crustacé: Artemia salina
Transcript of crustacé: Artemia salina
République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique
Université d’Oran Es Sénia
Faculté des Sciences Département de Biologie
Laboratoire Réseau de Surveillance Environnementale
THESE de
DOCTORAT en BIOLOGIE
USpécialité U: Sciences de l’Environnement
UOption: U Biologie et pollution marines
Présentée par Mme MATALLAH-BOUTIBA Amaria
UThème
Soutenue le / 06/2009 devant la commission d’examination:
2008/2009
Identification des espèces fongiques des eaux marines du littoral occidental algérien et évaluation
de leur potentiel toxinogène vis-à-vis d’un crustacé: Artemia salina .
Président Examinateur Examinateur Examinateur Examinateur Directeur de thèse
Professeur, Univ. Oran Professeur, Univ. Oran Professeur, Univ. Mostaganem Professeur, Univ. Mostaganem M.C., Univ. Tlemcen Professeur, Univ. Oran
M. KIHEL D.J. HENNI A. SELSLET A. RIAZI B. MOUSSA BOUDJEMAA Z. BOUTIBA
Introduction Générale
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En dépit du rôle fondamental joué par les champignons dans l’équilibre des
écosystèmes côtiers, peu de choses sont connues sur la microflore fongique marine. Ce
déficit en information résulte du fait que ces organismes sont habituellement absents
du débat sur la biodiversité (Norton et al. 1996). Par exemple, les recommandations
de la Convention des Nations-Unies sur la diversité biologique ne font pas mention des
champignons? (ainsi que des algues?), et ce n’est que récemment que l’International
Plant Genetics Research Institute de Rome a reconnu que les plantes cultivées de la
planète ne poussaient pas toutes sur le sol! Pour des raisons principalement
émotionnelles et d’intérêt public, les forêts tropicales et d’autres écosystèmes terrestres
ont été au centre du débat sur la biodiversité. La diversité des habitats marins et d’eau
douce a été négligée, bien que le nombre de phylums de l’océan représente presque le
double de celui sur le continent (Sepkoski, 1995). Ce n’est que récemment que l’on a
réalisé l’abondance et l’importance du groupe des champignons (Thomsen, 1986).
Sur la base des données disponibles, l’émergence du premier phylum des champignons
aurait eu lieu pendant la période du précambrien, il y a 4 Milliards d’années, c'est-à-
dire dans les océans (Barbier et Vandenkoornhuyse, 2006; Vandenkoornhuyse, 2007).
Cette hypothèse remet donc en cause le dogme selon lequel les champignons auraient
une origine, mais aussi, une diversification non marine. Et depuis, la présence de
champignons saprophytes dans le milieu marin est, aujourd’hui, un fait reconnu par la
communauté scientifique. Ainsi, de nombreuses moisissures ont été isolées de l’eau de
mer, des sédiments et des coquillages, suggérant que les océans représentent un vaste
réservoir fongique (Kohlmeyer, 1983 ; Gareth-Jones, 1998 ; Vishwakiran et al., 2001
Pang et al., 2004).
Dans les mers et les océans, les champignons ne se sont pas limités seulement à
occuper les habitats de surface, mais ils ont pris le soin et le temps nécessaires pour
conquérir même les biotopes des grandes profondeurs puisqu’une biodiversité
fongique insoupçonnée a été découverte très récemment dans les écosystèmes
Introduction Générale
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hydrothermaux profonds. Une collection de souches fongiques issue d'échantillons de
sites hydrothermaux a été obtenue et caractérisée morphologiquement, génétiquement
et physiologiquement. Ces travaux préliminaires ont mis en évidence le caractère
original de plusieurs souches fongiques induisant des études descriptives (Burgau,
2007).
Très récemment, un intérêt particulier de la part des scientifiques dans le monde est
porté aux champignons évoluant en zone côtière et, plus précisément dans les zones
aquacoles. Ces sites conchylicoles correspondent à des écosystèmes particulièrement
riches en matière organique et pourraient être propice à l’implantation des moisissures
et ainsi abriter une microfonge non négligeable potentiellement toxinogène. Et suite
aux nombreux phénomènes de toxicité inexpliquée de coquillages observées au niveau
du littoral français au début des années 1990, le peuplement fongique marin est
tardivement soupçonné être à l’origine de la mortalité massive des coquillages en
1987 sur les côtes Est canadiennes (Brewer et al. 1993), puis le long des côtes
françaises à partir de 1992 jusqu’en 2001 (Amzil et al.1996 ; Landeau, 2001 ; Landeau
et al.2002 ; De Vasson, 2002). En effet, l’ensemble de analyses biologiques effectuées
par le SMAB (Université de Nantes ; France) sur des prélèvements des secteurs
touchés par ces intoxications (au Canada et en France) ont prouvé l’absence totale de
bactéries toxigènes, de phytoplancton, de phytotoxines, et de polluants (métaux et
hydrocarbures), mais incriminent uniquement les micromycètes dans ces phénomènes
de toxicité!
A partir de ce constat, de vastes programmes de recherche ont été développés depuis
le début de l’année 1990 par les chercheurs français et canadiens dans le but
d’identifier la biodiversité fongiques marine le long du littoral et plus particulièrement
dans les zones aquacoles afin d’élucider et d’éradiquer ces phénomènes de toxicité vis-
à-vis des produits conchylicoles et de leurs consommateurs, à savoir l’homme
(Sallenave, 2000; Landreau, 2001 ; Grovel, 2002; Petit et al. 2004; Mohamed
Benkadda, 2006; Poirier et al. 2007 et Eruiz 2007).
Introduction Générale
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De notre côté, et dans le cadre d’un accord programme de coopération entre notre
laboratoire Réseau de Surveillance Environnementale LRSE (Université d’Oran ;
Algérie) et le SMAB (Université de Nantes ; France), un thème de recherche fût lancé
en début de l’année 2005 dont l’objectif principal est la réalisation d’un inventaire
poussé de la microflore fongique évoluant dans des zones côtières pouvant, à l’avenir,
abriter des projets d’implantation de parcs aquacoles, d’une part, et de voir si il
existerait, parmi les souches fongiques recensées, des moisissures qui secrèteraient des
substances toxiques qui peuvent avoir des effets néfastes sur les organismes
aquatiques, en particulier les mollusques bivalves du genre Mytilus, espèce de
coquillage très commune et largement pêchée sur les côtes algériennes. Aussi, ces
toxines fongiques pourraient affecter la santé des personnes qui consomment poissons
et fruits de mer de ces milieux, et également prévenir et éviter les nuisances multiples
pour certaines activités humaines (pêche, aquaculture, tourisme) pouvant se traduire
par un préjudice économique et financier considérable pour notre pays, d’autre part.
Dans le cadre de cette seconde partie de notre recherche seront réalisés des séries de
tests de toxicité afin de déterminer les effets des toxines produites par certains
champignons sur un crustacé aquatique utilisé ici comme modèle expérimental:
Artémia salina.
Notre présent travail est structuré en trois parties qui se répartissent comme suit :
• une première partie
: synthétisant les rappels bibliographiques sur les
Peuplements fongiques avec plus d’informations sur les champignons marins
(définition, systématique, répartition géographique, relations biologiques rôles,
…).
• une deuxième partie : caractérisant en détail la zone ciblée dans cette étude
avec sa position géographique dans le vaste bassin méditerranéen occidental et
des rappels spécifiques concernant le littoral algérien où se localise précisément
notre zone d’étude.
Introduction Générale
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• une troisième partie
: portant sur les expérimentations réalisées avec un
descriptif détaillé de la méthodologie utilisée pour le suivi de l’étude, ainsi que
la caractérisation de la zone ciblée dans cette recherche. A ce sujet, on va mettre
à profit toute une prouesse technologique innovante pour l’analyse des
échantillons (techniques de prélèvements, mise en cultures des échantillons,
isolement, identification, conservation et élaboration d’une Mycothèque).
• une quatrième partie :
résumant toutes les données sur la sélection des
espèces fongiques tout en s'attachant à caractériser les effets délétères des
mycotoxines vis-à-vis d’un organisme aquatique utilisé comme modèle
expérimental : le Crustacé Artemia salina.
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
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Introduction
Comme les plantes, les champignons sont des êtres vivants. Autrefois, on répartissait
les êtres vivants en deux grands règnes : le règne animal et le règne végétal.
Aujourd’hui, on les classe en 6 règnes: Archéobactéries, Bactéries, Protistes,
Champignons, Végétaux, Animaux.
Les champignons ont longtemps été considérés comme des végétaux, plus précisément
des Cryptogames (comprenant les algues, les mousses et les fougères), à la
reproduction "cachée", par opposition aux Phanérogames, ou plantes à fleurs aux
organes reproducteurs bien visibles. Durant la seconde moitié du XXème siècle, le
caractère végétal des champignons est contesté. Les progrès de la biologie moléculaire
confirment que les champignons peuvent constituer un règne à part nommé Mycota ou
Fungi (ou encore règne fongique). Malgré tout, on ne sait pas encore où classer avec
certitude certains groupes très particuliers.
Dans le règne fongique, on distingue 5 divisions:
- Chytridiomycota: ce sont les champignons les plus primitifs. Ils sont aquatiques et
leurs spores possèdent un flagelle.
- Zygomycota: ce sont des champignons à spores non flagellées et possédant des
hyphes coenocytiques (sans cloisons).
- Glomeromycota.
- Ascomycota.
- Basidiomycota.
La systématique ci-dessus est basée sur le guide des Champignons de France et
d'Europe de Régis Courtecuisse (Duhem; 2007). On pense que les organismes
procaryotes (Monera) ont donné naissance aux nombreuses lignées d'eucaryotes.
Parmi ces derniers, ceux qui restent à un niveau unicellulaire ou colonial ou à un
niveau multicellulaire très primitif constituent le règne des Protistes (Protista).
Les trois lignées majeures qui atteignent le niveau multicellulaire, exploitant chacune
des modes de nutrition différent. Le groupe des Champignons (les levures, les
moisissures), intercalé entre le groupe Plantes et le groupe Animaux , sont des
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
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organismes hétérotrophes saprophytes ; ils se nourrissent à partir de matière organique
vivante ou en décomposition (Cf. Fig.1 ; Keeton, 1976)..
Figure : 1- Relations entre les êtres Vivants : les Champignons sont intercalés entre le règne végétal et le règne animal (Keeton, 1976).
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
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1. Les Champignons. Les champignons sont des organismes eucaryotes filamenteux ou unicellulaires, ne
produisant pas de tissus. Ils ne possèdent aucun pigment assimilateur ; ce qui en fait
des organismes hétérotrophes qui ont donc besoin d'une source de carbone organique
pour se développer. Ce carbone organique ne pouvant provenir que d'autres
organismes vivants, ils vont se développer à leurs dépends (parasitisme), ou en
harmonie (symbiose), ou encore décomposer des substances organiques mortes
(saprophytisme). Dans ce dernier cas, ils possèdent toutes les enzymes nécessaires à la
décomposition de matières organiques, permettant ainsi de dégrader un grand nombre
de substrats. Ils sont, notamment, capables de consommer la cellulose et la lignine et
sont adaptés à l'habitat terrestre, qui leur est très favorable (Bouchet et al, 1989).
Les principales espèces saprophytes sont des moisissures, micromycètes filamenteux
capables de se développer sur divers substrats, qui peuvent être divisées en deux
groupes (Botton et al, 1990):
a/- les moisissures utiles qui interviennent dans de nombreux domaines et, en
particulier, en agroalimentaire. Leur utilisation confère aux produits alimentaires des
propriétés organoleptiques et technologiques recherchées. Elles sont aussi capables de
produire des substances à propriétés intéressantes, pharmacologiques notamment, et
l'exemple le plus connu étant la production de la pénicilline par Penicillium notatum.
b/- les moisissures nuisibles qui, en se développant sur les aliments, vont en
altérer les qualités technologiques, organoleptiques et nutritionnelles. Il s'ensuit alors
des pertes alimentaires qui ont donc des répercussions économiques parfois très
importantes et une incidence non négligeable sur la santé humaine.
De tels champignons peuvent-ils se retrouver en milieu marin ?
1.1 Les champignons marins. La présence de champignons dans la mer est connue depuis longtemps puisque le
premier spécimen décrit a été découvert en 1869 par C. Durieu de Maisonneuve et
Ic.F. Montagne (in Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979). Quelques travaux de la première
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moitié du ème siècle avaient signalé l'existence de champignons saprophytes dans
l'environnement marin (Sparrow, 1934).
Il a fallu attendre 1944 pour que la mycologie marine puisse prendre un véritable envol
avec la parution des travaux de Barghoom et Linder, premier ouvrage descriptif
important présentant un grand nombre d'espèces marines.
1.1.1. Définition.
Définir les champignons marins n'est pas chose simple. Plusieurs définitions ont été
données, évoluant au cours du temps, se basant à la fois sur des critères physiologiques
et/ou écologiques.
En 1959, Gold se basait sur des critères physiologiques en considérant que la salinité
nécessaire pour obtenir un optimum de croissance et la reproduction du champignon
représentait un critère suffisant pour une bonne définition. Kohlmeyer (1963)
considère qu'un champignon est marin s'il est capable de se développer et de se
reproduire en milieu marin. Il exclut alors ceux qui se développent normalement sur
terre et dont des propagules peuvent se retrouver en milieu marin, sans pour autant s'y
être développées. Kohlmeyer et Kohlmeyer affinent cette définition en 1979 et
considèrent qu'il n'est pas possible de définir les champignons marins uniquement sur
des critères physiologiques. Une définition écologique semble plus appropriée. Ainsi,
apparaissent les notions de champignons marins obligatoires et facultatifs :
- Les champignons marins obligatoires sont ceux qui se développent et
sporulent exclusivement dans les environnements marins et les estuaires.
- Les champignons marins facultatifs sont ceux qui, provenant des habitats
terrestres et des milieux aquatiques d'eau douce, sont capables de se développer et
éventuellement de sporuler dans le milieu marin.
Le critère de validité pour qu'un champignon soit considéré comme marin serait sa
faculté de germer dans les conditions marines naturelles. Tant que sa prolifération dans
l'environnement marin n'a pas été démontrée, une souche ne peut pas être qualifiée de
marine.
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
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Cette définition reste donc restrictive et les chercheurs ont alors porté toute leur
attention sur les seuls champignons marins obligatoires.
Lors du VIème Symposium international de Mycologie Marine en 1989 (Canada) , la
définition a été rediscutée. Les champignons marins formeraient un groupe beaucoup
plus écologique que taxonomique. II semble qu'une définition trop restrictive ait fait
ignorer bon nombre de champignons pourtant significatifs dans ce milieu (Hughes,
1992). Il faut également considérer l’activité de champignons terrestres adaptés à la
vie marine ou dans les zones côtières. Ainsi, un champignon ne doit pas exclusivement
se développer ou sporuler dans l’environnement marin pour avoir une incidence sur ce
milieu. Un champignon terrestre qui se développe dans la zone côtière peut avoir une
importance biologique considérable dans le milieu marin - par exemple par activité
enzymatique ou parasite (Hughes, 1992) - et jouer donc un rôle notoire bien que trop
souvent négligé.
Plus récemment, Fenical et Jensen (1997) sont revenus sur les critères écologiques et
physiologiques. Ils considèrent que le besoin en sel ne devrait pas être pris en compte
comme critère principal, étant donné les fortes capacités d'adaptation de ces
champignons à tous les milieux. En revanche, la capacité de reproduction en milieu
marin est, pour eux, un critère fondamental.
Nous voyons ici que diverses définitions ont été données pour les champignons
marins. Pour notre part, dans la suite de l'étude, nous considérerons comme «marin»
tout champignon isolé d'un prélèvement provenant du milieu marin et capable de se
développer et de sporuler, au laboratoire, dans des conditions proches de celles
rencontrées dans l'environnement marin.
1.1.2. La Mycologie marine
L'histoire de la Mycologie marine commence par trois faits majeurs :
La description par Desmazières en 1849 de la première espèce de champignon isolée
du milieu marin, Phaeosphira typharum. La découverte des botanistes français Durieu
de Maisonneuve et Montagne en 1869 du premier champignon strictement marin,
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
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Halottia posidoniae (à l’origine Sphaeria oceanica), et l’isolement de levures à partir
de la mer par Fischer puis Brebeck en 1894 (in Brisou, 1975).
Cependant, cette discipline n’a pris son véritable essor qu’en 1944, suite à la
publication par Barghoorn et Linder d’un document de référence intitulé : « Marine
fungi, their taxonomy and biology » qui traite de plusieurs espèces fongiques présentes
sur le bois en milieu marin (Kohlmeyer, 1983 ; Gareth-Jones, 1998 ; Vishwakiran et
al., 2001). Depuis, ont été identifiées des centaines d'espèces de Micromycètes
d'origine marine stricte ou facultative.
1.1.3. Systématique
Comme tous les Micromycètes, les champignons marins sont des organismes
microscopiques eucaryotes pluricellulaires. La taxonomie les situe entre les végétaux
et les animaux (Keeton, 1976). Ils sont hétérotrophes pour la matière organique, qu'ils
se procurent à partir d'autres organismes via d'importants dispositifs enzymatiques.
Leur mode de reproduction est sexué et/ou asexué. La colonie fongique née à partir
d'une spore, qui émet un bourgeon germinatif, se développe en hyphe (structure
cellulaire tubulaire siphonnée ou cloisonnée). Cet hyphe se multiplie en un important
réseau enchevêtré d'autres hyphes pour former le mycélium, d'apparence très variable
et qui envahit le substrat par zones concentriques.
Les champignons de la mer sont définis selon leurs besoins environnementaux et
physiologiques. La définition en vigueur est celle de Kohlmeyer et Kohlmeyer (1979).
Elle stipule que « les champignons marins obligatoires sont ceux qui ne peuvent
croître et sporuler qu'exclusivement en milieu marin et estuarien. Les champignons
marins facultatifs sont ceux provenant de milieux aquatiques et terrestres, capables de
se développer, et probablement de sporuler, dans le milieu marin » (Fenical et Jensen,
1997).
Bien que la plupart des groupes soient représentés, les Ascomycètes (Ascomycotina,
spores produites dans des sacs, les asques ; la germination des ascospores donne des
filaments cloisonnées) et les champignons mitosporiques (anciennement les
Deutéromycètes, reproduction sexuée inconnue) sont les plus largement présents. Leur
prédominance est probablement due à leur capacité à produire une large palette
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
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d’enzymes lignocellulolytiques entraînant la pourriture lente de la matière ligneuse en
mer, et dont les Basidiomycètes sont démunis (Gareth-Jones, 1998 ; Sridhar and
Prasannarai, 2001).
D’après Khudyakova et al. (2000), 98 % des espèces fongiques trouvées dans le milieu
marin sont marines facultatives, représentées surtout par les genres Penicillium,
Aspergillus, Trichoderma, Wardomyces, Chrysosporium et Chaetonium. Objet de
controverse (Miller, 1994 ; Gareth-Jones et al., 2001), le nombre d'espèces de
champignons filamenteux marins est estimé par Kohlmeyer et Kohlmeyer (1979) à
500. Schaumann (1993) avance le nombre de 6000 espèces, alors que Gareth-Jones
(1997) le limite à 1500. Toujours est-il que ces chiffres sont révisés par la découverte
régulière de nouvelles espèces, et selon que les auteurs considèrent ou non les levures
et les Phycomycètes (champignons caractérisés par un thalle à hyphes non cloisonnés)
(Liberra et Lindequist, 1995). Cependant, la plupart des espèces fongiques marines
(comme celles des profondeurs ou celles qui colonisent les algues tropicales) attendent
encore d’être décrites (Gareth-Jones, 1998).
1.1.4. Répartition géographique et biotope
La biogéographie de la microfonge marine dépend largement de plusieurs paramètres
énuméré ci-après (Kohlmeyer, 1983 ; Cuomo et al., 1995 ; Hyde et al., 1998) :
• La température;
• La salinité;
• La teneur en éléments nutritifs;
• La pression hydrostatique;
• La concentration d’oxygène.
Présents dans toutes les mers et océans, les Micromycètes marins sont répartis sur le
littoral, les plages sablonneuses, les mangroves et les eaux profondes, même dans les
profondeurs abyssales à plus de –5000 m (Brisou, 1975; Kohlmeyer, 1977; Pang et
al., 2004). La microfonge marine des grandes profondeurs reste de ce fait très peu
connue (Liberra et Lindequist, 1995 ; Vishwakiran et al., 2001). Transportées par des
supports inertes ou vivants sur lesquelles elles s’adsorbent, les spores fongiques sont
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véhiculées par les courants marins (Brisou, 1975) et atteignent les 5 zones
mycogéographiques marines à travers le globe terrestre : arctique, tempérée,
subtropicale, tropicale et antarctique (Kohlmeyer, 1983).
Leur répartition et fréquence restent plus constantes au niveau des sédiments, sur le
plancton côtier et de haute mer, dans les Mollusques et intestins de Poissons (Brisou,
1975). Beaucoup de Micromycètes marins vivent sur des algues, bois, feuilles et autres
corps organiques végétaux et animaux en décomposition, boues, sable et corail (Hyde
et al., 1998). Ils sont également présents sur des Mollusques, coquillages, crabes et
éponges, ainsi que dans le tractus gastro-intestinal de Poissons et certaines espèces
sont d’importants pathogènes en milieu marin. D'autres, comme Schizochytrium
aggregatum, sont de plus des réservoirs naturels de virus pathogènes qu'ils
transmettent ainsi à leurs hôtes. D’autres espèces forment des lichens avec des algues
marines sur les rochers côtiers, alors que certaines sont libres et flottent dans le
plancton (Endomycètes) (Solliec, 2004).
1.1.5. Relations biologiques
Les champignons marins vivent aux dépends de substrats organiques, dont ils tirent
l’énergie grâce à un arsenal d’enzymes tout comme leurs homologues terrestres
(Liberra et Lindequist, 1995). On leur connaît des interactions avec les algues marines,
les plantes vasculaires, les Invertébrés, les Poissons et les Mammifères (Stanley,
1992). Les relations biologiques des champignons marins avec le monde vivant sont
de plusieurs types :
a/. Saprotrophes : ils sont activement responsables de la dégradation des
substrats ligneux marins riches en lignocelluloses (cellulose, hémicellulose et lignine)
(Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1995). Ils contribuent également à la dégradation des
cadavres d’animaux marins (Sridhar et Prasannarai, 2001).
b/. Parasites : les mycoses ont un impact important dans l'environnement marin
et agissent comme un facteur naturel limitant de plantes aquatiques, d’algues et
d’animaux (intestins de Poissons et Crustacés). Ils provoquent de sérieuses infections
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chez les Invertébrés marins, et affectent le développement des oeufs et des larves de
Crustacés.
Les champignons mitosporiques sont les mycopathogènes marins les plus fréquents
(Fusarium sp. chez les Crustacés, Cladosporium sp. chez le poulpe, Phialospora sp.
infections internes chez les Poissons, Icthyphonus sp. Inflammation par enkystement
des muscles de Poissons) (Polglase et al., 1986).
c/. Symbiotes : elles forment un lichen (ex. Chadefaudia corallinarum
s’associe avec l’algue Dermatoliton sp.) ou une mycophycobiose (relation d’intérêt
mutuel entre un champignon et une macroalgue) démontrée par la relation obligatoire
et protectrice pour l’algue entre Turgidosculum complicatum et la macroalgue
Praseola borealis (Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979 ; Stanley, 1992 ; Hyde et al.,
1998).
Les champignons marins représentent un maillon important dans les chaînes
alimentaires de l’écosystème marin, et sont eux-mêmes une source de nourriture pour
d’autres organismes marins. Ils colonisent et forment des structures communautaires
sur les substrats vivants et morts, submergés dans la mer (Hughes, 1975; Cuomo et al.,
1995; Liberra et Lindequist, 1995).
Par ailleurs, la survie de ces Micromycètes dans le monde marin, face à la rude
compétition avec d’autres organismes, dépend entièrement de la production de
métabolites secondaires. La dominance de certains genres sur certains substrats marins
s’explique par leur production de molécules fortement bioactives, comme c'est le cas
de Corollospora maritima et Halocyphina villosa (Cuomo et al., 1995 ; Liberra et
Lindequist, 1995). 57% des espèces isolées de la Mer du Japon se sont montrées
bioactives (hémolytiques), notamment des souches de Trichoderma sp. et
d’Aspergillus sp. (Khudyakova et al., 2000) qui se sont également montrés
neurotoxiques vis-à-vis de larves de Diptères (Sallenave, 2000).
1.2. Rôle des champignons en milieu marin.
D'un point de vue biologique, les trois grandes catégories terrestres: parasites,
symbiontes et saprophytes, se retrouvent en milieu marin.
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
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Ainsi, les champignons peuvent être parasites de végétaux, tels que des algues, ou
d'animaux, les Poissons notamment. C'est le cas en particulier des Saprolégniales,
champignons peu évolués qui ne peuvent se reproduire qu'en milieu aquatique. Ils sont
aussi capables de former des associations symbiotiques lichénoïdes avec des algues. Ils
peuvent enfin vivre en saprophytes et jouer ainsi un rôle important dans la dégradation
des végétaux marins, mais aussi de ceux provenant du milieu terrestre, en particulier
des débris de bois comme l'ont montré Kohlmeyer et Kohlmeyer (1979) qui ont isolé
de nombreux champignons lignicoles.
D'autres saprophytes, les champignons arénicoles, vivant dans les espaces entre les
grains de sable, sont capables de dégrader la cellulose, les alginates, l'agar, ce dont les
animaux de la faune interstitielle ne sont pas capables. De ce fait, les saprophytes
jouent un rôle important dans la chaîne alimentaire (Kohlmeyer et Kohlmeyer, 1979).
Ils participent donc considérablement au renouvellement du matériel et de l'énergie de
leur environnement. Ils sont eux-mêmes utilisés par d'autres organismes marins
comme source nutritive (Liberra et al, 1995).
1.2.1. Les champignons saprotrophes isolés du milieu marin
La microfonge saprotrophe est très répandue dans l’environnement marin et
particulièrement au niveau des sédiments où de nombreux champignons ont été
décrits : lignicoles, kératynicoles, calcicoles.
1.2.1.1. Champignons arénicoles
Les champignons arénicoles occupent une place importante dans l’environnement
marin et jouent un rôle essentiel dans la chaîne alimentaire. En effet, ces organismes se
développant au niveau des sédiments côtiers, dans les interstices des grains de sable et
participent ainsi à la reminéralisation des nutriments présents dans leur environnement.
En effet, du fait de leur fort potentiel enzymatique, les champignons sont capables de
dégrader cellulose, alginates, agar, kératine, substrats calciques. Beaucoup d’espèces
fongiques décrites sont définies comme étant arénicoles. Corollospora maritima se
développe sur les grains de sable en utilisant différents substrats naturels présents dans
son environnement immédiat. C’est un champignon ubiquiste très largement répandu
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
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dans les écosystèmes côtiers (Nakagiri, 1999), aussi bien en régions tempérées :
Danemark (Rees, 1979; 1985) , Japon (Tokura, 1982; 1984) qu’en régions tropicales :
Mexique (González, 1998), Floride (Wagner-Merner, 1972). Nakagiri (1999) étudia la
distribution géographique de la microfonge marine sur une période de deux années au
niveau de la côte pacifique japonaise. Il remarqua une distribution géographique et
saisonnière des champignons arénicoles influencée par la température de l’eau :
certaines espèces étant présentes sur tous les sites de la zone d’étude, à chaque saison
comme Corollospora maritima ou Arenariomyces trifurcatus; d’autres uniquement
présentes au Nord ou au Sud de la zone, avaient une distribution géographique qui
variait en fonction des saisons. Ces travaux ont apporté énormément d’informations
sur la distribution de chaque espèce présente sur les côtes à travers le monde.
1.2.1.2. Champignons dégradant les substrats végétaux
Les champignons sont pour la majorité des décomposeurs et leur importance en milieu
marin dépend de leur capacité à dégrader la lignine ou la cellulose (Hyde, 1998).
Ainsi, de nombreux chercheurs ont isolé des champignons décomposant des substrats
naturels (débris de végétaux, d’algues, de bois dérivant ou encore de feuilles, déposés
à chaque marée) confirmant les travaux de Barghoorn et Linder, (1944) avec
l’observation d’espèces lignicoles comme Corollospora maritima, Halosphaeria
quadricornuta, Lulworthia sp.
De nombreux travaux relatifs à la dégradation de substrats végétaux par la microfonge
marine ont été réalisés dans différentes zones géographiques, en régions tempérées et
tropicales montrant une spécifique géographique plus ou moins marquée de certaines
espèces.
Des travaux en zones tempérées ont mis en évidence des champignons caractéristiques
comme Lulworthia sp, Ceriosporopsis halima, Arenariomyces trifurcatus (Koch,
1996; Petersen et Koch, 1997 ; Jones et al., 1999) ont étudié la distribution verticale
des champignons lignicoles sur des poteaux en bois de chêne et de mélèze d’un port de
plaisance du Danemark. Ils ont ainsi montré que certains champignons étaient
caractéristiques de la zone étudiée : immergée (Halosphearia appendiculata),
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
16
intertidale (Lulworthia fucicola) et émergée (Leptosphearia pelagica) contrairement à
d’autres dont la présence était indépendante de la zone (Cirrenalia macrocephala).
Ces recherches ont également montré une spécificité de substrat de la microfonge
isolée. En effet, les bois durs comme le chêne étaient plus sujets aux colonisations
fongiques que les bois souples comme le mélèze (Koch, 1996; Petersen et Koch 1997;
Jones et al., 1999 ).
Plusieurs recherches sur les mangroves des régions tropicales ont montré le
développement et la présence de champignons au niveau des racines et des branches
collectées. C’est le cas de Leptosphaeria australiensis, Peuconia prolifica, ou
Halosphaeria quadricornuta, qui sont considérés comme des champignons lignicoles
caractéristiques de ces régions (El-Sharouny, 1998). En effet, lors de l’étude de la
microfonge de mangroves de la côte Est Sud-africaine, Steinke et Jones (1993) ont
observé que la majorité des champignons décrits étaient spécifiques des régions
tropicales avec une distribution géographique influencée par les courants océaniques.
Plus récemment, Abdel-Wahab (2005) a montré que la diversité fongique au niveau
de mangroves de la Mer rouge était plus caractéristique de mangroves subtropicales
que tropicales. Il a également été démontré que la richesse spécifique de champignons
variait en fonction des saisons. La diversité fongique observée au niveau des palmiers
d’eau (Nypa fructicans) des mangroves thaïlandaises était plus importante en périodes
humides qu’en périodes sèches (Pilantanapak, 2005).
Les champignons lignicoles occupent une place importante dans l’écosystème que
constituent les mangroves. Kohlmeyer (1995) montra que la colonisation primaire par
la microfonge marine des branches et racines de mangroves était primordiale et
essentielle pour la fixation des larves de bivalves, intervenant dans la détérioration du
bois.
De nombreuses recherches ont porté sur l’écologie des champignons lignicoles; des
travaux publiés par Poonyth et al. (2001) avaient pour objectif l’étude de la
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
17
colonisation par la microfonge de bois de mangroves immergés dans des zones
intertidales. Cette étude s’est déroulée durant une longue période (78 semaines) et a
démontré une variabilité dans la colonisation temporelle du substrat : se distinguaient
ainsi les champignons présents durant toute la durée de l’étude (Periconia prolifica) et
d’autres se développant au début (Cumulospora maritima), au milieu (Lignicola
laevis) ou en fin d’expérience (Dactylospora haliotrepha).
Ainsi, les champignons marins lignicoles ont une réelle capacité de dégradation de
molécules organiques complexes, telles que la lignine ou la cellulose, capacité
représentant une contribution majeure à la qualité de l’environnement et au maintien
de la biodiversité (Jones, 1998).
1.2.1.3. Champignons dégradant les substrats animaux
Certains champignons présents dans les écosystèmes marins arrivent à se développer
en dégradant la kératine contenue dans certains substrats animaux. Lors de travaux
réalisés en Antarctique (terre Victoria), Del Frate et Caretta (1990) ont isolé de plumes
d’Oiseaux des espèces comme Chrysosporium vernicosum et Phoma herborum. En
1998, Ananda nota la présence de Corollospora angusta au niveau de plumes
accumulées sur les plages sableuses de la côte Ouest de l’Inde, et montra ainsi que des
substrats animaux constitués de kératine pouvaient être potentiellement utilisés par des
champignons marins comme source nutritive. Plus récemment, González et al. (2000)
a isolé des champignons marins de trois plages du Mexique en incubant des
échantillons de sable avec des cheveux d’enfants (technique hair–baiting). Les
champignons les plus fréquemment isolés n’étaient pas spécialement connus comme
décomposeurs de la kératine : Gymnascella dankaliensis étant plutôt une espèce
coprophage et Aspergillus terreus, une moisissure saprotrophe. Arthroderma curreyi,
espèce kératinolytique, était beaucoup moins fréquente dans cette étude. Ces résultats
suggèrent que les champignons présents dans les écosystèmes côtiers arrivent à
coloniser des substrats kératinisés et corroborent ainsi les travaux publiés par Ananda
(1998). Cet auteur observa également des développements fongiques sur des substrats
calcaires : résidus d’exosquelette de crabe, d’arêtes de Poisson et de coquilles. Une
prédominance de champignons arénicoles comme Corollospora maritima ou
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
18
Corollospora angusta était observée au niveau des arêtes de Poisson. Ces travaux
soulignèrent le fait que cette matière organique, importante en milieu marin, puisse
servir de source nutritive pour la croissance des champignons marins.
D’une manière plus générale, ces résultats montrent la capacité des champignons
marins à exploiter les ressources organiques disponibles dans les substrats animaux.
Les différentes études réalisées en Mycologie marine ont fait ressortir l’importance et
le rôle des champignons au niveau des écosystèmes marins.
1.2.2. Les moisissures terrestres en milieu marin
D’autres saprophytes, les moisissures terrestres, sont fréquemment isolées du milieu
marin (en annexe 2 figurent les moisissures principalement isolées du milieu marin).
Cependant, leur rôle reste encore très discuté et peu reconnu par la communauté
scientifique. En effet, la plupart des scientifiques considèrent que les moisissures ne
sont présentes dans les écosystèmes marins qu’à l’état de spores.
Même si la majorité des travaux ne concerne que des champignons répondant aux
critères proposés par Kohlmeyer (1979), les recherches se poursuivent sur les
moisissures dans le but de prouver qu’elles sont capables de se développer et de jouer
un rôle dans les écosystèmes marins.
Les champignons filamenteux sont connus depuis longtemps en milieu marin, et
plusieurs espèces de moisissures ont été isolées d’eaux côtières hawaiiennes en
utilisant une méthode de culture sur boîte (Wright Steele, 1967). Les écosystèmes
étudiés montraient une abondance et une variation des populations fongiques en
fonction des zones. L’auteur discuta les critères définissant les champignons marins en
évoquant la difficulté de considérer les moisissures comme espèces marines, même si
des études antérieures relataient une meilleure croissance de champignons
filamenteux, d’origine terrestre sur des milieux de culture salés (Gray, 1963).
Des études plus récentes ont été publiées sur les champignons filamenteux. González
et al. ( 1998 ) ont étudié l’abondance et la diversité de la microfonge arénicole de trois
plages mexicaines. Les résultats obtenus ont montré une prédominance de
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
19
Cladosporium cladosporoïdes, espèce non marine, sur les trois sites. La majorité de la
microfonge présente dans les sédiments intertidaux était constituée de champignons
non marins, en accord avec des travaux antérieurs réalisés au Danemark (Rees, 1985)
et en Espagne (Genilloud, 1994). Les auteurs insistèrent, d’une part, sur le fait que les
moisissures décrites, par influence de facteurs écologiques, pourraient devenir actives
et alors être considérées comme des espèces marines facultatives, et d’autre part, leur
abondance pourrait être liée aux processus de minéralisation et de recyclage des
nutriments.
Une autre étude, relative à la microfonge d’une plage de Rio de Janeiro, (Brésil) de
Moura Sarquis (1996) a révélé la présence de champignons filamenteux dont les
genres prédominants sont Aspergillus, Penicillium et Fusarium.
En 2003, des recensements de champignons filamenteux au niveau de sédiments
estuariens de la région de Cubatão (Etat de Sao Paulo, Brésil) plus ou moins pollués
par des hydrocarbures polycycliques aromatiques ont montré une prédominance
d’Ascomycètes incluant les genre Aspergillus, Cladosporium, Penicillium et
Trichordema (da Silva, 2003). Tous ces travaux sont en adéquation et montrent bien la
relation entre la présence de ces champignons et le processus de dégradation de la
matière organique, quelle soit naturelle ou d’origine industrielle.
Ces similitudes dans des lieux et des prélèvements différents pourraient représenter
ainsi un argument supplémentaire de l’implantation des moisissures en milieu marin.
Néanmoins, la mise en évidence de métabolites fongiques propres aux moisissures du
milieu marin serait la preuve confirmant, d’une part, le développement et, d’autre part,
le rôle de ce groupe écologique.
1.2.3. Champignons marins et activité biologique.
La biologie marine a connu un essor considérable depuis quelques dizaines d'années,
permettant ainsi l'isolement de plus de 6000 composés nouveaux (Davidson, 1995).
Dans un premier temps, les micro-organismes marins avaient été négligés, mais ils
sont désormais considérés comme des sources potentielles de composés
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
20
biologiquement actifs originaux. Ainsi, les champignons issus de milieu marin en
particulier, font actuellement l'objet de recherches approfondies pour la production de
métabolites secondaires à activité biologique et pharmacologique. Les travaux portent
sur des molécules actives produites tant par des champignons strictement marins, que
par des Micromycètes déjà connus en milieu terrestre; mais qui, dans le cadre de
l'étude, ont été isolés de l'environnement marin et cultivés en milieu marin naturel ou
artificiel (Liberra et al, 1995; Verbist et al, 1998). 178 molécules ont déjà été décrites,
dont 124 pour la première fois. Des structures chimiques diverses et parfois originales,
ainsi que des effets biologiques très variés ont été observés (Verbist et al, 1998). Une
nette prédominance de composés à activité antibactérienne, antifongique et
cytotoxique avait été précédemment soulignée (Liberra et al, 1995). Cependant, sauf
dans quelques cas, il n'est en général pas question, à proprement parler, de
mycotoxines qui sont généralement produites par des moisissures saprophytes.
2. Des moisissures en milieu marin? Il n'existe actuellement que peu d'études générales sur l'isolement de souches
fongiques filamenteuses en milieu marin, les travaux n'ayant concerné que les
champignons qui répondaient à la définition de Kolhmeyer (1979), ce qui ne
représente que quelques centaines d'espèces (Jensen et Fenical, 1997).
D'autres études, de portée moins générale et à visées pharmacologiques, se sont
intéressées à des champignons filamenteux provenant du milieu marin, isolés
d'origines très diverses, allant de la surface d'algues à des intestins de Poissons, comme
le montre le tableau 1.
2.1. Moisissures et mycotoxines
Généralités
Certaines moisissures sont capables de produire des toxines (mycotoxines) qui peuvent
être à l'origine de contamination des aliments et, par voie de conséquence,
responsables d'intoxications humaines ou animales. Du fait de cet impact sur la santé
publique et de ses conséquences économiques, la recherche sur les mycotoxines est
importante et la littérature volumineuse.
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
21
La définition des mycotoxines la plus couramment admise par la communauté
scientifique est celle de Bennett (1987) :
« Les mycotoxines sont des substances naturelles produites par des champignons
qui entraînent une réponse toxique lorsqu'elles sont administré à faibles doses
par une voie naturelle à l'homme et à l'animal ».
Les mycotoxines sont des métabolites secondaires qui ne sont donc pas synthétisées
tout au long du cycle biologique des champignons, mais surviennent généralement en
fin de croissance active, lorsqu'un ensemble de conditions est réuni (concentration
suffisante de précurseurs, synthèse des enzymes nécessaires en particulier). Elles
peuvent ensuite être excrétées dans le milieu extérieur, et n'appartiennent pas à une
classe chimique définie et sont souvent élaborées en familles de produits. Elles
regroupent donc un ensemble de molécules d'une grande diversité structurale aux
effets biologiques variés (Le Bars et Le Bars, 1988).
Tableau l: Etudes à visées chimiques et pharmacologiques de moisissures
isolées de divers substrats marins Champignon. Origine Activité Référence
Penicillium fellutanum Intestin de
poisson cytotoxique Shigemori et al,1991
Penicillium sp. Algue cytotoxique Numata et al, 1993 Penicillium sp. Algue verte cytotoxique Takahashi et al, 1996 Penicillium sp. Algue cytotoxique Numata et al, 1996 Penicillium sp. Aspergillus sp.
Boue marine - Okutani et al, 1977
Aspergillus fumigatus Marais salants - Tepsic et al, 1997 Aspergillus fumigatus
intestin de poisson
cytotoxique Numata et al, 1992 Takahashi et al, 1995
Apergillus insulicola - - Rohbk et al, 1997 Aspergillus ochraceus Eponge - Abrell et al, 1996 Phoma sp. Carapace de
crabe antagonistes du
PAF Chu et al, 1992
Pithomyces sp. Tuniciés - Wang et al, 1997 Stachybotrys sp. Eau saumâtre antibactérienne
et antifongique Xu et al, 1992
Trichoderma harzianum Eponge - Kobayashi et al, 1993
-: non précisé
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
22
La production de mycotoxines par les moisissures ou mycotoxinogénèse dépend d'un
certain nombre de facteurs intrinsèques et extrinsèques (Le Bars et Le Bars, 1988) :
a/. Facteurs intrinsèques:
A l'inverse des métabolites primaires, la distribution des mycotoxines n'est pas
universelle, mais limitée à un nombre restreint d'espèces, parfois à une seule espèce,
voire à une seule souche (Le Bars et Le Bars, 1988).
Aussi, la plupart des mycotoxines peuvent être produites par plusieurs espèces de
champignons d'un même genre, par exemple les aflatoxines sont produites par trois
espèces proches d'Aspergillus (A. flavus, A. parasiticus et A. nomius) (Frisvad et
Samson, 1989). D'autres mycotoxines sont produites par des champignons appartenant
à des genres différents. Egalement, la patuline est produite par un grand nombre
d'espèces appartenant aux genres Penicillium, Aspergillus et Paecilomyces (Frisvad et
Samson, 1989).
b/. Facteurs extrinsèques:
Outre des facteurs directement relatifs à l'espèce ou même à la souche, des facteurs
extrinsèques sont hautement impliqués dans la toxinogénèse. En effet, la
mycotoxinogénèse, de même que la croissance des moisissures, est largement
dépendante des facteurs environnementaux avec, pour la mycotoxinogénèse, des
limites généralement plus étroites que pour le développement du champignon (Le Bars
et Le Bars, 1988 ; Frisvad et Samson, 1989).
Il s'agit, tout d'abord, de la disponibilité en eau. Elle est exprimée par l'activité
hydrique, concept chimique défini comme le rapport de la pression partielle de la
vapeur d'eau en équilibre avec le produit testé sur la pression de vapeur d'eau à
saturation dans les mêmes conditions (Tepsic et al, 1997). La toxinogénèse n'a lieu que
pour des activités en eau très nettement supérieures à l'activité minimale permettant la
croissance, et diminue pour des teneurs en eau très élevées, sans doute du fait d'un
manque d'oxygène. Nous pouvons remarquer ici que ce concept relève du milieu
terrestre. Une récente étude (Tepsic et al, 1997) s'est intéressée à ce phénomène, mais
ici pour des souches d'Aspergillus fumigatus issues de marais salants. L'activité en eau
(aw) optimale pour A. fumigatus est normalement comprise entre 0,85 et 0,95. Dans le
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
23
cas des souches isolées du milieu marin, la production toxinique maximale a été
obtenue pour des activités en eau de 0,976 à 0,984, c'est à dire supérieures à celles
connues. Pour une aw de 0,878, comprise dans l'intervalle théoriquement optimal, la
production de métabolites secondaires était moins importante et d'apparition beaucoup
plus tardive. Cette notion pourrait donc varier pour des souches marines.
La forte adaptabilité des champignons aux conditions salines fait que pour certains
d’entre eux, la salinité peut devenir un facteur limitant, avec un ralentissement de la
croissance lorsque la concentration en sel diminue. De plus, certains champignons ont
montré une complète inhibition de leur développement sur des milieux en eau salée
appauvrie. Une autre forme d’adaptation des champignons aux conditions marines est
la possibilité de maintenir des pressions osmotiques importantes en équilibre en
accumulant des sucres comme le mannitol et l’arabitol dans leurs cellules (Jones,
1988). L’isolement de champignons dans des échantillons d’eau de surface de la mer
Morte (Buchalo, 1998; Kis-Papo, 2001; Kis-Papo, 2003), d’eau salée de marais salants
de la côte Nord adriatique (Gunde-Cimerman, 2001; Butinar, 2005) montre
l’importante capacité d’adaptation de ces microorganismes aux conditions marines
extrêmes.
L’isolement de champignons extrêmophiles au niveau des régions polaires arctiques
(Gunde-Cimerman, 2003) et antarctiques (Del Frate, 1990; Grasso, 1997) montre
également leur fort potentiel d’adaptation aux conditions extrêmes.
Kerzaona et al. (2007), ont étudié l’effet de la salinité d'eau de mer sur l'excrétion de
mycotoxine : la gliotoxine qui peut être accumulée dans la moule bleue (Mytilus
edulis), dans des secteurs de conchyliculture et de croissance des souches marines
Aspergillus fumigatus. Deux souches marines étaient cultivées in vitro sur des milieux
de culture non-salins et salins et ont été comparées à 13 souches terrestres pour
observer les effets de l'eau de mer sur l'excrétion fongique de croissance et de
gliotoxine. Leurs résultats montrent que la salinité d'eau de mer a réduit de manière
significative le taux de croissance de toutes les souches marines et terrestres. La
salinité semble moins affecter l’excrétion de mycotoxine par les souches marines que
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
24
terrestres. La salinité d'eau de mer semble être un facteur pour la toxicité de ces
espèces dans l'environnement marin.
Anastasia et al. (2008) ont évalué l’effet combiné de la température de l’eau et du pH
sur la production de l'ochratoxine A par d'Aspergillus ochraceus et d'Aspergillus
carbonarius. La production d'OTA a diminué avec l'activité de l'eau, tandis que le
pH ne semble pas avoir d'effet spécifique.
2.2. Quelles moisissures produisent quelles mycotoxines ?
En 1989, Frisvad et Sanson établissaient déjà une liste répertoriant plus de 300
mycotoxines produites par 140 espèces, obtenues à partir de cultures de champignons
au laboratoire. Les principaux genres producteurs de mycotoxines en milieu terrestre
étant Aspergillus, Penicillium et Fusarium, en nombre d'espèces productrices, mais
aussi en nombre de mycotoxines produites. Néanmoins, seulement une vingtaine
d'entre elles ont pu être actuellement mises en évidence dans la nature.
Le tableau 2 présente la liste de ces toxines ainsi que leur type d'activité toxique.
Comme le montre le tableau 2, les mycotoxines connues, trouvées en milieu naturel,
sont produites pour la grande majorité par des souches d'Aspergillus, de Penicillium et
de Fusarium. Elles sont douées d'effets biologiques et toxiques variés. II est difficile
d'affirmer la responsabilité d'une mycotoxine dans une intoxication chez l'Homme. En
effet, les intoxications aiguës sont rares avec ce type de toxines. En revanche, des
phénomènes de toxicité chronique, par accumulation des effets toxiques, ont sans
doute une plus grande incidence sur la santé humaine (Kerzaona et al. 2007).
Ainsi, les mycotoxines dont l'impact est le plus important chez l'Homme sont les
aflatoxines pour lesquelles il existe une vaste littérature (Moreau, 1974, 1978 ;
Boudra, 1994; Parent-Massin et al, 1994; Steyn, 1995; Pittet, 1998; Grovel, 2002 ;
Petie, 2003 ; Petit et al., 2004). L'aflatoxine BI est considérée comme l'un des plus
puissants carcinogènes connus à ce jour, notamment impliquée dans des cancers du
foie (Mc Lean et Dutton, 1995). Les ochratoxines, d'autre part, produites par des
souches d'Aspergillus et de Penicillium sont aussi hautement toxiques pour 1'Homme.
Elles sont impliquées dans divers processus toxiques et sont de plus en plus étudiées.
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
25
De récentes études rapportent, entre autres, leur responsabilité dans des cas de
néphropathies interstitielles et d'insuffisances rénales chroniques (Fillastre, 1997;
Radic et al, 1997).
Les fumonisines sont également très importantes. Du fait de leur pouvoir carcinogène,
elles sont désormais suspectées d'être responsables de cancers de l'oesophage et du
foie chez les animaux (Gelderblom et al, 1988a; 1988b et 2001; Tolleson et al, 1996).
En ce qui concerne la production de mycotoxines par des souches de moisissures
isolées du milieu marin, quelques travaux signalent la production en laboratoire de
mycotoxines déjà connues en milieu terrestre.
Le genre Aspergillus est tout à fait prépondérant. En effet, des souches isolées de
boues marines ont produit de la gliotoxine (Okutani et al, 1977), toxine produite en
milieu terrestre par des souches d'Aspergillus, de Penicillium, de Gliocladium et même
de Trichoderma. Une autre étude (Tepsic et al, 1997) a permis l'isolement de 40
souches d'Aspergillus fumigatus qui, en culture au laboratoire, ont produit des toxines
trémorgènes, elles aussi connues en milieu terrestre. Enfin, une neurotoxine peu
connue, l'asteltoxine a été produite par une souche marine d'Aspergillus insulicola
(Abrell et al, 1996). A. ochraceus aurait produit de l'acide pénicillique (Rohbk et al,
1997).
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
26
Tableau 2 : Mycotoxines mises en évidence dans la nature (d'après Moreau, 1974, 1978, Boudra, 1994, Steyn 1995, Parent-Massin et al, 1994
Pittet, 1998, et Grovel, 2002).
Mycotoxines Espèces productrices Effets toxiques Aflatoxines A. jlavus, A.. parasiticus, A. nomius Hépatotoxique, mutagène,
Carcinogène, immunotoxiQue Ochratoxine A A.. ochraceus, A.. aluceus, P.
aurantiogriseum, P. verrucosum, P. viridicatum
Carcinogène, tératogène, néphrotoxique, immunotoxique
Acide kojique A.. flavus, A.. parasiticus Neurotoxique Acide Cyclopiazonique
A. jlavus, A.. parasiticus, P. chrysogenum, P. crustotum, P. griseo.fùlvum, P. hirsutum, P. viridicatum
Neurotoxique
Stérigmatocystine A.. nidulans, A.. versicolor
Mutagène néphrotoxique, hépatotoxique
Patuline A. clavatus, A. terreus, P. claviforme, P. expansum, P. granulatum, P. griseo.fùlvum, P. roqueforti Paecilomyces sp, Byssochlamys nivea,
Neurotoxique
Citrinine P. canescens, P. citrinum, P. claviforme, P. expansum, P. hirsutum, P. viridicatum
Néphrotoxique
Roquefortine P. roqueforti. Neurotoxique Fumonisines F. moniliforme, F prolifèratum Carcinogène Fusarine C F. culmorum, F moniliforme, F
tricinctum, F sporotrichoides Mutagène
Fusarochromanone F. graminearum
Inhibiteur de la croissance des volailles
Zéaralenone F.equiseti, F. culmorum, F. sporotrichoides
Oestrogéniques
Trichothécènes F. graminearum, F. sporotrichoides, F. poae, F. crookwellsense, F. tricinctum, F. acuminatum
Hémorragique, hématotoxique, dermotoxique, troubles gastro intestinaux
Acide ténuazonique Alternaria sp Neurotoxique Alcaloide de l’ergot de seigle
Claviceps purpurea,C. paspali Vasoconstricteur, Neurotoxique
Sporidesmines Pithomyces chartarum Dermotoxique par Ihotosensibilisation
Satratoxines Stachybotrys atra cf Trichothécènes Gliotoxine Aspergillus fumigatus Cytotoxique A. : Aspergillus, C . : Claviceps, P. : Penicillium, F. : Fusarium
Données bibliographiques sur les peuplements fongiques
27
Une souche de Pithomyces sp., quant à elle, a permis l'isolement de composés proches
de l'austdiol, neurotoxine produite en milieu terrestre par le genre Aspergillus (Wang
et al, 1997). Ces toxines n'appartiennent pas aux mycotoxines majeures connues en
milieu terrestre.
Pourtant la mise en évidence de ces quelques mycotoxines, à partir de souches
d'origine marine, nous permet de penser que les moisissures, présentes en milieu
marin, sont capables de produire des mycotoxines. Néanmoins, à côté des 300
mycotoxines connues en milieu terrestre, le nombre des mycotoxines déjà isolées en
milieu marin reste faible. De plus, aucune toxine n'a encore été mise en évidence dans
ce milieu naturel (Wang et al, 1997).
Steyn (1995) a montré que, pour qu'une mycotoxine soit reconnue comme responsable
d'une intoxication, les conditions suivantes doivent être remplies:
• faire la preuve de la présence de la mycotoxine;
• faire la preuve de l'exposition de l'Homme à cette mycotoxine;
• établir une corrélation entre l'exposition et l'incidence;
• démontrer que les symptômes caractéristiques observés sont reproductibles
lors de l'expérimentation animale;
• démontrer que le mode d'action est le même chez l'Homme et chez le modèle
animal.
Afin de savoir si des moisissures saprophytes se trouvant dans les zones conchylicoles
peuvent représenter un risque potentiel, le premier travail à effectuer est donc de les
isoler pour les recenser avant d'en étudier la production toxinique.
En 2008, un travail très récent de Xiaohong Liu et ses collaborateurs qui ont mis en
évidence de nouveaux composés antitumoraux, d'enzymes, d'antivirus, et d'autres
métabolites bioactifs des mycètes, des bactéries, des actinomycètes, et des
cyanobactéries isolés microorganismes marins. Des références de 390 structures et de
263 citations sont globalement présentées dans cette revue (Xiaohong Liu et al. 2008).
Caractérisation de la zone d’étude
28
1. Présentation de la Méditerranée
La Méditerranée est située entre 30° et 44° Nord, exceptée la Mer Adriatique qui
atteint 46° Nord. C’est une mer presque fermée qui communique avec l’Océan
atlantique par le détroit de Gibraltar, large de 14Km et profond de 286 m. Cette mer
est en relation avec la Mer noire par les Dardanelles et le Détroit du Bosphore (Borsali,
2007).
Traditionnellement, elle comporte deux régions ou Bassins, le Bassin occidental et le
Bassin oriental.
Actuellement la Méditerranée est divisée en trois bassins (cf. Fig. 2).
• Le bassin Algéro- provençal et tyrrhénien, situé à l’Ouest.
• Le bassin Adriatico-Ionien, formé par la Mer adriatique et la Mer Ionienne,
situé au Centre.
• Le bassin Egé-levantin constitué par la mer Egée et le bassin du Levant
à l’Est.
Chaque bassin est subdivisé en plusieurs régions ; et chacune région est caractérisée
par son propre climat, son hydrologie et par diverses autres influences qui s’y ajoutent
(Terbeche, 2007).
La Méditerranée est une mer qui appartient à la zone aride des océans, c'est-à-dire que
les précipitations et les apports des bassins versants ne suffisent pas à compenser les
pertes dues à l’évaporation. Des échanges avec la mer Noire et surtout avec
l’Atlantique permettent de combler ce déficit. L’étroitesse des passages reliant la
Méditerranée et la Mer noire, ainsi que leur faible profondeur, limitent
considérablement les échanges. L’apport principal est û
• un courant sortant situé entre 150 et 300m de profondeur (Méditerranée
Atlantique).
à l’Atlantique (Boutiba et al.,
2003). Les échanges se font à l’aide d’un double courant :
• un courant entrant qui se situe entre la surface et une profondeur de 150m.
Caractérisation de la zone d’étude
29
Figure 2 : Présentation de la Méditerranée (Google Maps, 2008).
1.1. Hydrodynamisme
La circulation générale de la Mer méditerranée est soumise sous l’influence de
plusieurs courants, jets et méandres, ainsi que des tourbillons qui sont des courants
circulaires fermés ou quasi-fermés à de différents diamètres (Lascartos, 1998).
Les masses d’eau du bassin occidental sont bien spécifiques, 83% d’eau d’origine
atlantique passe par le détroit de Gibraltar et 27% provient des apports des grands
fleuves (Borsali, 2007).
Les travaux de Millot (1985-1987) ont signalés l’existence de trois masses d’eau qui
se superposent :
1.1.1. Masses d’eau de surface
C’est une couche superficielle d’une épaisseur de 50 à 200m, dont l’origine est l’eau
atlantique pénètrent par le détroit de Gibraltar quittant les côtes espagnoles pour
rejoindre les côtes algériennes (Boutiba, 1992), où il prend le nom de « Courant
algérien » (Millot, 1985), et dont les propriétés physiques évoluent au fur et à mesure
de son parcours cyclonique dans le bassin. De 36.18 % p.s.u. à Gibraltar, la salinité est
Caractérisation de la zone d’étude
30
croissante pour atteindre 38.04 % p.s.u. à au large de Nice. La quantité de ce flux est
estimée à environ 1 S.V (s verdrup = 1 million de /seconde) (Borsali, 2007).
Ce courrant coule le long des côtes, mais dès 1-2 E°, son caractères instable se
manifeste en formant un puissant Gyre anticyclonique : des anticyclones jusqu’aux
côtes françaises et espagnoles où il prend la dénomination du « Courant liguro–
provençal » (Lascartos, 1998).
Ces masses d’eau provoquent des résurgences d’eaux côtières ou upwelling, qui
quittent la côte vers le bassin algérien qui devient alors réservoir d’eau atlantique et
reviennent parfois vers la côte pour interagir avec le courant (Taupier-Letage et Millot,
1988).
1.1.2. Masses d’eau Levantines Intermédiaire - L.I.W
C’est une couche intermédiaire relativement chaude, 14.22C° à son origine et de
salinité très élevée 38.74 % au détroit de Sicile. Elle s’écoule par ce dernier et
remonte le long des côtes de Sardaigne, ainsi cette eau se refroidie et s’adoucit au fur
et à mesure de son parcours vers le Nord 38.55 % p.s.u. et 13.4C°, où elle occupe
normalement le strate de 200m à 500m de profondeur ; cette couche est riche en sels
nutritifs (Terbeche, 2007).
D’après Millot (1987), les poches de L.I.W rencontrées dans le bassin algérien
ont sans doute été entraînées, là depuis les côtes de Sardaigne par les tourbillons de
moyenne échelle. Il n’existe pas de circulation propre d’Est en Ouest de l’eau
intermédiaire dans le bassin algérien (Taupier-Letage et Millot, 1988).
1.1.3. Masses d’eau profonde
Elle se forme en hiver, dans le Nord du bassin occidental (Golfe de lion et bassin
liguro–provençal), et résulte des plongées d’eaux superficielles et intermédiaires
refroidies sous l’action des phénomènes atmosphériques (vents mistrals et
tramontanes) qui sévissent pendant la saison d’hiver. C’est l’augmentation de sa
densité qui lui permet de plonger et d’occuper ainsi les fonds (Millot, 1987).
Caractérisation de la zone d’étude
31
a). Circulation de l’eau modifiée d’origine atlantique b). Circulation de l’eau levantine intermédiaire
c). Circulation de l’eau méditerranéenne profonde
Figure 3: Circulation hydrologique en Méditerranée occidentale (Millot, 1993)
Caractérisation de la zone d’étude
32
Les eaux présentent une homogénéisation extrême dans tout le bassin méditerranéen
riche en sels nutritifs, assez salèes 38,40‰, de température 12.7 C° et de densité
29.11. Cette couche occupe la totalité du volume restant : au-delà de 500m dans le
bassin occidental et de 700m dans le bassin oriental (Taupier- Letage et Millot, 1988).
1.2. Salinité
La Méditerranée est connue, pour être un bassin de concentration où l’évaporation
excède les apports fluviaux et les précipitations, est donc, responsable d’une baisse de
niveau de la mer estimée à 1 m par an, ce qui implique une mer à bilan négatif
(Boutiba, 1992).
Ce déficit est compensé par un flux entrant d’eau atlantique par le détroit de Gibraltar,
plus légère et plus mobile ayant une salinité de 36,2% p.s.u. (Benzohra., 1993). Les
données de Millot (1985) ont montré d’importantes variations de la salinité entre les
différentes masses d’eau qui se superposent, mais selon Berenger (1955), elle
augmente du détroit de Gibraltar au bassin oriental.
1.3. Température
La température de l’eau de surface est liée étroitement à la température atmosphérique,
et varie en fonction des saisons vu qu’elle résulte des mouvements antagonistes, les
uns d’échauffement, d’autres de refroidissement. Les eaux de la Méditerranée sont
relativement chaudes, selon Berenger (1955) , et d’après cet auteur, au dessus des 400
m, la température ne décroît plus et reste inchangée 12,5 C°. A partir de ce niveau de
profondeur, la Méditerranée se transforme en un véritable réservoir de chaleur
(Pagney, 1994).
1. 4. Mouvement des eaux marines
Le courant à l’origine entre par le détroit de Gibraltar longe le bassin occidental
formant un circuit complet : des côtes algériennes, il continue le long de la côte Nord
de Sicile pour remonter vers le Nord Ouest en suivant les côtes italiennes, se dirige
ensuite vers l’Ouest dans le golfe de Gêne pour finir vers le Sud Ouest sur les côtes
espagnoles (Borsali, 2007).
Caractérisation de la zone d’étude
33
A ce mouvement d’eau, d’importants impacts sur la distribution de nombreux
organismes marins vu sa grande richesse en sels nutritifs (Borsali, 2007).
1.5. Les Houles
Les houles existent au large et au niveau des côtes agissent parfois jusqu’à 200 m de
profondeur. En Méditerranée, la houle est de petite d’amplitude; cependant parfois très
violente dans certains cas extrêmes. Elle peut atteindre 9 mètres (1934 dans le port
d’Alger) ou encore 14 mètres et peut dévaster le littoral (1931, sur la côte de Bizerte)
(in Boutiba,1992).
Leclaire (1972) a étudié les effets des houles le long du littoral algérien, et arriva à
caractériser le régime saisonnier de ces houles avec deux directions principales :
• Une direction W.N.W (300°) dont 80% se produisent pendant l’été et durent en
moyenne de 8 à 10 secondes.
• Une direction N.N.E (20 – 40 °) dont la majorité se produit pendant l’hiver.
2. La côte algérienne
2.1. Fonctionnement de l'écosystème marin côtier
Ce système est tributaire de l'influence et de l'interaction de deux milieux différents :
le milieu marin du large et le continent. Le long des côtes algériennes, la circulation de
l'eau atlantique (Courant algérien) laisse une empreinte indélébile dans les eaux du
littoral. Elle induit une dynamique côtière assez caractéristique qui assure le
renouvellement des eaux des baies et contribue à la détermination incontestable des
niveaux de fertilité trophique (Grimes et al, 2004).
Quant au milieu continental, son influence dépend de la quantité et de la qualité de ces
rapports. Celles-ci sont elles-mêmes en relation avec les conditions naturelles et
anthropiques des bassins versants de la frange littorale (Grimes et al, 2004).
Caractérisation de la zone d’étude
34
2.2. Circulation des eaux et hydrologie dans le bassin algérien
L'écosystème marin constitue un milieu très complexe : le réservoir aqueux est, en
particulier, un des compartiments les plus difficiles à étudier en raison des fréquentes
et surtout aléatoires fluctuations de ses caractéristiques (Grimes et al, 2004).
Ces études se compliquent davantage lorsque d'autres agents externes viennent
perturber le milieu marin côtier ; ces agents extêrnes sont par exemple les apports
continentaux. Ces apports, souvent excessifs, modifient profondément la composition
physico-chimique des eaux côtières. L'impact de ces apports externes est
particulièrement prononcé lorsque les conditions naturelles (courantologie, ouverture
sur la pleine mer) ne sont pas suffisantes à la dilution et à la dispersion des produits
d'origine continentale (Grimes et al, 2004).
2.3. Etat du milieu et du littoral d’Algérie
En Algérie, la majorité de la population est installée sur le littoral, long d'environ 1200
km; la quasi-totalité des activités socio-économiques est concentrée également sur la
frange côtière où se localisent les grandes agglomérations urbaines : Alger, Oran et
Annaba, ainsi que les grand pôles industriels : Arzew, Bédjaïa et Skikda (Boutiba et
al.2003; Bentis et Bouziani, 2006).
Le réseau hydrographique aboutissant à la mer compte environ 31 Oueds, dont les plus
importants sont les Oueds Cheliff, Soummam, El Harrach, Mazafran, Sebaou, Isser,
Seybouse, Tafna, El Kébir, El Mellah, El Hamiz et Saf Saf. Ce réseau alimente le
milieu marin en apports terrigènes. Ces Oueds constituent des collecteurs de tous les
polluants issus des activités humaines, notamment agricoles et industrielles, et se
jettent en mer (Bentis et Bouziani, 2006).
La frange côtière algérienne subit directement l'influence d'une pression
démographique sans cesse croissante, une concentration industrielle importante, un
trafic maritime et des activités portuaires intenses (Grimes et al, 2004).
Caractérisation de la zone d’étude
35
A tout cela s'ajoute l'apport des bassins versants des plus importants cours d'eau,
drainant vers la mer les eaux usées engendrées par les activités humaines terrestres.
Ces activités engendrent des sources de pollution (Grimes et al, 2004).
2.4. Caractéristiques du littoral oranais
La ville d'Oran, deuxième ville d'Algérie, est située parmi les 120 principales villes
côtières du bassin méditerranéen. Sa façade maritime occupe une portion de 1/3 du
littoral algérien. Elle représente un assez grand bassin, largement ouvert vers la
Méditerranée, et offre un spectacle très diversifié, vu coté mer, d'une côte basse,
sablonneuse, rectiligne et monotone, des secteurs rocheux et des côtes à falaises
(Bouras & Boutiba, 2006).
Le climat de la région d'Oran est de type méditerranéen, chaud en été (35°C
maximum) et doux en hiver (9°C minimum), avec une saison sèche très marquée entre
le mi-juin et la mi-septembre. Ces conditions sont dues à l'alternance de brise de mer
fraîche et humide et de brise de terre chaude et sèche (O.N.M, 2005).
Le littoral oranais est situé dans la partie Nord occidentale de l'Algérie. Il désigne le
territoire compris entre les marais de la Macta à l'Est, les dépressions de la grande
Sebkha d'Oran et les salines d'Arzew au Sud et la Méditerranée au Nord et à l'Ouest
(Gourinard, 1954).
Il s'allonge sur une centaine de kilomètres et présente une largeur moyenne de 20 à 25
km. De la pointe de Mers El Kébir à celle de Fort Lamoune et, sur 7 km, une belle rade
s'insère entre deux reliefs rocheux du littoral oranais, le Djebel Santon, au Nord, et le
pic de l'Aïdour, à l'Est (Gourinard, 1954).
Le littoral oranais est caractérisé par un plateau continental réduit (Boutiba, 1992).
Les côtes sont caractérisées d’importantes plages ouvertes, mais elles sont, en grande
partie, constituée par des reliefs rocheux. Le littoral oranais est bordé de falaises qui
sont localisés notamment au Cap Falcon (Boutiba, 2007).
Caractérisation de la zone d’étude
36
Tableau 3 : Données hydrologiques de la région oranaise. (Belhouari, 2008)
Phénomène
Caractéristiques
Mouvement des masses
d’eau de surface (Modified Atlantic Water : MAW)
Nommé courant algérien, l’épaisseur : 50 à 200m.
L’origine est l’eau atlantique pénétrant par le détroit de Gibraltar (Boutiba, 1992).
Mouvement des masse d’eau intermédiaire
(Leavatine Intermediate Water : LIW)
Occupe la strate de 200 à 500 m de profondeur, entraînée au bassin algérien depuis les côtes de
Sardaigne par les tourbillons de moyenne échelle (Millot, 1985)
Mouvement des masse d’eau profonde
((Mediterranean Deep Water : MDW)
Au-delà de 500 m dans le bassin occidental et de
700m au bassin oriental. Se forme en hiver, dans le nord du bassin occidental (Golfe de lion et bassin liguro-provençal) ; elle résulte des plongées d’eau
superficielle et intermédiaires refroidies sous l’action des phénomènes atmosphériques (Millot,
1985).
Propagation des houles
Deux directions principales (Leclaire, 1972) :
Première direction : W.MW. (300°) dont 80% se produisent pendant l’été et durent en moyenne de 8
à 10 secondes Deuxième direction N.N.E (20-40°) dont la majorité
se produit pendant l’hiver.
Variation de la salinité
37 % à 20m ; 36,42% entre 20 et 50m ; 36,8 % entre
50 et 100m (Millot, 1985).
Caractéristiques de la zone d’étude
Caractérisation de la zone d’étude
37
Tableau 4 : Données climatiques de la région oranaise.
(Belhouari, 2008)
Paramètres
Caractéristiques
Pluviométrie
L’une des plus faibles de l’Algérie du Nord, varie entre 350 et 400 mm, et peut ne pas dépasser 200 à 250 mm en certaines années sèches. Plus de 60% du total annuel est enregistré pendant la seule saison hivernale (O.N.M, 2007).
Vents
Les vents généraux soufflent depuis le mois d'octobre jusqu'au mois de mai, dans la direction du nord-ouest ; après le mois de mars, cependant, ils varient tantôt du nord à l'ouest. Ces variations sont de courtes durées. Pendant l'été, leur action est subordonnée aux causes locales. Il existe par ailleurs des vents chauds (Sirocco) provenant du Sud et Sud-Ouest, ce sont des vents chauds et secs de 09 à 16 jours par an (Ghodbani, 2001).
Température atmosphérique
En été : la température maximale est 35°C. En hiver : la température minimale est 9°C (O.N.M, 2005 in Terbeche, 2007).
Température de l’eau de surface
Selon Météo Algérie (2007) : Le printemps : elle atteint 17 à 18°C au mois de mai. L’été : elle se situe entre 25 et 26°C au mois d'août. L’automne : en novembre, la température de l'eau de mer est retombée aux alentours des 18 et 19°C. L’hiver : elle se situe autour de 12°C.
Caractérisation de la zone d’étude
38
Tableau 5 : Climatologie de la ville d’Oran (ONM, 2007).
Mois
Température moyenne Précipitation moyenne totale en
(mm)
Nombre de jours moyen de
précipitation
Minimum
Maximum
Janvier 5.1 16.6 43.6 8.7
Février 6.5 17.7 44.4 8.5
Mars 8.1 19.7 35 7.1
Avril 10 21.5 29.6 7.2
Mai 13.2 23.9 27.2 6.9
Juin 16.9 27.7 3.8 2
Juillet 19.4 30.5 1.8 1.3
Août 20.1 31.6 2.7 1.8
Septembre 17.7 29 13.2 3.6
Octobre 14 25.2 55.5 6.6
Novembre 9.5 20.6 55.5 8.4
Décembre 6.7 17.7 45.2 8.8
Les informations climatologiques sont calculées à partir d'une moyenne sur 30 ans de
1976-2005. Le nombre de jours moyen de précipitation = nombre de jours moyen avec
au moins 1 mm de précipitation. La précipitation inclue la pluie et la neige.
Figure 4 : Normales des températures de la ville d’Oran (ONM, 2007).
Caractérisation de la zone d’étude
39
Figure 5 : Normales des précipitations de la ville d’Oran (ONM, 2007).
2.5. Sources de pollution
La frange littorale algérienne subit une grande pression et agression par les activités
humaines liées aux industriels des villes côtières, Oran, Arzew, Ghazaouet, …; et des
grandes agglomérations urbaines qui génèrent une pollution intense caractérisée par les
rejets d’eaux usées. Tous ces déchets se déversent directement dans le milieu marin
entraînant des effets nuisibles en détériorant la qualité de l’eau de mer, provoquant de
grands dommages aux ressources biologiques qui induisent un réel danger pour la
santé humaine. Cette pollution des eaux marines, dans certaines zones côtières atteint
un état critique où il est temps de se pencher, de prendre les mesures nécessaires
(Terbeche, 2007).
A Oran, comme dans la majorité des villes côtières, la mer constitue un milieu
privilégié des eaux usées urbaines et industrielles en l’absence quasi-totale de stations
d’épuration (Bentir, 1996).
Plus de 90 millions de mètres cubes d'eaux usées se déversent annuellement sur les
côtes du littoral d'Oran. Un constat accablant qui renseigne sur l'étendue des dégâts
causés par cette situation sur l'écosystème marin et les réserves halieutiques. Avec un
volume régulier de plus de 7 millions par mois d'eaux usées, c'est tout le littoral qui
est menacé de pollution aggravée et de dégradation écologique marine irréversible (,
2003).
Caractérisation de la zone d’étude
40
Ces chiffres ne cessent d’augmenter suite a la forte pression humaine infligée le long
du littoral, avec environ 1.5 million d’oranais qui résident en permanence sur la côte
et prés de dix fois plus en été avec l’arrivée des vacances. On note de jour en jour, la
réduction catastrophique de la frange côtière de la corniche oranaise. Déjà entre les
Andalouses et Ain El Turck en passant par Cap Falcon, des milieux d’un grand intérêt
écologique, sont totalement transformés ou entièrement détruits par la réalisation
d’ouvrages littoraux et complexes touristiques (Boutiba et al, 2003).
Par ailleurs, Oran, est cité parmi les 120 principales villes côtières du bassin
méditerranéen, qui sont dépourvues de systèmes d’épuration efficace. Ses égouts, où
aboutit la majeure partie des déchets industriels, rejettent à la mer détergents et autres
produits chimiques d’origine ménagère et/ou industrielle. Parmi ces produits,
beaucoup sont très toxiques et inhibent la croissance et la reproduction des organismes
marins. A cela s’ajoutent les déchets solides dont on peut trouver des amoncellements
variés jusque sur les plages les plus éloignées (Maddagh, Cap Blanc, Ain El Turk à
l’ouest, Ain El Franine, Kristel à l’est) (Boutiba et al, 2003).
Toutes ces menaces sont encore plus graves, si l’on considère le fait, trop souvent
occulté ou sous-estimé, que la Méditerranée est une mer pratiquement fermée, dont le
rythme de renouvellement de ses eaux est de l’ordre de 80 ans. Cela signifie que toute
cette durée doit s’écouler pour qu’une goutte d’eau polluée doit être remplacée par une
goutte d’eau pure ) (Boutiba et al, 2003).
En outre, le littoral ouest algérien regroupe quatre grands ports : Oran, Arzew,
Ghazaout et Mostaganem ; ce qui lui confère un trafic maritime important (58000
navires / an passent le long de cette frange transportent 500000 tonnes d’hydrocarbures
et 400000 tonnes de produits chimiques (Taleb et Boutiba, 1996).
D’autre part, et à des fins purement stratégiques, les grands complexes
industriels sont implantés sur les régions littorales induisant des dommages de
l’espace envahi (entrepôts, aires de stockage etc.…) (Saada, 1997). Ainsi, le littoral
ouest algérien n’échappe pas à cette règle qui le sélectionne parmi les zones
écologiquement fragiles en Méditerranée (Fig.6).
Caractérisation de la zone d’étude
41
On peut déjà incriminer deux types de pollution au niveau de la région d’Oran :
• La première étant domestique mais pas des moindres. Sogreah (1998) évalue les
eaux usées domestiques à 69704 m³/jour dont 45% exclusive à la ville d’Oran, ces
eaux atteignent la mer sans traitement préalable û à l’inexistence de stations d’épuration
(Boutiba et al, 2003).
• La seconde est typiquement industrielle, due au fait des rejets de divers produits pour
la plupart dangereux sans traitement spécifique induisant un dysfonctionnement de
l’écosystème marin (Bouderbala, 1997).
La baie d’Oran qui est en parfaite continuité avec le Golfe d’Arzew au large duquel
sillonnent les bateaux de commerce et grands méthaniers chargés de pétrole et de
substances extrêmement toxiques lui confère un statut fragile, menacé par un danger
réel et permanent de pollution accidentelle (Boutiba et al, 1996).
En Algérie, dans 80% des cas, les eaux usées d’origine domestique et/ou industrielle
ne sont pas épurées avant leur rejet en mer ou dans les oueds. Les eaux usées
domestiques représentent prés de 60% des rejets totaux, 30% pour les eaux usées
collectives et 10% pour eaux usées industrielles. Les eaux usées de la ville oranaise
ont présenté en 2001 les charges polluantes suivantes : : 39g/hab/jour ; DCO : 69
g/hab/jour ; MES : 100g/hab/jour (ALG, 2001).
L’étude de l’assainissement des eaux usées de la ville d’Oran et ses régions
limitrophes établie en 1998 dans le cadre de la mission A du Plan Directeur
d’Assainissement et d’Aménagement (PDAA), réalisé par le Bureau d'Etude SOGREAH INGENIERIE (1998) a permis d’évaluer et d’estimer les charges
polluantes des eaux usées rejetées (Tableau 6).
Caractérisation de la zone d’étude
42
Tableau 6 : Rejets d'eaux usées (SOGREAH INGENIERIE, 1998)
1995 2005 2015 % /j % /j % /j
Rejets domestiques et collectifs
52 284 88 18 3448 95 24
4426 94
Rejets industriels 6 933 12 9 584 5 14 845 6
Rejets totaux 59 217 100 193 032 100 259
271 100
Figure 6: Zone écologiquement fragile de la Méditerranée (in Boutiba, 2006)
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
44
Introduction
La présence des champignons dans la mer est désormais un fait reconnu, et quelques
études sur la présence des moisissures saprophytes dans les écosystèmes côtiers ont été
publiées (Shaumann, 1993; De Moura Sarquis et Cunha de Oliveira, 1996; Sallenave –
Namont et al.,1999 et Sallenave, 2000).
A notre tour, nous allons, donc ici essayer de rechercher, s'il existerait des moisissures
dans des prélèvements provenant de divers sites côtiers implantés le long du littoral
occidental algérien (cf. Fig.7).
1. Matériels et méthodes
1.1. Les prélèvements Afin d'étudier la présence de moisissures dans l'environnement marin et, en particulier,
dans les zones d’études (Fig. 7), des prélèvements ont été réalisés et mis en culture. Ils
sont constitués de coquillages sauvages et de matières liquides et solides représentant
leur environnement immédiat, c'est-à-dire de l'eau de mer, ainsi que des sédiments
prélevés à deux niveaux, en surface et à 5cm de profondeur. Afin de différencier ces
deux types de sédiments dans la suite de ce travail, nous les appellerons
respectivement: « sédiments de surface» et « sédiments de profondeur », même si cette
seconde appellation est un peu abusive.
Les coquillages choisis pour cette étude représentent un modèle biologique: la moule
(Mytilus galloprovincialis), coquillage filtreur évoluant au niveau de l’étage interdidal.
Dans chaque lieu de prélèvements sont récoltés, dans la mesure de leur présence, les
types d'échantillons, à savoir :
- l'eau de mer ;
- les sédiments de surface ;
- les sédiments de profondeur (à 5 cm);
- les moules.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
45
Ces différents prélèvements permettent de comparer la présence de moisissures pour
une même zone en fonction de la nature de l'échantillon, ou pour un même type
d'échantillon en fonction du lieu.
1.2. Lieux de prélèvements Les prélèvements des échantillons ont été réalisés le long du littoral occidental algérien
comme nous pouvons le voir sur la carte de la zone de prélèvements (Fig. 7).
Cinq lieux de prélèvements ont donc été retenus: certains de ces lieux sont des sites
traditionnels de ramassage des coquillages du fait de la présence de mouillères
naturelles et aussi sur les jetées des ports. Néanmoins, l'ensemble de ces lieux ne fait
l'objet d’aucune surveillance de salubrité des coquillages.
1.3. Description des lieux
Les moules provenant des gisements sauvages ne sont pas contrôlées pour leur
commercialisation; il n'en est pas de même pour celle qui font l'objet d'une pêche
importante à pied, ce qui représente donc un risque non négligeable pour la santé
publique, vu que les fruits de mer sont consommés par une forte population oranaise.
Toutes les stations ont été géoréférencées à l’aide de GPS (Garmin) (Cf.Tableau 7).
Tableau 7 : Stations d’échantillonnage
Site Géoréférencement Zone Caractéristiques
PORT DE MOSTAGANEM
N 36° 02' 285" W 000° 08' 005" Mostaganem Rejets des effluents
urbains et industriels
KRISTEL N 35° 49' 08" W 000° 28' 61" Est d’Oran Zone de référence
PORT D’ORAN N 35° 42' 963’’ W 000° 37' 226’’ Baie d’Oran Rejets des effluents
urbains et industriels
ANDALOUSES N 35° 44' 408’’ W 000° 50' 269’’ Ouest d’Oran Zone touristique
MADAGH N 35°37’ 952’’ W 000° 104' 243’’ Iles Habibas Aire marine protégée
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
46
1.3.1. Port de Mostaganem :
Le port de Mostaganem (Fig.8) est situé à l’Est du golfe d’Arzew, entre la Pointe de
Salamandre (limite Ouest) et l’embouchure de la rivière d’Ain Sefra (limite Est). Sa
latitude Nord est N 36° 02' 285" et la longitude Ouest est W 000° 08' 005". C’est un
port de pêche et de commerce, dont le linéaire de quai atteint 2 km. La superficie totale
est de 68 ha, dont 60 ha de terre pleine et 2 ha couvert. Il comporte deux bassins, l’un
d’une superficie de 14 ha et le second de 16 ha ; leurs profondeurs s’étendent
respectivement de 6,77 à 8,17 mètres et de 6,95 à 8,22 mètres. Ce port bénéficie d’une
jetée de 1830 mètres.
A quelques centaines de mètres du rivage, un courant sous marin se dirige de la pointe
de Kharouba vers celle de Salamandre et vient longer la jetée à partir de la courbe vers
son extrémité (In Benghali, 2006).
Figure 7 : Sites d’échantillonnage
Algérie
3 2 1
5 4
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
47
Figure 8: Port de Mostaganem
Durant la saison estivale, considérée comme une station balnéaire par excellence,
Mostaganem accueille un nombre important de touristes qui viennent s’abreuver du
soleil et de la mer sur sa bande côtière qui s’étant de la Mactaâ en passant par les
Sablettes et la Salamandre jusqu’à la frontière avec la wilaya de Chlef. Le manque de
stations d’épuration des eaux usées le long de cette côte, rend le schéma
d’assainissement absolument dramatique, vu que tous les émissaires d’eaux usées en
provenance des différents points de rejet vont, dans tous les cas, se déverser à la mer
sans aucun traitement préalable (in Habbar, 2005).
1.3.2. Le site de Kristel :
l’Est du Port d’Oran, à 18 km, se localise le petit village de Kristel (commune de
Gdyel), à l’abri de la Pointe de l’Aiguille, fait de jardiniers et de pêcheurs (Fig. 9). Cet
emplacement, dont la position géographique est la suivante (latitude Nord : N 35° 49'
08", longitude Ouest : W 000° 28' 61") est constitué de criques, de plages à sables fins
(Sidi Moussa et Tamda), et d’un petit port très pittoresque où l’on y pratique la pêche
artisanale.
Kristel se trouve dans une baie faiblement protégée par le cap Ferrat et le cap Carbon
des vents violents provenant de l’Est et du Nord. Les données satellitaires témoignent
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
48
que le site est caractérisé par de forts courants provenant de l’Ouest et par un
hydrodynamisme intense et permanent (in Hebbar, 2005).
Figure 9 : Kristel (Pointe de l’Aiguille)
Nous avons choisi le site de Kristel pour la récolte des moules sauvages destinées à
notre expérimentation (Fig. 9). Ce site côtier étant considéré comme une zone de
référence par rapport aux ports d’Oran et Mostaganem du fait de son éloignement des
importantes sources de contamination. Il est à noter également que ce secteur est le
seul au niveau de la baie d’Oran contenant encore des moulières naturelles (Taleb,
2007).
1.3.3. Le port d’Oran :
Le port d’Oran est localisé au milieu d’une baie large de 28km, entourée de falaises. Il
est situé au sein d’une baie qui occupe la partie centrale du littoral oranais et qui
dessine un arc plus au moins régulier depuis le cap Falcon, au Nord-Ouest d’Ain El
Turk, jusqu'à la Pointe de l’Aiguille, à l’Est. Il offre un plan d’eau de 122 hectares
répartis en 8 bassins. C’est un port à vocation industrielle, avec deux darses de
pêcheurs dont le linéaire de quai est de 750m.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
49
Les terres pleines du port occupent une superficie de 200 et les magasins
d’entreposages
Le port d’Oran est un port mixte(commercial et de pêche). Il occupe la partie centrale
de la baie d’Oran (Fig. 10). Ce port a une superficie totale de 122 ha et une imposante
digue artificielle de 3300 Km de longueur. Il présente 6 Km de quai avec des tirants
d’eau variant de 7 à 12 mètres. Les coordonnées géographiques de ce port sont :
latitude Nord : N 35° 42' 963", longitude Ouest : W 000° 37' 266". Partant du détroit
de Gibraltar, le port d’Oran est le premier à accès maritime à grande profondeur.
, c’est un véritable centre commercial et industriel (métallurgie,
verrerie, agro-alimentaire, textile,…….).
Selon ALG (2001), les points de rejets les plus importants au niveau du port d’Oran
sont :
Figure 10 : Port d’Oran
• Les émissaires des Genêts à l’Est du port qui reçoivent tous les affluents
domestiques, les ruissellements pluviaux et affluents d’activité industrielle
(artisanales) de la région et de la ville d’Oran (le quartier de Seddikia et le centre
ville).
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
50
• L’émissaire du Fort Lamoune à l’Ouest du port, haut de 2,70 m et large de 2,50
m ; il reçoit les mêmes affluents de la région ouest, prend son départ au niveau de
l’ADE du ravin de Ras El Ain et se déverse au bas des falaise de Fort Lamoune
(Benghali, 2006).
1.3.4. Les Andalouses
Situé à l’Ouest, environ à 25 km d’Oran, ce site est une large baie semi-circulaire à
côte sableuse à sable fin. C’est une véritable zone touristique très fréquentée en toute
saison (Fig. 11).
De nos jours, les habitations permanentes et les infrastructures touristiques à même le
niveau de la mer ont pris la place des pêcheurs rejetant plusieurs type de déchets dans
la mer, notamment les eaux usées sans aucun traitement préalable.
En amont de ce site côtier, il est à signaler l’expansion des exploitations agricoles
relatives au Plan National du Développement Agricole (PNDA) qui risque de porter
atteinte à l’écosystème marin côtier à travers l’utilisation des pesticides, les engrais et
les produits phytosanitaires qui sont drainés par les ruissellements des eaux pluviales
en saison hivernale ; en plus ‘un important effluent qui charrie les eaux usées du
village d’El Ançor.
Figure 11 : Les Andalouses
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
51
1.3.4. Le site de Madagh :
Le site de Madagh est considéré comme une zone non impactée puisqu’il est située
loin de la métropole oranaise d’environ 40 km vers l’Ouest et où l’action anthropique
est très peu marquée (Sahnouni, 2006; Kherraz, 2006 ; Mouffok, 2007) (Fig. 12).
La plage de Madagh forme une baie fermée à ses extrémités par deux petits caps
diminuant l’action des vents, et donc l’hydrodynamisme local est faible. De ce fait, la
moindre introduction d’une substance xénobiotique pourrait bouleverser l’équilibre
fragile de ce site référence.
Par ailleurs, la proximité des Iles Habibas, une zone marine qui, très récemment vient
d’être décréter Aire Marine Protégée (MPA) pourrait faire de ce site côtier une station
de référence pour les études comparatives relatives au suivi des impacts de la pollution
au niveau de l’écosystème marin côtier occidental algérien (Boutiba, 2006).
Figure 12 : Madagh
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
52
1.4. Traitement des échantillons
Les prélèvements ont été effectués, pour l'eau de mer et les sédiments, au moyen de
flacons stériles en plastique afin d'éviter toute contamination extérieure. Les
prélèvements d'eau de mer ont été prélevés dans des flaques résiduelles présentes le
long des secteurs côtiers ciblés et prospectés. Les sédiments sont prélevés à deux
niveaux (en surface et à 5cm de profondeur) et mis dans des flacons stériles, tandis que
les coquillages ont été récoltés à partir de moulières naturelles sans aucune précaution
et mis en sachets de plastique. En effet, pour ce qui est du coquillage, l’étude fongique
ne concerne que la chair de moule qui, pour sa consommation, pourrait représenter un
risque pour la santé de l'Homme. Une décontamination de la coquille est alors
suffisante avant leur ouverture pour éviter les contaminations extérieures. Les
échantillons ont été stockés à 4°C jusqu'à leurs analyses.
Les différents échantillons ainsi récoltés ont alors été mis en culture sur milieu solide
en boîtes de Pétri afin d'isoler les moisissures. Toutes les manipulations ont été
réalisées dans des conditions strictes d'asepsie, sous hotte à flux laminaire (cf. Fig. 12)
Figure 13 : Hôte laminaire
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
53
1.4.1. Milieu de culture utilisé
Le milieu de culture gélosé choisi pour l'isolement dérive du milieu de Sabouraud par
addition d'eau de mer naturelle pour se rapprocher des conditions marines, non
seulement en ce qui concerne la salinité, mais aussi pour l'ensemble des éléments
qu'elle contient.
Sa composition est la suivante:
Peptone ………………….. Glucose …………………… Agar-agar ………………… Eau de mer stérile …………
Le milieu de culture est stérilisé à l'autoclave à l20°C pendant 20 minutes.
Ce milieu est additionné de chloramphénicol à une concentration de 50 mg /l afin
d'éviter la prolifération bactérienne qui pourrait inhiber ou gêner celle des
champignons.
Pour l'isolement, les cultures ont été faites en boîtes de Pétri en verre de 18 cm de
diamètre, contenant 125 ml de milieu de culture chacune.
1.4.2. Mise en culture des échantillons
Les trois grands types d'échantillons (eau de mer, sédiments et coquillages) ont été
traités de manières différentes (Fig.14).
1.4.2.1. Eau de mer
Pour les échantillons d'eau de mer, deux techniques sont possibles: soit par étalement
direct d'un volume connu (5 ml) d'eau de mer sur la gélose, soit par concentration des
spores par filtration d'un plus grand volume et mise en culture du filtre sur gélose.
Après essai des deux techniques, la première a été retenue et appliquée d'une façon
générale. Elle présente, en effet, l'avantage d'être comparable à la technique utilisée
pour l'ensemencement des sédiments (Sallenave, 2000).
l0g 35g 15g 1l
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
54
1.4.2.2. Sédiments
Les sédiments (de surface et de profondeur) ont été additionnés de quelques gouttes de
tween 80 permettant de remettre en suspension les spores qui pourraient adhérer aux
grains de sable.
L'ensemble a été agité puis décanté. L'eau interstitielle a alors pu être récupérée par
pipetage et étalée directement sur la gélose comme pour l'eau de mer. Le volume d'eau
interstitielle ensemencé a été limité à 1 ml par boîte (Sallenave, 2000).
1.4.2.3. Coquillages
Avant son ouverture, la coquille a été soigneusement lavée et décontaminée au moyen
d'une gaze stérile imprégnée d'une solution éthanolique à 70%, puis rincée à l'eau
distillée stérile.
Les coquillages ont ensuite été ouverts dans une atmosphère stérile (sous hotte à flux
laminaire ; cf. Fig. 13) et la chair des Mollusques a été récupérée. Celle-ci a, tout
d'abord, été lavée au moyen d'eau de mer stérile afin d'éliminer l'eau intra-valvaire qui
pourrait contenir des spores, puis les chairs ont été broyées dans de l'eau de mer stérile.
Le broyat a ensuite été centrifugé à 2500 tr.min-l pendant 15 min et le surnageant a été
ensemencé sur gélose comme pour les autres types de prélèvements. Comme pour les
sédiments, le volume étalé a été de 1 ml par boîte, étant donné la richesse en spores de
ce type d'échantillon (Mohamed-Benkada 2006).
1.4.3. Incubation
Pour chaque échantillon, deux boîtes ont été ensemencées en parallèle et mises à
incuber à deux températures différentes: 12°C et 27°c. Cette dernière (27°C) est une
température optimale de croissance pour un grand nombre de moisissures,
classiquement utilisée pour les isolements et les cultures de champignons
microscopiques. La température plus basse (12°C) a été choisie afin de se rapprocher
des conditions rencontrées en milieu marin à la période de prélèvement dans les zones
de prélèvements des échantillons étudiés (saison hivernale).
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
55
1.5. Isolements Au fur et à mesure de leur apparition, les colonies fongiques filamenteuses d'aspect
macroscopique différent ont été isolées et repiquées sur des tubes de gélose en pente
(milieu identique au précédent). Les souches ainsi isolées serviront aux études
ultérieures. Cette démarche n'exclut pas la possibilité d'avoir isolé plusieurs fois la
même espèce, l'aspect macroscopique n'étant pas toujours suffisamment discriminant.
Rappelons ici que nous n'avons pas retenu les colonies de levures qui ne présentaient
que peu d'intérêt dans la recherche de souches fongiques productrices de toxines.
1.6. Identification L'identification des moisissures fait appel aux caractères culturaux et morphologiques.
Les champignons microscopiques présentent une grande variabilité d'ordre
physiologique en fonction des conditions de culture (nature du milieu de culture utilisé
et température d'incubation), mais aussi une grande variabilité génétique. Ce
phénomène de variabilité rend donc l'étape d'identification particulièrement difficile.
Ainsi, dans un premier temps, pour l'étude de la présence et de la diversité fongique en
milieu marin, nous nous sommes limités à l'identification du genre, celle de l'espèce
étant, comme nous venons de le dire, beaucoup plus difficile. Ceci implique que parmi
l'ensemble des souches isolées, plusieurs peuvent correspondre à la même espèce.
Nous pouvons ainsi estimer l'importance des principaux genres en milieu marin.
Dans un second temps, les souches retenues pour leur activité potentiellement
toxinogène feront l'objet d'une étude approfondie et notamment d'une identification
plus poussée.
- Identification morphologique L’identification d’une espèce fongique repose sur l’analyse de critères culturaux
(température et vitesse de croissance, milieux favorables) et morphologiques. Ces
derniers sont constitués des paramètres macroscopiques (aspect des colonies, de leur
revers) et microscopique (aspect du mycélium, des spores, des phialides, des
conidiophores,…) (Cahagnier et Richard-Molard, 1998).
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
56
1.6.1. Observations macroscopiques
L’aspect des colonies : il représente un critère d’identification. Les champignons
filamenteux forment des colonies duveteuses, laineuses, cotonneuses, veloutées,
poudreuses ou granuleuses. Parfois certaines colonies peuvent avoir une apparence
glabre (l’absence ou pauvreté du mycélium aérien).
Le relief des colonies : il peut être plat ou plissé et la consistance des colonies peut être
variable (molle, friable, élastique ou dure).
La taille des colonies: elle peut-être très variable en fonction des genres fongiques :
petites colonies (Cladosporium) ou au contraire, colonies étendues, envahissantes
(Mucor, Rhizopus).
La couleur des colonies : c’est un élément très important d’identification ; les couleurs
les plus fréquentes sont le blanc, le crème, le jaune, l’orange, le rouge allant jusqu’au
violet ou le bleue, le vert, le brun allant jusqu’au noir. Les pigments peuvent être
localisés au niveau du mycélium (Aspergillus, Penicillium) ou diffuser dans le milieu
de culture (Fusarium) (Botton et al., 1990).
Les structures de fructification
Les observations sur les critères culturaux généraux sont résumé en annexe 2.
: la présence ou l’absence, au centre de la colonie, des
structures de fructification sexuée (cléistothèces) ou asexuée (pycnides) est aussi un
élément important de diagnose (Botton et al., 1990).
1.6.2. Observations microscopiques
L'identification des genres a été réalisée sous microscope soit par observation directe,
soit après culture sur lame.
Par observation directe, nous avons pratiqué la technique du drapeau de Roth qui
utilise un petit morceau de papier adhésif qui, par contact avec la colonie, permet de
prélever une faible quantité de spores, ainsi que des filaments nécessaires à
l'identification. Les colorants utilisés sont le bleu coton et le rouge Congo qui colorent
le mycélium et les parois fongiques et permettent d'augmenter les contrastes et
d'obtenir une meilleure image.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
57
Dans certains cas, lorsque l'observation était délicate, nous avons procédé à des
cultures sur lame. Ainsi, une lame est disposée un petit carré de gélose découpé dans
une boîte de milieu préalablement coulée. La souche à identifier est ensemencée sur
les quatre côtés du morceau de gélose qui sera recouvert d'une autre lame. L'ensemble
est placé, légèrement surélevé, dans une boîte de Pétri contenant un peu d'eau distillée
et mis à incuber, tout le matériel utilisé pour cette manipulation étant stérile. Lorsque
les colonies sont suffisamment développées, le morceau de gélose est rejeté, ainsi que
les colonies qui ne laissent alors sur la lame qu'une fine empreinte. Après coloration au
bleu de coton ou au rouge de Congo, les lames peuvent être observées. Le profil ainsi
obtenue par la station d’image (Fig. 15), est généralement de très bonne qualité et
permet une bonne identification. Cependant, c'est une méthode longue qui ne se
justifie pas pour nos identifications courantes se limitant au genre seulement.
Figure 15 : Station d’image
- Critères d’identification microscopique
L’examen microscopique d’une colonie fongique se fait après réalisation d’un
étalement entre lame et lamelle et coloration de la préparation au Bleu Cotton.
Généralement, un examen à l’objectif 40 est suffisant pour mettre en évidence la
plupart des éléments importants de diagnose (Cahagnier et Richard-Mollard, 1998).
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
58
Le thalle : tous les champignons possèdent un appareil végétatif constitué de filaments
(hyphes) qui, ensemble, forment le thalle filamenteux ou le mycélium ; le thalle peut
être siphonné ou septé :
- Le thalle siphonné, constitué d’éléments tubulaires peu ou pas ramifiés, de diamètre
large et irrégulier (5-15 μm), non cloisonné est caractéristique des Zygomycètes ;
- Le thalle septé ou cloisonné, formé de filaments de diamètre étroit (2-5 μm) et
régulier, divisé par des cloisons en articles unis ou pluricellulaires est caractéristique
des Ascomycètes, Basidiomycètes et Deutéromycètes (Badillet et al., 1987).
- Les spores qui sont le produit de la reproduction asexuée peuvent être endogènes ou
exogènes :
- Les spores endogènes (endospores) sont produites à l’intérieur d’un sac fermé
(sporange), porté par un filament spécialisé (sporangiophore). Ces spores, que l’on
observe par exemple chez les Mucorales, sont libérées par le déchirement de la paroi
de sporange à maturité.
- Les spores exogènes (conidies), retrouvées chez les Ascomycètes, les Basidiomycètes
et les Deutéromycètes, sont formées par bourgeonnement à partir d’une cellule
spécialisée (cellule conidiogène).
L’examen des spores et de leur organisation est une étape importante de
l’identification fongique (Campbell et al., 1996).
1.7. Conservation Les souches ainsi isolées sont conservées pour les études ultérieures et ont permis la
constitution d'une mycothèque. Plusieurs méthodes de conservation sont possibles
(Mohamed-Benkada, 2006):
1.7.1. Méthode de conservation par le froid:
1.7.1.1. La congélation
La congélation à -20°C est un mode de conservation intéressant, en ce sens qu'il
permet de conserver des souches fongiques pendant une longue période, une dizaine
d'années environ.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
59
Cette méthode permet, de plus, de conserver l'aspect macroscopique des colonies et de
les repiquer directement. Par contre, en cas de décongélation accidentelle, la
mycothèque non repiquée immédiatement sera perdue, ce qui représente un risque non
négligeable.
1.7.1.2. Conservation à 4°C
La conservation en chambre froide à 4°C présente, elle aussi, l'intérêt de conserver
l'aspect des colonies et de permettre l'utilisation de la souche par repiquage direct.
Cette méthode est, en revanche, assez astreignante, du fait qu'elle nécessite des
repiquages fréquents, tous les 6 mois environ.
1.7.2. Conservation sous une couche d'huile de paraffine
Après ensemencement d'un tube contenant un culot de gélose, lorsque les colonies sont
suffisamment développées, celles-ci sont recouvertes d'une couche d' 1 à 2 cm
d'épaisseur d'huile de paraffine qui les isole du milieu extérieur. Cette technique
permet une conservation très longue, mais nécessite un repiquage préalable avant
réutilisation de la souche.
1.7.3. Conservation dans l'eau distillée.
Un fragment de colonie est prélevé sur une culture en milieu solide et immergé dans
des tubes à hémolyse contenant quelques millilitres d'eau distillée stérile. Comme la
méthode précédente, celle-ci permet une bonne conservation, pendant une période qui,
bien que moins longue, peut cependant durer plusieurs années. Elle nécessite aussi une
étape de repiquage avant que les souches puissent être réutilisées.
1.8. La mycothèque
Après différents essais, nous avons retenu pour les souches de la mycothèque deux
techniques de conservation à 4°C dans la chambre froide, méthode qui permet un accès
direct à la souche, dans l'eau distillée, pour une conservation sûre d'une plus longue
durée.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
60
2. Résultats et discussion
Dans le cadre de ce travail de recherche, nos investigations nous ont permis de
répertorier 12 genres de souches fongiques évoluant dans les trois compartiments (eau
de mer, sédiments, et organismes marins : les moules) au niveau du littoral Ouest
algérien.
Nous allons, ci-après, essayé de les décrire successivement et succinctement en nous
basant sur des observations les plus poussées, et l’utilisation des données de la
littérature. Signalons qu’à chaque fois qu’un problème d’identification du genre se
posait à nous, le (ou les cas) sont immédiatement envoyés à l’équipe du SMAB
(Université de Nantes ; France) pour avis, et parfois aux chercheurs du laboratoire de
Cryptogamie du Muséum National d’Histoire Naturelle de Paris, pour confirmation.
2.1. Description illustration des différents genres
2.1.1. Penicillium (Fig. 16) est un de de type appartenant au phylum des ètes. Il
s’agit d’un champignon filamenteux. Ce genre comprend entre 100 et 250 espèces. Ce
sont des champignons pour la plupart très communs dans l’environnement pouvant
être responsables de nombreuses dégradations organiques en décomposition, dans le
sol, le compost, les denrées alimentaires, les céréales. Ils sont présents dans
l'environnement, notamment dans les plantes, les fruits, la poussière, l'air. On trouve
de 1 à 20 par mètre cube. Nous inhalons entre 10 à 30 spores par jour
://www.pasteur.fr/recherche/ .
Ils ont pour habitat le , les denrées alimentaires, les matières organiques en
décomposition, le , les graines, les céréales… Diverses espèces sont cultivées au
niveau industriel pour la fabrication de (Penicillium roquefortii, Penicillium
camembertii), pour la production de étabolites : les de type pénicillines (Penicillium notatum,
Penicillium chrysogenum), l’acide gluconique par (Penicillium purpurogenum), la
griséofulvine (Penicillium griseofulvum). Certaines espèces peuvent en outre produire
de dangereuses (Morar et al. 2006).
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
61
Le genre Penicillium compte environ 230 espèces dont une dizaine se rencontre dans
l’habitat naturel.
Figure 16 : Penicillium
a : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 ; b : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 ; c : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 ; d: Observation microscopique coloré au rouge Congo x500; e: Observation microscopique coloré au rouge Congo x50 ; f : Observation microscopique coloré au rouge Congo x1000.
e
a
c
b
f
d
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
62
Penicillium aurantiogriseum, brevicompactum, chrysogenum, citrinum, glabrum
présentent des risques d’allergie. P. commune, corylophilum, expansum, funiculosum,
variabile sont aussi présents dans l’habitat naturel (Guille et al. 2003).
Ce sont des contaminants fréquemment et régulièrement rencontrés dans l’air des
habitations et à l’extérieur.
En général, les espèces se différencient surtout par la couleur des colonies et des
pigments qu’elles sécrètent, l’organisation des structures conidiogènes, la taille et la
forme des conidies et la vitesse de croissance en conditions standardisées
(Caillaud, 2006).
2.1.2. Aspergillus
Le nom Aspergillus est donné à un de imparfaits ( éromycètes).
Les formes parfaites (éléomor phes) de quelques espèces d'Aspergillus sont connues, et
appartiennent à la classe des ètes (ordre des Eurotiales, famille des Trichocomacées pour
plusieurs espèces d'Aspergillus), le stade parfait demeure inconnu.
Les Aspergillus sont des filamenteux, de type , dont la colonie se présente sous
forme duveteuse. Le , hyalin, présente un élium cloisonné portant de nombreux
conidiophores dressés, terminés en vésicule.
Les Aspergillus ont une répartition mondiale (Fig.17).
On répertorie plus de 185 espèces, dont une vingtaine est impliquée dans des
humaines. Le éno me fumigatus a été séquencé. Sa taille est de 30 Mb, possède 11 000
gènes, dont 50% sans fonction connue, ni homologie dans les banques de données
publiques (Bart-Delabesse, 2000).
Les Aspergillus sont très utilisés dans l'industrie -alimentaire et dans l'industrie des
biotechnologie, notamment pour la , la production , la production d'acides
organiques, et la production d'antimicrobiens.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
63
Certaines espèces d'Aspergillus peuvent être pathogènes pour l'Homme ( fumigatus),
les animaux et les plantes. Les provoquées par Aspergillus sont appelées des .
Certaines espèces peuvent aussi produire des comme les (par Aspergillus flavus) ou
(Aspergillus ochraceus, Aspergillus carbonarius). Aspergillus fumigatus peut
produire un grand nombre de composés plus ou moins toxiques (Grovel, 2002).
Le genre Aspergillus compte 250 espèces dont une dizaine se rencontre dans l’habitat
naturel.
A. fumigatus et A. niger sont des aéroallergènes, A. versicolor, A. glaucus et
A.nidulans sont aussi décrits (Dézfoulian, 2005). Les espèces d’Aspergillus se différencient surtout par la couleur des colonies,
l’organisation des têtes conidiennes, la forme et l’ornementation des conidies et
l’éventuelle présence de reproduction sexuée.
.
Figure 17: Aspergillus a : Observation microscopique coloré au rouge Congo x1000 ; b : Observation microscopique coloré au bleu coton x1000
2.1.3. Cladosporium est un de dont certaines espèces sont parmi les
plus communes des d'intérieur et d'extérieur.
Certaines espèces sont des ènes des végétaux et quelques unes vivent en . Quelques
espèces produisent des spores (ex : spores de 4 à 11 µm de herbarum) qui - à partir
b
a
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
64
d'un certain taux dans l'air (8000 spores/m3/jour et 56000 spores/m3/semaine) - sont
des ènes importants de notre environnement.
Cladosporium cladosporioides
Figure 18 : Cladosporium
a : Observation microscopique x100; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000 ; c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500
Cl. sphaerospermum Penzig
- Colonies vert foncé à noir, spores en chaînes ramifiées, avec une cicatrice à chaque
extrémité (Fig.18).
- Températures de croissance : Minimale : 3-10°C, optimale : 20-28°C.
- Habitat naturel : plantes, air, sol, céréales, textiles.
c
a b
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
65
- Surtout détecté dans l’air.
Rôle allergisant de Cladosporium souvent comparé à celui d’Alternaria bien que de
moindre importance (Dézfoulian, 2005). Cladosporium herbarum est aussi
fréquemment rencontré.
Inféodé aux plantes, la présence de Cladosporium est plus saisonnière avec un
maximum en été (Dézfoulian, 2005).
2.1.4. Trichoderma (Fig. 19) est un de champignon ( ) ète de la famille des .
Trichoderma harzianum est un microscopique du genre .
Ce champignon produit des substances qui empêchent le développement d'autres
champignons ènes comme certains . C'est pourquoi, il commence à être utilisé en comme
produit d'origine biologique.
Trichoderma reesei est un filamenteux, mésophile, microscopique du genre ,
découvert pendant la Seconde Guerre mondiale dans le Pacifique Sud en raison de sa
capacité à dégrader les toiles de coton de l’armée américaine. Il a capacité de sécréter
une grande quantité cellulosiques ( ) (Saddler, et al. 1985).
. Afin de percer les mystères de l'activité enzymatique du Trichoderma, son génome a
donc été séquencé par une équipe américaine puis analysé par (Henrissat, 2007).
Il est depuis considéré par les chercheurs comme un modèle de référence pour la
transformation de la cellulose végétale en sucres simples. Ces sucres peuvent ensuite
être facilement transformés, par fermentation, en de type éthano l. Le biocarburant produit
grâce au Trichoderma pourrait être élaboré à partir de déchets agricoles et sylvicoles
d'où beaucoup moins d'interférence et de problèmes avec la filière agro-alimentaire
(Bianchini, 2008).
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
66
Figure 19 : Trichoderma
a : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 ; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x400 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000.
Trichoderma harzianum Rifai - Colonies vertes, granuleuses. Conidies rondes lisses.
- Températures de croissance :Optimale : 15-30°C, maximale : 30-36°C.
- Habitat naturel : sol, supports cellulosiques, bois en décomposition.
- Métabolites toxiques : Gliotoxine.
Trichoderma viride Pers., à conidies rugueuses se rencontre aussi dans l’habitat sur des
supports ligneux.
2.1.5. Fusarium (Fig. 20) le nom Fusarium est donné à un de imparfaits
( éromycètes). Les formes parfaites (éléomo rphes) de quelques espèces de Fusarium sont connues, et
appartiennent à la classe des ètes (ordre des Hypocréales, famille des Nectriacées, genres
Gibberella, Calonectria, et Nectria). Pour plusieurs espèces de Fusarium, le stade
b
c
a
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
67
parfait demeure inconnu. Dans ce genre, plusieurs espèces causent une des plantes,
dite « » (Tabuc, 2007).
Fusarium solani (Mart.) Sacc.
- Colonies claires, veloutées, blanches à violacées.
- Conidies de deux types : unicellulaires (microconidies) ellipsoïdes, hyalines et
pluricellulaires (macroconidies) arquées.
- Présence de spores de repos : chlamydospores.
Températures de croissance: Minimale: 3-10°C, optimale: 27-31°C, maximale : 37°C.
- Habitat naturel : plantes, sol, eau, air.
- Se rencontre dans l’air et sur les surfaces.
- Peut entrainer des allergies respiratoires en particulier en milieu rural.
- Cité dans quelques cas de kératites.
D’autres espèces : F. oxysporum et F. culmorum peuvent produire des mycotoxines
(trichothécènes, zéaralenones) (Tabuc, 2007).
Figure 20 : Fusarium
a : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000.
b a
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
68
2.1.6. Alternaria Alternaria est le nom d'un de champignons à reproduction asexuée ( éromycètes).
.
Figure 21 : Alternaria
a : Observation microscopique x500; b : Observation microscopique x500 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000 ; d : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000
Alternaria alternata Fr. Keissler (= Alternaria tenuis Nees)
- Colonies vert foncé à noir, spores pluricellulaires en raquettes avec bec, disposées en
chaînes ramifiées (Fig. 21)
- Températures de croissance :
Minimale : 2-6°C, optimale: 25-28°C, maximale : 31-32°C.
- Habitat naturel : sur plantes, sol, textiles, cartons…
c
a
b
d
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
69
- Essentiellement dans l’atmosphère de l’habitat et dans l’air extérieur en été.
- Parfois associé à des infections cutanées.
- Aéro-allergène reconnu (Dézfoulian, 2005).
2.1.7. Verticillium (Fig.22) est un genre de de la famille des . Le genre peut
être réparti en trois groupes :
Figure 22: Verticillium
a : Observation microscopique x100 ; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500.
1. Mycopathogènes
2. Entomopathogènes,
a
c b
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
70
3. Agents pathogènes des plantes et dont dahliae et albo-atrum qui causent
des maladies de flétrissement (verticilliose ou « flétrissement verticillien »)
économiquement importantes sur le , les , les de terre, les , les , ainsi que les
plantes ligneuses ornementales.
Les symptômes sont semblables à la . La rotation des cultures, l'utilisation de variétés
végétales résistantes et un labourage profond, peuvent être utiles dans le contrôle de la
flétrissure verticillienne (Vigouroux, 1984).
2.1.8. Gliocladium, Hyalohyphomycète.
Colonie à pousse rapide, veloutée à duveteuse, blanche au départ puis devenant rose à
saumon puis vert foncé lorsque les conidies se forment. Les conidiophores sont ramifiés
en forme de pinceaux (Fig.23). Les conidies sont unicellulaires, blanches à vert foncé et à
paroi lisse. Elles restent agglutinées en fausses têtes.
Figure 23 : Gliocladium coloré au bleu de coton x 500
2.1.9. Geotrichum Endomycète de la famille des Dipodascaceae, ayant une
morphologie proche des champignons filamenteux (Link , 1923).
Colonies blanches, levuriformes ou légèrement duveteuses. Les filaments se désarticulent
par schizolyse, en donnant des chaînes d'arthroconidies, unicellulaires, à paroi lisse, de
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
71
forme arrondie à cylindrique et de taille variable (Fig.24). Les arthrospores peuvent
germer mais il ne s'agit pas d'un bourgeonnement (différence avec le genre Trichosporon
où les arthrospores bourgeonnent).
Cosmopolite, répandu dans la nature. Il est retrouvé dans de nombreux aliments, dont les
produits laitiers. Cette espèce entre dans la fabrication de fromages. C'est un saprophyte
du tube digestif de l'Homme et des animaux (Link , 1923).
Figure 24 : Geotrichum
a : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500 ; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500.
2.1.10. Pullularia (Fig.25)
Description et croissance
c
a b
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
72
Aspect des colonies après 21 jours de croissance à 26°C sur milieu Sabouraud (pH
6,5). ’ une espèce à croissance relativement rapide, à thalle est lisse, brun-noirâtre,
recouvert d'une masse visqueuse de spores brun-pâle devenant foncées avec
l'apparition de filaments noirs. On observe des exsudats abondants et noirs; le revers
est noir. Ce champignon possède des conidiophores indifférenciés (ou ayant des
branches latérales courtes). Les hyphes foncés s'épaississent et se segmentent pour
donner des cellules à parois épaisses qui fonctionnent comme des chlamydospores. On
trouve des conidies unicellulaires allongées, incolores de 7-16 x 4-5 μm et parfois des
endoconidies formées dans une cellule intermédiaire puis ensuite relarguées par une
cellule voisine vide. Le pH du milieu est légèrement modifié (pH final 7)
(Subramanian, 1983; Samson et al. 1993)
Biologie
.
Température de croissance entre 2 et 35°C avec un optimum à 25°C. Certaines espèces
sont capables de se développer à des températures inférieures à -5°C (Samson et al.
1993).
Pullularia est une espèce tonophile facultatif qui peut vivre dans des conditions
extrêmes : présence d'azote atmosphérique, beaucoup de lumière, peu d'humidité, à
haute ou faible température.
Si l'humidité est supérieure à 75%, Pullularia peut se développer sur la peinture sans
la détériorer, il s'en sert alors seulement comme support. Par contre, il détériore les
peintures synthétiques et forme des taches très inesthétiques à leur surface
(Subramanian, 1983 ; Botton et al., 1985).
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
73
Figure 25 : Pullularia coloré au bleu de coton x500
2.1.11. Acremonium strictum W. Gams
- Colonies rosées, muqueuses avec quelques mèches filamenteuses. Spores
unicellulaires, cylindriques, hyalines, groupées en têtes à l’extrémité de cellules
conidiogènes (phialides) (Fig. 26).
- Températures de croissance :Optimale : 20-25°C
- Habitat naturel : sol, végétaux, autres champignons.
- Faible dispersion par l’air ce qui fait qu’on l’isole essentiellement sur les surfaces
- Parfois associé à des pathologies humaines
- Son implication en allergie reste à confirmer.
Autre espèce rencontrée dans des locaux et sur des supports humides : A. murorum
noir olivacé, poudreux (Caillaud, 2006).
2.1.12. Mucor (circinelloides, hiemalis, racemosus) et Rhizopus spp Columelles de formes plus ou moins globuleuses avec ou sans apophyses (Fig. 27).
Températures de croissance :
Minimale : 5 et 25°C, optimale : 20-25°C, maximale : 30 –37°C.
Assez ubiquistes : sol, air, aliments divers…
Mucor circinelloides et Rh. microsporus peuvent avoir des implications pathologiques
et M. racemosus est impliqué dans des cas d’allergie (Caillaud, 2006).
a
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
74
Figure 26: Acremonium
a : Observation microscopique coloré au bleu de coton x1000 ; b : Observation microscopique coloré au rouge Congo x500 c : Observation microscopique coloré au bleu de coton x500.
Figure 27 : Mucor
a : Observation microscopique coloré au bleu de coton x10 ; b : Observation microscopique coloré au bleu de coton x50.
a b
c
b a
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
75
2.2. Répartition de la microfonge globale
Le tableau global 8 présente en détail, pour chaque genre, le nombre de souches
isolées, en fonction des lieux, des types de prélèvements et de la température.
L’isolement de 251 souches de champignons filamenteux et l’identification d’une
douzaine de genres différents a pu être réalisée, et dont certains ne correspondent qu'à
une seule souche (cf. Tableau 8). Outre les genres appartenant à l'ordre des Mucorales
pour lesquels nous n'avons pas poursuivi la détermination, les cinq principaux genres
qui englobent à eux seuls environ 80% de la mycothèque sont: Penicillium,
Cladosporium , Aspergillus, Trichoderma et Fusarium. Rappelons que les cinq
genres sont tous des champignons supérieurs, donc à mycélium cloisonné. En
revanche, les Mucorales sont des champignons inférieurs, moins connus que les
précédents pour produire des métabolites secondaires toxiques. C'est pour cette raison
que nous n'avons pas poursuivi leur identification jusqu'au genre.
Sur la figure 28 sont présentés en pourcentage tous les genres de champignons isolés
dans cette présente étude.
L’identification d’une douzaine de genres de champignons différents a pu être
réalisée et ces genres sont, par ordre d’importance : Penicillium (52,2%), Aspergillus
(8%), Muccorales (6,3%), Trichoderma (5,6%), Cladosporium (3,5%), Fusarium
(2%), Pullularia (1,2%), Acremonium (0,8%), Alternaria (0,8%), Verticillium
(0.8%), Gliocladium (0.8%), Geotrichum (0.4%). Les espèces non identifiées ou
Mycélium stérile représentent (17.50%).
On remarque nettement que les Penicillium affirment leur suprématie sur le reste avec
52,2%. Par ailleurs, ces résultats nous permettent aussi de définir globalement la
diversité fongique générale le long du littoral Ouest algérien. Néanmoins, pour tenter
de mieux comprendre la répartition de la microfonge Ouest algérienne et son
évolution, nous allons ci-après étudié sa répartition en fonction des lieux, des types de
prélèvement et sa variation saisonnière et son importance, en terme de biodiversité
microfongique, dans les eaux marines algériennes et par extension en zone
méditerranéenne.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
76
2.3. Répartition fongique globale en fonction des sites étudiés
Faisons un bref rappel sur les différents prélèvements d’échantillons réalisés au
niveau des sites côtiers ciblés dans cette étude.
Sur le site des Andalouses sont été prélevés des échantillons d’eau de mer, et de
sédiments. Etant donné que ce site correspond à une station balnéaire, il est évident
que les moules, organismes très sensibles et fragiles, ne peuvent y retrouver refuge
dans ces secteurs très perturbés par la fréquentation humaine en toute saison.
Penicillium
Aspergillus Cladosporium
Mucorale Trichoderma Fusarium Acremonium Pullularia Alternaria
Verticillium
Gliocladium Geotrichum Mycélium
non identifié
Figure 28 : Répartition de la microfonge globale
52,2%
8%
17,5%
6,3%
5,6%
3,5%
1,2%
0,8%
0,8%
2%
0,8%
0,8%
0,4%
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
77
Sur le site de Madagh, encore à l’état sauvage a permis d’effectuer tous les types de
prélèvements (eau de mer, sédiments et organismes).
Dans les ports d’Oran et de Mostaganem, les échantillons d’eau de mer ont été extraits
directement des plans d’eau stagnante, et les spécimens de moules prélevés le long des
digues protectrices des enceintes portuaires.
Pour le site de Kristel, considéré ici comme zone de référence (milieu sain), donc
exempt de toute forme de pollution, en raison de son éloignement des concentrations
urbaines, deux types de prélèvements ont été réalisés : l’eau de mer et les moules; les
sédiments étant inexistants en ces lieux.
La comparaison de la répartition de la microfonge en fonction des sites de
prélèvements (Fig. 29) indique nettement la large prédominance des Penicillium au
niveau des sédiments des zones d’études. Cependant, de nombreuses disparités sont
nettement observables en fonction des sites de prélèvements.
A première vue, et en terme quantitatif, c’est au niveau des sites des Andalouses et
Madagh que le plus grand nombre d’isolement de souches a pu être réalisé et où il a
atteint une moyenne de 70-80 souches par site.
A partir des ports des Mostaganem et d’Oran -pris séparément- il a été isolé en
moyenne 40 souches. En revanche, c’est le site de Kristel qui offre l’isolement le plus
faible où un nombre moyen n’excédant pas une dizaine de souches a été relevé.
La grande disparité a été notée dans le nombre d’isolement qui diffère d’un site à un
autre, et s’explique par la structure hydrologique et la nature topographique des
secteurs explorés et à partir desquels ont été recueillis les échantillons à analyser.
Ainsi, et dans un essai comparatif, le nombre moyen important d’isolement de souches
fongiques (70-80 souches) trouvé aux Andalouses et à Madagh résulte du fait que ces
deux sites côtiers sont d’immenses baies cadrées par deux caps et bordées par un
rivage à sables fins où aboutissent un effluent (cf. Fig. 11) drainant une quantité
considérable d’eau riche en matière organique.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
78
Penicillium Cladosporium Aspergillus Mucorale Trichoderma Fusarium
Acremonium Pullularia Alternaria Verticillium Gliocladium Geotrichum
Mycélium
non identifié
Figure 29 : Répartition fongique globale en fonction du site étudié
Nombre moyen de souches
Pourcentage de souches
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
79
• Au niveau des Andalouses
•
: cet effluent qui se déverse dans la baie n’est autre que
l’oued El Ançor dans lequel la commune rejette directement ses eaux usées
domestiques, en plus des autres rejets en provenance des structures hôtelières
situées en aval tout près de la plage.
Au niveau de Madagh
Dans la même logique, les nombreuses souches fongiques retrouvées dans les
échantillons de moules pêchées des moulières de Madagh, s’explique par le fait que les
Mollusques bivalves (moules), organismes filtreurs par excellence, tamisent
continuellement l’eau de mer pour en puiser le microplancton marin (champignons,
bactéries, microalgues, protozoaires, et larves microscopiques d’Invertébrés….) où
les particules qui s’y retrouvent et dont elles se nourrissent.
: un cours d’eau douce prenant sa source au pied des Monts
de Madagh, et dont les eaux traversent sur plus deux kilomètres des terrains
agricoles, formant le long de son écoulement de grandes retenues d’eau servant
d’abreuvoir à de nombreux Oiseaux marins (Mouettes, Aigrettes, Goélants,…) qui,
au passage, participent à l’enrichissement de ces eaux par leurs déjections, pour
venir enfin se déverser sur la plage puis dans l’eau de mer. La grande quantité de
matériel particulaire inerte (décomposition de cadavres d’animaux, excréments,
engrais azotés,…), cumulés le long de ces deux effluents inondant les sédiments
meubles (sable fin des plages), puis se jetant en mer. Ce matériel organique sous
forme particulaire peut être extrait à partir des sédiments et de l’eau de mer à très
faible concentration par les champignons qui l’assimilent pour accroître leur
nombre. C’est ce qui explique, a notre avis, le pullulement important de la
microfonge au niveau des sites des Andalouses et Madagh.
Un autre fait naturel pouvant étayer, encore plus, la forte présence de la microfonge
dans les deux sites précédents, c’est surtout le confinement hydrodynamique qui règne
en ces lieux où le renouvellement des eaux marines est faible dans ces deux baies
protégées à mode hydrologique calme permettant ainsi une forte accumulation de
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
80
nutriments, véritable source alimentaire très favorable pour la prolifération du
peuplement fongique dans cette zone littorale.
• A proximité des zones portuaires d’Oran et de Mostaganem existe des rejets
d’eaux usées domestiques en provenance des égouts de ces deux métropoles : pour
Oran (rejets de Fort Lamoune à l’Ouest et rejets de Cueva d’El Awa à l’Est), et
pour Mostaganem (nombreux égouts aboutissent directement au niveau du port).
Ces eaux usées drainent une multitude de substances organiques servant de masse
nutritive pour de nombreux microoganismes, en particulier, la microfonge
saprophyte découverte dans ces structures portuaires à eaux stagnantes polluées.
• La moulière de la Pointe de l’Aiguille (site de Kristel), à partir de laquelle a été
l’échantillonnage de moules, est caractérisé par un hydrodynamisme à forte
énergie induisant un renouvellement intense des eaux à ce niveau. Le mode battu
contribue énergiquement à la dispersion des matières organiques le rendant
oligotrophe et donc en faveur de la présence de microorganismes (champignons,
bactéries..) et les micropolluants. La structure hydrologique de ce site non abrité ne
permettant pas l’implantation de la micofonge en ces lieux et vraisemblablement la
seule l’explication possible du faible pullulement observé sur le site de Kristel.
Pour l’aspect biodiversité fongique des sites explorés, nous résumons l’essentiel des
résultats ci-dessous :
La microfonge évoluant au niveau des sites des Andalouses et de Madagh est
sensiblement identique. En raison de son caractère touristique, massivement fréquenté
en saison estivale, le site des Andalouses devait refléter une eau marine de bonne
qualité et d’une plage à sable fins propres. Mais, il n’en est rien de cela puisque c’est
au niveau de cette zone où un plus grand nombre de souches fongiques a été dénombré
avec la présence de 10 genres de champignons : Penicillium, Aspergillus,
Cladosporium, Muccorales, Trichoderma, Fusarium, Pullularia, Acremonium,
Alternaria, et Geotrichum, Seuls les genres Verticillium et Gliocladium sont
inexistants.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
81
A Madagh, l’important nombre de souches fongiques répertoriées, sensiblement
équivalent à celui des Andalouses, comporte également 10 genres de champignons,
dont 8 sont identiques et donc signalés sur le site touristique (Andalouses). Cependant,
les genres Alternaria et Geotrichum sont absents.
Dans les eaux portuaires oranaises et mostaganémoises, 5 genres de champignons
seulement ont été inventoriés. Il s’agit de Penicillium, Aspergillus, Cladosporium,
Muccorales et Trichoderma.
Au niveau de la Pointe de l’Aiguille de Kristel, uniquement 2 genres de champignons
ont été recensés : Penicillium et Aspergillus.
A partir de ces données globales, on notera que la diversité de la microfonge recensée
au niveau des sites côtiers est majoritairement en faveur des Penicillium et de moindre
importance pour Aspergillus; ce qui met en évidence certaines caractéristiques propres
à chaque site, et où Penicillium avec 50% de présence dans tous les prélèvements
apparait comme la souche fongique la plus abondante.
Qu’en est-il des saisons?
2.4. Répartition fongique en fonction de la température
La figure 30 nous renseigne sur la variation de la répartition fongique en fonction des
deux températures étudiées, 12 C° et 27 C°. Il est très intéressant de noter que
globalement, le nombre moyen de souches isolées est plus important durant les
saisons hivernale (12 C°) qu’estivale (27 C°). L’hiver pourrait ainsi correspondre à une
augmentation importante du nombre de champignons isolés par rapport à l’été, et où le
paramètre température apparait comme facteur limitant. Pour confirmer ce constat, une
comparaison saisonnière globale sur plusieurs années est nécessaire.
Pour notre travail, seules les saisons hivernale et estivale ont été prises en
considération. Pour ces deux périodes, de légères fluctuations entre l’été et l’hiver sont
observables au niveau de la répartition fongique (cf. Fig. 30). Mis à part les
Penicillium, prépondérants quelque soit la saison considérée (50% de la microfonge),
d’autres genres sont présents, mais avec une variabilité d’une saison à une autre. Par
exemple, les Cladosporium et les Mucorales ont été généralement plus isolés en saison
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
82
hivernale qu’en saison estivale. Par contre, Trichoderma et Pullularia semblent plus
isolés en été qu’en hiver.
Ces variations sont observées pour des champignons largement répandus dans ces
écosystèmes côtiers. Cependant, pour des moisissures plus faiblement isolées tels que
Fusarium, Acremonium, Alternaria, Verticillium, Gliocladium et Geotrichum, aucune
différence n’est relevée.
Figure 30 : Répartition fongique globale en fonction de la température
0 20 40 60 80 100 120 140 160
0% 20% 40% 60% 80% 100%
Penicillium Cladosporium Aspergillus Mucorale Trichoderma Fusarium
Acremonium Pullularia Alternaria Verticillium Gliocladium Geotrichum
Mycélium
non identifié
Nombre moyen de souches
Pourcentage de souches
Eté 27 C°
Hiver 12C°
Eté 27 C°
Hiver 12C°
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
83
Tous les sites pris en considération dans cette étude montrent globalement une
variation saisonnière de leur microfonge (Fig. 31 et 32). Parmi ces sites, ceux de,
Kristel et du port de Mostaganem au niveau desquels le nombre moyen de souches
isolées est minimal en été, contrairement aux Andalouses, Madagh et le port d’Oran
où le minimum de souches isolées se situe en période hivernale. Toutefois, les
Penicillium restent les champignons les plus isolés, quelque soit la saison, excepté aux
Andalouses et Madagh où leur nombre diminue en été au profit des autres genres.
Kristel est le site présentant la microfonge la moins diversifiée, avec trois genres isolés
en été et deux genres seulement en hiver. Il s’agit également du site le moins abondant
en souches. Rappelons que ce site est exempt de toute pollution en raison de son
éloignement des grandes agglomérations, d’une part, et qu’un fort hydrodynamisme y
existe en permanence, d’autre part. Cependant, malgré ces grands obstacles au
développement de la microfonge, les Penicillium, sont toujours présents dans tous les
isolements.
Dans l’ensemble, les résultats ont montré que la microfonge était caractéristique des
sites étudiés. Maintenant, on peut se poser la question si les types de prélèvement
influent-ils sur la variation de la microfonge?
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
84
Figure 31 : Répartition fongique en fonction de la température 12°C
Penicillium Cladosporium Aspergillus Mucorale Trichoderma Fusarium
Acremonium Pullularia Alternaria Verticillium Gliocladium Geotrichum
Mycélium
non identifié
Nombre moyen de souches
Pourcentage de souches
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
85
Figure 32 : Répartition fongique en fonction de la température 27°C
Penicillium Cladosporium Aspergillus Mucorale Trichoderma
Fusarium Acremonium Pullularia Alternaria Verticillium Gliocladium
Geotrichum Mycélium
non identifié
Nombre moyen de souches
Pourcentage de souches
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
86
2.5. Répartition fongique en fonction des types de prélèvement
2.5.1. L'eau de mer
La figure 33 montre que l’isolement de l’eau de mer donne une concentration la plus
faible en souches dans toutes les localités étudiées excepté au niveau du port d’Oran
où la répartition n’est pas très différente selon les deux températures d’étude (l2°C ;
27°C), avec une prédominance du genre Penicillium, et ceci pour l’ensemble des sites
d’échantillonnages, révélant par là que ce champignon est résistant aux conditions
hostiles du milieu marin ( variation de température, de salinité et présence d’une
oligotrophie).
A 27°C, le genre le plus représenté est le genre Penicillium, tandis qu'à l2°C, sa
proportion diminue fortement, laissant la place à Cladosporium et surtout, pour une
part importante, à des souches ne produisant que du mycélium stérile sur le milieu de
culture, donc non identifiées.
2.5.2. Les moules
La figure 34 présente le nombre moyen de souches isolées selon les différents types
d'échantillons à 12°C et 27°C.
Les enceintes portuaires d’Oran et de Mostaganem représentent les lieux de
prélèvements les plus intéressants, en terme quantitatif, puisque ce sont les deux sites
au niveau desquels a été identifié le plus grand nombre de souches fongiques. Ceci
s’explique par le fait que ces deux ports sont très impactés et reflétant ainsi, un bon
indice de pollution à comparer aux secteurs côtiers de Kristel et de Madagh, sites
restés encore à l’état sauvage, puisque tous deux sont très éloignés des fortes pressions
anthropiqaues.
Plusieurs souches de Penicillium sont isolées de l’ensemble des sites ciblés. Aussi,
les genres Aspergillus, Cladosporium, Muccorales et Trichoderma ont également été
observés.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
87
Penicillium Cladosporium
Aspergillus Mucorale Trichoderma Fusarium Acremonium Pullularia
Alternaria Verticillium Gliocladium Geotrichum Mycélium
non identifié
Figure 33 : Répartition fongique en fonction du type de prélèvement: Eau de mer
Nombre moyen de souches
Pourcentage de souches
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
88
Penicillium Cladosporium Aspergillus
Mucorale Trichoderma Fusarium Acremonium Pullularia Alternaria
Verticillium Gliocladium Geotrichum Mycélium
non identifié
Figure 34: Répartition fongique en fonction du type de prélèvement: Moules
Nombre moyen de souches
Pourcentage de souches
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
89
2.5.3. Les sédiments
Rappelons que deux types de prélèvements ont été réalisée pour le compartiment
sédiments : en surface et à 5 cm de profondeur.
La Figure 35 permet de mettre en évidence que la microfonge est, en général,
identique à celle observée dans les échantillons de sédiments de surface et de
profondeur des sites des Andalouses et de Madagh.
Des points communs apparaissent au niveau des deux types de prélèvements :
• Le genre Penicillium prédomine dans l’ensemble des échantillons analysés;
• Le nombre moyen de colonies appartenant au genre Aspergillus, Trichoderma
est signalé en surface et en profondeur.
• Les différences les plus intéressantes portent sur la présence des genres suivants
uniquement dans les sédiments: Fusarium, Acremonium, Pullularia,
Alternaria, Verticillium, Gliocladium et Geotrichum, avec les précisions
suivantes : Gliocladium n’est observé qu’en profondeur à Madagh ; comme
d’ailleurs Alternaria aux Andalouses et que Geotrichum (un seul échantillon)
est répertorié en surface sur le site des Andalouses.
• Les genres Verticillium et Acremonium sont présents seulement dans les
sédiments de profondeur, et que les sédiments des Andalouses sont les plus
riches en souches fongiques par rapport à ceux de Madagh, en raison de la
forte charge de matière organique charriée par l’effluent d’El Ançor qui se
déverse directement sur le rivage de la baie des Andalouses.
Le tableau 9, relatif au recensement détaillé des diverses souches mycoflorales pour
les trois types de prélèvement, met en exergue la richesse fongique des sédiments avec
un fort pourcentage (53,4 %), valeur qui le place au premier rang, en termes
quantitatif et qualitatif, par rapport aux deux autres compartiments, qui avec des
pourcentages relativement faibles positionnent les moules (30,6%) au deuxième rang
et l’eau de mer (16%) au dernier rang.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
90
0 5 10 15 20 25 30 35 40
Madagh
Andalouses
Mdagh
Andalouses
Séd
imen
ts s
urfa
ceS
édim
ents
5 c
m
Figure 35: Répartition fongique en fonction du type de prélèvement : Sédiments
Nombre moyen de souches
Pourcentage de souches
Sédi
men
ts 5
cm
Penicillium Cladosporium Aspergillus Mucorale Trichoderma Fusarium
Acremonium Pullularia Alternaria Verticillium Gliocladium Geotrichum Mycélium
non identifié
Sédi
men
ts 5
cm
Sédi
men
ts su
rfac
e Sé
dim
ents
surf
ace
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
91
2.6. Importance de la biodiversité mycoflorale des côtes Ouest
algériennes. L’importance de la biodiversité fongique des zones côtières Ouest algériennes ne peut
être mesurée que si celle-ci pourrait être comparée aux travaux sur la microfonge des
écosystèmes littoraux réalisés dans d’autres régions à travers le monde.
Dans ce cadre, peu de recherche a été consacré à la connaissance de la diversité
mycoflorale marine et la littérature , à ce sujet, n’indique que quelques études
générales sur l’isolement de souches fongiques filamenteuses en milieu marin, les
travaux n’ayant concerné que les champignons qui répondaient à la définition de
Kohlmeyer (1979) ; ce qui ne représente que quelques centaines d'espèces (Jensen et
Fenical, 1997).
Parmi les travaux digne d’intérêt et pouvant avoir un rapport direct avec notre domaine
d’investigations, citons ceux de :
• (Shaumann, 1993) qui a relaté la présence de moisissures dans l’eau de mer,
les sédiments et l’air environnant en Mer du Nord et en Atlantique Nord.
Les prélèvements ont été réalisés en haute mer, à différentes profondeurs qui vont de
la zone sublittorale (profondeur < 200 m) à des zones abyssales (profondeur> 1000 m).
L'identification des souches isolées s'est, ici, limitée au genre. Globalement, les
résultats obtenus, par ordre décroissant d'importance, sont: Penicillium, Ulocladium,
Scopulariopsis, Cladosporium, Trichoderma, Paecilomyces, Fusarium et Acremonium.
Il ressort dans tous les cas une très nette prédominance du genre Penicillium qui est un
des rares à être présents dans tous les types d'échantillons et à toutes les profondeurs.
Le genre Ulocladium, qui arrive en deuxième position, n'a, lui, été isolé que dans un
seul site, mais sa présence y était extrêmement importante, lui faisant ainsi prendre une
deuxième place quelque peu «artificielle» dans les statistiques globales. La
comparaison de la flore fongique à différentes profondeurs a permis de discerner les
genres présents à tous les niveaux (Acremonium, Aspergillus, Penicillium,
Scopulariopsis, Trichoderma et Verticillium) de ceux présents uniquement à faible
profondeur (Mucor, Alternaria, Chrysoporium, Cylindrocadron, Doratomyces,
Fusarium, Gliomatix et Humicola).
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
92
• Sallenave – Namont et al. (1999) et Sallenave (2000) ont pu identifier une
douzaine de genres différents dont certains ne correspondent qu'à une seule souche.
Outre ceux appartenant à l'ordre des mucorales dont ils n’ont pas poursuivi
l'identification, les quatre principaux genres qui représentent à eux seuls 68% de la
mycothèque sont: Penicillium (47%), Trichoderma (10%), C/adosporium (6%) et
Aspergillus (5%). Pour les auteurs su-cités, ces quatre genres sont tous des
champignons supérieurs, donc à mycélium cloisonné. Par contre, les mucorales sont
des champignons inférieurs, moins connus que les précédents pour produire des
métabolites secondaires toxiques. C'est pourquoi ils n'avaient pas poursuivi leur
identification jusqu'au genre.
Stachybotrys, Fusarium, Verticillium, Paecilomyces, Acremonium Alternaria
Dematiéeset et Mucorales.
• De Moura Sarquis et Cunha de Oliveira (1996) ont déterminé la mycoflore
des plages brésiliennes. Dans cette étude, des échantillons de sable provenant de quatre
points différents de la côte brésilienne ont donné, après culture, de nombreuses
souches de champignons filamenteux dont 1/5 a été identifié, révélant la présence de
34 genres et 170 espèces. Les genres principalement représentés sont, par ordre
décroissant d'importance: Aspergillus (30,4%), Penicillium (16,0%), Fusarium
(12,6%), Trichoderma (6,4%), Paecilomyces (3,7%), Cladosporium (3,1%) et
Acremonium (1,0%).
Ainsi, ces auteurs concluent que le sable côtier représente un vaste réservoir fongique.
Le rôle des champignons marins y est peu connu, mais leur présence pourrait avoir une
importance non négligeable pour les animaux, les plantes et les écosystèmes marins.
• Ruiz (2007) reprenant une même étude que celle de Sallenave (2000) au
niveau de la Loire du Croisic en (Atlantique Nord) a pu identifier 13 genres cités par
ordre d’importance. Les principaux champignons isolés au cours de cette étude
appartiennent aux genres Penicillium (45%), Aspergillus (13%), Trichoderma (9%),
Talaromyces (8%), Muccorale (6%), Cladosporium (4%), Paecilomyces(4%),
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
93
Acremonium (4%), Verticillium (2%),Drechslera (2%), Fusarium (2%),
Scopulariopsis (1%) et Dissitimurus.
En huit années (1999-2007), l’équipe du SMAB de l’Université de Nantes a isolé et
stocké dans la mycothèque marine plus de 800 souches formant une véritable
collection représentant, ainsi, un réservoir non négligeable d’organismes cultivables à
fort potentiel dans la recherche de métabolites bioactifs (Ruiz 2007).
L’essentiel des résultats des ces travaux, que nous avons largement utilisés pour notre
travail, a été résumé dans le tableau 9 en même temps que les nôtres, afin de réaliser
un essai comparatif et situer avec précision la biodiversité mycoflorale algérienne dans
le contexte méditerranéen.
Une première lecture du tableau 9 met en évidence la présence de sept genres de
champignons qui sont communs à l’ensemble des régions côtières et marines
géographiquement éloignée et à climat différent. Ce sont, par ordre décroissants
d’importance : Penicillium, Cladosporium, Trichoderma, Aspergillus, Acremonium,
Fusarium, et Verticillium.
Toutefois, les Penicillium restent les souches fongiques les plus prédominantes
isolées de ces différents écosystèmes littoraux et marins.
Nos résultats, comparés à toutes les autres données (cf. Tableau 9), montrent que notre
zone d’étude, qui fait partie intégrante de la Méditerranée, abrite une biodiversité
mycoflorale notable, puisque plus de 50% de souches fongiques, répertoriés dans le
milieu marin dans le monde, se retrouve dans les eaux marines algériennes.
Par ailleurs, la comparaison de la flore fongique marine révèle que les souches de
moindre importance en quantité sont : Alternaria, Muccorale, Gliocladium,
Geotrichum, qui sont signalés en Atlantique Nord et en Méditerranée, que le genre
Alternaria est présent uniquement dans lés sédiments en Algérie.
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
94
Tableau 9 : Inventaires fongiques dans les différentes régions marines dans le monde. Microfonge des
écosystèmes
marins
Mer du
nord
Shaumann,
(1993).
Côtes du Brésil
De Moura
Sarquis et
Cunha de
Oliveira,
(1996)
Loire côte
Nord
atlantique ;
France
Sallenave,
(2000)
Loire côte
Nord
atlantique ;
France Ruiz
(2007)
Eaux algériennes
(Méditerranée)
(Présent travail,
Matallah-Boutiba
et al. 2008)
Penicillium + + + + +
Trichoderma + + + + +
Fusarium + + + + +
Cladosporium + + + + +
Acremonium + + + + +
Aspergillus 0 + + + +
Paecilomyces + + + + 0
Muccorale + 0 + + +
Verticillium 0 0 + + +
Ulocladium + 0 0 0 0
Scopulariopsis + 0 0 + 0
Stachybotrys, 0 0 + 0 0
Drechslera 0 0 0 + 0
Dissitimurus. 0 0 0 + 0
Alternaria + 0 + 0 +
Talaromyces 0 0 0 + 0
Dematiées 0 0 + 0 0
humicola + 0 0 0 0
Gliomatix + 0 0 0 0
Doratomyces + 0 0 0 0
Cylindrocadron + 0 0 0 0
Chrysoporium, + 0 0 0 0
Phoma 0 0 + 0 0
Gliocladium 0 0 0 + +
Pullularia 0 0 0 0 +
Geotrichum 0 0 0 + +
Etude de la Biodiversité fongique au niveau du littoral occidental algérien
95
Signalons également que le fait d’observer des similitudes sur des sites différents aussi
bien géographiques que climatiques, renforce l’hypothèse du rôle écologique que
peuvent jouer ces organismes au niveau des écosystèmes côtiers, d’une part, et leur
extraordinaire adaptation dans ce milieu hostile qu’est l’environnement marin, d’autre
part. De plus, ces travaux indiquent clairement que les moisissures connues en milieu
terrestre sont présentes en milieu marin et auraient un rôle non négligeable dans ces
écosystèmes complexes côtiers.
Les auteurs, cités précédemment, ont aussi montré que la nature du sol (graviers, vase,
sols calcaires ou volcaniques), la concentration en oxygène présent dans le milieu et
les échanges d'eau avaient une influence sur le nombre de souches fongiques présentes
et les genres auxquels elles appartenaient. Sallenave (2000) cite, par exemple, une
faible densité fongique dans les zones à forts remous et courants qui empêchent une
accumulation de matières organiques dans les sédiments.
Ainsi, ces études montrent bien que des moisissures, appartenant à des genres connus
en milieu terrestre pour regrouper des espèces capables de produire des toxines,
peuvent être mises en évidence dans l'environnement marin, que ce soit dans des zones
côtières (De Moura Sarquis et Cunha de Oliveira, 1996) ou en haute mer (Shaumann,
1993).
Ainsi, sur la base des précisions exposées précédemment, il est prouvé que les
moisissures existent en milieu marin. Il nous appartient maintenant de vérifier si les
souches isolées de ce milieu sont potentiellement toxinogènes dans les conditions
naturelles. En effet, une forte proportion des moisissures isolées des prélèvements
étudiés appartient à des genres qui comportent des espèces productrices de
mycotoxines en milieu terrestre. Cependant, pour une espèce réputée toxinogène,
toutes les souches ne sont pas toxinogènes et certaines le sont plus que d'autres (Tabuc,
2007). Ce caractère peut également varier suivant les conditions de culture précaution
importante, donc à prendre en considération pour les projets futurs d’implantation
d’aquaculture dans les secteurs prospectés le long du littoral algérien.
Qu'en est-il pour les souches que nous avons isolées du milieu marin ?
Sélection des souches toxinogènes
96
Introduction
L'examen des échantillons en provenance des différentes zones d étude (Cf. fig. 7) a
permis de mettre en évidence la présence, dans le milieu marin, des moisissures dont
certaines appartiennent à des genres connus pour regrouper des espèces productrices
de mycotoxines en milieu terrestre, qui sont souvent à l'origine d'intoxications de
produits de mer, ainsi que leur consommateurs. Il nous faut donc rechercher si les
souches fongiques isolées de cet environnement marin sont, elles aussi, capables de
produire des toxines.
Pour cela, il faudra donc, dans un premier temps, tenter de faire produire ces
métabolites par culture de ces souches en milieu solide. Les mycotoxines sont des
substances généralement secrétées par le champignon. Les cultures seront, là encore,
réalisées à base d'eau de mer permettant de se rapprocher le plus possible des
conditions rencontrées en milieu marin.
Dans un second temps, nous évaluerons leur toxicité potentielle sur un test biologique.
Pour mettre en pratique cette évaluation de toxicité, nous avons choisi un test général,
sensible à un panel important de composés toxiques, souvent utilisé en écotoxicologie
pour l'étude des mycotoxines : le test de toxicité aiguë sur un Crustacé Artemia salina
(Sallenave, 2000).
1. Culture et préparation des extraits
La méthode utilisée dans cette présente étude découle de celle recommandée par Petit
(2003). Le milieu Sabouraud (Cf. §1.4.1. p.53 ) est stérilisé à l'autoclave à 110C°
pendant 20’ et réparti à 100ml par flacons; 250ml . L’ensemencement est réalisé par
addition du champignon à étudier (Cf. § 1.4.2. p.53). Les flacons ainsi préparés sont
mis à incuber à 27C° pendant 21 jours. Après ce délai, la culture est stoppée par
chauffage sur plaque chauffante (60 C°) pour permettre à l'agar de fondre. Ensuite,
on additionne de l'acétate éthylique chaud 1V/1V. La préparation est agitée pendant
30’, puis laissée à la température ambiante jusqu'à ressolidification de la phase d'agar.
Sélection des souches toxinogènes
97
La phase organique liquide est alors récupérée, filtrée stérilement sous vide sur
membrane de 0,2µm. Le mycélium est rejeté et l'étude est menée sur le filtrat aqueux
ainsi obtenu. Cette opération est suivie par évaporation par l’utilisation d’un
rotavapeur (Cf. Fig. 37) obtenir un extrait brut.
Les tests peuvent être réalisés directement sur ce filtrat comme c'est le cas du test sur
larves d'Artemia satina, ce qui présente l'avantage de tester l'ensemble des substances
produites.
Les différentes étapes d'extraction sont résumées sur la figure 36. 2. Le test de toxicité aiguë sur larves d'Artemia salina
Nous avons utilisé le test de toxicité aiguë sur larves d'A. salina, qui est un test général
de toxicité très sensible à divers composés toxiques et, en particulier, très adapté à la
détection des mycotoxines. Il permet donc une première sélection des souches
toxinogènes.
Ce test présente, par ailleurs, l'avantage de pouvoir se réaliser directement sur les
filtrats de culture, évitant l'étape longue d'extraction. Il permet ainsi de tester un grand
nombre de souches et l'ensemble des métabolites présents, sans se limiter à ceux qui
sont extractibles par les solvants utilisés.
2.1. Données bibliographiques
2.1.1. Intérêt du test
Le test de toxicité aiguë sur larves d'Artemia salina est très largement utilisé dans le
monde entier, tant en recherche qu'en toxicologie appliquée. C'est, en effet, un test de
mise en œuvre simple, de faible coût et à réponse rapide (le délai de réponse est de 24
h). Les œufs d'artémies sont en vente dans le commerce et leur éclosion simple permet
d'obtenir facilement un matériel vivant (Persoone et Wells, 1987).
Le test de toxicité aiguë sur A. salina a été mis au point en 1956 par Mickaël. C'est en
1980 qu'il fut intercalibré par 80 laboratoires (Persoone et al, 1980) ; ce qui en fait un
des rares tests de toxicité marine standardisée.
Sélection des souches toxinogènes
98
Chauffage des flacons (plaque à 60 C) pour faire fondre l'agar
Ajouter de l'acétate d'éthyle chaud 1V/1V
Agiter le mélange 30 mn
Ressolidification à température ambiante
Filtrer stérilement sous vide
On retient le filtrat
Evaporation rotavapeur
Figure 36: Préparation des extraits en vue des tests biologiques
Sabouraud 21 j à 27C
EXTRAIT
TESTS BIOLOGIQUES sur Artemia salina
Sélection des souches toxinogènes
99
Figure 37: Rotavapeur
Depuis 1956, il a été très largement développé pour des applications nombreuses et
variées. En effet, son domaine de détection est très vaste puisqu'il permet de détecter
de nombreuses substances toxiques, à l'exception de celles qui nécessitent une
activation métabolique spécifique à l'Homme (Solis et al, 1993). C'est notamment un
test très utilisé en écotoxicologie pour la détection de polluants ou de composés
chimiques dans divers échantillons de l'environnement marin (Amiard-Triquet et al,
1983). Il a ainsi permis la détection de pesticides (Delaney et Wilkins, 1995),
d'antibiotiques, d'anesthésiques, de radioisotopes, de dispersants des huiles (Meyer et
al, 1982), d'acide rétinoïque et de rétinoates (Salo et al, 1995).
II a également permis la détection de composés cytotoxiques (Solis et al, 1993), de
toxines de dinoflagellés (Eng-Wilmot et Martin, 1979 ; Lush et Hallegraeff, 1996), de
neurotoxines et d'hépatotoxines de cyanobactéries (Kiviranta et al, 1991; Lahti et al,
1995). Pour celles-ci, Kiviranta et al. (1991), a comparé la toxicité des hépatotoxines
et neurotoxines de cyanobactéries sur A. salina et sur souris. Les larves d'A. salina se
Sélection des souches toxinogènes
100
sont montrées beaucoup plus sensibles que la souris à ce type de toxines. Le test sur
larves d'A. salina pourrait constituer, dans ce cas, une alternative au test souris. La
comparaison avec d'autres organismes montre que, d'une manière générale, A. salina
est un des organismes parmi les plus sensibles à bon nombre de composés toxiques
(Toussaint et al, 1995). En 1998, Togulga a réalisé une étude de la toxicité de deux
détergents: sulphate lauryl de sodium et dichromate de potassium sur Artemia salina.
Svensson et al. (2005) a utilisé Artemia salina comme organisme d'essai pour évaluer
la toxicité aiguë de l'eau de deux rejets municipaux en Suède et un rejet industriel en
Lithuanie. Le Crustacé Artemia peut tolérer les concentrations élevées des ions de
chlorure trouvés dans de telles eaux impactées. De grandes différences dans les
toxicités ont été notées. En Colombie, Olivero et al. (2008) ont montré qu’ Artemia
s’est montré sensible aux variations des paramètres physico-chimiques comprenant le
pH, la conductivité, la demande chimique d'oxygène (DCO) et la dureté de l’eau .
Les travaux de Sallenave (2000) a révélé que certaines des souches fongiques isolées
produisent des substances toxiques, surtout celles du genre Trichoderma et
Penicillium, il a utilisé une série de tests biologiques (toxicité sur larves de diptères
(Insectes) et d’Artemia salina, hémolyse d'érythrocytes de mouton).
C'est aussi un test très utilisé pour la détection des mycotoxines et la littérature relatant
son utilisation dans ce domaine est fort nombreuse: Citons pour exemple les études de
Brown (1968), Eppley et Bailey (1973), Stoessl (1990), Panigrahi en 1993, Logrieco
et al, (1996), Latus-Zietkiewicz et al, (1996). Plus récemment, Hlywka, (1997) a
comparé le test sur larves d’Artemia salina pour détecter la fumonisine BI au test sur
embryons de poulet. La sensibilité sur les deux tests s'est révélée à peu près
équivalente, mais celui sur A. salina était beaucoup plus simple à réaliser.
Plusieurs études sur l'évaluation de la toxicité des mycotoxines ont permis d'établir les
niveaux de sensibilité des larves d'A. salina aux principales mycotoxines.
Sélection des souches toxinogènes
101
Tableau 9: Sensibilité des larves d'Artemia saIina aux mycotoxines
(d'après Panigrahi , 1993 ; Sallenave, 2000).
Mycotoxine Concentration entrainant 50% de mortalité (en µg/ml)
Aflatoxine BI 1,5 Aflatoxine G1 1,3
Diacetoxyscirpenol 0,08-0,55 Verrucarol 0,8 Roridine A 0,16 Roridine E 0,20 Roridine H 0,04
Verrucarine A 0,04 VerrucarineB 0,16 Satratoxine F 0,20 Satratoxine G 0,20 Satratoxine H 0,30
Toxine 0,32 Stérigmatocystine 0,54
Néosolanisol 0,50 Ochratoxine A 10-16
Gliotoxine 3,2
Ainsi, le test sur larves d'A. salina est une mesure sensible et fiable, de faible coût et
de mise en oeuvre facile. Du fait de son large spectre de détection, c'est un bon test de
criblage de toxicité, et en particulier, il est très approprié à la détection des
mycotoxines (Persoon et al., 1981). C'est pourquoi nous l'avons retenu pour l'étude de
la toxicité des métabolites produits par les champignons isolés du milieu marin, ce qui
est d'autant plus intéressant que A. salina est aussi un organisme marin.
Sélection des souches toxinogènes
102
2.1.2. Position systématique
Artemia salina Leach
Embranchement : Arthropodes
Sous-embranchement : Mandibulates
Super-classe : Crustacés
Classe :Branchiopodes
Ordre : Anostracés
Famille : Artémidés
Genre : Artemia
Espèce : salina
2.1.3. Présentation de l’espèce
Artemia salina Leach est un petit Crustacé (d'une taille de 8 à 10 mm de long à l'âge
adulte) vivant dans les environnements salés. Malgré l'intérêt croissant pour les
artémies, les recherches morphologiques sont rares. Schrehardt, en 1987, a publié une
étude par microscopie électronique de son développement post-embryonnaire. En
effet, comme tous les Crustacés, les artémies passent par différents stades larvaires
avant d'atteindre leur forme adulte. Avant ces travaux, le nombre de ces stades était
alors incertain.
Le développement larvaire d'A. salina se décompose en plusieurs grandes périodes
(nauplius, metanauplius et post-metanauplius), elles-mêmes divisées en plusieurs
stades. La période métanaupliaire comprend 5 stades, la période post-métanaupliaire
est divisée en 7 stades. A. salina passe ensuite par les 5 stades de la période post-
larvaire avant d'atteindre son organisation adulte définitive.
Le développement larvaire commence au stade nauplius qui débute avant l'éclosion.
Au bout de 2 à 6 h, le nauplius se transforme en metanauplius. Les mues suivantes ont
lieu toutes les 20 à 25 h en fonction des conditions de température et de minéralisation
du milieu (Grass et Forest, 1996).
Pour le test de toxicité aiguë, ce sont les deuxième et troisième stades du
développement larvaire d'A. salina, c'est-à-dire le stade metanauplius 1 (=Instar II) et
Sélection des souches toxinogènes
103
le stade metanauplius II (=Instar III) qui sont utilisés comme l'a établi Persoone
(1980) pour le protocole de référence.
La figure 35 représente les stades nauplius, metanauplius 1 et metanauplius II du
développement larvaire d'A. salina.
Instar I Instar II Instar III
Figure 38 : Stades nauplius (Instar I), metanauplius I (Instar II) et metanauplius II (Instar III)du développement larvaire d’A. salina. (d’après Persoone et al, 1981)
2.1.4. Principe du test
Le test de toxicité aiguë sur larves d'A. salina consiste à mettre en contact un nombre
donné de larves avec une quantité connue de substance toxique et d'observer leur
mortalité au bout de 24 h. Ce test le plus souvent réalisé sur des larves au stade II et
III, stades larvaires décrits précédemment (Fig. 38, 39). Les larves sont soumises à une
gamme de dilutions de l'agent potentiellement toxique en solution dans le milieu.
Après 24 h de contact, à l'obscurité, les larves survivantes sont comptées et le résultat
obtenu permet le calcul de la concentration léthale 50 ( ), c'est-à-dire la concentration
qui entraîne la mort de la moitié des larves de départ.
1OO µm
Sélection des souches toxinogènes
104
Figure 39: Differents stades de développement embryonnaires d’Artemia salina
1 mm
1 mm
1 mm
Sélection des souches toxinogènes
105
2.2. Le test
2.2.1. Protocole général
Le protocole utilisé pour la détection des mycotoxines dans les milieux de cultures
liquides dérive de celui de Persoone (1980) avec quelques simplifications, en
particulier, en ce qui concerne l'éclosion qui est désormais pratiquée dans de simples
boîtes de Pétri sans aération mécanique au lieu de se faire dans un aquarium avec
bullage. De plus, les tests sont réalisés dans des plaques multipuits et non dans des
tubes. Ces modifications correspondent, d'ailleurs, à celles apportées pour la
commercialisation du test sous forme de kits (Artoxkits M, Biointernational). Le test
consiste à disposer des dilutions de la substance ou de l'échantillon à tester dans les
puits d'une plaque de culture, puis à ajouter un nombre connu de larves obtenues par
éclosion des oeufs. Après un contact de 24 h à l'obscurité, un comptage des
survivantes permet de calculer la
.
2.2.2. Obtention des larves
Les oeufs lyophilisés ont été fournis par l’école de pêche de Beni Saf (Wilaya d’Ain
Témouchent). Les oeufs sont mis à éclore dans une bouteille en plastique dans un
aquarium (Fig. 4) contenant de l'eau de mer naturelle stérile à température contrôlée et
sous éclairage continu d’une lampe de 500 watts pendant 48h, permettant l'obtention
des larves au stade désiré. Les larves vivantes sont récupérées et séparées des oeufs
restant et des larves mortes par pipetage sous loupe binoculaire.
Sélection des souches toxinogènes
106
Figure 40 : Dispositif pour élevage d’Artemia salina
2.2.3. Détection des souches actives
2.2.3.1. Préparation des plaques et incubation
Un premier test de dépistage qualitatif a permis de sélectionner les souches actives.
Les tests sont réalisés dans des plaques de culture cellulaire de 24 puits. Le volume de
liquide contenu dans chacun des puits est de 2,5 ml. Les jus de fermentation des
champignons sont testés directement, après filtration stérilisante sur membrane de
porosité 0,2 µm, sans extraction préalable. Pour chaque échantillon et chaque dilution,
3 réplicats sont réalisés.
Chaque plaque contient un témoin négatif représenté par de l'eau de mer stérile et un
témoin positif par l’utilisation du lauryl sulfate de sodium (Sallenave, 2000).
Dans chaque puits sont ajoutées 10 larves obtenues précédemment. Le nombre précis
de larves est noté pour chaque puits afin de déterminer ultérieurement la
. Les plaques
sont alors mises à incuber à l'obscurité pendant 24 h à température ambiante.
Sélection des souches toxinogènes
107
Tableau 10 :Préparation des plaques pour les tests de détection de la toxicité.
Colonnes
Ligne 1 2 3 4 5
A EM C1 C2 C3 T
B EM C1 C2 C3 T
C EM C1 C2 C3 T
EM: Eau de mer ; C1, C2, C3 : Trois concentrations d étude ; T: Témoin positif
2.2.3.1. Lecture
Après ce délai, les larves mortes (immobiles pendant au moins 10 secondes) sont
comptées.
2.2.4. Détermination des
des souches actives
2.2.4.1. Préparation des plaques
Les souches sélectionnées par le premier test de dépistage font ensuite l'objet d'une
étude plus approfondie. Pour la détermination de leur
Après lecture des résultats, les deux valeurs les plus proches des 50% de mortalité sont
utilisées pour le calcul des
, les jus ayant montré une forte
activité lors du premier test sont dilués au 1/2, 1/4 et au 1/10 dans de l'eau de mer
stérile.
2.2.4.2. Calcul des
A partir de la courbe représentant le pourcentage de mortalité en fonction du
logarithme de la concentration (courbe sigmoïde), il est possible de déterminer la
en
calculant au préalable la pente (a) et l'ordonnée à l'origine (b) de la portion droite
centrale de cette courbe selon l'équation:
= 10
(5O-b)/a
Sélection des souches toxinogènes
108
2.2.4.3. Expression des résultats de toxicité.
Pour un échantillon actif (ou toxique), la relation entre les concentrations et les
réponses au terme du test se présente sous la forme d’une courbe sigmoïde (Fig.41).
Les résultats sont condensés et exprimé à travers la concentration qui induit un effet
toxique pour 50% des individus (mortalité)en comparaison du témoin. Cette
Concentration dite Léthale ou (dose léthale)= CL 50, est la médiane calculé d’après la
relation dose-réponse.
Plus la concentration léthale est faible, plus l’échantillon est actif (toxique)
Log de la concentration
Réponse (%) de mortalité
100 %
50%
CL50
Figure41: Courbe CL 50
2.3. Résultats
2.3.1. Le poids des extraits obtenus pour chaque souche
L'ensemble des poids d'extraits mg/100ml obtenus pour les cultures des souches
étudiées est présenté dans le tableau 12.
Sélection des souches toxinogènes
109
Tableau 12: Poids d'extrait mg/100ml de culture
Référence Genre Poids d'extrait
mg/100ml de culture 55 Fusarium 10,09
146 Penicillium 10,07 107 Trichoderma 17,64 14 Penicillium 14,74 51 Penicillium 01,90 10 Penicillium 10,19 13 Penicillium 13,43
135 Penicillium 17,30 162 Trichoderma 23,43 99 Trichoderma 09,78
201 Trichoderma 07,62 176 Trichoderma 10,56 157 Trichoderma 08,52 111 Trichoderma 07,38 158 Trichoderma 06,05 74 Aspergillus 19,49
200 Penicillium 09,50 80 Fusarium 14,32 59 Aspergillus 11,83
167 Trichoderma 17,57 73 Aspergillus 14,32 72 Muccor 08,50 48 Penicillium 06,10
194 Fusarium 05,92 189 Fusarium 08,56 188 Fusarium 14,01
Sélection des souches toxinogènes
110
Tableau 12 (Suite) : Poids d'extrait mg/100ml de culture
Référence Genre Poids d'extrait mg/100ml de culture
145 Penicillium 05,12 118 Penicillium 24,50 27 Penicillium 14,75
171 Fusarium 2,83 93 Penicillium 12,13
147 Penicillium 08,02 44 Penicillium 05,14
185 Penicillium 12,92 136 Penicillium 10,15 69 Cladosporium 09,34
144 Penicillium 08,45 68 Aspergillus 06,74
178 Penicillium 10,35 182 Penicillium 10,65 86 Cladosporium 07,42 79 Trichoderma 08,0
152 Trichoderma 10,08 160 Trichoderma 15,40 113 Trichoderma 08,50 85 Trichoderma 09,43
174 Trichoderma 07,93 156 Trichoderma 12,40 117 Trichoderma 14,50 120 Aspergillus 10,02 53 Penicillium 05,43 52 Penicillium 06,54
Sélection des souches toxinogènes
111
2.3.2. Etalonnage du test et détermination de la
du laurylsulfate de
sodium
Des exemples de ces courbes sont donnés pour l'étalonnage du test avec le
laurylsulfate de sodium (Tableau 13).
Chaque série de tests doit comporter, non seulement un témoin négatif (ici, l'eau de
mer), mais aussi un témoin positif qui servira à l'étalonnage. La présence de ce témoin
positif permet de vérifier la constance de la sensibilité des larves d'A. salina à ce
composé toxique de référence (Sallenave, 2000).
Le témoin de référence défini par Persoone (1980) pour la calibration du test est le
laurylsulfate de sodium (ou dodecyl sulfate de sodium) dont la
Quatre séries de dilutions ont été testées ; cinq avec trois réplicats pour chaque
concentration.
pour les A. salina
utilisée par cet auteur se situe entre 13,5 et 19,9 µg/ml. Nous avons donc vérifié la
sensibilité de la souche d'A. salina utilisée pour nos tests. Pour cela, une gamme-
étalon a été réalisée avec le laurylsulfate de sodium (pureté 99%) avec les
concentrations suivantes: 5 ; 10 ; 15; 20; 25 ; 35 et 40 µg/ml.
Les résultats des diverses expériences d'étalonnage du test par le laurylsulfate de
sodium sont réunis dans le tableau 13.
Le calcul des
Les
est fait à partir de ces courbes selon la formule déterminée plus haut.
Les résultats obtenus pour les quatre séries sont notés dans le tableau 13.
Ce résultat est néanmoins intéressant car une activité sur une souche peu sensible a
plus de chances de refléter une réelle toxicité de la substance testée.
moyennes obtenues (entre 23,5 et 27 µg/ml) sont légèrement plus élevées que
celle qui a été déterminée par Persoone (1980) (situées entre 13,5 et 19,9 µg/ml). Ce
résultat peut s'expliquer de deux façons. Tout d'abord, la souche utilisée pourrait être
moins sensible que celle de référence. D'autre part, comme nous l'avons signalé plus
haut, le protocole de Persoone (1980) a subi des modifications, en particulier en ce qui
concerne les conditions d'éclosion et d'élevage (température, éclairement) des larves et
le volume de liquide dans lequel le test est réalisé.
Sélection des souches toxinogènes
112
Tableau 13: Etude d’un témoin de laurylsulfate de sodium
Pourcentage de mortalité
Concentration
µg/ml
Série 1
Moyenne écart type
Série 2
Moyenne écart
type
Série 3
Moyenne écart type
5
10
15
20
25
30
35
40
CL
0
50
0
0
14,4
50
62,2
90 ,6
-
23,5
0
0
0
-
-
52,8
60,1
70,8
25,3
0
0
7,2
16,9
51,5
73,2
80,3
94,1
27
2.3.3. Etude des souches actives
L'étude plus approfondie des souches préalablement sélectionnées (test de trois
concentrations de filtrat de culture) a permis de déterminer leurs
Les
(exprimées en
pourcentage de filtrat de jus de culture des champignons entraînant une mortalité de
50%). Les résultats obtenus sont regroupés dans le tableau 14 .
ainsi obtenues permettent de distinguer trois grands groupes dont les limites
correspondent aux discontinuités des résultats: fortement actifs ( <30%),
moyennement actifs ( <90%) et faiblement actifs (
Les différents degrés d'activité ont été définis en fonction de l'intensité de l'effet
toxique observé sur A. salina, comme il est indiqué dans tableau 14.
>90%), les inactifs ayant été
éliminés précédemment.
Sélection des souches toxinogènes
113
Tableau 14 : Différents degrés d’activité en fonction de l’intensité de l’effet
toxique sur Artemia salina.
Groupe Activité toxique de l’échantillon (%)
1 <30 Fortement actif
2 <90 Moyennement actif
3 >90 Faiblement actif
Tableau 15 :
Echantillons
calculées pour les souches étudiées
X CL50 158 Trichoderma 1,44 27,54 74 Cladosporium 1,75 56,23
48 Penicillium 1,23 16,98 200 Penicillium 1,67 46,77 59 Aspergillus 1,96 91,2
176 Trichoderma 1,31 20,42 73 Aspergillus 1,30 19,95 146 Penicillium 1,53 33,88 51 Penicillium 2,07 117,48
167 Trichoderma 1,62 41,68 72 Mucor 1,55 35,48
118 Penicillium 1,56 36,30 171 Fusarium 2,85 707,94
135 Penicillium 1,28 19,05 107 Trichoderma 2,60 398,1
189 Fusarium 1,26 18,20 80 Cladosporium 1,31 20,42 194 Penicillium 2,56 363,08 52 Penicillium 2,38 239,88 13 Penicillium 2,51 323,59
144 Penicillium 1,76 57,54 55 Fusarium 1,31 20,42
148 Penicillium 1,29 20,50 158 Trichoderma 1,53 33,88
86 Penicillium 1,99 97,72 145 Penicillium 1,95 89,12 147 Penicillium 1,96 91,2 10 Penicillium 1,49 30,9
Sélection des souches toxinogènes
114
Tableau 15 (Suite) :
calculées pour les souches étudiées
Echantillons X Cl50 79 Trichoderma 1,95 89,12 93 Penicillium 2,23 169,82 44 Penicillium 2,38 239,88
185 Penicillium 1,99 97,72 69 Penicillium 1,11 12,15 68 Penicillium 1,57 37,15
152 Trichoderma 1,76 57,54 136 Penicillium 1,95 89,12 144 penicillium 1,49 30,9 178 Penicillium 1,49 30,9 85 Trichoderma 1,76 57,54
117 Trichoderma 1,96 91,2 53 Cladosporium 1,96 91,2 120 Aspergillus 1,85 70,79
67 Acreomonium 1,5 33,3 64 Penicillum 1,61 45,8 9 Penicillum 1,90 89,10 7 Penicillum 1,31 20,30
15 Trichoderma 1,53 33,88 17Aspergillus 2,2 165,1 18 Pullularia 1,53 33,80 28 Penicilllum 1,35 20,41
30 Trichoderma 1,9 84,21 36 Trichoderma 1,73 54,30 61 Penicillium 1,77 58,15
63 Cladosporium 1,04 12,15 182 Penicillium 1,42 27,56
86 Cladosporium 1,2 17,38 79 Trichoderma 1,49 30,90 182 Penicillium 1,54 34,97
86 Cladosporium 1,6 36,14 79 Trichoderma 1,27 20,42
152 Trichoderma 1,23 18,04 160 Trichoderma 1,25 16,98 113 Trichoderma 1,76 57,25 85 Trichoderma 1,34 22,65
174 Trichoderma 2,12 135,4 156 Trichoderma 1,56 37,20
117 Trichoderma 2,38 239,80 120 Aspergillus 1,25 18,01 53 Penicillium 2,1 164
Sélection des souches toxinogènes
115
2.3.1.1. Résultats globaux
La figure 42 illustre les proportions des souches sélectionnées par ce test en fonction
du degré d’activité défini précédemment.
Souches inactives 66,6%
Activités faible 3,2%
Activité moyenne 19,3%
Activité forte 10,7%
Figure 42 : Résultats globaux test Artemia salina
Nous avons testé, sur larves d'A. salina, les filtrats de cultures de 93 souches isolées du
milieu marin. Sur ces 251 souches, 31 se sont montrées actives, mais à des degrés de
toxicité différents. Les résultats globaux de ces tests sont regroupés dans le tableau 15.
Si l’on considère les résultats globaux pour tous les degrés d’activité confondus, le test
sur larves d’artémies a permis de sélectionner 33,3% des souches testées. Comme
l’illustre la figure 38, les souches fortement actives ne représentent que 10,7% au
total. Mais, il ne faut cependant pas négliger les souches moyennement actives
(19,3%) qui peuvent renfermer des espèces intéressantes. Car, comme nous l’avons
signalé lors de l’étude du laurylsulfate de sodium, la souche utilisée semble assez peu
sensible. Si celles-ci sont produites en faibles quantités par les champignons étudiés,
les concentrations de filtrat à utiliser seront d’autant plus importantes.
Sélection des souches toxinogènes
116
Si 33,3% semble une proportion élevée, c’est sans doute parce que A. salina est un
organisme sensible à un large spectre de composés toxiques. Il est, d’ailleurs, très
utilisé dans la recherche préliminaire de toxicité. Il n’est pas étonnant que ce test ne
soit pas très sélectif. Néanmoins, nous avons déjà pu, grâce à ce test, éliminer les 62
souches qui se sont montrées totalement inactives.
2.3.1.2. Résultats selon les genres
La proportion des différents genres dans la sélection des souches actives sur le test sur
A. salina en fonction du degré d’activité est intéressante. Le tableau 16 fait apparaître
pour chaque genre le nombre de souches testées et le nombre de souches actives aux
différents degrés de toxicité ainsi que les pourcentages globaux d’activité. Ce tableau
16 permet aussi de comparer les genres entre eux.
La lecture approfondie de la figure 43 et le tableau 16 font ressortir que Penicillium ,
Cladosporium, Aspergillus, Trichoderma et les Mucorales sont ceux qui renferment
la plus forte proportion de souches toxiques pour les larves d’A. salina, puisque, si sur
l’ensemble des tests un tiers environ des souches a donné un résultat positif, cette
proportion atteint sensiblement la moitié pour les Penicillium. Ces derniers,
représentent d’ailleurs près de 65% des souches toxiques (20 sur 31), alors qu’ils ne
forment que la moitié environ de l’ensemble des souches testées (45 sur 93). Le genre
Cladosporium est, lui, moins représenté en nombre (10 souches testées soit 10,7%
dont 30% sont actives).
Pour les Aspergillus par contre, bien que relativement nombreux (12 souches testées
soit 13% dont 25% sont actives) et pour les Mucorales, 8 souches sont testées et 20%
actives.
Le genre Trichoderma est représenté par 9 souches: 9,6% du total dont 20% se sont
révélée actives, de même que pour Fusarium très faiblement représenté :2% ;
cependant 22,2% se sont montrées active.
Sélection des souches toxinogènes
117
Si l’on considère seulement l’activité forte, les genres Penicillium, Trichoderma et
Aspergillus se révélés fortement actives respectivement (17%, 11,1% et 8% de
souches fortement actives).
Tableau 16 : Répartition de l’activité sur A. salina dans les principaux genres.
Nombre de souches
Les genres
testés
Souches
testées
Activité
faible
Activité
moyenne
Activité
forte
Souches
actives
% d’activité
par genre
Penicillium 45 1 11 8 20 44,4%
Cladosporium 10 0 3 0 3 30%
Aspergillus 12 0 2 1 3 25%
Mucorale 8 1 1 0 2 20%
Trichoderma 9 0 1 1 2 22,2%
Fusarium 2 0 0 0 0 0
Acremonium 1 0 0 0 0 0
Pullularia 1 0 0 0 0 0
Alternaria 2 0 0 0 0 0
Verticillium 1 0 0 0 0 0
Gliocladium 1 0 0 0 0 0
Geotrichum 1 1 0 0 0 0
Total 93 3 18 10 31 33,3%
Sélection des souches toxinogènes
118
Penicillium
Souches inactives 55,5%
Activités faible 2,2%
Activité moyenne 24,4%
Activité forte 17,7%
Aspergillus
Souches inactives 75%
Activités faible 0%
Activité moyenne 16,6%
Activité forte 8%
Cladosporium
Souches inactives 70%
Activités faible 0%
Activité moyenne 30%
Activité forte 0%
Sélection des souches toxinogènes
119
Figure 42: Répartition des activités toxiques pour les principaux
genres.
Trichoderma
Souches inactives 77,7%
Activités faible 0%
Activité moyenne 11,1%
Activité forte 11,1%
Mucorale
Souches inactives 75%
Activités faible 12,5%
Activité moyenne 12,5
Activité forte 0%
Sélection des souches toxinogènes
120
La figure 42 représente la répartition des activités toxiques pour les principaux genres.
En effet, les genres Penicillium et Aspergillus sont parmi les plus toxinogènes en
milieu terrestre (Tabuc, 2007). Mais, ce n'est pas le cas du genre Fusarium dont les
deux souches testées ne se sont pas révélées toxiques sur ce test. Pourtant, le genre
Fusarium est, en milieu terrestre, connu pour être très producteur de mycotoxines, qui
sont détectables par le test sur A. salina. Ceci n'a cependant aucune valeur statistique,
car tous les Fusarium ne sont pas producteurs de toxines (Sallenave, 2000).
Le test sur larves d'A. salina, qui permet d'éliminer 2/3 environ des souches non
actives et sélectionner principalement des espèces de genres connus pour être
toxinogènes, confirme donc ici son intérêt pour la recherche de souches marines
productrices de toxines. De plus, le test que nous avons développé, par modification du
protocole d'origine de Persoone (1980), utilise directement le filtrat de culture du
champignon et non pas un extrait de ce filtrat. Ceci présente l'inconvénient de tester
des substances plus diluées que dans un extrait, mais a l'avantage de livrer au test
l'ensemble des métabolites sécrétés par le champignon et pas uniquement ceux qui sont
extractibles dans les conditions utilisées pour la préparation des extraits. Ceci
représente donc un point fort pour un criblage d'activité.
Conclusion générale
121
Ce travail de recherche a été mené dans le cadre d’une collaboration (Accord
Programme CMEP Tassili 2005-2009) entre le laboratoire Réseau de Surveillance
Environnementale LRSE (Université d’Oran Es-Sénia, Algérie) et le Laboratoire
Substances Marines Actives Biologiques (SMAB, Université de Nantes, France) et
répond aux deux objectifs principaux :
• Le premier objectif est la détermination des différents genres de champignons
inféodés dans les écosystèmes côtiers le long du littoral occidental algérien, et
la description générale de chaque genre microfongique -sans aller à
l’identification de l’espèce prélevée- à partir des divers sites ciblés dans cette
étude.
• Le second objectif est une tentative de l’évaluation, de l’activité toxinogène des
différentes souches répertoriées vis-à-vis du développement embryonnaires des
stades larvaires d’un Crustacé : Artemia salina.
Pour le premier point, nous avons pu recensé une douzaine de champignons - tous
types de prélèvements confondus- qui sont par ordre de grandeur décroissant:
Penicillium (52,2%), Aspergillus (8%), Muccorales (6,3%), Trichoderma (5,6%),
Cladosporium (3,5%), Fusarium (2%), Pullularia (1,2%), Acremonium (0,8%),
Alternaria (0,8%), Verticillium (0,8%), Gliocladium (0,8%), et Geotrichum (0,4%).
Les espèces non identifiées ou Mycélium stérile représentent (17,50%).
Les observations rassemblées dans cette grande partie font apparaître que Penicillium
est le genre le plus dominant pour tous les prélèvements 52,2% du total général. Cette
forte proportion conforte son statut de souche fongique qui s’adapte parfaitement dans
l’environnement marin. Les quatre autres genres suivants : Aspergillus (8%),
Muccorales (6,3%), Trichoderma (5,6%), Cladosporium (3,5%) avec des pourcentages
relativement notables pour leur présence dans les écosystèmes littoraux.
Conclusion générale
122
Pour la répartition fongique et selon les types de prélèvements, nos résultats ont révélé
que les sédiments représentent la matrice la plus riche en peuplements fongiques au
regard du fort pourcentage (53, 4 %), par rapport aux deux autres matrices avec un
pourcentage notable (30,6%) pour les Mollusques et faible (16%) pour l’eau de mer.
Que le paramètre température ne représente pas un obstacle pour le développement de
la biodiversité mycoflorale puisqu’à 12°C , des souches appartenant au genre
Penicillium ont été observées dans les échantillons de sédiments en période hivernale
comme d’ailleurs en été.
Aussi, la nature topographique des sites et l’hydrodynamisme local sont deux facteurs
environnementaux pouvant influer positivement ou négativement la présence des
communautés fongiques. A ce sujet, nos observations ont montré que les sites des
Andalouses et Madagh, baies semi-fermées à hydrodynamisme faible, recevant une
quantité considérable de matières organiques via deux effluents se déversant
directement dans l’eau de mer, explique le pullulement de la microflore (70–80
souches) en ces deux lieux côtiers.
Egalement, les eaux stagnantes des enceintes portuaires d’Oran et de Mostaganem, où
aboutissent de nombreux rejets d’eaux usées riches en nutriments, source intarissable
de nourriture pour la masse considérable de microfonge présente dans les plans d’eau
protégés.
En revanche, l’oligotrophe caractérisant le site de la Pointe de l’Aiguille (Kristel) est
due, à notre avis, par les forts remous générés par l’hydrodynamisme intense et
permanent dans cette zone côtière non protégée, et s’explique aussi par l’éloignement
de ce site de référence des grandes concentrations urbaines. Ces phénomènes
hydrologiques et topographique ne permettent pas l’accumulation de biomasses
organiques et, par voie de conséquence, représentent un véritable obstacle à
l’implantation de peuplements mycofloraux.
Conclusion générale
123
Pour le volet importance de la biodiversité microfongique des eaux algériennes, celle-
ci comparée aux inventaires réalisés dans d’autres régions très éloignées
géographiquement et à climats différents dans le monde, est très riche puisque 50% de
champignons recensés dans le milieu marin dans le monde, existent en Algérie, avec
les remarques suivantes:
• Penicillium est le genre qui prédominedans l’ensemble des prélèvements et se
présente comme la souche fongique la plus résistante pouvant aisément
s’adapter dans un milieu hostile tel que le milieu marin.
• Pullularia a été l’unique genre trouvé dans les eaux algériennes.
Pour le second point, l’évaluation de la toxicité potentielle des souches répertoriées
par l’utilisation du test de toxicité aigue sur Artemia salina (calcul de la CL50) a été
réalisée.
La sélection préalable de souches actives (test de trois concentrations de filtrats de
culture) a aidé énormément à la détermination de la CL50. Les valeurs moyennes des
CL50, calculées en fonction de l’intensité de l’effet toxique sur Artemia salina,
s’étalent entre 23,5 et 27 µg/ml et a permis de faire la distinction de trois groupes :
• Groupe 1 à activité forte correspondant à un CL50 < 3O%
• Groupe 2 à activité moyenne correspondant à un CL50 < 90%
• G roupe 3 à activité faible correspondant à un CL50 > 90%
Par ailleurs, les résultats globaux font ressortir que Penicillium, Cladosporium,
Aspergillus, Trichoderma et les Mucorales sont les principaux genres qui contiennent
une forte proportion de souches potentiellement toxiques pour le développement
larvaire d’Artemia salina ou du résultat positif du 1/3 des test réalisés.
Enfin, si l’on se base sur la forte activité toxique des champignons sélectionnés et
testés, Penicillium, Trichoderma et Aspergillus apparaissent fortement actifs avec
respectivement 17%, 11,1% et 8%.
Conclusion générale
124
En perspective d’avenir nous pensons :
- Continuer ce travail de recherche sur une longue période afin de compléter le
patrimoine mycofloral des eaux marines occidentales algériennes avec l’espoir
de découvrir de nouveaux genres de champignons marins.
- De lancer des campagnes d’information et de sensibilisation en direction des
décideurs et des utilisateurs du monde marin du danger que peut représenter
certains champignons présents dans l’eau de mer, les sédiments et les fruits de
mer, en terme de menace pour la santé publique.
- Approfondir la connaissance de la flore fongique marine et de sa production
toxinique. Pour cela, il convient de poursuivre le recensement des moisissures
en zones de présence des coquillages, mais aussi d’aller plus loin dans
l’identification des souches déjà isolées ainsi que la mise en évidence de leurs
métabolites toxiques , afin de mieux cerner le risque et de pouvoir prévenir
cette forme d’intoxication.
-Sensibiliser les responsables de projets de réalisation de fermes ou de sites
aquacoles sur le littoral et d’éviter au maximum leur implantation prés de zones
sensibles tels que des baies fermées, sites côtiers proches de points de rejets vers
la mer, secteurs touristiques, …
Nous terminons notre travail avec ces quelques recommandations adresssées aux
responsables qui ont la charge de la préservation du littoral, à l’échelle locale,
régionale et nationale :
Conclusion générale
125
• Assurer et maintenir la surveillance de la côte durant toute l’année, pour
éviter les accidents de pollution et prendre en charge l-intervention rapide
en cas de catastrophe.
• Adopter des méthodes adéquates de collecte de traitement et d’élimination
des eaux usées domestiques.
• Implanter impérativement, le long du littoral, des stations de traitements et
d’épuration au niveau de chaque point de déversement qui reçoit une
grande quantité de rejets anthropiques.
• Prendre des mesures fermes pour empêcher la contamination de
ruissellement en provenance des terrains agricoles.
• Adopter une politique axée sur la protection efficace et effective de
l’environnement marin afin d’assurer le développement durales des zones
côtières et marines.
• Sensibiliser au maximum le Grand public aux problèmes
environnementaux pouvant impacter les peuplements floristiques et
faunistiques et affecter la santé de l’Homme.
La propreté du Littoral, des écosystèmes côtiers, ainsi que de la qualité sanitaire
des eaux marines est l’affaire de tous, et représente, actuellement, un enjeu
majeur en terme non seulement en santé humaine, mais également
d’environnement et constitue, de ce fait, l’objet d’une attention très particulière
des décideurs et du public. Et ne rien faire aujourd’hui sera trop tard demain !