ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 1 ...
Transcript of ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 1 ...
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 1
Encapsulación de un Consorcio Microbiano con Actividad Promotora de Crecimiento
Vegetal (PGPM) en una Matriz de Almidón de Yuca y Alginato
Amador Lamus Ingrid Sofia
Universidad de Santander
Facultad de Ciencias Exactas, Naturales y Agropecuarias
Microbiología Industrial
Bucaramanga
2021
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 2
Encapsulación de un Consorcio Microbiano con Actividad Promotora de Crecimiento
Vegetal (PGPM) en una Matriz de Almidón de Yuca y Alginato
Amador Lamus Ingrid Sofia
Trabajo de Grado Para Optar por el Título de Microbióloga Industrial
Director
Acevedo Agusto Carlos Isidro
M.Sc
Codirector
Agualimpia Valderrama Bayron Enrique
M.Sc
Asesores
Ropero Vega José Luis
Ph.D
Osorio Márquez Jorge Daniel
BSc.
Universidad de Santander
Facultad de Ciencias Exactas, Naturales y Agropecuarias
Microbiología Industrial
Bucaramanga
2021
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 4
Dedicatoria
A mis papás, por darme el mejor ejemplo de vida, por sacarme a delante y luchar
conmigo hasta el final a pesar de tantos tropiezos por el camino. Gracias a ellos y a mi hermana
Nathalie que siempre creyeron en mí, aceptaron mis errores y ayudarme a ser mejor cada día.
¡Por mateo, para ser su mejor ejemplo de vida y lograr que llegue a ser mejor que nosotras! Lo
son todo para mí, gracias por confiar en mí.
A Julián, quien con sus regaños, consejos y compresión me ayudaron a nunca parar o
desistir a culminar mis prácticas y este proyecto. ¡Gracias por tanto amor!
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 5
Agradecimientos
Especialmente agradezco a mi profesor Carlos Acevedo quien me guio durante mis dos
últimos años de carrera en mi trabajo de grado y mi año de prácticas formativas, sin duda alguna
cada consejo, regaño y conocimiento de él me ayudo a ser mejor y a formarme como una gran
profesional. Al profesor Bayrón Agualimpia quien me acompaño en mis últimos días de
laboratorio colaborándome para poder acabar de la mejor manera posible todos los ensayos. Y a
mis asesores por su apoyo y aporte en desarrollo del trabajo, sin ustedes no hubiese podido
culminar esta gran etapa.
Al personal del laboratorio de Agroecología y biotecnología, por su valiosa colaboración
al realizar este proyecto.
A mis compañeros de la universidad, en especial a Paula, por brindarme sus
conocimientos y su amistad durante toda la carrera. Por estar siempre presente a pesar de las
diferencias. Gracias a Tatiana y Laura por ser mis compañeras de lucha durante estos últimos 3
años, con su compañerismo, amistad y apoyo moral para culminar juntas esta etapa.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 6
Contenido
Pág.
Introducción .................................................................................................................................. 18
1. Planteamiento del Problema ..................................................................................................... 20
2. Justificación .............................................................................................................................. 22
3. Marco Teórico ........................................................................................................................... 24
3.1 Microorganismos Promotores de Crecimiento Vegetal (PGPM) ........................................ 24
3.1.1 Mecanismos para la Promoción de Crecimiento Vegetal Mediada por PGPM ........... 24
3.1.1.1 Bacterias Promotoras de Crecimiento Vegetal. ..................................................... 25
3.1.1.2 Rizobacterias Solubilizadores de Fosfato. ............................................................. 26
3.1.1.3 Rizobacterias Fijadoras de Nitrógeno. ................................................................... 27
3.1.1.4 Rizobacterias Productoras de Fitorreguladores. .................................................... 27
3.2 Producción de Inoculantes Microbianos ............................................................................. 28
3.2.1 Técnicas de Inmovilización .......................................................................................... 29
3.2.2 Encapsulación de Microorganismos ............................................................................. 29
3.2.3 Método de Extrusión o Goteo ....................................................................................... 30
3.3 Matrices Poliméricas Orgánicas .......................................................................................... 31
3.3.1 Alginato ........................................................................................................................ 31
3.3.2 Almidón ........................................................................................................................ 32
3.3.2.1 Almidón de Yuca. .................................................................................................. 33
3.3.2.1.1 Gelatinización. ................................................................................................ 34
3.3.2.1.2 Polímeros Biodegradables. .............................................................................. 34
4. Marco Referencial ..................................................................................................................... 36
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 7
5. Marco Legal .............................................................................................................................. 39
6. Hipótesis ................................................................................................................................... 40
7. Objetivos ................................................................................................................................... 41
7.1 Objetivo General ................................................................................................................. 41
7.2 Objetivos Específicos .......................................................................................................... 41
8. Metodología .............................................................................................................................. 42
8.1 Ubicación ............................................................................................................................ 42
8.2 Manipulación de Microorganismos de Referencia ............................................................. 42
8.3 Preparación del Inóculo ....................................................................................................... 43
8.3.1 Preparación de las Soluciones de los Polímeros Almidón Yuca - Alginato ................. 43
8.3.2 Encapsulación de Microorganismos en la Matriz de Alg-Almidón .. ¡Error! Marcador
no definido.
8.4 Pruebas de Viabilidad de las Matrices de Alginato-Almidón de Yuca Encapsuladas ........ 45
8.4.1 Prueba de la Forma y Tamaño ...................................................................................... 45
8.4.2 Determinación de la Concentración Microbiana Obtenida Después de la
Encapsulación ........................................................................................................................ 46
8.4.3 Evaluación de Viabilidad Mediante Exposición Luz Ultravioleta ............................... 46
8.4.3.1 Concentración Microbiana Viable Después de Exposición UV. ........................... 46
8.4.3.2 Evaluación de la Capacidad Promotora de Crecimiento Vegetal. ......................... 47
8.4.3.3 Prueba de Fijación de Nitrógeno. .......................................................................... 48
8.4.3.4. Prueba de Solubilizadores de Fosfato. .................................................................. 48
9. Resultados y Discusión ............................................................................................................. 49
9.1 Pruebas de Viabilidad de las Matrices de Alginato-Almidón de Yuca Encapsuladas ........ 49
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 8
9.1.1 Pruebas de la Forma y Peso de las Matrices ................................................................. 49
9.1.2 Recuento de la Concentracion Microbiana Obtenida por Perla Despues de la
Encapulación ......................................................................................................................... 57
9.2 Concentración Microbiana Viable Después de Exposición UV ......................................... 59
9.2.1 Crecimiento Microbiano Viable Después de Exposición UV ...................................... 59
9.3 Verificación de Forma Cualitativa la Capacidad Promotora del Crecimiento Vegetal ...... 62
9.3.1 Capacidad Fijadora de Nitrógeno ................................................................................. 62
9.3.2 Solubilizadores de Fosfato............................................................................................ 65
10. Conclusiones ........................................................................................................................... 68
11. Recomendaciones ................................................................................................................... 69
Referencias Bibliográficas ............................................................................................................ 70
Apéndices ...................................................................................................................................... 81
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 9
Lista de Figuras
Pág.
Figura 1. Estructura Química de la Amilosa y Amilopectina del Almidón .................................. 33
Figura 2. Recuperación de Microorganismos PGPM en Medio NBY Durante 6 Semanas en
Agitación Constante a 28°C. A) TSEBT 05-01 B) TSPHP 04-01 C). TSEBT 01-01 .................. 42
Figura 3. Encapsulación de Consorcio Microbiano PGPM Mediante la Técnica de Goteo en
Matriz Alginato-Almidón de Yuca. .............................................................................................. 45
Figura 4. Representación del Proceso para el Crecimiento de Microorganismos Viables
Encapsulados en la Matriz Alg-Almidón de Yuca ....................................................................... 47
Figura 5. Control positivo de Perlas Alginato-Almidón Comercial Almacenada a 4°C. ............. 50
Figura 6. Perlas de Alginato-Almidón de Yuca Almacenadas a 4°C. A) Alginato 1%-Almidón
5% B) Alginato 1%- Almidón 15% .............................................................................................. 50
Figura 7. Perlas de Alginato-Almidón de Yuca Almacenadas a 4°C. A) Perlas Alginato 1% -
Almidón 15% TSEBT 05-01. B) Perlas Alginato 1% -Almidón 5% TSEBT 05-0. C). Perlas Alg
1% -Almidón 15% TSEBT 01-01. D) ). Perlas Alginato 1% -Almidón 5% TSEBT 01-01 E).
Perlas Alginato 1% -Almidón 15% TSPHT 04-01. F) Perlas Alginato 1% -Almidón 5% TSPHT
04-01 ............................................................................................................................................. 51
Figura 8. Control Positivo del Medio Ashby. El Medio Presentó un Viraje a Color Azul Luego de
Agregar Dos Gotas de Azul de Bromotimol. ................................................................................ 62
Figura 9. Prueba de Viabilidad de las Bacterias PGPM Encapsuladas. A) Bacteria TSEBT 01-01
Encapsulada en Alginato 1%- Almidón 5% Almacenada a 4°C e Inoculada en Medio Ashby.
Trascurrido este Tiempo, se Agregaron Azul de Bromotimol, Realizando un Viraje a Color Azul.
B) Bacteria TSEBT 01-01 Encapsuladas en Matriz Alginato 1% -Almidón 15% Almacenadas a
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 10
4°C e Inoculadas en Medio Ashby Durante 48 horas. Trascurrido este Tiempo, se Agregaron
Gotas de Azul de Bromotimol. ..................................................................................................... 63
Figura 10. Prueba de Viabilidad de las Bacterias PGPM Encapsuladas. A) Bacteria TSEBT 05-
01 Encapsulada en Alginato 1%- Almidón 5% Almacenada a 4°C e Inoculada en Medio Ashby.
Trascurrido este Tiempo, se Agregaron Azul de Bromotimol Mostrando que no Hubo Cambio de
Color. B) TSEBT 05-01 05-01 Encapsuladas en Matriz Alginato 1% -Almidón 15%
Almacenadas a 4°C e Inoculadas en Medio Ashby Durante 48 Horas. Trascurrido este Tiempo,
se Agregaron Gotas de Azul de Bromotimol y no Mostro Ningún Cambio. ................................ 64
Figura 11. Prueba de Viabilidad del Hongo PGPM Encapsuladas. A) Hongo TSPHP 04-01
Encapsulada en Alginato 1%- Almidón 5% Almacenada a 4°C e Inoculada en Medio NBRIP.
Trascurrido este Tiempo. B) Hongo TSPHP 04-01 Encapsuladas en Matriz Alginato 1% -
Almidón 15% Almacenadas a 4°C e Inoculadas en Medio NBRIP Durante 48 Horas. Trascurrido
Este Tiempo, se Observó una Sedimentación en el Medio. .......................................................... 66
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 11
Lista de Tablas
Pág.
Tabla 1. Soluciones para la Preparación de la Matriz de Almidón- Alginato .............................. 44
Tabla 2. Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSEBT 01-01 en matriz Alginato-
Almidón Yuca Respecto a su Forma ............................................................................................ 52
Tabla 3. Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSEBT 01-01 en Matriz Alginato-
Almidón Yuca Respecto a su Tamaño .......................................................................................... 53
Tabla 4. Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSEBT 05-01 en Matriz Alginato-
Almidón Yuca Respecto a su Forma ............................................................................................ 54
Tabla 5. Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSEBT 05-01 en Matriz Alginato-
Almidón Yuca Respecto a su Tamaño .......................................................................................... 55
Tabla 6. Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSPHP 04-01 en Matriz Alginato-
Almidón Yuca Respecto a su Forma ............................................................................................ 56
Tabla 7. Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSPHP 04-01 en Matriz Alginato-
Almidón Yuca Respecto a su Tamaño .......................................................................................... 57
Tabla 8. Promedio del Recuento del Microorganismo Encapsulados en Matriz de Alginato-
Almidón Yuca ............................................................................................................................... 58
Tabla 9. Características Morfológicas de Microorganismos PGPM en Agar NBY Antes de Ser
Expuestos a UV y Características Morfológicas Después a Exposición UV ............................... 59
Tabla 10. Composición del medio NBY líquido .......................................................................... 81
Tabla 11. Composición del medio NBY sólido ............................................................................ 81
Tabla 12. Composición del medio Ashby líquido ........................................................................ 81
Tabla 13. Composición del medio NBRIP líquido. ...................................................................... 82
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 12
Tabla 14. Recuento del microorganismo encapsulados en matriz de alginato-Almidón yuca ..... 84
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 13
Lista de Apéndices
Pág.
Apéndice A. Preparación del medio NBY Liquido y sólido para los microorganismos
PGPM ............................................................................................................................................ 81
Apéndice B. Cálculos de la concentración de almidón de yuca y alginato para la
encapsulación de microorganismos .............................................................................................. 83
Apéndice C. Recuento de microorganismos viables después de la encapsulación en
Alginato-Almidón de yuca por cámara de neubauer .................................................................... 84
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 14
Resumen
Título
Encapsulación de un consorcio microbiano con actividad promotora de crecimiento
vegetal (PGPM) en una matriz de almidón de yuca y alginato.
Autor
Amador Lamus Ingrid Sofia
Palabras Clave
Almidón de Yuca, alginato, Encapsulación, Actividad PGPM
Descripción
El uso de microorganismos promotores de crecimiento vegetal (PGPM) son la alternativa
actual para mejorar la producción agrícola. De esta manera, El objetivo de este trabajo de
investigación fue evaluar la encapsulación de un consorcio microbiano con actividad PGPM a
partir de alginato y almidón de yuca. Para tal fin, se realizó la encapsulación de las bacterias
TSEBT 01-01, TSEBT 05-01 y el hongo TSPHP 04-01 utilizando como material de soporte el
alginato a una concentración de 1% y el almidón de yuca variando su concentración ente 5 y
15%. Posteriormente, se realizaron pruebas de forma, tamaño y peso para establecer qué relación
de alginato y almidón de yuca les confería uniformidad a las perlas. Para establecer la cantidad
de microorganismos viables dentro de las perlas se realizó un conteo directo en cámara de
Neubauer. Finalmente, se sometieron los microorganismos encapsulados a luz UV durante 60
segundos para establecer si su morfología macroscópica y su actividad PGPM se veía afectada
por la radiación. Se encontró que la bacteria TSEBT 01-01 mantenía su actividad fijadora de
nitrógeno y el hongo TSPHP 04-01 su actividad solubilizadora de fosfato. De acuerdo con lo
anterior, se concluye que, el almidón de yuca a cualquier concentración permite la formación de
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 15
estructuras con el alginato, donde a una concentración de almidón de 15% no se evidencian
cambios de forma o tamaño mostrándose como una alternativa de protección para los
microorganismos evaluados.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 16
Abstract
Title
Encapsulation of a microbial consortium with plant growth promoting activity (pgpm) in
a yucca and alginate starch matrix.
Author
Ingrid Sofia Amador Lamus
Key words
Yucca starch, Alginate, Encapsulation, PGPM Activity
Description
The use of microorganisms that promote plant growth are the current alternative for
optimization in crops with the potential to positively affect plant growth. In this way, the
objective of this research was to evaluate the encapsulation of a microbial consortium with plant
growth promoting activity from alginate and yucca starch. For this purpose, the encapsulation of
the bacteria TSEBT 01-01, TSEBT 05-01 and the fungus TSPHP 04-01 was carried out using
alginate at a concentration of 1% as support material and yucca starch varying its concentration
between 5 and 15%. Subsequently, shape, size and weight tests were carried out to establish
which ratio of alginate and yucca starch conferred uniformity to the pearls. To establish the
quantity of viable microorganisms within the beads, a count was performed using the neubauer
technique. Finally, the previously encapsulated microorganisms were subjected to UV light for
60 seconds to establish if their macroscopic morphology and their enzymatic capacities were
affected by radiation. The bacterium TSEBT 01-01 was found to maintain its nitrogen fixing
activity and the fungus TSPHP 04-01 its phosphate solubilizing activity. In accordance with the
above, it is concluded that yucca starch at any concentration allows the formation of structures
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 17
with alginate, where at a starch concentration of 15% no changes in its shape or size are
expected, conferring it to be a protective barrier. to microorganisms.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 18
Introducción
Los bioinsumos de uso agrícola, se han convertido en una alternativa de producción para
el control de plagas, enfermedades y la mejora de fertilidad de los suelos generando una
agricultura sana y sostenible (Somoza, 2011, p.10-40). En Colombia para el año 2020 se
encontraron registradas 146 empresas de bioinsumos, el 75,5% son productoras y el 45,5% son
importadoras (Agropecuario, 2020, p.5). Se conoce que estas empresas se encuentran ubicadas
en Cundinamarca, Valle del cauca y Antioquia. De acuerdo con el ICA, el 46,7% de las empresas
ofrecen agentes biológicos para control de placas, el 26,7% es de inoculantes biológicos y el
26,6% de productos bioquímicos (Zambrano et ál, 2015, p.15). Los bioinsumos presentan un
potencial en la disminución de las moléculas del suelo afectadas (hierro, cobre, zinc, manganeso
y boro), limitando el efecto invernadero para el mejoramiento de la calidad del cultivo,
promoviendo el bajo costo (Asobiocol, 2019, p.9).
Actualmente, los bioinsumos presentan un potencial para la disminución en el impacto de
las moléculas químicas, produciendo una limitación en el efecto invernadero y el mejoramiento
de la calidad del producto, promoviendo la disminución de costos y acelerando el crecimiento de
los cultivos.
Los biofertilizantes de microorganismos PGPM minimizan notablemente el impacto
ambiental generado por los fertilizantes químicos, mejorando el rendimiento de los cultivos
(Almanza, et ál, 2018, p.52). Por medio de estas actividades de solubilización de fosfato,
fijadoras de nitrógeno y mecanismos indirectos PGPR han desarrollado inoculantes microbianos
que mejoran fisiológicamente los cultivos aumentando la biomasa y la resistencia a fitopatógenos
y el crecimiento rápido de los cultivos (Ahemand y Kibret, 2013, p.15).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 19
Estudios han demostrado que la conservación microbiana se realiza mediante la
encapsulación con matrices poliméricas, las cuales ofrece protección contra el estrés ambiental,
aumenta la supervivencia y liberación de microorganismos en el suelo o semillas (Hernández, et
ál, 2011, p.6). Las características de un recubrimiento ideal para la encapsulación son: baja
viscosidad a altas concentraciones, máxima protección a condiciones adversas (luz, pH, oxígeno
y humedad) (Martin, y Gallardo, 2010, p.50). El alginato es un polisacárido aniónico, en la
encapsulación se usa en concentraciones de 0,5 a 4% para mayor seguridad a la capsula. El
almidón contiene alto contenido de amilosa formando películas fuertes, resistentes y con
gelificación rápida (Kailasapathy, 2003, p.48).
Por ello, este trabajo se enmarca en la encapsulación de un consorcio microbiano con
actividad promotora de crecimiento vegetal en una matriz de almidón de yuca y alginato. De esta
manera, se podrán aplicar futuras investigaciones en el ámbito de la biotecnología mejorando los
bioinsumos para cultivos agro-sostenibles.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 20
1. Planteamiento del Problema
La producción agrícola tradicional se ha conocido por su poca tecnificación y uso de agro
insumos, fertilizantes y demás, por ello, se ha empezado a incorporar la agricultura moderna
donde la ciencia y tecnología es más eficiente ahorrando recursos y logrando una mejor
producción (Aristizabal, 2014, p.66). Los bioinsumos son una estrategia para esta agricultura
sostenible y sustentable, sin embargo, la diversidad de ellos es escasa debido a que la producción
o el desarrollo de estos productos pueden tardar entre cinco y diez años estudiando la diversidad
microbiana asociada a cada tipo de suelo garantizando su calidad (García, 2009, p.44).
El uso de insumos de síntesis química ha generado problemas globales, causando
agotamiento de la nutrición en el suelo; estos efectos adversos han generado la reducción en la
producción de cultivos y esto es causado por la baja diversidad de bioinsumos biológicos. La
amplia diversidad de microorganismos benéficos ha minimizado factores de riesgos y pérdidas
en cultivos de interés económico, aplicándose directamente a las semillas (Ballester, et ál, 2014).
Los consorcios microbianos tienen gran impacto ya que, pueden resistir mejor los
periodos de limitación de nutrientes debido a la diversidad metabólica disponible entre especies
(Lincheng, et ál, 2008, p.35). Además, se caracterizan por la utilización del recurso y la
adaptación a diferentes cambios ambientales. Por esta razón, para minimizar estos limitantes, se
han utilizado técnica de encapsulación en matrices poliméricas naturales (Birch, et ál, 2017,
p.40).
Un consorcio microbiano PGPM debe superar temperaturas, humedad, salinidad,
radiación UV y estrés hídrico del suelo. Un aspecto importante por destacar es que el inoculante
microbiano no pierda la actividad al ser transportado a campo. La encapsulación con polímeros
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 21
muestra efectos positivos y generan efectos como la protección de los microorganismos
aumentando la supervivencia y liberación de ellos en cultivos o suelos (Bashan, et ál, 2008).
Actualmente, el laboratorio de Agroecología de la UDES cuenta con un consorcio
microbiano con actividad PGPM (promotora de crecimiento vegetal) evaluado a nivel de
laboratorio, vivero y campo; mostrando efectos benéficos sobre los índices de desarrollo vegetal
en sacha inchi. Pese a lo anterior, no se cuenta con un soporte que permita la encapsulación de
estos microorganismos para ser utilizado como un bioinsumo. Por ello, debido a las cualidades
que presenta el almidón de yuca en su potencial de formación de películas biodegradables se
evaluó como un candidato para conformar una matriz con alginato, de tal forma que permitan la
formación de perlas las cuales mantengan la conservación, viabilidad y almacenamiento de dicho
consorcio con actividad PGPM.
Pregunta de Investigación: ¿Cómo se ve afectada la estabilidad y viabilidad de un
consorcio microbiano con actividad PGPM encapsulado en almidón de yuca y alginato?
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 22
2. Justificación
El impacto positivo generado por los biofertilizantes en la agricultura los últimos años es
ampliamente reconocido, ya que contiene microorganismos con actividad PGPM
(solubilizadores de fosfato, fijadores de nitrógeno y productores de sustancias indolicas
promotoras de crecimiento vegetal), los cuales reducen el uso de fertilizantes sintéticos, de tal
forma que mitigan el impacto ambiental, como la eutrofización, lluvia ácida, entre otros (Zhang,
2003, p.9). En Sinaloa, México en el 2010 fue el principal productor nacional de leguminosas en
el país, debido al uso de biofertilizantes, que mostraron la capacidad de sustituir la fertilización
convencional, pues este bioinsumo contaba con microorganismos capaces de fijar nitrógeno,
solubilizar fosfato y sintetizar sustancias reguladoras de fitohormonas (Basahan, et ál, 2014,
p.33).
La encapsulación de microorganismos como forma de inmovilización celular provee de
una protección frente a condiciones adversas del medio ambiente, el cual permite una alta
concentración celular permitiéndole estabilidad a los microorganismos. Uno de los métodos de
encapsulación de células más empleados, consiste en la utilización de medios poliméricos,
inorgánicos o una combinación de ambos, con el fin de lograr un sistema que sea asequible,
viable, estable y económico. (Wasi, et ál, 2013, p.185). Por ejemplo, en la India, se utilizan
microorganismos promotores de crecimiento (PGPM) promoviendo una agricultura sostenible,
sus estudios empezaron midiendo el impacto negativo que han ocasionado los agro insumos
sobre sus recursos naturales (Hernández, et ál, 2011, p.6). Estudios de Debasis et ál., (2019)
demostraron contribuciones en el desarrollo de bioinsumos a base de microorganismos PGPM
para diferentes cultivos agrícolas (Soya, maíz, tomate, fresa, trigo), obteniendo como resultado
un producto enfocado en la agrobiotecnología o nanotecnología en la formulación de bioinsumos
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 23
para la productividad de los cultivos agrícolas (p.45). Por otro lado, el almidón de yuca genera
gran interés al obtener características que permitan el desarrollo de materiales biodegradables
(plásticos) por su capacidad de gelificación, la cual permite moldearlo y así formar películas. Los
polisacáridos como el alginato y el almidón han mostrado beneficios en la obtención de matrices
de encapsulación de microorganismos. Normalmente, las matrices empleadas son perlas de
alginato de sodio, maltodextrinas y arroz; siendo el alginato uno de los principales polímeros
utilizados como soportes de inmovilización por su estabilidad, formación de biopelículas y de
gel, facilitando el almacenamiento y conservación de microorganismos (Chicaiza y Florez, 2016,
p.20). Por esto, es necesario que los microorganismos obtengan un soporte que evite su
exposición a condiciones adversas y se puedan vehiculizar de manera eficiente. Para ello, se
utilizaron técnicas de encapsulación mediante matrices poliméricas como lo es el almidón de
yuca y el alginato, los cuales, dado sus nutrientes pueden ser una fuente de energía para los
microorganismos manteniendo su viabilidad a través del tiempo. El desarrollo de este trabajo
contribuirá a fortalecer y enriquecer la línea de investigación en el área de la biotecnología.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 24
3. Marco Teórico
3.1 Microorganismos Promotores de Crecimiento Vegetal (PGPM)
Los microorganismos promotores de crecimiento vegetal (PGPM), son bacterias, hongos,
levaduras y/o virus, que se encuentran en el suelo y que pueden incrementar el crecimiento y
productividad vegetal de forma directa o indirecta mediante una serie de mecanismos complejos
que interactúan entre sí para establecer relaciones benéficas entre estos y las raíces de las plantas
objetivo. Entre los microorganismos más conocidos están las especies pertenecientes a los
géneros Rhizobium, Pseudomonas, y Azospirillum. (de-Bashan et al., 2007; Birch, et ál, 2017
p.40).
3.1.1 Mecanismos para la Promoción de Crecimiento Vegetal Mediada por PGPM
Los mecanismos directos se relacionan con la producción de fitohormonas de tipo auxinas
y giberelinas o la regulación de la producción de hormonas por parte de la planta (Puente, et ál,
2010, p.116). Entre los microorganismos más utilizados se encuentra Pseudomonas fluorescens,
que estimula el crecimiento de la plata mediante la producción de antibióticos, evitando
enfermedades en cultivos por otras bacterias y hongos, a su vez acelera la germinación de las
semillas y el crecimiento de las plantas por la síntesis de hormonas, como auxinas y citoquininas
(Jime, et ál, 2012, p.13). En los hongos generalmente se encuentran diferentes especies de
Trichoderma spp, para el control de hongos fitopatógenos del suelo, principalmente de
Colletotrichum spp, Pythium y Fusarium entre otros., además tienen efecto promotor de
crecimiento por la producción de fitohormonas y solubilización del fosfato (Almanza, et ál,
2018, p.52).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 25
Otro tipo de mecanismos directos de los PGPM permiten la supresión de hormonas de
estrés como el etileno, la mejora de consumo de agua, nutrientes mediante la fijación de
nitrógeno y la solubilización de fosfato (Perez, et ál, 2017, p.10).
Por otra parte, los PGPM también protegen las plantas de patógenos mediante
mecanismos de acción indirecta, tales como: la inducción de la resistencia sistémica a
fitopatógenos, el control biológico de enfermedades, la producción de antibióticos y de
sideróforos (Voinnet, 2005; rao et al., (2000); Ahemand y Kibret, 2013, p.15).
Según Weert et al, (2003) los PGPM son de importancia, previniendo la marchitez y aumentando
el contenido mineral de los productos agrícolas (Fe, Zn, y Se). El beneficio fundamental es que
el uso de este tipo de microorganismos influye en la biodisponibilidad de nutrientes para los
cultivos mediante la solubilización, quelación, fijación y reacción óxido- reducción en el suelo,
así mismo, aliviar los efectos negativos del CO2 elevado, estrés por calor y salinidad (Abhilash,
et ál, 2016, p.11).
Los microorganismos que colonizan la rizosfera pueden clasificarse según sus efectos
sobre las plantas y la forma en que interactúan con las raíces. Teniendo en cuenta que las
bacterias son el grupo más abundante en el suelo y que su facilidad para adquirir recursos son
importantes para favorecer el crecimiento y desarrollo de la planta objetivo (Timmusk, et ál,
2011, p.6)., se realizará una revisión de forma específica en el campo de las bacterias promotoras
de crecimiento vegetal (PGPB).
3.1.1.1 Bacterias Promotoras de Crecimiento Vegetal. Las bacterias que pueden
promover el crecimiento de las plantas, es decir, (PGPB) incluyen aquellas que son de vida libre,
aquellas que forman relaciones simbióticas específicas con las plantas (por
ejemplo, Rhizobia spp. Y Frankia spp.), Endófitos bacterianos que pueden colonizar una parte o
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 26
una porción de los tejidos del interior de una planta y cianobacterias (antes llamadas algas verde
azuladas) (Galaviz, 2015, p.44). Las PGPB pueden promover el crecimiento de las plantas
directamente, ya sea facilitando la adquisición de recursos o modulando los niveles de hormonas
vegetales, o indirectamente disminuyendo los efectos inhibidores de varios agentes patógenos
sobre el crecimiento y desarrollo de las plantas, es decir, actuando como bacterias de control
biológico (Peñin, 2017,p.5-30).
En los últimos años, el número de PGPR que se han identificado ha experimentado un
gran aumento, principalmente porque el papel de la rizosfera como ecosistema ha ganado
importancia en el funcionamiento de la biosfera. Se ha informado que varias especies de
bacterias como Pseudomonas, Azospirillum, Azotobacter, Klebsiella, Enterobacter, Alcaligenes,
Arthrobacter, Burkholderia, Bacillus y Serratia mejoran el crecimiento de las plantas (Kloeper et
al., 2008; Patra et al., 2007). Hay varios inoculantes de PGPR comercializados actualmente que
parecen promover el crecimiento a través de al menos un mecanismo; supresión de enfermedades
de las plantas (denominadas bioprotectores), mejora de la adquisición de nutrientes
(biofertilizantes) o producción de fitohormonas (bioestimulantes) (Sánchez, 2008, p.66-70).
3.1.1.2 Rizobacterias Solubilizadores de Fosfato. A pesar de que la cantidad de fósforo
en el suelo es generalmente bastante alta (a menudo entre 400 y 1200 mg kg -1 de suelo), la
mayor parte de este fósforo es insoluble y, por lo tanto, no está disponible para apoyar el
crecimiento de las plantas (Podile y Kshore, 2010, p.8-11). La limitada biodisponibilidad del
fósforo del suelo, combinada con el hecho de que este elemento es esencial para el crecimiento
de las plantas, significa que la incapacidad de obtener suficiente fósforo a menudo limita el
crecimiento de las plantas (Perez, et ál, 2017, p.10). Por lo tanto, la solubilización y
mineralización del fósforo por bacterias solubilizadores de fosfato es un rasgo importante en
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 27
PGPB y dentro de este grupo destacan especies de los géneros Bacillus spp, enterobacter spp y
pseudomonas spp (Sharma, et ál, 2013, p.18).
Típicamente, la solubilización del fósforo inorgánico ocurre como consecuencia de la
acción de ácidos orgánicos de bajo peso molecular como el ácido glucónico y cítrico, ambos
sintetizados por diversas bacterias del suelo (Rodríguez et al., (2009); González et al., (2004).
Por otro lado, la mineralización del fósforo orgánico ocurre a través de la síntesis de una
variedad de fosfatasas diferentes, catalizando la hidrólisis de ésteres fosfóricos (Rodríguez et al.,
2009). Es importante destacar que la solubilización de fosfato y la mineralización pueden
coexistir en la misma cepa bacteriana (Tao et al., 2008).
3.1.1.3 Rizobacterias Fijadoras de Nitrógeno. La fijación biológica de nitrógeno (N2)
es esencial para las moléculas presentes en los organismos. El nitrógeno atmosférico es
convertido en formas asimilables para que las plantas mediante el proceso de fijación biológica
de nitrógeno donde las bacterias transforman el nitrógeno en amonio y se fijan por un complejo
enzimático llamado nitrogenasas (Hoffman, et ál, 2014, p.40-41). La fijación biológica del
nitrógeno es llevada a cabo por bacterias diazotroficas, un 80% de la fijación es llevada a cabo
por asociaciones simbióticas específicas con leguminosas. Los principales géneros de
rizobacterias fijadoras de N2 son: Klebsiella, Paenibacillus, Pantoe, Pseudomonas, Rhodobacter
y Stenotrophomonas (Perez, et ál, 2017, p.10).
3.1.1.4 Rizobacterias Productoras de Fitorreguladores. Las hormonas vegetales
juegan un papel clave en el crecimiento y desarrollo de las plantas y en la respuesta de las
plantas a su entorno (Bautista y Gallardo, 2008, p. 60). Además, durante su vida, una planta a
menudo se somete a una serie de tensiones no letales que pueden limitar su crecimiento hasta
que se elimine el estrés o la planta pueda ajustar su metabolismo para superar los efectos del
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 28
estrés (Glick, 2012, p. 4-10). Cuando las plantas encuentran condiciones ambientales que limitan
el crecimiento, a menudo intentan ajustar los niveles de sus fitohormonas endógenas para
disminuir los efectos negativos de los factores ambientales estresantes (Glick, 2012, p. 4-10). Si
bien esta estrategia a veces tiene éxito, los microorganismos de la rizosfera también pueden
producir o modular fitohormonas en condiciones in vitro (Maheswari, 2011, p.7) de modo que
muchas PGPB pueden alterar los niveles de fitohormonas y, por lo tanto, afectar el equilibrio
hormonal de la planta y su respuesta al estrés.
Varios estudios han demostrado que muchas bacterias del suelo en general, y PGPB en
particular, pueden producir citoquininas, giberelinas o ácido indolacético (Maheswari, 2011,
p.7). Así, por ejemplo, se han detectado alguna de estas hormonas en el medio libre de células
de algunas cepas de Azotobacter spp., Rhizobium spp., Pantoea agglomerans , Rhodospirillum
rubrum , Pseudomonas fluorescens, Bacillus subtilis y Paenibacillus polymyxa (Ramírez, et ál,
2009, p.1).
3.2 Producción de Inoculantes Microbianos
La formulación microbiana contiene una o más cepas bacterianas benéficas en una matriz
de transporte la cual puede ser orgánica, inorgánica o sintética a partir de moléculas definidas
(Pandey y Maheshwari, 2007, p.53). Estas matrices deben garantizar un alto número de células
presentes, asegurando su viabilidad y estabilidad fisiológica microbiana en el medio ambiente y
en el inoculo presente (Ramirez, et ál, 2014, p.3). En este contexto, se debe garantizar que la
formulación y producción comercial de bioinoculante cumplan con la integración de parámetros
físicos, químicos y biológicos que permitan la supervivencia de los microorganismos a través del
tiempo en diferentes condiciones medioambientales (Vanegas, et ál, 2012, p.55-67).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 29
Estos inoculantes presentan ventajas, pueden almacenarse a temperatura ambiente por
periodos prolongados, ofreciendo una calidad constante y un mejor ambiente para la
sobrevivencia de los microorganismos donde pueden ser fácilmente manipulados (Bashan, et ál,
2008, p.23).
3.2.1 Técnicas de Inmovilización
Existe gran variedad de metodologías de encapsulación de microorganismos aplicables a
diversos campos (medicina, industria alimentaria, industria farmacéutica, agricultura, cosmética,
entre otros) con diferentes materiales como soportes de inmovilización. Los métodos más
utilizados para estos microorganismos son: i) emulsión, ii) desecación por atomización, iii)
liofilización, y iv) extrusión o goteo (Aguilera, et ál, 2011, p.84).
3.2.2 Encapsulación de Microorganismos
La encapsulación se define como el proceso fisicoquímico en el cual los
microorganismos quedan atrapados en una membrana semipermeable, produciendo una cápsula
con un diámetro pequeño, donde los mismos flotan libremente sin afectar su actividad biológica
(Medina y Huertas, 2012, p.90-95). Así mismo, la encapsulación en un proceso aplicado para
proteger, mediante un material de recubrimiento o material pared la estabilidad,
biodisponibilidad y conservación de los componentes bioactivos y la viabilidad de
microorganismos (Lupo, et al, 2012, p.130). Para la selección de una adecuada matriz polimérica
se debe tener en cuenta aspectos como costos, propiedades fisicoquímicas como la solubilidad,
peso molecular, difusividad, formación de películas, propiedades emulsionantes y capacidad para
formar una barrera entre el interior de la capsula y sus alrededores (Rodríguez y Rojas, 2016,
p.15).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 30
Los materiales de recubrimiento más empleados en la encapsulación de microorganismos
son los lípidos, polisacáridos (almidón y sus derivados amilosa, celulosa y dextrinas
maltodextrinas), extractos de plantas, proteínas como el suero lácteo y alginatos. Se conoce, que
los polisacáridos presentan una alta facilidad para formar macropartículas esféricas (Da Silva, et
al, 2015, p.67).
El método de encapsulación se realiza para inmovilizar microorganismos, los polímeros
han sido uno de los experimentos de laboratorio más utilizados en la industria farmacéutica,
química, cosmética y alimentaria (Jiménez L, et al, 2014, p.1-28). Dentro de los polímeros
empleados, se destaca el uso de alginato, ya que ha sido objeto de diversos estudios, debido a
que, el alginato proporciona un entorno amigable para las células inmovilizadas (Jen, et al,
1998). La matriz del alginato brinda protección ante los cambios físicos-químicos y la radiación
UV (Agustín, et al, 2002, p.53). Además, el almidón es un polímero de importancia, porque es
empleado en estas técnicas asegurando la viabilidad de la población de microorganismos
inmovilizados ofreciendo una superficie ideal para la adherencia de ellos durante la metodología
(Kumar y Harjinder, 2007, p.18).
3.2.3 Método de Extrusión o Goteo
La extrusión consiste en producir pequeñas gotas de material que se quiere encapsular
por medio de una jeringa o de una boquilla en los dispositivos generadores de goteo. Para ello,
los microorganismos son adicionados en una solución hidrocoloide y la mezcla se hace gotear
sobre una solución de endurecimiento. El tamaño de las perlas obtenidas suele ser de 2 a 4 mm y
este depende del diámetro de salida de la solución, entre menos sea el diámetro de la jeringa,
menor será su tamaño (Spasojevic, et ál, 2010, p.292). Esta técnica es apropiada para la
encapsulación de microorganismos ya que, no es agresiva y no se emplean disolventes
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 31
perjudiciales para las bacterias y hongos a inmovilizar, además, se puede llevar a cabo en
condiciones aerobias como anaerobias (Chandramouli, et ál, 2005. P.56).
3.3 Matrices Poliméricas Orgánicas
La inmovilización de microorganismos se realiza por medio de matrices poliméricas
orgánicas e inorgánicas. Los polímeros orgánicos se dividen en dos categorías: polímeros
naturales y sintéticos (Cohen, 2002, p.9). En este estudio, las matrices a utilizar son de polímeros
naturales agarosa y almidón. Se conoce que estos materiales tienen mayor adsorción, adhesión y
biodegradación en comparación a los materiales inorgánicos y esto se debe a la presencia de
diferentes grupos de reacción, como lo son el carboxilo, amonio, hidroxilo, entre otros., que se
encuentran en la superficie de los materiales orgánicos (Lincheng, et ál, 2008, p.28-35).
3.3.1 Alginato
El alginato es un polisacárido abundante presente en las algas marinas, comprenden hasta
un 40% de su peso seco y también pueden ser producidos por bacterias no patógenas y fijadoras
de nitrógeno como Azotobacter vineladii (Hernandez, et ál, 2012, p.6). Son macromoléculas
formadas por la unión de monómeros de tipo orgánico siendo derivados del ácido orgánico. Los
alginatos son una familia de polisacáridos lineales, contienen ácido β-D manurónico (1,4-enlace
ácido β-D-mano piranosilurónico) y ácido α-L-gulurónico (G: 1,4-nlace ácido α-L-
gulopiranosilurónico) (Lupo, et ál, 2012, p.130). Su composición (dada por la relación
característica manurónico/gulurónico M/G) y secuencias varían dependiendo de la fuente de la
cual proviene el polisacárido. Este polímero debe su carácter poli aniónico a los grupos
carboxilos que aparecen a lo largo de la cadena. La composición y extensión de las secuencias y
el peso molecular determinan las propiedades físicas de los alginatos (Lupo, et ál, 2012, p.130).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 32
Entre las propiedades más importantes del alginato es la capacidad viscosa y gelificante,
siendo estas sus propiedades más atractivas en el mercado (Vos, et ál, 2014,p.20). El alginato al
utilizarlo como inmovilizante aumenta la velocidad de los procesos catalíticos en el interior de
las células, pero una de las desventajas, es que el sistema se vuelve vulnerable a diversos factores
tales como la agitación constante o las altas temperaturas (Rodrigo, et ál, 2012, p.1).
El proceso de microencapsulación con alginato se lleva a cabo a través de dos
mecanismos de gelificación iónica: la gelificación externa y la gelificación interna, dependiendo
de la concentración de cloruro de calcio (Rokka y Rantamaki, 2010, p.231). Para la preparación
de microcápsulas de alginato de calcio con aplicaciones alimentarias, se tienen las técnicas por
extrusión, en emulsión y secado por atomización. Aunque el secado por atomización ha sido para
la industria un proceso práctico y económico, su aplicación con alginato se ha visto limitada por
la viscosidad y velocidad de gelificación. Por el contrario, la técnica por extrusión ha sido la
técnica tradicional empleada en las últimas décadas, debido a la uniformidad de las
microcápsulas en su forma y tamaño (Oliveira, 2003, p.6-59).
3.3.2 Almidón
El almidón es un polisacárido que consiste en unidades de glucosa unidas por enlaces
glucosídicos. Principalmente se compone de amilosa, polímero lineal formado por moléculas de
D-glucopiranosa unidas por enlaces de α-1-4 y amilopectina, un polímero ramificado de glucosa
en el cual las moléculas se unen por medio de enlaces glucosídicos 1-4 en su porción rectas y
enlaces 1-6 en sus ramificaciones. La amilosa y la amilopectina permite determinar la absorción
y retención de agua y su capacidad de formación de geles (Amorós, 2013, p.20).
En la actualidad, los almidones se modifican con un fin específico, utilizándolo como
encapsulante de sabores volátiles, vitaminas, especias y aceites de alto peso molecular. Esta clase
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 33
de almidones modificados son resistentes a la oxidación evitando problemas de colores
indeseables, aromas y sabores inaceptables (Villacrez, 2013, p.25-85).
3.3.2.1 Almidón de Yuca. Es un polisacárido natural, obtenido de la raíz de la yuca.
Este almidón se clasifica como agrio y nativo (dulce). En los gránulos de almidón de yuca, su
tamaño puede variar entre 5 a 35 micrómetros, conteniendo un 17% de amilosa (Figura 1)
(Trujillo, 2014, p.5-16).
Una de las principales propiedades del almidón es su semi cristalinidad, donde la
amilopectina es el componente dominante de la cristalización en la mayoría de los almidones.
La proporción cristalina está compuesta por estructuras de doble hélice formadas por puentes de
hidrogeno entre los grupos hidroxilo en las cadenas lineales de la molécula de amilopectina
unidas con proporciones de amilosa (Aristizabal y Sánchez, 2013, p.50-62).
Figura 1.
Estructura Química de la Amilosa y Amilopectina del Almidón
Nota. Ramificaciones químicas del almidón comercial determinando la estructura de la amilosa y amilopectina
presente. Adaptado de Universitat de les Illes Balears, Modulo 6. Por Cortes y colaboradores, 2010
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 34
Los gránulos de almidón son insolubles en agua fría, se rompe sus membranas al ser
molidos, estos gránulos cambian su forma en agua y forman un gel. El almidón tiene un 20% de
solubilidad en el agua, la cual es la amilosa y un 80% de insolubilidad, conocida como
amilopectina. Ellas están constituidas por unidades de D- (+)-glucosa (Bertolini, 2010, p.21-53).
3.3.2.1.1 Gelatinización. Los polímeros del almidón forman gránulos gelatinizados
donde se incrementan la rigidez entre y dentro de los gránulos hinchados. La amilosa
normalmente gelifica fuera del granulo después de la gelatinización, la amilopectina permanece
dentro del gránulo hinchado donde se cristaliza y forman una matriz (Draget, 2000, p.279-395).
El almidón varía en su textura y viscosidad partir de las temperaturas a las cuales están
sometidas. El gel se forma en función del contenido de amilosa ya que, está presente en un 80%
en el almidón (Martínez, 2007, p.6-69).
3.3.2.1.2 Polímeros Biodegradables. Un polímero biodegradable se define como aquel
que puede ser degradado completamente por el medio ambiente, reduciendo así el impacto
ambiental que estos materiales producen. Por lo tanto, de acuerdo con esta definición, lo que
procura este tipo de material es que cuando se deseche al final de su vida útil, se genere una
transformación en su estructura molecular y por lo tanto sus propiedades físicas y químicas,
debido a la influencia de agentes ambientales. Así, el polímero es transformado en sustancias
simples o en componentes menores como agua, dióxido de carbono y biomasa que finalmente se
asimilan al medio ambiente (Armellín, 2002. p.9-11).
El almidón ha sido mezclado con polímeros sintéticos biodegradables como el ácido poli
láctico y la polica-prolactona donde el almidón incrementa la biodegradabilidad de la mezcla,
pero disminuye las propiedades mecánicas (Ruiz, 2005, p.1-25). Las mezclas obtenidas son
también heterogéneas (Seppala, et ál, 2001, p.6). Los polímeros biodegradables están expuestos
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 35
fácilmente a la acción de microorganismos, para contener sus funciones corporales en cadenas
alifáticas, carbonilos, esteres y demás. Estas acciones dependen de las condiciones del medio
(Franchetti y Marconato, 2006, p.811-816).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 36
4. Marco Referencial
La formulación de nuevas matrices para la encapsulación de microorganismos ha
permitido desarrollar metodologías encaminadas a mejorar los procesos en industriales, así que
Singh y Anar, 2007 a partir de galeno al 0,75% jamilano y xantano al 1% desarrollaron un
soporte que confirió protección a microorganismos probióticos en condiciones extremas como
las gastrointestinales; bajo esas concentraciones se observó protección a los microorganismos
frente a acondiciones gastrointestinales. Las propiedades probióticas analizadas no se afectaron,
protegiendo la producción de peróxido de hidrogeno de la bacteria Lactobacillus rhamnosus.
(Jiménez L. , 2014, p.1-28).
Amorós (2013) evaluó el efecto del almidón en la viabilidad gastrointestinal de
lactobacillus acidophilus, en una matriz de alginato al 1% y almidón al 1,25% y 4,5% utilizando
la técnica de extrusión, donde observaron eficacia de las microcápsulas obtenidas y la viabilidad
de las células al ser sometidas a condiciones gástricas e intestinales (p.20). El efecto positivo de
la matriz polimérica de almidón en concentración mayores a 2% porque a medida que aumenta la
proporción las esferas se vuelven más regulares y rígidas y el microorganismo no pierde su
potencial como un probiótico.
Mollaei et al., (2010) Inmovilizó Pseudomona spp. Aislada de un sitio de contaminación
farmacéutica, en matrices orgánicas individuales y compuestas para mejorar la degradación del
fenol con este microorganismo. La inmovilización en matrices orgánicas individuales consistió
en variar concentraciones de alginato (2-4%) y pectina (3-5%), mientras en las matrices
orgánicas compuestas fue de polivinil alcohol (PVA-alginato) y alginato, alginato y glicerol y
alginato-quitosano-alginato (ACA). Los resultados obtenidos encontraron que la degradación por
células libres para las primeras concentraciones fue de 500 y 700 mg. L-1 al trascurrir 20 y 30
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 37
horas de incubación, sin embargo, cuando la concentración inicial aumento a 1000 mg. L-1 la
degradación completa duró 84 horas. Por otro lado, la inmovilización redujo un 65% del tiempo
por la degradación por células inmovilizadas en perlas de alginato (3%), en perlas compuestas de
PVA-alginato y en perlas de ACA comparadas a las células encapsuladas libremente. Para
evaluar la estabilidad y viabilidad de la cepa encapsulada, se realizaron ensayos utilizando las
perlas en cultivos discontinuos, encontrando que para una mejor concentración inicial de 1000
mg. L-1, donde en la biodegradación las perlas de PVA-alginato se pueden utilizar hasta 15 ciclos
de inmovilización.
El estudio realizado por Jiménez C., (2011), evaluó la encapsulación y viabilidad de
Lactobacillus paracasei en una matriz de alginato-almidón usando como método de
encapsulación aspersión y encapsulación por coacervación con el fin de comparar los métodos;
las perlas se sometieron a un secado por medio de lecho fluidizado durante 30 minutos para la
encapsulación por aspersión. Trascurrido cada 5 minutos se tomaban muestras para medir la
pérdida de su viabilidad, los cambios fisicoquímicos, físicos y la textura que presentaron las
capsulas durante el secado, posteriormente, se realizó la misma metodología por la encapsulación
por coacervación, donde se sometieron a una digestión gástrica in vitro y se evaluaron durante 6
semanas. Transcurrido este tiempo, se obtuvo una viabilidad de 2.4 x108 UFC/g y el método de
coacervación se obtuvo una viabilidad de 2,4 x109 UFC/g. Los dos métodos de encapsulación
mostraron diferencias significativas en su propiedad de flujo y textura, ya que, las capsulas
obtenidas por el método de aspersión por pistola fueron menos duras y por lo tanto presentaron
menor fuerza a la hora de ser digeridas.
Gonzales et al., (2015) estudio la viabilidad durante el almacenamiento de Weissella spp.
incorporada en una matriz de cobertura de chocolate. La bacteria probiótica se encapsuló en tres
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 38
materiales diferentes de pared: Aloe vera, gel de aloe vera-Almidón al 10% y gel de Aloe vera-
Almidón al 15% y células libres como control. Posteriormente se liofilizó y las bacterias
encapsuladas se recubrieron en una matriz de chocolate. Los chips se almacenaron durante 5
semanas a 4°C, cada semana evaluó los cambios de la viabilidad de la bacteria probiótica y su
actividad de agua. En la semana 5, los chips de chocolate se sometieron a condiciones simuladas
de jugos intestinales. Durante el almacenamiento se mantuvo su carácter probiótico de >108
UFC/g, sin embargo, cuando la bacteria se encapsulo en aloe vera-almidón mantuvo un 2,1 x 108
UFC/g de bacterias vivas. La actividad de agua vario entre 0,470 a 0,810. La incorporación de
Weisella spp. encapsulada y libre a una matriz de cobertura de chocolate presenta resistencia al
medio intestinal, siendo los tratamientos Aloe Vera (AV) y Ale vera-almidón (AA15%) los que
presentan menor perdida de viabilidad.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 39
5. Marco Legal
El Ministerio de Salud de la República de Colombia establece parámetros para los
laboratorios de investigación, que se rigen por la resolución N° 008430 de 1993 expedida el 4 de
octubre de 1993, donde establece las normas científicas, técnicas y administrativas. Esta
investigación tuvo en cuenta el Título IV de la bioseguridad de las investigaciones, Capítulo I de
la investigación con microorganismos patógenos o material biológico que pueda contenerlos.
Principalmente, en sus artículos 63-66 y 71 en donde se dispone la normatividad para el manejo
de estos microorganismos. Las bacterias que se usaron en este estudio hacen parte del grupo de
riesgo II (riesgo moderado individual y riesgo comunitario limitado). En cuanto a la
manipulación de estas bacterias y el hongo, el artículo 68 dispone que deben procesarse en
laboratorios básicos de microbiología empleando gabinetes de seguridad cuando se considere
necesario (Ministerio de protección social.
Cabe resaltar que esta investigación no fue realizada en seres humanos y evitó
considerablemente causar daños al ambiente y este proyecto se realizó con fines investigativos,
rigiéndonos de acuerdo con las medidas de bioseguridad implementadas por los laboratorios de
la Universidad de Santander, UDES. Los microorganismos utilizados no son patógenos y estos
fueron suministrados por el laboratorio de Agroecología, UDES.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 40
6. Hipótesis
Hipótesis de Investigación. La estabilidad y la viabilidad del consorcio microbiano con
actividad PGPM depende de las condiciones de preparación de la matriz de almidón de yuca.
Hipótesis Nula. La estabilidad y la viabilidad del consorcio microbiano con actividad
PGPM no depende de las condiciones de preparación de la matriz de almidón de yuca.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 41
7. Objetivos
7.1 Objetivo General
Evaluar la encapsulación de un consorcio microbiano con actividad promotora de
crecimiento vegetal a partir del almidón de yuca.
7.2 Objetivos Específicos
Evaluar el desarrollo de una matriz de almidón de yuca para encapsulación de
microorganismos PGPM.
Determinar la viabilidad y estabilidad del consorcio microbiano encapsulado a
diferentes concentraciones de la matriz de almidón de yuca.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 42
8. Metodología
8.1 Ubicación
La multiplicación de los microorganismos, el desarrollo un prototipo para la
encapsulación del consorcio microbiano con actividad PGPM y la evaluación de la actividad de
estos, se llevó a cabo en el laboratorio de Agroecología y el laboratorio de Biotecnología y
Bioprocesos de la Universidad de Santander.
8.2 Manipulación de Microorganismos de Referencia
Se empleó microorganismos PGPM denominados TSEBT 05-01 TSEBT 01-01 (bacterias
solubilizadores de nitrógeno) y TSPHT 04-01 (hongo, solubilizadora de fosfato) aisladas y
caracterizadas por el programa de Microbiología Industrial los cuales conforman el consorcio
microbiano. Los microorganismos se encontraban en estado de crioconservación. Para su
activación, se utilizó el protocolo de Hernández, Acevedo y Agualimpia (2016) cada de cada
microorganismo se utilizó 108 UFC/mL para las bacterias y para el hongo 107 UFC/mL en caldo
NBY a 27 °C a 90 rpm durante 6 semanas. Mientras aumentaba la concentración microbiana del
microorganismo, cada 2 días se agregaba 5 mL de caldo NBY para su multiplicación (Figura 2).
8.3 Preparación del Inóculo
Se inocularon 10 mL a una concentración de 108 UFC/mL para las bacterias y para el
hongo 107 UFC/mL (TSEBT 05-01, TSPHP 04-01, TSEBT 01-01) en 90 mL de medio liquido
NBY fresco. Los medios se llevaron a incubación durante 72 horas a 28°C con agitación
constante (90 rpm). Pasado el tiempo de incubación se tomó un inoculo de 10 mL de cada
microorganismo, se centrifugó durante 5 minutos a 10000 rpm, se descartó el sobrenadante y se
volvió a centrifugar durante 2 minutos a 10000 rpm. Posteriormente, se tomaron 3,3 mL del
pellet obtenido construyendo la biomasa destinada para la encapsulación (Hernández et al, 2016).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 43
Figura 2.
Recuperación de Microorganismos PGPM en Medio NBY
A. B. C.
Nota. Microorganismos durante 6 semanas en agitación constante a 28ºC en caldo NBY con cada una de las cepas de
referencia para la encapsulación microbiana A) TSEBT 05-01 B) TSPHP 04-01 C). TSEBT 01-01
8.3 Preparación del Inóculo
Se inocularon 10 mL a una concentración de 108 UFC/mL para las bacterias y para el
hongo 107 UFC/mL (TSEBT 05-01, TSPHP 04-01, TSEBT 01-01) en 90 mL de medio liquido
NBY fresco. Los medios se llevaron a incubación durante 72 horas a 28°C con agitación
constante (90 rpm). Pasado el tiempo de incubación se tomó un inoculo de 10 mL de cada
microorganismo, se centrifugó durante 5 minutos a 10000 rpm, se descartó el sobrenadante y se
volvió a centrifugar durante 2 minutos a 10000 rpm. Posteriormente, se tomaron 3,3 mL del
pellet obtenido construyendo la biomasa destinada para la encapsulación (Hernández et al, 2016).
8.3.1 Preparación de las Soluciones de los Polímeros Almidón Yuca - Alginato
Se realizaron soluciones stock de Alginato al 4% y almidón de yuca al 30% almacenadas
a temperatura ambiente hasta su uso para establecer la relación de las matrices respecto a la
estabilidad de los microorganismos dentro de la matriz. Se realizaron controles positivos con
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 44
Almidón comercial. En tal sentido, se preparó un volumen final de 10 mL de solución con las
siguientes relaciones utilizando cálculo matemático (apéndice 2), se utilizaron matrices de
Alginato 1%- almidón 5% y Alginato al 1% - Almidón de yuca al 15%. Así mismo, se tomó un
volumen de 3,3 ml correspondiente a cada microorganismo y cada polímero para su posterior
encapsulación (Tabla 1).
8.3.2 Encapsulación de Microorganismos en la Matriz de Alg-Almidón
Para la preparación de las perlas, cada una de las soluciones de Alginato-Almidón de
yuca fue goteada sobre una solución de cloruro de calcio (CaCl2) al 1,5 M, empleando una
jeringa hipodérmica de 10 mL y realizando el procedimiento de manera constante. La solución se
dejó en agitación constante a 110 rpm durante 30 minutos con el fin de lograr el
entrecruzamiento total del alginato por acción del CaCl2 permitiendo la formación de las perlas.
Posteriormente, se realizó un lavado con agua destilada para eliminar el exceso de las soluciones
de CaCl2. Las perlas obtenidas se almacenaron en viales estériles a 4 °C hasta su uso
(Krishnamoorthi, et al, 2015, p.104).
Tabla 1.
Soluciones para la Preparación de la Matriz de Almidón- Alginato
Relaciones Almidón- Alginato
Matiz mL por utilizar (%m) Stock
Almidón Yuca 3,3 mL 5%
15%
30%
Almidón Comercial 3,3 mL 5% 15%
Alginato 3,3 mL 1% 4%
Microorganismos 3,3 mL - -
Nota: Concentraciones utilizadas para las matrices de Almidón de yuca, Almidón comercial y Alginato, el (%m) es
el Porcentaje a masa a utilizar de cada polímero; Stock: Solución madre en alto % de las matrices Alginato-Almidón
de yuca a preparar.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 45
8.4 Pruebas de Viabilidad de las Matrices de Alginato-Almidón de Yuca Encapsuladas
Con el fin de establecer la relación de componentes que permitirán la conformación de
perlas, se emplearon las soluciones stock de la matriz de Alginato- almidón de yuca con
microorganismos (tabla 1), se realizaron dos pruebas en las cuales se evaluó la viabilidad
(PGPM) de los microorganismos encapsulados, la forma y el tamaño de las perlas.
Figura 3.
Encapsulación de Consorcio Microbiano PGPM Mediante la Técnica de Goteo en Matriz
Alginato-Almidón de Yuca.
Nota: Procedimiento de encpasulación con una jeringa de 10 mL mediante la tecnica de goteo con una jeringa en
solución de Cloruro de Calcio (CaCl2) a una concentración de 1 Molar con una matriz de Almidón de yuca y Alginato.
8.4.1 Prueba de la Forma y Tamaño
Se seleccionaron aleatoriamente 15 perlas de cada una de la matriz de Alginato 1% -
Almidón yuca al 5% y Alginato 1% -Almidón yuca al 5% previamente preparadas realizando
una comparación entre cada una de ellas por su forma y el tamaño que presentaron después de
ser almacenadas. Como criterio se realizó una matriz control de Alginato-Almidón en las cuales
presentaron homogeneidad en su forma, peso y tamaño en ensayos anteriores.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 46
8.4.2 Determinación de la Concentración Microbiana Obtenida Después de la Encapsulación
Para determinar la concentración microbiana por perlas, se agregaron 5 perlas en viales
estériles con 5 mL de citrato de sodio al 5%. Los viales se agitaron en vórtex durante 2 minutos
para permitir la disolución de la matriz. Para realizar el recuento de microorganismos viables se
empleó el recuento en placa; a partir de cada una de las soluciones de citrato se prepararon una
serie de diluciones seriada en base 10 desde 10-1 hasta 10-4 tubos estériles con medio NBY.
Posteriormente, se sembraron en agar NBY y se incubaron a 28 °C por 24 horas. Transcurrido el
tiempo de incubación, se realizó el recuento de microorganismos, el cual, se realizó por la
técnica de una cámara de neubauer (Ramirez, et ál, 2018, p.4-8).
Finalmente, con el número de microorganismos viables en cada recuento, se expresó el
valor como Cel/perla y de esta manera se calculó el promedio de la cantidad microbiana presente
en las 5 perlas empleadas por microorganismo de la siguiente manera:
Partículas por μl volumen= 𝑷𝒂𝒓𝒕í𝒄𝒖𝒍𝒂𝒔 𝒄𝒐𝒏𝒕𝒂𝒅𝒂𝒔
𝑺𝒖𝒑𝒆𝒓 𝒇.𝒄𝒐𝒏𝒕.(𝒎𝒎𝟐)∗𝒑𝒓𝒐𝒇𝒖𝒏𝒅𝒊𝒅𝒂𝒅 𝒄á𝒎𝒂𝒓𝒂 (𝒎𝒎)∗𝑭𝒂𝒄𝒕𝒐𝒓 𝒅𝒊𝒍𝒖𝒄𝒊ó𝒏
8.4.3 Evaluación de Viabilidad Mediante Exposición Luz Ultravioleta
Se tomaron 10 perlas de obtenidas de cada microorganismo encapsulado y se expuso a
luz ultravioleta con una intensidad mínima de 70 mW/cm2 durante 60 segundos. Pasado el
tiempo, se realizaron las siguientes pruebas de estabilidad para evaluar el efecto de luz UV sobre
la actividad PGPR de los microorganismos encapsulados.
8.4.3.1 Concentración Microbiana Viable Después de Exposición UV. Para realizar el
recuento de la concentración microbiana de los microorganismos después de la exposición UV se
repitió el protocolo de (Ramirez, et ál, 2018, p.4-8) se tomaron 5 perlas expuestas a la radiación
UV de cada microorganismo encapsulado agrandándole citrato de sodio al 5% por separado, se
dejó agitando en vórtex durante 2 minutos para permitir la disolución de la matriz,
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 47
posteriormente, se tomó un 1 mL de la perla disuelta y se sembraron en agar NBY por siembra
masiva; incubando a 28 °C por 24 horas (Figura 4) Transcurrido el tiempo de incubación, se
hicieron repiques en agar NBY en siembra por agotamiento para obtener colonias aisladas, del
crecimiento microbiano se realizó recuento macroscópico.
Figura 4.
Representación del Proceso para el Crecimiento de Microorganismos Viables Encapsulados en
la Matriz Alg-Almidón de Yuca
Nota: Procedimiento para diluir perlas obtenidas después realizar el protocolo establecido de encapsulación para las
diferentes concentraciones de almidón de yuca; posterior a ello, se realizarón siembras en agar NBY de cada una de
ella para evaluar su crecimiento microbiano.
8.4.3.2 Evaluación de la Capacidad Promotora de Crecimiento Vegetal. Las perlas
sometidas al proceso de la UV por 60 segundos fueron evaluadas de forma aséptica, utilizando
viales estériles. Esto para evaluar si los microorganismos encapsulados mantienen su actividad
promotora de crecimiento vegetal a través de 8 y 16 días. Cada una de las perlas pertenecientes a
cada bacteria y hongo fueron disueltas en citrato de sodio al 5% durante 2 minutos en vortex.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 48
Seguidamente, fueron sembradas en caldo NBY e incubados durante 48 horas a 28°C, para luego
tomar una alícuota de 1 mL realizando pases sucesivos aumentando la carga microbiana para
luego evaluar su actividad solubilizadores de fosfatos y producción de sustancias indolicas.
8.4.3.3 Prueba de Fijación de Nitrógeno. Para determinar la capacidad de fijación de
nitrógeno se empleó el método propuesto por (Pérez, et ál, 2015, p.213-223). Se disolvieron 3
perlas Alginato-Almidón yuca de TSEBT 01-01 y TSBT 05-01 en 3 mL de citrato de sodio al
5%. Posterior a la disolución, se inoculo 1 mL en un vial con 9 mL de medio Ashby y se incubó
a 28°C por 72 horas. Pasado el tiempo de incubación, se agregaron 2 gotas de azul de
bromotimol. Se estableció que las bacterias que presentaron la capacidad de fijar nitrógeno
atmosférico fueron aquellas que lograron crecer en un medio libre de nitrógeno virando el medio
a color azul. Posterior a ello, se hicieron 2 repiques sucesivos en medio líquido, incubándolos a
28°C durante 48 horas evaluando la viabilidad a través del tiempo.
8.4.3.4. Prueba de Solubilizadores de Fosfato. Los microorganismos con capacidad de
solubilización de fosfato se valoran por la capacidad de producir hidrolisis en un medio
específico. Para evaluar la capacidad de solubilizar fosfato por parte del hongo TSPHP 04-01 se
adicionó 1 mL de la perla disuelta y se agregó en medio en National Botanical Research Institute
Phosphate (NBRIP) en viales estériles con 9 mL de medio líquido y se incubó a 28°C durante
una semana. Se consideraron microorganismos con capacidad de solubilizar fosfato aquellos que
formaron hidrolisis transparente alrededor del medio. Posterior a ello, se hicieron 2 repiques
sucesivos en medio líquido, incubándolos a 28°C durante 48 horas evaluando la viabilidad a
través del tiempo (Johnston y Raizada, 2011, p-1-9).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 49
9. Resultados y Discusión
9.1 Pruebas de Viabilidad de las Matrices de Alginato-Almidón de Yuca Encapsuladas
Las mezclas de Alginato- Almidón de yuca evaluadas permitieron la conformación de las
perlas, la matriz Alginato 1%-Almidón de yuca al 5% y 15% después de estar en
almacenamiento a 4° C durante 8 días mostraron una viabilidad en la forma y tamaño de la perla
obtenida de esta matriz polimérica.
La temperatura de almacenamiento permitió preservar las perlas uniformes durante el
tiempo de conservación sin cambiar su estructura física (figura 6).
9.1.1 Pruebas de la Forma y Peso de las Matrices
En la preparación de estas matrices, se realizó junto a un control positivo con alginato 1%
y almidón comercial al 15% para evidenciar si las perlas mantenían la misma morfologías
regulares o irregulares con la matriz polimérica de almidón de yuca.
El control positivo nos determinó que todas las perlas seguían un patrón en la forma
según la concentración polimérica y la forma del goteo a la hora de realizar la encapsulación
(figura 5).
El peso de las perlas durante 8 días de almacenamiento mostró que para la mezcla de
alginato 1% - almidón 5 % se mantuvo en un rango de peso entre 0,008 a 0,011 gramos siendo
estas las perlas menos pesada (figura 6A). Las mezclas de alginato 1%- almidón 15% se
mantienen en un rango de 0,015 a 0,017 gramos considerando ser el peso mayor en las perlas
formadas (figura 6B). Se encontró que el peso de las perlas depende de la concentración de
almidón empleada, por esto, las perlas con almidón de yuca al 5% fueron las menos pesada en
comparación a las perlas con almidón de yuca al 15%.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 50
Figura 5.
Control positivo de Perlas Alginato-Almidón Comercial Almacenada a 4°C.
Nota: Se observa perla formada como control positivo para la encapsulación de microorganismos en una matriz de
almidón comercil y alginato la cual fue almacenada a 4ªC hasta su uso.
Figura 6.
Perlas de Alginato-Almidón de Yuca Almacenadas a 4°C. A) Alginato 1%-Almidón 5% B)
Alginato 1%- Almidón 15%
A. B.
Nota: Perlas de Alginato- Almidón de yuca almacenadas a 4ºC durante 8 días donde posterior a este tiempo se
realizaron los diferentes ensayos metodologìcos para evaluar los microorganismos PGPM encapsulados.
Se evidencia que a mayor concentración del polímero las perlas estructuralmente son más
grandes, siendo esto uno de los parámetros más relevantes porque este puede influir en la
eficiencia de la encapsulación y la dispersión del polímero a la hora de realizar la perla. Se
considera que el tamaño y la forma de las perlas están influenciado por factores como la
concentración del almidón de yuca y el tamaño del poro de la jeringa utilizada. El peso de las
perlas no es homogéneo en todas y este está influenciado por la velocidad de goteo y la
concentración de la solución endurecedora de cloruro de calcio utilizada (Amorós, 2013, p.20)
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 51
Figura 7.
Perlas de Alginato-Almidón de Yuca Almacenadas a 4°C. A) Perlas Alginato 1% -Almidón 15%
TSEBT 05-01. B) Perlas Alginato 1% -Almidón 5% TSEBT 05-0. C). Perlas Alg 1% -Almidón
15% TSEBT 01-01. D) ). Perlas Alginato 1% -Almidón 5% TSEBT 01-01 E). Perlas Alginato 1%
-Almidón 15% TSPHT 04-01. F) Perlas Alginato 1% -Almidón 5% TSPHT 04-01
A. B. C. D.
E. F.
Nota: Perlas de Alginato- Almidón de yuca almacenadas a 4ºC durante 8 días donde posterior a este tiempo se
realizaron los diferentes ensayos metodologìcos donde se evaluan y se comparan los microorganismos PGPM
encapsulados a diferentes concentraciones de Almidón de yuca al 5% y 15%.
Pese a que se utilizó la misma cantidad de mezcla para la conformación de las perlas, se
encontró que, con alginato al 1% y almidón yuca al 5% se tiene perlas con un volumen de 0,0060
mm3 siendo las más pequeñas y transparentes en comparación con las demás. Las mezclas
alginato al 1% - almidón yuca 5% permiten la formación de perlas grandes y redondas con un
volumen entre 0,0345 a 0,1180 mm3 de color blancuzcas (figura 7). Se encontró que la forma de
las perlas depende de la concentración empleada de almidón yuca, como se evidencia en la figura
7A, C, D las perlas presentaron forma redonda y de color blancuzcas, en la figura 7 B, E y F se
observan perlas más irregulares en el sentido que no toma una forma uniforme en comparación a
las demás.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 52
Shin et al, (2001) estudió que la interacción del alginato con el almidón inhibe su
expansión a la hora de encapsular, lo cual podría producir una reducción en el tamaño de las
perlas como se observó en las mezclas de alginato al 1% y almidón de yuca al 5% donde se su
valor fue de 0,0060 mm3. Según Flores en (2011), si se incrementa la concentración de alginato
se obtendrán estructuras más grandes y el volumen de las estructuras que se obtengan es uno de
los parámetros más importantes porque pueden influir en la eficiencia de la encapsulación y la
dispersión de la matriz polimérica.
Tabla 2.
Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSEBT 01-01 en matriz Alginato-Almidón
Yuca Respecto a su Forma
Frecuencias absolutas en columnas: Forma
Tratamiento 8 días 0 1 Total
T15% 10 5 15
T5% 10 5 15
Total 20 10 30
Estadístico Valor gl p
Chi Cuadrado
Pearson
0,00 1 >0,9999
Nota. La Tabla 2 establece que para el consorcio TSEBT 01-01, la variable forma no se ve influenciada por la
concentración de almidón de yuca en la matriz debido a que la prueba de Chi Cuadrado Pearson es menor a 0,05
donde en la tabla representa 0 = No cambio; 1 = Cambio su forma; T15% = Concentración almidón de yuca; T5% =
Concentración almidón de yuca.
De acuerdo con los resultados obtenidos de la Tabla 2 se puede establecer que para el
consorcio TSEBT 01-01, la variable forma no se ve influenciada por la concentración de almidón
de yuca en la matriz debido a que la prueba de Chi Cuadrado Pearson contiene un valor >0,05.
Por otra parte, se indica en ambos casos que de las 15 perlas evaluadas 5 de ellas sin importar el
orden cambian su forma.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 53
Lo que nos da una probabilidad de cambio del 0.33, es decir se espera que a los 8 días de
cada 10 perlas cambie la forma de 3 perlas en comparación al control positivo (figura 5) donde
este no ha mostrado ningún tipo de cambio en su forma.
Tabla 3.
Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSEBT 01-01 en Matriz Alginato-Almidón
Yuca Respecto a su Tamaño
Frecuencias absolutas en columnas: Tamaño
Tratamiento 8 días 0 1 Total
T15% 11 4 15
T5% 9 6 15
Total 20 10 30
Estadístico Valor Gl p
Chi Cuadrado
Pearson
0,60 1 0,4386
Nota. La tabla 3 se puede establecer que para el consorcio TSEBT 01-01, la variable tamaño no se ve influenciada
por la concentración de almidón de yuca de la matriz donde en la tabla representa 0 = No cambio; 1 = Cambio su
forma; T15% = Concentración almidón de yuca; T5% = Concentración almidón de yuca.
En la tabla 3 se puede establecer que para el consorcio TSEBT 01-01, la variable tamaño
no se ve influenciada por la concentración de almidón de yuca de la matriz; lo que es
corroborado por la prueba de Chi Cuadrado Pearson (>0,05).
Por otra parte, se indica que a la concentración del almidón de yuca al 15% en las 15
perlas evaluadas, 4 de ellas cambian su tamaño.
Lo que nos da una probabilidad de cambio de tamaño del 0,26; en comparación a las
perlas conformadas de 5% de almidón de yuca donde 4 de ellas cambian su tamaño, obteniendo
una probabilidad de cambio de tamaño de 0.6.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 54
Tabla 4.
Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSEBT 05-01 en Matriz Alginato-Almidón
Yuca Respecto a su Forma
Frecuencias absolutas en columnas: Forma
Tratamiento 8 días 0 1 Total
T15% 11 4 15
T5% 7 8 15
Total 18 12 30
Estadístico Valor Gl p
Chi Cuadrado
Pearson
2,22 1 0,1360
Nota. La variable forma de las perlas que contienen el consorcio TSEBT 05-01, se evidencia que no existen
diferencias significativas entre una concentración de 15% donde en la tabla representa 0 = No cambio; 1 = Cambio
su forma; T15% = Concentración almidón de yuca; T5% = Concentración almidón de yuca.
En cuanto a la variable forma de las perlas que contienen el consorcio TSEBT 05-01, se
evidencia que no existen diferencias significativas entre una concentración de 15% de almidón
de yuca a las perlas que contienen almidón de yuca al 5% Chi Cuadrado de Pearson (>0,05). De
esta manera, como se observa en la tabla 4, la concentración de almidón de yuca utilizada es una
variable que no se encuentra asociada a el cambio de forma de las perlas.
Sin embargo, se puede inferir con los datos de la tabla de contingencia las perlas del
consorcio TSEBT05-01, cambian en menor grado cuando la matriz posee una composición del
15% de almidón de yuca, esto es 1.5 veces mayor la probabilidad de que no cambie una perla
que está compuesta de almidón de yuca al 15% en relación con las que tiene 5% de almidón de
yuca.
Cuando se analiza la variable tamaño de las perlas donde se encapsuló el consorcio
TSEBT 05-01, se evidencia que no existen diferencias significativas entre una concentración de
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 55
15% de almidón de yuca a las perlas que contienen 5% del mismo (Chi Cuadrado de Pearson
>0,05). Como se logra ver en la tabla 5, de frecuencias la probabilidad de que no cambie el
tamaño de las perlas en este caso es mayor en las perlas del 5% (0,73) que en las del 15% (0.66).
Tabla 5.
Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSEBT 05-01 en Matriz Alginato-Almidón
Yuca Respecto a su Tamaño
Frecuencias absolutas en columnas: Tamaño
Tratamiento 8 días 0 1 Total
T15% 10 5 15
T5% 11 4 15
Total 21 9 30
Estadístico Valor Gl p
Chi Cuadrado
Pearson
0,16 1 0,6903
Nota. Para la bacteria TSEBT 05-01 no existen diferencias significativas en cuanto a su forma respecto al analisis
estdistico donde 0 = No cambio; 1 = Cambio de tamaño; T15% = Concentración almidón de yuca; T5% =
Concentración almidón de yuca.
Con base en la prueba de Chi Cuadrado de Pearson (<0,05) para las perlas que contienen
el hongo TSHPT 04-01, no existen diferencias significativas en cuanto a su forma (tabla 6) y
tamaño (tabla 7).
Sin embargo, se puede afirmar que la probabilidad de no cambio de forma es mayor en
las perlas que tienen 15% de almidón de yuca (0.6), a las que tienen 5% de almidón de yuca
(0.46). En comparación a la probabilidad de no cambio de tamaño es mayor en las perlas que
tienen 15% de almidón (0.66), a las que tienen 5% de almidón (0.50).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 56
Tabla 6.
Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSPHP 04-01 en Matriz Alginato-Almidón
Yuca Respecto a su Forma
Frecuencias absolutas en columnas: Forma
Tratamiento 8 días 0 1 Total
T15% 9 6 15
T5% 7 8 15
Total 16 14 30
Estadístico Valor gl p
Chi Cuadrado
Pearson
0,54 1 0,4642
Nota. Para el hongo TSHPT 04- se observó que la humedad se conserva, lo que en principio puede favorecer su
estructura; la humedad que se mantiene se encuentra de forma líquida, donde 0 = No cambio; 1 = Cambio de
tamaño; T15% = Concentración almidón de yuca; T5% = Concentración almidón de yuca.
La viabilidad de los microorganismos encapsulados está relacionada con la forma, peso,
tamaño y la temperatura de almacenamiento. A 4°C se observó que la humedad se conserva, lo
que en principio puede favorecer su estructura; la humedad que se mantiene se encuentra de
forma líquida, favoreciendo las relaciones enzimáticas de la actividad PGPM de los
microorganismos. Lo anterior, es debido a que el alginato por sus propiedades de intercambio
iónico, su capacidad de formar geles al contacto con CaCl2 y al contener materiales orgánicos
(polímeros) facilitan la forma de cualquier estructura (Tapias, et ál, 2010, p.29-33).
Considerando que, el almidón de yuca mejora significativamente la eficiencia de la
encapsulación, porque actúa como un material de relleno reforzando la estructura y ocupando
parcialmente espacios internos de la matriz, disminuyendo así la porosidad de la perla. (Lopez,
et ál, 2012, p.1692-7125) Por ello, es que las perlas no se vieron afectadas al ser almacenadas a
una temperatura de 4°C.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 57
Tabla 7.
Contingencia de Frecuencias Absolutas de Perlas de TSPHP 04-01 en Matriz Alginato-Almidón
Yuca Respecto a su Tamaño
Frecuencias absolutas en columnas: Tamaño
Tratamiento 8 días 0 1 Total
T15% 10 5 15
T5% 7 8 15
Total 17 13 30
Estadístico Valor gl p
Chi Cuadrado
Pearson
1,22 1 0,2690
Nota. Hongo TSHPT 04-01 evaluado estadisticamente no acepta el porcentaje de Chi Cuadrado de Pearson donde 0
= No cambio; 1 = Cambio de tamaño; T15% = Concentración almidón de yuca; T5% = Concentración almidón de
yuca.
9.1.2 Recuento de la Concentracion Microbiana Obtenida por Perla Despues de la
Encapulación
La concentración inicial de los microrganismos antes de encapsular se encontraba ha 108
UFC/mL para las bacterias y para el hongo, la concentración de 107 UFC/mL dado que a esa
concentración expresan su actividad. A partir de esto, se obtuvo un recuento de células viables
rango entre 10*104 cel/perla y 13*104 cel/ perla para las bacterias TSEBT 01-01 en alginato- 5%
y 15% de almidón de yuca; 15*104 cel/ perla y 16*104 cel/ perla y TSEBT 05-01 en alginato- 5%
y 15% almidón de yuca, en el caso del hongo TSPHP 04-01 se obtuvo un rango entre 16*104
esporas/perla y 17,5 *104 cel/perla en alginato5% y 15% de almidón de yuca (apéndice 3). Del
conteo celular obtenido de estas perlas, se realizó un promedio de perlas evaluadas en este
parámetro (Tabla 2), observando que, el promedio celular se afecta para cada microorganismo,
afectando actividad PGPM de cada uno de ellos.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 58
Tabla 8.
Promedio del Recuento del Microorganismo Encapsulados en Matriz de Alginato-Almidón Yuca
Perla Concentración
Inicial (Cel/mL)
Concentración Final
(cel/mL)
Almidón 5%
Concentración Final
(cel/mL)
Almidón 15%
TSEBT 01-01
10*108 11,3*104 11,1*104
TSEBT 05-01
10*108 1572*103 1552*103
TSPHP 04-01 10*107 1684*103 1704*103
Nota. Recuento obtenido mediante la metodología de camara de Neubauer para cada una de las concentraciones de
almidón de yuca (5% y 15) utilizado, donde se obtuvo un recuento cel/mL comprobando que el conteo estimado esta
menor a su concentración inicial.
La inmovilización del consorcio microbiano en las capsulas de alginato 1%-Almidón
yuca al 5% y 15% mostraron que los microorganismos siguieron viables después de ser
encapsulados y almacenados a 4°C durante 8 días pero no se obtuvo la concentración esperada
por perla ya que, el promedio del recuento celular esta 11,3*104 cel/perla, 1572*103 y 1684*103
cel/ perla para la concentración de alginato 1% - almidón yuca 5% y un promedio de 11,1*104 ,
1552*103 y 1704*103 cel/perla para la concentración alginato 1% - almidón yuca 15% según
Lupo en 2018, el recuentos de microorganismos viables después de ser encapsulados para
microorganismos con actividad probiótica se estima a estar entre un rango de 106 cel/perla, la
cual puede estar en concordancia a nuestros requerimientos en la concentración microbiana de
los PGPM. Como se evidencia en el conteo celular obtenidos (apéndice 3), se encontró que el
recuento de células se mantuvo por debajo de la concentración respecto al inoculo inicial (10*107
cel/mL y 10*108) con el cual se realizó el procedimiento de encapsulación, es decir, con esto se
demostró que hubo perdidas de células microbianas viables al momento de la encapsulación.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 59
9.2 Concentración Microbiana Viable Después de Exposición UV
9.2.1 Crecimiento Microbiano Viable Después de Exposición UV
En la Tabla 9A, se puede apreciar la comparación del desarrollo macroscópico de la
bacteria TSEBT 05-01 antes de ser encapsulada observando colonias circulares, convexa,
brillantes de color beige y en el recuento microscópico se pudo determinar que este
microrganismo pertenece a un bacilo gran negativo corto.
En la tabla 9D, se puede apreciar el desarrollo macroscópico de la misma encapsulada en
almidón de yuca al 5% y 15% -Alginato 1%, se puedo establecer que luego de ser sometidas a
este proceso conservan sus características igual en comparación con el hongo TSPHP 04-01
encapsulado en almidón de yuca a 5% y 15 -alginato 1% encontrándose que sus características
macroscópicas cambiaron en sus bordes y forma de crecimiento.
Sin embargo, su viabilidad se vio afectada debido a que la bacteria no presenta estrías
abundantes en comparación en el crecimiento inicial sin exposición a UV.
Tabla 9.
Características Morfológicas de Microorganismos PGPM en Agar NBY Antes de Ser Expuestos
a UV y Características Morfológicas Después a Exposición UV
Microrganismos Antes de exposición a UV Después de exposición UV
TSEBT 05-01 A. Colonias circulares, convexa,
brillantes de color beige con
abundante crecimiento.
D. Colonias de color beige,
circulares, convexas y brillantes con
bajó crecimiento.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 60
Microrganismos Antes de exposición a UV Después de exposición UV
TSEBT 01-01
B. Colonias blancas, alargadas,
elevadas y enteras.
E. Colonias blancas, circulares,
elevadas, pegajosas, con poco
crecimiento.
TSPHP 04-01
C. Textura vellosa amarillo-oliva,
con bordes beige e irregulares, sin
elevación.
F. Textura vellosa-amarillo, con
bordes beige con una pequeña
elevación en el centro del medio.
Nota. Siembra de cada microorganismo PGPM en agar NBY después de 72 horas de incubación a 28ºC donde se
tiene la comparación de cada uno de los microorganismos antes y después de encapsulados en las diferentes
concentraciones de las matrices de Almidón de yuca.
Con base a las características microscópica de la bacteria endófita TSEBT 01-01 se
encuentra clasificada en los bacilos Gram positivos, a partir de un cultivo axénico en NBY antes
de exponerlo a la luz UV se observaron colonias blancas, alargadas, elevadas y enteras y con una
concentración microbiana abundante (tabla 9B); en el momento de que esta bacteria fue sometida
a la encapsulación y a la luz ultravioleta presentaron algunos cambios en su morfología, como se
observa en la tabla 9E las colonias son más circulares, de color blancas y enteras. Los cambios
que presenta la bacteria podrían ser por residuos de partículas de CaCl2 presenten en las perlas.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 61
Por ultimo, a partir de la tabla 9F, se puede observar el cultivo de un hongo epifito
perteneciente al codigo TSPHP 04-01 después de un repique con 6 días de incubación en medio
NBY. Su característica morfológica presentada es de textura vellosa amarillo-oliva, con bordes
beige entero de forma circular, sin ninguna elevación.
En comparación al hongo obtenido después de la exposición a UV donde este hongo
creció con textura vellosa-amarillo, con bordes ondulados de color beige, el centro es circular,
entero y acuminado observando que notablemente presento cambios morfológicos en su
estructura macroscópica.
Los resultados obtenidos demostraron que la encapsulación protege a los
microorganismos de estrés ambiental, demostrando que las matrices poliméricas muestran gran
atractivo para las nuevas aplicaciones.
Durante la Inmovilización de los microorganismos en esta matriz, se observó que
independientemente de la concentración utilizada, la matriz actúa como una barrera de
protección para el inoculo encapsulado.
Sin embargo, se debe utilizar una concentración celular mayor para que se obtenga por
perla la concentración necesaria de 107 UFC/perla de cada microorganismo para mantener su
actividad PGPM. Como expone (Martozavian, et ál, 2008, p.1-18).
La encapsulación en matrices poliméricas protege a los PGPM de estrés mecánico,
cambios de pH, humedad, resequedad y UV; siempre y cuando las concentraciones de la
solución endurecedora sean apropiadas.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 62
9.3 Verificación de Forma Cualitativa la Capacidad Promotora del Crecimiento Vegetal
9.3.1 Capacidad Fijadora de Nitrógeno
Para la confirmación de la actividad de solubilizadores de nitrógeno se realizó un control
positivo (figura 8) donde se observa que el medio está totalmente azul después de agregarle 3
gotas de azul de bromotimol, esto se debe a que se convierte en ácido, ya que se le agrega
oxígeno al medio, lo cual confirma la solubilización de fosfatos en medio Ashby.
Figura 8.
Control Positivo del Medio Ashby. El Medio Presentó un Viraje a Color Azul Luego de Agregar
Dos Gotas de Azul de Bromotimol.
Nota. Se observa cambios en el color del medio Ashby después de agregar 3 gotas de azul de bromotimol obteniendo
un control positivo en la trazabilidad de la investigación.
En la figura 9 se observa que después de 72 horas de incubación, la bacteria TSEBT 01-
01 mostró capacidad fijadora en medio libres de nitrógeno (Ashby) después de agregarle una
gota de azul de bromotimol, donde el medio viro a color azul obteniendo que los
microorganismos en medio libres de nitrógeno mantienen su actividad (figura 9A y B).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 63
Figura 9.
Prueba de Viabilidad de las Bacterias PGPM Encapsuladas. A) Bacteria TSEBT 01-01
Encapsulada en Alginato 1%- Almidón 5% Almacenada a 4°C e Inoculada en Medio Ashby.
Trascurrido este Tiempo, se Agregaron Azul de Bromotimol, Realizando un Viraje a Color Azul.
B) Bacteria TSEBT 01-01 Encapsuladas en Matriz Alginato 1% -Almidón 15% Almacenadas a
4°C e Inoculadas en Medio Ashby Durante 48 horas. Trascurrido este Tiempo, se Agregaron
Gotas de Azul de Bromotimol.
A). B)
Nota. En los viales se observa el crecimiento del microorganismo TSEBT 01-01 encpasulado en matrices de almidòn
de yuca al 5% y 15% incubado a 20ºC durante 72 horas.
En la figura 10 no se observa crecimiento de la bacteria TBSEBT 05-01 despues de 72
horas de incubación, el medio ashby pero no presento ningun viraje de color despues de
agregarle azul de bromotimil demostrando que esta bacteria no mantuvo su capacidad
solubilizadora de nitrogeno despues de la exposición a luz UV.
Sin embargo, se dejó incubada durante 72 horas más para observar si el desarrollo de la
bacteria fue afectada por la encapsulación, aunque se observó que no mantuvo su actividad ni a
72 horas ni a 144 horas de incubación.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 64
Alvares et al, (2014) determinó que la actividad bioquímica relacionada a la capacidad de
fijar nitrógeno en microorganismos rizosféricos asociados a plantas se mantiene un 10% en la
capacidad de sobrevivir a los repiques sucesivos en medios de cultivos libres de nitrógeno.
Por lo anterior, los resultados obtenidos demuestran afinidad a ese estudio, determinando
que la bacteria TSEBT 05-01 no es tan resistente al ser sometida a procesos de encapsulación y
exposición a UV.
Figura 10.
Prueba de Viabilidad de las Bacterias PGPM Encapsuladas. A) Bacteria TSEBT 05-01
Encapsulada en Alginato 1%- Almidón 5% Almacenada a 4°C e Inoculada en Medio Ashby.
Trascurrido este Tiempo, se Agregaron Azul de Bromotimol Mostrando que no Hubo Cambio de
Color. B) TSEBT 05-01 05-01 Encapsuladas en Matriz Alginato 1% -Almidón 15% Almacenadas
a 4°C e Inoculadas en Medio Ashby Durante 48 Horas. Trascurrido este Tiempo, se Agregaron
Gotas de Azul de Bromotimol y no Mostro Ningún Cambio.
A). B)
Nota. Para la bacteria TSEBT 05-01 encpasulado en matrices de almidòn de yuca al 5% y 15% incubado a 20ºC
durante 72 horas en medio Ashby observando que no hubo cambio de color despues de agregar el azul de bromotimol.
En base a la encapsulación, no encontramos efectos reversibles a los PGPM en cuanto a
la matriz utilizada mostrando viabilidad a los PGPM almacenados. Ribaudo et al., (2012) estudio
la actividad para solubilizar fosfato de bacterias promotoras crecimiento vegetal inoculadas en
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 65
cultivos de arroz y papa, donde demostraron la capacidad de solubilizar fosfato entre las cepas
PGPB en concentraciones de 150 a 200 ufc/mL.
Se ha conocido que las bacterias que solubilizan el fosfato utilizan varios mecanismos
para convertirse de insolubles a formas solubles el fosforo; demostrando, que las bacterias PGPR
son capaces de solubilizar el fosfato poniéndolo a disposición de la planta y dándole potencial a
el cultivo (Jha y Saraf, 2015, p.108-119).
Por otra parte, Según Santos, et al, (2010) encapsularon microorganismos PGPM en
matrices poliméricas de alginato de sodio donde el 36% de ellas no mostraron una respuesta
positiva, esto estuvo asociado a que las especies de microorganismos que tienen una resistencia
natura pese al medio ambiente severa el cual se exponen cambia su actividad enzimática y junto
a una matriz basada en polímeros no ayudo a su rendimiento; otra consecuencia fue que el
polímero pudo haber afectado la viabilidad o liberación de las células, ya que, no es tan es fácil
de diluir las perlas formadas con alginato de sodio.
9.3.2 Solubilizadores de Fosfato
En la figura 11 se observa que el hongo TSEBT 04-01 después de 72 horas de incubación
demostró que mantienen la capacidad de solubilizar fosfato en medio carentes de él, formando
hidrolisis en el medio.
Con esta evaluación se demostrado que con esta prueba cualitativa este microorganismo
mantiene la actividad promotora de crecimiento vegetal la cual está asociada a la solubilización
de nitrógeno, corroborando que este microorganismo no se vio afectado por la luz UV a la cual
estuvo expuesta donde la matriz de alginato-almidón de yuca le proporciono la protección
necesaria para no perder su actividad manteniéndola viable.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 66
Figura 11.
Prueba de Viabilidad del Hongo PGPM Encapsuladas. A) Hongo TSPHP 04-01 Encapsulada en
Alginato 1%- Almidón 5% Almacenada a 4°C e Inoculada en Medio NBRIP. Trascurrido este
Tiempo. B) Hongo TSPHP 04-01 Encapsuladas en Matriz Alginato 1% -Almidón 15%
Almacenadas a 4°C e Inoculadas en Medio NBRIP Durante 48 Horas. Trascurrido Este Tiempo,
se Observó una Sedimentación en el Medio.
A) B)
Nota. En los viales se observa el crecimiento del Hongo TSPHP 04-01 encpasulado en matrices de almidòn de yuca
al 5% y 15% incubado a 20ºC durante 72 horas en medio NBRIP.
La respuesta general del hongo PGPM encapsulado en esta matriz alginato-almidón yuca
durante la fase de almacenamiento a 4°C fue positiva; permitiendo observar su comportamiento a
las 96 horas después de inoculado; estudios han demostrado que la solubilidad del fosfato está
ligada a la producción de ácidos orgánicos o actividades enzimáticas presentes en habitad.
Investigaciones demuestran que la solubilización de fosfato está asociada a la producción de
ácidos orgánicos o a la actividad enzimática, siendo este un elemento importante junto a la
solubilización de nitrógeno actuando como nutriente principal en el desarrollo de las plantas.
Con lo anterior, se puede inferir que los resultados obtenidos respecto al hongo TSPHP 04-01
presenta un notable índice en cuanto a su solubilización de fosfato en fuentes de fosforo
insolubles por las condiciones ambientales en las que se están manteniendo viable su actividad
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 67
PGPM, donde esto se encuentra asociado a que los polímeros utilizados para la encapsulación
del consorcio microbiano fueron los apropiados (Guzmán, et ál, 2012, p.182-190).
Según lo expuesto anteriormente, con las pruebas realizadas para la determinación de la
capacidad promotora de crecimiento vegetal se pudo concluir que los microorganismos
mantienen viable su actividad fijadora de nitrógeno y solubilizadora de fosfato después de ser
encapsulados en una matriz de alginato-almidón de yuca.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 68
10. Conclusiones
Se estableció que el alginato permite la formación de estructuras con el almidón de yuca
en cualquier concentración evaluada. Sin embargo, se obtuvieron perlas uniformes en las
concentraciones de alginato al 1%- almidón de yuca 15%, a diferencia de alginato al 1%-
almidón de yuca al 5% donde se obtienen estructuras de forma irregular.
Se pudo establecer que el cambio de forma o tamaño no son dependientes de la
concentración de almidón de yuca de la que está compuesta la perla. Con base a las
probabilidades donde no se espera cambios en tamaño o forma es conveniente usar
concentraciones de almidón de yuca al 15%, previniendo cambios a nivel de calidad del
encapsulado.
A 4°C las perlas alginato-almidón conservan su estructura, sin cambios físicos. Las
relaciones de los polímeros de inmovilizados de Alginato 1% - Almidón yuca 5% y Alginato 1%
- Almidón yuca 15%, tuvieron efectos favorables en la viabilidad de la actividad PGPM
(solubilizadores de fosfato y nitrógeno) en los microorganismos después de la exposición UV.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 69
11. Recomendaciones
Dado los resultados obtenidos del estudio de la encapsulación con una matriz de alginato
- almidón de yuca se cree conveniente hacer las siguientes recomendaciones para futuras
investigaciones:
Evaluar la viabilidad de los microorganismos PGPM encapsulados a diferentes tiempos
de almacenamiento realizando un registro a través del tiempo.
Utilizar un diámetro diferente de la jeringa hipodérmica para que el tamaño de las perlas
aumente y la cantidad de cel/perlas sea mayor a la requerida para futuros estudios.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 70
Referencias Bibliográficas
Abhilash, P., Dubey, P., Tripathi, V., Gupta, V., & Singh, H. (2016). Plant Growth-Promoting
Microorganisms for Environmental Sustainability. Trends in Biotechnology, (11):847–
850. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2016.05.005
Agropecuario, I. C. (2020). Empresas registradas de Bioinsumos. Bogota, Colombia:
Minagricultura. https://mincultura.gov.co/
Aguilera, M., Sánchez, M., & Ramos, A. (2011). Microorganismos probióticos encapsulados en
polímeros microbianos: Evaluación de la capacidad protectora de la encapsulación para
su administración oral. Editorial de la Universodad de Granada , 970-84-694.
Agustin, M., Sanguansri, L., Margettes, C., & Young, B. (2002). Microencapsulation of food
ingredients. . Food Aust, 53, 220-223.
Ahemand, M., & Kibret, M. (2013). Mechanisms and applications of plan growth promoting
rizhobacteria: Current perspective. Journal of king Saud University- Science, 4-15. DOI:
https://doi.org/10.1016/j.jksus.2013.05.001
Almanza, J., Guitierrez, M., Castro, L., & Lares, F. (2018 ). Microorganismos promotores de
crecimiento vegetal con yeso agrícola en papa (solanum tuberosum L) bajo casa sombra.
Agrociencias, 52: 1149-1159.
Amorós, D. (2013). Efecto del almidón en la viabilidad gastrointestinal de Lactobacillus
acidophilus en biosoportes de alginato/almidón. Oviedo, España: Universidad de Oviedo,
Master Universitario en Biotecnología Alimentaria. p.20 .
Aristizabal, J., & Sánchez, T. (2013). Guía técnica para producción y análisis de almidón de
yuca. Servicios de tecnologias de Ingeniería Agrícola y Alimentaria, boletin de servicios
FAO, 50-62.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 71
Aristizabal, O. (2014). Evaluación de la comercialización y mercadeo de los Bioinsumos de uso
agricola registrados en Colombia. Trabajo de grado para optar el titulo de Especialista
en Mercado Agropecuario, Corporación Lasallista, 0-66.
Armellín, E. (2002). Síntesis y caracterización de nuevos Poliésteramidas: Estudio de sus
pripiedades. Tesis Doctoral, Ingeniería química - Universidad politecnica de cataluña, 9-
11.URI: http://hdl.handle.net/2117/93736
Asobiocol. (2019). La importancia de los bioinsumos en el agro. Registrado el 09-13. Retrieved
from Mundobiotec: https://mundobiotec.com/bioinsumos/
Ballester, A., Romaric, L., & Amaury, R. (2014). Produción de abono orgánico (compost) en la
UBPC. . Celian Sanchez Manduley , 10-11.
Baquero, I., Tobar, M., Campos, S., Suaréz, E., Rosillo, A., & Sanchez, J. (2007). Programa
Nacional de Biotecnología. Informe de Vigilancia tecnologica bioinsumos. . Colciencias,
Bogota, 99.
Basahan, Y., Prabhu, J., & Hernandez, P. (2014). Advances in plant growth-promoting bacterial
inoculant technology: formulation and practical perspectives. MARSCHNER REVIEW,
378-1-33. DOI:10.1007/s11104-013-1956-x
Basani, J., Queiroz, S., & Barbosa, D. P. (2019). Microbial cell encapsulation as a strategy for
the maintenance of stock cultures. Food Science and Techonology, 102 (219-234). DOI:
https://doi.org/10.1016/j.lwt.2018.12.058
Bashan, Y., Hernandez, P., Esther, P., & Leyva, L. (2008). Inoculantes microbianos sinteticos:
Son el futuro para la agricultura. Centro de investigaciones Biologicas del Noroeste,
23090.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 72
Bautista, X., & Gallardo, I. (2008). Estandarización de métodos de detección para promotores de
crecimiento vegetal (Acido Indol Acético y Giberelinas) en cultivos microbianos. Centro
de investigación, Universidad Pontificia Javeriana, 60-159. URI:
http://hdl.handle.net/10554/8948
Bertolini, A. (2010). Starches Characterization, Properties, and Applications (Primera Edición)
Taylor & Francis Group, pp 21-53.
Birch, H., Hmmnershonj, R., Combe, M., & Mayer, P. (2017). Biodegradation of hydrocarbon
mixtures in surface waters at enviromentally relevant levels - Effect of inoculum origin
on kinetics and sequece of degradation. chemosphere, 400-407. DOI:
10.1016/j.chemosphere.2017.05.169
Birmpa, A., Sfika, V., & Vantarakis, A. (2013). Ultraviolet lightUltraviolet light and ultrasound
as non-thermal treatments for the inactivation of microorganisms in fresh ready-to eat
foods. Food Microbiol, 96-102. DOI: 10.1016/j.ijfoodmicro.2013.06.005
Cappellari, L., Santoro, F., & Nievas, W. (2013). Increase of Secondary metabolite content in
marigold by inoculation with plant growth-promoting Rhizobacteria. Soil Ecol, 70 (16-
22).
Chandramouli, V., Kailasapathy, K., & Jones, M. (2005). An improved method of
microencapsulatión and its evaluation to protect lactobacillus spp. in simulated gastric
condition. Journal of Systematic ans Evolutionary Microbiology, 56(1), 27-35. DOI:
10.1016/j.mimet.2003.09.002
Cohen, Y. (2002). Bioltration the treatment of fluids by microorganisms immobilized into the
lter bedding material: a review. Microbial Sciences, 09-60-852 . DOI: 10.1016/s0960-
8524(00)00074-2
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 73
Chicaiza, V., Florez, E. (2016) Evaluación de extración encapsulación y capacidad antioxidante
de las antocianinas de flor de jamaica. Escuela agricola, Panamericana, 6-20.
Castillo, S., Alvarado, J., Baez, J., Macías, E., & Ramirez, B. (2017). Diseño de microcápsulas
de alginato con matriz prebiótica de Aloe Vera para la encapsulación de Lactobacillus
plantarum. Investigación y desarrollo en la Ciencia y Tecnología de Alimentos, 531-536.
Da Silva, T., Rodrigues, L., & Benedetti, S. (2015). Potential use of whey concentrate and
prebiotics as carrier agents to protect Bifidobacterium-BB-12 microencapsulated by spray
drying. Food Research International, 67(400–408). DOI: 10.1016/j.foodres.2014.11.038
Draget, K. (2000). Alginates. In handbook of hydrocolloids. Cambridge, England: Woodhead
publish , 279-395.
Franchetti, S., & Marconato, J. (2006). Polimeros biodegradáveis- uma solucao parcial para
disminuir a quantidades dos resíduos plásticos. Quimica Nova , V. 29 (811-816) . DOI:
https://doi.org/10.1590/S0100-40422006000400031
Fritzen, F., & Prudencio, S. (2013). Microencapsulation of bifidobacteria by spray drying in the
presence of prebiotics. Food Research International , 45(06-312). DOI:
10.1016/j.foodres.2011.09.020
Galaviz, C. (2015). Cambios en la estructura de la comunidad bacteriana en la rizósfera de
mezquite amargo por la inoculación con la bacteria promotora de crecimiento en plantas
(PGPB). La Paz, Baja California del Sur: Centro de Investigación Biologicas del
Noroeste, S.C. URI: http://dspace.cibnor.mx:8080/handle/123456789/449
García, A. M. (2009). Proyecto de creación y puesta en marcha de la empresa Bioinsumos de
Colombia Ltda., laboratorio productor de hongos entomopatógenos y antagonistas para el
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 74
manejo de plagas y enfermedades en cultivos e interés agrícola. Ciencia Unisalle, 15-44.
URI: https://ciencia.lasalle.edu.co/ing_alimentos/90
Glick, B. (2012). Plant Growth-Promoting Bacteria: Mechanisms and Applications. University
Avenue South, Waterloo, Canada , 4-10. DOI: https://doi.org/10.6064/2012/963401
Gonzales, G., & Serna, C. (2015). Viability of encapsulated lactic bacteria added in a matrix of
chocolate coverage . Rev. Colomb. biotecnol, 17(40-45). DOI:
http://dx.doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v17n1.44824
Guzmán, A., Rivera, D., & Bonilla, R. (2012). Selección y caracterización de rizobacterias
promotras de crecimiento vegetal (RPCV) asociadas al cultivo de algodón. Colomb.
Biotecnol, 182-190.
Hernandez, C., Rodriguez, M., Murillo, A., & Muñoz, O. (2012). Technological Advance for
Alginate Production in Mexico. Scielo, Ingenieria, Investigación y tecnología, Vol. 13
(2).
Hernández, S., Gallegos, S., Rodríguez, C., & Aguilar, N. (2011). Biocontrol of soil fungi in
tomato with microencapsulates containing bacillus subtilis . Agric. Biol, Sci. , 6:189-195.
DOI: https://doi.org/10.3844/ajabssp.2011.189.195
Hoffman, B., Lukoyanov, D., Yang, Z., & Dean, D. (2014). Mechanism of nitrogen fixation by
nitrogenasa. Chemical, reviews, 40-41-4062. DOI: https://doi.org/10.1021/cr400641x
Jen, A., Wake, M., & Mikos, A. (1998). Hydrogels for cell immobilization. Biotechnol Bioeng,
50(357-364). DOI: 10.1002/(SICI)1097-0290(19960520)50:4<357::AID-
BIT2>3.0.CO;2-K
Jha, C., & Saraf, M. (2015). Plant growth promoting rhizobacteria (PGPM). Journal of
Agricultural Res, Develop, 108-119.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 75
Jime, P., Obando, M., & Sanchez, L. (2012). Effect of plant growth- promoting rhizobacteria
(PGPR) ssociated to Pennisetum clandestinum in the altiplano cundiboyacense.
Cienc.Tecnol.Agropecu, 13(2).
Jiménez, C. (2011). Encapsulación de Lactobacillus paracasei en una matriz de alginato-
almidón a través de: atomización-coacervación-lecho fluidizado. Xalapa, Veracruz:
Universidad de Veracruzana.
Jiménez, L. (2014). Microorganismos probióticos encapsulados en polímeros microbianos:
Evaluación de la capacidad protectora de la encapsulación para su administracioón oral .
Universidad de la granada , 1-28.
Jhonston, D. y Raizada, M (2011) Conservation ans Diversity of seed Associated Endophytes in
Zea across boundaries of evolution, Ethnography and Ecology. PloS ONE, 1-9 doi:
10.1371/journal.pone.0020396
Kailasapathy, K. (2003). Microencapsulation of probiotic bacteria: tecnology ans potential
applications. Current Issues Instestinal Microbiol 3, 39-48 .
Krishnamoorthi, S. Benerjee, A. Roychoudhury, A (2015) Immbolized enzyme
technology:potentiality and prospects. J Enzymol Metabol 1: 104
Kumar, A., & Harjinder, S. (2007). Recent advances in microencapsulatión of probioticos for
industrial applications and targeted delivery. Food Sience y Techonology , 18: 240-351.
DOI: https://doi.org/10.1016/j.tifs.2007.01.004
Lincheng, Z., Guiying, L., Taicheng, A., Jiamo, F., & Guoying, S. (2008). Recent Patents on
Immobilized Microorganism Technology and Its Engineering Application in Wastewater
Treatment . Recent Patents on Engineering, 2, 28-35. DOI:
https://doi.org/10.2174/187221208783478543
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 76
Lopez, A., Deladino, L., & Navarro, A. M. (2012). Encapsulación de compuestos bioactivos con
alginatos para la industria de alimentos . Limentech ciencia y tecnología Alimentaria ,
169-712.
Lupo, B. (2018). Estudio de la gelificacion de alginatos para encapsulación: caracterización,
preparación y aplicaciones en alimentos funcionales. Universitat Barcelona, 44-45.
Lupo, P., Gonzáles, A., & Maestro, G. (2012). Microencapsulación con alginato en alimentos.
Técnicas y aplicaciones . Revista Venezolana de ciencia y Tecnología de Alimentos, 130.
Maheswari, D. (2011). Bacteria in Agrobiology: Plant Growht Resoinses. New York: Springer,
7-37 vol.7.
Malusa, E., & Ciesielka, J. (2012). Technology for benefical microorganisms inocula used as
biofertilizer. Sci World J, 1-12. DOI: 10.1100/2012/491206
Martin, M., & Gallardo, V. R. (2010). Tecnicas de microencapsulación: una propuesta para
microencapsular probioticos. Ars Pharma , 50 (1) pp. 43-50.
Martínez, L. (2007). Obtención y caracterización de almidones de malaga, arroz y maíz ceroso
modificados por extrusión termplástica para su uso como encapsulante de aceite esecial
de naranja. Veracruzana, 6-69.
Martozavian, A., Razavi, M., & Ehsani, R. (2008). Principles and methods of
microencapsulation of probiotic microorganisms. Iran. J. Biotech, (5) 1-18.
Medina, J., & Huertas, P. (2012). Survival and encapsulated probiotic bacteria anad their effect
on the sensory, physicochemical, microbiological properties of yoghurt . Vitae 19,19 (90-
95).
Millan, V., Romero, L., Brito, M., & Ramos, A. (2016). Luz ultravioleta: Inactivación
microbiana en frutas. Saber, Universidad de Oriente, 27 (454-469).
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 77
Mora, J. (2016). Contribuciones del compost al mejoramiento de la fertilidad del suelo. San
Pedro de Montes de Oca, Costa Rica: Universidad de Costa Rica.
Oliveira, J. (2003). Estudio de la biosorción de cobre Cu(II) por perlas de Alginato de Calcio .
Universidad Nacional Mayor de San Marcos, 6-59.
Pandey, P., & Maheshwari, D. (2007). Bioformulation of Burkholderia sp. with a multispecies
consortium for growth promotion of cajanus cajan. Canadian Journal of Microbiology,
53-213-22. DOI: 10.1139/w06-118
Peñin, A. (2017). Plant growth promoting Rhizobacteria. Universidad de la laguna , 5-30.
Pérez, A., Tuberquia, A., & Amell, D. (2015). Actividad in vitro de bacterias endofitas fijadoras
de nitrógeno y solubilizadoras de fosfato. Agronomía Mesoameriana, 213-223.
Perez, L., Bolívar, H., & Díaz, A. (2017). Biofertilizantes en Colombia. Barranquilla, Colombia:
Capitulo 6, p.10. Universidad Simón Bolivar Programa de Microbiología y biomedicas.
Podile, A., & Kshore, K. (2010). Solubilization of phosphates en S. Gnanamanickam, PLANT-
ASSOCIATED BACTERIA. India: Springer , 8-11.
Puente, M., García, J., & Rubio, E. (2010). Microorganismos promotores de crecimiento vegetal
empleados como inoculantes en trigo. INTA- Estación experimental Agropecuaria
Rafaela, 116.
Ramirez, A., Lopez, M., Sanchez, R., Gutierrez, P., & León, M. (2014). Effectiveness of
microbial inoculants on growth and productivity of habanero pepper (Capsicum chinense
Jacq.). Agrociencia, Vol. 48 (3) URL: http://www.colpos.mx/agrocien/agrocie...
Ramirez, J., Parra, J., & Adalucy, A. (2018). Análisis de técnicas de recuento de
Microorganismos. Universidad libre, pereira , 4-8. DOI: https://doi.org/10.18041/2323-
0312/mente_joven.0.2017.3665
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 78
Ramírez, l., Castillo, A., Aceves, & Carrillo. (2009). Efecto de productos con reguladores de
crecimiento sobre la floración y amarre de fruto en chile ‘habanero. Revista Chapingo,
vol. 11, Núm. 1 pp.
Rodrigo, S., Contreras, M., Hernández, B., & Muños, V. (2012). Gelificación de alginatos.
Centro Universitario anglo mexicano de morelos, S.C, 1-1.
Rodriguez, R., & Rojas, F. R. (2016). Encapsulación de probioticos para aplicaciones
alimenticias. Revista biosalud, 15(2): 106-115 DOI: 10.17151/biosa.2016.15.2.10.
Rokka, S., & Rantamaki, P. (2010). Protecting probiotic bacteria by microencapsulation:
challenges for industrial application . Eutopean food Research and Tecnology , 231(1) 1-
10.
Ruiz, A. (2005). Polímeros biodegradables a partir del Almidón de yuca . Master en Ingenieria
de procesamientos de polimeros, Universidad EAFIT , 1-25.
Ruminot, A. (2005). Encapsulación de bacteruas lácticas en geles de alginato para la pridución
de bacteriocinas e inhubición de Listeria monocytogenes. Valdivia, Chile: Universidad
Austral de chile.
Sánchez, M. (2008). Bacterias promotoras de crecimiento Vegetal. Universidad Michoacana de
San Nicolás de Higaldo, 66-70.
Sarraipa, J., & Jiménez, H. (2017). Metodología de Evaluación de prototipo Innovador . Módulo
INNOVA, acaci. Universidad Distrital Francisco , 33-35.
Seppala, J., Malin, M., Peltonen, S., Heikkila, E., & Vuorenpaa, J. (2001). Thermoplasticized
starch component and process for the preparation thereof . U.S patets , 6,0111,092.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 79
Sharma, S., Sayyed, R., Trivedi, M., & Gobi, T. (2013). Phosphate solubilizing microbes:
sustainable approach for manging phosphorus deficiency in agricultural soils.
Springerplus, 18.01-2-587.
Singh, H., & Anal, A. (2007). Recent advances in microencapsulation of probiotic for industrial
application and targetd delivery. trends in Food Science y Technology, 18(240-251).
Somoza, V. R. (2011). Agroconsultora Plis. Retrieved from Bioinsmos agrícolas y sus
implicancias en la Agricultura sustentable en Argentina:
https://www.agroconsultoraplus.com/bioinsumos-agricolas/
Spasojevic, M., De Vos, P., & sikkema, J. (2010). Enpasulation for preservation of functionality
ans targetd delivery of bioactive food component. International Dairy Journal, 292-302.
DOI: 10.1016/j.idairyj.2009.11.008
Tapias, H., Cabrejos, N., Rojas, P., & Torres, D. (2010). Preparacion de perlas de alginato de
calcio con propiedades magnéticas y su aplicación en la adsorción de Cu (II). Rev.
Per.Quim.Ing.Quim, 12 (29-33).
Timmusk, S., Paalme, V., Bergquist, Vangala, A., & Danilas, T. (2011). Bacterial distribution in
the rhizosphere of wild barley under contrasting microclimates. PloS one, 6(3): 17968.
DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0017968
Trujillo, T. (2014). Obtención de películas biodegradanles a partir del almidón de yuca
doblemente modificado para el uso en empaque de alimentos. Perú, Universidad
Nacional Amazónica de madre de Dios, 5-16.
Urrutia, J. A. (2000, 07 09). Calidad y diseño. Conceptos estrategicos de gestión. Encuentro
Internacional de diseño, Centro de diseño industrial, p. 143 y ss.
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 80
Vanegas, J., Flórez, N., & Uribe, D. (2012). Bioprospeccion de microorganismos promotores de
crecimiento vegetal para su aplicación en el cultivo de arroz. Universidad Nacional de
Colombia, Cap 8. 55-67.
Villacrez, J. L. (2013). Desarrollo de microencapsulados por SPRAY DRYING a partir de frutos
de mora de castilla. Universidad Nacional de Colombia, 25-85.
Vos, P., Fass, M., & Spasojevic, M. (2014). Encaspsulation for preservation of functionality and
targed delivery of bioactive food components. International Dairy Journal, 20(4) 292-
302. DOI: https://doi.org/(...).idairyj.2009.11.008
Wasi, S., Tabrez, S., & Ahmad, M. (2013). Use of Pseudomonas spp. for the bioremediation of
environmental pollutants: a review. Environ Monit Assess, 185:8147–8155. DOI:
10.1007/s10661-013-3163-x
Zambrano, D., Ramon, F., Pérez, M., & Bonilla, R. (2015). Industria de bioinsumos de uso
agrícola en colombia. Actualidad & Divulgación Científica, 15 (59-67). DOI:
https://doi.org/10.31910/rudca.v18.n1.2015.445
Zhang, J. W. (2003). Microbial activity during composting of anthracene contaminated soil.
Chemosphere.Vol 52(9) DOI: https://doi.org/10.1016/S0045-6535(03)00489-2
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 81
Apéndices
Apéndice A. Preparación del medio NBY Liquido y sólido para los microorganismos PGPM
Tabla 10.
Composición del Medio NBY Líquido
COMPUESTO CANTIDAD
Caldo nutritivo 8 gr
Extracto de levadura 2 gr
K2HPO4 0,5 gr
KH2PO4 2 gr
MgS04-6H2O 0,25gr
GLUCOSA 5 gr
Tabla 11.
Composición del Medio NBY Sólido
COMPUESTO CANTIDAD
Caldo nutritivo 8 gr
Extracto de levadura 2 gr
K2HPO4 0,5 gr
KH2PO4 2 gr
MgS04-6H2O 0,25gr
GLUCOSA 5 gr
Agar -Agar 17 gr
Tabla 12.
Composición del Medio Ashby Líquido
COMPUESTO CANTIDAD
Sacarosa 5 gr
Glucosa 5 gr
CaCO3 2 gr
KH2PO4 5 gr
MgS04 0,2gr
NaCl 0,2
CaSO4 5 gr
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 82
Tabla 13.
Composición del Medio NBRIP Líquido.
COMPUESTO CANTIDAD
Ca3 (PO4) 2,5 gr
MgCl2-6H2O 2,5 gr
MgCl2- 7H2O 0,125 gr
KCL 0,2 gr
(NH4)2 SO4 0,5gr
GLUCOSA 5 gr
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 83
Apéndice B. Cálculos de la Concentración de Almidón de Yuca y Alginato para la
Encapsulación de Microorganismos
Calculo 1 Alginato
Concentración 4% de alginato
V1= 2% x 15mL = 7,5 mL alg 4% + 7,5 mL de H2O = 2% de alginato
4%
Para la preparación del alginato al 1% este se mantuvo en una placa de calentamiento con
agitación constante a 100 rpm hasta estar completamente diluido y la solución viscosa.
Calculo 2 Almidón de yuca
Concentración de 30% y 10%
V1= 10% x 15mL = 1,6 mL almidón yuca 90% + 13,4 mL de H2O = 10% de alginato
90%
V1= 30% x 15mL = 5 mL almidón yuca 90% + 10 mL de H2O = 30% de alginato
90%
Al diluir la concentración de almidón con alginato queda 5% de almidón y 15%
ENCAPSULACIÓN MICROBIANA EN ALGINATO-ALMIDÓN YUCA 84
Apéndice C. Recuento de Microorganismos Viables Después de la Encapsulación en
Alginato-Almidón de Yuca por Cámara de Neubauer
Tabla 14.
Recuento del Microorganismo Encapsulados en Matriz de Alginato-Almidón Yuca
Perla
Concentración final (cel/mL)
Almidón 5%
Concentración final (cel/mL)
Almidón 15%
TSEBT 01-01
1 12*104 10*104
2 10*104 115*103
3 13*104 10*104
4 10*104 13*104
5 115*104 11*104
TSEBT 05-01
1 157*103 16*104
2 16*104 15*104
3 159*103 15*104
4 16*104 16*104
5 15*104 156*103
TSPHP 04-01
1 177*103 16*104
2 16*104 17*104
3 175*103 176*103
4 16*104 176*103
5 17*104 17*104