar 0,05 mg/ml petroleum eter
‐ Larutan kolestrol dengan kadar 125 mg %, 250 mg %,500 mg %
‐ Kertas label
‐ Tisu
37
D. SKEMA KERJA
UJI SAMPEL
- Ditambah 2,5 ml etanol
- Ditambah 0,1 ml serum
- Dikocok
- Ditambah 5 ml petroleum eter, ditutup tabung rapat‐rapat
- Dicampur dengan vortex mixer 30 detik
- Ditambah 3 ml aquades (dikocok selama 10‐15 detik)
- Diamkan sampai terdapat 2 lapisan, diambil lapisan atas, dimasukkan dalam tabung reaksi
- Diuapkan dalam penangas air dengan T = 800 celcius samapi cairab tinggal sedikit
- Dikeringkan pada udara terbuka
- Ditambah 3 ml larutan H2SO4 pekat dengan mengalirkan melalui dinding tabung yang dimiringkan
- Dikocok dengan vortex mixer
- Diamkan dalam ruang gelap selame 30 menit
- Diukur A dan % T larutan dengan spektrofotometer pada λ = 560 nm
Tabung reaksi tertutup
(sampel)
Campuran
Larutan kering
Larutan dingin
Hasil
38
Perbandingan Blangko
- Ditambah 4 ml colour reagen (0,000gr FeCl3‐ 6H2O/ml asam asetat glacial)
- Ditambah 3 ml H2SO4 pekat dengan mengalirkan melalui dinding tabung yang dimiringkan
- Divortex mixer
- Diamkan dalam tabung, dimasukkan dalam ruang gelap selama 30 menit
- Diukur A dan % T larutan dengan spektrofotometer pada λ = 560 nm
KURVA KALIBRASI
‐ Diuapkan hingga kering dalam penangas air T = 800 C
‐ Sisa diuapkan pada temperature kamar
- Ditambah 4,0 reagen colour yang telah diencerkan
- Dimasukkan dalam penangas air beberapa menit
- Didinginkan
-
Tabung blangko
Hasil pengukuran A dan
%T
Tabung I Tabung II Tabung III
Tabung I kadar
kolesterol 125 mg %
Tabung II kadar
kolesterol 250 mg%
Tabung III kadar
kolesterol 500 mg %
Larutan dingin
39
- Ditambah 3,0 ml H2SO4 pekat, dengan mengalirkan melalui dinding tabung yang dimiringkan
- Dikocok dengan vortex mixer
- Diamkan dalam ruangan gelap selama 30 menit
- Diukur A dan T % larutan dengan spektrofotometer pada λ = 560 nm
E. HASIL PENGAMATAN
Langkah kerja Hasil
UJI SAMPEL
‐ Sediakan tabung reaksi bertutup
(tabung S)
‐ 2,5 ml alkohol dimasukkan
dalam tabung
‐ Tambahkan 0,1 ml serum, kadar
koresterol tinggi dan kadar
kolesterol rendah. dikocok
‐ Tambahkan 5 ml benzene ,tutup
tabung rapat‐rapat
‐kadar kolesterol tinggi warnanya
lebih kuning, kadar kolesterol rendah
lebih putih warnanya
‐ setelah ditambahkan benzene pada
tabung yang mengandung kadar
kolesterol tinggi terdapat endapan
berwarna krem dan pada tabung yang
memiliki kadar kolesterol rendah
terdapat endapa putih dan suhu
tabung rendah (tabung dingin).
‐ setelah ditambahkan aquades dan di
vortex pada tabung yang memiliki
kadar kolesterol tinggi terdapat 2
lapisan yaitu lapisan atas yang bening
dan lapisan bawah krem dan kadar
kolesterol rendah juga terdapat 2
lapisan yaitu lapisan atas bening dan
Hasil pengukuran A dan
%T
40
‐ Campur dengan vortex mixer
selama 30 detik
‐T ambahkan 3 ml aquadest kocok
1
‐Ambil lapisan atas masukkan
dalam tabung reaksi
‐Uapkan dalam penangas air
sampai cairan tinggal
sedikit,ambil tabung reaksi dan
biarkan mengering.
‐Tambahkan 4 ml reagent
‐Ambil tabung lain untuk blankko
‐Masukkan 4 ml reagent
‐Masukkan tabung s dalam
penangas air kemudian dinginkan
‐Tambah 3 ml H2SO4 pekat ke
dalam tabung s dan B
lapisan bawah putih.
- Setelah dipanaskan kedua tabung
menjadi bening
‐Colour reagent berwarna bening
kekuningan setelah dicampur larutam
berubah warna seperti reagent
‐Warna menjadi orange dan kental
‐Setelah dipanaskan menjadi coklat
jernih
‐Setelah ditambah 3 ml H2SO4 pada
tabung dengan kadar kolesterol tinggi
terdapat 2 lapisan lapisan atas putih
lapisan bawah coklat warna coklat
muda dan terasa panas, pada tabung
dengan kadar kolesterol rendah
terdapat 4 lapisan yaitu lapisan atas
keruh, tengah bening lapisan ke‐3
berwarna coklat dan lapidan ke‐4
berwarna coklat lebih muda daripada
lapisan ke‐3.
‐pada tabung dengan kolesterol tinggi
terdapat 3 lapisan atas putik keruh,
tengahbening kekuningan lapisan
bawah, pada tabung dengan kolesterol
rendah terdapat 4 lapisan atas putih
keruh tetap bening.
41
‐ Kocok dengan vortex mixer
‐Diamkan tabung s dan B dalam
ruang gelap
‐Ukur A dan % T larutan S
terhadap B dengan
spektrofotometer pada lamdha
560 nm.
KURVA KALIBRASI
‐Sediakan 3 tabung reaksi,masing‐
masing tabung diisi 0,5 ml, 1,0
ml,dan 2,0 ml.Larutan kolestrol
standar 0,05 mg/ml petroleum
eter
‐Uapkan sampai kering dalam
penangas air (80ºc) dan sisanya
pada temperatur kamar
‐Tabung 1,2,3 + 4 ml colour
reagen (masing‐masing)
‐ Tabung 1,2,3 dimasukkan dalam
penangas air agar sisa kolesterol
larut .
‐Terdapat 2 lapisan : lapisan awah
terdapat endapan dari sebelumnya
semakin banyak dan lapisan atas
berwarna kuning jernih
‐Larutan tetap berwarna bening
‐Larutan menguap sampai kering
‐ warna colour reagen kuning
‐warnanya lebih kuning disbanding
sebelumnya
‐Tabung 1 : 2 lapisan, lapisan atas
berwarna kuning lapisan bawah
bening.
‐ Tabung 2 : 2 lapisan, lapisan atas
berwarna kuning, lapisan bawah
berwarna bening
42
‐Tabung Blangko (B) + 4 ml
colour reagent (0.0009 FeCl3
6H20/ml) asam asetat glacial
‐Tabung 1,2,3 dan tabung B + 3 ml
asam sulfat pekat
‐tabung 1,2,3 dan B dikocok
dengan vortex
‐didiamkan dalam ruang gelap 30
menit
‐diukur A dan %T pada spectrum
λ=560
Tabung 3 : 3 lapisan, lapisan atas
berwarna hijau, lapisan tengah
berwarna merah, lapisan bawah
bening.
‐ Tabung B : terbentuk 2 lapisan,
lapisan atas berwarna kuning, lapisan
bawah berwarna bening
A
Tabung I 2,208
Tabung II 1,598
Tabung II 1,976
Kurva
Kurva Kalibrasi
Konsentrasi:
M= volume x kadar kolesterol standar
M1 = 0,5x0,05 = 0,025
43
M2= 1,0x0,05 =0,05
M3=2,0x0,05 =0,1
Tabel Kurva Kalibrasi
Absorbansi Konsentrasi
1,976 0,025
1,598 0,05
2,208 0,1
Kurva kalibrasi
y = 0,0676x - 0,0719
0
0,05
0,1
0,15
0 1 2 3
konsentrasi
abso
rban
si Konsentrasi
Linear(Konsentrasi)
Kadar kolesterol
Serum kolesterol tinggi:
Y = 0,0676x ‐ 0,0719
X =0,749+0,0719
0,0676
44
X =12,143491
serum kolesterol rendah
1,362
Y = 0,0676x ‐ 0,0719
X = 1,362+0,0719
0,0676
= 21,21
E. PEMBAHASAN
Kolestrol adalah salah satu sterol yang penting dan terdapat banyak di alam.
Kolestrol terdapat hampir pada semua sel hewan dan manusia. Pada tubuh manusia
kolestrol terdapat dalam darah,empedu,kelenjar adrenal dan jaringan syaraf. Kolestrol
dikenal juga sebagai senyawa yang membahayakan bagi kesehatan,karena tingginya
kadar senyawa ini dalam darah berkaitan dengan penyakit arteriosklerosis yaitu suatu
penyakit pengerasan penbuluh darah (Styrer,695).
Pada praktikum kali ini,yaitu menetapkan kadar kolestrol yang bertujuan untuk
menetapkan kadar kolestrol dengan mengukur nilai absorbansi dan kadar larutan.
Dimana digunakan uji sampel dan kurva kalibrasi dalam menentukan kadar kolestrol
tersebut.
Pada uji sampel 2,5 ml alkohol ditambahkan dengan 0,1 ml serum terbentuk 2
lapisan yang melayang berwarna putih keruh.Fungsi alkohol disini adalah sebagai
pelarut. Dimana alkohol absolut merupakan alkohol yang mendekati alkohol murni dan
bersifat anhydros.Setelah ditambahkan proteleum benzen yaitu berfungsi sebagai
pelarut dan untuk mempercepat jalannya reaksi, gumpalan yang berwarna putih tadi
mulai terpisah dan di votter selama 30 detik,dimana gumpalannya melayang dan warna
bagian atas bening sedangkan bagian bawah terdapat gumpalan putih yang melayang
kemudian setelah ditambahkan aquades dan di vortex pada tabung yang memiliki kadar
45
kolesterol tinggi terdapat 2 lapisan yaitu lapisan atas yang bening dan lapisan bawah
krem dan kadar kolesterol rendah juga terdapat 2 lapisan yaitu lapisan atas bening dan
lapisan bawah putih.Adapun tujuan dilakukannya pengocokan atau vortex mixer adalah
untuk menghomogenkan larutan tersebut. Eter biasanya digunakan sebagai pelarut
senyawa organik.eter juga banyak digunakan sebagai zat pembius rumah sakit.Eter
dalam percobaan ini berfungsi untuk memisahkan larutan tersebut. Setelah terbentuk 2
lapisan lapisan yang di atas di ambilkemudian diuapkan dan ditambah colour reagent.
Colour reagent berwarna coklat setelah dicampur larutam berubah warna seperti
reagent.Colour reagent disini digunakan untuk menyamakan larutan dengan pelarutnya
sehingga terbentuk larutan yang homogen. Diambil tabung lain untuk blankko dan
dimasukkan 4 ml reagent dalam tabung s kemudian dipanaskan dan dinginkan
Setelah itu ditambah 3 ml H2SO4 pekat ke dalam tabung s dan B H2SO4 juga
berfungsi sebagai pelarut yang dapat menghasilkan panas pada larutan . Terbentuk
larutan yang berwarna orange dan kental. Setelah dipanaskan menjadi coklat jernih dan
setelah ditambah 3 ml H2SO4 terdapat warna coklat muda dan terasa panas.H2SO4
merupakan senyawa asam pekat.Dikocok dengan vortex mixer yang bertujuan untuk
menghasilkan larutan yang homogen,warnanya kuning kecoklatan dan terdapat
endapan. Setelah didiamkan dalam ruang gelap yang berfungsi agar larutan tidak
menyerap cahaya yang dapat mengganggu konsentrasi untuk perhitugan absorbannya
terdapat 2 lapisan yaitu lapisan bawah terdapat endapan dari sebelumnya semakin
banyak dan lapisan atas berwarna kuning jernih.
Sedangkan pada kurva kalibrasi setelah larutan dipanaskan dalam penangas air dan
diuapkan sisanya dalam suhu kamar,diperoleh larutan warna kuning ,setela
ditambahkan H2SO4 larutan berwarna kuning bening di atas dan putih bening di bawah.
Kadar kolesterol tinggi = 12,143491
Kadar kolesterol rendah= 21,21
Untuk kadar kolesterol tinggi warnanya lebih kuning, kadar kolesterol rendah lebih
putih warnanya.
46
F. PENUTUP
a. Kesimpulan
Berdasarkan hasil analisis data dan hasil percobaan maka dapat ditarik beberapa
kesimpulan antara lain :
1. Konsentrasi sampel didapatkan =
Tabel Kurva Kalibrasi
Absorbansi Konsentrasi
1,976 0,025
1,598 0,05
2,208 0,1
2. Kadar kolesterol tinggi = 12,143491.Kadar kolesterol rendah= 21,21
3. Untuk kadar kolesterol tinggi warnanya lebih kuning, kadar kolesterol
rendah lebih putih warnanya
4. Kolesterol ialah molekul yang ditemukan dalam sel. Merupakan sejenis lipid yang
merupakan molekul lemak atau yang menyerupainya. Kolesterol ialah jenis khusus
lipid yang disebut steroid.
5. Kolesterol merupakan pelopor biosintetik hormon steroid dan garam empedu.
6. Kolesterol berasal dari penguraian karbohidrat dan lemak.
7. Pada pengujian sampel, penambahan alkohol absolut berfungsi untuk melarutkan
serum kolesterol yang tidak dapat larut dalam air dan hanya dapat larut dalam
minyak atau alkohol.
8. Penambahan dietil eter dalam uiji sampel berfungsi sebagai pelarut untuk
konsentrasi kadar kolesterol yang lebih tinggi.
9. Asam asetat dalam percobaan mengenai uji sampel digunakan sebagai katalis agar
larutan cepat bereaksi.
10. Serum diletakkan dalam ruang gelap bertujuan untuk mempercepat reaksi
pemisahan lapisan.
47
11. Kolesterol dapat disintesis tubuh seluruhnya dari Asetil KoA.
Saran
Diharapkan agar praktikan bersungguh‐sungguh dalam melaksanakan
praktikum.
Kerjasamanya di tingkatkan lagi antara praktikan dan co‐ass
48
DAFTAR PUSTAKA
Montgomery, Rex, dkk. 1993. Biokimia Suatu Pendekatan Berorientasi Kasus (terjemahan
Prof. Dr. M. Ismadi). Jilid 2. Yogyakarta : Gajah Mada University Press.
Poedjadi,Anna. 1994. DasarDasar Biokimia. UI Press : Jakarta.
Vogel, A.I. 1985. Buku Teks Analisis Anorganik Kualitatif Anorganik Makro dan
Semimikro, Penerjemah L. Setiono dan A.H Pudjaatmaka, Jakarta : Kalman Media
Pustaka.
49
ACARA 4
UJI SIFAT DAN KIMIA CAIRAN TUBUH (AIR LIUR
DAN EMPEDU)
50
ACARA 4
UJI SIFAT FISIK DAN KIMIA CAIRAN TUBUH ( AIR LIUR DAN EMPEDU )
A. PELAKSANAAN PRAKTIKUM
a. Tujuan : Untuk menguji sifat fisik dan kimia air liur dan empedu
b. Hari,tanggal : Sabtu,11 Desember 2010
c. Tempat : Laboratorium Kimia Dasar FMIPA,UNRAM.
B. LANDASAN TEORI
Cairan yang terdapat dalam tubuh pada dasarnya dapat dibagi dalam dua bagian,
yaitu cairan yang terdapat di dalam sel (intra sel) dan di luar sel (ekstra sel). Cairan intra sel
berfungsi sebagai medium bagi reaksi‐reaksi metabolism yang berlangsung dalam sel ;
sedangkan cairan ekstra sel berfungsi memberikan zat‐zat yang diperlukan oleh sel, baik cairan
dalam sel maupun cairan luar sel harus selaalu dalam kondisi konstan, artinya masing‐masing
mempunyai zat‐zat yang diperlukan dan dalam konsentrasi yang tepat. Fungsi tubuh yang
utama ialah menjaga kondisi cairan tubuh agar dalam kondisi yang wajar dan konstan atau
disebut homeostatis (Poedjiadi : 1994).
Air liur dan empedu adalah salah satu cairan tubuh yang berguna dalam proses
pengubahan makanan dari awal hingga menjadi berbentuk molekuler yang siap untuk diserap
melalui dinding usus, disebut pencernaan makanan dan proses ini berlangsung dalam system
pencernaan makanan yang terdiri atas beberapa organ tubuh, yaitu mulut, lambung, dan usus
dengan bantuan pangkreas dan empedu.Dalam proses pencernaan terdiri dari pencernaan
mekanik dan kimiawi. Air liur dan empedu digunakan dalam proses pencernaan secara kimiawi
(Poedjiadi : 1994).
Air liur dalam bahasa kedokteran disebut saliva. Tidak hanya berfungsi untuk
membantu dalam pengunyahan dan pencernaan, saliva juga melindungi gigi dengan membantu
mencegah karies, mengatur keasaman rongga mulut, dan mencegah mikroorganisme
berkembang tak terkendali. Saliva diproduksi dan diekskresikan oleh kelenjar saliva, dan
dialirkan ke dalam rongga mulut melalui suatu saluran. Setiap harinya, saliva diekskresi hingga
0.5 – 1.5 liter oleh tiga kelenjar liur mayor yang berada di sekitar mulut dan tenggorokan.
Kelenjar tersebut yaitu,kelenjar paratoid,kelenjar submandibular,dan kelenjar sublingual
(Mayes : 1985).
51
Di mulut kita juga terdapat kelenjar saliva kecil (kelenjar saliva minor) yang
tersebar di bibir, bagian dalam pipi (mukosa bukal), langit‐langit (palatum) yang jumlahnya
mencapai 600 pada keadaan normal. Dalam kondisi tertentu, produksi atau aliran saliva dapat
berkurang dari normal dan menyebabkan kondisi mulut kering. Kondisi tersebut dalam bahasa
kedokteran disebut Xerostomia ( Poedjiadi,1994).
Air liur mengandung elektrolit, mukosa yang terutama mengandung
mukopolisakarida dan glikoprotein, senyawaan antibakteri (tiosianat, hidrogen peroksida, dan
immunoglobulin A), beberapa macam enzim, di antaranya alfa‐amilase (EC3.2.1.1), lisozim
(EC3.2.1.17), dan lingual lipase (EC3.1.1.3). Amilase dan lipase berturut‐turut memulai
pencernaan pati dan lemak sebelum makanan ditelan. Enzim‐enzim tersebut bekerja optimal
pada pH 7,4. Lingual lipase memiliki pH optimum ~4,0, sehingga tak akan aktif jika belum
memasuki lingkungan asam. Lisozim berperan dalam lisis bakteri, fosfatase asam ludah A+B
(EC3.1.3.2), N‐asetilmuramil‐L‐alanin amidase (EC3.5.1.28), NAD(P)H dehidrogenase‐quinone
(EC1.6.99.2), laktoperoksidase ludah (EC1.11.1.7), superoksida dismutase (EC1.15.1.1),
glutation transferase (EC2.5.1.18), dehidrogenase aldehid kelas 3 (EC1.2.1.3), glukosa‐6‐fosfat
isomerase (EC5.3.1.9), dan kallikrein jaringan (EC3.4.21.35). Adanya produk‐produk ini kadang
mengakibatkan air liur berbau tidak sedap (Mayes : 1985).
Kantung empedu atau kandung empedu (Bahasa Inggris: gallbladder) adalah
organ berbentuk buah pir yang dapat menyimpan sekitar 50 ml empedu yang dibutuhkan tubuh
untuk proses pencernaan. Pada manusia, panjang kantung empedu adalah sekitar 7‐10 cm dan
berwarna hijau gelap ‐ bukan karena warna jaringannya, melainkan karena warna cairan
empedu yang dikandungnya. Organ ini terhubungkan dengan hati dan usus dua belas jari
melalui saluran empedu. (Anonim,2009)
Cairan empedu dibuat dalam hati dan disimpan dalam kantong empedu apabila
tidak digunakan. Kantong empedu ini dapat melekat dalam hati. Pada waktu ada proses
pencernaan makanan kantung empedu berkontraksi, dan mengeluarkan cairan empedu ke
dalam duodenum, melalui saluran yang menyatu dengan saluran cairan pangkreas pada bagian
akhir. Cairan empedu merupakan cairan jernih, berwarna kuning, agak kental dan berasa pahit.
Cairan empedu mengandung zat‐zat anorganik yaitu, HCO3‐, Cl‐, Na+ dan K +, serta zat‐zat organic
yaitu asam‐asam empedu, bilirubin, kolesterol ( Poedjiadi,1994).
Sebagiab besar air liur adalah air,tetapi juga mengandung
elektrolit,bakteri,virus,jamur,sekresi dari dari hidung dan paru‐paru.Sel‐sel dari lapisan mulut
dan sekitar 500 protein.Tentu saja isi dari air liur juga mengandung pada apa=apa yang telah di
52
konsumsi sepertipuing‐puing makanan,komponen pasta gigi juga umum ditemukan pada air liur
dan kandungan air liur setiap orang pastinnya berbeda‐beda karna tergantung dengan bahan
makanan yang dikonsumsi (http://maliadofm.com)
C. ALAT DAN BAHAN
a. Alat
‐ Tabung reaksi
‐ Pipet
‐ Tisu
‐ Gelas kimia
‐ Rak tabung reaksi
‐ Kertas label
‐ Kertas saring
‐ Indikator universal
b. Bahan
‐ Air liur
‐ NaOH 10 %
‐ Larutan CuSO4
‐ Pereaksi Molisch
‐ Asam sulfat
‐ Asam asetat encer
‐ HCl
‐ BaCl 2 %
‐ HNO3 pekat
‐ Larutan empedu
‐ Larutan sukrosa 5%
‐ Minyak
‐ Air suling
‐ Aquadest
53
D. CARA KERJA
AIR LIUR
a. Penetapan pH Air Liur
- Dicelupkan indicator universal - Dicocokkan warna indicator dengan standar warna pH - Ditentukan pH air liu
b. Uji biuret
- Dimasukkan dalam tabung reaksi - Ditambah 20t etes NaOH 10 % - Ditambah 1 tetes larutan CuSO4 - Bila belum terbentuk warna lembayung, ditambah lagi 1 tetes CuSO4
(maksimal 10 tetes)
c. Uji Mollisch
- Dimasukkan ke dalam tabung reaksi
- Ditambah 2 tetes pereaksi mollisch
- Tabung reaksi dimiringkan dan dialirkan dengan hati‐hati
- Ditambah 20 tetes asam sulfat pekat dari biuret melalui dinding tabung sehingga tidak bercampur
Air liur (yang tidak disaring)
Hasil (pH air liur)
20 tetes air liur (tidak
Hasil (larutan warna
lembayung)
20 tetesl air liur (tidak
disaring)
Hasil (reaksi positif bila ada
cincin ungu pada batas antara
2 cairan)
54
d. Uji presipitasi
-
- Dimasukkan ke dalam tabung reaksi
- Ditambah 1 tetes asam asetat encer
e. Uji sulfat
- Dimasukkan ke dalam tabung reaksi
- Ditambah 3‐5 tetes HCl
- Ditambah 5‐10 tetes BaCl2 2%
EMPEDU
a. Sifat empedu
- Diperhatikan dan dicatat sifat fisiknya
20 tetes air liur (disaring)
Hasil (ada atau tidak
presipitasi amorf)
10 tetes air liur (disaring)
Hasil (ada endapan putih
menyatakan adanya sulfat)
Empedu
Hasil
55
b. Uji Gmelin
- Dimasukkan dalam tabung reaksi
- Dimiringkan tabung
- Dialirkan secara hati‐hati 30 tetes larutan empedu encer dari dinding tabung
c. Uji Pettenkofer
c. uji pettenkofer
- Dimasukkan dalam tabung reaksi
- Ditambah 5 tetes larutan sukrosa 5 %
- Dimiringkan tabung
- Dialirkan dengan hati‐hati dari dinding tabung 3 ml asam sulfat pekat
-
-
d. Fungsi empedu sebagai emulgator
- Dimasukkan dalam tabung reaksi I
- Ditambah satu tetes minyak
- Dikocok
30 tetes HNO3 pekat
Hasil (warna‐warna yang
terbentuk pada pembatas
antara kedua cairan)
50 tetes larutan empedu
encer
Hasil (2 lapisan cairan dan
cincin yang terbentuk)
30 tetes air suling
Hasil (ada atau tidak
emulsi stabil)
56
- Dimasukkan dalam tabung reaksi II
- Ditambah satu tetes minyak
- Ditambah 30 tetes larutan empedu encer dan dikocok
E. HASIL PENGAMATAN
Langkah kerja Hasil
1.Air Liur
‐ Penetapan PH air liur
a.Celupkan sepotong indikator
universal kedalam air liur yang tidak
disaring.
b. Cocokkan warna pada indikator
tersebut dengan standar warna PH.
Tentukan PH air liur.
2. Uji Biuret
‐ Masukkan 20 tetes air liur yang
tidak disaring dalam tabung reaksi
‐ Tambahkan 20 tetes NaOH 10 %
campur dengan baik
‐ Tambahkan 4 tetes larutan CuSo4.
Campur dengan baik. Bila belum
terbentuk warna lembayung
tambahkan lagi setetes CuSO4
hingga maks.10 tetes.
‐ PH air liur = 8 bersifat asam
‐ NaOH bening agak keruh dan tidak
kental
‐ ditambah CuSO4 warna biru muda
menjadi larutan warna ungu
lembayung/ungu bening dan terdapat
gumpalan‐gumpalan berwarna biru.
30 tetes air suling
Hasil (ada atau tidak
emulsi stabil)
57
3. Uji Molisch
‐ Masukkan 20 tetesl air liur yang
tidak disaring dalam tabung reaksi
‐ Tambahkan 2 tetes pereaksi
Molisch
‐ Miringkan tabung reaksi lalu alirkan
dengan hati‐hati. Tambahkan 20 tetes
As.sulfat pekat. Reaksi positif ditandai
dengan pembentukan cincin ungu
antara 2 lapisan cairan.
4. Uji Presipitasi
‐ Masukkan 20 tetes air liur yang
disaring dalam tabung reaksi
‐ Tambahkan 1 tetes asam asetat encer.
Aa atau tidak presipitasi amorf
terbentuk.
5. Uji Sulfat
‐ Masukkan 5 tetes air liur yang
disaring ke dalam tabung reaksi
‐ Tambahkan 2 tetes HCl
‐ Tambahkan 5 tetes BaCl2 2%.
Campur dengan baik
‐ Perhatikan dan catat apakah ada
endapan putih yang menyatakan
adanya sulfat
5. Sifat empedu
‐ Perhatikan dan catat sifat fisik
empedu
6. Uji Gmelin
‐Pereaksi molisch berwarna coklat + air
liur warna putih keruh dan terdapat
gumpalan coklat.
‐ Terdapat cincin diantara warna coklat
keemasan.
‐ Terjadi perubahan warna bagian atas
larutan warna putih keruh,bagian
bawah berwarna hijau bening dan
terdapat gumpalan coklat.
‐Terdapat presipitasi amorf = adanya
gumpalan berwarna putih
‐berwarna putih keruh encer jika
dibandingkan dengan air liur setelah
disaring.
‐adanya endapan putih yang dibagian
atas warnanya agak keruh.
‐Warna hijau,berlendir.
‐HNO3 pekat mengeluarkan asap
‐ terbentuk 2 lapisan,terdapat warna
merah kecokelatan pada perbatasan
larutan.
‐terbentuk 2 lapisan,warna yang paling
dominan hijau pekat didasar
tabung,pada lapisan atas tabung
58
‐ Masukkan 30 tetes HNO3 pekat ke
dalam tabung reaksi
‐ Miringkan tabung reaksi,alirkan
dengan pipet 30 tetes larutan empedu
encer melalui dinding tabung sehingga
kedua larutan tidak bercampur.
‐ Perhatikan warna yang terbentuk
pada perbatasan antara kedua cairan
7. Uji Pettenkofer
‐ Masukkan 10 tetes larutan empedu
encer dalam tabung reaksi
‐ Tambahkan 1 tetes larutan sukrosa
5%
‐ Miringkan tabung reaksi lalu alirkan
dengan hati‐hati 10 tetes As.sulfat pekat
melalui dinding tabung sehingga
terbentuk 2 lapisan cairan. Perhatikan
cincin yang terbentuk pada perbatasan
antara kedua lapisan
8. Fungsi empedu sebagai emulgator
‐ Sediakan 2 tabung reaksi pada masing‐
masing tabung masukkan 30 tetes air
suling.
‐ Pada ke2 tabung masukkan i tetes
minyak
‐ Pada tabung ke 2 tambahkan 30 tetes
larutan empedu encer
‐ Kocok kedua tabung. Catat dan
perhatikan apakah terbentuk emulsi
yang stabil.
warnanya hijau muda dan bening,pada
lapisan bawah lebih pekat dan
ditenganh terdapat lapisan cincin
berwarna hijau keunguan
perbandingan warnanya 8:3
‐terbentuk 2 lapisan:
Lapisan atas:berwarna hijau pekat
Lapisan bawah: berwarna kekuningan
cincin warnanya kecoklatan.
59
F. ANALISA DATA
Uji Buret
Uji Molish
+ NaOH
HO
C
CH
NH2
R
O
O Na
C
CH
NH3
R
O
+ CaSO4 Larutan Lembayung
O
C
CH
NH2
R
O
H2SO4
O
OH O
Hidroksi Metil Furpural
O
OH H
H HO
OH H
OH H
OH
H2SO4
O
O
Furpural
O
OH H
H HO
OH H
OH H
OH
60
Presipitasi
+ Asam Denaherasi Presipitasi
Uji Sulfat
SO42+ + Ba2+ BaSO4
(as) (as) (s)
Cairan empedu
Uji Gmelin
Bilirubun + HNO3 pekat larutan merah muda
Uji Petenkofa
CH3 OH
CH3
OH
O OH
CH3 OH
CH3
OH
O
O
OH O
O
+
O
C O
C
NH2
R
H2SO4
O
OH O
O
OH H
H HO
OH H
OH H
OH
61
Garam empedu H2S04 AS. empedu
Cincin merah antara dua lapisan
Empedu sebagai emeilgator
Tabung I
Air suling + minyak emulsi tidak stabil
Tabung II
Garam empedu + Minyak micelles
Micelles + air emulsi stabil (larut)
G. PEMBAHASAN
Cairan liur adalah campuran hasil sekresi berasal dari kelenjar submaksilaris
,sublingualis,parotis serta kelenjar pipi. Kelenjar kadar zat lendirnya sedikit akan tetapi kaya
akan enzim amilase yang dikenal dengan nama ptialin. Cairan liur cairan yang agak kental
memiliki kadarair 99,42 %dan kadar padatannya 0,58 %. Sedangkan empedu adalah cairan
ketiga yang bersama‐sama dengan cairan pankreas dan cairan usus masuk ke rongga usus.
Cairan empedu disekresikan oleh sel‐sel hati,kemidian disimpan dalam kantung empedu.
Pada praktikum kali ini yaitu mengenai uji sifat fisik dan kimia cairan tubuh yang
bertujuan untuk menguji sifat fisik dan kimia air liur dan empedu. Dimana digunakan air liur
praktikan dan empedu ayam.Dilakukan 2 macam uji yaitu uji air liur dan uji empedu. Pada Uji
air liur dilakukan beberapa uji antara lain penetapan PH air liur,uji biuret,uji molisch,uji
presipitasi dan uji sulfat. Sedangkan pada uji empedu juga dilakukan beberapa macam
percobaan antara lain mengamati sifat empedu,uji gmelin,uji pettenkofer,dan fungsi empedu
sebagai emulgator.
Empedu
O
OH O
62
Pada percobaan yang pertama yaitu uji air liur,dilakukan penetapan PH air liur dimana
indikator universal dicelupkan ke dalam air liur yang tidak disaring dan didapatkan PH air liur
=8. Pada umumnya PH air liur manusia adalah 6,6 jika masih segar. Pada percobaan tersebut
didapatkan PH 8 dari PH yang diperoleh maka dapat dikatakan air liur tersebut bersufat basa
bersifat basa kemungkinan air liur yang digunakan terlalu lama didiamkan dan ada juga karna
faktor makanan yang telah dikonsumsi sebelum digunakan air liur tersebut.
Pada uji biuret 2 ml air liur yang tidak disaring dimasukkan dalam tabung reaksi
kemidian ditambahkan NaOH 10 % warnanya menjadi bening agak keruh dan tidak kental dan
ditambahkan larutan CuSO4 dihasilkan NaOH bening berada di bawah terpisah dengan air liur
di bagian atas setelah ditambah CuSO4 warna menjadi larutan warna ungu lembayung. CuSO4
disini berfungsi untuk membentuk kompleks sebagai Cu2+ sehingga pada larutan berwarna
ungu.hal ini menandakan bahwa pada air liur adanya protein.
Pada uji Molisch terdapat cincin diantara warna coklat keemasan. Pada pengujian
reaksi Mollisch,dimana pengujian ini berdsarkan atas ada atau tidaknya terbentuk cincin ungu
yang terbentuk diantara lapisan permukaan larutan.Apabila terdapat cincin ungu,maka dapat
dipastikan larutan tersebut mengandung karbohidrat.Dari hasil pengamatan diperoleh hasil
yaitu Pereaksi molisch berwarna coklat + air liur warna putih kanji menjadi larutan coklat susu
dan terdapat endapan.Terdapat cincin diantara warna coklat keemasan
Dan terjadi perubahan warna bagian atas larutan warna putih keruh agak kental,bagian bawah
berwarna hijau bening dan terdapat gumpalan coklat di tengah terdapat cincin dan terasa
panas.Terdapat cincin berwana coklat keemasan,ini menandakan adanya karbohidrat dalam air
liur tersebut.Prinsip reaksi molish yaitu dehidrasi senyawa oleh asam sulfat pekat.dapat
diketahui adanya karbohidrat ditandai dengan terbentuknya cincin berwarna cokelat.
Pada uji presipitasi air liur dimasukkan dalam tabung dan ditambahkan asam asetat
encer pada larutan tersebut terdapat presipitasi amorf ditandai dengan adanya gumpalan
berwarna putih. Sedangkan pada uji sulfat warnanya putih agak keruh encer.fungsi larutan HcL
disini adalah untuk mengasamkan air liur tersebut.kemudian ditambahkan Bacl2 terdapat
endapan putih dan pada bagian atas berwarna putih agak keruh.
Pada percobaan empedu,adapun sifat fisik dari empedu adalah warna hijau dan
kenyal,berlendir. Sedangkan pada uji Gmelin 30 tetesl NaoH dimasukkan dalam tabung
dicampur dengan empedu terdapat 2 lapisan,terdapat warna merah kecoklatan [ada perbatasan
larutan. Pada uji petenkofer 50 tetes larutan empedu dimasukkan dalam tabung reaksi
ditambahkan larutan sukrosa dihasilkan Cincin yang berwarna ungu kehijauan. Sedangkan pada
fungsi empedu sebagai emulgator adalah pada saat larutan tersebut belum ditambahkan dengan
empedu tidak terjadi emulsi,namun setelah ditambahkan empedu pada larutan tersebut terjadi
63
emulsi,hal ini menandakan empedu sebagai zat pengemulsidan ketika ditambahkan H2SO4
terbentuk cincin warna dengan 2 lapisan.disini dapat dibedakan mana emulsi stabil dan tidak
stabil,emulsi stabil adalah larutan yang sudah tercampur atau homogen dan tidak dapat
dipisahkan lagi.sedangkan emulsi tidak stabil adalah larutan yang tercampur yang dapat
memisah lagi atau tidak homogen.
H. PENUTUP
a. Kesimpulan
Berdasarkan hasil pengamatan maka dapat ditarik beberapa kesimpulan antara lain :
1. Empedu berfungsi sebagai emulgator yaitu zat pencampur
2. Uji molisch ditandai dengan terbentuknya cincin berwarna ungu diantara larutan
tersebut yang menandakan adanya karbohidrat dalam saliva
3. Pada penentuan PH air liur didapatkan PH air liur adalah 8 yang berarti bersifat basa
padahal PH air liur yang sebenarnya adalah 6,6
4. Presipitasi ditandai dengan terdapatnya gumpalan berwarna putih pada larutan
tersebut
5. Adapu sifat fisik dari empedu adalah berwarna hijau,dan berlendir
6. Pada air liur terdapat kandungan protein dan karbohidrat yang dilakukan dengan uji
biuret dan uji molish.
b. Saran
Diharapkan praktikan bersungguh‐sungguh pada saat melaksanakan praktikum agar
diperoleh hasil yang baik.
64
DAFTAR PUSTAKA
Anonim. 2009. Petunjuk Praktikum Biokimia.Mataram : UNRAM Press.
Mayes, A. Peter, dkk. 1985. Biokimia Harper (Harper’s Review of Biochemistry).
Terjemahan Dr. Iyan Darmawan. Edisi ke 20. EGC. Jakarta : Penerbit Buku
Kedokteran
Poedjadi,Anna. 1994. DasarDasar Biokimia. UI Press : Jakarta.
http://malindofm.com/journal/air‐liur‐mengobati‐luka.pdf