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i
UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ
CENTRO DE TECNOLOGIA
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA QUÍMICA
JÉFFERSON MALVEIRA CAVALCANTE
EXTRAÇÃO DE ALQUILFENÓIS DA CASCA, FENÓLICOS
DA PELÍCULA E EFEITO DO PROCESSAMENTO
INDUSTRIAL SOBRE CONSTITUINTES DA AMÊNDOA DE
CASTANHA DE CAJU
FORTALEZA
2014
ii
JÉFFERSON MALVEIRA CAVALCANTE
Extração de alquilfenóis da casca, fenólicos da película e
efeito do processamento industrial sobre constituintes da
amêndoa de castanha de caju
Tese submetida à Coordenação do Curso de Pós-Graduação
em Engenharia Química, da Universidade Federal do
Ceará, como parte dos requisitos para obtenção do título de
Doutor em Engenharia Química.
Área de concentração: Processos químicos e bioquímicos.
Orientador: Dr. Edy Sousa de Brito
FORTALEZA
2014
iii
iv
JÉFFERSON MALVEIRA CAVALCANTE
EXTRAÇÃO DE ALQUILFENÓIS DA CASCA, FENÓLICOS DA
PELÍCULA E EFEITO DO PROCESSAMENTO INDUSTRIAL SOBRE
CONSTITUINTES DA AMÊNDOA DE CASTANHA DE CAJU
Tese apresentada ao Curso de Pós-Graduação em Engenharia Química da Universidade
Federal do Ceará, para obtenção do grau de Doutor em Engenharia Química.
v
Aos meus pais, Jucival e Antonia, pelo exemplo de coragem, determinação, persistência e
simplicidade em suas metas.
Aos meus irmãos, Jucianne e Tiago, que muito me ajudaram a chegar onde estou.
Ao meu avô, vovô Deca (in memorian), pelo exemplo de vida.
Dedico.
vi
AGRADECIMENTOS
À Universidade Federal do Ceará e em especial ao Programa de Pós-Graduação em
Engenharia Química pelo conhecimento e experiência adquirida.
À Embrapa Agroindústria Tropical pela utilização de seus laboratórios durante a
realização deste trabalho. Em especial aos amigos Adriana Dutra, Marcelo Lima, Tigressa
Rodrigues, Larissa Vieira, Mariana Victor, Isabel Maia, Rosa Soares e Paulo Ribeiro do
Laboratório Multiusuário de Química de Produtos Naturais pelos debates e auxílio nos
experimentos.
À Fundação Cearense de Apoio ao Desenvolvimento Científico e Tecnológico (FUNCAP)
pelo apoio financeiro com a manutenção da bolsa de auxílio.
À Companhia Industrial de Óleos do Nordeste (CIONE), em especial ao Sr. Saulo Sales,
pelo fornecimento da matéria-prima, líquido da casca e amêndoa de castanha de caju.
Ao Dr. Edy Sousa de Brito, pela valiosa orientação, ensino e incentivo no decorrer do
curso de doutorado e na avaliação deste trabalho.
Ao Prof. Dr. Fabiano André Narciso Fernandes e Dr. Gustavo Adolfo Saavedra Pinto pela
oportunidade de participarem do Exame de Qualificação.
Ao Dr. Kirley Marques Canuto, Drª. Morsyleide de Freitas Rosa, Drª. Nágila Maria
Pontes Silva Ricardo e Dr. Gustavo Adolfo Saavedra Pinto pela oportunidade de participarem
da Defesa de Doutorado.
Aos meus pais Antonia Malveira Cavalcante e Jucival Ferreira Cavalcante pelo
encorajamento em todas as fases de minha vida, pelo seu amor e por suas orações.
Aos meus irmãos Tiago Malveira Cavalcante e Jucianne Maria Malveira Cavalcante que
tanto me incentivaram, ajudaram e apoiaram durante toda a minha vida.
Aos meus avós, tios e tias, primos e primas, amigos e amigas pelo carinho, incentivo e
apoio.
À minha namorada Julynara Frota pelo seu amor, apoio, incentivo e por suas orações.
Enfim, a todos que de alguma forma me ajudaram na realização deste trabalho.
vii
"Abras suas asas e tome voo, pois a liberdade é uma benção."
(Jéfferson Malveira Cavalcante)
viii
RESUMO
A castanha de caju é um dos principais insumos agroindustriais, destacando-se como um
ícone na economia do Nordeste do Brasil. A castanha de caju é constituída de amêndoa
(ACC), principal produto, casca e película, que apresentam características específicas devido
à presença de compostos fenólicos. O presente estudo apresenta como objetivo, avaliar os
efeitos do processamento industrial sobre constituintes da amêndoa, métodos de extração do
líquido na casca (LCC) e compostos fenólicos na película de castanha de caju. A extração do
LCC foi realizada seguindo um delineamento experimental fatorial 32 completo, variando
pressão e temperatura. O LCC extraído por prensagem variou entre 26 a 34 g/100g de casca,
com pressão e temperatura exercendo efeitos positivos estatisticamente significativos.
Ocorreu uma predominância dos ácidos anacárdicos C15:3, C15:1 e C15:2 nas amostras
obtidas por prensagem e com a utilização de solvente orgânico, apresentando uma
concentração na faixa de 44 a 62% de ácidos anacárdicos totais. As extrações dos compostos
fenólicos da película, com água, foram realizadas seguindo um delineamento composto
central rotacional 32 para extração assistida por ultrassom (EAU), variando tempo, densidade
de potência e razão líquido/sólido, e um 22 para extração acelerada com solvente (EAS),
variando tempo e temperatura. O conteúdo fenólico extraído da película de castanha de caju
utilizando EAU se apresentou na faixa de 40-44% com SST variando entre 0,6 e 3,8, e para
EAS entre 33-46% e 1,5 a 4,3, respectivamente. Os compostos fenólicos majoritários foram
catequina e epicatequina. As etapas do processamento industrial de ACC selecionadas foram
in natura, classificada, umidificada, cozida, desidratada e selecionada, submetidas à secagem,
moagem e extração lipídica. O teor de umidade variou entre 2,5 a 11,0% e o lipídico
apresentou um valor médio de 42%, exceto para a ACC umidificada. Os ácidos anacárdicos
totais, C15:3 e C15:1, apresentaram concentrações entre 32 e 182 mg/g de óleo de ACC, e seu
conteúdo degradado e/ou transformado foi o proveniente da incorporação na amêndoa durante
as etapas de armazenagem e umidificação. Os grânulos de amidos identificados pela presença
da “cruz de Malta”, birrefringente, apresentavam formas arredondadas e a quantidade
diminuiu com o avanço das etapas do processamento industrial. O aproveitamento integral da
castanha de caju com a extração do líquido da casca da castanha de caju de mini-fábricas por
apresentar elevado conteúdo alquifenol em ácidos anacárdicos, juntamente com as extrações
assistida por ultrassom e acelerada com solvente de compostos fenólicos da película de
castanha de caju se mostraram atrativos para o mercado de produtos naturais. O efeito do
processamento industrial sobre constituintes da amêndoa de castanha de caju como os ácidos
anacárdicos direciona para uma reavaliação de processo por parte da indústria devido a grande
perda do conteúdo alquilfenol após a etapa de cozimento.
Palavras-chave: Fenólicos. Extração. Ultrassom. Prensagem. Processamento industrial.
ix
ABSTRACT
The cashew nut is a major agro-industrial inputs, distinguishing as an icon in the economy
northeast of Brazil. The cashew nut is made of almond (ACN), the main product, shell and
testa, which have specific characteristics due to the presence of phenolic compounds. Of the
present work the objective is to the evaluate the effects of industrial processing on
constituents of almond, methods of extracting shell liquid (CNSL) and phenolic compounds
in the testa. The extraction of CNSL was carried out following a full factorial design of
experimental 32, varying pressure and temperature. The yield of pressing ranged from 26 to
34% in the extraction of CNSL with pressure and temperature exerting statistically significant
positive effects. Occurred predominance the anacardic acids of C15:3, C15:2 and C15:1 in
samples obtained by pressing and with the use of organic solvent, having a concentration in
the range of 44-62% total anacardic acids. The extraction of phenolic compounds from the
testa with water was performed following a rotational central composite design 32 by
ultrasound-assisted extraction (UAE), varying the time, power density and liquid / solid ratio,
and 22 for accelerated solvent extraction (ASE), varying time and temperature. The phenolic
content extracted of the testa cashew nut using UAE ranged from 40-44% with SST ranging
between 0.6 and 3.8, and between 33-46% for EAS and 1.5 to 4.3, respectively. The major
phenolic compounds in the samples were catechin and epicatechin. The industrial processing
steps of ACN were in nature, classified, humidified, cooked, dehydrated and selected,
subjected to drying, grinding and lipid extraction. The humidity ranged between 2.5 and
11.0%, lipid had a mean value of 42%, except for the humidified ACN. The total anacardic
acids, C15:3 and C15:1, had concentrations between 32 and 182 mg / g ACN oil and its
degraded content and/or has been transformed from the incorporation of the seed during
storage and humidification. The starch granules identified by the presence of the cross of
Malta had rounded shapes and the amount decreased with the advance of industrial processing
steps. The whole utilization the cashew with the extraction of the shell liquid cashew mini-
factories because of its high content of alkylphenol in anacardic acids, together with the
assistance of ultrasound and accelerated solvent extraction of phenolic compounds testa
cashew nut proved attractive to the natural products market. The effect of industrial
processing on constituents of almond cashew nut as anacardic acids directs to a reassessment
process by the industry due to the large loss of alkylphenol content after the cooking step.
Keywords: Phenolic. Industrial processing. Pressing. Ultrasound.
x
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 Caju (A), casca (B), película (C) e amêndoa de castanha de caju (D) .............. . 01
Figura 2 Produção nacional de castanha de caju no século 21 .......................................... 01
Figura 3 Exportação de amêndoa de castanha de caju no século 21 ................................. 02
Figura 4 Peso líquido da amêndoa de castanha de caju exportada no século 21 ............... 03
Figura 5 Caju (Anacardium occidentale L.) ..................................................................... 04
Figura 6 Fluxograma – Beneficiamento da castanha de caju ........................................... 05
Figura 7 Líquido da casca da castanha de caju (LCC técnico) ......................................... 05
Figura 8 Representação da estrutura química dos principais componentes do líquido da
casca de castanha de caju (LCC) ........................................................................ 06
Figura 9 Compostos fenólicos presentes em alimentos .................................................... 08
Figura 10 Representação estrutural da parede celular primária das células vegetais. (A)
Celulose, (B) Hemicelulose, (C) Proteína, (D) Pectina, (E) Ácido fenólico, e (F)
Lignina . .............................................................................................................. 11
Figura 11 Sistema utilizado para a extração do líquido da casca de castanha de caju. (A)
Êmbolo, (B) Cilindro, (C) Base, (D) Malha de aço, e (E) Sistema completo .... 27
Figura 12 Diagrama de Pareto na extração de LCC por prensagem: nível de 90% de
confiança (p < 0,10) ........................................................................................... 31
Figura 13 Superfície de resposta (a) e curvas de contorno (b) em função da pressão e
temperatura para o LCC extraído por prensagem . ............................................. 32
Figura 14 Curva ABC para extração de LCC com hexano ................................................. 33
Figura 15 Perfil cromatográfico de compostos fenólicos da película de castanha de caju
extraídos com acetona 70% (a), água (b), etanol 80% (c) e metanol (d) no modo
negativo ............................................................................................................... 45
Figura 16 Diagrama de Pareto para a extração assistida por ultrassom – Sólidos solúveis
totais: nível de 95% de confiança (p < 0,05) ...................................................... 48
xi
Figura 17 Superfície de resposta (a) e curvas de contorno (b) para extração assistida por
ultrassom – sólidos solúveis totais ..................................................................... 50
Figura 18 Diagrama de Pareto para a extração assistida por ultrassom – Fenólicos totais:
nível de 95% de confiança (p < 0,05) .................................................................. 51
Figura 19 Diagrama de Pareto para a extração acelerada com solvente – Sólidos solúveis
totais: nível de 95% de confiança (p < 0,05) ...................................................... 53
Figura 20 Superfície de resposta (a) e curvas de contorno (b) para extração acelerada com
solvente – sólidos solúveis totais ....................................................................... 54
Figura 21 Diagrama de Pareto para extração acelerada com solvente – Fenólicos totais .. 55
Figura 22 Superfície de resposta (a) e curvas de contorno (b) para extração acelerada com
solvente – Fenólicos totais .................................................................................. 56
Figura 23 Desenho esquemático de obtenção do extrato da amêndoa de castanha de caju 66
Figura 24 Variação de umidade durante o processamento industrial de amêndoa de
castanha de caju ................... ............................................................................... 67
Figura 25 Microfotografias da amêndoa de castanha de caju em diferentes etapas do
processamento industrial (Letra maiúscula – luz normal/ Letra minúscula – luz
polarizada) .......................................................................................................... 71
Figura 26 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 1
(Pressão – 15 MPa / Temperatura – 40 ºC) nas polaridades de ionização positiva
(a) e negativa (b) ................................................................................................ 79
Figura 27 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 2
(Pressão – 15 MPa / Temperatura – 70 ºC) nas polaridades de ionização positiva
(a) e negativa (b) ................................................................................................ 79
Figura 28 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 3
(Pressão – 15 MPa / Temperatura – 100 ºC) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b) .................................................................................. 80
xii
Figura 29 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 4
(Pressão – 29 MPa / Temperatura – 40 ºC) nas polaridades de ionização positiva
(a) e negativa (b) ................................................................................................ 80
Figura 30 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 5
(Pressão – 29 MPa / Temperatura – 70 ºC) nas polaridades de ionização positiva
(a) e negativa (b) ................................................................................................ 81
Figura 31 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 6
(Pressão – 29 MPa / Temperatura – 100 ºC) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b) .................................................................................. 81
Figura 32 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 7
(Pressão – 43 MPa / Temperatura – 40 ºC) nas polaridades de ionização positiva
(a) e negativa (b) ................................................................................................ 82
Figura 33 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 8
(Pressão – 43 MPa / Temperatura – 70 ºC) nas polaridades de ionização positiva
(a) e negativa (b) ................................................................................................ 82
Figura 34 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 9
(Pressão – 43 MPa / Temperatura – 100 ºC) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b) .................................................................................. 83
Figura 35 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido com a utilização de solvente
orgânico (controle) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b) .... 83
Figura 36 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC), LCC técnico, nas polaridades de
ionização positiva (a) e negativa (b) .................................................................. 84
Figura 37 Espectro de massas do cardanol C15:2 na polaridade de ionização positiva (+) 84
xiii
Figura 38 Espectro de massas do cardol C15:1 na polaridade de ionização positiva (+) ... 85
Figura 39 Espectro de massas do ácido anacárdico C16:0 na polaridade de ionização (-) 85
Figura 40 Espectro de massas do ácido anacárdico C16:2 na polaridade de ionização (-) 85
Figura 41 Espectro de massas do cardol C15:2 na polaridade de ionização positiva (+) ... 86
Figura 42 Espectro de massas do ácido anacárdico C15:4 na polaridade de ionização (-) 86
Figura 43 Espectro de massas do ácido anacárdico C15:3 na polaridade de ionização (-) 86
Figura 44 Espectro de massas do ácido anacárdico C15:2 na polaridade de ionização (-) 87
Figura 45 Espectro de massas do ácido anacárdico C17:3 na polaridade de ionização (-) 87
Figura 46 Espectro de massas do ácido anacárdico C15:1 na polaridade de ionização (-) 87
Figura 47 Espectro de massas do ácido anacárdico C17:1 na polaridade de ionização
negativa (-) ......................................................................................................... 88
Figura 48 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de ultra eficiência de compostos
fenólicos da película de castanha de caju utilizando acetona 70% em água como
solvente nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b) ..................... 88
Figura 49 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de ultra eficiência de compostos
fenólicos da película de castanha de caju utilizando água como solvente nas
polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b) .......................................... 89
Figura 50 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de ultra eficiência de compostos
fenólicos da película de castanha de caju utilizando etanol 80% em água como
solvente nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b) ..................... 89
Figura 51 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de ultra eficiência de compostos
fenólicos da película de castanha de caju utilizando metanol como solvente nas
polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b) .......................................... 90
Figura 52 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), cafeoil glucose ... 90
Figura 53 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido quínico ...... 91
Figura 54 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido gálico ........ 91
Figura 55 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), epigalocatequina 92
xiv
Figura 56 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), afzelequina-
galocatequina ...................................................................................................... 92
Figura 57 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), catequina ............ 93
Figura 58 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), dímero de
propelargonidina ................................................................................................. 93
Figura 59 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), proantocianidina A
............................................................................................................................. 94
Figura 60 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), epicatequina ....... 94
Figura 61 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), procianidina B1 3-
O-galato .............................................................................................................. 95
Figura 62 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), florentina ............ 95
Figura 63 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), epicatequina galato
............................................................................................................................. 96
Figura 64 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), dilactona do ácido
flavogalônico ...................................................................................................... 96
Figura 65 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido elágico
arabinose ............................................................................................................. 97
Figura 66 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b). Amostra A – ACC in natura ................................... 97
Figura 67 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b). Amostra B – ACC classificada ............................... 98
Figura 68 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b). Amostra C – ACC umidificada ............................... 98
Figura 69 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b). Amostra D – ACC cozida ....................................... 99
xv
Figura 70 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b). Amostra E – ACC desidratada ................................ 99
Figura 71 Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b). Amostra F – ACC selecionada ............................. 100
Figura 72 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido anacárdico
C15:3 ................................................................................................................ 100
Figura 73 Diagramas de Pareto: nível de 90% de confiança (p < 0,10) Espectro de massas
na polaridade de ionização negativa (-), ácido anacárdico C15:2 .................... 101
Figura 74 Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido anacárdico
C15:1 ................................................................................................................ 101
xvi
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Compostos fenólicos em plantas ........................................................................ 09
Tabela 2. Composição média em compostos fenólicos totais de óleos extraídos de
amêndoas, castanhas e nozes .............................................................................. 10
Tabela 3. Utilização de ultrassom em análise química ....................................................... 12
Tabela 4. Extração de polifenóis em produtos agroindustriais utilizando ultrassom ......... 13
Tabela 5. Condições de extração acelerada com solvente de fitoquímicos em diversos
produtos agroindustriais ...................................................................................... 14
Tabela 6. Processos empregados para obtenção de LCC ................................................... 27
Tabela 7. Matriz do delineamento fatorial completo 32 ...................................................... 28
Tabela 8. Conteúdo de líquido da casca de castanha de caju extraído ................................ 30
Tabela 9. Análise de variância para líquido da casca de castanha de caju obtido por
prensagem ........................................................................................................... 32
Tabela 10. Componentes fenólicos tentativamente identificados no LCC em diferentes
processos ............................................................................................................ 34
Tabela 11. Teor de ácidos anacárdicos no líquido da casca da castanha de caju .................. 35
Tabela 12. Matriz do delineamento composto central rotacional 23 – extração assistida por
ultrassom ............................................................................................................ 42
Tabela 13. Matriz do delineamento composto central rotacional 22
– extração acelerada com
solvente ................................................................................................................ 43
Tabela 14. Compostos fenólicos tentativamente identificados na película de castanha de
caju ..................................................................................................................... 46
Tabela 15. Sólidos solúveis totais e conteúdo fenólico em amostras de película de castanha
de caju utilizando extração assistida por ultrassom ........................................... 47
Tabela 16. Análise de variância para teor de sólidos solúveis totais em extratos de película
de castanha de caju com auxílio de extração assistida por ultrassom ................ 49
xvii
Tabela 17. Análise de variância - fenólicos totais em extratos de película de castanha de
caju ..................................................................................................................... 51
Tabela 18. Sólidos solúveis totais e conteúdo fenólico em amostras de película de castanha
de caju utilizando extração acelerada com solvente ............................................ 52
Tabela 19. Análise de variância para teor de sólidos solúveis totais em extratos de película
de castanha de caju utilizando extração acelerada com solvente ....................... 53
Tabela 20. Análise de variância para fenólicos totais em extratos de película de castanha de
caju utilizando extração acelerada com solvente ................................................ 55
Tabela 21. Variação do conteúdo lipídico durante o processamento industrial de amêndoa
de castanha de caju ............................................................................................. 68
Tabela 22. Ácidos anacárdicos da amêndoa de castanha de caju em diferentes etapas da
indústria .............................................................................................................. 69
Tabela 23. Médias das concentrações de ácidos anacárdicos em amêndoa de castanha de
caju ...................................................................................................................... 69
Tabela 24. Estatística descritiva – Área do grânulo (µm2) de amido em amêndoa de
castanha de caju ................................................................................................. 70
xviii
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ...................................................................................................................... 1
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ............................................................................................... 4
2.1. Caju (Anacardium occidentale L.) .................................................................................. 4
2.2. Compostos fenólicos ....................................................................................................... 7
2.3. Técnicas de extração de compostos fenólicos ............................................................... 10
3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................. 15
4. AVALIAÇÃO DO EFEITO DE PRESSÃO E TEMPERATURA NA EXTRAÇÃO DO
LÍQUIDO DA CASCA DA CASTANHA DE CAJU ............................................................. 25
4.1 RESUMO ....................................................................................................................... 25
4.2 INTRODUÇÃO .............................................................................................................. 25
4.3 MATERIAL & MÉTODOS ...................................................................................... 26
4.3.1 Matéria-prima .......................................................................................................... 26
4.3.2 Obtenção do líquido da casca da castanha de caju (LCC) ....................................... 27
4.3.3 Extração com solvente ............................................................................................. 28
4.3.4 Alquilfenóis ............................................................................................................. 29
4.4 RESULTADOS & DISCUSSÃO ................................................................................... 30
4.4.1 Conteúdo de LCC extraído ...................................................................................... 30
4.4.2 Alquilfenóis ............................................................................................................. 34
4.5 CONCLUSÃO ................................................................................................................ 35
4.6 AGRADECIMENTOS ................................................................................................... 36
4.7 REFERÊNCIAS ............................................................................................................. 36
5. EXTRAÇÃO DE COMPOSTOS FENÓLICOS DA PELÍCULA DE CASTANHA DE
CAJU ........................................................................................................................................ 40
5.1 RESUMO ....................................................................................................................... 40
5.2 INTRODUÇÃO .............................................................................................................. 40
5.3 MATERIAL & MÉTODOS ...................................................................................... 41
5.3.1 Material .................................................................................................................... 41
5.3.2 Medotologia ............................................................................................................. 42
5.3.3 Extração assistida por ultrassom (EAU) .................................................................. 42
5.3.6 Extração acelerada com solvente (EAS) ................................................................. 43
5.3.7 Sólidos solúveis totais - SST ................................................................................... 43
5.3.3 Fenólicos totais ........................................................................................................ 43
5.3.4 Identificação dos compostos fenólicos .................................................................... 44
5.4 RESULTADOS & DISCUSSÃO .............................................................................. 45
5.4.1 Seleção de solvente .................................................................................................. 45
5.4.2 Extração assistida por ultrassom (EAU) .................................................................. 47
5.4.3 Extração acelerada com solvente (EAS) ................................................................. 52
5.4 CONCLUSÃO ................................................................................................................ 57
5.5 AGRADECIMENTOS ................................................................................................... 57
5.6 REFERÊNCIAS ............................................................................................................. 58
6. EFEITO DO PROCESSAMENTO INDUSTRIAL SOBRE CONSTITUINTES DA
AMÊNDOA DE CASTANHA DE CAJU ............................................................................... 63
6.1 RESUMO ....................................................................................................................... 63
6.2 INTRODUÇÃO .............................................................................................................. 63
6.3 MATERIAL & MÉTODOS ...................................................................................... 65
6.3.1 Matéria-prima .......................................................................................................... 65
xix
6.3.2 Extração lipídica ...................................................................................................... 65
6.3.3 Caracterização de ácidos anacárdicos...................................................................... 65
6.3.4 Citoquímica - Amido ............................................................................................... 67
6.4 RESULTADOS & DISCUSSÃO ................................................................................... 67
6.4.1 Umidade e conteúdo lipídico ................................................................................... 67
6.4.3 Amido ...................................................................................................................... 70
6.5 CONCLUSÃO ................................................................................................................ 72
6.6 AGRADECIMENTOS ................................................................................................... 72
6.7 REFERÊNCIAS ............................................................................................................. 72
7. CONSIDERAÇÕES FINAIS ............................................................................................... 76
8. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ................................................................ 77
APÊNDICE - Cromatogramas e espectros de massas dos compostos obtidos e citados na tese.
.................................................................................................................................................. 78
1
1. INTRODUÇÃO
A agroindústria no Brasil vem ocupando um posto privilegiado na definição dos rumos
da economia nacional e no fluxo internacional de comércio (BRASIL SUSTENTÁVEL,
2009). O agronegócio brasileiro responde por aproximadamente 30% do produto interno bruto
nacional, 37% dos empregos existentes, 39% das exportações (ECOAGRO, 2014), ocupando
a quarta posição em exportação mundial (ABRAPA, 2014).
No estado do Ceará, o caju (Figura 1) é um dos principais produtos agroindustriais,
destacando-se como um ícone na economia do Nordeste, que é formado por um pedúnculo
comestível que se forma junto à castanha, o verdadeiro fruto (FRUTICULTURA, 2010).
Figura 1. Caju (A), Casca (B), película (C) e amêndoa de castanha de caju (D).
Fonte: Foto A - http://acaiecompanhia.com.br/; B-C-D - Elaborada pelo autor.
Em 2012, o Brasil produziu 80 mil toneladas de castanha de caju (FIGURA 2),
ocupando a décima posição em produção mundial (FAOSTAT, 2014) com o estado do Ceará
participando com 48% da produção nacional (CONAB, 2014).
Figura 2. Produção nacional de castanha de caju no século XXI.
Fonte: FAOSTAT (2014); CONAB (2014).
2
A castanha de caju é constituída de três partes (Figura 1): a casca, que representa 65 a
70% do peso total da castanha; a película ou tegumento da amêndoa, cerca de 3% e; a
amêndoa, parte comestível que equivale a aproximadamente 28 a 30% (PAIVA, 2000).
A casca da castanha de caju é repleta de um líquido escuro, conhecido por líquido da
casca da castanha do caju (LCC), ou cashew nut shell liquid (CNSL) como é conhecido
internacionalmente, que representa aproximadamente 25% do peso da castanha e é
considerado um subproduto de agronegócio do caju (MAZZETO et al., 2009). O LCC é
constituído de alquilfenóis que apresentam um interesse potencial na área de produção de
materiais biologicamente ativos, surfactantes, polímeros e aditivos (AGOSTINI-COSTA et
al., 2000; KUMAR et al., 2002; CORREIA et al., 2006).
O tegumento da castanha de caju in natura contém os esteroides: β-sitosterol e
estigmasterol; triterpenoides pentacíclicos: lupeol e β-amirina; e os flavonóis: catequina e
epicatequina (CHAVES et al., 2010), atrativos para o mercado de produtos naturais.
A amêndoa de castanha de caju possui em sua composição um perfil de aminoácidos
biologicamente ativos, amido, ácidos graxos benéficos e outros compostos como alquilfenóis,
fitoesteróis, selênio e tocoferóis que potencializam sua ação antioxidante (FREITAS &
NAVES, 2010; MELO et al. 1998).
A amêndoa de castanha de caju brasileira vem mantendo uma movimentação anual no
século XXI acima de 100 milhões de dólares em exportação e o estado do Ceará recebe
destaque por ser responsável por no mínimo 70% do que foi exportado (FIGURA 3).
Figura 3. Exportação de amêndoa de castanha de caju no século XXI.
Fonte: MDIC (2014).
3
Em termos de peso líquido da amêndoa de castanha de caju exportada no século XXI
(FIGURA 4), a quantidade mínima exportada foi de 21 mil toneladas por ano, podendo-se
estimar 45 mil toneladas de casca e quatro mil toneladas de película, matérias-primas
consideradas resíduo, mas que apresentam conteúdo fenólico elevado e de potencial interesse
industrial.
Figura 4. Peso líquido da amêndoa de castanha de caju exportada no século XXI.
Fonte: MDIC (2014).
A incorporação de práticas de melhoria contínua com a utilização de tecnologias
limpas, principalmente pelo uso sustentável e transformação eficiente de matérias-primas,
fomentando o reaproveitamento e o mínimo desperdício de seus produtos finais (JABBOUR,
2010; SILVA JÚNIOR & ANDRADE, 2011) tem motivado a investigação de novas técnicas
no controle de qualidade de processos e a consequente redução ou eliminação dos riscos à
saúde do consumidor e ao meio ambiente.
Dentro deste contexto, o objetivo desta tese foi avaliar os efeitos do processamento
industrial sobre constituintes da amêndoa, os métodos de extração de LCC na casca e
compostos fenólicos na película de castanha de caju. A tese foi dividida em três etapas:
Avaliação do efeito de pressão e temperatura na extração do líquido da casca da
castanha de caju;
Extração de compostos fenólicos da película de castanha de caju;
Efeito do processamento industrial sobre constituintes da amêndoa de castanha de
caju.
4
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1. Caju (Anacardium occidentale L.)
O cajueiro, Anacardium occidentale (Anacardiaceae), é uma árvore de aparência
exótica, troncos tortuosos, folhas glabras, flores masculina e hermafroditas, fruto reniforme e
cresce nos trópicos das Américas, África e Ásia (CHITARRA & CHITARRA, 2006). A
introdução de plantas no melhoramento genético do cajueiro (clones), tem sido a principal
fonte de obtenção de materiais mais adequados à exploração comercial (PAIVA & BARROS,
2004).
O fruto do cajueiro, o caju (FIGURA 5), é formado por um pedúnculo comestível, ou
pseudofruto, que se forma junto à castanha, o verdadeiro fruto (FRUTICULTURA, 2010)
constituído de três partes: a casca, que representa 65 a 70% do peso total da castanha; a
amêndoa, parte comestível que equivale a aproximadamente 28 a 30%; e a película ou
tegumento da amêndoa, cerca de 3% (PAIVA et al., 2000).
Figura 5. Caju (Anacardium occidentale L.).
Fonte: http://www.sindfrutas.com.br
A amêndoa de castanha de caju é um dos principais produtos agroindustriais do
Nordeste brasileiro que possui em sua composição um perfil de aminoácidos biologicamente
ativos, ácidos graxos benéficos, alquilfenóis, fitoesteróis, selênio, tocoferóis (FREITAS &
NAVES, 2010; MELO et al., 1998) e apresenta alto teor de amido, polissacarídeo que
apresenta grande importância nutricional e industrial por ser a fonte mais importante de
carboidratos na alimentação humana (LEONEL & CEREDA, 2002; WALTER et al., 2005;
SINGH et al., 2010). A amêndoa pode ser consumida cozida, frita (LIMA et al., 1999; LIMA
& SOUSA, 2001), com iogurte (CAVALCANTE et al., 2009), em forma de pasta (LIMA &
BRUNO, 2007) como ingrediente de confeitaria e produtos de panificação (OWIREDUE et
al., 2014), dentre outros.
5
O processo de beneficiamento da castanha de caju (FIGURA 6) para a obtenção da
amêndoa envolve operações complexas devido à resistência da casca ao corte e aderência da
película à amêndoa (PAIVA et al., 2006; LEMOS, 2009).
Figura 6. Fluxograma – Beneficiamento da castanha de caju.
Fonte: Adaptado de Paiva et al. (2006), Silva Neto et al. (2010).
A castanha de caju é um aquênio que apresenta casca coriácea lisa, mesocarpo
alveolado, repleto de um líquido escuro, conhecido por líquido da casca da castanha do caju,
LCC (FIGURA 7) ou cashew nut shell liquid (CNSL) como é conhecido internacionalmente e
que apresenta baixíssimo valor agregado (MAZZETO et al., 2009).
Figura 7. Líquido da casca da castanha de caju (LCC técnico).
Fonte: Elaborada pelo autor.
Seleção e limpeza
Armazenamento
Cozimento
Decorticação
Recepção
Minifábrica – utiliza
vapor úmido
Despeliculagem
Seleção e classificação
Embalagem
Fritura
Secagem
Indústria – utiliza
LCC
6
O LCC apresenta como principal característica a ocorrência de compostos fenólicos
(FIGURA 8) que apresentam um interesse potencial na área de produção de materiais
biologicamente ativos, surfactantes, polímeros e aditivos, constituído pelos alquilfenois:
ácidos anacárdicos, derivados do ácido salicílico; pelos cardóis, derivados do resorcinol; e por
cardanóis (CORREIA et al., 2006; MAZZETO et al., 2009; AGOSTINI-COSTA et al., 2000;
KUMAR et al., 2002).
Figura 8. Representação da estrutura química dos principais componentes do líquido da
casca de castanha de caju (LCC).
Fonte: Mazzeto et al. (2009).
O LCC pode ser classificado como LCC natural, por conter uma grande quantidade de
ácido anacárdico e não apresentar material polimérico em sua composição e LCC técnico, que
apresenta um elevado percentual de cardanol e presença de material polimérico (GEDAM &
SAMPATHKUMARAN, 1986).
Na obtenção do LCC podem ser empregados diferentes processos como extração com
solvente que apresente afinidade apolar ou utilização de fluido supercrítico, por prensagem e
processo térmico-mecânico (PATEL et al., 2006; MAZZETO et al., 2009). A extração por
prensagem é um processo muito utilizado atualmente para extração em pequena escala para
atender demandas locais de cooperativas podendo ser utilizado para materiais que apresentem
baixa umidade, menor que 10%, e presença de material fibroso (ANTONIASSI, 2014).
Na produção de amêndoa de castanha de caju em escala industrial é empregado o
processo térmico-mecânico, onde o próprio LCC é utilizado para o cozimento (200 ºC) das
castanhas in natura favorecendo o rompimento da casca externa, liberando os alquilfenóis
presentes no mesocarpo. Já a pequena indústria (mini-fábrica) utiliza o vapor d’água na
operação de cocção o que acarreta a necessidade de uma etapa para extração do LCC.
7
O tegumento da castanha de caju in natura apresenta os esteroides sitosterol e
estigmasterol, os triterpenoides pentacíclicos lupeol e β-amirina e os flavonóis catequina e
epicatequina (CHAVES et al., 2010; CHANDRASEKARA & SHAHIDI, 2011; TROX et al.,
2011). Após o processamento industrial, este material geralmente é descartado ou utilizado na
preparação de rações (FREITAS et al., 2006; HOLANDA et al., 2010; LEITE et al., 2013) e
como complemento de fertilizantes agrícolas (ALMEIDA et al., 1988).
O Brasil é um dos países que mais produzem resíduos agroindustriais provocando
graves problemas ambientais e a busca de alternativas para utilização de resíduos orgânicos
gerados vem crescendo dentro de vários centros de pesquisa (CATANEO et al., 2008;
SOUSA et al., 2011). Agregar valor a esses resíduos é de interesse econômico e ambiental,
necessitando de investigação científica e tecnológica que favoreça uma produção sustentável
de forma eficiente e segura (SCHIEBER et al., 2001). Nesse sentido, as indústrias estão
desenvolvendo e buscando novas formas de lidar com os problemas ambientais, mediante
mecanismos de auto-regulação ou gestão ambiental proativa (SANCHES, 2000).
2.2. Compostos fenólicos
Os vegetais, em geral, condimentos e produtos industrializados, podem apresentar
numerosos fitoquímicos, compostos bioativos de vegetais, amplamente distribuídos na
natureza dentre eles compostos fenólicos, compostos nitrogenados, carotenoides, ácido
ascórbico e tocoferóis (DEGÁSPARI & WASZCZYNSKYJ, 2004; SILVA et al., 2010;
OLIVEIRA & BASTOS, 2011). Os compostos ativos mais comumente encontrados em frutas
e hortaliças são os fenólicos, que podem se apresentar na forma de pigmentos, que dão a
aparência colorida (RHODES, 1996; SILVA et al., 2010; ARAUJO, 2011).
Os compostos fenólicos ou polifenóis são substâncias originadas do metabolismo
secundário das plantas, normalmente derivados de reações de defesa das plantas contra
agressões do ambiente, sendo essenciais para o seu crescimento e reprodução (NACZK &
SHAHIDI, 2004). Estas substâncias são encontradas dentro dos vacúolos celulares, forma
solúvel, apresentando-se na forma livre ou conjugada a açúcares e proteínas enquanto os fenó-
licos insolúveis encontram-se ligados a estruturas da parede celular, esterificados com
arabinose ou resíduos de galactose dos componentes pécticos ou hemicelulósicos (FAULDS
& WILLIAMSON, 1999; BECKMAN, 2000; CATANEO et al., 2008). Na Figura 9, estão
reportados exemplos de polifenóis, representação da estrutura molecular e ocorrência em
alimentos classificados em uma base de dados virtual (PHENOL-EXPLORER, 2014).
8
Figura 9. Compostos fenólicos presentes em alimentos.
Fonte: http://www.phenol-explorer.eu/
9
Os polifenóis englobam uma gama enorme de substâncias, dentre elas fenóis simples,
ácidos fenólicos (tanto o ácido benzoico e os derivados do ácido cinâmico), alquilfenóis
(ácido anacárdico, cardanol e cardol) cumarinas, flavonoides (catequinas, antocianinas, e
isoflavonas), estilbenos e os polímeros taninos e ligninas (KING & YOUNG, 1999;
NIJVELDT et al., 2001; VOLP et al., 2008). Não existe nenhuma classificação universal de
polifenóis (MOTILVA et al., 2013). Crozier et al. (2009), por exemplo, classificaram esses
compostos fenólicos em flavonóides e não flavonóides.
Em termo químico estrutural (TABELA 1), os fenólicos são definidos como
substâncias que possuem anel aromático com um ou mais substituintes hidroxílicos, incluindo
seus grupos funcionais (D’ARCHIVIO, 2007; IGNAT et al., 2011; MOTILVA et al., 2013).
Tabela 1. Compostos fenólicos em plantas.
Classe Estrutura
Fenólicos simples, benzoquinonas C6
Ácidos hidroxibenzóicos C6-C1
Acetofenol, ácidos fenilacéticos C6-C2
Ácidos hidroxicinâmicos, fenilpropanóides C6-C3
Naftoquinonas C6-C4
Xantonas C6-C1-C6
Estilbenos, antroquinonas C6-C2-C6
Flavonóides, isoflavonóides C6-C3-C6
Lignanas, neolignanas (C6-C3)2
Biflavonóides (C6-C3-C6)2
Ligninas (C6-C3)n
Taninos condensados (C6-C3-C6)n
Fonte: Angelo & Jorge (2007).
Os ácidos fenólicos livres representam a menor parte dos compostos fenólicos e são
solúveis em soluções de metanol, etanol ou acetona (TIAN et al., 2004). Os fenólicos
conjugados geralmente estão sob a forma de ésteres e amidas, incluindo compostos de baixo
peso molecular, solúveis em água, presentes no citosol, ou formas lipossolúveis, associadas às
ceras da superfície da planta (KARAKAYA, 2004).
As frutas, principais fontes dietéticas de compostos fenólicos, em função de fatores
intrínsecos (cultivar, variedade, estádio de maturação) e extrínsecos (condições climáticas e
edáficas) apresentam uma composição variada desses constituintes (MELO et al., 2008). Os
fenólicos possuem propriedades antioxidantes que atuam inibindo ou retardando o processo
10
oxidativo nos alimentos, que estão presentes em diversos resíduos agroindustriais (SOUSA et
al., 2011).
Em sementes oleaginosas, poucos compostos fenólicos ocorrem em concentrações
relativamente altas e entre óleos extraídos de amêndoas, castanhas e nozes são destaque na
família Juglandaceae (Noz Pecan e Noz comum), seguidos pelo pistache, macadâmia e
castanha de caju conforme Tabela 2 (COSTA & JORGE, 2011).
Tabela 2. Composição média em compostos fenólicos totais de óleos extraídos de amêndoas,
castanhas e nozes.
Amostra Nome científico Fenólicos totais (mg/100g de óleo)
Castanha do Brasil Bertholletia excelsa 169,2
Amêndoa Prunus dulcis 212,9
Avelã Corylus Avellana 314,8
Castanha de Caju Anacardium occidentale 316,4
Macadâmia Macadamia integrifolia 497,8
Pistache Pistacia vera 571,8
Noz pecan Carya illinoensis 1463,9
Noz comum Juglans regia 1580,5 Fonte: Adaptado de Yang et al. (2009).
Os compostos fenólicos são conhecidos como potentes antioxidantes e antagonistas
naturais de patógenos (CATANEO et al., 2008), com atividade biológica relacionada com a
estrutura química, conjugação com outras substâncias, grau de polimerização e solubilidade
(MIRA et al., 2008). Dentre as atividades biológicas, os ácidos anacárdicos (FIGURA 9)
apresentam atividades antitumoral (CORREIA et al., 2006; WU et al., 2011), antioxidante
(KUBO et al., 2006; TREVISAN et al., 2006; STASIUK & KOZUBEK, 2010) antiacne
(KUBO et al., 1994), antibacteriana (PARASA et al., 2011), larvicida (GUISSONI et al.,
2013) e inibição das enzimas CYP3A4 do citocromo P450 (SUO et al., 2012), tirosinase,
urease (HEMSHEKHAR et al., 2012), prostaglandina sintase e lipoxigenase
(PARAMASHIVAPPA et al., 2001).
2.3. Técnicas de extração de compostos fenólicos
O processo de separação de compostos bioativos corresponde a três fases principais:
extração a partir da matéria vegetal se utilizando as operações unitárias prensagem mecânica,
extração à solvente ou autoclavagem; fracionamento do extrato com auxílio de filtração,
destilação, separação magnética, fusão, decantação, maceração, percolação, cromatografia,
11
micro-ondas, fluido pressurizado ou por ultrassom; e purificação do princípio ativo
(BARRETO JÚNIOR et al., 2005; PETRUCCI et al., 2010; RAMALHO & SUAREZ, 2013).
A parede celular vegetal (FIGURA 10) é formada por uma mistura complexa de
polissacarídeos e outros compostos secretados pela célula e que são dispostos e conectados de
uma forma muito bem organizada através de ligações covalentes e não covalentes (TAIZ &
ZEIGER, 2002). O objetivo de extrair compostos fenólicos a partir de vegetais é a liberação
destes compostos das estruturas celulares onde eles se encontram, ocorrendo a necessidade de
uma operação unitária de ruptura do tecido da planta (ASPE & FERNANDEZ, 2011).
Figura 10. Representação estrutural da parede celular primária das células vegetais. (A)
Celulose, (B) Hemicelulose, (C) Proteína, (D) Pectina, (E) Ácido fenólico, e (F) Lignina.
Fonte: Acosta-Estrada et al. (2014).
O crescente aumento na demanda de moléculas-alvo, produtos intracelulares, pela
indústria alimentícia e farmacêutica tem impulsionado o desenvolvimento de sistemas
eficientes para recuperação destes materiais (PESSOA JUNIOR & KILIKIAN, 2005). A
ruptura celular, também conhecido por rompimento celular, é a primeira etapa no processo de
isolamento de materiais intracelulares (HARRISON et al., 2003; MEDEIROS et al., 2008).
Dentre as técnicas para a extração de nutracêuticos de plantas, as extrações assistida
por ultrassom e acelerada com solvente apresentam como vantagens a diminuição do tempo
de extração e do consumo de solvente, aumento do rendimento de extração e melhoria na
qualidade dos extratos (WANG & WELLER, 2006). Estes métodos se apresentam ainda mais
atrativos quando se faz uso de solventes considerados seguros GRAS, do inglês General
Recognized as Safe (FDA, 2014).
12
A extração assistida por ultrassom (EAU) é uma técnica que utiliza ondas mecânicas
com frequência maior que 18 kHz que se propagam em ciclos sucessivos de compressão e
rarefação, cavitação, através de qualquer meio material promovendo efeitos de ativação em
reações químicas, melhoria na eficiência de processos extrativos, aumento da transferência de
massas entre fases e não possui interação direta com espécies moleculares (MASON &
LORIMER, 1988; SUSLICK, 1998; DELGADO-POVEDANO & CASTRO, 2013).
Existem dois tipos de equipamentos geradores de ondas ultrassônicas: o banho e a
sonda (KORN et al., 2003). A influência do ultrassom na etapa de extração depende da
frequência, potência do equipamento e do tempo (PICO, 2013; CASTRO & DELGADO-
POVEDANO, 2014).
Para fins analíticos, os ultrassons têm sido utilizados em diferentes etapas de
separação e extração, como apresentado na Tabela 3.
Tabela 3. Utilização de ultrassom em análise química.
Etapa Aplicação
Amostragem Não se aplica
Preparo de amostras
Extração sólido - líquido
Extração líquido - líquido
Separação granulométrica
Desgaseificação
Degradação de matéria orgânica
Separação por co-precipitação
Geração de reagentes
Determinação Medida do tempo de voo da onda
Medida da atenuação da intensidade de onda
Tratamento de dados Não se aplica Fonte: Korn et al. (2003).
O rompimento ultrassônico pode ser usado em várias aplicações na indústria de
alimentos (TABELA 4), seja uma etapa de pré-tratamento ou como processo integral mais
complexo (FERNANDES & RODRIGUES, 2009; LEMES et al., 2012). A utilização de
ultrassom para extração e conservação de alimentos é uma tecnologia que pode ser aplicada
de forma eficiente, econômica e ambientalmente segura atribuída a vários mecanismos como
cavitação e ruptura da parede celular (RODRIGUES & FERNANDES, 2009).
13
Tabela 4. Extração de polifenóis em produtos agroindustriais utilizando ultrassom.
Amostra Solvente Potência %* Tempo** Referência
Ginkgo biloba Metanol 60-80 (300W) 45-75 Zhou et al. (2014)
Urucum Clorofórmio 36 (550W) 2-10 Yolmeh et al. (2014)
Azeitona - 100 (150W) 0-10 Clodoveo et al. (2013)
Romã Hexano 10-100 (130W) 2-40 Goula (2013)
Amora Etanol 100 (150W) 5-20 Oancea et al. (2013)
Mostarda Etanol 15 (400W) 10-60 Dubie et al. (2013)
Casca de rambutã Água 50-100 (40W) 10-30 Maran et al. (2013)
Legumes Metanol 100 (135W) 120 Konar (2013)
Folhas de amora Metanol - 20-120 Aybastıer et al. (2013)
Mel Metanol 56-100 (160 W) - Biesaga & Pyrzynska (2013)
Amêndoa Hexano 100 (150 W) 40-60 Zhang et al. (2009)
Pistache Água - 45 Goli et al. (2005)
Cereja Metanol 100 (50 W) 15 Karabegovic et al. (2014) * capacidade máxima entre parenteses ** tempo em minutos
As técnicas instrumentais que envolvem extração com fluido pressurizado são
extração acelerada com solvente (EAS), extração com fluido supercrítico (EFS),
microextração em fase sólida (MEFS) e extração com água no estado subcrítico (EAES)
(LANÇAS, 2002; MEDIOLA et al., 2007).
A extração acelerada com solvente utiliza fluidos pressurizados no estado subcrítico
vem sendo empregada com sucesso na análise de substâncias sólidas, incluindo alimentos e
solos/sedimentos, aumentando a solubilidade e preservando a estrutura dos analitos utilizando
solventes comuns a pressões e temperaturas elevadas (ASSIS et al., 2000; LANÇAS, 2002).
Essa tecnologia tem sido empregada para a extração com água no estado subcrítico de
compostos bioativos em diversas matrizes vegetais (PALMA et al., 2002; RODRIGUEZ-
MEIZOSO et al., 2006; GUÇLU-USTUNDAG et al., 2007; KANMAZ, 2014). Na Tabela 5,
estão reportados exemplos de extração de fitoquímicos de produtos da agroindústria.
14
Tabela 5. Condições de extração acelerada com solvente de fitoquímicos em diversos produtos agroindustriais.
Amostra Molécula alvo Solvente T (°C) t (min) Ciclos Referência
Sidra Fenólicos Metanol 40 5 2 Alonso-Salces et al. (2001)
Farelo de sorgo Fenólicos Etanol/água 50-70% v/v 60-120-150 - 1 Barros (2013)
Casca de Citrus unshiu Flavanonas Água 110-200 (160) 5-20 (10) 1 Cheigh et al. (2012)
Microalga Spirulina platensis Antioxidantes Etanol-Água 60-115-170 3-9-15 - Herrero et al. (2005)
Alecrim e orégano Fenólicos Metanol/Água 32-88% v/v (56,5%) 66-129 - - Hossain et al. (2011)
Erva-mate Constiuintes Metanol (13,8%) 50-100 10-30 1-3 Jacques et al. (2008)
Casca de cebola Quercetina Água 100-190 (165) 5-30 (15) - Ko et al. (2011)
Mistura de cascas Flavonóides Água 110-200 (150-190) 5-15 - Ko et al. (2014)
Berberis cretica Fenólicos Etanol/água 50% v/v 75-100 - - Kukula-Koch et al. (2011)
Fermentado de arroz Monacolina K Acetato de etila 80-100-120 5-7-9 1-2-3 Liu et al. (2010)
Bagaço de uva vermelha Procianidinas Etanol/Água 0 - 90% v/v (50%) 80-140 - 1 Monrad et al. (2010a)
Bagaço de uva vermelha Antocianinas Etanol/Água 10 - 70% v/v (50%) 40 -140 (70) - 1 Monrad et al. (2010b)
Casca de Jabuticaba Fenólicos Etanol 40-120 (80) 3-15 (9) - Santos et al. (2012)
Erva-doce Estragol Metanol 75-100-125 3-5-7 1-2-3 Rodríguez-Solana et al. (2014)
Bagaço de maçã Antioxidantes Etanol/água 25-85% v/v (60%) 75-200 - - Wijngaard & Brunton (2009)
Fructus Schisandrae Lignana Etanol/água 50-100% v/v (60%) 80-180 (160) 5-12 (10) - Zhao et al. (2012)
* Formatação Negrito + itálico = melhores condições de extração
15
3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ABRAPA. Exportação Mundial. Disponível em: <http://www.abrapa.com.br/>. Acesso em
17 abr. 2014.
ACOSTA-ESTRADA, B. A.; GUTIERREZ-URIBE, J. A.; SERNA-SALDIVAR, S. O.
Bound phenolics in foods, a review. Food Chemistry, v. 152, p. 46–55, 2014.
AGOSTINI-COSTA, T. S.; SANTOS, J. R.; GARRUTI, D. S.; FEITOSA, T. Caracterização,
por cromatografia em camada delgada, dos compostos fenólicos presentes em pedúnculos de
caju (Anacardium occidentale L.). Boletim do CEPPA, v. 18, p. 129-137, 2000.
ALMEIDA, F. A. G.; FONTES, J. M.; ALMEIDA, F. C. G. Uso da cinza da casca da
castanha do caju, Anacardium occidentale L, como fonte de fósforo para a cultura do feijão de
corda Vigna unguiculata (L.) Walp. Ciência Agronômica, v. 19, p. 31-35, 1988.
ALONSO-SALCES, R. M.; KORTA, E.; BARRANCO, A.; BERRUETA, L. A.; GALLO,
B.; VICENTE, F. Determination of polyphenolic profiles of basque cider apple varieties using
accelerated solvent extraction. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 49, p. 3761-
3767, 2001.
ANGELO, P. M.; JORGE, N. Compostos fenólicos em alimentos – Uma breve revisão.
Revista do Instituto Adolfo Lutz, v. 66, p. 1-9, 2007.
ANTONIASSI, R. Prensagem em pequena escala. Disponível em:
<http://www.agencia.cnptia.embrapa.br/gestor/tecnologia_de_alimentos/arvore/CONT000gc8
yujq302wx5ok01dx9lcudlguwx.html>. Acesso em: 31 mar. 2014.
ARAUJO, J. M. Química de Alimentos: Teoria e prática, 5 ed. Viçosa: UFV, 2011.
ASPE, E.; FERNANDEZ, K. The effect of different extraction techniques on extraction yield,
total phenolic, and anti-radical capacity of extracts from Pinus radiata Bark. Industrial
Crops and Products, v. 34, p. 838– 844, 2011.
ASSIS, L. M.; PINTO, J. S. S.; LANÇAS, F. M. Comparasion among different extraction
methods (PFE, SFE, Sonication, Soxhlet) for the isolation of organic compounds from coal.
The Journal of Microcolumn Separations, v. 12, p. 292-301, 2000.
AYBASTIER, O.; ISIK, E.; SAHIN, S.; DEMIR, C. Optimization of ultrasonic-assisted
extraction of antioxidant compounds from blackberry leaves using response surface
methodology. Industrial Crops and Products, v. 44, p. 558–565, 2013.
BARRETO JÚNIOR, A. G.; BISCAIA JUNIOR, E. C.; VEIGA JUNIOR, V. F.; PINTO, A.
C.; CARVALHAES, S. F.; MACIEL, M. A. M. Cromatografia de troca-iônica aplicada ao
isolamento da fração ácida do óleo de copaíba (Copaifera multijuga) e da sacaca (Croton
cajucara). Química Nova, v. 28, p. 719-722, 2005.
16
BARROS, F.; DYKES, L.; AWIKA, J. M.; ROONEY, L. W. Accelerated solvent extraction
of phenolic compounds from sorghum brans. Journal of Cereal Science, v. 58, p. 305-312,
2013.
BECKMAN, C. H. Phenolic-storing cells: keys to programmed cell death and periderm
formation in wilt disease resistance and in general defence responses in plants? Physiological
and Molecular Plant Pathology, v. 57, p. 101-110, 2000.
BIESAGA, M.; PYRZYNSKA, K. Stability of bioactive polyphenols from honey during
different extraction methods. Food Chemistry, v. 136 p. 46–54, 2013.
BRASIL SUSTENTÁVEL - Perspectivas do Brasil na Agroindústria. Ernst & Young
Terco, Série Brasil Sustentável, 2009.
CASTRO, M. D. L.; DELGADO-POVEDANO, M. M. Ultrasound: a subexploited tool for
sample preparation in metabolomics. Analytica Chimica Acta, v. 806, p. 74– 84, 2014.
CATANEO, C. B.; CALIARI, V.; GONZAGA, L. V.; KUSKOSKI, E. M.; FETT, R..
Atividade antioxidante e conteúdo fenólico do resíduo agroindustrial da produção de vinho
Semina, v. 29, p. 93-102, 2008.
CAVALCANTE, J. M.; MORAIS, A. C. S.; RODRIGUES, M. C. P. Efeito da adição de
amêndoas da castanha de caju nas propriedades sensoriais do iogurte adoçado com mel.
Revista Brasileira de Tecnologia Agroindustrial, v. 3, p. 01-14, 2009.
CHANDRASEKARA, N.; SHAHIDI, F. Effect of roasting on phenolic content and
antioxidant activities of whole cashew nuts, kernels, and testa. Journal of Agricultural and
Food Chemistry, v. 59, p. 5006-5014, 2011.
CHAVES, M. H.; CITÓ, A. M. G. L., LOPES, J. A. D. COSTA, D. A.; OLIVEIRA, C. A. A.;
COSTA, A. F.; BRITO JÚNIOR, F. E. M. Fenóis totais, atividade antioxidante e constituintes
químicos de extratos de Anacardium occidentale L., Anacardiaceae. Revista Brasileira de
Farmacognosia, v. 20, p. 106-112, 2010.
CHEIGH. C. I.; CHUNG, E. Y.; CHUNG, M. S. Enhanced extraction of flavanones
hesperidin and narirutin from Citrus unshiu peel using subcritical water. Journal of Food
Engineering, v. 110, p. 472–477, 2012.
CHITARRA, M. I. F.; CHITARRA, A. B. Pós-colheita de Frutas e Hortaliças: Glossário.
Lavras: UFLA, 2006.
CLODOVEO, M. L.; DURANTE, V.; NOTTE, D.; PUNZI, R.; GAMBACORTA, G.
Ultrasound-assisted extraction of virgin olive oil to improve the process efficiency. European
Journal of Lipid Science and Technology, v. 115, p. 1062–1069, 2013.
CONAB. Companhia Nacional de Abastecimento. Disponível em:
<http://www.conab.gov.br/>. Acesso em: 17 abr. 2014.
CORREIA, S. J.; DAVID, J. P.; DAVID, J. M. Metabólitos secundários de espécies de
anacardiaceae. Química Nova, v. 29, p. 1287-1300, 2006.
17
COSTA, T.; JORGE, N. Compostos Bioativos Benéficos Presentes em Castanhas e Nozes.
Unopar Científica Ciências Biológicas e da Saúde, v. 13, p.195-203, 2011.
CROZIER, A.; JAGANATH, I. B.; CLIFFORD, M. N. Dietary phenolics: chemistry,
bioavailability and effects on health. Natural Product Reports, v. 26, p. 1001-1043, 2009.
D’ARCHIVIO, M.; FILESI, C.; BENEDETTO, R.; GARGIULO, R.; GIOVANNINI, C.;
MASELLA, R. Polyphenols, dietary sources and bioavailability. Annali dell'Istituto
Superiore di Sanità, v. 43, p. 348-361, 2007.
DEGÁSPARI, C. H.; WASZCZYNSKYJ, N. Propriedades antioxidantes de compostos
fenólicos. Visão Acadêmica, v. 5, p. 33-40, 2004.
DELGADO-POVEDANO, M. M.; CASTRO, M. D. L. Ultrasound-assisted analytical
emulsification-extraction. Trends in Analytical Chemistry, v. 45, p. 1-13, 2013.
DUBIE, J.; STANCIK, A.; MORRA, M.; NINDO, C. Antioxidant extraction from mustard
(Brassica juncea) seed meal using high-intensity ultrasound. Journal of Food Science, v. 78,
p. 542-548, 2013.
ECOAGRO. O agronegócio no Brasil. Disponível em: <http://www.ecoagro.agr.br/>.
Acesso: 17 abr. 2014.
FAOSTAT. Food and Agriculture Organization of the United Nations. Disponível em:
<http://faostat.fao.org/>. Acesso em: 17 abr. 2014.
FAULDS, C. B.; WILLIAMSON, G. The role of hydroxycinnamates in the plant cell wall.
Journal of the Science of Food and Agriculture, v. 79, p. 393-395, 1999.
FDA – Food and Drug Administration. GRAS, General Recognize as Safe. Disponível em:
< http://www.fda.gov/>. Acesso em: 31 mar. 2014.
FERNANDES, F. A. N.; RODRIGUES, S. Ultrasound applications in minimal processing.
Stewart Postharvest Review, v. 5, p. 1-7, 2009.
FREITAS, E. R.; FUENTES, M. F. F.; SANTOS JUNIOR, A.; GUERREIRO, M. E. F.;
ESPINDOLA, G. B. Farelo de castanha de caju em rações para frangos de corte. Pesquisa
Agropecuária Brasileira, v. 41, p. 1001-1006, 2006.
FREITAS, J. B.; NAVES, M. M. V. Composição química de nozes e sementes comestíveis e
sua relação com a nutrição e saúde. Revista de Nutrição, v. 23, p. 269-279, 2010.
FRUTICULTURA, Caju. Brasília: Fundação Banco do Brasil, Série cadernos de propostas
para atuação em cadeias produtivas, v. 4, set. 2010.
GEDAM, P. H.; SAMPATHKUMARAN, P. S. Cashew nut shell liquid: extraction, chemistry
and aplications. Progress in Organic Coatings, v. 14, p. 115-157, 1986.
18
GOLI, A. H.; BARZEGAR, M.; SAHARI, M. A. Antioxidant activity and total phenolic
compounds of pistachio (Pistachia vera) hull extracts. Food Chemistry, v. 92, p. 521–525,
2005.
GOULA, A. M. Ultrasound-assisted extraction of pomegranate seed oil – Kinetic modeling.
Journal of Food Engineering, v. 117, p. 492–498, 2013.
GUÇLU-USTUNDAG, O.; BALSEVICH, J.; MAZZA, G. Pressurized low polarity water
extraction of saponins from cow cockle seed. Journal of Food Engineering, v. 80, p. 619–
630, 2007.
GUISSONI, A. C. P.; SILVA, I. G.; GERIS, R.; CUNHA, L. C.; SILVA, H. H. G. Atividade
larvicida de Anacardium occidentale como alternativa ao controle de Aedes aegypti e sua
toxicidade em Rattus norvegicus. Revista Brasileira de Plantas Medicinais, v. 15, p. 363-
367, 2013.
HARRISON, R. G.; TODD, P.; RUDGE, S. R.; PETRIDES, D. P. Bioseparations Science
and Engineering. New York: Oxford University Press, 2003.
HEMSHEKHAR, M.; SANTHOSH, M. S.; KEMPARAJU, K.; GIRISH, K. S. Emerging
roles of anacardic acid and its derivatives: A pharmacological overview. Basic & Clinical
Pharmacology & Toxicology, v. 110, p. 122-132, 2012.
HERRERO, M.; MARTIIN-ALVAREZ, P. J.; SENORANS F. J.; CIFUENTES, A.;
IBANEZ, E. Optimization of accelerated solvent extraction of antioxidants from Spirulina
platensis microalga. Food Chemistry, v. 93, p.417–423, 2005.
HOLANDA, J. S.; TORRES, J. F.; OLIVEIRA, M. T.; FERREIRA FILHO, L.; HOLANDA,
A. C. Da carne de caju à carne de cordeiro. Natal: EMPARN, 2010. (Boletim de Pesquisa
n° 35).
HOSSAIN, M. B.; BARRY-RYAN C.; MARTIN-DIANA, A. B.; BRUNTON, N. P.
Optimisation of accelerated solvent extraction of antioxidant compounds from rosemary
(Rosmarinus officinalis L.), marjoram (Origanum majorana L.) and oregano (Origanum
vulgare L.) using response surface methodology. Food Chemistry, v. 126, p. 339–346, 2011.
IGNAT, I.; VOLF, I.; POPA, V. I. A critical review of methods for characterisation of
polyphenolic compounds in fruits and vegetables. Food Chemistry, v. 126 p. 1821–1835,
2011.
JABBOUR, C. J. C. Tecnologias ambientais: em busca de um significado. Revista de
Administração Pública, v. 44, p. 591-611, 2010.
JACQUES, R. A.; DARIVA, C.; OLIVEIRA, J. V.; CARAMÃO, E. B. Pressurized liquid
extraction of mate tea leaves. Analytica Chimica Acta, v. 625, p. 70–76, 2008.
KANMAZ, E. O. Subcritical water extraction of phenolic compounds from flaxseed meal
sticks using accelerated solvent extractor (ASE). European Food Research and
Technology, v. 238, p. 85–91, 2014.
19
KARABEGOVIC, I. T.; STOJICEVIC, S. S.; VELICKOVIC, D. T.; TODOROVIC, Z. B.;
NIKOLIC, N. C.; LAZIC, M. L. The effect of different extraction techniques on the
composition and antioxidant activity of cherry laurel (Prunus laurocerasus) leaf and fruit
extracts. Industrial Crops and Products, v. 54, p. 142–148, 2014.
KARAKAYA, S. Bioavailability of phenolic compounds. Critical Reviews in Food Science
and Nutrition, v. 44, p. 453-464, 2004.
KING, A., YOUNG, G. Characteristics and occurrence of phenolic phytochemicals. Journal
of the American Dietetic Association, v. 99, p. 213-218, 1999.
KO, M. J.; CHEIGH, C. I.; CHO, S. W.; CHUNG, M. S. Subcritical water extraction of
flavonol quercetin from onion skin. Journal of Food Engineering, v. 102, p. 327–333, 2011.
KO, M. J.; CHEIGH, C. I.; CHUNG, M. S. Relationship analysis between flavonoids
structure and subcritical water extraction (SWE). Food Chemistry, v. 143, p. 147–155, 2014.
KONAR, N. Non-isoflavone phytoestrogenic compound contents of various legumes.
European Food Research and Technology, v. 236, p. 523–530, 2013.
KORN, M.; ANDRADE, M. V. A. S.; BORGES, S. S. Procedimentos analíticos assistidos
por ultrassom. Revista Analytica, n. 3, p. 34-39, 2003.
KUBO, I.; MASUOKA, N.; HA, T. J.; TSUJIMOTO, K. Antioxidant activity of anacardic
acids. Food Chemistry, v. 99, p. 555-562, 2006.
KUBO, I.; MUROI, H.; KUBO, A. Naturally occurring antiacne agents. Journal of Natural
Products, v. 57, p. 9-17, 1994.
KUKULA-KOCH, W.; ALIGIANNIS, N.; HALABALAKI, M.; SKALTSOUNIS, A. L.;
GLOWNIAK, K.; KALPOUTZAKIS, E. Influence of extraction procedures on phenolic
content and antioxidant activity of Cretan barberry herb. Food Chemistry, v. 138, p. 406–
413, 2011.
KUMAR, P. P.; PARAMASHIVAPPA, R. VITHAYATHIL, P. J.; RAO, P. V. S.; RAO, S.
Process for isolation of cardanol from technical cashew (Anacardium occidentale L.) nut shell
liquid. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 50, p. 4705-4708, 2002.
LANÇAS, F. M. Extração com fluido supercrítico: quo vadis? Revista Analytica, n. 2, p. 30-
37, 2002.
LEITE, D. F. L.; AGUIAR, E. M.; HOLANDA, J. S.; RANGEL, H. N.; AURELIANO, I. P.
L.; MEDEIROS, V. B.; LIMA JUNIOR, D. M. Valor nutritivo do resíduo de caju desidratado
associado a diferentes concentrados. Acta Veterinaria Brasilica, v. 7, p. 66-72, 2013.
LEMES, A. C.; ÁLVARES, G. T.; KALIL, S. J. Extraction of β-galactosidase from
Kluyveromyces marxianus CCT 7082 by ultrasonic method. Biochemistry and
Biotechnology Reports, v.1, p. 7-13, 2012.
20
LEMOS, S. S. Implantação do sistema APPCC (análise de perigos e pontos críticos de
controle) em uma indústria de beneficiamento de castanha de caju: um estudo de caso.
2009. 104 f. Monografia (Especialização em Gestão da Qualidade e Segurança de Alimentos)
– Faculdade de Engenharia Química, Universidade Estadual de Campinas, Fortaleza, 2009.
LEONEL, M.; CEREDA, M. P. Caracterização físico-química de algumas tuberosas
amiláceas. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 22, n. 1, p. 65-69, 2002.
LIMA, J. R.; BRUNO, L. M. Estabilidade de pasta de amêndoa de castanha de caju. Ciência e
Tecnologia de Alimentos, v. 27, p. 816-822, 2007.
LIMA, J. R.; SILVA, M. A. A. P.; GONÇALVES, L. A. G. Caracterização sensorial de
amêndoas de castanha de caju fritas e salgadas. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 19, p.
123-126, 1999.
LIMA, J. R.; SOUSA, M. M. M.; Influência do tipo de óleo utilizado para fritura na
estabilidade de amêndoas de castanha de caju. Boletim do Centro de Pesquisa de
Processamento de Alimentos, v. 19, p. 43-52, 2001.
LIU, Y.; GUO, X.; DUAN, W.; WANG, X.; DU, J. Accelerated solvent extraction of
monacolin K from red yeast rice and purification by high-speed counter-current
chromatography. Journal of Chromatography B, v. 878, p. 2881–2885, 2010.
MARAN, J. P.; MANIKANDAN, S.; NIVETHA, C. V.; DINESH, R. Ultrasound assisted
extraction of bioactive compounds from Nephelium lappaceum L. fruit peel using central
composite face centered response surface design. Arabian Journal of Chemistry, p. 1-13,
2013.
MASON, T. J.; LORIMER, J. P. Sonochemistry: Theory, Applications and Uses of
Ultrasound in Chemistry. Chichester: Ellis Horwood Limited, 1988.
MAZZETO, S. E.; LOMONACO, D.; MELE, G. Óleo da castanha de caju: oportunidades e
desafios no contexto do desenvolvimento e sustentabilidade industrial. Química Nova, v. 32,
p. 732-741, 2009.
MDIC. Ministério do Desenvolvimento, Indústria e Comércio Exterior. Disponível em: <
http://aliceweb2.mdic.gov.br/>. Acesso em: 17 abr. 2014.
MEDEIROS, F. O.; ALVES, F. G.; LISBOA, C. R.; MARTINS, D. S.; BURKERT, C. A. V.;
KALIL, S. J. Ondas ultrassônicas e pérolas de vidro: um novo método de extração de β-
galactosidase para uso em laboratório. Química Nova, v. 31, p. 336-339, 2008.
MELO, E. A.; MACIEL, M. I. S.; LIMA, V. L. A. G.; NASCIMENTO, R. J. Capacidade
antioxidante de frutas. Revista Brasileira de Ciências Farmacêuticas, v. 44, p. 193-201,
2008.
MELO, M. L. P.; MAIA, G. A.; SILVA, A. P. V.; OLIVEIRA, G. S. F.; FIGUEIREDO, R.
W. Caracterização Físico-química da amêndoa de castanha de caju (Anacardium occidentale
L.) crua e tostada. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 18, p. 184-187, 1998.
21
MENDIOLA, J. A.; HERRERO, M.; CIFUENTES, A.; IBANEZ, E. Use of compressed
fluids for sample preparation: Food applications. Journal of Chromatography A, v. 1152, p.
234-246, 2007.
MIRA, N. V. M.; BARROS, R. M. C.; SCHIOCCHET, M. A.; NOLDIN, J. A.; LANFER-
MARQUEZ, U. M. Extração, análise e distribuição dos ácidos fenólicos em genótipos
pigmentados e não pigmentados de arroz (Oryza sativa L.). Ciência e Tecnologia de
Alimentos, v. 28, p. 994-1002, 2008.
MONRAD, J. K.; HOWARD, L. R.; KING, J. W.; SRINIVAS, K.; MAUROMOUSTAKOS,
A. Subcritical solvent extraction of procyanidins from dried red grape pomace. Journal of
Agricultural and Food Chemistry, v. 58, p. 4014–4021, 2010a.
MONRAD, J. K.; HOWARD, L. R.; KING, J. W.; SRINIVAS, K.; MAUROMOUSTAKOS,
A. Subcritical solvent extraction of anthocyanins from dried red grape pomace. Journal of
Agricultural and Food Chemistry, v. 58, p. 2862-2868, 2010b.
MOTILVA, M. J.; SERRA, A.; MACIA, A. Analysis of food polyphenols by ultra high-
performance liquid chromatography coupled to mass spectrometry: An overview. Journal of
Chromatography A, v. 1292, p. 66– 82, 2013.
NACZK, M.; SHAHIDI, F. Extraction and analysis of phenolics in food. Journal of
Chromatography A, v. 1054, p. 95-111, 2004.
NIJVELDT, R. J.; VAN NOOD E.; VAN HOORN, D. E. C; BOELENS P. G.; VAN
NORREN, K.; VAN LEEUWEN, P. M. Flavonoids: a review of probable mechanisms of
action and potential applications. American Journal of Clinical Nutrition, v. 74, p.418-25,
2001.
OANCEA, S.; GROSU, C.; KETNEY, O.; STOIA, M. Conventional and ultrasound-assisted
extraction of anthocyanins from blackberry and sweet cherry cultivars. Acta Chimica
Slovenica, v. 60, p.383–389, 2013.
OLIVEIRA, D. M.; BASTOS, D. H. M. Biodisponibilidade de ácidos fenólicos. Química
Nova, v. 34, p.1051-1056, 2011.
OWIREDU, I.; LARYEA, D.; BARIMAH, J. Evaluation of cashew nut flour in the
production of biscuit. Nutrition & Food Science, v. 44, p. 204-211, 2014.
PAIVA, F. F. A.; SILVA NETO, R. M.; PESSOA, P. F. A.; LEITE, L. A. S. Processamento
de castanha de caju. Brasília: Embrapa Informação Tecnológica, 2006.
PAIVA, F. GARRUTI, D. SILVA NETO, R. M. Aproveitamento Industrial do Caju.
Fortaleza: Centro Nacional de Pesquisa de Agroindústria Tropical – EMBRAPA-CNPAT/
SEBRAE/CE, 2000 (Embrapa-CNPAT, Documento, 38).
PAIVA, J. R.; BARROS, L. M. Clones de cajueiro: Obtenção, características e
perspectivas. Fortaleza: Embrapa Agroindústria Tropical, 2004. (Embrapa Agroindústria
Tropical. Documentos, 82).
22
PALMA, M.; PINEIRO, Z. BARROSO, C. G. In-line pressurized-fluid extraction–solid-
phase extraction for determining phenolic compounds in grapes. Jounal of Chromatography
A, v. 968, p. 1–6, 2002.
PARAMASHIVAPPA, R.; KUMAR, P. P.; VITHAYATHIL, P. J.; RAO, A. S. Novel
method for isolation of major phenolic constituents from cashew (Anacardium occidentale L.)
nut shell liquid. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 49, p. 2548-2551, 2001.
PARASA, L. S.; TUMATI, S. R.; CYRIL ARUN KUMAR, L.; CHIGURUPATI, S. P.; RAO,
G. S. In vitro antimicrobial activity of cashew (Anacardium occidentale L.) nuts shell liquid
against methicillin resistant staphylococcus aureus (MRSA) clinical isolates. Internacional
Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences, v. 3, p. 436-440, 2011.
PATEL, R. N.; BANDYOPADHYAY, S.; GANESH, A. Economic appraisal of supercritical
fuid extraction of refined cashew nut shell liquid. Journal of Chromatography A, v. 1124,
p. 130-138, 2006.
PESSOA JUNIOR, A.; KILIKIAN, B. V. Purificação de Produtos Biotecnológicos. São
Paulo: Manole, 2005.
PETRUCCI, R. H.; HERRING, F. G.; MADURA, J. D.;BISSONNETTE, C. General
Chemistry – Principles and Modern Applications, 5 ed. Toronto: Pearson Canada, 2010.
PHENOL-EXPLORER. Database on polyphenol content in foods. Disponível em: <
http://www.phenol-explorer.eu/>. Acesso em: 20 mar. 2014.
PICO, Y. Ultrasound-assisted extraction for food and environmental samples. Trends in
Analytical Chemistry, v. 43, p. 84-99, 2013.
RAMALHO, H. F.; SUAREZ, P. A. Z. A Química dos Óleos e Gorduras e seus Processos de
Extração e Refino. Revista Virtual de Química, v. 5, p. 2-15, 2013.
RHODES, M. J. C. Physiologically-active compounds in plant food: an overview.
Proceedings of the Nutrition Society, v. 55, p. 371–384, 1996.
RODRIGUES, S.; FERNANDES, F. A. N. Ultrasound-assisted extraction. Stewart
Postharvest Review, v. 5, p. 1-11, 2009.
RODRIGUEZ-MEIZOSO, I.; MARIN, F.R.; HERRERO, M.; SENORANS, F. J.;
REGLERO, G.; CIFUENTES, A.; IBANEZ, E. Subcritical water extraction of nutraceuticals
with antioxidant activity from oregano, chemical and functional characterization. Journal of
Pharmaceutical and Biomedical Analysis, v. 41, p. 1560–1565, 2006.
RODRÍGUEZ-SOLANA, R.; SALGADO, J. M.; DOMÍNGUEZ, J. M.; CORTÉS-
DIÉGUEZ, S. Characterization of fennel extracts and quantification of estragole:
Optimization and comparison of accelerated solvent extraction and soxhlet techniques.
Industrial Crops and Products, v. 52 p. 528– 536, 2014.
SANCHES, C. S. Gestão ambiental Proativa. Revista de Administração de Empresas, v.
40, p. 76-87, 2000.
23
SANTOS, D. T.; VEGGI, P. C.; MEIRELES, M. A. A. Optimization and economic
evaluation of pressurized liquid extraction of phenolic compounds from jabuticaba skins.
Journal of Food Engineering, v. 108 p. 444–452, 2012.
SCHIEBER, A.; STINTZING, F. C.; CARLE, R. By-products of plant food processing as a
source of functional compounds – recent developments. Trends in Food Science
&Technology, v. 12, p. 401-413, 2001.
SILVA JÚNIOR, A. C.; ANDRADE, J. C. S. Tecnologias mais limpas e desenvolvimento
sustentável no Brasil: contribuição de projetos de MDL. Revista de Administração,
Contabilidade e Economia da FUNDACE, ed. 4, p. 1-16, 2011.
SILVA NETO, R. M.; LEITE, L. A. S.; PESSOA, P. F. A. P.; VERAS, L. G. C. Equipamento
e processo para seleção da matéria-prima para as médias e pequenas fábricas de
processamento da castanha de caju. Acta Tecnológica, v. 5, p. 113-126, 2010.
SILVA, M. L. C; COSTA, R. S.; SANTANA, A. S.; KOBLITZ, M. G. B. Compostos
fenólicos, carotenoides e atividade antioxidante em produtos vegetais. Semina, v. 31, p. 669-
682, 2010.
SINGH, J.; DARTOIS, A.; KAUR, L. Starch digestibility in food matrix: a review. Trends in
Food Science & Technology, v.21, p.168-180, 2010.
SOUSA, M. S. B.; VIEIRA, L. M. SILVA, M. J. M. LIMA, A. Caracterização nutricional e
compostos antioxidantes em resíduos de polpas de frutas tropicais. Ciência e
Agrotecnologia, v. 35, p. 554-559, 2011.
STASIUK, M.; KOZUBEK, A. Biological activity of phenolic lipids. Cellular and
Molecular Life Sciences, v. 67, p. 841-860, 2010.
SUO, M.; ISAO, H.; ISHIDA, Y.; SHIMANO, Y.; BI, C.; KATO, H.; TAKANO, F.; OHTA,
T. Phenolic lipid ingredients from cashew nuts. Journal of Natural Medicines, v. 66, p. 133-
139, 2012.
SUSLICK, K. S. Kirk-Othmer Encyclopedia of Chemical Technology. 4 ed. New York: J.
Wiley & Sons:, 1998, v.. 26, p. 517-541. Disponível em:
<http://www.scs.illinois.edu/suslick/sonochemistry.html>. Acesso em: 1º abr. 2014.
TAIZ, L.; ZEIGER, E. Plant physiology. 3 ed. Sunderland: Sinauer Associates, 2002.
TIAN, S.; NAKAMURA, K.; KAYAHARA, H. Analysis of phenolic compounds in white
rice, brown rice and germinated brown rice. Journal of Agricultural and Food Chemistry,
v. 52, p. 4808-4813, 2004.
TREVISAN, M. T. S.; PFUNDSTEIN, B.; HAUBNER, R.; WURTELE, G.;
SPIEGELHALDER, B.; BARTSCH; OWEN, R. W. Characterization of alkyl phenols in
cashew (Anacardium occidentale) products and assay of their antioxidant capacity. Food and
Chemical Toxicology, v. 44, p. 188-197, 2006.
24
TROX, J.; VADIVEL, V.; VETTER, W.; STUETZ, W.; KAMMERER, D. R.; CARLE, R.;
SCHERBAUM, V.; GOLA, U.; NOHR, D.; BIELSALKI, H. K. Catechin and epicatechin in
testa and their association with bioactive compounds in kernels of cashew nut (Anacardium
occidentale L.). Food Chemistry, v. 128, p. 1094-1099, 2011.
VOLP, A. C. P., RENHE, I. R. T., BARRA, K., STRINGUETA, P. C. Flavonoides
antocianinas: características e propriedades na nutrição e saúde. Revista Brasileira de
Nutrição Clínica, v. 23, p. 141-149, 2008.
WALTER, M.; SILVA, L. P.; EMANUELLI, T. Amido resistente: características físico-
químicas, propriedades fisiológicas e metodologias de quantificação. Ciência Rural, v. 35, p.
974-980, 2005.
WANG, L; WELLER, C. L. Recent advances in extraction of nutraceuticals from plants.
Trends in Food Science & Technology, v.17, p. 300–312, 2006.
WIJNGAARD, H.; BRUNTON, N. The optimization of extraction of antioxidants from apple
pomace by pressurized liquids. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 57, p.
10625–10631, 2009.
WU, Y.; HE, L.; ZHANG, L.; CHEN, J.; YI, Z.; ZHANG, J.; LIU, M.; PANG, X. Anacardic
acid (6-Pentadecylsalicylic acid) inhibits tumor angiogenesis by targeting Scr/FAK/Rho
GTPases signaling pathway. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics, v.
339, p. 403-411, 2011.
YANG, J.; LIU, R.H.; HALIM L. Antioxidant and antiproliferative activities of common
edible nut seeds. Food Science and Technology, v. 42, p.1-8. 2009.
YOLMEH, M.; NAJAFI, M. B. H.; FARHOOSH, R. Optimisation of ultrasound-assisted
extraction of natural pigment from annatto seeds by response surface methodology (RSM).
Food Chemistry, v. 155, p. 319–324, 2014.
ZHANG, Q. A.; ZHANG, Z. Q.; YUE, X. F.; FAN, X. H.; LI, T.; CHEN, S. F. Response
surface optimization of ultrasound-assisted oil extraction from autoclaved almond powder.
Food Chemistry, v. 116, p. 513–518, 2009.
ZHAO, L. C.; HE, Y.; DENG, X. YANG, G. L.; LI, W.; LIANG, J.; TANG, Q. L. Response
surface modeling and optimization of accelerated solvent extraction of four lignans from
Fructus Schisandrae. Molecules, v. 17, p. 3618-3629, 2012.
ZHOU, G.; YAO, X.; TANG, Y. QIAN, D.; SU, S.; ZHANG, L.; JIN, C.; QIN, Y.; DUAN, J.
A. An optimized ultrasound-assisted extraction and simultaneous quantification of 26
characteristic components with four structure types in functional foods from ginkgo seeds.
Food Chemistry, v. 158, p. 177–185, 2014.
25
4. AVALIAÇÃO DO EFEITO DE PRESSÃO E TEMPERATURA NA EXTRAÇÃO
DO LÍQUIDO DA CASCA DA CASTANHA DE CAJU
4.1 RESUMO
O líquido da casca da castanha de caju (LCC) é um subproduto agroindustrial que apresenta
características específicas devido a sua rica composição em alquilfenóis. O presente estudo
tem como objetivo avaliar o rendimento de extração e componentes fenólicos do líquido da
casca da castanha de caju originário de mini-fábrica obtido por prensagem, em comparação
com o LCC técnico e um controle obtido por extração com solvente. A prensagem foi
realizada seguindo um delineamento experimental fatorial 32 completo, variando pressão e
temperatura, com duas réplicas. O LCC foi analisado em cromatógrafo líquido acoplado a
espectrômetro de massas. O LCC extraído por prensagem variou entre 26 a 34 g/100g de
casca, com pressão e temperatura exercendo efeitos estatisticamente significativos positivos.
Ocorreu uma predominância dos ácidos anacárdicos C15:3, C15:1 e C15:2 nas amostras
obtidas por prensagem e com a utilização de solvente orgânico, apresentando uma
concentração na faixa de 44 a 60% de ácidos anacárdicos totais (C15:3 + C15:1 + C15:2),
valores compatíveis com o obtido por solvente. O LCC proveniente da casca de castanha de
caju de mini-fábrica é uma importante fonte de compostos fenólicos, alquifenóis, que se
mostra atrativo para o mercado de produtos naturais por preservar seu conteúdo em ácidos
anacárdicos.
Palavras-chave: Ácido anacárdico, LCC, Prensagem, Rendimento.
4.2 INTRODUÇÃO
O caju é formado por um pedúnculo comestível, ou pseudofruto, que se forma junto à
castanha, o verdadeiro fruto (FRUTICULTURA, 2010). A castanha de caju é um aquênio que
apresenta casca coriácea lisa, mesocarpo alveolado, repleto de um líquido escuro, conhecido
por líquido da casca da castanha do caju (LCC) ou cashew nut shell liquid (CNSL) como é
conhecido internacionalmente (MAZZETO et al., 2009).
Em 2012, o Brasil produziu 80 mil toneladas de castanha de caju, ocupando a décima
posição em produção mundial (FAOSTAT, 2014). O Ceará foi o Estado com a maior
participação na produção nacional, 48% (CONAB, 2014). O LCC representa
aproximadamente 25% do peso da castanha e é considerado um subproduto de agronegócio
do caju (MAZZETO et al., 2009).
O LCC apresenta como principal característica a ocorrência de compostos fenólicos,
constituídos pelos ácidos anacárdicos, derivados do ácido salicílico (SCHULTZ et al., 2006),
pelos cardóis, derivados do resorcinol (AGOSTINI-COSTA, 2000), e por cardanóis (CESLA
et al., 2006), alquilfenóis estes que apresentam um interesse potencial na área de produção de
26
materiais biologicamente ativos (CORREIA et al., 2006; ANDRADE et al., 2011; WU et al.,
2011), surfactantes (YANG, et al., 2014), resinas (NARAYANAMURTI & GUPTA, 1963;
KASEMSIRI et al., 2011; KANEHASHI et al., 2013; JAILLET et al., 2014), plastificante
(ARAYAPRANEE & REMPEL, 2007; RODRIGUES, 2010; MENON et al., 2012), tintas e
vernizes (KUMAR et al., 2002).
Na obtenção do LCC podem ser utilizados diferentes processos como extração com
solvente ou fluido supercrítico, por prensagem e processo térmico-mecânico (PATEL et al.,
2006; MAZZETO et al., 2009). Na produção de amêndoa de castanha de caju em larga escala
industrial é empregado o processo térmico-mecânico, ou seja, o cozimento das castanhas in
natura é feito no próprio líquido da castanha de caju (LCC) aquecido à temperatura em torno
de 200 °C (PAIVA et al., 2006), tornando a casca mais frágil para favorecer o seu
rompimento (ARAÚJO & FERRAZ, 2008), liberando os alquilfenóis presentes no mesocarpo
dando origem ao LCC técnico que apresenta um elevado percentual de cardanol e presença de
material polimérico (GEDAM & SAMPATHKUMARAN, 1986).
Já a pequena indústria (mini-fábrica) utiliza o vapor úmido de autoclave, ou de
caldeira, na operação de cocção (PAIVA et al., 2006) que acarreta a necessidade de uma etapa
para extração do LCC, este classificado como natural por conter uma grande quantidade de
ácido anacárdico e não apresentar material polimérico em sua composição (GEDAM &
SAMPATHKUMARAN, 1986).
Diante deste contexto, este trabalho teve como objetivo avaliar o rendimento de
extração e componentes fenólicos do líquido da casca da castanha de caju originário de mini-
fábrica obtido por prensagem, em comparação com o LCC técnico e um controle obtido por
extração com solvente.
4.3 MATERIAL & MÉTODOS
4.3.1 Matéria-prima
Foi utilizada a casca de castanha de caju como matéria-prima agroindustrial fornecida
pela mini-fábrica de beneficiamento de castanha de caju do Campo Experimental de
Pacajus/CE da Embrapa Agroindústria Tropical para a obtenção do LCC durante a operação
de prensagem e com utilização de solvente orgânico, hexano P. A. (Vetec). O LCC técnico foi
fornecido pela Companhia Industrial de Óleos do Nordeste (CIONE).
27
4.3.2 Obtenção do líquido da casca da castanha de caju (LCC)
A codificação das amostras e os processos empregados para obtenção do LCC estão
dispostos da Tabela 6.
Tabela 6. Processos empregados para obtenção de LCC.
Amostra Especificação
P (1-9) LCC – obtido por prensagem
TEC LCC técnico
CTL LCC Controle - extraído com hexano
Os testes preliminares mostraram que a utilização de pressões superiores a 43 MPa e
temperaturas acima de 100 ºC acarretavam entupimento do cilindro e dificuldade na remoção
do êmbolo. Os limites máximos foram estabelecidos com os valores mencionados e os
mínimos de acordo com a capacidade da prensa, necessidade de aquecer a amostra para
facilitar a extração e aumento das faixas de pressão e temperatura.
A prensagem foi realizada em uma prensa hidráulica (Marconi MA/098/50A/l) com
utilização de um cilindro oco de aço inox com base removível perfurada e com ranhuras onde
se desloca um êmbolo que apresenta 18 cm2 de área no círculo da base (FIGURA 11).
Figura 11. Sistema utilizado para a extração do líquido da casca de castanha de caju. (A)
Êmbolo, (B) cilindro, (C) base, (D) malha de aço, e (E) sistema completo.
Fonte: Elaborada pelo autor.
Foi utilizada uma malha de aço 35 Mesh dentro do cilindro acoplado a base para evitar
obstrução e facilitar o escoamento do LCC para uma bandeja de alumínio.
28
A extração do LCC por prensagem foi realizada utilizando um delineamento fatorial
completo com duas variáveis, pressão e temperatura, em três níveis (CALADO &
MONTGOMERY, 2003), resultando em nove pontos experimentais (Tabela 7) com três
réplicas, totalizando 27 ensaios. Cerca de 35 g de casca de castanha de caju foram utilizadas
para obtenção do LCC em cada teste.
Tabela 7. Matriz do delineamento fatorial completo 32.
Ensaio Pressão Temperatura Pressão (MPa) Temperatura (°C)
Codificadas Decodificadas
1 -1 -1 15 40
2 -1 0 15 70
3 -1 1 15 100
4 0 -1 29 40
5 0 0 29 70
6 0 1 29 100
7 1 -1 43 40
8 1 0 43 70
9 1 1 43 100
O tempo total de extração foi de 5 minutos, estes distribuídos em três segmentos: 1
minuto para estabilização da pressão e da temperatura, seguidos de 3 minutos para remoção
do LCC e por fim, 1 minuto para a finalização da prensagem. O conteúdo de LCC extraído (g
/ 100 g de casca) por prensagem foi calculado pela diferença entre as massas da torta e das
cascas de castanha de caju (EQUAÇÃO 1).
(1)
Onde mT é a massa da torta e mC é a massa de casca de castanha de caju.
4.3.3 Extração com solvente
A extração utilizando solvente orgânico foi realizada na proporção 1:10 (m/v) com
imersão das cascas em um Erlenmeyer contendo hexano, à temperatura ambiente e sem
agitação por 24 horas. Foi realizada uma série de extrações consecutivas e em triplicata com
hexano recuperado em evaporador rotatório (Rotavapor R215 - Buchi) até o limite de
remoção da fração apolar do LCC, ou seja, esgotamento dos seus componentes apolares. Em
seguida, o extrato hexânico foi filtrado, evaporado e aquecido à temperatura de 100 ºC por 1
100xm
mmLCC
C
TC
29
hora em estufa. Por fim, foi calculado o conteúdo de LCC extraído (g / 100 g de casca) da
fração apolar (EQUAÇÃO 2).
(2)
Onde mEH é a massa de extrato hexânico, mH é a massa do hexano removido e mC é a massa de casca de castanha
de caju.
4.3.4 Alquilfenóis
Os extratos foram preparados com aproximadamente 0,5 g de LCC e diluída em 25,0
mL de metanol (Tedia). As réplicas de cada amostra foram somadas e homogeneizadas para
favorecer uma amostragem mais uniforme do LCC obtido por prensagem.
Os alquilfenóis foram analisados em cromatógrafo líquido Varian 250 acoplado a
detector de arranjo de diodos (DAD) 335 e um espectrômetro de massas 500-MS IT (Varian).
Foi utilizada uma coluna analítica Symmetry C18 WATERS (5 µm, 4,6 mm x 250 mm), com
um fluxo de 600 ML/min, um volume de injeção de 20 µL do extrato metanólico e um tempo
total de corrida de 40 minutos. A fase móvel utilizada foi água (MilliQ) / ácido fórmico 0,1%
e acetonitrila (Tedia) / ácido fórmico (Sigma-Aldrich) 0,1% (v/v).
O comprimento de onda do DAD foi selecionado em 270 nm. O espectro de massas
foi simultaneamente adquirido usando ionização por eletrospray nos modos positivo e
negativo (PI e NI) em uma voltagem de fragmentação de 80 V para uma faixa de massas de
100 – 2000 u.m.a. A pressão do gás de secagem foi de 35 psi, a pressão do nebulizador de 40
psi, a temperatura do gás de secagem de 370 °C, voltagens de 3500 V para PI e 3500 V para
NI, e a voltagem de campo do spray de 600 V.
A identificação dos compostos foi primariamente baseada no espectro de massas e
injeção de padrão de ácido anacárdico (C15:3), a Equação (3) representa a curva padrão. As
análises foram conduzidas em duplicata.
R2 = 0,93 (3)
Onde y é a concentração de ácido anacárdico em mg/mL de metanol e x é a área do pico no espectro de massas
em unidade de área (u.a.).
35,017,0y x
100xm
mmLCC
C
HEH
30
4.4 RESULTADOS & DISCUSSÃO
4.4.1 Conteúdo de LCC extraído
Na Tabela 8, estão reportados os valores obtidos para o conteúdo de líquido da casca
de castanha de caju extraído (g / 100 g de casca) em diferentes condições de pressão e
temperatura.
Tabela 8. Conteúdo de líquido da casca de castanha de caju extraído.
Ensaio Pressão (MPa) Temperatura (°C) LCC (g/100g casca)*
1 15 40 26,37 ± 1,96
2 15 70 26,84 ± 1,75
3 15 100 28,92 ± 2,29
4 29 40 31,76 ± 0,70
5 29 70 29,44 ± 0,16
6 29 100 32,00 ± 1,70
7 43 40 33,34 ± 1,39
8 43 70 31,46 ± 1,19
9 43 100 34,37 ± 1,69
* Média ± desvio padrão
O conteúdo de LCC extraído utilizando prensagem variou de 26 a 34%. Valores estes
superiores ao de óleos extraídos por prensagem como os 16,7% de sementes de pinhão-manso
(PEREIRA, 2009), 6,7% de sementes de uva (FREITAS, 2007), 31,6% do baru (LIMA, 2012)
e menores quando comparados com os 65% do óleo bruto de girassol (PIGHINELLI et al.,
2009), 33,8% de amêndoa de castanha de caju (YAHAYA et al., 2012) e 39,5 de amendoim
(LIMA, 2012). A utilização de uma nova etapa de prensagem acarreta um aumento entre 25 e
30% no rendimento de extração do óleo de sementes de andiroba (MENDONÇA & FERRAZ,
2007).
Nos efeitos padronizados do diagrama de Pareto para o rendimento na extração do
LCC, ilustrado na Figura 12, observa-se que a nível de 90% de confiança (p < 0,10) os termos
lineares das variáveis pressão e temperatura exerceram efeitos estatisticamente significativos
positivos, ou seja, favorecem o aumento do rendimento na extração de LCC quando passa do
nível mais baixo (-1) para o nível mais alto (+1). As interações entre as variáveis não foram
estatisticamente significativas (p > 0,10).
31
Figura 12. Diagrama de Pareto na extração de LCC por prensagem: nível de 90% de
confiança (p < 0,10).
Através dos resultados obtidos, foram calculados os coeficientes de regressão para a
equação quadrática (4) que representa o rendimento de extração do LCC em função de
pressão e temperatura.
R2 = 0,81 (4)
Onde, Y – resposta, rendimento de extração por prensagem; p – Pressão (MPa) e T – Temperatura (ºC); R2 –
coeficiente de correlação.
Em geral, prensagem ou utilização de solvente é utilizada na extração de óleo de
sementes (OLIVEIRA et al., 2013). O aquecimento é frequentemente empregado na extração
de óleos vegetais por prensagem mecânica (PIGHINELLI, 2010), pois seus principais
benefícios estão relacionados com o aumento na capacidade de extração e no rendimento,
além de eliminar a toxicidade ou constituintes não desejados do óleo (WIESENBORN et al.,
2002). O rompimento das paredes celulares e o aumento na permeabilidade das membranas
celulares facilita a saída do óleo, diminuindo sua viscosidade e sua tensão superficial, o que
permite a aglomeração das gotículas de óleo e sua subsequente extração (MANDARINO &
ROESSING, 2001). A formação de canais no interior da casca da castanha de caju devido à
evaporação da água com o aumento da temperatura também exerce influência na extração de
LCC, facilitando sua drenagem com auxílio da prensagem.
222222 21,039,040,038,043,094,084,264,050,30Y TppTTppTTpTp
32
A análise de variância (ANOVA) foi realizada para confirmação da significância dos
parâmetros individuais e sua interação na resposta através do teste F e estão dispostos na
Tabela 9.
Tabela 9. Análise de variância para líquido da casca de castanha de caju obtido por
prensagem.
Fatores* Soma dos
quadrados
Graus de
liberdade
Média dos
quadrados Teste F Valor p
(1) Pressão (L) 7,33 1 7,33 3,033 0,099
Pressão (Q) 21,24 1 21,24 8,785 0,008
(2) Temperatura (L) 145,41 1 145,41 60,131 0,000
Temperatura (Q) 4,34 1 4,34 1,793 0,197
1L x 2L 1,74 1 1,74 0,720 0,407
1L x 2Q 2,39 1 2,39 0,987 0,334
1Q x 2L 2,53 1 2,53 1,048 0,320
1Q x 2Q 0,94 1 0,94 0,387 0,542
Erro Puro 43,53 18 2,42
Total 229,44 26 * L – linear; Q – quadrático; 90% de confiança (p < 0,10). Ftabelado = 3,007
A superfície de resposta e curvas de contorno (FIGURA 13 a e b) permite visualizar a
variação da resposta para cada parâmetro estudado, pressão e temperatura, e a região ótima no
extremo superior esquerdo (100 ºC / 15 MPa) que apresenta a relação diretamente
proporcional entre o LCC extraído e temperatura, independente da faixa de pressão utilizada.
Figura 13. Superfície de resposta (a) e curvas de contorno (b) em função da pressão e
temperatura para o rendimento de extração de LCC por prensagem.
(b) (a)
33
A fração apolar do LCC extraída da casca da castanha de caju, com a utilização de
hexano (LCC CTL – amostra controle), foi de 27,93 ± 1,82%, sendo 50% do conteúdo apolar
retirado na primeira das nove extrações necessárias para retirada integral do LCC (FIGURA
14).
Figura 14. Curva ABC para extração de LCC com hexano.
Quanto ao conteúdo de LCC extraídos, a prensagem hidráulica, por não utilizar
solventes, ter um tempo de extração menor, e por ser mais econômica, foi bastante satisfatória
apresentando um rendimento semelhante ao apresentado pelo método por solvente. Em geral,
óleos obtidos por prensagem apresentam melhor qualidade, teores de polifenóis e estabilidade
oxidativa mais elevados, quando comparado com outros óleos extraídos envolvendo solvente
(GIOVACCHINO et al., 2002).
Tyman et al. (1989) obtiveram em torno de 34% de fração apolar em duas séries de
extração, mas utilizaram os éteres etílico e de petróleo como solventes somados com os
métodos estático, Soxhlet e utilização de ultrassom. Yuliana et al. (2012) removeram 38 g de
LCC em 100 g de cascas utilizando metanol em duas etapas extrativas e remoção abaixo de
30 g usando dióxido de carbono supercrítico e água subcrítica.
O esgotamento de todas as possibilidades de aproveitamento dos resíduos antes do
rejeito final e contribuição participativa para favorecer o desenvolvimento sustentável prevê
que os resíduos deixem de ser definidos como lixo, ou seja, geradores de problemas e passem
34
a ter um novo papel no mercado, na forma de material com valor agregado que possui
viabilidade econômica e tecnológica de aproveitamento.
4.4.2 Alquilfenóis
Os cromatogramas foram integrados e os picos presentes nas diferentes amostras
foram alinhados de acordo com o tempo de retenção. Os cromatrogramas e espectros de
massas mais representativos obtidos estão representados nos anexos (FIGURA 26-47). Foram
identificados 11 alquilfenóis (TABELA 10) em relação massa / carga (m/z) de ionização nos
espectros de massas, dentre eles oiti ácidos anacárdicos, dois de cardóis e apenas um cardanol.
Tabela 10. Componentes fenólicos tentativamente identificados no LCC em diferentes
processos.
Pico t (min)* [M+H]+/[M-H]
- Alquilfenol
LCC**
NAT CTL TEC
1 19.71 301/ Cardanol C15:2 + + +
2 20.98 315/ Cardol C15:1 + + +
3 21.21 /361 Ácido Anacárdico C16:0 + + n.d
4 21.72 /357 Ácido Anacárdico C16:2 + + n.d
5 22.99 317/ Cardol C15:2 + + +
6 23.90 /383 Ácido Anacárdico C15:4 + + n.d
7 25.31 343/341 Ácido Anacárdico C15:3 + + +
8 27.81 345/343 Ácido Anacárdico C15:2 + + +
9 29.16 /369 Ácido Anacárdico C17:3 + + n.d
10 32.02 347/345 Ácido Anacárdico C15:1 + + +
11 39.27 /373 Ácido Anacárdico C17:1 + + n.d * t – tempo de retenção; ** NAT – natural, obtido por prensagem; CTL – controle, extraído com solvente; TEC
– técnico; + presente; e n.d. – não detectado.
Um estudo realizado por Jerz et al. (2012) foram detectados 20 tipos de ácidos
anacárdicos no líquido da castanha de caju, pois utilizaram a técnica de cromatografia em
contracorrente de alta velocidade.
A degradação de alquilfenois observada no LCC técnico, pois não foram detectados os
ácidos anacárdicos C16:0, C16:2, C15:4, C17:3 e C17:1, deve-se a utilização do próprio LCC
na etapa de cozimento da castanha de caju pela indústria em temperaturas elevadas, cerca de
200 ºC. Segundo Mazzeto et al. (2009), os ácidos anacárdicos quando submetidos a
temperaturas entre 180 e 200 ºC a pressão atmosférica normal (1 atm) sofrem reação de
descarboxilação, acarretando a conversão em cardanol.
35
Em relação ao conteúdo de alquifenóis, foi observado a predominância dos ácidos
anacárdicos C15:3, C15:1 e C15:2 nas amostras obtidas por prensagem, e com a utilização
de solvente orgânico, apresentando uma concentração na faixa de 44 a 60 g / 100 g de LCC,
em ácidos anacárdicos quantificados totais (C15:3 + C15:1 + C15:2) no LCC natural obtido
por prensagem (TABELA 11), valores compatíveis com o obtido por solvente.
Tabela 11. Teor de ácidos anacárdicos no líquido da casca da castanha de caju.
Amostra Pressão
(MPa)
Temperatura
( °C)
Ácido Anacárdico (g / 100 g de LCC)
C15:3 C15:2 C15:1 Totais
1 15 40 19,70 ± 4,57 13,57 ± 1,06 18,08 ± 1,61 51,35 ± 4,96
2 15 70 17,32 ± 2,23 11,93 ± 0,72 15,24 ± 0,97 44,49 ± 2,54
3 15 100 19,40 ± 1,77 11,91 ± 0,41 16,82 ± 0,16 48,12 ± 1,83
4 29 40 20,50 ± 2,08 12,70 ± 0,20 17,19 ± 0,22 50,39 ± 2,10
5 29 70 23,36 ± 0,41 13,76 ± 0,18 17,94 ± 0,23 55,06 ± 0,50
6 29 100 21,53 ± 0,07 16,70 ± 2,13 17,44 ± 0,10 55,67 ± 2,13
7 43 40 20,53 ± 0,38 15,15 ± 0,42 18,13 ± 0,66 53,81 ± 0,87
8 43 70 21,44 ± 0,86 14,42 ± 0,08 19,53 ± 0,26 55,40 ± 0,90
9 43 100 24,27 ± 0,04 17,64 ± 0,04 18,88 ± 0,08 60,78 ± 0,09
CTL 23,79 ± 1,01 17,83 ± 0,39 17,69 ± 0,90 59,31 ± 1,41
Trevisan et al. (2006) quantificaram os ácidos anacárdicos C15:3, C15:2 e C15:1 em
LCC proveniente do aquecimento da castanha de caju a 175 ºC, relatando 15.35, 10.80, e 9,21
g / 100 g de LCC, respectivamente. Valores estes, inferiores aos obtidos no presente trabalho,
podendo ter ocorrido conversão de ácido anacárdico em cardanol devido à utilização de uma
temperatura elevada para obtenção do LCC.
Na literatura, a faixa do conteúdo em ácidos anacárdicos varia entre 71 a 82% no LCC
natural (KUMAR et al., 2009; MAZZETO et al., 2009). As cascas utilizadas no presente
estudo passaram por uma etapa de cozimento durante o processamento ou a variabilidade da
castanha de caju pode ter influenciado na diminuição da concentração, mas que ainda
apresentam quantidades atrativas para o mercado de produtos naturais.
4.5 CONCLUSÃO
A prensagem como operação unitária de extração do LCC apresentou resultados
semelhantes ao da extração utilizando solvente orgânico o que favorece o uso de tecnologias
36
limpas e promoção do desenvolvimento sustentável. As variáveis pressão e temperatura
exerceram influência no rendimento de extração de LCC.
O LCC proveniente da casca de castanha de caju de mini-fábrica é uma importante
fonte de compostos fenólicos, alquifenóis, que se mostra atrativo para o mercado de produtos
naturais por preservar seu conteúdo em ácidos anacárdicos.
O aproveitamento integral da matéria-prima e agregação de valores a produtos
secundários vem se tornando itens obrigatórios na participação do mercado.
4.6 AGRADECIMENTOS
À FUNCAP, UFC, EMBRAPA, INCT-FT e CIONE.
4.7 REFERÊNCIAS
AGOSTINI-COSTA, T. S.; SANTOS, J. R.; GARRUTI, D. S.; FEITOSA, T. Caracterização,
por cromatografia em camada delgada, dos compostos fenólicos presentes em pedúnculos de
caju (Anacardium occidentale L.). Boletim do CEPPA, v. 18, p. 129-137, 2000.
ANDRADE, T. J. A. S.; ARAÚJO, B. Q.; CITÓ, A. M. G. L.; SILVA, J.; SAFFI, J.;
RICHTER, M. F.; FERRAZ, A. B. F. Antioxidant properties and chemical composition of
technical cashew nut shell liquid (tCNSL). Food Chemistry, v. 126, p. 1044-1048, 2011.
ARAÚJO, M. C.; FERRAZ, A. C. O. Características físicas e mecânicas do endocarpo e da
amêndoa da castanha de caju ‘CCP 76’ antes e após tratamento térmico. Engenharia
Agrícola, v. 28, p. 565-578, 2008.
ARAYAPRANEE, W.; REMPEL, G. L. Effects of cashew nut shell liquid as a plasticizer on
cure characteristics, processability, and mechanical properties of 50 : 50 nr/epdm blends: a
comparison with paraffin oil. Journal of Applied Polymer Science, v. 106, p. 2696-2702,
2007.
CALADO, V.; MONTGOMERY, D. Planejamento de experimentos usando o Statistica.
Rio de Janeiro: E-Papers Serviços Editoriais, 2003.
CESLA, P.; BLOMBERG, L.; HAMBERG, M.; JANDERA, P. Characterization of anacardic
acid by micellar electrokinetic chromatography and mass spectrometry. Journal of
Chromatography A, v. 1115, p. 253-259, 2006.
CONAB. Companhia Nacional de Abastecimento. Disponível em:
<http://www.conab.gov.br/>. Acesso em: 17 abr. 2014.
CORREIA, S. J.; DAVID, J. P.; DAVID, J. M. Metabólitos secundários de espécies de
Anacardiaceae. Química Nova, v. 29, p. 1287-1300, 2006.
37
FAOSTAT. Food and Agriculture Organization of the United Nations. Disponível em:
<http://faostat.fao.org/>. Acesso em: 17 abr. 2014.
FREITAS, L. S. Desenvolvimento de procedimentos de extração do óleo de semente de
uva e caracterização química dos compostos extraídos. 2007. 227 f. Tese (Doutorado em
Química) – Instituto de Química. Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre,
2007.
FRUTICULTURA, Caju. Brasília: Fundação Banco do Brasil, Série cadernos de propostas
para atuação em cadeias produtivas, v. 4, set. 2010.
GEDAM, P. H.; SAMPATHKUMARAN, P. S. 1986. Cashew nut shell liquid: extraction,
chemistry and aplications. Progress in Organic Coatings, v. 14, p. 115-157, 1986.
GIOVACCHINO, L.; SESTILI, S.; VINCENZO, D. Influence of olive processing on virgin
olive oil quality. European Journal of Lipid Science and Technology, v. 104, p. 587-601,
2002.
HEMSHEKHAR, M.; SANTHOSH, M. S.; KEMPARAJU, K.; GIRISH, K. S. Emerging
roles of anacardic acid and its derivatives: a pharmacological overview. Basic & Clinical
Pharmacology & Toxicology, v. 110, p. 122-132, 2012.
JAILLET, F.; DARROMAN, E.; RATSIMIHETY, A.; AUVERGNE, R.; BOUTEVIN,
B.; CAILLOL, S. New biobased epoxy materials from cardanol. European Journal of Lipid
Science and Technology, v. 116, p. 63-73, 2014.
JERZ, G.; MURILLO-VELÁSQUEZ, J. A.; SKRJABIN, I.; GÖK, R.; WINTERHALTER, P.
Anacardic acid profiling in cashew nuts by direct coupling of preparative high-speed
countercurrent chromatography and mass spectrometry (prepHSCCC-ESI-/APCI-MS/MS).
Recent Advances in the Analysis of Food and Flavors, v. 1098, p. 145-165, 2012.
KANEHASHI, S.; YOKOYAMA, K.; MASUDA, R.; KIDESAKI, T.; NAGAI, K.;
MIYAKOSHI, T. Preparation and characterization of cardanol-based epoxy resin for coating
at room temperature curing. Journal of Applied Polymer Science, v. 130, p. 2468-2478,
2013.
KASEMSIRI, P.; HIZIROGLU, S.; RIMDUSIT, S. Effect of cashew nut shell liquid on
gelation, cure kinetics, and thermomechanical properties of benzoxazine resin.
Thermochimica Acta, v. 520, p. 84-92, 2011.
KUMAR, P. P.; PARAMASHIVAPPA, R. VITHAYATHIL, P. J.; RAO, P. V. S.; RAO, S.
Process for isolation of cardanol from technical cashew (Anacardium occidentale L.) nut shell
liquid. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 50, p. 4705-4708, 2002.
KUMAR, P. S.; KUMAR, N. A.; SIVAKUMAR, R.; KAUSHIK, C. Experimention on
solvent extraction of polyphenols from natural waste. Journal of Materials Science, v. 22, p.
5894-5899, 2009.
38
LIMA, J. C. R. Efeito dos parâmetros da extração e avaliação da qualidade física e
química dos óleos de baru e amendoim. 2012. 73 f. Dissertação (Mestrado em Ciência e
Tecnologia de Alimentos) – Escola de Agronomia e Engenharia de Alimentos. Universidade
Federal de Goiás, Goiânia, 2012.
MANDARINO, J. M. G.; ROESSING, A. C. Tecnologia para produção do óleo de soja:
descrição das etapas, equipamentos, produtos e subprodutos. Brasília: Embrapa.
(Documentos, 171), 2001.
MAZZETO, S. E.; LOMONACO, D.; MELE, G. Óleo da castanha de caju: oportunidades e
desafios no contexto do desenvolvimento e sustentabilidade industrial. Química Nova, v. 32,
p. 732-741, 2009.
MENDONÇA, A. P.; FERRAZ, I. D. K. Óleo de andiroba: processo tradicional da extração,
uso e aspectos sociais no estado do Amazonas, Brasil. Acta Amazonica, v. 37, p. 353-364,
2007.
MENON, A. R. R.; AIGBODION, A. I.; PILLAI, C. K. S.; MATHEW, N. M.;
BHAGAWAN. Processability characteristics and physico-mechanical properties of natural
rubber modified with cashewnut shell liquid and cashewnut shell liquid–formaldehyde resin.
European Polymer Journal, v. 38, p. 163-168, 2002.
NARAYANAMURTI, D.; GUPTA, R. C. Influence of the nature of the adherend surface on
the rheological properties of cashew nut shell liquid formaldehyde resins. Journal of Colloid
Science, v. 18, p. 98-102, 1963.
OLIVEIRA, R. C.; BARROS, S. T. D.; GIMENES, M. L. The extraction of passion fruit oil
with green solvents. Journal of Food Engineering, v. 117, p. 458–463, 2013.
PAIVA, F. F. A.; SILVA NETO, R. M.; PESSOA, P. F. A. P.; LEITE, L. A. S.
Processamento de castanha de caju. Brasília/DF: Embrapa Informação Tecnológica, 2006.
PATEL, R. N.; BANDYOPADHYAY, S.; GANESH, A. Economic appraisal of supercritical
fuid extraction of refined cashew nut shell liquid. Journal of Chromatography A, v. 1124,
p. 130-138, 2006.
PEREIRA, C. S. S. Avaliação de diferentes tecnologias na extração do óleo do pinhão-
manso (Jatropha curcas L). 2009. 88 f. Dissertação (Mestrado em Engenharia Química) –
Instituto de Tecnologia. Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica, 2009.
PIGHINELLI, A. L. M. T. Estudo da extração mecânica e da transesterificação etílica de
óleos vegetais. 2010. 222 f. Tese (Mestrado em Engenharia Agrícola) – Faculdade de
Engenharia Agrícola, Universidade Estadual de Campinas, Campinas, 2010.
PIGHINELLI, A. L. M. T.; PARK, K. J.; RAUEN, A. M.; OLIVEIRA, R. A. Otimização da
prensagem de grãos de girassol e sua caracterização. Revista Brasileira de Engenharia
Agrícola e Ambiental, v. 13, p. 63-67, 2009.
39
RODRIGUES, F. O. Efeito líquido da castanha do caju (LCC) nas propriedades
reológicas do ligante asfáltico modificado por SBS. 2010. 112 f. Dissertação (Mestrado em
Engenharia de Transportes) – Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2010.
SCHULTZ, D. J.; WICKRAMASINGHE, N. S.; KLINGE, C. M. Anacardic acid biosynthesis
and bioactivy. Recent Advances in Phytochemistry, v. 40, p. 131-156, 2006.
TREVISAN, M. T. S.; PFUNDSTEIN, B.; HAUBNER, R.; WURTELE, G.;
SPIEGELHALDER, B.; BARTSCH; OWEN, R. W. Characterization of alkyl phenols in
cashew (Anacardium occidentale) products and assay of their antioxidant capacity. Food and
Chemical Toxicology, v. 44, p. 188-197, 2006.
TYMAN, J. H. P.; JOHNSON, R. A.; MUIR, M.; ROKHGAR, R. The extraction of natural
cashew nut-shell liquid from the cashew nut (Anacardium occidentale). Journal of the
American Oil Chemists Society, v. 66, p. 553-557, 1989.
WIESENBORN, D., DODDAPANENI, R., TOSTENSON, K., KANGAS, N. Kinetic
characterization of cooking-induced changes in crambe seed prepared for expelling. Journal
of Food Engineering, v. 55, p. 157–163, 2002.
WU, Y.; HE, L.; ZHANG, L.; CHEN, J.; YI, Z.; ZHANG, J.; LIU, M.; PANG, X. Anacardic
acid (6-pentadecylsalicylic acid) inhibits tumor angiogenesis by targeting Scr/FAK/Rho
GTPases signaling pathway. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics, v.
339, p. 403-411, 2011.
YAHAYA, A. T.; TAIWO, O.; SHITTU, T. R.; YAHAYA, L. E.; JAYEOLA, C. O.
Investment in cashew kernel oil production: cost and return analysis of three processing
methods. American Journal of Economics, v. 2, p. 45-49, 2012.
YANG, X. H.; WANG, Z. M.; JING, F.; HU, L. H.; ZHOU, Y. H. A brief review of cardanol-
based surfactants. Applied Mechanics and Materials, v. 483, p. 83-87, 2014.
YULIANA, M.; TRAN-THI, N. Y.; JU, Y. H. Effect of extraction methods on characteristic
and composition of Indonesian cashew nut shell liquid. Industrial Crops and Products, v.
35, p. 230-236, 2012.
40
5. EXTRAÇÃO DE COMPOSTOS FENÓLICOS DA PELÍCULA DE CASTANHA DE
CAJU
5.1 RESUMO
A película da castanha de caju é um subproduto agroindustrial que apresenta características
específicas devido à presença de compostos fenólicos. O presente estudo tem como objetivo
comparar a técnica de extração assistida por ultrassom (EAU) com a extração acelerada com
solvente (EAS) na extração de compostos fenólicos e sólidos solúveis totais (SST) da película
de castanha de caju (PCC). As extrações foram realizadas seguindo um delineamento
composto central rotacional 32 para EAU, variando tempo, densidade de potência e razão
líquido/sólido, e um 22 para EAS, variando tempo e temperatura. O solvente utilizado foi água
ultrapura. A PCC foi analisada em cromatógrafo líquido acoplado a espectrômetro de massas.
O conteúdo fenólico extraído da película de castanha de caju utilizando EAU variou de 40-
44% com SST variando entre 0,6 e 3,8, e para EAS entre 33-46% e 1,5 e 4,3,
respectivamente. Os compostos fenólicos majoritários foram catequina e epicatequina. As
extrações assistida por ultrassom e acelerada com solvente apresentaram conteúdo fenólico e
de sólidos solúveis similares nas condições estudadas com película de castanha de caju,
mostrando-se atrativas para a extração de fitoquímicos.
Palavras-chave: Água. Extração acelerada com solvente. Sólidos solúveis. Ultrassom.
5.2 INTRODUÇÃO
A castanha de caju, fruto do cajueiro, matéria-prima agroindustrial de suma
importância na economia do Nordeste brasileiro é constituída de três partes: a casca, que
representa 65 a 70% do peso total da castanha; a amêndoa, parte comestível que equivale a
aproximadamente 28 a 30%; e a película da amêndoa, cerca de 3% (PAIVA et al., 2000;
FRUTICULTURA, 2010).
A película, ou tegumento, da castanha de caju in natura apresenta os esteroides β-
sitosterol e estigmasterol, os triterpenoides pentacíclicos lupeol e β-amirina e os flavonóis
catequina e epicatequina (CHAVES et al., 2010; CHANDRASEKARA & SHAHIDI, 2011;
TROX et al., 2011). Após o processamento industrial, este material geralmente é descartado
ou utilizado na preparação de rações (FREITAS et al., 2006; HOLANDA et al., 2010; LEITE
et al., 2013) e como complemento de fertilizantes agrícolas (ALMEIDA et al., 1988;
NAGAJARA, 2000).
Os compostos fenólicos ou polifenóis são substâncias originadas do metabolismo
secundário das plantas encontradas dentro dos vacúolos celulares na forma livre ou conjugada
a açúcares, proteínas, estruturas da parede celular, esterificados com os componentes pécticos
41
ou hemicelulósicos (FAULDS & WILLIAMSON, 1999; BECKMAN, 2000; NACZK &
SHAHIDI, 2004). Os fenólicos possuem propriedades antioxidantes que atuam inibindo ou
retardando o processo oxidativo e são antagonistas naturais de patógenos (CATANEO et al.,
2008; MIRA et al., 2008; SOUSA et al., 2011).
Os compostos fenólicos presentes nos vegetais, podem estar ligados à celulose,
hemicelulose, proteínas, pectina e ligninas (ACOSTA-ESTRADA et al., 2014), acarretando a
necessidade de utilização de uma operação unitária de ruptura do tecido da planta para
liberação desses fitoquímicos (ASPE & FERNÁNDEZ, 2011). Na escolha do método de
extração, devem-se levar em consideração os seguintes aspectos: seletividade, recuperação do
analito, tipo de solvente, toxicidade do solvente, tempo de extração, custo, simplicidade de
operação, a disponibilidade de um método padrão ou validado, praticidade, rapidez e
economia (CHECCI, 1999; COTTA, 2009).
Dentre as técnicas para a extração de fitoquímicos de plantas, as extrações assistida
por ultrassom e acelerada com solvente apresentam como vantagens a diminuição do tempo
de extração e do consumo de solvente, aumento do rendimento de extração e melhoria na
qualidade dos extratos (WANG & WELLER, 2006; RODRIGUEZ-MEIZOSO et al., 2006).
O impacto de produtos provenientes de fontes naturais devido à demanda dos
consumidores por produtos derivados da natureza (SCHIEBER et al., 2001; KASSING et al.,
2010), juntamente com a qualidade de produtos tem se tornado um importante fator de
decisão na maioria dos negócios (MONTGOMERY & RUNGER, 2003).
O objetivo do presente trabalho foi avaliar a extração de compostos fenólicos e sólidos
solúveis totais do tegumento de castanha de caju através das técnicas de extração assistida por
ultrassom e com a utilização de fluido pressurizado.
5.3 MATERIAL & MÉTODOS
5.3.1 Material
Foi utilizada a película de castanha de caju desengordurada, triturada e peneirada,
tamanho compreendido entre 250 e 500 µm, como matéria-prima agroindustrial. Os solventes
utilizados foram acetona (Proquimios), água ultrapura obtida por purificador de água Milli-Q,
etanol (Synth 99,5%) e metanol (Synth).
42
5.3.2 Medotologia
Foram utilizados os métodos de extração assistida por ultrassom (EAU) e extração
acelerada com solvente (EAS) para remoção dos compostos fenólicos da película de castanha
de caju. A escolha do solvente a ser utilizado nos ensaios foi realizado através de um teste
preliminar utilizando o método EAU com os solventes e misturas, mais comumente utilizados
na extração de compostos fenólicos, água, etanol, acetona 70% e metanol 80% em água (DAI
& MUMPER, 2010), razão líquido/sólido de 5, 400 W de potência do equipamento, 1 minuto
de duração e em dois ciclos extrativos com renovação de solvente.
5.3.3 Extração assistida por ultrassom (EAU)
A extração utilizando ultrassom foi realizada com um desruptor de célula ultrassônico
(UNIQUE - DES500) com frequência de 20 kHz, potência máxima de 500 W, ponteira de
titânio, quatro milímetros de diâmetro e 30 mL de água ultrapura. Foram inseridas pausas de
60 segundos a cada minuto de tratamento com ondas ultrassônicas. Os ensaios do DCCR
foram realizados de forma randômica.
As extrações foram realizadas utilizando um delineamento composto central rotacional
(DCCR) com três variáveis (TABELA 12), tempo, densidade de potência e razão
líquido/sólido, em dois níveis, ou seja, um 23
incluindo 6 tratamentos nas condições axiais e 5
repetições no ponto central, totalizando 19 tratamentos (RODRIGUES & IEMMA, 2009).
Tabela 12. Matriz do delineamento composto central rotacional 23 – extração assistida por
ultrassom.
Variável Independente -1,68 -1 0 +1 +1,68
Tempo (s) 98 180 300 420 502
Densidade de potência (W/ml) 4,40 6,67 10,00 13,33 15,60
Razão L/S (ml/g) 8 15 25 35 42
O planejamento experimental DCCR 23 foi construído com intuito de se utilizar os
extremos da capacidade do desruptor de células UNIQUE e melhores condições de processo
para as variáveis tempo e razão líquido/sólido (AYBASTIER et al., 2013; MARAN et al.,
2013) reportados na literatura que favoreceram o maior rendimento na extração de fenólicos
em resíduos agroindustriais. A quantidade de película utilizada variou entre 0,86 a 3,68 g,
com 1,20 g utilizadas no ponto central do planejamento experimental.
43
5.3.6 Extração acelerada com solvente (EAS)
Uma alíquota de 5,00 g de amostra de película de castanha de caju foi adicionada com
5,00 g de diatomácea, proporção 1:1, na célula de extração de 66 mL e acoplada ao
equipamento. A extração acelerada com solvente foi realizada no equipamento da Dionex,
modelo ASE350. As extrações foram realizadas utilizando um delineamento composto central
rotacional (DCCR) com duas variáveis (TABELA 13), temperatura e tempo, em dois níveis,
ou seja, um 22
incluindo 4 tratamentos nas condições axiais e 3 repetições no ponto central,
totalizando 11 tratamentos (RODRIGUES & IEMMA, 2009) realizados de forma randômica.
Tabela 13. Matriz do delineamento composto central rotacional 22
– extração acelerada com
solvente.
Variável Independente -1,41 -1 0 +1 +1,41
Temperatura (C) 108 120 150 180 192
Tempo (min) 4 7 15 23 26
O delineamento experimental DCCR 23 foi elaborado com base nas melhores
condições de processo utilizando EAS para as variáveis temperatura e tempo (CHEIGH et al.,
2012; BARROS, 2013; KO et al., 2014) reportados na literatura que favoreceram o maior
rendimento na extração de fenólicos em resíduos agroindustriais.
As condições de extração foram as seguintes: aquecimento; tempo fragmentado em
três ciclos e temperatura de acordo com o DCCR; 160 segundos de purga.
5.3.7 Sólidos solúveis totais - SST
A determinação do teor de sólidos solúveis totais (SST) foi realizada após
centrifugação (Centrífuga Kindly-KC5) a 4000 rpm/15 minutos e filtração utilizando papel de
filtro para as amostras extraídas no ultrassom e leitura direta no refratômetro digital (ATAGO
PR-101) de acordo com a metodologia do IAL (2008) para as amostras extraídas com fluido
pressurizado.
5.3.3 Fenólicos totais
Os extratos obtidos foram congelados e submetidos à secagem utilizando liofizador
(Liotop K105). Para obtenção do extrato etanólico foram utilizadas 10 mg do material
liofilizado, solubilizado em solução de etanol 10% (Synth) e transferidos para um balão
44
volumétrico de 10 mL. O conteúdo de fenólicos totais dos extratos aquosos foi determinado
de acordo com o método de Singleton & Rossi (1965) modificado (CHEUNG et al., 2003).
Em tubos de ensaio, foram adicionados 0,05 mL do extrato etanólico, 0,5 mL de
solução de Folin-Ciocalteau (Alphatec), misturados em agitador de tubos (Fanem 251) por 30
segundos e depois de 3 minutos foi adicionado 0,5 mL de solução saturada de carbonato de
sódio (Vetec), agitados e por fim adicionado 3,95 mL de água Milli-Q e novamente realizada
a agitação. Em seguida, os tubos de ensaio foram mantidos em repouso e ao abrigo da luz
durante 90 minutos para o desenvolvimento da cor, e depois realizada a leitura da absorbância
a 725 nm em espectrofotômetro (Varian Cary 300), com ensaios realizados em triplicata. O
branco foi preparado seguindo as mesmas etapas, mas sem a adição do extrato etanólico.
Para quantificação dos fenólicos totais foi construída uma curva padrão com solução
de ácido gálico (Sigma) nas concentrações de 0, 7, 14, 21, 28, 35, 42, 49, 56, 63 e 70 μg/ mL.
A partir da reta obtida (EQUAÇÃO 5) foi realizado o cálculo de fenólicos totais e os
resultados expressos em gramas de equivalentes a ácido gálico por 100 g de extrato etanólico
e calculado o rendimento (fenólicos totais / 100 g de extrato liofilizado).
R2 = 0,99 (5)
Onde y é a concentração de ácido gálico em mg/mL de etanol (10%) e x é absorbância.
5.3.4 Identificação dos compostos fenólicos
O extrato etanólico preparado para a quantificação dos fenólicos totais com
concentração de 1 mg/mL foi utilizado para a possível identificação dos compostos fenólicos
presentes na película de castanha de caju extraídos com acetona, água, etanol e metanol.
Os compostos fenólicos foram analisados em cromatógrafo líquido de ultra eficiência
Waters acoplado a um espectrômetro de massas Waters QTOF-MS. Foi utilizada uma coluna
analítica Acquity UPLC BEH C18 Waters (1,7 µm, 2,1 mm x 50 mm), com um fluxo de 0,5
ml/min, um volume de injeção de 10 µL do extrato etanólico e um tempo total de corrida de
25 min. A fase móvel utilizada foi água (MilliQ) / ácido fórmico (v/v) (Sigma-Aldrich) 0,1%
(solvente A) e acetonitrila (Tedia) / ácido fórmico 0,1% (solvente B).
A identificação dos compostos fenólicos foi primariamente baseada no espectro de
massas adquirido usando ionização por eletrospray nos modos positivo e negativo (PI e NI),
caracterizados por suas relações massa/carga (m/z) e abundâncias relativas comparados com
dados disponíveis na literatura.
0001,00087,0y x
45
5.4 RESULTADOS & DISCUSSÃO
5.4.1 Seleção de solvente
O percentual de compostos fenólicos extraídos da película de castanha de caju
utilizando os solventes acetona, água, etanol e metanol foram de 39.15±0.01, 47.06±0.05,
40.06±0.02 e 43.22±0.37, respectivamente. A água foi selecionada como solvente a ser
utilizado nos delineamentos experimentais por favorecer o maior conteúdo fenólico extraído,
ser um solvente não tóxico e reconhecido como seguro, tipo GRAS (FDA, 2014). A região
expandida dos cromatogramas com os picos dos compostos fenólicos diferentes solventes
estão apresentados na Figura 15. Cromatogramas e espectros em anexo (FIGURA 48-65).
FIGURA 15. Perfil cromatográfico de compostos fenólicos da película de castanha de caju
extraídos com acetona 70% (a), água (b), etanol 80% (c) e metanol (d) no modo negativo.
46
Os compostos fenólicos identificados (TABELA 14) e desconhecidos se apresentaram
nas amostras extraídas com todos os solventes (acetona, água, etanol e metanol) e não foi
observada diferença no perfil cromatográfico.
Tabela 14. Compostos fenólicos tentativamente identificados na película de castanha de caju.
Pico TR (min)* [M-H]-
(m/z) Possível identificação Referência
1 0.264 341,1434 Cafeoil glucose Maatta et al. (2003)
2 0.341 191,0382 Ácido quínico Nyau (2013)
3 0.439 169,0340 Ácido gálico Gawlik-Dziki et al. (2014)
Jonh & Shahidi (2010)
4 0.635 305,0890 Epigalocatequina Tala et al. (2013)
5 0.985 577,1881 Afzelequina-galocatequina Souza (2008)
6 1.132 289,1042 Catequina
Fernandez et al. (2000)
Chaves et al. (2010)
Trox et al. (2011)
7 1.237 561,1846
561,1889 Propelargonidina (dímero)
Hanhineva et al. (2008)
1.678 Huang et al. (2013)
8 1.356 577,1778 Proantocianidina A Kajdzanoska et al. (2011)
9 1.531 289,1056 Epicatequina
Fernandez et al. (2000)
Chaves et al. (2010)
Trox et al. (2011)
10 1.818 729,2100 Procianidina B1 3-O-galato Fuleki et al. (2003)
Gordon et al. (2011)
11 1.916 273,1117 Florentina Lommen et al. (2000)
Kahle et al. (2005)
12 2.251 441,1140 Epicatequina galato Dou et al. (2007)
13 2.517 469,0916 Dilactona do ácido
flavogalônico
Pfundstein et al. (2010)
Regueiro et al. (2014)
14 2.804 433,1631 Ácido elágico arabinone Zafrila et al. (2001) * TR – tempo de retenção; Em negrito – relatados em película de castanha de caju.
47
Um total de catorze compostos fenólicos foram identificados, dos quais catequina e
epicatequina foram os majoritários, seguidos por cafeoil glucose, ácido gálico, florentina e
epicatequina galato em termos de abundância relativa nos cromatogramas dos extratos com
diferentes solventes. Os ácidos fenólicos gálico e cafeico também estão presentes no
pedúnculo do caju (BROINIZI et al., 2007). A atividade antioxidante do extrato da película de
castanha de caju deve ser atribuída pelo menos em parte à presença da catequina e
epicatequina, pois são substâncias que têm sido relatadas por possuir excelente efeito inibidor
do radical DPPH (CHAVES et al., 2010).
5.4.2 Extração assistida por ultrassom (EAU)
Na Tabela 15, estão apresentados os resultados obtidos para sólidos solúveis totais e
conteúdo fenólico em película de castanha de caju com auxílio de extração assistida por
ultrassom utilizando as variáveis tempo, densidade de potência e razão líquido/sólido.
Tabela 15. Sólidos solúveis totais e conteúdo fenólico em amostras de película de castanha de
caju utilizando extração assistida por ultrassom.
Ensaio Tempo (s) Densidade de
potência (W/ml)
Razão L/S
(ml/g) SST (°Brix) Fenólicos (%m/m)
1 180 (-1) 7 (-1) 15 (-1) 1,7 44,72
2 180 (-1) 7 (-1) 35 (+1) 0,6 40,70
3 180 (-1) 13 (+1) 15 (-1) 2,4 43,41
4 180 (-1) 13 (+1) 35 (+1) 0,7 43,85
5 420 (+1) 7 (-1) 15 (-1) 2,1 43,77
6 420 (+1) 7 (-1) 35 (+1) 1,2 41,88
7 420 (+1) 13 (+1) 15 (-1) 2,2 42,17
8 420 (+1) 13 (+1) 35 (+1) 1,2 42,03
9 98 (-1,68) 10 (0) 25 (0) 1,4 43,41
10 502 (+1,68) 10 (0) 25 (0) 1,5 40,66
11 300 (0) 4 (-1,68) 25 (0) 1,1 44,95
12 300 (0) 16 (+1,68) 25 (0) 1,5 40,50
13 300 (0) 10 (0) 8 (-1,68) 3,8 41,07
14 300 (0) 10 (0) 42 (+1,68) 0,7 42,57
15 300 (0) 10 (0) 25 (0) 1,0 42,41
16 300 (0) 10 (0) 25 (0) 1,2 44,14
17 300 (0) 10 (0) 25 (0) 1,1 46,08
18 300 (0) 10 (0) 25 (0) 1,1 45,26
19 300 (0) 10 (0) 25 (0) 1,2 45,19 * L – líquido; S – sólido; SST – sólidos solúveis totais; m – massa.
48
Nos efeitos padronizados do diagrama de Pareto para os sólidos solúveis totais na
extração assistida por ultrassom, ilustrado na Figura 16, observa-se que para o nível de 95%
de confiança (p < 0,05) somente o termo quadrático da variável densidade de potência não foi
estatisticamente significativo (p > 0,05).
Figura 16. Diagrama de Pareto para a extração assistida por ultrassom – Sólidos solúveis
totais: nível de 95% de confiança (p < 0,05).
O efeito estatisticamente significativo negativo para a razão líquido/sólido evidenciou
que existe uma variação inversamente proporcional elevada entre a variável e a resposta teor
de sólidos solúveis totais (SST), ou seja, o aumento da razão L/S acarreta uma diminuição em
teor SST quando passa do nível mais baixo (-1) para o nível mais alto (+1) devido a diluição
da amostra. Fato este observado para as interações entre tempo e densidade de potência, e
entre esta e a razão L/S, mas ocasionando diminuição nas interações. Já os termos lineares de
tempo e densidade de potência apresentaram efeitos estatisticamente significativos positivos,
acarretando um aumento no teor de SST quando passa do nível mais baixo (-1) para o nível
mais alto (+1).
Através dos resultados obtidos, foram calculados os coeficientes de regressão para a
equação quadrática (6) que representa o teor de SST em função das variáveis estudadas.
R2 = 0,94 (6)
Onde, Y – resposta, sólidos solúveis totais; t – tempo (s); P – densidade de potência (W/ml); R – razão
líquido/sólido (ml/g); R2 – coeficiente de correlação.
PRtRtPRPtRPt .09,0.11,0.09,0.36,0.02,0.08,0.73,0.12,0.11,013,1Y 222
49
A análise de variância (ANOVA) foi realizada para confirmação da significância dos
parâmetros individuais e sua interação na resposta através do teste F e estão dispostos na
Tabela 16.
Tabela 16. Análise de variância para teor de sólidos solúveis totais em extratos de película de
castanha de caju com auxílio de extração assistida por ultrassom.
Fatores* Soma dos
quadrados
Graus de
liberdade
Média dos
quadrados Teste F Valor p
(1) Tempo (L) 0,15784 1 0,157837 22,548 0,009
Tempo (Q) 0,08037 1 0,080365 11,481 0,028
(2) Densidade de potência (L) 0,18111 1 0,181113 25,873 0,007
Densidade de potência (Q) 0,00767 1 0,007665 1,095 0,354
(3) Razão L/S (L) 7,19629 1 7,196286 1028,041 0,000
Razão L/S (Q) 1,76487 1 1,764870 252,124 0,000
1L x 2L 0,06125 1 0,061250 8,750 0,042
1L x 3L 0,10125 1 0,101250 14,464 0,019
2L x 3L 0,06125 1 0,061250 8,750 0,042
Falta de ajuste 0,57179 5 0,114359 16,337 0,009
Erro Puro 0,02800 4 0,007000
Total 10,14632 18
* L – linear; Q – quadrático; L/S – líquido/sólido; Ftabelado(1/18) = 4,41; Ftabelado(5/18) = 2,77.
Os resultados obtidos da ANOVA confirmam os termos estatisticamente significativos
da equação 6. Assim, o modelo contendo somente os termos significativos pode ser descrito
da seguinte forma:
(7)
Onde, Y – resposta, sólidos solúveis totais; t – tempo (s); P – densidade de potência (W/ml); R – razão
líquido/sólido (ml/g).
O modelo quadrático apresentou falta de ajuste significativa, pois o valor Fcalculado
(16,33) foi superior ao valor Ftabelado (2,77), mostrando que este modelo simplificado não é
suficiente para descrever as variações no teor de sólidos solúveis totais.
Analisando a superfície de resposta e curvas de contorno (FIGURA 17 a e b),
verificando que as melhores condições na obtenção do máximo em sólidos solúveis totais nos
extratos de película de caju estão com o aumento do tempo e da densidade de potência,
juntamente com a diminuição da razão líquido/sólido na extração assistida por ultrassom.
PRtRtPRtRPt .09,0.11,0.09,0.36,0.08,0.73,0.12,0.11,013,1Y 22
50
(a) (b)
Figura 17. Superfície de resposta (a) e curvas de contorno (b) para extração assistida por
ultrassom – sólidos solúveis totais.
51
Nos efeitos padronizados do diagrama de Pareto para os compostos fenólicos na
extração assistida por ultrassom, ilustrado na Figura 18, todos os termos lineares, quadráticos
e suas interações entre as variáveis não foram estatisticamente significativas (p > 0,05).
Figura 18. Diagrama de Pareto para a extração assistida por ultrassom – Fenólicos totais:
nível de 95% de confiança (p < 0,05).
A análise de variância foi realizada para confirmação da significância dos parâmetros
individuais e sua interação na resposta através do teste F está disposta na Tabela 17. O erro
experimental foi elevado, justificando a ausência de significância.
Tabela 17. Análise de variância - fenólicos totais em extratos de película de castanha de caju.
Fatores* Soma dos
quadrados
Graus de
liberdade
Média dos
quadrados Teste F Valor p
(1) Tempo (L) 4,06946 1 4,069457 2,040 0,226
Tempo (Q) 7,64481 1 7,644814 3,832 0,122
(2) Densidade de potência (L) 3,68493 1 3,684928 1,847 0,246
Densidade de potência (Q) 3,47307 1 3,473066 1,741 0,257
(3) Razão L/S (L) 0,69793 1 0,697927 0,350 0,586
Razão L/S (Q) 9,27670 1 9,276705 4,650 0,097
1L x 2L 1,35301 1 1,353013 0,678 0,456
1L x 3L 0,30031 1 0,300312 0,151 0,718
2L x 3L 4,82051 1 4,820513 2,416 0,195
Falta de ajuste 14,11955 5 2,823910 1,415 0,379
Erro Puro 7,98052 4 1,995130
Total 53,09501 18
* L – linear; Q – quadrático; L/S – líquido/sólido; Ftabelado(1/18) = 4,41; Ftabelado(5/18) = 2,77.
52
Com os resultados obtidos na extração de compostos fenólicos da película de castanha
de caju, não foi possível obter as melhores condições de extração utilizando metodologia de
superfície de resposta devido a ausência de termos estatisticamente significativos.
O erro experimental obtido na análise dos resultados indica que os compostos
fenólicos são localizados em posições aleatórias na película da amêndoa de castanha de caju e
provavelmente em regiões conforme o formato da castanha de caju, pois o erro puro para os
sólidos solúveis totais tendeu a zero e para os fenólicos ficou distante da neutralidade mesmo
apresentando coeficiente de variação abaixo de 10% em relação aos pontos centrais.
5.4.3 Extração acelerada com solvente (EAS)
Na Tabela 18, estão dispostos os resultados obtidos para sólidos solúveis totais e
conteúdo fenólico em película de castanha de caju com auxílio de extração acelerada com
solvente utilizando as variáveis temperatura e tempo.
Tabela 18. Sólidos solúveis totais e conteúdo fenólico em amostras de película de castanha de
caju utilizando extração acelerada com solvente.
Ensaio Temperatura (°C) Tempo (min) SST (°Brix) Fenólicos (%m/m)
1 120 (-1) 7 (-1) 1,7 42,61
2 120 (-1) 23 (+1) 1,3 39,96
3 180 (+1) 7 (-1) 3,5 37,93
4 180 (+1) 23 (+1) 3,3 32,91
5 108 (-1,41) 15 (0) 1,5 42,21
6 192 (+1,41) 15 (0) 4,3 33,85
7 150 (0) 4 (-1,41) 1,8 46,27
8 150 (0) 26 (+1,41) 1,5 38,19
9 150 (0) 15 (0) 1,8 38,94
10 150 (0) 15 (0) 1,7 38,30
11 150 (0) 15 (0) 1,9 37,79
Na EAS (FIGURA 19), somente os termos linear e quadrático da temperatura
exerceram efeitos positivos estatisticamente significativos (p < 0,05) nos efeitos padronizados
do diagrama de Pareto para os sólidos solúveis totais, evidenciando que existe uma variação
diretamente proporcional elevada entre a variável e a resposta teor de sólidos solúveis totais
(SST) com o avanço da temperatura acarretando aumento no teor SST quando passa do nível
mais baixo (-1) para o nível mais alto (+1).
53
Figura 19. Diagrama de Pareto para a extração acelerada com solvente – Sólidos solúveis
totais: nível de 95% de confiança (p < 0,05).
Através dos resultados obtidos, foram calculados os coeficientes de regressão para a
equação quadrática (8) que representa o teor de SST em função das variáveis estudadas.
R2 = 0,99 (8)
Onde, Y – resposta, sólidos solúveis totais; T – temperatura (°C);t – tempo (s); R2 – coeficiente de correlação.
A análise de variância foi realizada para confirmação da significância dos parâmetros
individuais e sua interação na resposta através do teste F estão dispostos na Tabela 19.
Tabela 19. Análise de variância para teor de sólidos solúveis totais em extratos de película de
castanha de caju utilizando extração acelerada com solvente.
Fatores* Soma dos
quadrados
Graus de
liberdade
Média dos
quadrados Teste F Valor p
(1) Temperatura (L) 7,52681 1 7,526808 752,681 0,001
Temperatura (Q) 1,99081 1 1,990809 199,081 0,005
(2) Tempo (L) 0,13114 1 0,131140 13,114 0,069
Tempo (Q) 0,00551 1 0,005515 0,551 0,535
1L x 2L 0,01000 1 0,010000 1,000 0,423
Falta de ajuste 0,06830 3 0,022767 2,277 0,320
Erro Puro 0,02000 2 0,010000
Total 10,00909 10
* L – linear; Q – quadrático; L/S – líquido/sólido; Ftabelado(1/10) = 4,96; Ftabelado(3/10) = 3,71.
TttTtT .05,0.03,0.59,0.13,0.99,080,1Y 22
54
Os resultados obtidos da ANOVA confirmam os termos estatisticamente significativos
da equação 8. Assim, o modelo contendo somente os termos significativos pode ser descrito
da seguinte forma:
(9)
Onde, Y – resposta, sólidos solúveis totais; T – temperatura (°C).
O modelo quadrático não apresentou falta de ajuste significativa, pois o valor Fcalculado
(2,28) foi inferior ao valor Ftabelado (3,71), com coeficiente de correlação tendendo a unidade
demonstrando excelente concordância e tornando o modelo simplificado suficiente para
descrever as variações no teor de sólidos solúveis totais com utilização de extração acelerada
com solvente.
Analisando a superfície de resposta e curvas de contorno (FIGURA 20 a e b),
podemos verificar que as melhores condições na obtenção do máximo em sólidos solúveis
totais nos extratos de película de caju estão com o aumento da temperatura, por facilitar a
solubilização de partículas, e tempo mínimo.
(a) (b)
Figura 20. Superfície de resposta (a) e curvas de contorno (b) para extração acelerada com
solvente – sólidos solúveis totais.
Em relação ao conteúdo fenólico, o termo linear das variáveis temperatura e tempo,
exercem efeitos negativos estatisticamente significativos (p < 0,05) e o termo quadrático do
tempo exerceu efeito positivo nos efeitos padronizados do diagrama de Pareto (FIGURA 21).
2.59,0.99,080,1Y TT
55
Figura 21. Diagrama de Pareto para extração acelerada com solvente – Fenólicos totais.
Os efeitos padronizados do diagrama de Pareto evidenciaram que o aumento nas
variáveis acarreta uma diminuição acima de 10 vezes quando passa do nível mais baixo (-1)
para o nível mais alto (+1).
Através dos resultados obtidos, foram calculados os coeficientes de regressão para a
equação quadrática (10) que representa o teor de fenólico em função das variáveis estudadas.
R2 = 0,94 (10)
Onde, Y – resposta, sólidos solúveis totais; T – temperatura (°C);t – tempo (s); R2 – coeficiente de correlação.
A análise de variância foi realizada para confirmação da significância dos parâmetros
individuais e sua interação na resposta através do teste F estão dispostos na Tabela 20.
Tabela 20. Análise de variância para fenólicos totais em extratos de película de castanha de
caju utilizando extração acelerada com solvente.
Fatores* Soma dos
quadrados
Graus de
liberdade
Média dos
quadrados Teste F Valor p
(1) Temperatura (L) 69,3419 1 69,34195 208,840 0,005
Temperatura (Q) 2,0400 1 2,04001 6,144 0,131
(2) Tempo (L) 45,5862 1 45,58619 137,294 0,007
Tempo (Q) 12,6882 1 12,68824 38,214 0,025
1L x 2L 1,4042 1 1,40423 4,229 0,176
Falta de ajuste 8,0843 3 2,69478 8,116 0,112
Erro Puro 0,6641 2 0,33203
Total 144,4799 10
* L – linear; Q – quadrático; L/S – líquido/sólido; Ftabelado(1/10) = 4,96; Ftabelado(3/2) = 19,16; 95% confiança.
TttTtT .59,0.50,1.60,0.39,2.94,234,38Y 22
56
Os resultados obtidos da ANOVA confirmam os termos estatisticamente significativos
da equação 10. Assim, o modelo contendo somente os termos significativos pode ser descrito
da seguinte forma:
(11)
Onde, Y – resposta, sólidos solúveis totais; T – temperatura (°C); t – tempo (s).
O modelo quadrático não apresentou falta de ajuste significativa, pois o valor Fcalculado
(2,69) foi inferior ao valor Ftabelado (19,16), com coeficiente de correlação tendendo a unidade
demonstrando excelente concordância e tornando o modelo simplificado suficiente para
descrever as variações no teor de fenólicos totais com utilização de extração acelerada com
solvente.
A superfície de resposta (FIGURA 22 a e b) demonstra as melhores condições na
obtenção do máximo em conteúdo fenólico nos extratos de película de caju utilizando
extração acelerada com solvente ocorre em temperaturas abaixo de 100 ºC.
(a) (b)
Figura 22. Superfície de resposta (a) e curvas de contorno (b) para extração acelerada com
solvente – Fenólicos totais.
O conteúdo fenólico extraído da película de castanha de caju desengordurada com a
utilização de ultrassom variou de 40-44% e para a extração acelerada com solvente entre 33-
46%. Na literatura foi mencionado um conteúdo fenólico em torno de 44% na película
desengordurada (CHANDRASEKARA & SHAHIDI, 2011), valor este obtido com as duas
técnicas de extração utilizadas.
2.50,1.39,2.94,234,38Y ttT
57
O conteúdo fenólico extraído da película de castanha de caju desengordurada foi
superior ao extraídos do bagaço de uva, 7,95% (ROCHENBACH et al., 2008), do resíduo de
vinícola, 2,89% (LAFKA et al., 2007), 30% da pele de avelã (CONTINI et al., 2008), 2,30%
da casca de avelã 9,29% da casca de castanha, Castanea sativa Mill. (NAZARRO et al.,
2012), 29,95 da casca de romã, 16,45% da casca de maçã, 24,6% da casca de banana, 12,7%
do farelo de trigo, 20,5% da casca de arroz e 21,5% da casca de tangerina (SULTANA et al.,
2008).
A película da castanha poderá ser uma alternativa como aditivo na indústria
farmacêutica e de alimentos em substituição aos antioxidantes sintéticos tóxicos (CHAVES et
al., 2010) por ser uma fonte econômica de antioxidantes naturais (KAMATH & RAJINI,
2007). Os compostos bioativos naturais incluem uma ampla diversidade de estruturas e
funcionalidades que oferecem um excelente conjunto de moléculas na formulação de produtos
nutracêuticos e de alimentos funcionais (GIL-CHAVEZ et al., 2013).
5.4 CONCLUSÃO
As extrações assistida por ultrassom e acelerada com solvente apresentaram conteúdo
fenólico e de sólidos solúveis similares nas condições estudadas com película de castanha de
caju, mostrando-se atrativas para a extração de fitoquímicos.
A variável temperatura exerceu a maior influência no teor de sólidos solúveis totais e
conteúdo fenólico extraído da película de castanha de caju utilizando extração assistida por
ultrassom e a variável razão líquido/sólido na extração acelerada com solvente para ambas
respostas.
Os compostos fenólicos majoritários nos extratos obtidos foram a catequina e
epicatequina. Além disso, são compostos que apresentam benefícios à saúde comprovados
cientificamente.
O aproveitamento integral da matéria-prima e agregação de valores a produtos
secundários vem se tornando itens obrigatórios na participação do mercado com tendência
crescente em investimentos e pesquisas.
5.5 AGRADECIMENTOS
À FUNCAP, UFC, EMBRAPA e INCT-FT.
58
5.6 REFERÊNCIAS
ACOSTA-ESTRADA, B. A.; GUTIERREZ-URIBE, J. A.; SERNA-SALDIVAR, S. O.
Bound phenolics in foods, a review. Food Chemistry, v. 152, p. 46–55, 2014.
ALMEIDA, F. A. G.; FONTES, J. M.; ALMEIDA, F. C. G. Uso da cinza da casca da
castanha do caju, Anacardium occidentale L., como fonte de fósforo para a cultura do feijão
de corda Vigna unguiculata (L.) Walp. Ciência Agronômica, v. 19, p. 31-35, 1988.
ASPE, E.; FERNÁNDEZ, K. The effect of different extraction techniques on extraction yield,
total phenolic, and anti-radical capacity of extracts from Pinus radiata Bark. Industrial
Crops and Products, v. 34, p. 838– 844, 2011.
AYBASTIER, O.; ISIK, E.; SAHIN, S.; DEMIR, C. Optimization of ultrasonic-assisted
extraction of antioxidant compounds from blackberry leaves using response surface
methodology. Industrial Crops and Products, v. 44, p. 558–565, 2013.
BARROS, F.; DYKES, L.; AWIKA, J. M.; ROONEY, L. W. Accelerated solvent extraction
of phenolic compounds from sorghum brans. Journal of Cereal Science, v. 58, p. 305-312,
2013.
BECKMAN, C. H. Phenolic-storing cells: keys to programmed cell death and periderm
formation in wilt disease resistance and in general defence responses in plants? Physiological
and Molecular Plant Pathology, v. 57, p. 101-110, 2000.
BROINIZI, P. R. B.; ANDRADE-WARTHA, E. R. S.; SILVA, A. M. O.; NOVOA, A. J. V.;
TORRES, R. P.; AZEREDO, H. M. C.; ALVES, R. E.; MANCINI-FILHO, J. Avaliação da
atividade antioxidante dos compostos fenólicos naturalmente presentes em subprodutos do
pseudofruto de caju (Anacardium occidentale L.). Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 27,
p. 902-908, 2007.
CATANEO, C. B.; CALIARI, V.; GONZAGA, L. V.; KUSKOSKI, E. M.; FETT, R..
Atividade antioxidante e conteúdo fenólico do resíduo agroindustrial da produção de vinho
Semina, v. 29, p. 93-102, 2008.
CHANDRASEKARA, N.; SHAHIDI, F. Effect of roasting on phenolic content and
antioxidant activities of whole cashew nuts, kernels, and testa. Journal of Agricultural and
Food Chemistry, v. 59, p. 5006-5014, 2011.
CHECCI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. Campinas:
Editora da UNICAMP, 1999.
CHEIGH. C. I.; CHUNG, E. Y.; CHUNG, M. S. Enhanced extraction of flavanones
hesperidin and narirutin from Citrus unshiu peel using subcritical water. Journal of Food
Engineering, v. 110, p. 472–477, 2012.
CHEUNG, L. M.; CHEUNG, P. C. K.; OOI, V. E. C. Antioxidant activity and total phenolics
of edible mushroom extracts. Food Chemistry, v. 81, p. 249-255, 2003.
59
CHAVES, M. H; CITÓ, A. M. G. L.; LOPES, J. A. D.; COSTA, D. A.; OLIVEIRA, C. A. A.;
COSTA, A. F.; BRITO JÚNIOR, F. E. M. Fenóis totais, atividade antioxidante e constituintes
químicos de extratos de Anacardium occidentale L., Anacardiaceae. Revista Brasileira de
Farmacognosia, v. 20, p. 106-112, 2010.
CONTINI, M.; BACCELLONI, S.; MASSANTINI, R.; ANELLI, G. Extraction of natural
antioxidants from hazelnut (Corylus avellana L.) shell and skin by long maceration at room
temperature. Food Chemistry, v. 110, p. 659-669, 2008.
COTTA, J. A. O.; REZENDE, M. O. O.; LANDGRAF, M. D. Avaliação de solventes de
extração por ultrassom usando-se cromatografia líquida de alta eficiência para a determinação
de hidrocarbonetos policíclicos aromáticos em solos contaminados. Química Nova, v.32, p.
2026-2033, 2009.
DAI, J.; MUMPER, R. J. Plant phenolics: extraction, analysis, and their antioxidant and
anticancer properties. Molecules, v. 15, p. 7313-7352, 2010.
DOU, J.; LEE, V. S. Y.; TZEN, J. T. C.; LEE, M-R. Identification and comparison of
phenolic compounds in the preparation of oolong tea manufactured by semifermentation and
drying processes. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 57, p. 7642-7468, 2007.
FAULDS, C. B.; WILLIAMSON, G. The role of hydroxycinnamates in the plant cell wall.
Journal of the Science of Food and Agriculture, v. 79, p. 393-395, 1999.
FDA – Food and Drug Administration. GRAS, General Recognize as Safe. Disponível em:
< http://www.fda.gov/>. Acesso em: 7 jun. 2014.
FERNANDEZ, P. L.; MARTIN, M. J.; GONZALEZ, A. G.; PABLOS, F. HPLC
determination of catechins and caffeine in tea. Differentiation of green, black and instant teas.
Analyst, v. 125, p. 421-425, 2000.
FREITAS, E. R.; FUENTES, M. F. F.; SANTOS JUNIOR, A.; GUERREIRO, M. E. F.;
ESPINDOLA, G. B. Farelo de castanha de caju em rações para frangos de corte. Pesquisa
Agropecuária Brasileira, v. 41, p. 1001-1006, 2006.
FRUTICULTURA, Caju. Brasília: Fundação Banco do Brasil, Série cadernos de propostas
para atuação em cadeias produtivas, v. 4, set. 2010.
FULEKI, T.; SILVA, J. M. R. Effects of cultivar and processing method on the contents of
catechins and procyanidins in grape juice. Journal Agricultural and Food Chemistry, v. 51,
p. 640-646, 2003.
GAWLIK-DZIKI, U.; DURAK, A.; PECIO, L.; KOWALSKA, I. Nutraceutical potencial of
tinctures from fruits, Green husks, and leaves of Juglans regia L. The Scientific World
Journal, v. 2014, p. 1-10, 2014.
GIL-CHAVEZ, G. J.; VILLA, J. A.; AYALA-ZAVALA, F.; HEREDIA, J. B.;
SEPULVEDA, D.; YAHIA, E. M.; GONZALEZ-AGUILAR, G. A. Technologies for
extraction and production of bioactive compounds to be used as nutraceutical and food
60
ingredients: An overview. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, v.
12, p. 5-23, 2013.
GORDON, A.; JUNGFER, E.; SILVA, B. A.; MAIA, J. G. S.; MARX, F.Phenolic
constituents and antioxidant capacity of four underutilized fruits from the amazon region.
Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 59, p. 7688-7699, 2011.
HANHINEVA, K.; ROGACHEV, I.; KOKKO, H.; MINTZ-ORON, S.; VENGER, I.;
KARENLAMPI, S.; AHARONI, A. Non-targeted analysis of spatial metabolite composition
in strawberry (Fragaria x ananassa) flowers. Phytochemistry, v. 69, p. 2463-2481, 2008.
HOLANDA, J. S.; TORRES, J. F.; OLIVEIRA, M. T.; FERREIRA FILHO, L.; HOLANDA,
A. C. Da carne de caju à carne de cordeiro. Natal: EMPARN, 2010. (Boletim de Pesquisa
n° 35).
HUANG, Y.; CHEN, L.; FENG, L.; GUO, G.; LI, Y. Characterization of total phenolic
constituents from the stems of Spatholobus suberectus using LC-DAD-MSn and their
inhibitory effect on human neutrophil elastase activity. Molecules, v. 18, p. 7549-7556, 2013.
JOHN, J. A.; SHAHIDI, F.; Phenolic compounds and antioxidant activity of Brazil nut
(Bertholletia excelsa). Journal of Functional Foods, v. 2. p. 169-209, 2010.
KAHLE, K.; KRAUS, M.; RICHLING, E. Polyphenol profiles of apple juices. Molecular
Nutrition & Food Research, v. 49, p. 797-806, 2005.
KAJDZANOSKA, M.; PETRESKA, J.; STEFOVA, M. Comparison of different extraction
solvent mixtures for characterization of phenolic in strawberries. Journal of Agricultural and
Food Chemistry, v. 59, p. 5272-5278, 2011.
KAMATH, V.; RAJINI, P. S. The efficacy of cashew nut (Anacardium occidentale L.) skin
extract as a free radical scavenger. Food Chemistry, v. 103, p. 428-433, 2007.
KASSING, M.; JENELTEN, U.; SCHENK, J.; STRUBE, J. A new approach for process
deveolpmente of plant-based extraction process. Chemical Engineering Technology, v. 33,
p. 377-387, 2010.
KO, M. J.; CHEIGH, C. I.; CHUNG, M. S. Relationship analysis between flavonoids
structure and subcritical water extraction (SWE). Food Chemistry, v. 143, p. 147–155, 2014.
LAFKA, T-I.; SINANOGLOU, V.; LAZOS, E. S. On the extraction and antioxidant activity
of phenolic compounds from winery wastes. Food Chemistry, v. 104, p. 1206-1214.
LEITE, D. F. L.; AGUIAR, E. M.; HOLANDA, J. S.; RANGEL, H. N.; AURELIANO, I. P.
L.; MEDEIROS, V. B.; LIMA JUNIOR, D. M. Valor nutritivo do resíduo de caju desidratado
associado a diferentes concentrados. Acta Veterinaria Brasilica, v. 7, p. 66-72, 2013.
LOMMEN, A.; GODEJOHANN, M.; VENEMA, D. P.; HOLLMAN, P. C. H.; SPRAUL, M.
Application of directly coupled HPLC-NMR-MS to the identification and confirmation of
quercetin glycosides and phloretin glycosides in apple peel. Analytical Chemistry, v. 72, p.
1793-1797, 2000.
61
MAATTA, K. R.; KAMAL-ELDIN, A.; TORRONEN, R. High-Performance liquid
chromatography (HPLC) analysis of phenolic compounds in berries with diode array and
electrospray ionization mass spectrometric (MS) detection: Ribes Species. Journal of
Agricultural and Food Chemistry, v. 51, p. 6736-6744, 2003.
MARAN, J. P.; MANIKANDAN, S.; NIVETHA, C. V.; DINESH, R. Ultrasound assisted
extraction of bioactive compounds from Nephelium lappaceum L. fruit peel using central
composite face centered response surface design. Arabian Journal of Chemistry, p. 1-13,
2013.
MIRA, N. V. M.; BARROS, R. M. C.; SCHIOCCHET, M. A.; NOLDIN, J. A.; LANFEZ-
MARQUEZ, U. M. Extração, análise e distribuição dos ácidos fenólicos em genótipos
pigmentados e não pigmentados de arroz (Oryza sativa L.). Ciência e Tecnologia de
Alimentos, v. 28, p. 994-1002, 2008.
MONTGOMERY, D. C.; RUNGER, G. C. Estatística Aplicada e Probabilidade para
Engenheiros. 2 ed. Rio de Janeiro: LTC, 2003.
NACZK, M.; SHAHIDI, F. Extraction and analysis of phenolics in food. Journal of
Chromatography A, v. 1054, p. 95-111, 2004.
NAGAJARA, K. V. Biochemical composition of cashew (Anacardium occidentale L.) kernel
testa. Journal of Food Science and Technology, v. 37, p. 554-556, 2000.
NAZZARO, M.; MOTTOLA, M. V.; CARA, F.; MONACO, G.; AQUINO, R. A.; VOLPE,
M. G. Extraction and characterization of biomolecules from agricultural wastes. Chemical
Engineerig Transactions, v. 27, p. 331-336, 2012.
NYAU, V. Nutraceutical antioxidant potencial and polyphenolic profiles of the Zambia
market classes of bambara groundnuts (Vigna subterranea L. Verdc) and common beans
(Phaseolus vulgaris .L). 2013. 192 f. Thesis (Doctor of Philosophy) – Departament of
Molecular and Cellular Biology. University of Cape Town, Cape Town, 2013.
PAIVA, F.; GARRUTI, D.; SILVA NETO, R. M. Aproveitamento Industrial do Caju.
Fortaleza: Centro Nacional de Pesquisa de Agroindústria Tropical – EMBRAPA-CNPAT/
SEBRAE/CE, 2000. (Embrapa-CNPAT, Documento, 38).
PFUNDSTEIN, B.; DESOUKY, S. K. E.; HULL, W. E.; HAUBNER, R.; ERBEN, G.;
OWEN, R. W. Polyphenolic compounds in the fruits of Egyptian medicinal plants
(Terminalia bellerica, Terminali chedula and Terminalia horrid): Characterization,
quantification and determination of antioxidant capacities. Phytochemistry, v. 71, p. 1132-
1148, 2010.
REGUEIRO, J.; SANCHEZ-GONZALEZ, C.; VALLVERDU-QUERALT, A.; SIMAL-
GANDARA, J.; LAMUELA-RAVENTOS, R.; IZQUIERDO-PULIDO, M. Comprehensive
idenfication of walnut polyphenols by liquid chromatography coupled to linear ion trap-
Orbitrap mass spectrometry. Food chemistry, v. 152, p. 340-348, 2014.
ROCKENBACH, I. I.; SILVA, G. L.; RODRIGUES, E. Influência do solvente no conteúdo
total de polifenóis, antocioaninas e atividade antioxidante de extratos de bagaço de uva (Vitis
62
vinifera) variedades Tannat e Ancelota. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 28, p. 238-
244, 2008.
RODRIGUES, M. I.; IEMMA, A. F. Planejamento de Experimentos e Otimização de
Processos. 2. ed. Campinas: Cárita, 2009.
RODRIGUEZ-MEIZOSO, I.; MARIN, F.R.; HERRERO, M.; SENORANS, F. J.;REGLERO,
G.; CIFUENTES, A.; IBANEZ, E. Subcritical water extraction of nutraceuticals with
antioxidant activity from oregano, chemical and functional characterization. Journal of
Pharmaceutical and Biomedical Analysis, v. 41, p. 1560–1565, 2006.
SCHIEBER, A.; STINTZING, F. C.; CARLE, R. By-products of plant food processing as a
source of functional compounds – recent developments. Trends in Food Science
&Technology, v. 12, p. 401-413, 2001.
SINGLETON, V. L.; ROSSI, J. A. Jr. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-
phosphotunstic acid reagents. American Journal Enology, v. 16, p. 144-158, 1965.
SOUZA, L. M. Aplicações da espectrometria de massas e da cromatografia líquida na
caracterização estrutural de biomoléculas de baixa massa molecular. 2008. 182 f. Tese
(Doutor em Ciências - Bioquímica) – Departamento de Bioquímica e Biologia Molecular.
Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 2008.
SOUSA, M. S. B.; VIEIRA, L. M.; SILVA, M. J. M.; LIMA, A. Caracterização nutricional e
compostos antioxidantes em resíduos de polpas de frutas tropicais. Ciência e
Agrotecnologia, v. 35, p. 554-559, 2011.
SULTANA, B.; ANWAR, F.; ASI, M. R.; CHATHA, A. S. Antioxidant potencial of extracts
from different agro wastes stabilization of corn oil. Grasas y Aceites, v. 59, p. 205-217, 2008.
TALA, V. R. S.; SILVA, V. C.; RODRIGUES, C. M.; NKENGFACK, A. E.; SANTOS, L.
C.; VILEGAS, W. Characterization of Proanthocyanidins from Parkia biglobosa (Jacq.) G.
Don. (Fabaceae) by flow injection analysis – Electrospray ionization ion trap tandem mass
spectrometry and liquid chromatography/electrospray ionization mass spectrometry.
Molecules, v. 18, p. 2803-2820, 2013.
TROX, J.; VADIVEL, V.; VETTER, W.; STUETZ, W.; KAMMERER, D. R.; CARLE, R.;
SCHERBAUM, V.; GOLA, U.; NOHR, D.; BIESALSKI, H. K. Catechin and epicatechin in
testa and their association with bioactive compounds in kernels of cashew nut (Anacardium
occidentale L.). Food Chemistry, v. 128, p. 1094-1099, 2011.
WANG, L; WELLER, C. L. Recent advances in extraction of nutraceuticals from plants.
Trends in Food Science & Technology, v.17, p. 300–312, 2006.
ZAFRILLA, P.; FERRERES, F.; TOMAS-BARBERAN, F. A. Effect of processing and
storage on the antioxiodant ellagic acid derivatives and flavonoids of red raspberry (Rubus
idaeus) Jams. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 49, p. 3651-3655, 2001.
63
6. EFEITO DO PROCESSAMENTO INDUSTRIAL SOBRE CONSTITUINTES DA
AMÊNDOA DE CASTANHA DE CAJU
6.1 RESUMO
A amêndoa de castanha de caju (ACC) apresenta grande importância nutricional e industrial.
O presente estudo tem como objetivo avaliar o efeito do processamento industrial sobre o teor
de água, lipídios, ácidos anacárdicos e grânulos de amido em ACC. As amostras selecionadas
foram ACC in natura, classificada, umidificada, cozida, desidratada e selecionada,
submetidas à secagem, moagem e extração lipídica. As análises foram realizadas por
cromatografia líquida acoplada à espectrometria de massas e por microscopia de polarização.
O teor de umidade variou entre 2,5 a 11,0% e o lipídico apresentou um valor médio de 42%,
exceto para a ACC umidificada. Foram identificados oito tipos de ácido anacárdico. Os ácidos
anacárdicos totais, C15:3 e C15:1, apresentaram concentrações entre 32 e 182 mg/g de óleo
de ACC, e seu conteúdo degradado e/ou transformado foi o proveniente da incorporação na
amêndoa durante as etapas de armazenagem e umidificação. As amostras desidratada e
selecionada não apresentaram diferença significativa no conteúdo de ácidos anacárdicos,
assumindo valores idênticos ao da amostra in natura. Os grânulos de amidos identificados
pela presença da “cruz de Malta”, birrefringente, apresentavam formas arredondadas e a
quantidade diminuiu com o avanço das etapas do processamento industrial.
Palavras-chave: Ácido anacárdico, Amido, Cozimento, Umidade. Cruz de Malta.
6.2 INTRODUÇÃO
Atualmente, alimentos que apresentem propriedades funcionais e benéficas estão mais
atrativos para o consumidor devido à busca constante por produtos saudáveis para se elevar a
qualidade na alimentação. A qualidade de produtos tem se tornado um importante fator de
decisão na maioria dos negócios (MONTGOMERY & RUNGER, 2003), pois cuidar da
qualidade, termo que retrata o grau de excelência de um produto, há muito tempo deixou de
ser fator diferenciador e passou a ser um requisito indispensável para se participar do mercado
(KLEE, 2010; PEINADO & GRAEML, 2007).
Os alimentos são expostos a diversos fatores que podem interferir na sua estrutura e
composição nutricional durante o processamento industrial, ocorrendo degradação e/ou
transformação de nutrientes e compostos biologicamente ativos, podendo apresentar impacto
positivo como na formação de complexos desejáveis, melhorando assim sua
biodisponibilidade ou impacto negativo, perdas de nutrientes e potencial biologicamente ativo
(ORDONEZ, 2005; CORREIA et al., 2008; ARAÚJO, 2011).
64
A amêndoa de castanha de caju é um dos principais produtos agroindustriais do
Nordeste brasileiro que possui em sua composição um perfil de aminoácidos biologicamente
ativos, ácidos graxos benéficos, alquilfenóis, fitoesteróis, selênio, tocoferóis (FREITAS &
NAVES, 2010; MELO et al., 1998) e apresenta alto teor de amido, polissacarídeo que
apresenta grande importância nutricional e industrial por ser a fonte mais importante de
carboidratos na alimentação humana (LEONEL & CEREDA, 2002; WALTER et al., 2005;
SINGH et al., 2010). A amêndoa é consumida frita (LIMA et al., 1999; LIMA & SOUSA,
2001), com iogurte (CAVALCANTE et al., 2009), em forma de pasta (LIMA & BRUNO,
2007) ou utilizada como ingrediente de confeitaria e produtos de panificação (OWIREDUE et
al., 2014).
Na produção de amêndoa de castanha de caju em larga escala industrial é empregado o
processo térmico-mecânico, ou seja, o cozimento das castanhas in natura é feito no próprio
líquido da castanha de caju (LCC) aquecido à temperatura em torno de 200 °C (PAIVA et al.,
2006), tornando a casca mais frágil para favorecer o seu rompimento (ARAÚJO & FERRAZ,
2008). A utilização do calor no processamento industrial pode favorecer alterações desejáveis,
como no café torrado, no chocolate, no leite condensado, nos produtos de panificação, pois
proteínas são degradadas tornando os aminoácidos básicos reativos devido às reações de
Maillard que participam na coloração; e indesejáveis, pois podem alterar as propriedades
sensoriais e nutritivas do produto (SILVA, 2000; COULTATE, 2004; ORDONEZ, 2005;
FELLOWS, 2006; OETTERER et al., 2006; RIBEIRO & SERAVALLI, 2007).
As dietas que apresentam frutos secos, como nozes, amendoim, amêndoa, avelã,
pistache, macadâmia, amêndoa de castanha de caju e do Brasil, protegem o coração, reduzem
mediadores de doenças crônicas, a gordura visceral, a glicemia, a resistência à insulina e
podem ainda diminuir o risco de diabetes e câncer (PAPANASTASOPOULOS &
STEBBING, 2013; VARELA, 2014). O ácido anacárdico é um composto fenólico, presente
no caju (AGOSTINI-COSTA et al., 2005; CORREIA et al., 2006; TREVISAN et al., 2006),
que vem sendo associado a uma série de atividades farmacológicas específicas (LIMA et al.,
2000; KUBO et al., 2006; STASIUK & KOZUBEK, 2010; SUO et al., 2012) e o amido
resistente contribui para a redução do índice glicêmico dos alimentos (LOBO & SILVA,
2003; FUENTES-ZARAGOZA et al., 2010; MOREIRA et al., 2011).
Dentro deste contexto, o presente estudo tem como objetivo avaliar o efeito do
processamento industrial na umidade, conteúdo lipídico, concentração de ácidos anacárdicos e
grânulos de amido em amêndoa de castanha de caju.
65
6.3 MATERIAL & MÉTODOS
6.3.1 Matéria-prima
Foi utilizada a amêndoa de castanha de caju (ACC), proveniente de seis etapas do
processamento industrial fornecida pela Companhia Industrial de Óleos do Nordeste (CIONE)
localizada em Fortaleza/CE. A codificação para as amostras foram:
A - ACC de caju in natura;
B - ACC armazenada e classificada, calibragem;
C - ACC submetida à umidificação;
D - ACC cozida;
E - ACC desidratada, após a operação de secagem;
F - ACC selecionada, após a etapa de despeliculagem.
As amostras foram coletadas, o teor de umidade foi quantificado em um determinador
de umidade (Steinlite SB900) na própria indústria, e embaladas. Em seguida, as amostras
foram submetidas à secagem em estufa de circulação de ar (CIENLAB CE-220) por 12 horas
(overnight) a 65 °C para favorecer uma melhor extração do conteúdo lipídico (CHECCI,
1999), e a moagem em processador de alimentos (ROBOT COUPE R201) por 30 segundos.
6.3.2 Extração lipídica
A extração utilizando solvente orgânico foi realizada na proporção 1:10 (m/v) com
imersão das amêndoas de castanha de caju em um erlenmeyer contendo hexano (Nuclear), à
temperatura ambiente e com agitação por 12 horas em incubadora Tecnal TE-420 com
rotação de 150 rpm e temperatura ambiente. Foi realizada uma série de extrações consecutivas
e em triplicata com hexano recuperado em evaporador rotatório (Rotavapor R215 - Buchi) até
remoção integral do óleo, ou seja, esgotamento dos seus componentes apolares.
6.3.3 Caracterização de ácidos anacárdicos
Os ácidos anacárdicos foram analisados em cromatógrafo líquido Varian 250 acoplado
a detector de arranjo de diodos (DAD) 335 e um espectrômetro de massas 500-MS IT
(Varian). O extrato foi preparado com aproximadamente 1,0 g da fração apolar diluída em
66
10,0 mL de metanol (Tedia). Foi utilizada uma coluna analítica Symmetry C18 WATERS (5
µm, 4.6 mm x 250 mm), com um fluxo de 600 µL/min, um volume de injeção de 20 µL do
extrato metanólico e um tempo total de corrida de 40 minutos. A fase móvel utilizada foi
água (MilliQ) / ácido fórmico 0,1% e acetonitrila (Tedia) / ácido fórmico (Sigma-Aldrich)
0,1% (v/v). As análises foram realizadas em duplicata. O fluxograma de obtenção do extrato
está disposto na Figura 23.
Figura 23. Desenho esquemático de obtenção do extrato da amêndoa de castanha de caju.
O comprimento de onda do DAD foi selecionado como 270 nm. O espectro de massas
foi simultaneamente adquirido usando ionização por eletrospray nos modos positivo e
negativo (PI e NI) em uma voltagem de fragmentação de 80 V para uma faixa de massas de
100 – 2000 u.m.a. A pressão do gás de secagem foi de 35 psi, a pressão do nebulizador de 40
psi, a temperatura do gás de secagem de 370 °C, voltagens de 3500 V para PI e 3500 V para
NI, e a voltagem de campo do spray de 600 V foram utilizados.
As análises foram realizadas em duplicata. A identificação dos compostos foi
primariamente baseada no espectro de massas e injeção de padrão de ácido anacárdico C15:3,
a Equação (12) representa a curva padrão.
R2 = 0,93 (12)
Onde y é a concentração de ácido anacárdico em mg/mL de metanol e x é a área do pico no
espectro de massas em unidade de área (u.a.).
As médias da concentração de ácido anacárdico foram submetidas à análise de
variância (ANOVA) através do teste de Tukey com 5% de significância.
35,017,0y x
Extrato hexânico
1,0 g de óleo de ACC
Extrato Metanólico
Agitação
150 rpm /30 ºC/12 h
10,0 g de ACC
Diluição
10 mL Metanol
Diluição
100 mL Hexano
67
6.3.4 Citoquímica - Amido
As amostras foram cortadas, cortes de 5 μm utilizando micrótomo automático Leica
RM 2065, e fixadas em uma solução de paraformaldeído 4% e glutaraldeído 1% em tampão
fosfato de sódio 0,02M pH 7,2 (KARNOVSKY, 1965) por 24 horas à temperatura ambiente.
Depois de fixado, o material foi desidratado em uma bateria crescente de etanol e em seguida
embebido em Historesina (Historesin Embbeding Kit – Jung). As lâminas foram examinadas
em fotomicroscópio NIKON. Foram selecionadas oito regiões, microfotografadas de forma
aleatória em cada lâmina, correspondendo a uma área de 30512 µm2 no total.
6.4 RESULTADOS & DISCUSSÃO
6.4.1 Umidade e conteúdo lipídico
As amêndoas de castanha de caju coletadas na indústria apresentaram uma
composição variada no teor de umidade entre 2,5 a 11,0%, valores das amostras desidratada e
umidificada, respectivamente (FIGURA 24).
Figura 24. Variação de umidade durante o processamento industrial de amêndoa de castanha
de caju.
As amêndoas de castanha de caju in natura e classificada (A e B) apresentaram o
mesmo teor em umidade, 8%, percentual característico para evitar a proliferação de
68
microrganismos deteriorantes e evitar contato do líquido da casca da castanha de caju (LCC)
com a amêndoa.
A etapa de umidificação (C) é utilizada para favorecer o rompimento da casca durante
a cocção (D) para facilitar a cozimento da castanha de caju e extração do LCC.
O teor de água nas amostras E e F (bruta inteira e inteira selecionada,
respectivamente), apresentaram em torno de 4% de umidade que favorece um desprendimento
mais eficaz da película que envolve a amêndoa de castanha de caju. A amostra F selecionada,
pronta para o consumo apresentou 4,0% em teor de água, o percentual tecnicamente
recomendado para comercialização nacional da amêndoa da castanha de caju é de 5%
(BRASIL, 2009). Fato este que deve ser revisto pelo controle de qualidade, seja nas etapas de
secagem ou umidificação, devido ao valor econômico do produto final.
Considerando o teor lipídico reportado na literatura que varia entre 40 - 52%, base
úmida, de ACC (MELO et al., 1998; RYAN et al., 2006; LIMA, et al., 2012) o presente
estudo apresentou valores dentro da faixa (TABELA 21) em todas as etapas do processamento
industrial com exceção da etapa de umidificação que apresentou diferença significativa (p <
0,05), pois esta etapa eleva o teor de água na amêndoa de castanha de caju acarretando
diminuição do conteúdo lipídico na composição centesimal.
Tabela 21. Variação do conteúdo lipídico durante o processamento industrial de amêndoa de
castanha de caju.
Amostra Umidade (%) B.U. Lipídios (g/100g de ACC)*
Base úmida (B.U.) Base seca (B.S.)
A 3,00 ± 0,17 42,64 ± 1,01a 43,96 ± 1,01
a
B 2,57 ± 0,17 43,63 ± 2,86a 44,78 ± 2,86
a
C 3,55 ± 0,25 34,12 ± 0,78b 35,38 ± 0,79
b
D 3,77 ± 0,31 43,59 ± 3,55a 45,30 ± 3,56
a
E 2,06 ± 0,17 45,16 ± 3,18a 46,11 ± 3,19
a
F 2,02 ± 0,15 43,38 ± 2,30a 44,48 ± 2,30
a
*Médias seguidas por letras minúsculas iguais nas colunas
não diferem entre si ao nível de 5% pelo teste de Tukey.
6.4.2 Análise Cromatográfica - Ácidos anacárdicos
Os cromatogramas foram integrados e os picos presentes nas diferentes amostras
foram alinhados de acordo com o tempo de retenção e relação massa/carga (m/z) de ionização
(JERZ et al., 2012). Os ácidos anacárdicos C15:3, C15:2 e C15:1 foram identificados e
estavam presentes em todas as amostras (TABELA 22).
69
Tabela 22. Ácidos anacárdicos da amêndoa de castanha de caju em diferentes etapas da
indústria.
Pico tmin* [M+H]+/[M-H]
- Ácido Anacárdico
Amostras**
A B C D E F G
3 25.31 343/341 C15:3 + + + + + + +
4 27.81 345/343 C15:2 + + + + + + +
6 32.02 347/345 C15:1 + + + + + + +
* t – tempo de retenção; ** (+) presente. Cromatogramas e espectros em anexo (FIGURA 66-74).
Os ácidos anacárdicos, C15:3 e C15:1, foram quantificados (TABELA 23) e
apresentaram concentrações entre 12 e 82 mg/g de óleo de amêndoa de castanha de caju.
Tabela 23. Médias das concentrações de ácidos anacárdicos em amêndoa de castanha de caju.
Amostra Ácido Anacárdico (mg/g óleo de ACC)*
C15:3 C15:1
A – ACC In natura 12,19 ± 4,85a 20,93 ± 2,73
a
B – ACC Classificada 41,90 ± 7,53b 47,46 ± 1,69
c
C – ACC Umidificada 82,57 ± 5,26c 82,55 ± 7,06
d
D – ACC Cozida 13,31 ± 1,19a 19,08 ± 2,33
a
E – ACC Desidratada 19,79 ± 6,60a 39,67 ± 3,17
bc
F – ACC Selecionada 12,56 ± 2,49a 28,67 ± 0,38
ab
*Médias seguidas por letras minúsculas iguais nas colunas não diferem
entre si ao nível de 5% pelo teste de Tukey.
O teor de ácido anacárdico na amostra F, ACC selecionada, foi de aproximadamente
17.630 mg/kg de amêndoa. Agostini-Costa et al. (2005) e Trevisan et al. (2006) mencionaram
uma variação entre 140 a 1820 e 640 a 1006 mg/kg de amêndoa frita, respectivamente. Os
valores citados foram em cerca 10 vezes menor quando comparados com o presente estudo.
Fato este ocorrido devido à inclusão da etapa de fritura no processamento da amêndoa de
castanha de caju.
A análise de variância mostrou que houve diferenças significativas (p < 0,05) entre as
amostras de amêndoa de castanha de caju com destaque para o elevado teor de ácidos
anacárdicos na etapa de umidificação devido à migração do conteúdo alquilfenol presente na
película e/ou da casca de castanha de caju. O baixo teor de ácido anacárdico, após o
cozimento (amostra D), redução de 77% e 84% no teor de ácidos anacárdicos C15:1 e C15:3,
respectivamente, deve-se a sua conversão em cardanol por reação de descarboxilação em
temperaturas elevadas, cerca de 200 °C (MAZZETO et al., 2009).
70
Um provável motivo para o aumento da concentração durante a estocagem (A→B)
pode ser a migração de LCC da casca para a amêndoa. De acordo com Agostini-Costa et al.
(2005) a presença de ácido anacárdico na amêndoa se deve à transferência do composto
fenólico presente em abundância no LCC. O que pode explicar o aumento do composto
fenólico na amostra C, favorecimento da migração por afinidade apolar.
Em relação às amostras E e F (desidratada e selecionada), não ocorreu diferença
significativa no conteúdo de ácidos anacárdicos, assumindo valores idênticos ao da amostra A
(in natura), ou seja, o conteúdo degradado e/ou transformado foi o proveniente da
incorporação na amêndoa durante as etapas de armazenagem (B) e umidificação (D).
As matérias-primas, variedades de cajueiros, tempo de armazenamento, etapas e
condições do processamento industrial exercem influência direta na concentração de ácido
anacárdico em amêndoa de castanha de caju.
6.4.3 Amido
A quantidade de grânulos de amido na amêndoa de castanha de caju tende a diminuir
com o avanço das etapas do processamento industrial (TABELA 24).
Tabela 24. Estatística descritiva – Área do grânulo (µm2) de amido em amêndoa de castanha
de caju.
Paramêtro estatístico Amostra
A B C D E F
Média 15,26 15,43 17,63 20,95 16,43 16,89
Desvio padrão 8,55 7,91 10,51 8,52 7,57 7,96
Variância 73,07 62,61 110,42 72,62 57,31 63,30
Valor Mínimo 3,16 5,31 3,14 6,44 6,34 5,33
Valor Máximo 48,47 39,19 47,69 40,58 40,40 30,79
Amplitude 45,31 33,88 44,55 34,14 34,06 25,46
Número de grânulos 328 71 168 60 75 51
Nível de confiança (95%) 0,93 1,87 1,60 2,20 1,74 2,24
Em relação à área, os grânulos se apresentaram heterogêneos, podendo ser observado
pelos altos valores do desvio padrão e da amplitude. O tamanho dos grânulos, tomando-se
como referência a área, foi menor que 24 µm2 em 75% do total de grânulos em todas as
amostras. A diminuição acentuada na quantidade de grânulos de amido durante a estocagem
71
(A→B, in natura → classificada, respectivamente) se deve a variedade da matéria-prima e
tempo de armazenamento.
Os grânulos de amido identificado pela apresentação de birrefringência quando
observado sob luz polarizada, apresentaram formas arredondadas (FIGURA 25), semelhantes
ao presente no trigo, batata, mandioca (LEONEL, 2007; DENARDIN & SILVA, 2009) e
feijão (SALGADO et al., 2005).
Figura 25. Microfotografias da amêndoa de castanha de caju em diferentes etapas do
processamento industrial (Letra maiúscula – luz normal/ Letra minúscula – luz polarizada).
As propriedades funcionais dos amidos nativos das mais diversas espécies vegetais são
influenciadas por suas estruturas granular e molecular (WANG & WHITE, 1994).
72
6.5 CONCLUSÃO
Os ácidos anacárdicos e os grânulos de amido estavam presentes em todas as amostras
e sua concentração é alterada durante o processamento industrial. O conteúdo lipídico é
preservado e a umidade, um dos principais parâmetros do controle de processos na indústria
de castanha de caju, é modificado.
O conhecimento sobre a variação no teor de ácido anacárdico em amêndoa de castanha
de caju em cada etapa do processamento industrial é de suma importância no controle de
qualidade do produto e utilização de altas temperaturas durante o cozimento poderia ser
avaliada pela indústria devido à diminuição de 75% no conteúdo de ácidos anacárdicos totais.
Devido à variedade de castanha de caju utilizada pela indústria, o estudo relacionado
com grânulos de amido requer uma padronização para ser utilizado como parâmetro de
controle de qualidade no processamento de amêndoa de castanha de caju.
6.6 AGRADECIMENTOS
À FUNCAP, UFC, EMBRAPA, INCT-FT e CIONE.
6.7 REFERÊNCIAS
AGOSTINI-COSTA, T. S.; JALES, K. A.; OLIVEIRA, M. E. B. GARRUTI, D. S.
Determinação espectrofotométrica de ácido anacárdico em amêndoas de castanha de
caju. Brasília: Embrapa. (Comunicado técnico, 122), 2005.
ARAÚJO, M. C.; FERRAZ, A. C. O. Características físicas e mecânicas do endocarpo e da
amêndoa da castanha de caju ‘CCP 76’ antes e após tratamento térmico. Engenharia
Agrícola, v. 28, p. 565-578, 2008.
ARAÚJO, J. M. Química de alimentos: teoria e prática. 5.ed., Viçosa: UFV, 2011.
BRASIL. Instrução Normativa Nº 62, de 15 de dezembro de 2009. Regulamento técnico da
amêndoa de castanha de caju. Diário Oficial da União, Brasília, DF, 16 dez. 2009.
CAVALCANTE, J. M.; MORAIS, A. C. S.; RODRIGUES, M. C. P. Efeito da adição de
amêndoas da castanha de caju nas propriedades sensoriais do iogurte adoçado com mel.
Revista Brasileira de Tecnologia Agroindustrial, v. 3, p. 01-14, 2009.
CHECCI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. Campinas:
Editora da Unicamp, 1999.
73
CORREIA, L. F. M.; FARAONI, A. S.; PINHEIRO-SANT’ANA, H. M. Efeitos do
processamento industrial de alimentos sobre a estabilidade de vitaminas. Alimentos e
Nutrição, v. 19, p. 83-95, 2008.
CORREIA, S. J.; DAVID, J. P.; DAVID, J. M. Metabólitos secundários de espécies de
Anacardiaceae. Química Nova, v. 29, p. 1287-1300, 2006.
COULTATE, T. P. Alimentos: a Química de seus Componentes. 3. ed. Porto Alegre: Artmed,
2004.
DENARDIN, C. C.; SILVA, L. P. Estrutura dos grânulos de amido e sua relação com
propriedades físico-químicas. Ciência Rural, v. 39, p. 945-954, 2009.
FELLOWS, P. J. Tecnologia do Processamento de Alimentos: Princípios e Práticas. 2. ed.
Porto Alegre: Artmed, 2006.
FREITAS, J. B.; NAVES, M. M. V. Composição química de nozes e sementes comestíveis e
sua relação com a nutrição e saúde. Revista de Nutrição, v. 23, p. 269-279, 2010.
FUENTES-ZARAGOZA, E.; RIQUELME-NAVARRETE, M. J.; SANCHEZ-ZAPATA, E.;
PEREZ-ALVAREZ, J. A. Resistant starch as functional ingredient: a review. Food Research
International, v. 43, p. 931-942, 2010.
JERZ, G.; MURILLO-VELÁSQUEZ, J. A.; SKRJABIN, I.; GÖK, R.; WINTERHALTER, P.
Anacardic Acid Profiling in Cashew Nuts by Direct Coupling of Preparative High-Speed
Countercurrent Chromatography and Mass Spectrometry (prepHSCCC-ESI-/APCI-MS/MS).
Recent Advances in the Analysis of Food and Flavors, v. 1098, p. 145-165, 2012.
KARNOVSKY, M. J. A formaldehyde-glutaraldehyde fixative of high osmolality for use in
electron microscopy. Journal of Cell Biology, v.27, p.137-138, 1965.
KLEE, H. J. Improving the Flavor of Fresh Fruits: Genomics, Biochemistry, and
biotechnology. New Phytologist, v. 187, p. 44-56, 2010.
KUBO, I.; MASUOKA, N.; HA, T. J.; TSUJIMOTO, K. Antioxidant activity of anacardic
acids. Food Chemistry, v. 99, p. 555-562, 2006.
KUBO, I.; MUROI, H.; KUBO, A. Naturally occurring antiacne agents. Journal of Natural
Products, v. 57, p. 9-17, 1994.
LEONEL, M. Análise da forma e tamanho de grânulos de amidos de diferentes fontes
botânicas. Ciência e tecnologia de alimentos, v. 27, p. 579-588, 2007.
LEONEL, M.; CEREDA, M. P. Caracterização físico-química de algumas tuberosas
amiláceas. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 22, n. 1, p. 65-69, 2002.
LIMA, C. A. A.; PASTORE, G. M.; LIMA, E. D. P. A. Estudo da atividade antimicrobiana
dos ácidos anacárdicos do óleo da casca da castanha de caju (CNSL) dos clones de cajueiro-
anão-precoce CCP-76 e CCP-09 em cinco estágios de maturação sobre microrganismos da
cavidade bucal. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 20, p. 358-362, 2000.
74
LIMA, J. R.; BRUNO, L. M. Estabilidade de pasta de amêndoa de castanha de caju. Ciência e
Tecnologia de Alimentos, v. 27, p. 816-822, 2007.
LIMA, J. R.; GARRUTI, D. S.; BRUNO, L. M. Physicochemical, microbiological and
sensory characteristics of cashew nut butter made from different kernel grades-quality. Food
Science and Technology, v. 45, p. 180-185, 2012.
LIMA, J. R.; SILVA, M. A. A. P.; GONÇALVES, L. A. G. Caracterização sensorial de
amêndoas de castanha de caju fritas e salgadas. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 19, p.
123-126, 1999.
LIMA, J. R.; SOUSA, M. M. M.; Influência do tipo de óleo utilizado para fritura na
estabilidade de amêndoas de castanha de caju. Boletim do Centro de Pesquisa de
Processamento de Alimentos, v. 19, p. 43-52, 2001.
LOBO, A. R.; SILVA, G. M. L. Amido resistente e suas propriedades físico-químicas.
Revista de Nutrição, v. 16, p. 219-226, 2003.
MAZZETO, S. E.; LOMONACO, D.; MELE, G. Óleo da castanha de caju: oportunidades e
desafios no contexto do desenvolvimento e sustentabilidade industrial. Química Nova, v. 32,
p. 732-741, 2009.
MELO, M. L. P.; MAIA, G. A.; SILVA, A. P. V.; OLIVEIRA, G. S. F.; FIGUEIREDO, R.
W. Caracterização físico-química da amêndoa de castanha de caju (Anacardium occidentale
L.) crua e tostada. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 18, p. 184-187, 1998.
MONTGOMERY, D. C.; RUNGER, G. C. Estatística Aplicada e Probabilidade para
Engenheiros, 2. ed. Rio de Janeiro: LTC, 2003.
MOREIRA, A. P. B.; LUCIA, C. M. D.; MORAES, E. A.;ALFENAS, R. C. G. Efeito do
processamento e armazenamento de alimentos ricos em amido sobre o índice glicêmico e
resposta glicêmica. Boletim do Centro de Pesquisa de Processamento de Alimentos, v. 29,
p. 281-292, 2011.
OETTERER, M.; REGITANO-D'ARCE, M. A. B.; SPOTO, M. H. F. Fundamentos de
Ciência e Tecnologia de Alimentos. Barueri: Manole, 2006.
ORDONEZ, J. A. Tecnologia de alimentos: Componentes dos Alimentos e Processos, v. 1.
Porto Alegre: Artmed, 2005.
OWIREDU, I.; LARYEA, D.; BARIMAH, J. Evaluation of cashew nut flour in the
production of biscuit. Nutrition & Food Science, v. 44, p. 204-211, 2014.
PAIVA, F. F. A.; SILVA NETO, R. M.; PESSOA, P. F. A. P.; LEITE, L. A. S.
Processamento de castanha de caju. Brasília/DF: Embrapa Informação Tecnológica, 2006.
PAPANASTASOPOULOS, P.; STEBBING, J. Nuts and cancer: where are we now? The
Lancet Oncology, v. 14, p. 1161-1162, 2013.
75
PEINADO, J.; GRAEML, A. R. Administração da Produção: Operações Industriais e de
Serviço. Curitiba: UnicenP, 2007.
RIBEIRO, E. P.; SERAVALLI, E. A. G. Química de Alimentos. 2. ed. São Paulo: Blucher,
2007.
RYAN, E.; GALVIN, K.; O’CONNOR, T. P; MAGUIRE, A. R.; O’BRIEN, N. M. Fatty acid
profile, tocopherol, squalene and phytosterol content of brazil, pecan, pine, pistachio and
cashew nuts. International Journal of Food Sciences and Nutrition, v. 57, p. 219-228,
2006.
SALGADO, S. M.; GUERRA, N. B.; ANDRADE, S. A. C.; LIVERA, A. V. S.
Caracterização físico-química do grânulo do amido do feijão caupi. Ciência e Tecnologia de
Alimentos, v. 25, p. 525-530, 2005.
SILVA, J. A. Tópicos da Tecnologia de Alimentos. São Paulo: Varela, 2000.
SINGH, J.; DARTOIS, A.; KAUR, L. Starch digestibility in food matrix: a review. Trends in
Food Science & Technology, v.21, p.168-180, 2010.
STASIUK, M.; KOZUBEK, A. Biological activity of phenolic lipids. Cellular and
Molecular Life Sciences, v. 67, p. 841-860, 2010.
SUO, M.; ISAO, H.; ISHIDA, Y.; SHIMANO, Y.; BI, C.; KATO, H.; TAKANO, F.; OHTA,
T. Phenolic lipid ingredients from cashew nuts. Journal of Natural Medicines, v. 66, p. 133-
139, 2012.
TREVISAN, M. T. S.; PFUNDSTEIN, B.; HAUBNER, R.; WURTELE, G.;
SPIEGELHALDER, B.; BARTSCH; OWEN, R. W. Characterization of alkyl phenols in
cashew (Anacardium occidentale) products and assay of their antioxidant capacity. Food and
Chemical Toxicology, v. 44, p. 188-197, 2006.
VARELA, D. Nozes e amêndoas, elixir da vida. Disponível em:
<http://www.cartacapital.com.br/revista/785/nozes-e-amendoas-elixir-da-vida-9000.html>.
Acesso em: 3 abr. 2014.
WALTER, M.; SILVA, L. P.; EMANUELLI, T. Amido resistente: características físico-
químicas, propriedades fisiológicas e metodologias de quantificação. Ciência Rural, v. 35, p.
974-980, 2005.
WANG, L. Z.; WHITE, P. J. Functional properties of oats starches and relationships among
functional and structural characteristics. Cereal Chemistry, v. 71, n. 5, p. 451-458, 1994.
76
7. CONSIDERAÇÕES FINAIS
A incorporação do pensamento sistêmico no aproveitamento integral da castanha de
caju para a produção sustentável de alimentos e produtos que apresentam propriedades
benéficas à saúde vem se mostrando como tendência crescente pela indústria devido à
demanda por produtos naturais que favoreçam a qualidade de vida.
A película e o líquido casca da castanha de caju se mostraram atrativas para o mercado
de produtos naturais por apresentarem elevado conteúdo em compostos fenólicos.
O efeito do processamento industrial sobre constituintes da amêndoa de castanha de
caju como os ácidos anacárdicos direciona para uma reavaliação de processo por parte da
indústria devido a grande perda do conteúdo alquilfenol após a etapa de cozimento.
77
8. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS
Com os resultados obtidos, são sugestões para trabalhos futuros relacionados a este
estudo:
Extração do líquido da casca de castanha de caju (LCC) por prensagem contínua
utilizando cascas de minifábricas e indústria;
Isolamento e estudo sobre a atividade bioativa de alquilfenóis do líquido da casca da
castanha de caju (LCC);
Isolamento de compostos fenólicos da película de castanha de caju;
Caracterização físico-química do grânulo do amido de amêndoa de castanha de caju
em diferentes estádios de maturação e etapas do processamento industrial.
78
APÊNDICE Cromatogramas e espectros de massas dos compostos obtidos e citados na tese.
79
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4
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FIGURA 26. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 1 (Pressão – 15
MPa / Temperatura – 40 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
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FIGURA 27. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 2 (Pressão – 15
MPa / Temperatura – 70 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
a
b
a
b
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270:750 (-)270:750 (-)
FIGURA 28. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 3 (Pressão – 15
MPa / Temperatura – 100 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
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1
2
3
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FIGURA 29. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 4 (Pressão – 29
MPa / Temperatura – 40 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
a
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FIGURA 30. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 5 (Pressão – 29
MPa / Temperatura – 70 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
5 10 15 20 25 30 35minutes
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270:750 (-)270:750 (-)
FIGURA 31. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 6 (Pressão – 29
MPa / Temperatura – 100 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
a
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a
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FIGURA 32. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 7 (Pressão – 43
MPa / Temperatura – 40 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
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270:750 (-)270:750 (-)
FIGURA 33. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 8 (Pressão – 43
MPa / Temperatura – 70 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
b
a
a
b
83
5 10 15 20 25 30 35minutes
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
MCounts
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
MCounts
290:400290:400
270:750 (-)270:750 (-)
FIGURA 34. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido por prensagem no ensaio 9 (Pressão – 43
MPa / Temperatura – 100 ºC) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
5 10 15 20 25 30 35minutes
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
MCounts
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
MCounts
290:400290:400
270:750 (-)270:750 (-)
FIGURA 35. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC) obtido com a utilização de solvente orgânico
(controle) nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
a
b
b
a
84
5 10 15 20 25 30 35minutes
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
MCounts
50
100
150
200
250
kCounts
290:400290:400
270:750 (-)270:750 (-)
FIGURA 36. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos do
líquido da casca da castanha de caju (LCC), LCC técnico, nas polaridades de ionização
positiva (a) e negativa (b).
FIGURA 37. Espectro de massas do cardanol C15:2 na polaridade de ionização positiva (+).
a
b
85
FIGURA 38. Espectro de massas do cardol C15:1 na polaridade de ionização positiva (+).
FIGURA 39. Espectro de massas do ácido anacárdico C16:0 na polaridade de ionização (-).
FIGURA 40. Espectro de massas do ácido anacárdico C16:2 na polaridade de ionização (-).
86
FIGURA 41. Espectro de massas do cardol C15:2 na polaridade de ionização positiva (+).
FIGURA 42. Espectro de massas do ácido anacárdico C15:4 na polaridade de ionização (-).
FIGURA 43. Espectro de massas do ácido anacárdico C15:3 na polaridade de ionização (-).
87
FIGURA 44. Espectro de massas do ácido anacárdico C15:2 na polaridade de ionização (-).
FIGURA 45. Espectro de massas do ácido anacárdico C17:3 na polaridade de ionização (-).
FIGURA 46. Espectro de massas do ácido anacárdico C15:1 na polaridade de ionização (-).
88
FIGURA 47. Espectro de massas do ácido anacárdico C17:1 na polaridade de ionização
negativa (-).
Time1.00 2.00 3.00 4.00 5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.00 11.00 12.00 13.00 14.00 15.00 16.00 17.00 18.00 19.00 20.00 21.00 22.00 23.00 24.00
%
0
100
1.00 2.00 3.00 4.00 5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.00 11.00 12.00 13.00 14.00 15.00 16.00 17.00 18.00 19.00 20.00 21.00 22.00 23.00 24.00
%
0
100
FIGURA 48. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de ultra eficiência de
compostos fenólicos da película de castanha de caju utilizando acetona 70% em água como
solvente nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
a
b
89
Time1.00 2.00 3.00 4.00 5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.00 11.00 12.00 13.00 14.00 15.00 16.00 17.00 18.00 19.00 20.00 21.00 22.00 23.00 24.00
%
0
100
1.00 2.00 3.00 4.00 5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.00 11.00 12.00 13.00 14.00 15.00 16.00 17.00 18.00 19.00 20.00 21.00 22.00 23.00 24.00
%
0
100
FIGURA 49. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de ultra eficiência de
compostos fenólicos da película de castanha de caju utilizando água como solvente nas
polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
Time1.00 2.00 3.00 4.00 5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.00 11.00 12.00 13.00 14.00 15.00 16.00 17.00 18.00 19.00 20.00 21.00 22.00 23.00 24.00
%
0
100
1.00 2.00 3.00 4.00 5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.00 11.00 12.00 13.00 14.00 15.00 16.00 17.00 18.00 19.00 20.00 21.00 22.00 23.00 24.00
%
0
100
FIGURA 50. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de ultra eficiência de
compostos fenólicos da película de castanha de caju utilizando etanol 80% em água como
solvente nas polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
a
b
a
b
90
Time1.00 2.00 3.00 4.00 5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.00 11.00 12.00 13.00 14.00 15.00 16.00 17.00 18.00 19.00 20.00 21.00 22.00 23.00 24.00
%
0
100
1.00 2.00 3.00 4.00 5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.00 11.00 12.00 13.00 14.00 15.00 16.00 17.00 18.00 19.00 20.00 21.00 22.00 23.00 24.00
%
0
100
FIGURA 51. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de ultra eficiência de
compostos fenólicos da película de castanha de caju utilizando metanol como solvente nas
polaridades de ionização positiva (a) e negativa (b).
FIGURA 52. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), cafeoil glucose.
a
b
91
FIGURA 53. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido quínico.
FIGURA 54. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido gálico.
92
FIGURA 55. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), epigalocatequina.
FIGURA 56. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), afzelequina-
galocatequina.
93
FIGURA 57. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), catequina.
FIGURA 58. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), dímero de
propelargonidina.
94
FIGURA 59. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), proantocianidina A.
FIGURA 60. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), epicatequina.
95
FIGURA 61. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), procianidina B1 3-
O-galato.
FIGURA 62. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), florentina.
96
FIGURA 63. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), epicatequina galato.
FIGURA 64. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), dilactona do ácido
flavogalônico.
97
FIGURA 65. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido elágico
arabinose.
FIGURA 66. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização positiva (a) e
negativa (b). Amostra A – ACC in natura.
a
b
98
FIGURA 67. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização positiva (a) e
negativa (b). Amostra B – ACC classificada.
FIGURA 68. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização positiva (a) e
negativa (b). Amostra C – ACC umidificada.
a
b
a
b
99
FIGURA 69. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização positiva (a) e
negativa (b). Amostra D – ACC cozida.
FIGURA 70. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização positiva (a) e
negativa (b). Amostra E – ACC desidratada.
a
b
a
b
100
FIGURA 71. Perfil cromatográfico por cromatografia líquida de compostos fenólicos da
amêndoa de casca da castanha de caju (controle) nas polaridades de ionização positiva (a) e
negativa (b). Amostra F – ACC selecionada.
FIGURA 72. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido anacárdico
C15:3.
a
b
101
FIGURA 73. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido anacárdico
C15:2.
FIGURA 74. Espectro de massas na polaridade de ionização negativa (-), ácido anacárdico
C15:1.