МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ

РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ ФГАОУ ВО «Крымский федеральный университет

имени В. И. Вернадского»

Таврическая академия

Факультет биологии и химии

Кафедра ботаники и физиологии растений и биотехнологий

Чмелёва С. И., Решетник Г. В., Кучер Е. Н.

МЕТОДИЧЕСКИЕ МАТЕРИАЛЫ И ЗАДАНИЯ

ДЛЯ ПРОВЕДЕНИЯ ЛАБОРАТОРНЫХ

ЗАНЯТИЙ

по дисциплине «Физиология растений»

для обучающихся 3 курса

направления подготовки 06.03.01 Биология

квалификация выпускника «бакалавр»

Симферополь

2017

2

ЧМЕЛЁВА С. И. Методические материалы и задания для

проведения лабораторных занятий по дисциплине «Физиология

растений»: для обучающихся 3 курса, направления подготовки 06.03.01

― Биология, квалификация выпускника ― «бакалавр» / С. И. Чмелёва,

Г. В. Решетник, Е. Н. Кучер / ФГАОУ ВО «Крымский федеральный

университет имени В. И. Вернадского». ― Симферополь, 2017. ― 90

с.

В методических материалах представлены лабораторные работы

по основным разделам физиологии растений. Рассмотрены

особенности физиологии растительной клетки, фотосинтеза, дыхания,

минерального питания, водного режима растений, превращения

запасных питательных веществ, роста и развития растений,

устойчивости растений к неблагоприятным внешним факторам. Для

лучшего усвоения лекционного и практического материала по

изучаемому курсу в конце каждой работы приведены контрольные

вопросы. Выполнение представленных в методических материалах

лабораторных работ поможет обучающимся углубить и расширить

знания по теоретическому курсу, а также будет способствовать

приобретению ими навыков для выполнения экспериментальных и

самостоятельных научно – исследовательских работ.

© Чмелева С. И., Решетник Г. В.

Кучер Е. Н.

КФУ, 2017

3

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ ................................................................................................. 5

ПРОГРАММА ДИСЦИПЛИНЫ «ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ» . 7

Структура учебного плана ....................................................................... 7

Контрольные вопросы к экзамену ........................................................ 10

ЛАБОРАТОРНЫЕ ЗАНЯТИЯ ПО ДИСЦИПЛИНЕ

«ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ» ........................................................... 15

Правила техники безопасности при работе в учебной лаборатории 16

Неотложная медицинская помощь в учебной лаборатории .............. 17

ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ .................................. 18

Работа 1. Явление плазмолиза и деплазмолиза .................................. 18

Работа 2. Определение осмотического давления клеточного сока

плазмолитическим методом по де Фризу ............................................ 20

Работа 3. Влияние клеточных ядов и высокой температуры на

проницаемость цитоплазмы растительных клеток для веществ

клеточного сока ...................................................................................... 23

Работа 4. Влияние ионов К+ и Са2+ на проницаемость цитоплазмы 25

Работа 5. Определение вязкости цитоплазмы по времени

плазмолиза ............................................................................................... 26

ВОДНЫЙ ОБМЕН РАСТЕНИЙ .......................................................... 28

Работа 6. Определение сосущей силы клеток по изменению

концентрации растворов ........................................................................ 28

Работа 7. Определение транспирации листьев растений .................. 31

Работа 8. Наблюдение за устьичными движениями под

микроскопом ........................................................................................... 33

ФОТОСИНТЕЗ ........................................................................................ 35

Работа 9. Пигментный состав зеленого листа. Физические и

химические свойства пигментов ........................................................... 35

Работа 10. Изучение фотосенсибилизирующих свойств хлорофилла

по Гуревичу ............................................................................................. 40

Работа 11. Обнаружение фотосинтеза методом крахмальной пробы

(проба Сакса)........................................................................................... 43

Работа 12. Определение интенсивности фотосинтеза методом

ассимиляционной колбы по Л. А. Иванову и Н. Л. Коссовичу.

Анализ пробы Сакса ............................................................................... 45

Работа 13. Влияние внешних условий на интенсивность

фотосинтеза элодеи ................................................................................ 49

ФИЗИОЛОГИЯ МИНЕРАЛЬНОГО ПИТАНИЯ РАСТЕНИЙ ..... 53

4

Работа 14. Микрохимический анализ золы. Обнаружение нитратов в

растениях ................................................................................................. 53

ТРАНСПОРТ ВЕЩЕСТВ В РАСТЕНИИ .......................................... 58

Работа 15. Обнаружение запасных сахаров в растительном

материале ................................................................................................. 58

Работа 16. Влияние температуры и реакции среды на активность

фермента – фруктофуранозидазы ....................................................... 60

ДЫХАНИЕ РАСТЕНИЙ ........................................................................ 63

Работа 17. Обнаружение ферментов оксидоредуктаз в дрожжевых и

растительных клетках ............................................................................ 63

Работа 18. Определение интенсивности дыхания по количеству

выделенного диоксида углерода ........................................................... 69

Работа 19. Определение дыхательного коэффициента маслянистых

семян ........................................................................................................ 72

ФИЗИОЛОГИЯ РОСТА И РАЗВИТИЯ РАСТЕНИЙ ..................... 76

Работа 20. Закладка опыта по определению влияния различных

регуляторов роста растений на прорастание семян ............................ 76

Работа 21. Определение влияние различных концентраций

гибберелловой кислоты на прорастание семян салата и

гетероауксина на рост корней у различных растений ........................ 79

ФИЗИОЛОГИЯ СТРЕССА ................................................................... 80

Работа 22. Получение шкалы гидролиза крахмала амилазой при

различной температуре .......................................................................... 80

Работа 23. Защитное действие сахара на цитоплазму при

замораживании ....................................................................................... 81

Работа 24. Определения жаростойкости растений (по

Ф. Ф. Мацкову) ....................................................................................... 83

Работа 25. Определение водоудерживающей способности тканей

изолированных листьев растений методом прямого завядания по

Арланду ................................................................................................... 86

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ ..................................................................... 89

5

ВВЕДЕНИЕ

Программа изучения нормативной учебной дисциплины

"ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ" составлена в соответствии с

образовательно – профессиональной программой направления

подготовки 06.03.01 Биология, квалификация выпускника «бакалавр».

Предметом изучения учебной дисциплины "ФИЗИОЛОГИЯ

РАСТЕНИЙ" являются функции растительных организмов на разных

уровнях организации и пути управления ими.

Междисциплинарные связи: «ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ»

изучается после общей, органической и биологической химии, курса

физики, анатомии, морфологии и систематики растений и логически

связана с этими дисциплинами.

Цель и задачи учебной дисциплины.

1.1. Целью преподавания учебной дисциплины "ФИЗИОЛОГИЯ

РАСТЕНИЙ" является формирование у обучающихся представлений о

закономерностях жизнедеятельности растений, биохимических,

молекулярных и генетических основах взаимозависимости сложных

функций и механизмов их регуляции в системе целого организма,

профессиональных первичных навыков лабораторного анализа и

постановки эксперимента в ходе изучения растительных организмов.

1.2. Основными задачами изучения дисциплины "ФИЗИОЛОГИЯ

РАСТЕНИЙ" является познание закономерностей жизнедеятельности

растений:

1. Дать современные представления о физиологических

процессах в зеленом растении (фотосинтез, дыхание, водообмен,

минеральное питание, гормональная система, рост и развитие,

устойчивость и адаптация, вторичный метаболизм), механизмах их

регуляции и интеграции.

2. Рассмотреть общие закономерности взаимодействия

растений со средой.

3. Раскрыть эволюционные аспекты становления функций

растительного организма.

4. Показать методологию «Физиологии растений» как науки,

исследующей разные уровни организации функциональных систем.

Познакомить обучающихся с некоторыми классическими и

современными экспериментальными методами, и подходами в

изучении физиологических процессов.

5. Показать взаимодействие и связи физиологии растений с

другими науками (химия, физика, генетика, молекулярная биология).

6

6. Раскрыть роль и перспективы физиологии растений в

решении задач практического земледелия, растениеводства, генетики и

селекции, биотехнологии.

1.3. Согласно требованиям образовательно – профессиональной

программы обучающиеся должны:

знать: особенности структурно – функциональной организации

растительного организма; специфику физиологических процессов,

связанных с особенностями прикрепленного типа существования у

растений; механизмы протекания и регуляции процессов, связанных с

жизнью растений (поглощение воды и минеральных веществ,

фотосинтез и дыхание, рост и развитие); механизмы адаптации

растений к изменяющимся условиям среды; механизмы

взаимодействия растений в биогеоценозе; физиологическую роль

растений в биосфере;

уметь: систематизировать знания о растительном организме,

полученные при изучении научной литературы; пользоваться

современными методами исследования при изучении растений и

процессов, протекающих в них; грамотно излагать теоретический

материал о жизни растительного организма, о его огромной роли в

жизни нашей планеты, вести дискуссию; использовать знания,

полученные в этом курсе, в своей практической деятельности.

7

ПРОГРАММА ДИСЦИПЛИНЫ «ФИЗИОЛОГИЯ

РАСТЕНИЙ»

Структура учебного плана

Структура учебного плана по дисциплине «ФИЗИОЛОГИЯ

РАСТЕНИЙ» для обучающихся очной и заочной форм обучения в

соответствии с направлением подготовки 06.03.01 Биология

квалификация выпускника «бакалавр» Таблица 1

Объем дисциплины и распределение часов по видам учебной работы

Виды контактной и внеаудиторной

работы

Всего часов

очная форма

обучения

заочная

форма

обучения

Общий объем дисциплины 144 144

Аудиторная работа 90 24

в том числе:

Лекции 30 10

Лабораторные 54 14

Самостоятельная работа обучающихся 54 120

Виды промежуточной аттестации:

Зачет 5 семестр –

Экзамен 6 семестр 6 семестр

РАЗДЕЛ 1. Физиология растений как наука.

Тема 1. Физиология растений как наука. Определение науки,

цели, задачи, связь с другими науками. История возникновения науки.

Методы науки, методологические подходы в изучении растений.

Задачи физиологии и биохимии растений на современном этапе

развития общества.

РАЗДЕЛ 2. Физиология растительной клетки.

Тема 1. Мембранный принцип организации растительной клетки.

Клетки прокариотические и эукариотические. Структура и функции

клеточных мембран. Основные механизмы транспорта питательных

веществ в растительную клетку.

Тема 2. Осмотические, транспортные и электрофизиологические

функции растительной клетки. Растительная клетка как осмотическая

система. Осмотические явления в растительной клетке. Водный

потенциал в растительной клетке.

8

РАЗДЕЛ 3. Водный обмен растений.

Тема 1. Структура и физико– химические свойства воды. Роль

воды в биологических системах. Молекулярная структура воды.

Физические свойства воды. Роль воды в биологических системах.

Тема 2. Динамика воды в системе: почва – растение – атмосфера.

Транспорт воды в растение. Корень – основной водопоглощающий

орган растения. Радиальное перемещение воды в тканях корня.

Транспирация. Водный дефицит, его виды и причины возникновения в

растении.

Тема 3. Влияние водного дефицита на растение. Орошаемое

земледелие. Особенности водообмена у растений разных

экологических групп. Влияние внешних условий на степень

открытости устьиц. Суточный ход транспирации и транспирационные

величины. Водный дефицит, его виды и причины возникновения в

растении. Влияние водного дефицита на физиолого– биохимические

функции растений. Морфолого-анатомические и физиологические

особенности засухоустойчивых растений.

РАЗДЕЛ 4. Фотосинтез.

Тема 1. Фотосинтез. Общая характеристика процесса,

космическая роль. Определение фотосинтеза. Уравнение фотосинтеза

и его анализ. Эволюция ассимиляционного процесса на Земле.

Фототрофия. Отличительные особенности фотосинтеза высших

растений.

Тема 2. Надмолекулярные структуры фотосинтеза в зеленом

растении. Лист как орган фотосинтеза. Хлоренхима. Структурно-

функциональные особенности. Пластидный аппарат зеленого растения.

Тема 3. Фотосинтез. Световые реакции. Возбуждение светом

молекулы хлорофилла и пути его дезактивации. Эффект Эмерсона и

понятие о фотосистемах. Состав и функции фотосистем I и II в зеленом

растении. Взаимодействие фотосистем I и II в световой фазе

фотосинтеза. Перенос электронов и протонов. Фотосинтетическое

фосфорилирование. Основные продукты световой фазы.

Тема 4. Темновая фаза фотосинтеза. Цикл Кальвина. Цикл Хетча-

Слэка. САМ-путь фотосинтеза. Фотодыхание.

Тема 5. Экологические факторы фотосинтеза. Фотосинтез и

продукционный процесс в растении. Дневной ход фотосинтеза и

влияние на него внешних условий. Фотосинтез и урожай, их параметры

и связь. Способы повышения продуктивности фотосинтеза.

Светокультуры растений.

9

РАЗДЕЛ 5. Физиология минерального питания растений. Тема 1. Минеральные элементы в растительном организме и

окружающей среде. История развития учения о минеральном питании

растений. Микро – и макроэлементы, содержание в растении.

Органогены. Азот. Содержание в среде, усвоение растениями. Реакции

аминирования и переаминирования, их связь с дыханием растений.

Тема 2. Физиологическая роль макроэлементов в растении.

Тема 3. Физиологическая роль микроэлементов в растении.

РАЗДЕЛ 6. Транспорт веществ в растении.

Тема 1. Система восходящего и нисходящего транспорта веществ

в растении. Понятие о ближнем и дальнем транспорте веществ в

растении. Апопластный и симпластный транспорт. Ксилемний

транспорт. Флоемний транспорт.

РАЗДЕЛ 7. Дыхание растений.

Тема 1. Дыхание растений. Общая характеристика процесса

дыхания. Дыхание – основной окислительно-восстановительный

процесс в растении. Основные уравнения дыхания и его анализ.

Краткая история развития теории биологического окисления.

Дыхательные ферменты.

Тема 2. Гликолиз, основные реакции и роль в растении. Цикл

трикарбоновых кислот, реакции, роль в растении, связь с другими

процессами. Пентозофосфатный цикл дыхания. Глиоксилатный цикл

дыхания.

Тема 3. Дыхательная цепь митохондрий, ее состав и функции.

Дыхательное (окислительное) фосфорилирование. Теория Митчелла.

Механизм работы АТФ-СИНТАЗНОГО комплекса митохондрий.

РАЗДЕЛ 8. Гормональная система растений.

Тема 1. Общие принципы регуляции у растений.

Внутриклеточная регуляция: генетическая, мембранная и регуляция

активности ферментов (метаболическая). Межклеточная регуляция:

трофическая, гормональная и электрофизиологическая.

Организменный уровень регуляции.

Тема 2. Фитогормоны. Механизм действия фитогормонов на

клеточном и организменном уровнях. Определение понятия

"фитогормоны". Классификация фитогормонов, их молекулярная

структура. Механизм действия фитогормонов на клеточном и

10

организменном уровнях. Употребление фитогормонов и регуляторов

роста в практике сельского хозяйства.

Тема 3. Фитогормоны как эндогенные регуляторы

морфогенетических и физиологических процессов в растительном

организме.

РАЗДЕЛ 9. Физиология роста и развития растений.

Тема 1. Рост растений. Определение понятия "рост". Клеточный

рост, его фазы. Меристема и камбий. Периодичность роста у растений.

Спокойствие и способы его регуляции.

Тема 2. Развитие растений. Определение понятия "развитие".

Основные этапы онтогенеза растений. Периодические явления в жизни

растений.

РАЗДЕЛ 10. Физиология стресса.

Тема 3. Теория стрессов и неспецифическая устойчивость

растений к неблагоприятным факторам. Механизмы стресса и

адаптации на клеточном, организменном и популяционном уровнях.

Тема 4. Устойчивость растений к действию неблагоприятных

факторов среды. Устойчивость к низким положительным

температурам. Морозостойкость и зимостойкость. Устойчивость к

высоким температурам (жаростойкость). Устойчивость к засолению.

Адаптация к недостатку кислорода. Газоустойчивость растений.

Тема 5. Защита растений от патогенов и фитофагов.

Контрольные вопросы к экзамену

1. Физиология и биохимия растений: предмет, цели и методы.

Методические подходы в изучении функций растительного организма.

2. Регуляция процессов в растительной клетке. Организм как

целостная система. Регуляция функций растений на организменном

уровне.

3. Мембранный принцип организации растительной клетки.

Структура и свойства биологических мембран.

4. Основные структурные элементы субклеточной

организации эукариотической растительной клетки, их функции.

5. Растительная клетка как осмотическая система. Понятие о

свойстве полупроницаемости клеточных мембран.

6. Основные механизмы поступления питательных веществ в

растительной клетке.

11

7. Обмен энергии в клетке растений. Фосфорилирование: его

разновидности в растительной клетке. Понятие о микро – и

макроэргических соединениях.

8. Сопрягающая мембрана как структурная основа

биоэнергетических процессов. Трансформация энергии на мембранах

тилакоидов и митохондрий. Понятие о редокс – потенциале.

9. Состояние воды в растении в связи с особенностями ее

молекулярной структуры. Роль воды в структуре и функциях

растительного организма.

10. Грунтовая вода, степень ее подвижности и доступности для

растений.

11. Передвижение воды в системе почва – растение –

атмосфера. Понятие о водном потенциале. Гуттация и плач у растений.

12. Поступление воды в растение. Корень как основной

водопоглощающий орган. Радиальное передвижение воды в тканях

корня.

13. Транспортировка воды с участием аквапоринов. Эндо – и

экзоцитоз.

14. Транспирация, ее регуляция в растении. Суточный ход

транспирации и транспирационные величины.

15. Водный дефицит у растений. Завядание. Влияние

завядания на функции растительного организма.

16. Морфолого - анатомические и физиологические признаки

засухоустойчивых растений. Растения – ксерофиты на примере

крымской флоры.

17. Краткая история развития учения о фотосинтезе. Работы

К.А. Тимирязева.

18. Классификация организмов по способу питания и

использования энергии (эволюция автотрофности на Земле).

19. Общее понятие о фотосинтезе. Уравнение фотосинтеза, его

анализ. Лист как орган фотосинтеза.

20. Ультраструктура хлоропластов. Онтогенез пластидного

аппарата у растений.

21. Хлорофиллы. Строение молекул, химические и физические

свойства хлорофиллов.

22. Каротиноиды, структура молекул и функции.

23. Космическая роль фотосинтеза.

24. С-3 путь темновой фазы фотосинтеза, его этапы. Фаза

карбоксилирования и восстановительная.

25. Фаза регенерации акцептора углерода в С-3 темновых

реакциях фотосинтеза.

12

26. С-4 путь темновой фазы фотосинтеза. Особенности

красуляции как приспособление к экстремальным условиям обитания.

27. Фотодыхание: биохимические реакции, их локализация.

Физиологическая роль фотодыхания.

28. Основные этапы биосинтеза хлорофилла в растении.

29. Електронвозбужденное состояние хлорофилла и пути его

дезактивации.

30. Циклический и нециклический перенос электронов в ходе

световой фазы фотосинтеза.

31. Понятие фотосинтетического фосфорилирования. Теория

П. Митчелла.

32. Структура и свойства фикобилинов. Явление

хроматической адаптации.

33. "Эффект усиления" Эмерсона. Понятие фотосистем и их

роль в процессе фотосинтеза.

34. Дневной ход фотосинтеза и влияние на него внешних

условий.

35. Светокультуры растений. Выращивание растений при

искусственном освещении.

36. Фотосинтез и урожай. КПД фотосинтеза. Способы

увеличения выхода биомассы урожая в агрофитоценозах.

37. Пути окисления дыхательного субстрата в растительном

организме. Теория биологического окисления А.М. Баха и В.И.

Паладина.

38. Ферментные системы дыхания. Оксидоредуктазы и

оксигеназы. Участие в реакциях окисления – восстановления.

39. Окисление дыхательного субстрата в анаэробной фазе

дыхания (гликолиз).

40. Пути окисления продуктов дыхания в аэробной фазе

дыхания (цикл Кребса).

41. Электронтранспортная цепь митохондрий и дыхательное

(окислительное) фосфорилирование.

42. Понятие фосфорилирования на уровне субстрата и

фосфорилирования в дыхательной цепи. Энергетический выход

анаэробной и аэробной фаз дыхания.

43. Дыхание – центральное звено обмена в растении. Значение

процесса дыхания в физиологии растительного организма.

44. Влияние внешних и внутренних условий на процессы

дыхания.

45. Количественные показатели дыхания. Дыхательный

коэффициент, его физиологическое значение.

13

46. Пентозофосфатный путь окисления дыхательного

субстрата в растениях, его отличительные черты от дихотомического

пути.

47. Глиоксилатний цикл дыхания.

48. Генетическая связь дыхания и брожения. Работы С.П.

Костычева.

49. Гетеротрофный способ питания у растений. Сапрофиты.

Паразиты и полупаразиты. Насекомоядные растения. Гетеротрофное

питание за счет собственных запасных веществ. Микотрофный тип

питания.

50. Динамика минеральных элементов в системе: литосфера –

растение. Понятие о макро – и микроэлементах, их содержание в

растениях. Органогены.

51. Поступление минеральных ионов в растительную клетку.

Роль Н-АТФ-азы в транспортных процессах. Понятие о свободном

пространстве ткани.

52. Источники азотного питания растений. Восстановление

нитратов в растении и пути ассимиляции аммиака.

53. Физиолого-биохимическая роль азота в растениях.

Биосинтез аминокислот и амидов. Работы Д.М. Прянишникова.

54. Физиологическая роль фосфора в растениях.

55. Физиологическая роль калия, кальция и магния в

растениях.

56. Физиологическая роль серы и железа.

57. Физиологическая роль бора и марганца.

58. Физиологическая роль меди и цинка.

59. Виды химических удобрений, физиологические основы и

способы их применения.

60. Представление о функциях ионных каналов и ионных

насосов в плазмалемме и тонопласте растительной клетки.

61. Корень как орган поглощения элементов минерального

питания и синтеза органических соединений в растении.

62. Понятие о восходящем и нисходящем транспорте веществ

у растений. Основные механизмы ксилемного и флоемного транспорта.

63. Акцепторные и донорно-акцепторные отношения в

растении. Транспорт веществ как интегрирующий процесс.

64. Транспортные формы веществ в растении.

65. Отложение в запас органических соединений в растении.

66. Превращения веществ в семенах при прорастании.

67. Рост растений. Фазы клеточного роста.

14

68. Ритмы роста растений и большая кривая роста. Типы роста.

Состояние покоя, его адаптивная функция.

69. Синтетические регуляторы роста: стимуляторы и

ретарданты, гербициды, дефолианты, десиканты, их практическое

применение.

70. Фитогормоны, общая характеристика. Роль фитогормонов

в регуляции метаболизма и ростовых процессов. Механизмы действия.

71. Индолилуксусная кислота и явление апикального

доминирования. Применение в растениеводстве.

72. Гиббереллины и кинетин, функциональная роль и

применение в растениеводстве.

73. Ростовые и тургорные движения растений.

74. Развитие растений. Понятие вегетативного и генеративного

развития. Основные этапы онтогенеза растений.

75. Понятие фотопериодизма и термопериодизма растений.

76. Фитохромная система растений и ее участие в регуляции

онтогенеза.

77. Ответная реакция растения на стресс. Общая стратегия

адаптации растений на действие неблагоприятных факторов.

78. Устойчивость растений к высоким температурам.

79. Устойчивость растений к положительным и

отрицательным низким температурам.

80. Влияние на растение избытка влаги.

81. Виды токсичных веществ в атмосфере и газоустойчивость

растений.

82. Физиологические основы засухоустойчивости растений.

83. Солеустойчивость растений.

84. Физиология орошаемого растения. Критические периоды в

водоснабжении растений.

85. Биохимические и физиолого-биохимические основы

устойчивости высших растений к патогенным микроорганизмам.

86. Приемы и методы повышения устойчивости растений к

действию неблагоприятных факторов среды. Комплексная и

специфическая устойчивость.

15

ЛАБОРАТОРНЫЕ ЗАНЯТИЯ ПО ДИСЦИПЛИНЕ

«ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ»

ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ – наука экспериментальная,

поэтому в учебном плане подготовки биологов отводится время на

лабораторные занятия.

В задачи данных методических материалов входят: проверка и

закрепление теоретических положений, излагаемых в курсе лекций;

ознакомление с методами определения различных физиолого –

биохимических процессов у растений; привитие навыков научно–

исследовательской работы (постановка цели опыта, проведение

эксперимента, оформление первичной научной документации,

обсуждение результатов опытов, оформление выводов).

Лабораторные работы выполняются согласно графика учебного

процесса и самостоятельной работы обучающихся по данной

дисциплине. На выполнение лабораторной работы отводится 4

академических часа. При этом соблюдается принцип индивидуального

выполнения работ.

Каждый студент ведет рабочую тетрадь, оформление которой

должно отвечать требованиям, основные из которых следующие:

– каждую работу нумеруют в соответствии с методическими

указаниями,

указывают дату выполнения работы;

– полностью записывают название работы, цель и принцип

метода, кратко характеризуют ход эксперимента и объект

исследования; при необходимости приводят рисунок установки;

– результаты опытов фиксируют в виде рисунков с

обязательными подписями к ним, а также таблиц или описывают

словесно;

– в конце каждой работы делают вывод или заключение, которые

обсуждаются при подведении итогов занятия.

Все первичные записи необходимо делать в тетради по ходу

эксперимента. Для оценки академической активности и качества

работы студена рабочую тетрадь проверяет преподаватель.

16

К лабораторным работам студент допускается только после

инструктажа по технике безопасности.

Основная цель малого практикума по физиологии растений –

углубить и расширить знания обучающихся по теоретическому курсу,

познакомить их с методами исследования в этой отрасли биологии. В

методических материалах приведены теоретические основы и

практические задачи по основным разделам физиологии растений:

физиологии растительной клетки, фотосинтезу, дыханию,

минеральному питанию, водному режиму растений, превращению

запасных питательных веществ, росту и развитию.

Правила техники безопасности при работе в учебной лаборатории

Работа в лабораториях проводится с кислотами, щелочами и

другими опасными веществами. Чтобы избежать случайных ожогов и

загрязнений одежды и тела, обучающихся следует к работе допускать

только в лабораторных халатах.

1. К работе с приборами обучающихся следует допускать

только после тщательного изучения инструкции к нему. Перед

включением электроприборов, нагревательных устройств необходимо

проверить исправность розеток, вилок, включателей, системы

заземления. Включать приборы можно только после установки их в

рабочее состояние по инструкции. После окончания работы

электроприбор следует выключить сначала из рабочего состояния,

затем из сети, и, если необходимо из водопроводной сети.

2. Приготовление растворов кислот, щелочей и других

вредных веществ необходимо проводить в вытяжном шкафу; исходный

продукт отбирать только пипеткой с резиновой грушей или мерным

цилиндром. Все растворы и химикаты должны иметь надписи

(карандашом по стеклу) с указанием вещества и его концентрации,

должны быть закрыты и, во избежание повреждения, стоять только на

полках лабораторных столов.

3. Поврежденной посудой обучающимся пользоваться

запрещается. Поэтому перед пользованием следует проверить, нет ли

трещин, заостренных краев и других повреждений.

17

4. После окончания занятий, дежурный и руководитель

проверяют отключение всех приборов, состояние водопроводных

кранов, порядок в лаборатории.

5. При несчастных случаях, связанных со здоровьем,

необходимо оказать первую помощь и вызвать скорую помощь по

телефону “103”, при пожаре “101” нужно вызвать пожарную команду,

известить дежурного швейцара, привести в действие противопожарные

средства.

Неотложная медицинская помощь в учебной лаборатории

При ранении стеклом нужно удалить его осколки из раны,

смазать ее йодом и перевязать.

При термических ожогах обожжённое место необходимо

поместить под струю холодной воды, а затем присыпать

гидрокарбонатом натрия или обработать примочками из

свежеприготовленных растворов питьевой соды (2 %) или

перманганата калия (5 %), или 100 – 96 0-ым этиловым спиртом,

оказывающим обеззараживающее и обезболивающее действие.

При ожогах кислотами или щелочами пораженный участок

быстро промывают большим количеством воды, затем на обожжённое

место накладывают примочку: при ожогах кислотой – из 2 %-го

содового раствора, при ожогах щелочь – из слабого раствора уксусной

кислоты.

18

ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ

Работа 1. Явление плазмолиза и деплазмолиза

Цель занятия: ознакомиться с осмотическими явлениями в

растительной клетке. Сформулировать понятие: полупроницаемость

нативной растительной клетки.

Растительную клетку можно рассматривать как осмотическую

систему, в которой роль раствора осмотически действующих веществ

играет клеточный сок, а роль полупроницаемой перепонки –

цитоплазматические мембраны. Клеточный сок, как и любой раствор,

обладает потенциальным осмотическим давлением, которое прямо

пропорционально числу частиц в единице объема независимо от

размеров и характера этих частиц (молекулы, ионы). Раствор,

отделенный от чистой воды полупроницаемой перепонкой

(пропускающей воду и непроницаемой для растворенных веществ),

сосет воду с силой, численно равной его осмотическому давлению, т. е.

давлению, которое нужно приложить, чтобы воспрепятствовать

передвижению воды в сторону раствора.

Для каждой клетки можно подобрать следующие растворы: 1)

гипотонический, осмотическое давление, которого меньше

осмотического давления клеточного сока, 2) изотонический, имеющий

осмотическое давление, равное осмотическому давлению клеточного

сока, 3) гипертонический, осмотическое давление которого больше,

чем давление клеточного сока.

При погружении клетки в гипертонический раствор вода из нее

выходит наружу до выравнивания осмотических давлений клеточного

сока и внешнего раствора. При этом клетка претерпевает следующие

изменения (рис. 1): сначала она сокращается, а после полной потери

тургора цитоплазма отстает от клеточной стенки по углам (уголковый

плазмолиз), затем во многих местах (вогнутый плазмолиз) и, наконец,

протопласт округляется (выпуклый плазмолиз). Образующееся

пространство между цитоплазмой и клеточной стенкой (хорошо

проницаемой как для воды, так и для растворенных веществ)

заполняется внешним раствором. В качестве плазмолитиков (веществ,

растворы которых вызывают плазмолиз) используют неядовитые

вещества, плохо проникающие или совсем не проникающие через

цитоплазму в вакуоль.

19

Рис. 1. Последовательные стадии плазмолиза: 1 – тургесцентная клетка,

2– общее сокращение объема клетки, 3 – уголковый плазмолиз, 4 – вогнутый

плазмолиз, 5 – выпуклый плазмолиз.

Плазмолиз – обратимый процесс. Возвращение

плазмолизированной клетки в исходное состояние называется

деплазмолизом.

Материалы и оборудование: 1) луковица синего лука или листья

традесканции; 2) 1 М раствор сахарозы в капельнице; 3) лезвие бритвы; 4)

скальпель; 5) пинцет; 6) препаровальная игла; 7) микроскоп; 8) предметные и

покровные стекла; 9) стакан с кипяченой водопроводной водой; 10) стеклянная

палочка; 11) кусочки фильтровальной бумаги; 12) спиртовка; 13) спички.

Практические задания: 1. Приготовить препарат эпидермиса чешуи репчатого лука.

2. Поместить в гипертонический раствор,

3. Наблюдать последовательные стадии плазмолиза.

4. Зарисовать состояние клеток в каждой стадии.

5. Поместить препарат в каплю воды.

6. Наблюдать деплазмолиз.

7. Сделать заключение и выводы.

Ход работы. Срезать бритвой кусочек эпидермиса, клетки

которого содержат антоциан. Во избежание повреждения клеток

эпидермиса желательно, чтобы срез состоял из двух слоев клеток.

Поместить срез в каплю воды на предметное стекло, накрыть

покровным стеклом и рассмотреть в микроскоп клетки с окрашенным

клеточным соком. Заменить воду 1 М раствором сахарозы, для чего

отсосать воду кусочком фильтровальной бумаги, и нанести на препарат

каплю раствора. Следить в микроскоп за тем, что происходит в клетках.

Сделать схематические рисунки клеток в состоянии тургора,

уголкового, вогнутого и выпуклого плазмолиза, обозначив клеточную

стенку плазмалемму и цитоплазму.

Ввести под покровное стекло 2–3 капли воды, отсасывая раствор

фильтровальной бумагой, и немедленно приступить к наблюдению

20

деплазмолиза клеток (обратите внимание на скорость этого процесса

по сравнению с плазмолизом).

После окончания деплазмолиза убить клетки, держа край

предметного стекла пинцетом и осторожно нагревая препарат на

пламени спиртовки, не допуская полного испарения воды. Заменить

воду на 1 М раствор сахарозы и, рассматривая препарат в микроскоп,

установить, происходит ли плазмолиз.

Записать результаты наблюдений и ответить на следующие

вопросы:

Вопросы:

1) Что такое плазмолиз и каковы его причины? 2) Как происходит

деплазмолиз? 3) Способны ли плазмолизироваться мертвые клетки? 4) В чем

состоит свойство полупроницаемости клеточных мембран?

Работа 2. Определение осмотического давления клеточного

сока плазмолитическим методом по де Фризу

Цель занятия: 1. Ознакомиться с одними из методов

определения осмотического давления клеточного сока растительной

клетки; 2. Определить осмотическое давление клеточного сока клеток

эпидермиса репчатого лука.

Концентрацию клеточного сока, представляющего собой раствор

большого количества разнообразных органических и минеральных

веществ, чаще всего определяют по его осмотическому давлению.

Плазмолитический метод определения осмотического давления

клеточного сока заключается в том, что срезы исследуемой ткани

погружают в ряд растворов известной концентрации, а затем

рассматривают в микроскоп. Исходя из того, что плазмолиз способны

вызывать только гипертонические растворы, находят такой, в котором

в отдельных клетках наблюдается начальный (уголковый) плазмолиз.

Этот раствор имеет концентрацию несколько выше, чем концентрация

клеточного сока. Изотонический раствор будет находиться между этим

раствором и следующим (более слабым), который не вызывает плаз-

молиза. Отсюда следует, что концентрация изотонического раствора

равна (с известной долей погрешности) среднему арифметическому

между концентрациями указанных соседних растворов.

Установив концентрацию изотонического раствора, вычисляют

осмотическое давление по уравнению Вант – Гоффа Р = RTCi, где Р–

осмотическое давление, Мпа*; R – универсальная газовая постоянная (R

= 0,00831 кДж/град•моль)**; С – концентрация раствора, моль/л; i –

21

изотонический коэффициент, показывающий отношение числа частиц

(молекул и ионов) в растворе к исходному количеству молекул

растворенного вещества. Для неэлектролитов, например, для сахарозы,

i = 1. Для растворов электролитов i зависит от числа ионов, на которые

диссоциирует молекула, и от степени диссоциации. Значения i для

растворов NaCl даны ниже.

Таблица 2

Значение изотонического коэффициента (i) для растворов NаCl

Материалы и оборудование: 1) луковица синего лука или листья

традесканции; 2) 1 М раствор NaCl; 3) дистиллированная вода; 4) бюретки с

воронками (2 шт.); 5) часовое стекло; 6) баночки или тигельки для растворов (7

шт.); 7) крышки или кусочки стекла для закрывания баночек (7 шт.); 8) микроскоп;

9) предметные и покровные стекла; 10) скальпель; 11) лезвие бритвы; 12)

препаровальные иглы; 13) кисточка; 14) стеклянная палочка; 15) стакан с

кипяченой водой; 16) кусочки фильтровальной бумаги; 17) карандаш по стеклу; 18)

термометр комнатный. *МП (мегапаскаль)=106Па=9,87 атм.

**(R=0,08205 латм/градмоль.

Практические задания:

1. Поместить срезы растений в растворы возрастающей

концентрации.

2. По начальной стадии плазмолиза установить изоосмотическую

концентрацию и осмотическое давление клеточного сока по уравнению

Вант Гоффа в кДж и атм.

3. Делают вывод о зависимости степени плазмолиза от

концентрации наружного раствора с соответствующим объяснением.

Ход работы. Приготовить по 5 мл растворов NaCl или сахарозы

концентрацией от 0,1 до 0,7 моль/л, наливая из бюреток в баночки,

снабженные соответствующими надписями, 1 М раствор и

дистиллированную воду. Предварительно целесообразно составить

таблицу разведения:

Концентрация

NaCl, моль/л

1,0

0,8

0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0,01

Изотонический

коэффициент

1,62

1,64

1,66 1,68 1,70

1,73

1,75 1,78

1,83

1,93

22

Таблица 3

Таблица разведения NaCl (или сахарозы)

Концентрация опытного

раствора, моль/л

На 5 мл раствора

1 М раствора, мл воды, мл

0,1 0,5 4,5

0,2 1,0 4,0

0,3 1,5 3,5

0,4 2,0 3,0

0,5 2,5 2,5

0,6 3,0 2,0

0,7 3,5 1,5

Тщательно перемешав растворы, закрыть баночки крышками или

кусочками стекла для защиты от испарения.

Приготовить при помощи бритвы 14 срезов исследуемой ткани,

например, кожицы синего лука, и поместить их в воду на часовое

стекло (вода должна быть кипяченой, чтобы не было пузырьков

воздуха). При погружении в воду удаляется сок, вытекающий из

поврежденных клеток, и достигается одинаковое состояние всех

срезов. Через несколько минут извлечь срезы кисточкой из воды,

обсушить фильтровальной бумагой и погрузить по 2 среза в каждый

раствор, начиная с самого концентрированного. При этом необходимо

следить за тем, чтобы срезы не плавали на поверхности, а были

погружены в растворы (если срез всплывает, его следует “утопить” при

помощи препаровальной иглы).

Через 20–30 мин рассмотреть срезы в микроскоп в капле

соответствующего раствора в той же последовательности. Стеклянную

палочку, которой наносилась капля раствора, кисточку, стекла после

каждого раствора необходимо ополаскивать водой и вытирать

салфеткой или фильтровальной бумагой.

Во второй строке указать, в каком состоянии находится

большинство клеток среза (сильный плазмолиз, когда протопласт

сокращается более чем на 1/3, слабый плазмолиз – цитоплазма немного

отстает от клеточной стенки, уголковый плазмолиз или плазмолиза

нет). В третьей строке схематически зарисовать одну клетку,

характерную для данного среза.

Найти изотоническую концентрацию и вычислить осмотическое

давление клеточного сока по уравнению Вант– Гоффа.

Сделать вывод о зависимости степени плазмолиза клеток от

концентрации наружного раствора (с соответствующим объяснением).

23

Результаты опыта записать по форме:

Таблица 4

Определение изотонической концентрации раствора

плазмолитическим методом

Концентрация раствора,

моль/л

0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1

Степень плазмолиза

Рисунок клетки

Вопросы:

1) В чем заключается явление осмоса? 2) Что такое осмотическое давление

клеточного сока и каких единицах оно измеряется? 3) С какими физиологическими

процессами в растительной клетке связаны её осмотические свойства?

Работа 3. Влияние клеточных ядов и высокой температуры

на проницаемость цитоплазмы растительных клеток для веществ

клеточного сока

Цель занятия: Изучить влияние на свойства полупроницаемости

клеточных мембран клеточных ядов: хлороформа, этилового спирта,

уксусной кислоты и кипячения (t=1000 С).

Клеточная стенка имеет ультрамикроскопические поры

диаметром до 10 нм, через которые свободно диффундируют любые

растворенные вещества, тогда как цитоплазматические мембраны

(наружная – плазмалемма и вакуолярная – тонопласт) по своим

свойствам приближаются к полупроницаемым перепонкам.

Полупроницаемость – свойство мембран нативной

(неповрежденной) растительной клетки. Оно заключается в

способности свободно пропускать воду и задерживать органические

молекулы и ионы. Проникновение веществ через мембраны

растительной клетки (плазмалемму и тонопласт) находятся в прямой

зависимости от их растворимости в липидах и в обратной – от

величины заряда и размеров проникающих частиц (молекул, ионов).

При температурном повреждении или действии на мембраны ядовитых

веществ свойство полупроницаемости теряется и мембраны становятся

свободно проницаемы для веществ, содержащихся в клеточном соке. Материалы и оборудование: 1) корнеплод красной свеклы; 2) 50 %– ный

этанол, 30 %– ная уксусная кислота; 3) хлороформ в капельнице (с притертой

пипеткой); 4) тарелка; 5) фарфоровая чашка; 6) скальпель; 7) пинцет; 8) штатив с

24

пробирками (4 шт.); 9) стакан химический; 10) держалка для пробирок; 11)

спиртовка; 12) спички.

Практические задания: 1. Кусочки ткани корнеплода столовой свеклы одинаковой

величины отмывают от клеточного сока и подвергают действию

клеточных ядов и кипячению.

2. Через 1 час наблюдают за выходом веществ клеточного сока по

интенсивности окраски содержимого пробирок.

3. Делают вывод о влиянии на полупроницаемость цитоплазмы

кипячения и различных ядовитых веществ.

Ход работы. Вырезать из очищенного корнеплода красной

свеклы четыре одинаковых брусочка длиной около 2 см и шириной 1

см (корнеплод должен быть свежим, т. е. иметь хороший тургор, так

как с повядшим материалом опыт не дает четких результатов).

Положить брусочки в фарфоровую чашку и многократно промыть

водопроводной водой до тех пор, пока не прекратится выделение

окрашенного сока из перерезанных клеток. Поместить брусочки в 5

пробирки и налить в две пробирки воду (до 1/2 объема), в третью – воду

и 5 капель хлороформа, в четвертую – 30 % - ную уксусную кислоту, в

пятую 50 % этанол. Одну из пробирок с водой прокипятить в течение

1–2 мин, слить жидкость и залить брусочек холодной водой.

Наблюдать в течение 1–2 ч за изменением окраски жидкости в

пробирках, время от времени взбалтывая их содержимое. Результаты

записать в форме таблицы. Таблица 5

Влияние клеточных ядов и высокой температуры на проницаемость

цитоплазмы растительных клеток для веществ клеточного сока

Вариант опыта Скорость окрашивания жидкости

Вода комнатной температуры

Кипячение

Вода + хлороформ

30 %– ная уксусная кислота

50 %– ный этанол

Ответить на следующие вопросы:

1) Пропускает ли живая цитоплазма вещества клеточного сока? 2) Как

влияют на проницаемость цитоплазмы кипячение и ядовитые вещества? 3) Чем

объясняется различная скорость окрашивания жидкости в разных вариантах

опыта?

25

Работа 4. Влияние ионов К+ и Са2+ на проницаемость

цитоплазмы

Цель занятия: Убедиться в различном влиянии на

проницаемость цитоплазмы растительных клеток ионов калия и

кальция.

Проникновение веществ в клетку зависит не только от свойств

мембран, но и от взаимодействия с молекулярными компонентами

цитоплазмы

Задача этой работы, являющейся продолжением предыдущей,

показать, что минеральные ионы оказывают влияние на проницаемость

цитоплазмы. Ионы, повышающие степень гидратации коллоидов,

увеличивают проницаемость, тогда как ионы, проявляющие

коагулирующее действие, вызывают дегидратацию белков,

уменьшение пор мембран и понижение скорости проникновения

веществ в клетку.

Материалы и оборудование: 1) луковица обыкновенного лука; 2) побеги

элодеи; 3) 0,02 % – ный раствор нейтрального красного в капельнице; 4) 1 М

раствор KNO3 в капельнице; 5) 0,7 М раствор Ca(NO3)2 в капельнице; 6) 1 М раствор

сахарозы в капельнице; 7) лезвие бритвы; 8) препаровальная игла; 9) микроскоп;

10) предметные и покровные стекла; 11) фарфоровые чашечки (2 шт.); 12)

карандаш по стеклу; 13) кусочки фильтровальной бумаги.

Практические задания: 1. Препараты эпидермиса репчатого лука помещают в раствор

нейтрального красного с добавлением 1м р– ра KNO3 и 0,7 р-ра Ca

(NO3)2.

2. Наблюдают за скоростью проникновения нейтрального

красного в вакуоли клеток (по интенсивности окраски).

3. Делают вывод о влиянии ионов на проницаемость цитоплазмы.

Ход работы. Налить, раствор нейтрального красного в две

фарфоровые чашки, добавив в одну из них 1/10 объема 1 М раствора

KNО3, а в другую – 1/10 объема 0,7 М Са(NО3)2 (18 капель раствора

краски и 2 капли раствора соответствующей соли). Сделать на чашках

надписи карандашом по стеклу.

Поместить в растворы по три среза эпидермиса лука или по три

листочка элодеи. Через 5 мин вынуть по одному срезу (или листочку),

обсушить фильтровальной бумагой, поместить на предметное стекло в

каплю 1 М раствора сахарозы и накрыть покровным стеклом. То же

самое сделать с объектами, пролежавшими в растворе краски в течение

26

10 и 15 мин. Рассмотреть плазмолизированные клетки в микроскоп и

сравнить скорость проникновения нейтрального красного в вакуоли (по

интенсивности окраски).

Сделать вывод о влиянии ионов на проницаемость цитоплазмы. Вопросы:

1) Состояние каких субклеточных структур влияет на проникновение

веществ в клетку? 2) Как влияют на поступление веществ в клетку катионы К+ и

Са2+? Почему?

Работа 5. Определение вязкости цитоплазмы по времени

плазмолиза

Цель занятия: 1. Ознакомиться с одним из методов определения

вязкости цитоплазмы; 2. Сравнить вязкость цитоплазмы молодых и

старых клеток растений.

Промежуток времени от момента погружения клеток в

гипертонический раствор до появления выпуклого плазмолиза

называют временем плазмолиза. Это время зависит от вязкости

цитоплазмы: чем меньше вязкость, тем легче цитоплазма отстает от

клеточной стенки и тем быстрее вогнутый плазмолиз переходит в

выпуклый. Вязкость цитоплазмы зависит от степени дисперсности и

гидратации коллоидов, от содержания в клетке воды и ряда других

факторов. Цитоплазма растущих клеток и клеток, закончивших рост,

имеет разную вязкость.

Для опыта используют молодые листочки элодеи, в которых

можно различить четыре зоны: в основании расположена слабо

окрашенная зона деления клеток, выше находится зона растяжения,

еще выше – зона дифференцировки и, наконец, верхушка листа,

которая состоит из клеток, закончивших свой рост и имеющих

интенсивно зеленую окраску.

Материалы и оборудование: 1) веточки элодеи; 2) луковица синего лука

или листья традесканции; 3) 0,8 М раствор сахарозы в капельнице; 4) лезвие

бритвы; 5) препаровальная игла; 6) пинцет; 7) микроскоп; 8) предметные и

покровные стекла.

Практические задания: 1. Поместить листья элодеи или синего лука (эпидермиса

традесканции или синего репчатого лука) в гипертонический раствор

сахарозы.

2. Наблюдать время начала плазмолиза.

27

3. Сделать вывод о зависимости вязкости цитоплазмы от возраста

клеток.

Ход работы. Взять 2 – 3 молодых листочка из верхушечной части

побега элодеи (листья должны иметь зеленый кончик и бледно–

зеленое основание), погрузить в каплю 0,8 М раствора сахарозы на

предметном стекле и закрыть покровным стеклом. Для сравнения в

другую каплю раствора сахарозы поместить срез эпидермиса синего

лука или традесканции. Отметить время погружения исследуемых

объектов в раствор. Рассматривая препараты в микроскоп через каждые

5 мин, определить время плазмолиза, причем у листа элодеи следует

наблюдать за клетками различных зон.

Записать результаты и сделать вывод о зависимости вязкости

цитоплазмы от возраста клетки. Вопросы:

1) Какие физико – химические свойства цитоплазмы определяют её

вязкость? 2) Как связана вязкость цитоплазмы с физиологическим состоянием

растительной клетки?

28

ВОДНЫЙ ОБМЕН РАСТЕНИЙ

Работа 6. Определение сосущей силы клеток по изменению

концентрации растворов

Цель занятия: 1. Ознакомиться с понятием “сосущая сила

растительных клеток”; 2. Сравнить сосущую силу клеток мезофилла

листа различных комнатных растений.

Сила, с которой клетка способна сосать воду, называется сосущей

силой клетки. В отличие от любого раствора, сосущая сила которого

численно равна его осмотическому давлению, сосущая сила

растительной клетки, целлюлозная стенка которой препятствует

поступлению воды, равна разности между осмотическим давлением

клеточного сока (Р) и тургорным давлением (Т): Sклетки = Р – Т.

При погружении клетки в какой-либо раствор водообмен между

ними определяется соотношением их сосущих сил: вода передвигается

в ту сторону, где больше сосущая сила.

Для определения сосущей силы клеток куски исследуемой ткани

погружают в ряд растворов известной концентрации и подбирают

такой раствор, сосущая сила которого равна сосущей силе клеток. В

отличие от плазмолитического метода определения осмотического

давления клеточного сока, где критерием служит начало плазмолиза,

при определении сосущей силы клеток критерием является

неизменность содержания воды в клетках. Наиболее точные методы

определения сосущей силы клеток основаны на измерении

концентрации окружающих клетки растворов.

Если погрузить растительную ткань в раствор, сосущая сила

которого больше сосущей силы клеток, то раствор будет отсасывать

воду из клеток, вследствие чего его концентрация уменьшится.

Наоборот, если сосущая сила клеток больше сосущей силы раствора, то

клетки всасывают воду из раствора, который становится при этом более

концентрированным. При равенстве сосущих сил клеток и раствора не

происходит ни всасывания, ни отнятия воды, в результате чего

концентрация раствора остается без изменения.

Изменение концентрации можно установить путем определения

показателя преломления (рефрактометрический метод) или плотности

растворов (метод струек). В данной работе рекомендуется учитывать

изменение плотности растворов.

29

Материалы и оборудование: 1) свежие листья каких– либо растений; 2) 1

М раствор сахарозы; 3) дистиллированная вода; 4) пробочное сверло диаметром 7–

8 мм; 5) препаровальная игла; 6) термометр; 7) бюретки с воронками (2 шт.); 8)

двухрядный штатив с пробирками: в нижнем ряду – обычные пробирки с пробками

(7 шт.), в верхнем – маленькие пробирки объемом 3–4 мл с пробками (7 шт.); 9)

большая корковая пробка; 10) стеклянная палочка; 11) пипетки с оттянутым в

капилляр концом, с выходным отверстием не более 1 мм (7 шт.); 12) карандаш по

стеклу; 13) кусочки фильтровальной бумаги.

Практические задания:

1. Высечки из листовой ткани помещают в растворы сахарозы

возрастающей концентрации и устанавливают, в каком из растворов

вода не поступает в клетки ткани и не выходит из них.

2. По концентрации этого раствора определяют сосущую силу

клеток.

3. Делают вывод о различиях сосущей силы клеток листа у

исследуемых растений.

Ход работы. Тщательно вымыть пробирки (7 обычных и 7

маленьких), сполоснуть их дистиллированной водой, высушить в

сушильном шкафу и снабдить надписями карандашом по стеклу.

Смешивая соответствующие количества молярного раствора сахарозы

и дистиллированной воды, приготовить по 10 мл растворов следующих

концентраций (моль/л): 0,7; 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2; 0,1. Для

приготовления растворов использовать большие пробирки. После

тщательного перемешивания отлить в маленькие пробирки по 1 мл

приготовленных растворов и закрыть пробирки пробками.

Вырезать при помощи острого пробочного сверла диски из

листьев недалеко от средней жилки, не захватывая по возможности

крупных жилок (для этого повернуть листья нижней стороной вверх и

подложить под листья пробку). Разложить по три диска в маленькие

пробирки, закрыть их пробками. Выдержать диски в растворах 30–40

мин, время от времени встряхивая пробирки и следя за тем, чтобы

диски были все время погружены в растворы.

По истечении указанного времени вынуть пробы из растворов

препаровальной иглой и закрыть пробирки пробками. Определить

изменение концентрации растворов после пребывания в них дисков из

листьев.

Метод струек (по В. С. Шардакову). Данный метод основан на

изменении плотности растворов после пребывания в них изучаемых

объектов.

Раствор, в котором находились кусочки исследуемых листьев

предварительно подкрашивают метиленовой синью и вносят

30

пастеровской пипеткой в пробирку с раствором исходной

концентрации. Пипетку вводят до середины столбика жидкости в

большой пробирке и осторожно выдувают струйку. Если струйка

пойдет вниз, это будет свидетельствовать об увеличении концентрации

раствора. Движение струйки вверх указывает, что концентрация

раствора уменьшилась. Если струйка останется на месте, то плотность

раствора не изменилась и, следовательно, сосущая сила клеток равна

сосущей силе этого раствора. Результаты вносят в таблицу.

Таблица 6

Определение изотонической концентрации раствора по направлению

движения струек окрашенной жидкости

1 Уравнение Вант – Гоффа (Р = RTC) вполне справедливо только для слабых

растворов (до 0,1 М). В таблице приведены более точные, эмпирически полученные

величины.

Сделать выводы о причинах изменения концентрации растворов

и записать значения сосущей силы клеток перед их погружением в

растворы. Вопросы:

1) Что такое “сосущая сила” растительных клеток? 2) Как изменяется

сосущая сила растительной клетки при изменении её тургоресцентности? 3)

Состояние каких субклеточных компартментов влияет на сосущую силу клетку?

Тема: Определение транспирации листьев растений,

наблюдение за состоянием и движением устьиц под микроскопом

Цель занятия: 1. Ознакомиться с весовым методом определения

интенсивности транспирации; 2. Изучить влияние осмотически

активных веществ на степень открытости устьиц.

Молярность

раствора сахарозы

Осмотическое

давление при 20

°С, МПа1

Направление

движения струек

Соотношение между

S раствора и S клеток

0,1 0,263

0,2 0,537

0,3 0,821

0,4 1,125

0,5 1,449

0,6 1,803

0,7 2,178

31

Работа 7.Определение транспирации листьев растений

Транспирация – процесс испарения воды надземными частями

растений. Интенсивность транспирации – это количество воды,

испаренной в единицу времени единицей листовой поверхности.

Отношение интенсивности транспирации к интенсивности эвапорации

(испарения со свободной водной поверхности) при тех же условиях

называется относительной транспирацией; этот показатель характе-

ризует способность растений регулировать транспирацию и

выражается в виде десятичной дроби.

Наиболее простой и достаточно точный метод учета

транспирации – метод быстрого взвешивания, предложенный Л. А.

Ивановым: побег или отдельный лист срезают и дважды взвешивают с

интервалом не более 5 мин, так как при более длительной экспозиции

может начаться завядания листьев, снижающее транспирацию.

Установленное этим методом уменьшение массы листьев

соответствует количеству испаренной воды (увеличением массы в

процессе фотосинтеза можно пренебречь, поскольку интенсивность

фотосинтеза во много раз меньше интенсивности транспирации).

Материалы и оборудование: 1) комнатные растения (пеларгония, примула

и др.); 2) торсионные весы; 3) технические весы с разновесом; 4) ножницы; 5)

скальпель; 6) крышка чашки Петри; 7) нитки; 8) миллиметровая бумага; 9)

фильтровальная бумага.

Практические задания: 1. Определить интенсивность транспирации по уменьшению

массы срезанных листьев с помощью торсионных весов;

2. Сделать выводы.

Ход работы. Установить торсионные весы в вертикальное

положение (по уровню) и проверить их нулевую точку, после чего

закрыть арретир и снять с крючка корзиночку. Срезать лист с

небольшим отрезком черешка, немедленно подвесить его к крючку

весов при помощи нитки с петлей на конце (привязав другой конец за

черешок), быстро взвесить и записать время уравновешивания весов.

Через 3 мин сделать второе взвешивание, также отметив время. Если

испарение идет слабо, можно увеличить экспозицию до 5 мин. Закрыть

арретир и снять лист с крючка.

Для определения поверхности листа взвесить на торсионных

весах квадрат миллиметровой бумаги площади (1 см2), и бумажный

шаблон, точно соответствующий площади листа. Площадь листа

32

вычислить по пропорции a/b = с/s, где а – масса квадрата, b – масса

бумажной фигуры, с – площадь квадрата, s – площадь листа.

Одновременно определить при тех же условиях интенсивность

эвапорации (свободного испарения). Для этого взвесить чашку,

наполненную почти до краев водой комнатной температуры (наружная

поверхность чашки должна быть совершенно сухой), и через любое

время, например, через 30 мин, сделать второе взвешивание.

Определить испаряющую поверхность, измерив внутренний диаметр

чашки. Результаты записать в таблицу, указав вид исследованного

растения.

Интенсивность транспирации IТ (г/м2 • ч) вычислить по формуле

IT = п•10 000• 60/ (S•t),

где n – количество испарившейся воды, г; S – площадь, см2; t –

экспозиция, мин; 10000 – коэффициент перевода см2 в м2; 60 –

коэффициент перевода минут в часы.

Вычислить интенсивность эвапорации (IE) по той же формуле.

Найти относительную транспирацию IT/IE.

На основании величины относительной транспирации (IT/IE

меньше 0,5 считается низкой) сделать вывод о регуляции листом

процесса транспирации.

Таблица 7

Определение интенсивности транспирации весовым методом

Объект Время

взвешивания

Экспозиция,

мин

Масса, г Испарено

воды, г

Площадь,

см2

1– го 2– го 1– я 2– я

Лист

Сосуд с водой

Вопросы:

1) Что такое транспирация? 2) Какие факторы среды влияют на

интенсивность транспирации? 3) В каких единицах измеряется интенсивность

транспирации? 4) Как соотносятся испарение с определенной поверхности листа и

открытой водной поверхности такой же площади? 5) Каким образом процесс

транспирации связан с водным потенциалом растения?

33

Работа 8. Наблюдение за устьичными движениями под

микроскопом

Газообмен между межклетниками листа и наружной атмосферой

регулируется устьицами. Каждое устьице состоит из двух замыкающих

клеток, у которых стенки, примыкающие к устьичной щели, сильно

утолщены, тогда как наружные части оболочки остаются тонкими.

Неодинаковая толщина наружных и внутренних стенок замыкающих

клеток приводит к тому, что при изменении тургора замыкающие

клетки способны искривляться или распрямляться, открывая или

закрывая при этом устьичную щель.

Материалы и оборудование: 1) свежие листья пеларгонии, амариллиса,

бегонии или традесканции; 2) 1 М раствор сахарозы в капельнице; 3) 5 %– ный

раствор глицерина в капельнице; 4) лезвие бритвы; 5) препаровальная игла; 6)

микроскоп; 7) предметные и покровные стекла; 8) стакан с водой; 9) стеклянная

палочка; 10) кусочки фильтровальной бумаги.

Практические задания:

1. Наблюдать за степенью открытости устьиц при помещении

препаратов нижнего эпидермиса листа в раствор глицерина и сахарозы.

2. Сделать выводы о механизме регуляции степени открытости

устьиц путем изменении осмотической концентрации клеточного сока

замыкающих клеток.

Ход работы.

О п ы т 1. Срез нижнего эпидермиса листа какого-либо растения

рассмотреть в капле воды при большом увеличении микроскопа.

Зарисовать одно устьице, отметив утолщения клеточных стенок

замыкающих клеток. Нанести рядом с покровным стеклом 2–3 капли 1

М раствора сахарозы, приложив с другой стороны кусочек

фильтровальной бумаги, и сразу приступить к наблюдению за

изменением ширины устьичных щелей. Зарисовать устьице в закрытом

состоянии. Снова заменить раствор водой и наблюдать постепенное

открывание устьиц.

О п ы т 2. Приготовить срез эпидермиса листа какого– либо

растения, поместить в каплю 5 %-ного раствора глицерина на

предметное стекло, накрыть покровным стеклом и сразу начать

наблюдения плазмолиза под микроскопом как в замыкающих клетках,

так и в остальных клетках эпидермиса. Устьичные щели при этом

закрываются.

34

Через некоторое время, вследствие того, что глицерин начинает

проникать через цитоплазму в клеточный сок, наступает деплазмолиз и

устьица открываются.

Заменить глицерин водой, для чего нанести рядом с покровным

стеклом каплю воды, а с другой стороны оттянуть глицерин

фильтровальной бумагой. При этом устьица откроются еще шире, чем

это было в начале опыта, так как вследствие проникновения глицерина

в клеточный сок осмотическое давление в замыкающих клетках

повысилось.

Записать результаты наблюдений и объяснить причины

устьичных движений. Вопросы:

1) Каков механизм регуляции степени открытости устьиц листьев растений?

2) Как изменяется степень открытости устьиц в течение суток? Какие факторы

оказывают влияние на степень открытости устьиц?

35

ФОТОСИНТЕЗ

Работа 9. Пигментный состав зеленого листа. Физические и

химические свойства пигментов

Цель занятия: Овладеть методиками извлечения пигментной

вытяжки и хроматографического разделения растительных пигментов.

Тема 1. Физические и химические свойства пигментов

Фотосинтез – процесс образования органических веществ из

диоксида углерода и воды с использованием световой энергии:

6СО2 + 6Н2О + световая энергия → C6H12O6 + 6O2

Фотосинтез происходит в хлоропластах, которые окружены

двумя белково-липоидными мембранами. Хлоропласт включает

систему ламеллярных двойных мембран – тилакоидов, образованных

внутренней мембраной. В тилакоидах осуществляется световая фаза

фотосинтеза, т. е. преобразование энергии световых лучей в

химическую энергию молекул АТФ и НАДФ•Н2, а биохимические

реакции восстановления СО2 и синтеза углеводов происходят в

межтилакоидном пространстве.

В мембранах тилакоидов содержатся следующие пигменты:

хлорофилл a C55H72O5N4Mg – зеленый с синеватым оттенком;

хлорофилл b C55H70O6 N4Mg – зеленый с желтоватым оттенком;

каротин С40Н56 – желто– оранжевый; лютеин С40Н56О2 и виолаксантин

С40Н56О4 – золотисто– желтые. Все эти пигменты нерастворимы в воде,

но растворяются в органических растворителях (спирте, ацетоне и др.).

По химической природе хлорофилл a (рис. 2) представляет собой

сложный эфир дикарбоновой кислоты хлорофиллина и двух спиртов –

метанола СН3ОН и фитола С20Н39ОН. Хлорофиллин содержит

порфириновое ядро, состоящее из четырех пиррольных колец,

соединенных друг с другом метиновыми мостиками = СН -. В центре

порфиринового ядра расположен атом магния, соединенный с атомами

азота пиррольных колец. Кроме того, в ядре молекулы хлорофилла

имеется пятое кольцо – циклопентановое, содержащее карбонильную

группу. Хлорофилл b отличается от хлорофилла а лишь тем, что у

второго пиррольного кольца вместо метальной группы имеется

альдегидная.

36

Рис. 2. Структура хлорофилла а.

Благодаря атому азота порфириновое ядро имеет гидрофильный

характер и связано с белковыми молекулами мембран. В то же время

длинный гидрофобный углеводородный “хвост”, образованный

остатком фитола, обращен в сторону липидных слоев тилакоидов и

обусловливает хорошую растворимость хлорофилла в неполярных

растворителях (бензин, петролейный эфир). Однако для полного

извлечения хлорофилла из листьев используют не эти безводные

растворители, а спирт или ацетон, содержащие небольшое количество

воды, необходимой для гидролиза хлорофилл–белкового комплекса.

Наряду с хлорофиллами а и b в хлоропластах содержатся

каротиноиды – группа желтых пигментов, являющихся по химической

природе тетратерпеноидами (8 остатков изопрена С5Н8). Каротины (в

основном – каротин) – непредельные углеводороды, содержащие два

симметрично расположенных иононовых кольца, соединенных

длинной углеродной цепью (рис. 3). Среди ксантофиллов, являющихся

кислородсодержащими производными каротина, преобладает лютеин,

имеющий в каждом иононовом кольце спиртовую группу.

Задача данной работы – получение спиртовой вытяжки из

зеленых листьев и ознакомление с некоторыми свойствами пигментов.

Рис. 3. Структура – каротина.

Материалы и оборудование: 1) свежие или сушеные листья растений

(крапива, примула, аспидистра, плющ); 2) этиловый спирт; 3) бензин; 4) 20 %– ный

раствор КОН в капельнице; 5) 10 %– ная НС1 в капельнице; 6) СаСО3; 7)

уксуснокислый цинк; 8) кварцевый песок или толченое стекло; 9) ступка с

пестиком (сухие); 10) воронка; 11) стеклянная палочка; 12) штатив с пробирками

(5 шт.); 13) стакан с водой; 14) пипетка; 15) ножницы; 16) скальпель; 17) спиртовка;

37

18) держалка для пробирок; 19) вазелин; 20) бумажный фильтр; 21) спички; 22)

цветные карандаши.

Практические задания: 1. Получить спиртовую вытяжку из гомогената тканей зеленых

листьев.

2. С помощью спектроскопа определить спектральные участки, на

которые приходятся максимумы поглощения зеленых и желтых

пигментов.

3. Наблюдать явление флуоресценции концентрированной

вытяжки, дать его определение.

4. Изучить некоторые химические свойства пигментов и метод

разделения пигментной вытяжки по Краусу.

5. Методом бумажной хроматографии разделить пигментную

вытяжку на составляющие хлорофиллы и каротиноиды.

6. Сделать вывод о пигментном составе вытяжки.

Ход работы. Свежие или сушеные листья измельчить

ножницами, отбросив крупные жилки и черешки, поместить в ступку,

добавить на кончике ножа СаСО3 (для нейтрализации кислот

клеточного сока) и немного чистого кварцевого песка или толченого

стекла. Тщательно растереть, приливая понемногу этиловый спирт,

смазать носик ступки с наружной стороны вазелином и слить

полученный темно-зеленый раствор по палочке в воронку с фильтром.

Налить полученную вытяжку по 2–3 мл в четыре пробирки и

провести следующие опыты.

а) Разделение пигментов по Краусу. Добавить к спиртовой

вытяжке пигментов несколько больший объем бензина и 2–3 капли

воды (чтобы спирт не смешивался с бензином). Закрыть пробирку

большим пальцем, несколько раз сильно встряхнуть и дать отстояться.

Если разделение пигментов будет недостаточно четким (оба слоя

окрашены в зеленый цвет), то необходимо прилить еще бензина и

продолжать взбалтывание. Помутнение нижнего слоя (от избытка

воды) можно устранить, добавляя немного спирта. Отметить окраску

нижнего спиртового слоя и верхнего бензинового (сделать рисунок).

Сделать выводы о различной растворимости пигментов в спирте

и бензине. При этом нужно учесть, что ксантофилл, будучи

двухосновным спиртом, почти нерастворим в бензине. В отношении

каротина правильный вывод можно будет сделать, сопоставив

результаты данного опыта и следующего.

б) Омыление хлорофилла щелочью . К 2–3 мл спиртовой

вытяжки пигментов добавить 4—5 капель 20 %–ного раствора щелочи

и взболтать. Прилить в пробирку равный объем бензина, сильно

38

встряхнуть и дать отстояться. Отметить окраску спиртового и

бензинового слоев (зарисовать).

В выводах записать реакцию омыления хлорофилла, в результате

которой происходит отщепление спиртов – метилового и фитола, а

двухосновная кислота хлорофиллин дает соль:

Соли хлорофиллинов имеют зеленую окраску, но отличаются от

хлорофилла нерастворимостью в бензине.

Указать, какие вещества растворены в спирте и какие в бензине,

имея в виду, что желтые пигменты со щелочью не реагируют.

в) Получение феофитина и восстановление

металлорганической связи . Взять две пробирки со спиртовой

вытяжкой пигментов и добавить в них по 2–3 капли 10 ной соляной

кислоты. Получается буровато-оливковое вещество – феофитин –

продукт замещения магния в молекуле хлорофилла двумя атомами

водорода:

В одну из пробирок с феофитином внести на кончике ножа

немного уксуснокислого цинка и довести раствор до кипения. Если

окраска не изменится, добавить еще уксуснокислого цинка и

продолжать нагревание. Отметить изменение окраски благодаря

восстановлению металлорганической связи (атом цинка становится на

то место, где раньше был магний). Написать уравнение реакции.

Тема 2. Разделение пигментов методом бумажной

хроматографии по Закржевскому Целью настоящей работы является освоение метода разделения

смеси пигментов зеленого листа с помощью восходящей бумажной

хроматографии.

Хроматографический метод разделения пигментов, впервые

предложенный русским ученым М.С. Цветом, заключается в том, что

раствор, содержащий смесь пигментов, пропускается через слой

адсорбента. Различные пигменты, обладая неодинаковой

39

растворимостью в данном растворителе и разной адсорбируемостью,

передвигается по мере движения растворителя с различной скоростью

и располагается на адсорбенте в разных местах. Чем больше

растворимость пигмента в растворителе и чем хуже он адсорбируется

данным адсорбентом, тем быстрее он будет передвигаться и тем

дальше будет располагаться зона этого пигмента.

Материалы и оборудование: ступки, мел, хроматографическая бумага

13х18, микропипетки на 100 – 200 мкл, листья растений, хроматографическая

камера, разгоночная смесь (бензол, петролейный эфир 2:1), скрепки, бумажные

фильтры, воронки, пробирки, штативы, стекла для камер, линейка.

Ход работы: нарезать 1 – 2 г листьев ножницами в ступку без

средней жилки, добавить на кончике ножа мел (СаСО3) и песок.

Растереть до гомогенной массы с добавлением небольшого количества

спирта или ацетона, гомогенат залить 10 – 15 мл спирта или ацетона,

пестиком размешать и отфильтровать через бумажный фильтр. На

хроматографической бумаге очертить карандашом стартовую линию

на расстоянии 4 см от нижнего края листа с полями по 1 см с обеих

сторон. Нанести с помощью микропипетки 0,5 – 1 мл экстракта

пигментов на стартовую линию путем многократного повторения.

Ширина полоски нанесенного экстракта не должна превышать 0,7 см.

Бумагу свернуть трубочкой и закрепить скрепками и поставить

хроматографическую камеру на дне которой налита разгоночная смесь,

состоящая из толуола (можно бензол) петролейного эфира 2:1. Закрыть

хроматографическую камеру стеклом и обвернуть черной тканью.

Время разгонки 40 – 60 мин. Фронт растворителя не должен доходить

до верхнего края листа на 1 см. Пигменты распределяются следующим

образом сверху вниз: каротин, лютеин, виолоксантин, хлорофилл “а”,

хлорофилл “б” (рис. 4).

Хроматограмму вынуть немедленно отметить линию фронта

растворителя, высушить, полосы обвести простым карандашом,

измерить расстояние от стартовой линии до фронта растворителя, а

также расстояние, пройденное каждым пигментом от стартовой линии

до середины полосы. Вычислить Rf для каждого пигмента, зная, что Rf

это отношение расстояния, пройденного данным веществом к фронту

растворителя в см. Занести полученные результаты в таблицу 7 и

сделать выводы.

40

Рис. 4. Вид хроматограммы с разделенными пигментами.

Таблица 8

Электрофоретическая подвижность пигментов листьев высших

растений

Расположение полос

пигментов на

хроматограмме сверху

вниз

Расстояние, пройденное в см

L R f

l

в относительных

единицах

фронтом

растворителя (L)

пигментом

(l)

Каротин

Лютеин

Виолаксантин

Хлорофилл а

Хлорофилл б

Вопросы:

1) Какие пигменты входят в состав пигментной вытяжки из листьев высших

растений? 2) К какой группе химических соединений относятся хлорофиллы и

какие реакции это доказывают? 3) Какова функция хлорофиллов в световой фазе

фотосинтеза? 4) Какой участок молекулы хлорофилла обеспечивает “запуск”

световых реакций? 5) Какова роль “фитольного хвоста”? 6) Какими физическими

свойствами обладает спиртовая вытяжка хлорофилла? 7) Какова химическая

природа и физиологическая роль каротиноидов?

Работа 10. Изучение фотосенсибилизирующих свойств

хлорофилла по Гуревичу

Цель занятия: Убедиться экспериментальным путем в том, что

возбужденная светом молекула хлорофилла может участвовать в

окислительно – восстановительных реакциях

41

Материалы и оборудование: метиловый красный (насыщ. р– р)

в этиловом спирте, раствор хлорофилла (спиртовая вытяжка из

листьев), аскорбиновая кислота (кристаллическая), пипетки на 10 мл,

пипетки на 1 мл, пробирки, штатив, лампы на 300 В, стеклянный сосуд

с плоскопараллельными стенками, мел, песок, фильтры.

Практические задания:

1. Моделируется редокс – система, состоящая из пигментной

вытяжки (освещаемой или находящейся в темноте), в которую

добавляется краситель (метиловый красный), аскорбиновая кислота.

2. При наличие всех необходимых условий (свет, краситель,

аскорбиновая кислота, зеленые пигменты) происходит обесцвечивание

красителя (окислительно - восстановительная реакция) и

восстановление зеленой окраски вытяжки;

3. Закладывается опыт для последующего проведения пробы

Сакса: на листья комнатного растения, выдержанного в темноте,

одевают экран из черной бумаги, с вырезанными в нем фигурным

окошечком, расположенным симметрично с верхней и нижней

поверхностью листа.

Ход работы: Берут 4 пробирки: в первые три приливают по 5 мл

спиртовой вытяжки хлорофилла,4-ю – 5 мл этилового спирта. В 1,2 и 4

пробирки вносят по 50 мг кристаллической аскорбиновой кислоты и

несколько раз хорошо встряхивают раствор (табл.8).

Во все пробирки с хлорофиллом прибавляют по каплям

отфильтрованный спиртовой раствор метилового красного до тех пор,

пока зеленая окраска перейдет в красно - бурую. В 4 – й пробирке

окраску раствора доводят с помощью индикатора до ярко - розового

цвета. 2 – ю пробирку закрывают чехлом из черной бумаги, а затем все

пробирки ставят в штатив и освещают электрической лампой (300 В),

расположив её на расстоянии примерно 15 см от штатива. Для

поглощения тепловых лучей между пробирками и источником

освещения помещают заполненный водой сосуд с

42

плоскопараллельными стенками. Ещё лучше поместить штатив с

пробирками на яркий солнечный свет.

Таблица 9

Определение фотосенсибилизирующего действия хлорофилла

Вар

иан

т

Состав смеси в пробирках

хлороф

илл,

мл

эти

л.

спи

рт,

мл

кри

стал

аскорб

и

н.

ки

слота

,

мг

нас

ыщ

е

нн

ый

спи

рто

в

ой

р–

р

мет

илен

ового

усл

ови

я

оп

ыта

рез

ульта

ты

1. 5 - 50

Добавляется до

появления

красно - бурой

окраски

(5 капель)

свет

2. 5 – 50 5 капель темнота

3.

a. 3

5 – – 5 капель свет

4. - 5 50 5 капель свет

После 10 – 15 минут освещения в 1 - ой пробирке вследствие

восстановления метиловый красный обесцвечивается и раствор вновь

приобретает зеленую окраску. В опытных пробирках окраска раствора

не меняется, т.к. в отсутствие света аскорбиновой кислоты или

хлорофилла метиловый красный не восстанавливается в

лейкосоединение. С помощью описанной реакции можно показать так

же зависимость фотосенсибилизирующего действия хлорофилла от

интенсивности света и его спектрального состава.

Вопросы:

1) В чем заключается фотосенсибилизирующие свойства хлорофилла? 2)

Как реагирует молекула хлорофилла на действие кванта света? 3) Что такое

фотовозбужденное состояние хлорофилла? 4) Какой простой опыт доказывает, что

для образования ассимилятов в процессе фотосинтеза необходим диоксид

углерода?

43

Работа 11. Обнаружение фотосинтеза методом крахмальной

пробы (проба Сакса)

Цель занятия: Заложить опыт для проведения пробы Сакса.

Наиболее простой метод обнаружения фотосинтеза –

крахмальная проба. Она состоит в том, что лист, выдержанный на

свету, обесцвечивают спиртом, а затем обрабатывают раствором йода,

окрашивающего образовавшийся в хлоропластах крахмал в темно–

синий цвет. Опыт рекомендуется проводить со срезанными и

поставленными в воду листьями, у которых крахмал накапливается

быстрее, так как отток отсутствует.

Для наблюдения за процессом образования первичного крахмала

необходимо, чтобы в начале опыта листья не содержали этого

вещества. Обескрахмаливания листьев можно достичь, выдерживая их

в течение нескольких дней в темноте; за это время весь имевшийся в

листьях крахмал превратится в сахара, которые будут частично

отведены в стебель, а частично израсходованы на дыхание клеток

листа.

Материалы и оборудование: 1) пеларгония (желательно пестролистная),

выдержанная в течение 2–3 суток в темноте; 2) спирт; 3) раствор I в KI

(концентрированный раствор, разбавленный в 3 раза водой); 4) 30 %– ный раствор

щелочи; 5) лампа электрическая на 200 – 300 Вт; 6) ножницы; 7) пинцет; 8) штатив

с 2 пробирками; 9) спиртовка; 10) коническая колбочка; 11) фарфоровая чашка; 12)

водяная баня; 13) 2 пробковых кружка диаметром 1,0 – 1,5 см с булавкой; 14)

электроплитка; 15) колпак стеклянный, установленный на куске стекла; 16)

ланолин или вазелин; 17) маленькие стаканчики (2 шт.); 18) воронка; 19) держалка

для пробирок; 20) бритва; 21) спички; 22) цветные карандаши; 23) картон; 24)

канцелярские скрепки.

Ход работы. Обильно полить растение и выдержать его в течение

2–3 дней в темноте (или закрыть отдельные листья

светонепроницаемыми чехлами).

Проверить полноту обескрахмаливания листа, для чего отрезать

кусочек листа, поместить в пробирку и кипятить его с водой, чтобы

44

убить клетки. Воду слить, прилить спирт и кипятить на водяной бане

до полного извлечения пигментов. Нагревать следует осторожно, так

как при бурном кипении может произойти выплескивание спирта из

пробирки. Слить спирт, размягчить кусочек листа, наливая на него

небольшое количество воды (после действия спирта ткани становятся

хрупкими), поместить его в фарфоровую чашку и облить раствором

йода. Отсутствие синего окрашивания покажет, что крахмала в листе

нет, если же проба с йодом окажется положительной, то с данным

листом ставить опыта не следует, так как в этом случае будет трудно

наблюдать за образованием нового крахмала.

Срезать лист, обновить бритвой срез под водой и опустить

черешок в пробирку с водой. Затемнить часть листовой пластинки, для

чего наложить на верхнюю и нижнюю поверхности листа пробковые

кружки точно один против другого и закрепить их на листе булавкой.

Можно поставить опыт иначе: покрыть лист с обеих сторон

кусками картона с вырезанной в них фигурой или приложить к листу

контрастный, не очень темный фотонегатив, прикрепив к листу

канцелярскими скрепками.

Другой лист (также проверенный на отсутствие крахмала)

поставить черешком в стаканчик с водой и поместить в атмосферу,

лишенную диоксида углерода, для чего рядом с листом поставить сосуд

с крепким раствором щелочи и закрыть стеклянным колпаком. Для

полной герметичности следует поставить стакан с листом и сосуд со

щелочью на кусок стекла, а края колпака смазать ланолином или

вазелином. Выставить оба листа на яркий солнечный или

электрический свет (при использовании лампы накаливания 200–300

Вт во избежание перегрева лист должен находиться на расстоянии не

менее 30 см от лампы).

Через 2 ч (или более) обработать листья так же, как и кусочки, в

которых проверяли полноту обескрахмаливания: облить кипящей

водой, обесцветить спиртом, размягчить погружением в воду и облить

раствором йода (лист обесцвечивают в колбе, закрытой для

уменьшения испарения спирта воронкой). Для получения более

45

наглядных результатов листья с экранами можно оставить до

следующего занятия (рис. 5).

Рис. 5. Обнаружение фотосинтеза методом крахмальной пробы (проба

Сакса).

Записать результаты, отмечая, в каких частях листа образовался

крахмал (для пестрого листа обратить внимание на белые участки) и

сделать соответствующие рисунки. Обработанный раствором йода

лист можно сохранить, засушив его между кусками бумаги под

прессом.

В выводах указать, какие условия необходимы для процесса

фотосинтеза.

Вопросы:

1) В чем заключается фотосенсибилизирующие свойства хлорофилла? 2)

Как реагирует молекула хлорофилла на действие кванта света? 3) Что такое

фотовозбужденное состояние хлорофилла? 4) Какой простой опыт доказывает, что

для образования ассимилятов в процессе фотосинтеза необходим диоксид

углерода?

Работа 12. Определение интенсивности фотосинтеза методом

ассимиляционной колбы по Л. А. Иванову и Н. Л. Коссовичу.

Анализ пробы Сакса

Цель занятия: 1. Ознакомиться с одним из методов определения

интенсивности фотосинтеза; 2. Сравнить интенсивность фотосинтеза

46

различных комнатных растений; 3. Убедиться, что одним из продуктов

фотосинтеза является крахмал.

Метод основан на определении количества диоксида углерода,

поглощенного листьями при фотосинтезе. Побег или отдельный лист

помещают в повернутую вверх дном стеклянную колбу (рис. 6) и

выставляют на свет на определенное время. Часть содержащегося в

колбе диоксида углерода потребляется в процессе фотосинтеза. Затем

связывают не поглощенную листьями СО2, наливая в колбу некоторый

избыток раствора щелочи, после чего оставшуюся щелочь титруют

соляной или щавелевой кислотой. Проделывают то же самое с

контрольной колбой (без растения) и сопоставляют результаты

титрования.

Рис. 6. Ассимиляционная колба.

Если опытная и контрольная колбы имеют равный объем и если

в обе колбы было налито одинаковое количество раствора Ва(ОН)2, то

количество поглощенного растением диоксида углерода будет прямо

пропорционально разности результатов титрования содержимого этих

колб. Для того чтобы установить, какому количеству СО2

соответствует 1 мл используемой для титрования кислоты, сопоставим

реакции, в которые вступает прилитая в колбу щелочь:

Ва(ОН)2 + СО2 = ВаСО3 + Н2О

Ва(ОН)2 + 2HCI = ВаС13 + 2Н2О

Из приведенных уравнений видно, что 1 молю НС1 соответствует

0,5 моля СО2, т. е. 44 : 2 = 22 г СО2.

47

При концентрации НС1 0,025 н, в 1 мл этого раствора содержится

0,000025 моля НС1, что эквивалентно 22 х 0,000025 = 0,00055 г, или

0,55 мг СО2.

Данный метод дает достаточно точные результаты лишь в том

случае, если все операции по открыванию и закрыванию колб

проводить, не прикасаясь к стеклу руками (в противном случае воздух,

расширяясь при нагревании, будет частично выходить из колб).

Если нужно определить фотосинтез более точно, то ставят опыт в

двух повторностях, и, кроме того, учитывают дыхание, для чего

проделывают такой же опыт, закрывая колбу (для исключения

фотосинтеза) светонепроницаемым чехлом (черным внутри и белым

снаружи).

Материалы и оборудование: 1) комнатные растения или свежесрезанные

побеги, поставленные в банку с водой; 2) 0,025 н. раствор Ba(OH)2; 3) 0,025 н. НС1

с бюреткой; 4) фенолфталеин в капельнице; 5) одинаковые круглодонные колбы

емкостью 1,5–3 л (2 шт.); 6) салфетки или куски бумаги (2 шт.); 7) резиновые

пробки для закрывания колб (3 шт.): две пробки с отверстием, закрытым

стеклянной пробкой, в третью пробку вставлены металлическая или стеклянная

палочка с привязанной к ней маленькой пробиркой и термометр; 8) штатив или

широкогорлые сосуды для установки колб в перевернутом положении; 9) бритва;

10) кристаллизатор; 11) электрическая лампа 200–300 Вт; 12) кипяченая вода; 13)

технические весы; 14) разновес; 15) ножницы; 16) миллиметровая бумага.

Практические задания:

1. Закладывают опыт в ассимиляционных колбах для определения

интенсивности фотосинтеза комнатных растений по количеству

диоксида углерода, поглощенного листьями при фотосинтезе, которую

выражают в г/дм2/час.

2. Обнаруживают наличие крахмала (с помощью йодкрахмальной

пробы) в участке листа, свободном от темного экрана (освещаемом).

3. Убедиться, что в процессе фотосинтеза образуется крахмал.

Опыт может быть поставлен в школе.

Ход работы. Взять две одинаковые колбы и обернуть их горла

кусками бумаги или салфетками. Выдержать колбы в одинаковых

условиях открытыми в течение 20 – 30 мин для заполнения воздухом.

48

Затем одновременно вставить в них пробки с отверстиями, закрытыми

стеклянными пробками, не допуская нагревания колб прикосновением

рук.

Срезать веточку или отдельный лист, обновить бритвой срез под

водой и поставить в заполненную водой пробирку, прикрепленную к

палочке, вставленной в пробку (воду употреблять кипяченую, чтобы не

было пузырьков воздуха). Быстрым, но спокойным движением вынуть

из колбы пробку № 1 и вставить пробку № 2 (с растением). Выставить

колбу на свет и отметить время. Во время опыта необходимо следить

за температурой внутри колбы и в случае перегрева охладить колбу

водой. Особенно важно, чтобы в конце опыта температура была такой

же, как и вначале, иначе воздух может войти в колбу или выйти из нее.

Продолжительность опыта должна быть такой, чтобы листья

успели поглотить не более 25 % содержащегося в колбе СО2, при

хорошем освещении для колбы вместимостью 1 л экспозиция не

должна превышать 5 мин, для более крупных колб – 15 – 20 мин. По

окончании опыта извлечь из колбы растение и быстро закрыть пробкой

№ 1, отметив время. Контрольную колбу также приоткрыть на

несколько секунд. Налить в колбы через отверстие в пробке по 20 мл

0,025 н. раствора Ва(ОН)2 и по 2 – 3 капли фенолфталеина и немедленно

закрыть отверстие стеклянной пробкой.

Таблица 10

Определение интенсивности фотосинтеза по поглощению СО2 у разных

растений

Об

ъек

т

Время

Площ

адь

ли

стьев

, д

м2 Объем

прилитого

Ва(ОН)2,

мл

Расход

НС1, мл

Поправ

ка к

титру

на HCl

Интенсив

ность

фотосинтеза,

мг/дм2•ч

нач

ало

кон

ец

эксп

ози

ци

я,

ми

н

оп

ыт

кон

троль

49

Для увеличения поверхности соприкосновения Ва(ОН)2 с

воздухом осторожно смочить этим раствором стенки колб и в течение

20 мин периодически взбалтывать, после чего провести через отверстие

в пробке титрование 0,025 н. соляной кислотой до исчезновения

розового окрашивания.

Интенсивность фотосинтеза Iф вычислить по формуле

Iф = (А – В) • К • 0, 55 • 60/(S • t),

где А – количество мл НС1, пошедших на титрование барита в

опытной колбе; В – количество мл НС1, пошедших на титрование

барита в контрольной колбе; K – поправка к титру НС1; 0,55 – число мг

СО2, соответствующее 1 мл 0,025 н. НС1; S – площадь листьев, дм2; t –

экспозиция, мин; 60 – коэффициент перевода минут в часы.

Вопросы:

1) Какая разница между величинами “продуктивности фотосинтеза” и

“интенсивности фотосинтеза”. 2) В каких единицах измеряется интенсивность

фотосинтеза? 3) Какие вещества являются первичными продуктами фотосинтеза?

4) Какие соединения, образующиеся в световых реакциях фотосинтеза,

используются при фиксации СО2.

Работа 13. Влияние внешних условий на интенсивность

фотосинтеза элодеи

Цель занятия: Изучить влияние интенсивности, спектрального

состава света и температуры на интенсивность фотосинтеза водного

растения элодеи.

Для определения интенсивности фотосинтеза водных растений

можно использовать метод счета пузырьков кислорода. На свету в

листьях происходит фотосинтез, продуктом которого является

кислород, накапливающийся в межклетниках. При срезании стебля

избыток газа начинает выделяться с поверхности среза в виде

непрерывного тока пузырьков, быстрота образования которых зависит

от интенсивности фотосинтеза. Данный метод не отличается большой

50

точностью, но зато очень прост и дает наглядное представление о

тесной зависимости процесса фотосинтеза от внешних условий.

Материалы и оборудование: 1) растения элодеи; 2) сода двууглекислая; 3)

1 %– ный раствор двухромовокислого калия; 4) 4 %– ный раствор медного

купороса, насыщенный аммиаком; 5) кювета; 6) пинцет длинный; 7) лезвие бритвы;

8) пробирка, вставленная в колбочку или специальный сосуд со стоком, внизу (в

последнем случае сосуд закрепляют в чугунном штативе); 9) лампа настольная; 10)

песочные часы на 1–3 мин; 11) электроплитка; 12) термометр; 13) колбы (3 шт.);

14) линейка; 15) спектроскоп в штативе; 16) пробирки (2 шт.).

Практические задания:

1. Моделируются различные условия освещения (расстояние от

источника света, сине - фиолетовый и красно - оранжевый экраны), а

также температурные условия (холодная и теплая вода).

2. Определяется влияние условий на интенсивность фотосинтеза

элодеи методом счета пузырьков выделяемого кислорода.

3. Делаются выводы.

Ход работы. Поместить веточку элодеи с неповрежденной

верхушечной почкой в кювету с водой и обновить срез острой бритвой

для устранения возможной закупорки путей при выходе газа.

Погрузить веточку срезом вверх в пробирку с водой, предварительно

обогащенной диоксидом углерода путем растворения небольшого

количества соды (перед погружением веточки внести в пробирку на

кончике ножа NaHCO3 и взболтать). Поместив пробирку с веточкой

элодеи в те или иные условия, подождать, пока установится

равномерный ток пузырьков, перевернуть песочные часы и подсчитать

количество пузырьков, выделенных за определенное время. Используя

в качестве источника света проекционный фонарь или настольную

лампу мощностью 100—200 Вт, провести следующие опыты:

а) Влияние освещенности. Налить воду, нагретую до 20°С, в

колбу или в стеклянный цилиндр со стоком внизу (рис. 7) и вставить в

этот сосуд пробирку с веточкой элодеи. Подсчитать количество

пузырьков кислорода при разных расстояниях от источника света.

51

Рис. 7. Установка для учета фотосинтеза методом счета пузырьков.

б) Влияние спектрального состава света. Подсчитать

количество пузырьков при освещении белым светом (пробирка

погружена в сосуд с водой). Затем провести наблюдение при красном

экране, заменяя воду в наружном сосуде раствором К2Сr2О7, который

пропускает красные, оранжевые и желтые лучи и не пропускает сине–

фиолетовые. После этого определить интенсивность фотосинтеза при

синем экране, наливая в наружный сосуд раствор серно – аммиачно -

медной соли, пропускающий голубые, синие и фиолетовые лучи, но

задерживающий длинноволновую часть спектра. Все три наблюдения

провести с жидкостями одинаковой температуры и на одном и том же

расстоянии от источника света. Спектральный состав света,

пропускаемого цветными жидкостями, проверить при помощи

спектроскопа.

Вместо жидких экранов можно использовать стеклянные

светофильтры, пропускающие лучи определенной длины волны.

52

в) Влияние температуры. Налить в наружный сосуд сначала

теплую, а затем холодную воду и провести отсчеты при одинаковом

расстоянии от источника света.

Результаты записать в таблицу (расстояние от источника света, и

температура указаны ориентировочно).

Таблица 11

Выделение кислорода в процессе фотосинтеза

Расстояние от

источника света,

см

Экран Температура, °С Количество

пузырьков О2 за 5

мин

5 Белый 20

10 ” 20

20 ” 20

5 ” 20

5 Красный 20

5 Синий 20

5 Белый 20

5 ” 10

Сделать выводы о влиянии исследованных факторов на

интенсивность фотосинтеза.

Вопросы:

1) Эмерсон и Арнольд в 1932 г. обнаружили, что квантовый выход

фотосинтеза можно увеличить, если вместо непрерывного освещения давать свет

короткими вспышками с более длительными темновыми промежутками. Как это

можно объяснить? 2) Если зеленый лист освещать в отсутствие СО2, то он будет

флуоресцировать. Введение СО2 немедленно вызовет тушение флуоресценции.

Чем это можно объяснить? 3) При каких условиях Rи ВР – карбоксилаза может

действовать также и как Rи ВР – оксигеназа? Каков вероятный результат такой

реакции?

53

ФИЗИОЛОГИЯ МИНЕРАЛЬНОГО ПИТАНИЯ РАСТЕНИЙ

Работа 14. Микрохимический анализ золы. Обнаружение

нитратов в растениях

Цель занятия: Открыть в золе растений некоторые

макроэлементы.

Зола, получаемая при сжигании растений, содержит большое

количество элементов, среди которых различают макроэлементы

(фосфор, сера, калий, кальций, магний) и микроэлементы (железо,

медь, цинк, марганец, молибден, бор и ряд других).

Для изучения химического состава золы можно использовать

микрохимический метод, для которого требуется небольшое

количество золы.

Материалы и оборудование: 1) зола, полученная при сжигании листьев,

или табачный пепел; 2) 10 %– ный раствор соляной кислоты; 3) 1 %– ная H2SO4; 4)

10 %– ный раствор NH3; 5) 1 %– ный раствор Na2HPO4; 6) 1 %– ный раствор

молибдата аммония в 1 %– ной HNO3; 7) 1 %– ный раствор желтой кровяной соли

в капельнице; 8) дистиллированная вода в стакане; 9) пробирки (2 шт.); 10) воронка

маленькая; 11) бумажный фильтр; 12) стеклянные палочки с заостренным концом

(2 шт.); 13) предметные стекла (3 шт.); 14) микроскоп; 15) кусочки фильтровальной

бумаги.

Практические задания:

1. Микрохимическим методом с помощью качественных реакций

обнаружить в золе растений Ca, Mg, P, Fe;

2. Используя 1 % раствор дифениламина обнаружить наличие

(или отсутствие) нитратной формы азота в вегетативных и запасающих

органах растений.

3. Сделать выводы.

Тема 1. Микрохимический анализ золы. Насыпать в пробирку

небольшое количество золы и залить ее примерно четырехкратным

объемом 10 %– ной НС1. Отфильтровать полученный раствор в чистую

пробирку через маленький фильтр. Провести на предметных стеклах

54

реакции на Са, Mg и Р. Для этого тупым концом стеклянной палочки

нанести на предметное стекло маленькую каплю вытяжки и на

расстоянии 4–5 мм от нее – каплю соответствующего реактива. Затем

заостренным концом стеклянной палочки соединить капли

дугообразным каналом. В месте соединения произойдет реакция,

причем по краям канала будет наблюдаться быстрая кристаллизация

продуктов реакции. Рассмотреть образующиеся кристаллы в

микроскоп. Стеклянные палочки после нанесения каждого реактива

необходимо вымыть и вытереть фильтровальной бумагой.

Рис. 8. Кристаллы сульфата кальция.

Рис. 9. Кристаллы фосфорноаммиачномагнезиальной соли.

Реактивом на ион кальция служит 1%– ная H2SO4. При этом

хлорид кальция, содержащийся в вытяжке, реагирует с кислотой по

уравнению:

СаС12 + H2SO4 → CaSO4 + 2HC1

Образующийся гипс осаждается в виде игольчатых кристаллов

(рис. 8).

Для обнаружения магния к капле испытуемого раствора следует

сначала добавить каплю раствора аммиака, а затем соединить

канальцем с реактивом, которым служит 1 %– ный раствор

фосфорнокислого натрия.

Образуется фосфорноаммиачномагнезиальная соль (рис. 9),

кристаллизующаяся в виде прямоугольников, крышечек, звезд или

крыльев, в результате следующей реакции:

55

MgCl2 + Na2HPO4 + NH3 → NH4MgPO4 + 2NaCl

Для обнаружения фосфора соединить каплю вытяжки с 1 %– ным

раствором молибдата аммония в азотной кислоте. Получается

зеленовато – желтый осадок фосфорномолибденовокислого аммония

(рис. 10):

H3PO4+ 12(NH4)2MoO4 + 21HNO3 → (NH4)3PO4•12MoO3 +

21NH4NO3+12H2O

Рис. 10. Кристаллы фосфорномолибденовокислого аммония.

Железо можно обнаружить с помощью раствора желтой

кровяной соли. В результате реакции образуется берлинская лазурь:

4FeCl3 + 3K4[Fe(CN)6] → Fe4[Fe(CN)6]3+12KCl

Реакцию на железо рекомендуется проводить в пробирке: к

остатку зольной вытяжки добавлять по каплям раствор желтой

кровяной соли до появления синей окраски. Результаты работы

оформить в виде рисунков кристаллов гипса,

фосфорноаммиачномагнезиальной соли и

фосфорномолибденовокислого аммония.

Записать уравнения реакций.

Тема 2. Обнаружение нитратов в растениях

Материалы и оборудование: 1) растения, выращенные на питательном

растворе или в почве; 2) 1 %– ный раствор дифениламина в концентрированной

серной кислоте в капельнице (хранить в темноте; капельницу поставить на крышку

чашки Петри, чтобы предотвратить попадание на стол капель этой едкой

жидкости); 3) ножницы; 4) белая фарфоровая тарелка; 5) стеклянная палочка; 6)

стакан с водой; 7) фильтровальная бумага.

56

Соли азотной кислоты (нитраты), поглощаемые корнями из

почвы, восстанавливаются в растении до аммиака через ряд этапов,

каждый из которых катализирует особый фермент (нитратредуктаза,

нитритредуктаза, гипонитритредуктаза и гидроксиламинредуктаза).

Аммиак связывается кетокислотами (– кетоглутаровой,

щавелевоуксусной и пировиноградной), образуя в процессе

восстановительного аминирования первичные аминокислоты –

глутаминовую, аспарагиновую и аланин. Другие аминокислоты

образуются путем трансаминирования или ферментативного

превращения одних аминокислот в другие. Сказанное можно

представить в виде схемы:

NO–3 → NO–

2 → NO– → NH2OH → аминокислоты→ нитрат →

→ нитрит → гипонит → гидроксиламин

При достаточном содержании растворимых углеводов и высокой

активности соответствующих ферментов перечисленные

биохимические процессы происходят в корнях. Однако часть нитратов

(нередко весьма значительная) может пройти через паренхиму корня в

неизменном виде. В этом случае нитраты попадают в сосуды ксилемы

и поднимаются с восходящим током к листьям, где и происходит их

восстановление. Для восстановления нитратов требуется АТФ,

образующаяся в процессе окислительного или фотофосфорилирования.

Определение содержания нитратов в соке, отжатом из стеблей

или черешков, позволяет судить о восстановлении нитратов в корнях:

чем меньше обнаруживается ионов NO3– в соке, тем полнее проходит

этот процесс в клетках корня. Сопоставление содержания нитратов в

черешках и листовых пластинках дает представление о

нитратредуктазной активности клеток мезофилла.

Для обнаружения нитратов можно использовать реакцию с

дифениламином, который в присутствии иона NO3– образует синюю

анилиновую краску. По интенсивности посинения можно

приблизительно судить о количестве нитратов в исследуемом объекте.

Ход работы. Поместить на белую тарелку кусочки черешка и

листовой пластинки какого - либо растения. Размять эти кусочки

стеклянной палочкой (палочку каждый раз споласкивать чистой водой

и вытирать) и облить раствором дифениламина в крепкой серной

кислоте. Исследовать 2–3 растения разных видов. Желательно также

проанализировать растения одного вида, произраставшие в разных

условиях (на солнце и в тени, до и после подкормки минеральными

удобрениями и т. п.).

Результаты записать в таблицу 11, оценивая интенсивность

окраски по пятибалльной шкале.

57

Таблица 12

Обнаружение нитратов в растениях

Растение Условия Количество нитратов

в черешке В листовой пластинке

Ответить на вопросы:

1) В каких органах исследованных растений восстанавливались нитраты? 2)

Как влияют внешние условия на содержание нитратов в листьях? 3) Какие

макроэлементы содержатся в растительной золе и какое это может иметь

практическое применение?

58

ТРАНСПОРТ ВЕЩЕСТВ В РАСТЕНИИ

Работа 15. Обнаружение запасных сахаров в растительном

материале

Цель занятия: Убедиться в наличие различных форм сахаров в

запасающих органах растений.

Все моносахара, а также дисахариды типа мальтозы благодаря

присутствию альдегидной или кетонной группы являются

редуцирующими, т. е. обладают восстанавливающими свойствами.

Распространенная в растениях сахароза – нередуцирующее вещество,

так как ее молекула состоит из остатков глюкозы и фруктозы,

соединенных за счет альдегидной группы глюкозы и кетонной группы

фруктозы.

Характерная реакция на редуцирующие сахара – реакция

восстановления фелинговой жидкости. Эту жидкость готовят

непосредственно перед употреблением путем смешивания равных

объемов раствора медного купороса и раствора щелочи с сегнетовой

солью. Последнюю прибавляют для того, чтобы не дать

образовавшемуся гидрату оксида меди (II) выпасть в осадок:

Для обнаружения редуцирующих сахаров, т. е. сахаров с

альдегидной, к исследуемому раствору приливают фелингову

жидкость в равном объеме и доводят до кипения. При этом СuО

восстанавливается с образованием кирпично– красного осадка Сu2О:

Для обнаружения сахарозы сначала необходимо подвергнуть ее

гидролизу на глюкозу и фруктозу и лишь затем провести реакцию с

жидкостью Фелинга. По количеству осадка Сu2О можно судить о

количестве редуцирующих веществ как содержавшихся в исходном

материале, так и образовавшихся в результате гидролиза сахарозы.

59

Материалы и оборудование: 1) свежий или высушенный растительный

материал (лук, морковь, сахарная свекла); 2) глюкоза; 3) сахароза; 4) 4 %– ный

раствор CuSO4; 5) щелочной раствор сегнетовой соли (200 г сегнетовой соли и 150

г КОН или NaOH в 1 л воды); 6) 20 %– ная НО в капельнице; 7) Nа2СО3

порошкообразный; 8) тарелки (3 шт.); 9) скальпели (3 шт.); 10) штатив с

пробирками с резиновыми колечками (15 шт.); 11) водяная баня; 12) спиртовка; 13)

мерный цилиндр на 100 – 200 мл; 14) колба для фелинговой жидкости; 15) пипетки

на 2 – 3 мл (3 шт.); 16) держалка для пробирок; 17) воронки (3 шт.); 18) бумажные

фильтры; 19) стакан химический; 20) спички.

Практические задания: 1. С помощью реакции Фелинга обнаруживают в запасающих

органах растений (корнеплодах, луковицах) моно– и дисахара.

2. Делают вывод о наличии различных форм сахаров.

Ход работы. Перед тем как приступить к анализу растительного

материала, следует приготовить фелингову жидкость и проделать

следующие качественные реакции:

3) поместить в пробирку щепотку глюкозы, растворить в

небольшом количестве воды, прилить равный объем фелинговой

жидкости и нагреть до кипения;

2) растворить в воде щепотку сахарозы, добавить равный объем

фелинговой жидкости и довести до кипения;

3) приготовить в пробирке раствор сахарозы, добавить 2–3 капли

20 %– ной НСl и кипятить в течение 1 мин; нейтрализовать кислоту

содой (сыпать до прекращения выделения СО2), прилить равный объем

фелинговой жидкости и вновь довести до кипения.

Отметить, образуется ли в пробирках кирпично– красный осадок,

и сделать выводы о причинах наблюдаемых явлений.

Анализ растительного материала. Нарезать на мелкие кусочки

луковицу лука, корнеплоды моркови и сахарной свеклы. Поместить

материал в отдельные пробирки (примерно по ¼ пробирки), залить

небольшим количеством воды и нагревать не менее 5 мин в кипящей

водяной бане. Полученную вытяжку профильтровать и перенести при

помощи пипетки одинаковые порции фильтрата в две чистые

пробирки. С одной порцией проделать реакцию на редуцирующие

сахара, во второй пробирке провести гидролиз сахарозы соляной

кислотой; после нейтрализации кислоты прилить фелингову жидкость

в равном объеме и вновь нагреть до 100 °С.

Полученные результаты записать в таблицу, оценивая количество

Сu2О по пятибалльной шкале.

60

Таблица 13

Определение редуцирующих сахаров в растительном материале

Объект

Количество Cu2O

без гидролиза после гидролиза

Сделать выводы о присутствии в исследованном материале

редуцирующих сахаров и сахарозы.

Работа 16. Влияние температуры и реакции среды на

активность фермента – фруктофуранозидазы

Цель занятия: Убедиться в наличии в растительных клетках

фермента – фруктофуранозидазы (инвертазы), играющего ключевую

роль в метаболизме основного транспортного вещества – сахарозы.

Фермент – фруктофуранозидаза (старые названия – сахараза или

инвертаза) катализирует процесс гидролиза сахарозы:

С12Н22О11 + Н2О → С6Н12О6 + С6Н12О6 сахароза глюкоза фруктоза

Этот фермент имеется у большинства растений. Весьма активную

– фруктофуранозидазу содержат клетки дрожжей.

Для изучения влияния внешних условий на активность –

фруктофуранозидазы ставят следующий опыт: в несколько пробирок

помещают одинаковое количество раствора фермента и одинаковое

количество сахарозы и выдерживают пробирки при разных условиях.

Через определенное время, одинаковое для всех вариантов, во всех

пробирках проводят реакцию с фелинговой жидкостью, которая

восстанавливается при кипячении с глюкозой и фруктозой, но не

реагирует с сахарозой. По количеству осадка Сu2О судят о количестве

образовавшихся при гидролизе сахарозы моносахаридов. Поскольку

количество фермента, количество субстрата (сахарозы) и

продолжительность опыта во всех вариантах одинаковы, количество

продуктов реакции будет характеризовать активность фермента.

Материалы и оборудование: 1) дрожжи свежие или сухие; 2) 10 %– ный

раствор сахарозы; 3) 0,1 н. НС1; 4) 0,1 н. Раствор NaOH; 5) фелингова жидкость; 6)

толченое стекло или кварцевый песок; 7) дистиллированная вода; 8) весы; 9)

разновес; 10) ступка с пестиком; 11) бюретки с воронками (4 шт.); 12) бунзеновская

61

колба с пробкой, в которую, вставлена фарфоровая воронка; 13) масляный насос;

14) стеклянная палочка; 15) штатив с пробирками с резиновыми колечками (7 шт.);

16) электроплитка; 17) термометр; 18) спиртовка; 19) снег или битый лед; 20) колбы

на 100 мл (2 шт.); 21) пипетки градуированные на 5 – 10 мл и на 1–2 мл; 22)

держалка для пробирок; 23) бумажные фильтры; 24) водяная баня; 25) спички.

Практические задания: 1. Моделируют влияние температуры и рН среды на активность

фермента – фруктофуранозидазы.

2. Делают выводы об оптимальных условиях, необходимых для

работы фермента.

Ход работы. Поместить в ступку 10 г свежих или 5 г сухих

дрожжей, добавить кварцевого песка или толченого стекла, 5 мл воды

и тщательно растереть. Затем добавить еще 15 мл воды, нагретой до

60°С, и оставить на полчаса, продолжая время от времени растирание.

Слить по палочке полученную жидкость в фарфоровую воронку,

отверстия которой закрыты бумажным фильтром, и профильтровать в

колбу Бунзена при помощи масляного насоса. (Эту часть работы можно

поручить одному студенту, который готовит вытяжку для всей группы,

соответственно увеличив в 5–7 раз количество дрожжей, песка и воды.)

Взять 7 пробирок, снабдить их этикетками и налить во все

пробирки по 0,5 мл фильтрата. Добавить реактивы, согласно схеме

опыта (табл. 13).

Пробирка № 1: добавить 2 мл воды и поставить в снег.

Пробирка № 2: добавить 2 мл воды.

Пробирка № 3: добавить 2 мл воды и поставить в колбу с водой,

нагретой до 40 °С.

Пробирка № 4: добавить 2 мл воды и вскипятить, тщательно

прогревая стенки пробирки.

Пробирка № 5: добавить 2 мл 0,1 н. НС1.

Пробирки № 6: добавить 0,2 мл 0,1 н. НС1 и 1,8 мл воды.

Пробирка №7: добавить 2мл 0,1 н. NaOH.

Затем прилить во все пробирки из бюретки по 2 мл 10 %– ного

раствора сахарозы и перемешать, постукивая пробиркой по ладони.

Пробирку № 1 немедленно погрузить в снег, пробирку № 3 – в воду с

температурой 40°С, остальные оставить в штативе. Через 15 мин

прилить из бюретки во все пробирки по 2 мл фелинговой жидкости и

нагреть до 100°С, погружая пробирки на 5 мин в кипящую водяную

баню.

Дать оценку количества образовавшегося осадка Сu2О в баллах:

0 – нет, 1 – очень мало, 2 – мало, 3 – средне, 4 – много, 5 – очень много.

62

Результаты записать по форме. При ее заполнении принять во

внимание, что в пробирках № 1–4 реакция среды нейтральная (рН 7), в

пробирке № 5 – сильнокислая (рН 3), № 6 – слабокислая (рН 5), № 7 –

щелочная (рН 9). Таблица 14

Схема опыта

Номер пробирки 1 2 3 4 5 6 7

Температура, °С 0 20 40 100 20 20 20

рН 7 7 7 7 3 5 9

Количество Сu2О

Сделать выводы о зависимости активности –

фруктофуранозидазы от температуры и рН и вычертить

соответствующие графики. Вопросы:

1) По какой ткани идет отток ассимилятов из листьев в запасающие органы

и корневую систему растений? 2) Какое вещество является основным

транспортным соединением у растений? 3) Какие вещества откладываются в

запасающих органах растений? 4) Какие вы знаете ферменты, участвующие в

превращении запасных питательных веществ в организме растения? 5) Какие

факторы оказывают позитивное влияние на активность гидролитических

ферментов?

63

ДЫХАНИЕ РАСТЕНИЙ

Работа 17. Обнаружение ферментов оксидоредуктаз в

дрожжевых и растительных клетках

Цель занятия: Убедиться в наличие ферментов дегидраз и

оксидаз в клетках дрожжей и высших растений.

Оксидазами называют ферменты, активирующие молекулярный

кислород (переносящие на него электроны от окисляемого вещества).

Активированный таким образом кислород соединяется с отщепляемым

от субстрата водородом, образуя воду или пероксид водорода по схеме оксидаза

2АН2 + О2 → 2А + 2Н2О

К этой группе ферментов относится полифенолоксидаза,

окисляющая полифенолы кислородом воздуха с образованием

соответствующих хинонов:

Пероксидаза – фермент, окисляющий полифенолы и

ароматические амины кислородом пероксида водорода: пероксидаза

дифенол + НА → хинон + 2Н2О

Обнаружить полифенолоксидазу можно при помощи раствора

гваяковой смолы, который в присутствии этого фермента изменяет

окраску из желтой в синюю. Объясняется это тем, что содержащиеся в

гваяковой смоле полифенолы, не способные самопроизвольно

реагировать с молекулярным кислородом, окисляются

активированным кислородом.

Для обнаружения пероксидазы можно использовать ту же

реакцию окисления полифенолов гваяковой смолы. Но так как

пероксидаза с молекулярным кислородом не реагирует, к раствору

гваяковой смолы необходимо добавить пероксид водорода. Вместо

гваяковой смолы можно использовать раствор пирокатехина.

Работу удобно проводить на двух срезах исследуемой части

растения, нанося на первый срез раствор гваяковой смолы, на второй –

растворы гваяковой смолы и пероксида водорода: посинение первого

среза свидетельствует о присутствии в клетках полифенолоксидазы,

64

тогда как посинение второго среза есть результат совместного действия

двух ферментов – полифенолоксидазы и пероксидазы или – в случае

отсутствия в данном объекте первого фермента – одной пероксидазы

(показатель присутствия обоих ферментов – более быстрое посинение

второго среза).

Тема 1. Обнаружение полифенолоксидазы и пероксидазы

Материалы и оборудование: 1) клубни картофеля – свежий и вареный; 2)

побеги конского каштана, дуба и других древесных растений, корни хрена и

редьки; 3) 1 %– ный водный раствор пирокатехина в капельнице; 4) 3 %– ный

раствор Н2О2 в капельнице; 5) скальпель; 6) пинцет; 7) электроплитка; 8) тарелка;

9) стаканы с водой (2 шт.); 10) фильтровальная бумага.

Практические задания:

1. Готовиться вытяжка из дрожжей и срезы тканей растительных

органов (картофеля).

2. С помощью качественных реакций обнаруживается активность

ферментов дегидразы (НАД) в дрожжах, полифенолоксидазы и

пероксидазы – в клетках высших растений.

3. Делается вывод о наличие или отсутствии в исследуемых

объектах ферментов оксидоредуктаз.

Ход работы. Поместить на тарелку два кружка картофеля и

облить их одновременно раствором гваяковой смолы (или

пирокатехина), причем второй срез дополнительно обработать каплей

раствора пероксида водорода. Для контроля обработать таким же

образом материал, предварительно подвергнутый кипячению.

Исследовать несколько объектов, не допуская при этом

попадания сока из одного объекта на срез другого (скальпель,

используемый для разрезания исследуемых объектов, необходимо

каждый раз мыть и вытирать).

Результаты записать в таблицу 15, отмечая скорость появления

синей окраски (в баллах).

В выводах указать наличие или отсутствие в исследуемых

объектах полифенолоксидазы и пероксидазы и ориентировочно

оценить активность этих ферментов (полифенолоксидазы – по

изменению окраски 1– го среза, пероксидазы – по разности скоростей

изменение окраски 2– го и 1– го срезов).

65

Таблица 15

Обнаружение полифенолоксидазы и пероксидазы в растительных

объектах

Объект

Изменение окраски (потемнение среза) при действии

пирокатехина пирокатехина + H2O2

Тема 2. Обнаружение дегидраз и оксидаз в растении

Материалы и оборудование: 1) прессованные дрожжи, 2) клубни

картофеля, 3) 5 % раствор сахарозы, 4) пробирки, 5) фарфоровые ступки, 6)

спиртовка, 7) раствор метиленовой сини, 8) водяная баня.

Практические задания:

1. Обнаружение дегидраз в растении по восстановлению

метиленового синего.

2. Обнаружение оксидаз при окислении лейкосоединения

метиленового синего.

Ход работы: 1. 5г прессованных дрожжей растереть, прибавляя 30 мл 5 % р-ра

сахарозы.

Взвесь дрожжей, содержащую дегидразы разлить в две пробирки,

I пробирка – опытная

II пробирка – контрольная

Содержимое контрольной пробирки прокипятить в течении 5

минут.

В обе пробирки прибавить по 5 капель метиленовой сини и

поставить их в водяную баню при 450С на 10– 15 мин. Наблюдать.

Происходит обесцвечивание метиленовой сини в результате

образования лейкосоединения. Донором водорода является

восстановленная форма NAДН, которая образуется при сбраживании

сахарозы клетками дрожжей.

2. Непосредственно перед опытом приготовить вытяжку из

клубня картофеля, в которой будут присутствовать оксидазы (натереть

картофель и процедить через марлю, добавить немного воды).

В первую (опытную) пробирку с лейкосоединением метиленовой

сини прибавить 2 мл картофельного сока.

Наблюдать.

66

Происходит восстановление голубой окраски метиленовой сини

– окисление её в результате отнятия водорода при активном участии

ферментов оксидазной группы, содержащихся в картофельном соке.

N(CH3)

2S

N

(CH3)

2N

Cl

N(CH3)

2S

N

(CH3)

2N

Cl

H

H

+ HAD .H2

Мeтиленовая синь

(голубая)

Лeйкосоединениe мeтилeновой сини (бeсцвeтноe)

Тема 3. Газометрическое определение каталазы

Материалы и оборудование: 1) растительный материал; 2)

дистиллированная вода; 3) 5 %– я перекись водорода; 4) прибор для определения

активности каталазы (каталазиметр); 5) реакционный сосуд; 6) мерная колба на 100

мл; 7) мерный цилиндр на 10 мл; 8) пипетка на 5 мл; 9) песочные часы; 10) весы;

11) мел; 12) песок; 13) ступка с пестиком; 14) стеклянные палочки.

Каталаза так же, как и пероксидаза, относится к оксидазам,

окисляющим субстрат кислородом перекиси водорода. Но главная

функция каталазы – расщепление перекиси водорода на воду и

молекулярный кислород. Ядовитый для живых тканей продукт обмена

веществ Н2О2 обезвреживается при участии каталазы. По химической

природе каталаза – гемопротеид. Содержится она во всех тканях и

органах растений, но активность её различна и часто коррелирует с

активностью процессов жизнедеятельности организма.

Метод определения активности фермента основан на

способности каталазы разлагать перекись водорода с выделением

газообразного кислорода. Поскольку количество перекиси водорода,

67

подвергнувшейся разложению, зависит от активности фермента,

оказывается возможным по количеству кислорода и скорости его

выделения судить об активности каталазы.

Если непосредственно измеряется объем газа, то такой метод

называется газометрическим.

Практические задания:

1. Готовится вытяжка растительного материала для определения

активности фермента каталазы.

2. Обнаружение каталазы в растении по выделению

газообразного кислорода.

Ход работы:

1. Взять навеску листьев или частей растения массой 4 г, добавить

0,2 г мела (для придания щелочной реакции), щепотку песку и

тщательно растереть в ступке с небольшим количеством

дистиллированной воды. Растертую массу по воронке перенести в

мерную колбу на 100 мл и довести дистиллированной водой до метки.

2. Колбу с растительным экстрактом оставить стоять на 15 минут.

В это время приготовить все части прибора каталазиметра для

определения активности каталазы и проверить его герметичность.

3. По истечении 15 минут, из колбы с помощью мерной пипетки

взять 10 мл экстракта вместе со взвесью и перенести в одно отделение

реакционного сосуда (каталазника). В другое отделение сосуда

поместить 5 мл перекиси водорода. Реакционный сосуд подсоединить

к остальной части прибора каталазиметра (рис. 11).

4. Жидкость в измерительной бюретке установить на ноль.

Движением реакционного сосуда смешать находящиеся там жидкости.

5. Отметить количество вытесненной жидкости,

соответствующей объему выделившегося кислорода через следующие

интервалы времени: 1мин, 2 мин, 3 мин, 4 мин, 5 минут.

6. Опыт проводят в трехкратной повторности и по средним

значениям строят график активности фермента каталазы в зависимости

от времени. По оси ординат откладывают количество выделившегося

кислорода, а по оси абсцисс – время в минутах.

68

7. Результаты опыта занести в таблицу 16.

Рис. 11. Прибор для определения активности каталазы: 1 – каталазник; 2 –

стеклянный тройник; 3 – винтовой зажим; 4 – стеклянная груша; 5 – бюретка на

50 мл.

Таблица 16

Определение активности каталазы в различных растительных тканях

Объект Навеска, г

Время опыта,

мин

О2,

выделенный за

время опыта,

мл

Активность

каталазы, мл

О2, на г

сырого

вещества за

время опыта

В выводе указать активность каталазы исследуемого объекта и

сравнить с активностью других объектов.

Вопросы:

1) Какие группы ферментов – оксидоредуктаз участвуют в анаэробных

реакциях окисления? 2) В чем состоит особенность биохимического механизма

окислительного действия полифенолоксидазы и пероксидазы? 3) Какую реакцию

катализирует фермент каталаза и в каких физиолого - биохимических процессах

необходимо его действие?

69

Работа 18. Определение интенсивности дыхания по

количеству выделенного диоксида углерода

Цель занятия: 1. Ознакомиться с одним из методов определения

интенсивности дыхания; 2. Сравнить интенсивность дыхания сухих и

прорастающих семян.

Для определения интенсивности дыхания по количеству

выделенного диоксида углерода в замкнутый сосуд помещают навеску

исследуемого материала и определенное количество раствора щелочи

(рис. 12). Выделяемый в процессе дыхания диоксид углерода реагирует

со щелочью, в результате чего концентрация раствора уменьшается:

Ва(ОН)2 + СО2 = ВаСО3 + Н2О

Рис. 12. Колба для определения интенсивности дыхания.

Через определенное время оставшуюся в сосуде щелочь титруют:

Ва(ОН)2 + 2НС1 = ВаС12 + 2Н2О

Сравнивают полученную величину с результатом титрования

такого же количества исходного раствора щелочи. Последнее

необходимо для определения исходной концентрации щелочи и

одновременно для учета того небольшого количества СО2, которое

содержалось в сосуде до опыта, а также поглощаемого щелочью во

время открывания сосуда. Разность между результатами титрования

содержимого контрольного и опытного сосудов прямо

пропорциональна количеству выделенного при дыхании СО2.

Продолжительность экспозиции зависит от размера навески и от

интенсивности дыхания исследуемого объекта. При очень короткой

экспозиции разность между результатами титрования контрольной и

70

опытной колб будет недостоверной. Наоборот, если в колбе останется

слишком мало барита, то может произойти неполное поглощение СО2.

Желательно поэтому подобрать такую экспозицию, чтобы на

связывание СО2 было израсходовано 20–50 % щелочи (если, например,

на титрование барита в контрольной колбе пошло 10 мл НС1, то на

титрование раствора в опытной колбе должно пойти не более 8 и не

менее 5 мл).

Материалы и оборудование: 1) проросшие и не проросшие семена

пшеницы; 2) 0,025 н. раствор Ва(ОН)2 в бутыли, соединенной с бюреткой; бутыль

и бюретка закрыты пробками, в которые вставлены трубки с натронной известью;

3) 0,025 н. НС1 в бюретке с приспособлением для титрования; 4) фенолфталеин в

капельнице; 5) технические весы с разновесом; 6) одинаковые конические колбы

на 250–300 мл с резиновыми пробками, в которые вставлены металлические

крючки (3 шт.); 7) куски марли 10 х 10 см (2 шт.); 8) стакан с водой.

Практические задания:

1. Закладывается опыт в герметически закрытых колбах, куда

помещают растительный объект (сухие и прорастающие семена).

2. По количеству выделенного диоксида углерода, поглощенного

щелочью, определяют интенсивность дыхания, которую выражают в

мг/г. час.

3. Делают вывод об интенсивности дыхания сухих и

прорастающих семян.

Ход работы. Поместить навеску исследуемого материала (5–10 г)

в марлевый мешочек и прикрепить его к пробке при помощи крючка,

вставленного в пробку.

Провести пробную сборку установки, проверив, свободно ли

проходит мешочек с материалом через горло колбы и не опускается ли

он слишком низко. Внести 6 колбу 2–3 капли фенолфталеина и налить

10 мл раствора Ва(ОН)2. Быстро опустить в колбу материал, слегка

смочить пробку водой (для герметичности) и плотно (вращательным

движением) закрыть колбу пробкой. Записать время начала

экспозиции.

71

Задача работы – сравнение интенсивности дыхания разных

объектов. Для этого нужно взять две колбы и поместить в них

проросшие и не проросшие семена. Для определения влияния

температуры на интенсивность дыхания можно часть колб поставить в

холодильник, часть – в термостат при t 400С.

В контрольную (пустую) колбу также налить 10 мл барита и 2–3

капли фенолфталеина и плотно закрыть пробкой.

Время от времени колбы следует осторожно покачивать, чтобы

разрушить пленку ВаСО3, препятствующую полноте поглощения СО2,

не допуская попадания ни одной капли раствора на мешочек с

материалом.

Рис. 13. Установка для титрования раствора щелочи.

Через 1–2 ч вынуть материал, быстро закрыть колбу пробкой и

отметить время окончания опыта. Взбалтывать содержимое колбы 3– 5

мин для поглощения СО2. Оттитровать оставшуюся щелочь, приливая

через отверстие в пробке 0,025 н. НСl до исчезновения розового

оттенка. Чтобы избежать уменьшения концентрации раствора барита

из - за поглощения СО2 воздуха, следует провести титрование, закрыв

колбу резиновой пробкой с двумя отверстиями, одно из которых

закрыто трубкой с натронной известью, другое – плотно вставленным

концом бюретки (рис. 13).

Контрольную колбу можно титровать через 20 мин после того,

как налит раствор барита (за это время колбу необходимо

периодически взбалтывать).

Результат записать в таблицу.

72

Таблица 17

Определение интенсивности дыхания различных растений

Объект Н

авес

ка,

г

Об

ъем

Ва(

ОН

) 2,

мл

Время

Расход HCI, мл

Поп

рав

ка

к

титр

у Н

С1

Ин

тен

сивн

ост

ь

ды

хан

ия, м

г/г

•

ч н

ачал

о

кон

ец

эксп

ози

ци

я, ч

кон

троль

оп

ыт

Интенсивность дыхания вычисляют по формуле Iд = (а –

b)•К•0,55/pt, где а – результат титрования содержимого контрольной

колбы; b – результат титрования содержимого опытной колбы; K –

поправка к титру НС1; 0,55 – количество мг СО2, эквивалентное 1 мл

0,025 н. НС1; р – навеска, г; t – экспозиция, ч.

Сделать вывод, сопоставив интенсивность дыхания разных

объектов. Вопросы:

1) С чем связано резкое возрастание интенсивности дыхания у

прорастающих семян по сравнению с сухими? 2) Как влияет температура на

процесс дыхания? 3) В каких единицах измеряется интенсивность дыхания

растительных объектов?

Работа 19. Определение дыхательного коэффициента

маслянистых семян

Цель занятия: Ознакомиться с понятием “Дыхательный

коэффициент” и определить его значение у прорастающих

крахмалистых и маслянистых семян (подсолнечника). Материалы и оборудование: 1) наклюнувшиеся семена клещевины (или

подсолнечника) и пшеницы; 2) 20 %– ный раствор КОН; 3) вода, подкрашенная

метиленовой синей; 4) пробирка с хорошо пригнанной резиновой пробкой, в

которую вставлена изогнутая под прямым углом тонкая стеклянная трубка;

горизонтальное колено трубки градуируют, прикрепляя к ней при помощи

резиновых колечек полоску миллиметровой бумаги; 5) высокий (по длине

пробирки) стакан с ватой, в которой вделано углубление для пробирки; 6)

фарфоровая чашечка; 7) пинцет; 8) песочные часы на 5 мин; 9) пипетка с оттянутым

концом; 10) полоски фильтровальной бумаги 2 х 6 см; 11) стакан с водой.

73

Дыхательным коэффициентом называется отношение объема

выделенного при дыхании диоксида углерода к объему поглощенного

кислорода. Величина дыхательного коэффициента зависит прежде

всего от того, какие вещества используются при дыхании. При

окислении сахаров отношение СО2: О2 равно единице. Если

дыхательным материалом служат вещества более окисленные, чем

углеводы (например, щавелевая кислота), то величина дыхательного

коэффициента будет больше единицы. Наконец, этот коэффициент

будет меньше единицы, если используются соединения менее

окисленные, чем углеводы.

Для ориентировочного определения дыхательного коэффициента

исследуемый материал помещают в пробирку, соединенную с

градуированной трубкой, в которую введена капля жидкости. Если

объемы обмениваемых при дыхании газов равны, то капля в трубке

передвигаться не будет. Если же величина дыхательного коэффициента

меньше или больше единицы, то будет наблюдаться перемещение

жидкости в трубке, соответствующее разности между объемами

поглощенного О2 и выделенного СО2.

Затем с тем же материалом проделывают второй опыт, вводя в

пробирку крепкий раствор щелочи для поглощения выделяемого при

дыхании СО2. Наблюдающееся при этом передвижение капли в трубке

соответствует объему поглощенного материалом кислорода (данный

опыт грубо воспроизводит принцип, на котором основано определение

дыхания в аппарате Варбурга).

Материалы и оборудование: 1) наклюнувшиеся семена клещевины (или

подсолнечника) и пшеницы; 2) 20 %– ный раствор КОН; 3) вода, подкрашенная

метиленовой синью; 4) пробирка с хорошо пригнанной резиновой пробкой, в

которую вставлена изогнутая под прямым углом тонкая стеклянная трубка;

горизонтальное колено трубки градуируют, прикрепляя к ней при помощи

резиновых колечек полоску миллиметровой бумаги; 5) высокий (по длине

пробирки) стакан с ватой, в которой вделано углубление для пробирки; 6)

фарфоровая чашечка; 7) пинцет; 8) песочные часы на 5 мин; 9) пипетка с оттянутым

концом; 10) полоски фильтровальной бумаги 2 х 6 см; 11) стакан с водой.

Практические задания: 1. Монтируют установку для определения дыхательного

коэффициента.

2. Определяют значение дыхательного коэффициента для

прорастающих маслянистых и крахмалистых семян.

3. Сравнивают значение ДК и делают вывод;

74

4. Закладывают опыт по изучению влияния стимулирующих и

ингибирующих концентраций гибберелловой кислоты на прорастание

семян салата.

Ход работы. Перед определением дыхательного коэффициента

маслянистых семян исследовать баланс СО2 и О2 объекта, богатого

углеводами. Для этого насыпать в пробирку (примерно до половины)

наклюнувшиеся семена пшеницы и плотно (вращательным движением)

вставить пробку с градуированной трубкой, предварительно слегка

смочив пробку водой. Дать пробирке остыть от прикосновения рук и

поставить ее в стакан с ватой. Ввести в трубку каплю воды,

подкрашенной метиленовой синей, при помощи пипетки с оттянутым

концом (рис. 14). Наблюдать в течение нескольких минут за каплей в

трубке и убедиться в том, что ее положение не меняется.

Рис. 14. Установка для определения дыхательного коэффициента.

Высыпать из пробирки семена пшеницы, поместить в нее

наклюнувшиеся семена клещевины или подсолнечника, собрать

установку, поставить пробирку в стакан с ватой и ввести в трубку

каплю подкрашенной воды.

Когда капля оторвется от края трубки, отметить положение

внутреннего мениска капли, перевернуть песочные часы и после 5 мин

экспозиции сделать второй отсчет, а еще через 5 мин – третий отсчет.

Вычислить среднее расстояние, пройденное каплей за 5 мин (А),

которое соответствует разности между объемами поглощенного

кислорода и выделенного диоксида углерода.

Вынуть пробку из пробирки с семенами, проветрить пробирку и

вложить пинцетом в верхнюю часть пробирки свернутую в кольцо

полоску фильтровальной бумаги, смоченную 20 %– ным раствором

щелочи (смачивать полоску умеренно, держа ее над фарфоровой

чашкой, чтобы во время опыта щелочь с бумажки не попала на семена).

Закрыть пробирку пробкой и вновь ввести в трубку каплю воды,

подкрашенной краской. Отметить положение мениска капли,

75

определить передвижение капли за два пятиминутных интервала и

вычислить среднюю величину (В).

Обозначим объем поглощенного кислорода через О2, а объем

выделенного диоксида углерода – СО2. Зная величины А и В, легко

найти дыхательный коэффициент: А = О2 – СО2; В = О2; СО2 = В – А;

отсюда дыхательный коэффициент равен СО2/О2 = (В – А) /В.

Результаты записать в таблицу. Таблица 18

Определение дыхательного коэффициента у разных видов растений

Объект

Положение мениска Расстояние, пройденное каплей за

5 мин, мм

СО2,

О2

без щелочи со

щелочью

без щелочи (А) со щелочью (В)

1 2 3 1 2 3 1 2 среднее 1 2 среднее

Теоретически рассчитать дыхательный коэффициент при

окислении до СО2 и Н2О какого - либо жира, например, триолеина с

формулой С57Н104О6.

Сделать вывод о зависимости величины дыхательного

коэффициента от характера окисляемых веществ. Вопросы:

1) Как изменяется величина дыхательного коэффициента при повышении

восстановленности дыхательного субстрата? 2) Какие значения приобретает дыхательный

коэффициент при использовании в качестве дыхательного субстрата: а) углеводов; б) жиров; в)

органических кислот.

76

ФИЗИОЛОГИЯ РОСТА И РАЗВИТИЯ РАСТЕНИЙ

Работа 20. Закладка опыта по определению влияния

различных регуляторов роста растений на прорастание семян

Цель занятия: 1. Заложить опыт по изучению влияния

различных концентраций гиббереллина на прорастание семян салата.

2. Определить задерживающее и стимулирующее действие

гетероауксина на рост корней.

Тема 1. Влияние гиббереллина на прорастание семян салата

Материалы и оборудование: 1) семена салата, 2) раствор ГК 1, 5, 25 мг/л, 3) химические

стаканы на 50– 150 мл, 4) пробирки, полоски фильтровальной бумаги, 5) резиновые колечки, 6)

нитки, 7) черная бумага, 8) ножницы, 9) полоски миллиметровой бумаги.

Природный фитогормон гиббереллин прерывает покой семян,

стимулирует зацветание растений длинного дня и двулетних растений

в течении первого года жизни, стимулирует синтез фермента альфа –

амилазы в семенах, и рост партенокарпических плодов.

Ход работы: Взять полоску фильтровальной бумаги длиною 10–

15 см и шириною 6– 8 см. Сделать надрез на глубину 1– 1,5 см на

расстоянии 0,7 –1 см (рис.12) по длине полоски. Обернуть полоской

верхнюю часть пробирки закрепить резиновым кольцом или завязать

нитками. Отогнуть лепестки надрезов. Вырезать из фильтровальной

бумаги 2 кольца, которые можно надеть на пробирку на отогнутые

лепестки (рис.13) и по размеру круга стакана.

Разложить семена салата на бумажное кольцо. Надеть еще одно

бумажное кольцо, которое по размеру равно площади круга стакана для

устойчивости пробирки, вставить в пробирку полоску миллиметровой

бумаги для измерения роста проростков. Налить в стакан 50– 70 мл

раствора гиббереллина /не выше уровня семян/ по следующей схеме:

1. дистиллированная вода

2. раствор ГК 0,5 мг/л

3. раствор ГК 1,0 мг/л

4. раствор ГК 5,0 мг/л

Через несколько дней учесть прорастание семян салата, записать

в таблицу и сделать выводы.

77

Таблица 19

Влияние гиббереллина на прорастание семян салата

Вариант Число

проросших

семян, шт

Средняя

длина

стебля, см

Средняя

длина

корня, см

Количество

корней 1

проростка,

шт.

Цвет

листочков

в баллах

Контроль

ГК 1 мг/л

и т.д.

Рис. 15. Надрезы на полоске фильтровальной бумаги.

Тема 2. Задерживающее и стимулирующее действие

гетероауксина на рост корней

Материалы и оборудование: 1) семена кукурузы (Zea mays L.) или

пшеницы мягкой (Triticum aestivum L.); 2) 0,01 %– й раствор гетероауксина; 3)

чашки Петри; 4) пипетки на 1 мл; 5) мерные цилиндры на 10 мл; 6) фильтровальная

бумага.

Гетероауксин, или ß– индолилуксусная кислота, служит

природным стимулятором роста, относящимся к группе ауксинов. Он

встречается в тканях всех высших растений, регулируя рост, движения

и корреляцию органов. Гетероауксин прост по химическому строению,

поэтому синтезируется промышленным способом. В продажу

поступает калиевая или натриевая соль гетероауксина. В практике

растениеводства гетероауксин чаще всего применяют для

стимулирования укоренения черенков и улучшения роста корневых

систем.

надрезы

78

Гетероауксин, как любой регулятор роста, в зависимости от

концентрации раствора может не только активировать рост, но и

задерживать или полностью приостанавливать его.

Рис. 16. Установка для определения влияния гиббереллина на прорастание

семян салата.

Таблица 20

Влияние гетероауксина на рост корней

Вариант опыта Длина корешков,

см

Средняя длина

корешков на одно

растение, см

Длина корешков,

% к контролю

Вода (контроль)

Раствор

гетероауксина

0,01 %

Раствор

гетероауксина

0,001 %

Раствор

гетероауксина

0,0001 %

Раствор

гетероауксина

0,00001 %

79

Ход работы:

1. 5 чашек Петри выстилают фильтровальной бумагой,

увлажненной 9 мл дистиллированной воды или раствора

гетероауксина: 0,01; 0,001; 0,0001; 0,00001 %– й концентрации.

2. Для получения указанных концентраций 1 мл исходного 0,01 %

- го раствора гетероауксина наливают в мерный цилиндр на 10 мл и

доливают водой до черты, тщательно перемешивают.

3. Затем 9 мл помещают в чашку Петри, а оставшийся 1 мл

разбавляют водой до 10 мл.

4. На увлажненную фильтровальную бумагу раскладывают по 10

зерен кукурузы или пшеницы, закрывают чашки Петри крышкой и

помещают их в темное место при температуре 20 – 25ºС.

5. Через неделю измеряют длину корешков и делают вывод о

задержке и стимулировании роста корней в зависимости от

концентрации гетероауксина.

Работа 21. Определение влияние различных концентраций

гибберелловой кислоты на прорастание семян салата и

гетероауксина на рост корней у различных растений

Цель занятия: 1. Изучить действие гиббереллина на ростовые

процессы двудольного растения – салата; 2. Выявить влияние

различных концентраций гетероауксина на рост корней растений (опыт

заложен на предыдущем занятии).

Практические задания: 1. Проводятся учеты по вариантам опыта: а) количество

проросших семян; б) морфометрические показатели проростков.

2. Делают выводы о влиянии гибберелловой кислоты на процесс

прорастания семян и гетероауксина на рост корней у различных

растений.

3. Провести статистическую обработку полученных результатов и

вычислить % ошибки опыта.

Вопросы:

1) К какой группе химических соединений относится гиббереллин? 2) Какие

физиологические процессы, кроме прорастания семян, может стимулировать

гиббереллин в растениях? 3) Что такое “концентрационная зависимость действия

фитогормонов”?

80

ФИЗИОЛОГИЯ СТРЕССА

Работа 22. Получение шкалы гидролиза крахмала амилазой

при различной температуре

Цель занятия: Ознакомиться с механизмом и оптимальными

условиями действия амилазы – ключевого фермента прорастания семян

злаков.

Под действием фермента амилазы крахмал гидролизуется через

те же промежуточные продукты (декстрины), которые образуются при

кислотном гидролизе, в чем легко убедиться по реакции с раствором

йода. Амилаза широко распространена в растениях. Весьма активная

амилаза содержится в солоде – измельченных проросших зернах

злаков.

Если налить в пробирки одинаковое количество раствора

амилазы и крахмального клейстера, выдержать их при разных

температурах и периодически делать пробы с йодом, то по скорости

появления промежуточных продуктов можно судить об активности

фермента.

Материалы и оборудование: 1) солод ячменя; 2) глицерин; 3) 1 %– ный крахмальный

клейстер; 4) слабый раствор I в KI (20 мл концентрированного раствора на 1 л воды); 5) весы; 6)

разновес; 7) мерный цилиндр; 8) колбы на 100–150 мл (3 шт.); 9) фильтры бумажные; 10) воронка;

11) термометр; 12) электроплитка; 13) штатив с пробирками (16 шт.); 14) пипетки на 5 мл (2 шт.);

15) пипетки, градуированные на 1–2 мл (3 шт.).

Практические задания:

1. Из прорастающих семян ячменя извлекается солодовая

вытяжка, содержащая в большом количестве фермент амилазу.

2. Моделируется действие фермента на крахмал при разных

температурах.

3. По качественной реакции с йодом судят об активности

фермента.

4. Делают вывод о влиянии температуры на ход гидролиза

крахмала.

Ход работы. Приготовить солодовую вытяжку, для чего

поместить в колбу 10 г солода, залить его 50 мл теплой воды (35–40 °С),

добавить немного глицерина для ускорения извлечения фермента,

перемешать, настоять не менее получаса и профильтровать; фильтрат

содержит активную амилазу.

81

Налить в 14 пробирок, расставленных в 2 ряда, по 5 мл слабого

раствора йода.

Нагреть водяную баню до температуры 45°С (можно

использовать колбу с водой нужной температуры) и приступить к

опыту. Налить в 2 чистые пробирки по 5 мл крахмального клейстера и

по 1 мл солодовой вытяжки и взболтать. Немедленно взять пипетками

из этих пробирок по 0,5 мл жидкости и внести в первую пару пробирок

с раствором йода, после чего одну пробирку с крахмалом и солодовой

вытяжкой (вместе с пипеткой) поместить в водяную баню (в колбу с

водой 45°С), а другую поставить в штатив. Через 2 мин влить по 0,5 мл

жидкости во вторую пару пробирок с растворами йода, еще через 2 мин

– в третью пару и т. д. В зависимости от активности фермента интервал

между взятием проб может быть изменен; важно только, чтобы пробы

из обеих пробирок брались одновременно.

Результаты записать в таблицу, указывая в соответствующей

графе окраску раствора йода. Таблица 21

Влияние температуры на гидролиз крахмала амилазой

Температура,

°С

Продолжительность гидролиза, мин

0 2 4 6 8 10 12

15

45

Сделать вывод о влиянии температуры на активность амилазы.

Вопросы:

1) При стрессовом воздействии на организм растения возрастает активность

гидролитических ферментов. Какое это может иметь защитное значение для

растения?

Работа 23. Защитное действие сахара на цитоплазму при

замораживании

Цель занятия: Убедиться в защитном действии сахарозы на

растительные клетки при действии отрицательных низких температур.

При замерзании растительных тканей в межклетниках

образуются кристаллы льда, которые оттягивают воду от цитоплазмы.

82

Если цитоплазма недостаточно морозоустойчива, то она, не выдержав

обезвоживания, а также механического давления кристаллов льда,

коагулирует. О степени повреждения цитоплазмы можно судить по ее

способности удерживать клеточный сок. Устойчивость коллоидов

цитоплазмы может быть повышена защитными веществами, среди

которых важная роль принадлежит растворимым сахарам.

Материалы и оборудование: 1) корнеплод красной свеклы; 2) 1,0 и 0,5 М растворы

сахарозы; 3) 8 %– ный раствор NaCl в капельнице; 4) снег или лед в кастрюле или в тазике; 5) соль

поваренная; 6) лопатка для перемешивания снега; 7) термометр до – 25 °С; 8) скальпель; 9) бритва;

10) фарфоровая чашка; 11) пробирки с резиновыми колечками (3 шт.); 12) стакан; 13) микроскоп;

14) предметные и покровные стекла; 15) кисточка; 16) карандаш по стеклу; 17) кусочки

фильтровальной бумаги.

Практические задания: 1. Закладывают опыт в котором такни корнеплода столовой

свеклы подвергаются действию замораживания при наличии в среде

сахарозы и без нее.

2. Определяют степень повреждения после замораживания, по

наличию плазмолиза (сохранения свойства полупроницаемости).

3. Делается вывод о защитном влиянии сахарозы на растительные

клетки при действии отрицательных температур.

Ход работы. Из очищенного корнеплода красной свеклы сделать

12–15 одинаковых по размеру не очень тонких срезов (толщина

примерно 1 мм). Поместить срезы в фарфоровую чашку и тщательно

промыть водой для удаления сока, вытекшего из поврежденных клеток.

Перенести по 4–5 срезов в 3 пробирки, снабженные этикетками. В 1– ю

пробирку налить на 1/4 воды, во 2– ю – столько же 0,5 М раствора

сахарозы, в 3– ю – 1,0 М раствора сахарозы.

Таблица 22

Защитное действие сахара на цитоплазму

Вариант Окраска наружного

раствора

Окраска среза Количество

плазмолизированных

клеток, %

Вода

Сахароза 0,5 М

Сахароза 1,0 М

Приготовить охладительную смесь: к 3 частям снега или битого

льда добавить 1 часть поваренной соли и тщательно перемешать

83

(температура должна быть около – 20 °С). Погрузить все пробирки в

охладительную смесь на 15 – 20 мин., после чего поставить в стакан с

водой комнатной температуры. После оттаивания отметить окраску

жидкости в пробирках и окраску срезов. Проверить жизнеспособность

клеток, подвергнув их плазмолизу в 8 %– ном растворе NaCl.

Результаты записать в таблицу 21.

В выводах объяснить различия между вариантами, отметив

значение сахара как защитного вещества.

Вопросы

1) В чем заключается биохимический механизм защитного действия сахарозы при низких

отрицательных температурах? 2) Какие биохимические изменения происходят в организме

растения в первую фазу закаливания к низким температурам?

Работа 24. Определения жаростойкости растений (по

Ф. Ф. Мацкову)

Цель занятия: 1. Сравнить жаростойкость листьев различных

декоративных парковых растений. 2. Найти летальную температуру

для тканей корнеплода столовой свеклы.

При повышении температуры выше оптимальной в растениях

нарушается обмен веществ и как следствие этого накапливаются

ядовитые вещества. При более высоких температурах резко

повышается проницаемость цитоплазматических мембран, а затем

наступает коагуляция белков и отмирание клеток.

Тема 1. Определения жаростойкости растений (по

Ф. Ф. Мацкову)

Если подвергнуть лист действию высокой температуры, а затем

погрузить в слабый раствор соляной кислоты, то поврежденные и

мертвые клетки побуреют вследствие свободного проникновения в них

кислоты, которая вызовет превращение хлорофилла в феофитин, тогда

как неповрежденные клетки останутся зелеными. У растений с кислым

клеточным соком феофитинизация может произойти и без обработки

соляной кислотой, так как при нарушении полупроницаемости

тонопласта органические кислоты проникают из клеточного сока в

цитоплазму и вытесняют магний из молекулы хлорофилла.

Материалы и оборудование: 1) свежие листья каких– либо растений; 2) 0,2 н. НС1; 3)

водяная баня; 4) термометр; 5) пинцет; 6) чашки Петри (5 шт.); 7) стакан с водой; 8) карандаш по

стеклу.

84

Практические задания: 1. Моделируется действие высоких температур на изолированные

листья растений.

2. Делается вывод о сравнительной жаростойкости изучаемых

растений.

Ход работы. Нагреть водяную баню до 40°С, погрузить в нее по

5 листьев исследуемых растений и выдержать листья в воде в течение

30 мин, поддерживая температуру на уровне 40°С. Затем взять первую

пробу: вынуть по одному листу каждого вида растений и поместить их

в чашку Петри с холодной водой (на чашке необходимо сделать

соответствующую надпись). Поднять температуру в водяной бане до

500С и через 10 мин после этого извлечь из бани еще по одному листу

и перенести их в новую чашку с холодной водой. Постепенно довести

температуру до 80°С, беря пробы через каждые 10 мин при повышении

температуры на 10°С.

Заменить воду в чашках 0,2 н. соляной кислотой и через 20 мин

учесть степень повреждения листа по количеству появившихся бурых

пятен. Результаты записать в таблицу, обозначив отсутствие побурения

знаком “—”, слабое побурение – “+”, побурение более 50% площади

листа – “ + +” и сплошное побурение – “+ + +”.

Таблица 23

Определение жаростойкости растений по степени феофитинизации

клеток мезофилла листа

Объект Степень повреждения листьев при t, °С

40 50 60 70 80

Сделать выводы о степени жаростойкости исследованных

растений.

Вопросы:

1) Назовите наиболее жаростойкие растения различных жизненных форм

(деревья, кустарники) окрестностей г. Симферополя.

Тема 2. Изучение влияние высокой температуры на

проницаемость цитоплазмы

85

При нагревании растений до температур выше оптимальной в

клетках нарушается обмен веществ: происходит разобщение дыхания

и фосфорилирования, прекращается синтез белков и усиливается их

распад, накапливаются ядовитые вещества. При более высоких

температурах резко повышается проницаемость цитоплазматических

мембран, а затем наступает коагуляция белков и отмирание клеток.

Материалы и оборудование: 1) корнеплод красной свеклы; 2) скальпель; 3) пинцет; 4)

термометр; 5) фотоэлектроколориметр; 6) электроплитка; 7) песочные часы на 1 мин; 8) штатив с

пробирками (7 шт.); 9) фарфоровая чашка; 10) стаканы химические (2 шт.); 11) колба с

дистиллированной водой; 12) пипетка на 10 мл; 13) карандаш по стеклу; 14) салфетка.

Практические задания:

1. Моделируют действие на ткань корнеплода столовой

свеклы высоких температур с интервалом 5 0С от 45 0С до 70 0С.

2. По выходу клеточного сока определяют степень

повреждаемости при разных температурах.

3. Делают вывод о летальной высокой температуре для

данного объекта

Ход работы. Вырезать из очищенного корнеплода красной

свеклы 7 прямоугольных кусочков размером 3 х 10 х 40 мм, поместить

их в фарфоровую чашку, многократно промыть водопроводной водой

до полного обесцвечивания промывных вод и оставить в чашке под

слоем воды. Результаты записать в таблицу 24. Таблица 24

Определение жаростойкости тканей корнеплода столовой свеклы

Номер пробирки Температура, 0С Оптическая плотность

1 75

2 70 3 65

4 60

5 55 6 50

7 45

Нагреть в стакане воду до 75 0С, захватить пинцетом один кусочек

свеклы и погрузить его ровно на 1 мин в нагретую воду, а затем

перенести в пробирку с 10 мл холодной дистиллированной воды,

сделав на ней надпись карандашом по стеклу. Добавлением холодной

воды охлаждать содержимое стакана до 70—65—60—55—50 и 450С и

86

при каждой температуре проделывать то же, что описано выше:

выдержать очередной кусочек в стакане в течение 1 мин и перенести в

пробирку с 10 мл дистиллированной воды. Встряхивать пробирки в

течение 15 мин и определить интенсивность окраски жидкости на

ФЭКе при зеленом светофильтре (против дистиллированной воды).

Вычертить кривую выделения антоциана из клеток, откладывая

по оси абсцисс температуру, а по оси ординат – оптическую плотность.

Найти летальную температуру – наименьшую температуру,

вызывающую наибольший выход пигмента из клеток.

Вопросы:

1) Как влияет высокая литература на свойство полупроницаемости

растительных клеток? 2) Каков максимум летальных высоких температур для

растений? От чего он зависит?

Работа 25. Определение водоудерживающей способности

тканей изолированных листьев растений методом прямого

завядания по Арланду

Цель занятия: Сравнить водоудерживающую способность

листьев парковой растительности окрестностей г. Симферополя.

Метод, предложенный Арландом, заключается в учете скорости

потери воды при завядании проростков или срезанных побегов путем

многократного взвешивания. Интервал между первым и вторым

взвешиванием должен составлять 30 мин для травянистых растений и

1–2 ч для древесных пород.

Арланд считает, что факторы, повышающие “скорость

водоотдачи”, снижают продуктивность растений, и наоборот,

оптимальным условиям соответствует минимальная потеря воды

завядающими растениями. Исследование “водоудерживающей

способности” дает возможность быстро определить потребность

растений в удобрениях, проводить сравнительное изучение сортов и т.

д. Величины, полученные при измерении водоотдачи растений, взятых

непосредственно с поля и имеющих разную степень насыщения водой,

не всегда могут служить основой для заключений. Растения должны

быть подготовлены к исследованию так, чтобы их клетки были

приведены в сравнимое состояние. Для этого их выращивают в

одинаковых условиях и насыщают водой.

Материалы и оборудование: 1) побеги различных древесных и травянистых растений,

проростки злаков в фазе четырех листьев, насыщенные водой (вечером накануне определения

87

срезать острым скальпелем или бритвой, поставить в воду с температурой 25–28 0С и закрыть

колпаком или поставить в шкаф с плотно закрывающимися дверцами); 2) скальпель; 3) весы

технические с разновесом; 4) фильтровальная бумага.

Практические задания: 1. Изолированные листовые пробы подвергают завяданию.

2. В течение 2– х часов и через каждые 0,5 часа проводят

повторные взвешивания для определения потери воды.

3. Данные выражают в виде графика.

4. Делают вывод о скорости потери воды листьями и

засухоустойчивости изучаемых тканей.

Ход работы. Листовая проба из 10 листьев, взятая с учетом

ярусности и расположения листьев на побеге, доставляется в

лабораторию в целлофановом мешке. Листья, взвешивают и

раскладывают каждую пробу на отдельном листе бумаге для завядания

(нижней стороной листа к верху). Таблица 25

Определение водоудерживающей способности тканей изолированных

листьев растений

Объект Исходная

масса 10

листьев

Потеря воды при завядании за время (час)

0,5 1,0 1,5 2,0

г % г % г % г %

Исходный вес пробы записывают на том же листе. Через 0,5, 1,

1,5 2, 2,5, 3 часа завядания пробы взвешивают с целью определения

потери воды за данный промежуток времени. Определяем потерю воды

листьями за каждый срок в % к исходному весу. Результат выражается

графически. Метод является сравнительным. Результаты вносятся в

таблицу 25.

Сделать вывод, сопоставляя водоудерживающую способность

разных объектов.

88

Вопросы:

1) Какие древесные растения окрестности г. Симферополя обладают

наибольшей водоудерживающей способностью? 2) Можно ли по величине

водоудерживающей способности судить о засухоустойчивости растения в целом?

3) Совпадает ли способность удерживать воду и жаростойкость у отдельных

объектов?

89

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Бутенко, Р. Г. Биология клеток высших растений in vitro и

биотехнологии на их основе : учебное пособие / Р. Г. Бутенко. – М.:

ФБК– ПРЕСС, 1991. – 160 с.

2. Викторов, Д. П. Малый практикум по физиологии растений :

учебное пособие / Д. П. Викторов. – М. : Высш. школа, 1983. – 135

с.

3. Гродзинский, А. М. Краткий справочник по физиологии растений /

А. М. Гродзинский, Д. М. Гродзинский. – К. : Наук. думка, 1973. –

591 с.

4. Доспехов, Б. А. Методика полевого опыта / Б. А. Доспехов. – М. :

Колос, 1973. – 336 с.

5. Дымина, Е.В. Практические занятия по физиологии и биохимии

растений / Е.В. Дымина, И.И. Баяндина. – Новосибирск : НГАУ,

2010. — 136 с.

6. Кузнецов, Вл. В. Физиология растений / Вл. В. Кузнецов, Г. А.

Дмитриева. – М. : Высш. школа, 2006. – 504 с.

7. Лакин, Г. Ф. Биометрия / Г. Ф. Лакин. – М. : Высш. школа. – 1980. –

352 с.

8. Медведев, С. С. Физиология растений. Учебник / С. С. Медведев. –

СПб. С.- Петерб. университет, 2004. – 336 с.

9. Методы биохимического исследования растений / А. И. Ермаков [и

др.]. – Л. : Колос, 1972. – 456 с.

10. Минеральное питание растений: Методические указания для

выполнения лабораторных работ по дисциплине «Физиология

растений» для обучающихся очной формы обучения по

направлению подготовки 35.03.10 «Ландшафтная архитектура» / –

Нижний Новгород: Нижегородский государственный архитектурно-

строительный университет, ЭБС АСВ, 2014.— 74 c.

11. Павленко, В. Б. Анализ экспериментальных данных на компьютере:

[учебное пособие для обучающихся биологического факультета] / В.

Б. Павленко. ― Симферополь, 2007. ― 43 с.

12. Патофизиология сельскохозяйственных культур: учебное

пособие / Кошкин Е.И. – М. : Проспект, 2016.

13. Паушева,З. П. Практикум по цитологии растений / З. П. Паушева. –

М. : Агропромиздат, 1988. – 271 с.

90

14. Плохинский, Н. А. Математические методы в биологии / Н. А.

Плохинский. – М. : Изд– во МГУ, 1978. – 264 с.

15. Полевой, В. В. Физиология растений : учебник для биол. спец. вузов

/ В. В. Полевой. – М. : Высшая школа, 1989. – 464 с.

16. Починок, Х. Н. Методы биохимического анализа растений / Х. Н.

Починок. – К. : Наукова думка, 1976. – 336 с.

17. Практикум по физиологии растений / под ред. Н. Н. Третьякова. –

М. : Агропромиздат, 1990. – 271 с.

18. Рогожин, В.В. Биохимия растений : учебник / В.В. Рогожин .— СПб.

: ГИОРД, 2012 .— 430 с.

19. Рогожин, В.В. Практикум по физиологии и биохимии растений:

Учебное пособие / В.В. Рогожин, Т.В. Рогожина. – СПб.: ГИОРД,

2013. – 352 c

20. Физиология растений / Н. Д. Алехина [и др.]. – М. : Академия, 2005.

– 640 с.

21. Физиология растений : учебник для студ. вузов / под ред. И. П.

Ермакова. – 2– е изд. – М. : Академия, 2007. – 640 с.

22. Якушкина Н. И. Физиология растений / Н. И. Якушкина – М. :

Просвещение, 1993. – 351 с.