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Regulación de la expresión génica en eucariotas

TEXTO

Preguntas clave

- ¿Cuáles son los mecanismos moleculares de la regulación génica en eucariotas?

- ¿Cómo generan los eucariotas muchos patrones de expresión génica diferentes con

un número limitado de proteínas reguladoras?

- ¿Qué papel desempeña la cromatina en la regulación génica en eucariotas?

- ¿Qué son las marcas epigenéticas y cómo influyen en la expresión génica?

Esquema

11.1 Regulación transcripcional en eucariotas: una visión general

11.2 Lecciones de las levaduras: el sistema GAL

11.3 La cromatina dinámica y la regulación génica en eucariotas

11.4 Mecanismos de acción de los intensificadores

11.5 Impronta genómica

11.6 Los dominios de la cromatina y su herencia

La clonación de Dolly, una oveja, se anunció a todo el mundo en 1996. Dolly se

desarrolló a partir de núcleos somáticos adultos que habían sido implantados en óvulos

anucleados (óvulos a los que se había eliminado su propio núcleo). Más recientemente,

con el uso de técnicas similares también se han clonado vacas, cerdos, ratones y otros

mamíferos (Figura 11-1). La exitosa clonación de Dolly fue una gran sorpresa para la

comunidad científica porque se pensaba que la clonación de mamíferos a partir de

células somáticas era imposible. Una de las razones para este escepticismo inicial era el

hecho de que la formación de gametos masculinos y femeninos (espermatozoides y

óvulos) requiere modificaciones específicas de cada sexo en los respectivos genomas

que resultan en patrones de expresión génica específicos de cada sexo. Dolly simboliza

lo mucho que se ha avanzado en la comprensión de ciertos aspectos de la regulación

génica en eucariotas, como el control global de la expresión génica ejemplificada en el

desarrollo gamético. Sin embargo, por cada clon exitoso, incluyendo a Dolly, hay

muchos más, quizás cientos de embriones que no consiguen desarrollarse y convertirse

en descendencia viable. La tasa de fracaso extremadamente alta subraya cuánto queda

para ser descifrado sobre la regulación génica en eucariotas.

(pág. 385)(pág. 386)

En este capítulo, se examinará la regulación génica en eucariotas. En cierta

manera, nuestra mirada a la regulación génica será un estudio de contrastes. En

bacterias, hemos aprendido cómo la actividad de los interruptores genéticos

frecuentemente estaba dirigida por una única proteína activadora o represora y cómo el

control de conjuntos de genes se conseguía mediante su organización en operones o

mediante la actividad de factores σ específicos (véase el Capítulo 10). Las expectativas

iniciales eran que la expresión génica en eucariotas estaría regulada de maneras

similares. Sin embargo, en eucariotas la mayor parte de los genes no se encuentran

organizados en operones. Además, veremos que las proteínas y secuencias de DNA que

participan en la regulación génica son más numerosas en eucariotas. A menudo, muchas

proteínas de unión al DNA actúan en un mismo interruptor, con muchos interruptores

distintos por cada gen, y las secuencias reguladoras de estos interruptores están

frecuentemente situadas lejos de los promotores. Una diferencia clave adicional entre

bacterias y eucariotas es que el acceso a los promotores eucarióticos está restringido por

la cromatina. La regulación génica en eucariotas requiere la actividad de grandes

complejos proteicos que facilitan o restringen el acceso a los promotores de los genes

por parte de la RNA polimerasa. Este capítulo suministrará los fundamentos

imprescindibles para comprender la regulación espacio-temporal de la expresión génica

que coreografía el proceso del desarrollo descrito en el Capítulo 12.

11.1 Regulación transcripcional en eucariotas: una visión general

Las propiedades biológicas de cada tipo celular eucariótico vienen determinadas en gran

medida por las proteínas expresadas en él. Esta constelación de proteínas expresadas

determina gran parte de la arquitectura de la célula, sus actividades enzimáticas, sus

interacciones con el ambiente y muchas otras propiedades fisiológicas. Sin embargo, en

un momento dado de la vida de la célula, sólo se expresan una fracción de los RNAs y

proteínas codificados en su genoma. En momentos diferentes, el perfil de productos

génicos expresados puede diferir enormemente, tanto respecto a qué proteínas son

expresadas como a qué niveles. ¿Cómo se generan estos perfiles específicos?

Tal y como se podría esperar, si el producto final es una proteína, la regulación

se puede conseguir controlando la transcripción del DNA a RNA o la traducción del

RNA a proteína. De hecho, la regulación génica tiene lugar a muchos niveles,

incluyendo a nivel del mRNA (a través de alteraciones en el corte y empalme o la

estabilidad del mRNA) y después de la traducción (mediante la modificación de

proteínas). No obstante, se cree que la mayor parte de la regulación tiene lugar a nivel

de la transcripción; y por tanto, este capítulo se centrará principalmente en la regulación

de la transcripción. El mecanismo básico en funcionamiento consiste en que señales

moleculares del exterior o el interior de la célula conducen a la unión de proteínas

reguladoras a sitios específicos en el DNA situados fuera de las regiones codificadoras

de proteínas, y la unión de estas proteínas modula la tasa de transcripción. Estas

proteínas podrían directa o indirectamente ayudar a la RNA polimerasa a unirse a su

punto de inicio de la transcripción (el promotor) o podrían reprimir la transcripción

impidiendo la unión de la RNA polimerasa.

Aunque bacterias y eucariotas tienen en común gran parte de la lógica de la

regulación génica, hay algunas diferencias fundamentales en los mecanismos y

maquinaria subyacentes. Ambos utilizan proteínas de unión a una secuencia específica

de DNA para modular el nivel de transcripción. Sin embargo, los genomas eucarióticos

son más grandes y su variedad de propiedades es mayor que la de las bacterias.

Inevitablemente su regulación es más compleja, lo que requiere más tipos de proteínas

reguladoras y más tipos de interacciones con las regiones reguladoras adyacentes en el

DNA. La diferencia más importante es

(pág. 386)(pág. 387)

que el DNA eucariótico está empaquetado en nucleosomas, que forman la cromatina,

mientras que el DNA bacteriano carece de nucleosomas. En eucariotas, la estructura de

la cromatina es dinámica y es un ingrediente esencial en la regulación génica.

En general, el estado basal de un gen bacteriano es “activo”. Así, la RNA

polimerasa normalmente puede unirse a un promotor siempre y cuando no haya otras

proteínas reguladoras que unan al DNA. En bacterias, se impide o reduce el inicio de la

transcripción si se bloquea la unión de RNA polimerasa, normalmente a través de la

unión de una proteína reguladora represora. Las proteínas reguladoras activadoras

incrementan la unión de la RNA polimerasa a los promotores allí donde se necesite un

poco de ayuda. En cambio, el estado basal de un gen en los eucariotas es “inactivo”. Por

tanto, la maquinaria transcripcional (incluyendo la RNA polimerasa II y los factores de

transcripción generales asociados) no puede unirse al promotor en ausencia de otras

proteínas reguladoras (Figura 11-2). En muchos casos, la unión de la maquinaria

transcripcional no es posible, debido a la posición de los nucleosomas cerca del

promotor. Por tanto, la estructura de la cromatina normalmente tiene que cambiar para

activar la transcripción eucariótica. La estructura de la cromatina alrededor de los genes

activados o reprimidos de una célula puede ser bastante estable y puede ser heredada

por las células hijas. La herencia de la estructura de la cromatina es una forma de

herencia que no implica directamente a la secuencia de DNA.

En el resto de este capítulo nos centraremos en las características propias de la

regulación transcripcional eucariótica. Algunas diferencias respecto la regulación

transcripcional en bacterias ya se mencionaron en el Capítulo 8:

1. En bacterias, todos los genes se transcriben a RNA mediante la misma RNA

polimerasa, mientras que en eucariotas se utilizan tres RNA polimerasas. En el

(pág. 387)(pág. 388)

Capítulo 8 se habló principalmente de la RNA polimerasa II, que es la que

transcribe los mRNAs y que será también la única polimerasa que se discutirá en

este capítulo.

2. Los transcritos de RNA son procesados extensamente durante la transcripción en

eucariotas: se modifican los extremos 5’ y 3’ y se eliminan los intrones.

3. La RNA polimerasa II es mucho más grande y compleja que su homóloga

bacteriana. Una razón para esta complejidad adicional es que la RNA polimerasa II

debe sintetizar RNA y coordinar el posterior procesamiento propio de los eucariotas.

Los eucariotas pluricelulares pueden tener hasta 25 000 genes, un número

muchas veces superior al promedio de las bacterias. Además, los patrones de expresión

génica eucarióticos pueden ser extraordinariamente complejos. Es decir, hay una gran

variación entre genes respecto al momento en el que están activos (se transcriben) o

inactivos (no se transcriben) y a la cantidad de transcrito que necesita ser producido. Por

ejemplo, un gen podría transcribirse sólo en una fase temprana del desarrollo y otro sólo

en presencia de una infección viral. Por último, en un momento dado la mayoría de los

genes de una célula eucariótica están inactivos. Basándonos en estas consideraciones, la

regulación génica eucariótica debe ser capaz de:

1. asegurar que la expresión de muchos genes del genoma está inactivada

normalmente, a la vez que se activa un subconjunto de genes; y

2. generar miles de patrones de expresión génica.

Como se verá después en este capítulo, existen mecanismos que han

evolucionado para asegurar que la mayoría de los genes en una célula eucariótica no se

transcriben. Antes de considerar como se pueden mantener los genes

transcripcionalmente inactivos, nos centraremos en el segundo punto: ¿cómo pueden los

genes eucarióticos conseguir esta gran cantidad y diversidad de patrones de expresión

génica? La maquinaria necesaria para generar tantos patrones de transcripción génica in

vivo tiene muchos componentes, que incluyen proteínas reguladoras y secuencias

reguladoras que actúan en cis. El primer conjunto de proteínas comprende el gran

complejo de la RNA polimerasa II y los factores de transcripción generales que se

explicaron en el Capítulo 8. Para iniciar la transcripción, estas proteínas interaccionan

con secuencias de DNA llamadas elementos proximales al promotor situados cerca

del promotor de un gen. El segundo grupo de componentes proteicos consiste en

factores de transcripción específicos que se unen al DNA en secuencias reguladoras que

actúan en cis llamadas intensificadores (enhancers) o secuencias activadoras aguas

arriba (UASs, del inglés upstream activation sequences). Estas secuencias reguladoras

pueden encontrarse a una distancia considerable de los promotores génicos.

Generalmente, a los promotores y elementos proximales se unen factores de

transcripción que afectan a la expresión de muchos genes. Los intensificadores son las

dianas de factores de transcripción más específicos que controlan la regulación de

grupos más pequeños de genes. Frecuentemente, un intensificador actuará sólo en uno o

en unos pocos tipos celulares en un eucariota multicelular.

Para que la RNA polimerasa II transcriba el DNA en RNA a una tasa máxima,

múltiples elementos reguladores en cis deben realizar su función. Los promotores,

elementos proximales e intensificadores son dianas para la unión de diferentes proteínas

que se unen al DNA y que actúan en trans. La Figura 11-3 es una representación

esquemática de un promotor y sus elementos proximales. La unión de la RNA

polimerasa II al promotor no produce una transcripción eficiente por sí misma. La

transcripción requiere la unión de factores de transcripción generales a los elementos

proximales que se encuentran normalmente a unos 100 pb del inicio de transcripción de

muchos genes (pero no en todos). Uno de estos elementos es la caja CCAAT, y a

menudo otro es un segmento rico en GC situado más aguas arriba. Los factores de

transcripción generales que se unen a los elementos proximales se expresan en la

mayoría de las células, y por tanto, siempre están disponibles para iniciar la

transcripción. Las mutaciones en estas regiones pueden

(pág. 388)(pág. 389)

tener un efecto sustancial en la transcripción, lo que demuestra lo importantes que son.

Un ejemplo de las consecuencias en lo que respecta a las tasas de transcripción después

de mutar estos elementos se muestra en la Figura 11-4.

Para modular la transcripción, las proteínas reguladoras poseen uno o más de los

siguientes dominios funcionales:

1. Un dominio que reconoce una secuencia reguladora en el DNA (el sitio de unión al

DNA de la proteína)

2. Un dominio que interacciona con una o más proteínas de la maquinaria

transcripcional (la RNA polimerasa o una proteína asociada a la RNA polimerasa)

3. Un dominio que interacciona con proteínas unidas a secuencias reguladoras cercanas

en el DNA de manera que puedan actuar cooperativamente para regular la

transcripción

4. Un dominio que influya en la condensación de la cromatina directa o indirectamente

5. Un dominio que actúe como sensor de las condiciones fisiológicas dentro de la

célula

Gran parte de la estrategia de control transcripcional eucariótico gira entorno a

cómo los factores de transcripción específicos controlan el acceso de los factores de

transcripción generales y de la RNA polimerasa II. Los mecanismos de regulación

génica eucarióticos se han descubierto a través de aproximaciones bioquímicas y

genéticas. Estas últimas han avanzado en particular gracias a los estudios de la levadura

unicelular Saccharomyces cerevisiae (véase el recuadro de Organismos modelo). Varias

décadas de investigación han permitido comprender mejor los principios generales de

cómo funcionan las proteínas reguladoras de la transcripción eucarióticas y de cómo se

generan diferentes tipos celulares. Examinaremos en detalle dos sistemas de regulación

génica en levaduras: el primero hace referencia a la ruta metabólica de utilización de la

galactosa, y el segundo es el control del tipo de apareamiento.

(pág. 389)(pág. 390)

Organismo modelo: Levadura

Saccharomyces cerevisiae, también conocida como la levadura de la cerveza o del pan,

se ha convertido en estos años más recientes en el principal sistema genético

eucariótico. Los humanos han cultivado levadura durante siglos porque es un

componente esencial de la cerveza, el pan o el vino. La levadura tiene muchas

características que hacen que sea un organismo modelo ideal. Como eucariota

unicelular, puede crecer en placas de agar y, con un ciclo de vida de sólo 90 minutos, se

pueden cultivar grandes cantidades de levadura en medio líquido. Tiene un genoma muy

compacto de tan solo 12 megabases de DNA (compare con las casi 3000 megabases de

los humanos) que contienen aproximadamente 6000 genes distribuidos en 16

cromosomas. Fue el primer eucariota en tener su genoma secuenciado.

El ciclo de vida de la levadura hace que sea muy versátil para los estudios de

laboratorio. Sus células pueden crecer como diploides o como haploides. En ambos

casos, la célula madre produce una yema que contiene una célula hija idéntica. Las

células diploides pueden continuar creciendo de este modo o pueden ser inducidas a

entrar en meiosis, lo que produce cuatro esporas haploides sujetas juntas en un asca

(también llamado una tétrada). Las esporas haploides de diferente tipo de apareamiento

(a o α) se fusionarán y formarán un diploide. Las esporas del mismo tipo continuarán

creciendo mediante gemación.

La levadura ha sido llamada la E. coli de los eucariotas por la facilidad en el

análisis directo e inverso de mutantes. Para aislar mutantes utilizando una aproximación

genética directa, se mutagenizan las células haploides (con rayos X, por ejemplo) y se

rastrean las placas en busca de fenotipos mutantes. Este procedimiento se hace

normalmente sembrando primero las células en una placa con medio rico en el que todas

las células crecen, y haciendo copias o réplicas de las colonias de la placa original en

otras placas con medios selectivos o condiciones de crecimiento especiales. (Véase

también el Capítulo 15). Por ejemplo, un mutante sensible a la temperatura crecerá en la

placa original a la temperatura permisiva pero no en una placa réplica a la temperatura

restrictiva. La comparación entre las colonias de la placa original y de las réplicas

revelará qué colonias son los mutantes sensibles a la temperatura. Utilizando la genética

inversa, los científicos también pueden sustituir cualquier gen de la levadura (de función

conocida o desconocida) con una versión mutante (sintetizada in vitro) para comprender

la naturaleza del producto génico.

11.2 Lecciones de las levaduras: el sistema GAL

Para poder hacer uso de la galactosa extracelular, las levaduras importan este azúcar y

lo convierten en una forma de glucosa que pueda ser metabolizada. Varios genes

(GAL1, GAL2, GAL7 y GAL10) del genoma de la levadura codifican enzimas que

catalizan diferentes pasos de la ruta bioquímica que convierte la galactosa en glucosa

(Figura 11-5). Tres genes adicionales (GAL3, GAL4 y GAL80) codifican proteínas que

regulan la expresión de los genes de las enzimas. Igual que en el sistema lac, la

abundancia del azúcar determina

(pág. 390)(pág. 391)

el nivel de expresión génica de la ruta metabólica. En células de levadura creciendo en

un medio que carece de lactosa, los genes GAL están en gran parte silenciados. Pero, en

presencia de galactosa (y en ausencia de glucosa), los genes GAL son inducidos. Al

igual que en el operón lac, los análisis genéticos y moleculares de mutantes han sido

muy importantes para entender cómo se controla la expresión de los genes de la ruta de

la galactosa.

El regulador clave de la expresión de los genes GAL es la proteína Gal4, una

proteína de unión a una secuencia específica de DNA. Gal4 es quizás la proteína

reguladora de la transcripción mejor estudiada en eucariotas. La disección detallada de

su regulación y actividad ha proporcionado mucha información sobre el control de la

transcripción en eucariotas.

Gal4 regula múltiples genes a través de secuencias activadoras aguas arriba

En presencia de galactosa, el nivel de expresión de los genes GAL1, GAL2, GAL7 y

GAL10 aumenta unas 1000 veces. En mutantes GAL4, sin embargo, estos genes

permanecen silenciados. Cada uno de estos cuatro genes tiene dos o más sitios de unión

para Gal4 localizados a 5’ (aguas arriba) de su promotor. Fíjese en los genes GAL10 y

GAL1, que son adyacentes el uno al otro y se transcriben en direcciones opuestas. Entre

el punto de inicio de la transcripción de GAL1 y el de GAL10 hay una única región de

118 pb que contiene cuatro sitios de unión para Gal4 (Figura 11-6). Cada sitio de unión

para Gal4 tiene 17 pares de bases y es ocupado por un dímero de proteína Gal4.

También hay dos sitios de unión para Gal4 aguas arriba del gen GAL2, y otros dos

aguas arriba del gen GAL7. Estos sitios de unión son necesarios para la activación del

gen in vivo y si son delecionados, los genes son silenciados, incluso en presencia de

galactosa. Estas secuencias reguladoras son intensificadores, a los que también nos

referimos como secuencias activadoras aguas arriba. Es habitual en los genes

eucarióticos la presencia de intensificadores situados a una distancia linear considerable

del promotor.

Mensaje. La unión de proteínas que se unen a una secuencia específica del DNA en

regiones situadas fuera de los promotores de los genes diana es una característica común

de la regulación transcripcional eucariótica.

(pág. 391)(pág. 392)

La proteína Gal4 tiene dominios de activación y de unión al DNA separables

Después de que Gal4 se haya unido al elemento UAS, ¿cómo se induce la expresión

génica? Un dominio distinto de la proteína Gal4, el dominio de activación, es necesario

para su actividad reguladora. De modo que la proteína Gal4 tiene al menos dos

dominios: uno para unirse al DNA y otro para activar la transcripción. Una organización

modular similar ha resultado ser una característica común con otros factores de

transcripción que se unen al DNA.

La organización modular de la proteína Gal4 fue demostrada en una serie de

experimentos simples y elegantes. La estrategia era probar la unión al DNA y la

activación génica de formas mutantes de la proteína en que algunas partes habían sido

delecionadas o fusionadas a otras proteínas. De esta manera, se podría determinar si una

parte de la proteína era necesaria para una función en particular. Para realizar estos

experimentos, los investigadores necesitaban un medio sencillo para ensayar la

expresión de las enzimas codificadas por los genes GAL. La expresión de los genes GAL

y de otras dianas de factores de transcripción se monitorizada habitualmente con la

utilización de un gen informador cuya expresión se pueda seguir fácilmente. Con

frecuencia el gen informador es el gen lacZ de E. coli, que puede actuar en substratos

cuyos productos se pueden medir fácilmente por su color brillante o su fluorescencia.

Otro gen informador común es el gen que codifica la proteína fluorescente verde de las

medusas, la cual, como su nombre sugiere, se puede distinguir con facilidad por la luz

que emite. La región codificadora de uno de estos genes informadores y un promotor se

sitúan aguas abajo de un elemento UAS de un gen GAL. La expresión del gen

informador es entonces el resultado de la actividad de Gal4 en esas células.

Cuando se expresa en la levadura una forma de la proteína Gal4 a la que le falta

el dominio de activación, los sitios de unión del elemento UAS están ocupados, pero no

se induce la transcripción (Figura 11-7). Lo mismo ocurre cuando se expresan otras

proteínas reguladoras sin dominios de activación, como el represor bacteriano LexA, en

células que contienen genes informadores con sus respectivos sitios de unión. El

resultado más interesante se obtiene cuando una forma de la proteína Gal4 sin el

dominio de unión al DNA es fusionada al dominio de unión al DNA de LexA: la

proteína híbrida activa entonces la transcripción desde los sitios de unión de LexA

(Figura 11-7). Otros experimentos de “intercambio de dominios” han revelado que la

función de activación transcripcional de la proteína Gal4 reside en dos pequeños

dominios de 50 a 100 aminoácidos de longitud. Estos dominios son separables de los

que se utilizan para la dimerización de la proteína, la unión al DNA y la interacción con

la proteína Gal80 (véase a continuación). El dominio de activación ayuda a atraer la

maquinaria transcripcional hacia el promotor, tal como se verá en la Sección 11.3. Esta

organización muy modular de los dominios con actividad reguladora se encuentra en

muchos factores de transcripción.

Mensaje. Muchas proteínas reguladoras de la transcripción en eucariotas son proteínas

modulares con dominios separados para la unión al DNA, la activación o represión y la

interacción con otras proteínas.

La actividad de Gal4 es regulada fisiológicamente

¿Cómo se activa la proteína Gal4 en presencia de galactosa? El análisis de mutaciones

en los genes GAL80 y GAL3 proporcionó indicios clave. En los mutantes GAL80, los

genes estructurales GAL están activos incluso en ausencia de galactosa. Este resultado

sugiere que la función normal de la proteína Gal80 es inhibir de algún modo la

expresión

(pág. 392)(pág. 393)

de los genes GAL. En cambio, en los mutantes GAL3, los genes estructurales GAL no

están activos en presencia de galactosa, lo que sugiere que Gal3 normalmente induce la

expresión de los genes GAL.

Extensos análisis bioquímicos han revelado que la proteína Gal80 se une a la

proteína Gal4 con alta afinidad e inhibe directamente la actividad de Gal4. Más

específicamente, Gal80 se une a una región específica dentro de uno de los dominios de

activación de Gal4, bloqueando su habilidad para inducir la transcripción de los genes

diana. El papel de la proteína Gal3 es liberar a Gal4 de su inhibición por Gal80 en

presencia de galactosa. Gal3 actúa como un sensor y un inductor. Cuando Gal3 se une a

galactosa y ATP, experimenta un cambio alostérico que provoca su unión a Gal8, lo que

a su vez causa que Gal80 se libere de Gal4, que entonces puede activar la transcripción

de sus genes diana. Así, Gal3, Gal80 y Gal4 forman parte de un interruptor cuyo estado

viene determinado por la presencia o ausencia de galactosa (Figura 11-8). En este

interruptor, la unión al DNA del regulador de la transcripción no es el paso regulado

fisiológicamente (como en el caso del operón lac y el bacteriófago λ), sino que lo que se

regula es la actividad del dominio de activación.

Mensaje. La actividad de las proteínas reguladoras de la transcripción en eucariotas está

frecuentemente controlada mediante interacciones con otras proteínas.

Gal4 funciona en la mayoría de los eucariotas

Además de su actividad en las células de levadura, se ha demostrado que Gal4 es capaz

de activar la transcripción en células de insectos, células humanas y muchas otras

especies eucariotas. Esta versatilidad sugiere que la maquinaria bioquímica y los

mecanismos de activación génica son comunes en un amplio grupo de eucariotas y que

las características descubiertas en la levadura generalmente se encuentran también en

otros eucariotas, y viceversa. Además, gracias a su gran versatilidad, Gal4 y sus

elementos UAS se han convertido en las herramientas genéticas preferidas para

manipular la expresión y función génica en una gran variedad de sistemas modelo.

Mensaje. La habilidad de Gal4, así como de otros reguladores eucarióticos, de

funcionar en una gran variedad de eucariotas indica que los organismos eucariotas

tienen unos mecanismos y una maquinaria de regulación transcripcional comunes.

A continuación, veremos como los activadores y otras proteínas reguladoras

interaccionan con la maquinaria transcripcional para controlar la expresión génica.

Los activadores reclutan la maquinaria transcripcional

En bacterias, los activadores normalmente estimulan la transcripción mediante la

interacción directa con el DNA y con la RNA polimerasa. En los eucariotas, los

activadores generalmente realizan su función de atraer la RNA polimerasa II a los

promotores génicos de manera indirecta, a través de dos mecanismos principales. En

primer lugar, los activadores pueden interaccionar con subunidades de los complejos

proteicos que intervienen en la iniciación de la transcripción. En segundo lugar, los

activadores pueden reclutar proteínas que modifican la estructura de la cromatina, lo

que permite a la RNA polimerasa II y a otras proteínas acceder al DNA. Muchos

activadores, incluyendo Gal4, poseen ambas actividades. Primero se examinará el

reclutamiento de partes del complejo de iniciación de la transcripción.

Recuerde del Capítulo 8 que la maquinaria transcripcional eucariota contiene

muchas proteínas que son parte de diversos subcomplejos dentro de la maquinaria

transcripcional que se ensambla en los promotores de los genes. Un subcomplejo, el

factor de transcripción IID (TFIID), se une a la caja TATA de los promotores

eucarióticos a través de la proteína de unión a TATA (TBP, del inglés TATA binding

protein; véase la Figura 8-12). Gal4 se une a TBP en un sitio de su dominio

(pág. 393)(pág. 394)

de activación, y, a través de esta unión, atrae al complejo TFIID y, a su vez, la RNA

polimerasa II, hacia el promotor (Figura 11-9). La afinidad de esta interacción se

correlaciona con la potencia de Gal4 como activador. Gal4 también interacciona con el

complejo Mediador, un gran complejo proteico que interacciona directamente con la

RNA polimerasa II para llevarla a los promotores génicos. El complejo Mediador es un

ejemplo de coactivador, un término aplicado a una proteína o complejo proteico que

facilita la activación génica mediante un factor de transcripción, pero que en sí mismo

no forma parte de la maquinaria transcripcional ni es una proteína de unión al DNA.

La capacidad de los activadores de unirse a secuencias de DNA situadas aguas

arriba y de interaccionar con proteínas que se unen directa o indirectamente a los

promotores, ayuda a explicar cómo se puede inducir la transcripción desde secuencias

reguladoras más distantes (véase la Figura 11-9).

Mensaje. Los activadores transcripcionales eucarióticos con frecuencia funcionan

atrayendo partes de la maquinaria transcripcional hacia los promotores génicos.

11.3 La cromatina dinámica y la regulación génica en eucariotas

Un segundo mecanismo que influye en la transcripción génica en eucariotas consiste en

modificar la estructura local de la cromatina alrededor de las secuencias reguladoras del

gen. Para entender completamente cómo funciona este mecanismo, primero debemos

analizar la estructura de la cromatina para luego considerar cómo se puede cambiar y

cómo pueden afectar estos cambios a la expresión génica.

El reclutamiento de la maquinaria transcripcional mediante activadores puede

parecer algo similar en eucariotas y bacterias, siendo la mayor diferencia el número de

proteínas que interactúan en la maquinaria transcripcional. Es más, hace menos de una

década, muchos biólogos se imaginaban la regulación eucariótica simplemente como

una versión bioquímicamente más complicada de lo que se había descubierto en

bacterias. Sin embargo, esta visión ha cambiado drásticamente para los biólogos al

considerar el efecto de la organización del DNA genómico en los eucariotas.

Comparado con el DNA eucariótico, el DNA bacteriano está relativamente

“desnudo”, cosa que lo hace fácilmente accesible para la RNA polimerasa. En cambio,

los cromosomas eucarióticos están empaquetados en forma de cromatina, que se

compone de DNA y proteínas (en su mayor parte histonas). Como se mencionó

brevemente en el Capítulo 2, la unidad básica de la cromatina es el nucleosoma, que

contiene unos 150 pb de DNA enrollado dos veces alrededor de un octámero de histonas

(Figura 11-10). Este octámero de histonas está compuesto por dos subunidades de cada

una de las cuatro histonas: las histonas 2A, 2B, 3 y 4. Los nucleosomas se pueden

asociar formando estructuras de un orden superior que condensan aún más el DNA. Este

empaquetamiento del DNA eucariótico en la cromatina implica que gran parte del DNA

no es fácilmente accesible para las proteínas reguladoras y la maquinaria

transcripcional. Así, mientras los genes procarióticos están generalmente accesibles y

“activos” a menos que sean reprimidos, los genes eucarióticos están inaccesibles e

“inactivos” a menos que sean activados. Por tanto, la modificación de la estructura de la

cromatina es una característica distintiva de la regulación génica eucariótica.

Se pueden imaginar diversas maneras de alterar la estructura de la cromatina.

Por ejemplo, un mecanismo podría consistir simplemente en mover el octámero de

histonas a lo largo del DNA. En los años 80, se desarrollaron técnicas bioquímicas que

permitían a los investigadores determinar la posición de los nucleosomas en y alrededor

de genes específicos. En estos estudios, se aislaba cromatina a partir de tejidos o células

en los que un gen estaba activo y se comparaba con cromatina de un tejido en que el

mismo gen está silenciado. Para la mayoría de los genes analizados el resultado fue que

las posiciones de los nucleosomas cambiaban, especialmente en las regiones

reguladoras de los genes. Así pues, la región del DNA que se encuentra enrollada en los

nucleosomas puede cambiar:

(pág. 394)(pág. 395)

las posiciones de los nucleosomas en el DNA pueden variar entre dos células o a lo

largo del ciclo de vida de un organismo. La transcripción podría estar reprimida cuando

el promotor y las secuencias adyacentes se encuentran enrollados en un nucleosoma y

son inaccesibles para la RNA polimerasa II. La activación de la transcripción requeriría

que el nucleosoma que está bloqueando estas secuencias reguladoras se reorganizara

mediante el desplazamiento de las histonas o su completa eliminación. En cambio,

cuando es necesaria la represión de un gen, los octámeros de histonas podrían moverse a

una posición que evite la transcripción. Al cambio de posición de los nucleosomas se le

denomina remodelación de la cromatina. Ahora se sabe que la remodelación de la

cromatina es una parte integral de la expresión génica eucariótica, y se están haciendo

grandes avances en la determinación del mecanismo o mecanismos subyacentes y de las

proteínas reguladoras que intervienen. En este caso, una vez más, los estudios genéticos

en levaduras han sido cruciales.

Proteínas de remodelación de la cromatina y activación génica

Dos rastreos genéticos realizados en levaduras para buscar mutantes en procesos

aparentemente no relacionados condujeron al descubrimiento del mismo gen, cuyo

producto desempeña un papel clave en la remodelación de la cromatina. En ambos casos

las células de levadura fueron tratadas con agentes que causan mutaciones. En un

rastreo, estas células de levadura mutagenizadas fueron rastreadas en busca de células

que no pudieran crecer bien en sacarosa (mutantes snf, del inglés, sugar nonfermenting

mutants o mutantes que no fermentan azúcar). En el otro rastreo, las células de levadura

mutagenizadas fueron rastreadas con el objetivo de encontrar mutantes defectivos para

la capacidad de conmutar el tipo de apareamiento (mutantes swi, del inglés, switch

mutants o mutantes conmutadores; véase la Sección 11.4). En cada rastreo se

recuperaron muchos mutantes para diferentes loci, pero se encontró que un único gen

mutante podía causar ambos fenotipos. Estos mutantes en el locus llamado swi2/snf2

(“switch-sniff”) no pueden utilizar la sacarosa eficazmente ni cambiar de tipo de

apareamiento.

¿Cuál era la conexión entre la capacidad de utilizar azúcar y la habilidad de

cambiar de tipo de apareamiento? La proteína Snf2-Swi2 fue purificada y se descubrió

que era parte de un gran complejo formado por múltiples subunidades llamado complejo

SWI-SNF que es capaz de reposicionar nucleosomas in vitro si se le proporciona ATP

como fuente de energía (Figura 11-11). En algunas situaciones, el complejo SWI-SNF

activa la transcripción moviendo los nucleosomas que cubren las secuencias TATA y,

de esta manera, facilita la unión de la RNA polimerasa II. Por tanto, el complejo SWI-

SNF es un coactivador.

(pág. 395)(pág. 396)

Gal4 también se une al complejo SWI-SNF y atrae el complejo remodelador de

la cromatina hacia los promotores activados. Las cepas de levadura que contienen un

complejo SWI-SNF defectivo muestran un nivel reducido de actividad Gal4. ¿Por qué

habría de utilizar un activador múltiples mecanismos de activación? Hay al menos dos

razones que actualmente comprendamos. La primera es que la accesibilidad a los

promotores diana podría cambiar en distintas fases del ciclo celular o en distintos tipos

celulares (en los eucariotas pluricelulares). Por ejemplo, durante la mitosis, cuando la

cromatina se encuentra más condensada, los genes son menos accesibles. En esta fase,

Gal4 debe reclutar los complejos remodeladores de la cromatina, mientras que, en otros

momentos, este reclutamiento no sería necesario para activar la expresión génica.

Una segunda razón es que muchos factores de transcripción actúan en

combinación con otros factores para controlar la expresión génica sinérgicamente. En

breve se verá que esta sinergia combinatorial resulta del hecho de que los complejos

remodeladores de la cromatina y la maquinaria transcripcional son reclutados más

eficientemente cuando múltiples factores de transcripción actúan juntos.

Mensaje. La cromatina puede ser dinámica; los nucleosomas no están necesariamente

en posiciones fijas del cromosoma. La remodelación de la cromatina cambia la densidad

o la posición de los nucleosomas y es una parte esencial de la regulación génica

eucariótica.

Las histonas y la remodelación de la cromatina

A continuación, examinaremos con más detalle los nucleosomas para ver si alguna parte

de su estructura puede contener la información necesaria para influir en la posición de

los cromosomas, su densidad o ambas.

El código de histonas. Tal como se ha dicho, muchos nucleosomas están compuestos

por un octámero construido con dos copias de cada una de las cuatro histonas. Es sabido

que las histonas son las proteínas más conservadas en la naturaleza; es decir, las

histonas son casi idénticas en todos los organismos eucarióticos desde las levaduras a

las plantas y animales. Esta conservación contribuyó a la visión de que las histonas no

podían formar parte en nada más complicado que el empaquetamiento del DNA para

caber en el núcleo. Recuerde, no obstante, que el DNA con sus cuatro bases también fue

considerado una molécula demasiado “simple” para contener toda la información

requerida para el diseño de todos los organismos de la tierra.

La Figura 11-12 muestra un modelo de la estructura del nucleosoma resultado de

aportaciones de muchos estudios. Fíjese en que las proteínas histonas están organizadas

formando el núcleo del octámero con sus extremos amino-terminales sobresaliendo del

nucleosoma. Estos extremos salientes son conocidos como las colas de las histonas.

Desde principios de los años 60, es sabido que ciertos residuos específicos de lisina de

las colas de las histonas pueden ser modificados covalentemente mediante la unión de

grupos acetilo y metilo. Estas reacciones tienen lugar después de que la proteína histona

haya sido traducida e incluso después de que la histona se haya incorporado a un

nucleosoma.

En la actualidad se conocen al menos 150 modificaciones diferentes de las

histonas que requieren una amplia variedad de moléculas, además de los grupos acetilo

y metilo ya mencionados (por ejemplo, la fosforilación y la ubiquitinación).

Acetilación, desacetilación y expresión génica. La reacción de acetilación es la

modificación de las histonas mejor caracterizada:

(pág. 396)(pág. 397)

Grupo amino en el extremo de la cadena lateral de la lisina + Acetil CoA ↔ Grupo

acetilo

Observe que la reacción es reversible, lo que significa que los grupos acetilo

pueden ser añadidos y eliminados del mismo residuo de las histonas. Con 44 residuos de

lisina disponibles para aceptar grupos acetilo, la presencia o ausencia de estos grupos

puede contener una cantidad inmensa de información. Por esta razón, las

modificaciones covalentes de las colas de las histonas se dice que son un código de

histonas. Los científicos acuñaron la expresión “código de histonas” porque la

modificación covalente de las colas de las histonas guarda semejanza con el código

genético. En el código de histonas, la información está almacenada en los patrones de

modificación de las histonas en lugar de la secuencia de nucleótidos. Con más de 150

modificaciones conocidas de las histonas, hay un gran número de patrones posibles y

sus efectos en la estructura de la cromatina y la regulación transcripcional solamente se

están empezando a descifrar. Para añadir más complejidad todavía, es probable que este

código no sea interpretado precisamente de la misma manera en todos los organismos.

A continuación, veremos como la acetilación de los aminoácidos de las histonas influye

en la estructura de la cromatina y la expresión génica.

Durante años se han ido acumulando evidencias sobre el hecho de que las

histonas asociadas a los nucleosomas de genes activos son ricas en grupos acetilo (se

dice que están hiperacetiladas), mientras que en los genes inactivos tienen menos

grupos acetilo (hipoacetiladas). La enzima responsable de añadir grupos acetilo, la

histona acetiltransferasa (HAT), resultó muy difícil de aislar. Cuando finalmente fue

aislada y se determinó la secuencia proteica, se encontró que era un ortólogo de un

activador de la transcripción de levaduras llamado GCN5 (es decir, que esta proteína era

codificada por el mismo gen en un organismo diferente). Así pues, la conclusión fue que

GCN5 es una histona acetiltransferasa. Esta proteína se une al DNA en las regiones

reguladoras de algunos genes y activa la transcripción mediante la acetilación de

histonas cercanas. Diversos complejos proteicos que son reclutados por activadores de

la transcripción ahora se sabe que poseen actividad HAT.

¿Cómo facilita la acetilación de histonas los cambios de expresión génica?

Parecen haber al menos dos mecanismos para conseguirlo. Primero, la adición de

grupos acetilo a determinados residuos de las histonas puede alterar la interacción en un

nucleosoma entre el DNA y el octámero de histonas de forma que sea más probable que

el octámero se deslice hacia una nueva posición en el DNA. Segundo, la acetilación de

histonas, junto con otras modificaciones de las histonas, influye en la unión de proteínas

reguladoras al DNA. La proteína reguladora unida podría intervenir en alguna de las

funciones que directa o indirectamente incrementan la frecuencia de inicio de la

transcripción.

Como otras modificaciones de las histonas, la acetilación es reversible, y

también se han identificado histona desacetilasas (HDATs). Este tipo de proteínas

realizan funciones clave en la represión génica. Por ejemplo, en presencia de galactosa y

glucosa, la proteína Mig1 evita la activación de los genes GAL. Mig1 es una proteína

represora de unión a una secuencia específica de DNA que se une a un sitio entre el

elemento UAS y el promotor del gen GAL1 (Figura 11-13). Mig1 recluta a un complejo

proteico llamado Tup1 que contiene una histona deacetilasa y que reprime la

transcripción génica. El complejo Tup1 es un ejemplo de correpresor, ya que facilita la

represión génica pero en sí mismo no es un represor que se una al DNA. El complejo

Tup1 es también reclutado por otros represores de levaduras como MATα2 (veáse la

página 400), y se pueden encontrar homólogos de este complejo en todos los eucariotas.

Mensaje. En la mayor parte de los casos examinados, la acetilación y deacetilación de

histonas induce y reprime la transcripción génica, respectivamente. Estas actividades

son atraídas hacia los genes mediante activadores y represores de secuencia específica.

(pág. 397)(pág. 398)

11.4 Mecanismos de acción de los intensificadores

El desarrollo de un organismo complejo requiere que los niveles de transcripción sean

regulados dentro de una amplia escala. Se debe pensar en un mecanismo de regulación

más como un reostato que como un interruptor con dos posiciones encendido-apagado.

En eucariotas, los niveles de transcripción se pueden ajustar finamente gracias a la

agrupación de sitios de unión formando intensificadores. Esto permite que varios

factores de transcripción diferentes o diversas moléculas del mismo factor de

transcripción puedan unirse en sitos adyacentes. La unión de estos factores a sitios que

están separados por una distancia determinada produce un efecto amplificado, o

superaditivo, en la activación de la transcripción. Cuando un efecto es mayor que

aditivo, se dice que es sinérgico.

La unión de múltiples proteínas reguladoras a los múltiples sitios de unión de un

intensificador puede catalizar la formación de un enhanceosoma, un gran complejo

proteico que actúa sinérgicamente para activar la transcripción. En la Figura 11-14 se

puede ver cómo proteínas estructurales curvan el DNA para promover interacciones

cooperativas entre las otras proteínas de unión al DNA. En este modo de acción del

enhanceosoma, la transcripción se activará niveles muy altos solamente cuando todas

las proteínas estén presentes y tocándose las unas a las otras de la manera correcta.

Para comprender mejor qué es un enhanceosoma y cómo actúa sinérgicamente,

vamos a ver un ejemplo específico.

El enhanceosoma del interferón β

El gen humano interferón β, que codifica la proteína antiviral interferón, es uno de los

genes mejor caracterizados en eucariotas. Normalmente se encuentra silenciado, pero se

activa a niveles de transcripción muy altos cuando ocurre una infección viral. La clave

de la activación de este gen es el ensamblaje de los factores de transcripción para formar

un enhanceosoma situado unos 100 pb aguas arriba de la caja TATA y del punto de

inicio de la transcripción. Las proteínas reguladoras del enhanceosoma del interferon β

se unen todas a la misma cara de la doble hélice de DNA. Unidas en el otro lado de la

hélice se encuentran varias proteínas estructurales que curvan el DNA y permiten a las

diferentes proteínas reguladoras tocarse unas a otras y formar un complejo activado.

Cuando todas las proteínas reguladoras están unidas e interaccionando correctamente,

forman una “plataforma de aterrizaje”, un sitio de unión de alta afinidad para la proteína

CBP, una proteína coactivadora que recluta la maquinaria transcripcional. La gran

proteína CBP también contiene una actividad histona acetilasa intrínseca que modifica

los nucleosomas y facilita alcanzar altos niveles de transcripción.

Aunque el promotor del interferón β se muestra sin nucleosomas en la Figura 11-

14, el enhanceosoma de hecho está rodeado por dos nucleosomas, llamados nuc 1 y nuc

2 en la Figura 11-15. Uno de ellos, nuc 2, está estratégicamente posicionado encima de

la caja TATA y del punto de inicio de la transcripción. Sin embargo, actualmente se

sabe que la unión de GCN5, otro coactivador, precede a la unión de CBP. GCN5 acetila

los dos nucleosomas. Después de la acetilación, los factores de transcripción activadores

reclutan al coactivador CBP, la holoenzima RNA polimerasa II y el complejo

remodelador de la cromatina SWI-SNF. Este último complejo queda entonces

posicionado para mover el nucleosoma 37 pb fuera de la caja TATA, haciéndola

accesible para la proteína de unión a TATA y permitiendo el inicio de la transcripción.

Las interacciones cooperativas ayudan a explicar diversas observaciones

desconcertantes sobre los enhanceosomas. Por ejemplo, explican por qué al mutar

cualquier factor de transcripción o sitio de unión se reduce drásticamente la actividad de

los enhanceosomas. También explican por qué la distancia entre sitios de unión dentro

de un enhanceosoma es una característica crucial. Además, los enhanceosomas no

tienen porqué estar cerca del sitio de inicio de la transcripción, como en

(pág. 398)(pág. 399)

el ejemplo de la Figura 11-15. Una característica de los enhanceosomas es que pueden

activar la transcripción cuando se encuentran situados a grandes distancias del promotor

(>50 kb), tanto aguas arriba como aguas debajo de un gen, o incluso en un intrón.

Mensaje. Los enhanceosomas eucarióticos pueden actuar a grandes distancias para

modular la actividad de la maquinaria transcripcional. Los enhanceosomas contienen

sitios de unión para muchos factores de transcripción, que se unen e interactúan

cooperativamente. Estas interacciones resultan en una gran variedad de respuestas, que

incluyen el reclutamiento de coactivadores adicionales y la remodelación de la

cromatina.

El control del tipo de apareamiento en levaduras: interacciones combinatorias

Hasta ahora, en este capítulo nos hemos centrado en la regulación de un único gen o de

unos pocos genes de una ruta metabólica. En organismos pluricelulares, los distintos

tipos celulares difieren en la expresión de cientos de genes. Por tanto, la expresión o la

represión de conjuntos de genes deben estar coordinadas para crear un tipo celular

determinado. Uno de los ejemplos mejor comprendidos de regulación del tipo celular en

eucariotas es la regulación del tipo de apareamiento en levaduras. Este sistema

regulador ha sido diseccionado mediante una elegante combinación de genética,

biología molecular y bioquímica. El tipo de apareamiento sirve como excelente modelo

para entender la lógica de la regulación génica en animales pluricelulares.

En la levadura Saccharomyces cerevisiae se pueden encontrar tres tipos celulares

diferentes conocidos como a, α y a/α (véase Capítulo 2). Los dos tipos celulares a y α

son haploides y contienen una sola copia de cada cromosoma. Aunque las dos células

haploides no se pueden distinguir por su apariencia en el microscopio, se pueden

diferenciar por una serie de características celulares específicas, principalmente su tipo

de apareamiento (véase la caja de Organismo modelo en la página 390). Una célula α se

aparea solamente con una célula a y segrega una feromona oligopéptidica, u hormona

sexual, llamado factor α que detiene el ciclo celular en las células a. Una célula del tipo

a se aparea sólo con una célula α y segrega una feromona, llamada factor a, que frena a

las células α. Una célula diploide a/α no se aparea, es más grande que las células a y α y

no responde a las hormonas de apareamiento.

El análisis genético de mutantes defectivos en el apareamiento ha demostrado

que el tipo celular es controlado por un único locus genético, el locus del tipo de

apareamiento, MAT (del inglés, mating type). Hay dos alelos en locus MAT: las células

haploides a tienen el alelo MATa, las células haploides α tienen el alelo MATα y los

diploides a/α tienen ambos alelos. Aunque el tipo de apareamiento está bajo control

genético, ciertas cepas cambian su tipo de apareamiento, a veces tan frecuentemente

como en cada división celular. Más tarde dentro de este capítulo, se examinará la base

genética de este cambio, pero primero veremos como cada tipo celular expresa el

conjunto adecuado de genes.

Proteínas de unión al DNA regulan combinatoriamente la expresión de genes

específicos de cada tipo celular

¿Cómo controla el tipo celular el locus MAT? Los análisis genéticos de mutantes que no

pueden aparearse han permitido identificar una serie de genes estructurales que están

separados del

(pág. 399)(pág. 400)

locus MAT, pero cuyos productos proteicos son necesarios para el apareamiento. Un

grupo de genes estructurales se expresa sólo en el tipo celular α (genes específicos de

α), y otro conjunto se expresa sólo en el tipo celular a (genes específicos de a). Los

diferentes alelos del locus MAT codifican diferentes proteínas reguladoras que controlan

cuál de estos grupos de genes se expresa en cada tipo celular. Además, una proteína

reguladora no codificada por el locus MAT, llamada MCM1, desarrolla un papel clave

en la regulación del tipo celular.

El caso más simple es el tipo celular a (Figura 11-16a). El locus MATa codifica

una única proteína reguladora, a1. Sin embargo, esta proteína reguladora no tiene

ningún efecto en células haploides, sólo en células diploides. En una célula haploide a,

la proteína reguladora MCM1 activa la expresión de los genes estructurales necesarios

en una célula a uniéndose a secuencias reguladoras en los promotores de genes

específicos de a.

En una célula α, se deben transcribir los genes estructurales específicos de α,

pero, además se debe impedir que la proteína MCM1 active los genes específicos de a.

La secuencia de DNA del alelo MATα codifica dos proteínas, α1 y α2, producidas por

unidades transcripcionales separadas. Estas dos proteínas realizan diferentes funciones

reguladoras en la célula α, como se puede demostrar analizando sus propiedades de

unión al DNA in vitro (Figura 11-16b). La proteína α1 se une conjuntamente con la

proteína MCM1 a una secuencia de DNA determinada que controla varios genes

específicos de α. Por tanto, α1 es un activador de la expresión de genes específicos de α.

La proteína α2 reprime la transcripción de los genes específicos de a. Se une en forma

de un dímero, junto con MCM1, a sitios de las secuencias de DNA situados aguas arriba

de un grupo de genes específicos de a y actúa como represor.

En una célula diploide de levadura, se expresan las tres proteínas reguladoras

codificadas por el locus MAT (Figura 11-16c). ¿Cuál es el resultado? La proteína a1

codificada por MATa finalmente realiza su función. La proteína a1 puede unirse a α2 y

alterar su especificidad de unión de manera que el complejo a1-α2 no se une a los genes

específicos de a, sino que se une a una secuencia diferente que se encuentra aguas arriba

de otro conjunto de genes, llamados genes específicos de haploides, que se expresan en

las células haploides pero no en las diploides. Por tanto, en las células diploides, α2

existe en dos formas distintas: (1) como un complejo α2-MCM1 que reprime los genes

específicos de a y (2) formando un complejo con a1 que reprime los genes

(pág. 400)(pág. 401)

específicos de haploides. Los diferentes parejas de unión determinan a qué secuencias

específicas del DNA se unen y qué genes son regulados por cada uno de los complejos

que contienen α2. La regulación de diferentes conjuntos de genes diana mediante la

asociación del mismo factor de transcripción con diferentes parejas de unión realiza un

papel esencial en la generación de diferentes patrones de expresión génica en diferentes

tipos celulares dentro de los eucariotas pluricelulares.

Mensaje. En levaduras y eucariotas pluricelulares, los patrones de expresión génica

específicos de tipo celular están dirigidos por combinaciones de factores de

transcripción que interactúan entre ellos.

Los aisladores actúan bloqueando a los intensificadores

Un elemento regulador, como un intensificador, que puede actuar a decenas de miles de

pares de bases, puede interferir con la regulación de los genes cercanos. Para impedir

esta activación imprecisa, se han desarrollado elementos reguladores denominados

aisladores por bloqueo de los intensificadores. Cuando se encuentran situados entre

un intensificador y un promotor, los aisladores impiden que el intensificador active la

transcripción en ese promotor. Estos aisladores no tienen ningún efecto en la activación

de otros promotores que no estén separados de sus intensificadores por el aislador

(Figura 11-17). Se han propuesto varios modelos para explicar cómo puede un aislador

bloquear la actividad intensificadora sólo cuando se coloca entre un intensificador y un

promotor. Muchos de los modelos, como el mostrado en la Figura 11-18, proponen que

el DNA está organizado en bucles que contienen

(pág. 401)(pág. 402)

genes activos. Según este modelo, los aisladores actúan trasladando un promotor a un

nuevo bucle, donde queda protegido de la acción del intensificador.

Como se verá a continuación, los aisladores que actúan bloqueando

intensificadores son un componente fundamental de un fenómeno llamado impronta

genómica.

11.5 Impronta genómica

El fenómeno de la impronta genómica se descubrió hace casi 20 años en los mamíferos.

En la impronta genómica, ciertos genes autosómicos presentan patrones de herencia

inusuales. Por ejemplo, un alelo Igf2 se expresa en un ratón sólo si es heredado del

padre de ese ratón (un ejemplo de impronta materna porque la copia del gen derivada

de la madre es inactiva). En cambio, el alelo H19 del ratón solamente se expresa si es

heredado de la madre (H19 es un ejemplo de impronta paterna porque la copia paterna

es la inactiva). Las consecuencias de esta impronta genética son que los genes

improntados se expresan como si sólo hubiera una única copia del gen presente en la

célula, aunque en realidad hay dos. De ahí que la impronta genética sea un ejemplo de

herencia monoalélica. En esencia, no se observan cambios en las secuencias de DNA

de los genes improntados; es decir, un gen idéntico puede ser activo o inactivo en la

descendencia según si fue heredado de la madre o del padre.

Si la secuencia del gen no se correlaciona con su actividad, ¿qué lo hace? La

respuesta es que el DNA en las regiones reguladoras de los genes improntados es

metilado de manera específica en cada sexo durante el desarrollo de los gametos. La

metilación del DNA normalmente es el resultado de la adición enzimática de grupos

metilo al carbono 5 de un residuo de citosina específico.

Tanto las marcas establecidas por la metilación del DNA como las de la

modificación de las histonas se pueden heredar de forma estable de una generación

celular a la siguiente. Veremos más tarde en este capítulo cómo se cree que se duplican

estas marcas en el curso de la replicación del DNA. Por ahora, es suficiente decir que

esta alteración heredable, en que la secuencia de DNA en sí misma no cambia, se

denomina herencia epigenética, y las alteraciones (incluyendo la metilación del DNA y

las modificaciones de histonas) se conocen como marcas epigenéticas.

Vamos a volver a los genes Igf2 y H19 del ratón para ver cómo funciona la

impronta genética a nivel molecular. Estos dos genes se encuentran en un grupo de

genes improntados en el cromosoma 7 del ratón. Se estima que hay unos 100 genes

improntados en el ratón, y muchos se encuentran en grupos que comprenden de 3 a 11

genes improntados. (Los humanos tenemos la mayoría de estos mismos genes

improntados y agrupados al igual que en el ratón.) En todos los casos examinados, hay

un patrón específico de metilación del DNA para cada una de las copias de un gen

improntado. Para el grupo Igf2-H19, hay una región específica de DNA situada entre los

dos genes (Figura 11-19) que está metilada en las células germinales del macho y no

metilada en las células germinales de la hembra. Esta región se denomina región de

control de la impronta (ICR; del inglés, imprinting control region). Sólo la ICR no

metilada (en la hembra) puede unirse a una proteína reguladora llamada CTCF. Cuando

esta proteína está unida, CTCF actúa como un aislador que bloquea un intensificador e

impide la activación de la transcripción de Igf2. No obstante, en las hembras el

intensificador aún puede activar la transcripción de H19. En los machos, CTCF no

puede

(pág. 402)(pág. 403)

unirse a la ICR y el intensificador puede activar la transcripción de Igf2 (recuerde que

los intensificadores pueden actuar a gran distancia). Sin embargo, el intensificador no

puede activar a H19 porque la región metilada se extiende hasta alcanzar el promotor de

H19 y el promotor metilado no puede unirse a las proteínas necesarias para la

transcripción del gen.

Así pues, hemos visto cómo un aislador (en este caso, CTCF unida a parte de la

ICR) impide que un intensificador active un gen distante (en este caso, Igf2). Además,

hemos visto que el sitio de unión de CTCF está metilado sólo en los cromosomas

derivados del progenitor macho. La metilación del sitio de unión de CTCF impide la

unión de CTCF en los machos y permite que el intensificador active a Igf2.

Es importante fijarse en que la impronta genética puede afectar en gran medida

el análisis de una genealogía. Como el alelo heredado de uno de los padres es inactivo,

una mutación en el alelo heredado del otro progenitor parecerá ser dominante, mientras

que, en realidad, el alelo se expresa porque sólo uno de los dos homólogos es activo

para este gen. La Figura 11-20 muestra como una mutación en un gen improntado puede

tener diferentes resultados en el fenotipo del organismo según sea heredada del

progenitor femenino o del masculino.

Para establecer la impronta genética se necesitan diversos pasos (Figura 11-21).

Muy pronto después de la fecundación, los mamíferos reservan las células que se

convertirán en sus células germinales. Cualquier impronta es eliminada o borrada antes

de que se formen las células germinales. Sin las marcas de metilación del DNA que los

distinguen, se dice que estos alelos son epigenéticamente equivalentes. Cuando estas

células germinales primordiales se convierten en gametos completamente formados, los

genes improntados reciben la marca específica de cada sexo que determinará si el gen

será activo o estará silenciado después de la fecundación.

(pág. 403)(pág. 404)

Pero entonces, ¿qué pasa con Dolly y otros mamíferos clonados?

La impronta genética conduce a lo que muchos pensaron que sería un requerimiento

para la participación de células germinales masculinas y femeninas en el desarrollo de

embriones de mamíferos. Es decir, los gametos masculinos y femeninos contienen

diferentes subconjuntos de genes improntados de manera que el embrión tendrá una

dotación completa de genes improntados activos. ¿Por qué entonces mamíferos como

Dolly, y más recientemente cerdos, gatos, perros y vacas clonados que son derivados de

núcleos somáticos son capaces de sobrevivir y crecer? Después de todo, como ya se ha

mencionado, la mutación de incluso un único gen improntado puede ser letal o puede

ser causa de serias enfermedades.

En este momento, los científicos no entienden por qué ha tenido éxito la

clonación de muchas especies de mamíferos. Sin embargo, a pesar de estos éxitos, la

clonación es extremadamente ineficiente en todas las especies en que se ha intentado.

Para la mayor parte de experimentos, un clon exitoso es un suceso extremadamente

raro, que requiere cientos, incluso miles, de intentos. Se podría argumentar que en la

mayoría de los embriones clonados la incapacidad de desarrollarse en organismos

viables es una prueba de la importancia de los mecanismos epigenéticos de regulación

génica en eucariotas. También sirve para ilustrar que el conocimiento de la secuencia de

DNA completa de todos los genes de un organismo es solamente un primer paso para

comprender cómo se regulan los genes eucarióticos.

11.6 Los dominios de la cromatina y su herencia

Hasta ahora, se ha mirado cómo se activan los genes en un determinado contexto en la

cromatina. Sin embargo, como se afirmó al principio de este capítulo, la mayoría de los

genes de los genomas eucarióticos están inactivos en un momento dado. Vamos a

fijarnos ahora en las enormes regiones del genoma que son transcripcionalmente

inactivas. Uno de los modelos más útiles para comprender los mecanismos que

mantienen la inactividad de los genes concierne al control de tipo de apareamiento de

las levaduras y el intercambio de tipo de apareamiento.

Intercambio de tipo de apareamiento y silenciamiento génico

Las células haploides de levadura son capaces de cambiar su tipo de apareamiento. Los

análisis genéticos de ciertos mutantes que no podían cambiarlo o que no podían

aparearse (eran estériles) han sido una fuente de información clave para entender cómo

se realizan estos intercambios de tipo de apareamiento. Entre los mutantes que no

pueden cambiar de tipo de apareamiento había varios loci mutantes que incluían el gen

HO y los genes HMRa y HMLα. Estudios posteriores revelaron que el gen HO codifica

una endonucleasa, una enzima que corta el DNA, que es necesaria para iniciar el

intercambio. También se encontró que los loci HMRa y HMLα contienen segmentos de

información genética no expresada correspondientes a los tipos de apareamiento a y α,

respectivamente. Nos referiremos a los loci HMR y HML como casetes “silenciosos”.

La endonucleasa HO inicia el intercambio de tipo de apareamiento haciendo una

rotura de doble cadena en el locus MAT. La interconversión de tipo de apareamiento

tiene lugar mediante un tipo de recombinación entre el segmento de DNA (un casete) de

uno de los dos loci no expresados y el locus MAT. El resultado es la sustitución del

casete viejo del locus MAT por un nuevo casete. El tipo de apareamiento resultante es el

tipo a o el tipo α, según cuál sea el casete en el locus MAT (Figura 11-22). En realidad,

el casete insertado se copia del locus HML o del locus HMR. De esta manera, el

intercambio es reversible porque la información de los casetes a y α siempre está

presente en los loci HMR y HML y no se pierde nunca.

Normalmente, los segmentos HMR y HML son “silenciosos”. Sin embargo, en

los mutantes SIR (reguladores de información silenciosa; del inglés, silent information

regulators), este silenciamiento está comprometido de manera que se expresa la

información de los dos tipos, a y α. Los mutantes resultantes son estériles. Las proteínas

Sir2, Sir3 y Sir4 forman un complejo que realiza un papel clave en el silenciamiento

génico. Sir2 es una histona desacetilasa que facilita la condensación de la cromatina y

ayuda a encerrar a HMR y HML en dominios de la cromatina que son inaccesibles para

los activadores transcripcionales.

(pág. 404)(pág. 405)

El silenciamiento génico es un proceso muy diferente de la represión génica; el

silenciamiento es un efecto de posición que depende del dominio en el que se encuentra

la información genética. Aprenderemos más sobre efectos de posición más tarde, en la

sección sobre variegación por efecto de posición en la mosca de la fruta Drosophila

melanogaster.

En resumen, hay dos niveles distintos en el control del tipo de apareamiento de

levaduras. Primero, la regulación de una reordenación en el DNA controla el conjunto

de productos reguladores sintetizados en la célula. Segundo, las actividades de unión al

DNA de estas proteínas reguladoras (a1, α1 y α2) controlan las baterías de genes

estructurales expresados dentro de cada tipo celular. Estos dos niveles forman una

jerarquía: los genes del primer nivel controlan la activación de los genes del segundo

nivel, que a su vez controlan la activación de los genes estructurales. Estos genes

estructurales codifican las proteínas que desempeñan papeles en el proceso de

apareamiento y la biología de cada tipo celular. Como veremos en referencia a los

animales en el Capítulo 12, el control genético de los procesos del desarrollo con

frecuencia es jerárquico: redes de genes reguladores establecen la expresión de

proteínas celulares y específicas de tejido que median el comportamiento y las

funciones celulares.

Comparación de la heterocromatina y la eucromatina

Vamos a examinar por qué el silenciamiento génico, del tipo que silencia los casetes

HML y HMR, es un proceso muy diferente de la represión génica y qué entendemos por

vecindad genómica. Para hacerlo es importante fijarse en que la cromatina no es

uniforme a lo largo de todos los cromosomas, sino que ciertos dominios de cromosomas

están enrollados formando una cromatina muy condensada llamada heterocromatina.

Otros dominios están empaquetados en una cromatina menos condensada denominada

eucromatina (véase la Figura 11-10b). La condensación de la cromatina también

cambia en el curso del ciclo celular. La cromatina de las células que entran en la mitosis

se conden

Ç+sa mucho al alinearse los cromosomas en preparación para la división celular.

Después de la división celular, las regiones que forman parte de la heterocromatina

permanecen condensadas,

(pág. 405)(pág. 406)

especialmente alrededor de los centrómeros y telómeros (la llamada heterocromatina

constitutiva), mientras que las regiones eucromáticas se descondensan.

Los genetistas sospecharon por primera vez que la estructura de la cromatina

tenía algún tipo de influencia en la regulación génica muy pronto en la historia de la

genética. En ese momento, notaron que el DNA heterocromático contenía pocos genes,

mientras que la eucromatina era rica en genes. Pero, ¿qué hay en la heterocromatina si

no son genes? La mayor parte del genoma eucariótico está compuesto de secuencias

repetitivas que no codifican proteínas o RNAs estructurales. Es lo que a veces recibe el

nombre de DNA basura (véase el Capítulo 14). Por tanto, se decía que los nucleosomas

densamente empaquetados de la heterocromatina formaban una estructura “cerrada” que

era inaccesible para las proteínas reguladoras y resultaba inhóspita para la actividad

génica. En cambio, se propuso que la eucromatina, con sus nucleosomas más

espaciados, asumía una estructura “abierta” que permitía la transcripción. La existencia

de regiones abiertas y cerradas de la cromatina también se sugirió como una razón por

la que las frecuencias de recombinación son de 100 a 1000 veces más altas en la

eucromatina en comparación con la heterocromatina. Se formuló la hipótesis de que la

eucromatina, con su conformación más abierta, era más accesible a las proteínas

necesarias para la recombinación del DNA.

Mensaje. La cromatina de los eucariotas no es uniforme. Las regiones heterocromáticas

muy condensadas tienen menos genes y frecuencias de recombinación más bajas que las

regiones eucromáticas menos condensadas.

La variegación por efecto de posición en Drosophila revela las vecindades

genómicas

El genetista Hermann Muller descubrió por primera vez un fenómeno genético

interesante mientras estudiaba Drosophila: existen vecindades cromosómicas que

pueden silenciar genes que son “resituados” experimentalmente en regiones adyacentes

del cromosoma. En estos experimentos, las moscas eran irradiadas con rayos X para

inducir mutaciones en sus células germinales. Los descendientes de las moscas

irradiadas se rastreaban en busca de fenotipos inusuales. Una mutación en el gen white,

cerca del extremo del cromosoma X, resulta en descendencia con los ojos blancos en

lugar del color rojo salvaje. Algunos de los descendientes tenían unos ojos muy extraños

con manchas de colores blanco y rojo. El examen citológico reveló una reordenación

cromosómica en las moscas mutantes: en el cromosoma X había una inversión de un

trozo del cromosoma que incluye el gen white (Figura 11-23). Las inversiones y otras

reordenaciones cromosómicas se discutirán en el Capítulo 16. Esta reordenación hace

que el gen white, que normalmente está situado en una región eucromática del

cromosoma X, ahora se encuentre cerca del centrómero heterocromático. En algunas

células, la heterocromatina puede “extenderse” a la eucromatina adyacente y silenciar el

gen white. Las manchas de tejido blanco en el ojo derivan de los descendientes de una

única célula en la cual el gen white ha sido silenciado epigenéticamente y que

permanece silenciado a través de las futuras divisiones celulares. En cambio, las

manchas rojos surgen a partir de células en las que la heterocromatina no se ha

expandido hasta el gen white, y por tanto este gen permanece activo en todos sus

descendientes. La existencia de manchas de células rojas y blancas en el ojo de un

mismo organismo ilustra claramente dos características del silenciamiento epigenético.

En primer lugar, que la expresión de un gen puede ser reprimida debido a su posición en

el cromosoma más que por una mutación en su secuencia de DNA. En segundo lugar,

que el silenciamiento epigenético puede heredarse de una generación de células a la

siguiente.

Los hallazgos de estudios posteriores en Drosophila y levaduras demostraron

que muchos genes activos son silenciados en mosaico cuando son recolocados en

vecindades heterocromáticas (cerca de los centrómeros o telómeros). Así pues, la

capacidad de la heterocromatina de expandirse por la eucromatina y silenciar genes es

una característica común de muchos organismos. Este fenómeno se ha llamado

variegación por efecto de posición (PEV; del inglés, position-effect variegation) y

proporciona una sólida evidencia de que la estructura de la cromatina

(pág. 406)(pág. 407)

es capaz de regular la expresión génica (en este caso, determinando si genes con

secuencias idénticas de DNA estarán activos o silenciados).

Mensaje. Los genes activos que son recolocados en vecindades genómicas

heterocromáticas pueden ser silenciados si la heterocromatina se expande hasta donde

se encuentran estos genes.

El análisis genético de la PEV revela proteínas necesarias para la formación de la

heterocromatina

Para averiguar qué proteínas podrían estar implicadas en el establecimiento de la

heterocromatina, los genetistas aislaron mutaciones en un segundo locus cromosómico

que suprimían o intensificaban el patrón variegado (Figura 11-24). Los supresores de la

variegación [llamados Su(var)] son genes que, cuando están mutados, reducen la

expansión de la heterocromatina, lo que significa que los productos salvajes de estos

genes son necesarios para su expansión. De hecho, los alelos Su(var) han resultado ser

un tesoro escondido para los científicos interesados en las proteínas necesarias para

establecer y mantener el estado heterocromático inactivo. Entre los más de 50 productos

génicos de Drosophila identificados mediante estos rastreos estaba la proteína

heterocromática 1 (HP-1; del inglés, heterochromatin protein-1), que se había

encontrado previamente asociada con los telómeros y centrómeros heterocromáticos.

Por tanto, tiene sentido que una mutación en el gen que codifica HP-1 aparecerá como

un alelo Su(var) porque la proteína es necesaria de algún modo para producir o

mantener la heterocromatina. Otro gen Su(var) se encontró que codificaba una

metiltransferasa que

(pág. 407)(pág. 408)

añade grupos metilo a un residuo específico de aminoácido en la cola de la histona H3

(llamada histona H3 metiltransferasa o HMTasa). Una de las reacciones catalizadas por

la HMTasa se muestra a continuación:

Figura sin numeración pág. 408

Se han aislado proteínas similares a la HP-1 y la HMTasa en diversos taxones, lo que

sugiere la conservación de una función eucariótica importante.

Hemos visto que las regiones transcritas activamente están asociadas con

nucleosomas cuyas colas de histona están hiperacetiladas y que algunos activadores

transcripcionales como GCN5 codifican una actividad histona acetiltransferasa. Como

se ha explicado antes, las marcas de grupos acetilo también pueden ser eliminadas de las

histonas mediante histona desacetilasas. De un modo similar, la cromatina formada con

nucleosomas metilados en la lisina 9 de la histona H3 (llamados H3meK9) y unidos a la

proteína HP-1, contienen marcas epigenéticas que se asocian con la heterocromatina.

Actualmente los científicos pueden separar la heterocromatina de la eucromatina y

analizar las diferencias en las modificaciones de las histonas y en las proteínas

(pág. 408)(pág. 409)

unidas en estas regiones. El procedimiento utilizado, la inmunoprecipitación de la

cromatina (ChIP; del inglés, chromatin immunoprecipitation) se describe en el Capítulo

13.

La Figura 11-25 ilustra como, en ausencia de barreras, la heterocromatina se

puede expandir a las regiones colindantes e inactivar genes en algunas células pero no

en otras. Esto podría ser lo que ocurre con el gen white de Drosophila cuando es

translocado cerca del dominio de heterocromatina asociado con los extremos de los

cromosomas. Pero, ¿puede detenerse la expansión de la heterocromatina? Se podría

pensar que la expansión de la heterocromatina a regiones con genes activos podría ser

desastrosa para un organismo porque los genes activos serían silenciados al convertirse

en heterocromatina. Para evitar este potencial desastre, el genoma contiene elementos

de DNA llamados aisladores barrera que impiden la expansión de la heterocromatina

mediante la creación de un entorno local desfavorable para la formación de

heterocromatina. Por ejemplo, un aislador barrera podría unirse a HATs, y así

asegurarse de que las histonas adyacentes están hiperacetiladas. En la Figura 11-26 se

muestra un modelo de cómo podría actuar un aislador barrera para “proteger” a una

región eucromática de ser convertida en heterocromatina.

Silenciamiento de un cromosoma completo: la inactivación del cromosoma X

El fenómeno epigenético llamado inactivación del cromosoma X ha intrigado a los

científicos durante décadas. En el Capítulo 16, se estudiarán los efectos del número de

copias de un gen en el fenotipo de un organismo. Por ahora, es suficiente saber que el

número de transcritos producidos por un gen normalmente es proporcional al número de

copias de ese gen en una célula. Los mamíferos, por ejemplo, son diploides y tienen dos

copias de cada gen situado en sus autosomas. Para la inmensa mayoría de genes, se

expresan los dos alelos. Sin embargo, esto no es posible en los cromosomas sexuales.

Como se discutió en el Capítulo 2, el número de los cromosomas sexuales X e Y difiere

entre los sexos, teniendo las hembras de mamífero dos cromosomas X y los machos

sólo uno. El cromosoma X de mamíferos se cree que contiene unos 1000 genes. Las

hembras tienen el doble de copias de estos genes ligados al X y expresarían el doble de

los transcritos de estos genes si no hubiera un mecanismo para corregir este

desequilibrio. (No tener un cromosoma Y no es un problema para las hembras, porque

los pocos genes de este cromosoma son necesarios sólo para el desarrollo de los

machos.) Este desequilibrio en la dosis se corrige mediante un proceso denominado

compensación de dosis, que hace que la cantidad de la mayoría de productos génicos

de las dos copias del cromosoma X en las hembras sea equivalente a la dosis única del

cromosoma X de machos. En mamíferos, esta equivalencia se consigue mediante la

inactivación aleatoria de uno de los dos cromosomas X en cada célula en una etapa

temprana del desarrollo. Este estado inactivo se propaga entonces a

(pág. 409)(pág. 410)

todas las células descendientes. (En la línea germinal, el segundo cromosoma X se

reactiva en la oogénesis.) El cromosoma inactivado, denominado cuerpo de Barr, se

puede ver en el núcleo como una estructura heterocromática muy condensada y

densamente teñida.

Hay dos aspectos de la inactivación del cromosoma X que son relevantes en una

discusión sobre la cromatina y la regulación de la expresión génica. Primero, la mayor

parte de los genes del cromosoma X inactivado están silenciados y el cromosoma

presenta las marcas epigenéticas asociadas con la heterocromatina, incluyendo la

metilación de H3 en la lisina 9 y la hipermetilación de su DNA. Segundo, los genes del

cromosoma inactivado permanecen inactivos en todos los descendientes de estas

células. Como la secuencia de DNA en sí misma no ha cambiado, esta alteración

heredable es un ejemplo de herencia epigenética.

Es interesante que aunque diversos taxones presentan compensación de dosis, el

mecanismo de compensación puede ser drásticamente diferente. Por ejemplo, en la

mosca de la fruta, la expresión de los genes en el cromosoma X no se compensa por la

inactivación de uno de los dos X en las hembras, sino doblando la expresión de los

genes del único X en los machos (Figura 11-27). Este mecanismo se caracteriza por la

unión de un complejo RNA-proteína, llamado MSL, a lo largo de todo el cromosoma X

en los machos (véase la ilustración de la página 385). Uno de los componentes del

complejo MSL es una histona acetiltransferasa. Recuerde que la presencia de histonas

acetiladas es una de las características principales de la cromatina activa. Así que la

función del complejo MSL parece ser añadir grupos acetilo a las histonas. Las siglas

MSL significan letal específico de machos (en inglés, male-specific letal), y el complejo

recibió este nombre porque sus componentes fueron identificados en los rastreos

genéticos en busca de mutaciones letales para los machos.

Mensaje. Para la mayoría de los organismos diploides, los dos alelos de un gen se

expresan de forma independiente. La inactivación del X y la impronta genómica son

ejemplos de expresión monoalélica. En estos casos, los mecanismos epigenéticos

silencian una copia de un cromosoma completo o de un único locus, respectivamente.

La herencia de las marcas epigenéticas y la estructura de la cromatina

La herencia epigenética puede definirse como la herencia del estado de la cromatina de

una generación de células a la siguiente. Lo que significa esta herencia es que, en la

replicación del DNA, tanto la secuencia de DNA como la estructura de la cromatina son

fielmente transmitidas a la siguiente generación. Sin embargo, a diferencia de la

secuencia de DNA, la estructura de la cromatina puede cambiar en el curso del ciclo

celular, por ejemplo, cuando los factores de transcripción modifican el código de

histonas causando cambios locales en la posición de los nucleosomas, su densidad o

ambas cosas.

Como se mencionó en el Capítulo 7, el replisoma no sólo copia las cadenas

parentales sino que también desensambla los nucleosomas de las cadenas parentales y

los vuelve a

(pág. 410)(pág. 411)

ensamblar en ambas cadenas, parental e hija. Este proceso se lleva a cabo mediante la

distribución al azar de las histonas viejas de los nucleosomas existentes en las cadenas

hijas y el aporte de nuevas histonas al replisoma. De esta manera, las histonas viejas con

sus colas modificadas y las histonas nuevas con colas sin modificaciones se ensamblan

formando nucleosomas que se asocian con las dos cadenas hijas. Lo más probable es

que el código incorporado en las histonas viejas guíe la modificación de las histonas

nuevas (Figura 11-28).

La herencia de la metilación del DNA se conoce mejor. La replicación

semiconservativa produce hélices hijas que están metiladas en una de sus dos cadenas

(la cadena parental). Las cadenas no metiladas son metiladas por DNA metiltransferasas

que tienen una alta afinidad por estos substratos hemimetilados y que se guían por el

patrón de metilación de la cadena parental (Figura 11-29). Así, la información intrínseca

en el código de histonas y en la metilación del DNA sirven para reconstituir la

estructura local de la cromatina que existía antes de la síntesis de DNA y la mitosis.

Mensaje. La estructura de la cromatina se hereda de generación en generación de

células porque existen mecanismos para replicar el DNA junto con las marcas

epigenéticas asociadas.

Resumen

Muchos aspectos de la regulación génica eucariótica son parecidos a la regulación de

los operones bacterianos. Ambos funcionan en gran medida al nivel de la transcripción

y ambos dependen de proteínas que actúan en trans uniéndose a secuencias reguladoras

diana en la molécula de DNA que actúan en cis. Estas proteínas reguladoras determinan

el nivel de transcripción de un gen controlando la unión de la RNA polimerasa al

promotor del gen.

Hay tres características principales propias del control de la transcripción en

eucariotas. En primer lugar, los genes eucarióticos poseen intensificadores, que son

elementos reguladores que actúan en cis localizados a veces a grandes distancias

lineares del promotor. Muchos genes tienen múltiples intensificadores. En segundo

lugar, a estos intensificadores se unen más factores de transcripción que en los operones

bacterianos. Los eucariotas pluricelulares deben generar miles de patrones de expresión

génica con un número limitado de proteínas reguladoras (factores de transcripción) y lo

consiguen mediante interacciones combinatorias entre factores de transcripción. Los

enhanceosomas son complejos de proteínas reguladoras que interaccionan de forma

cooperativa y sinérgica para inducir altos niveles de transcripción a través del

reclutamiento de la RNA polimerasa II en el punto de inicio de la transcripción.

En tercer lugar, los genes eucarióticos están empaquetados en la cromatina. La

activación y represión génicas requieren modificaciones específicas de la cromatina. La

inmensa mayoría de las decenas de miles de genes en cualquier genoma eucariótico

están normalmente inactivos en un momento dado. Los genes se mantienen en un estado

transcripcional inactivo gracias a la participación de los nucleosomas, que sirven para

compactar la cromatina e impedir la unión de la RNA polimerasa II. La posición de los

nucleosomas y el grado de condensación de la cromatina vienen determinados por el

código de histonas, el patrón de modificaciones postranscripcionales de las colas de

histona. El código de histonas es una marca epigenética que, junto con la metilación de

las bases de citosina, puede ser alterada por los factores de transcripción. Estos factores

se unen a las regiones reguladoras y reclutan complejos proteicos que modifican

enzimáticamente los nucleosomas adyacentes. Estos grandes complejos de proteínas de

múltiples subunidades utilizan la energía de la hidrólisis del ATP para mover los

nucleosomas y remodelar la cromatina.

(pág. 411)(pág. 412)

La existencia de fenómenos epigenéticos como la impronta genética y la

inactivación del cromosoma X demuestra que la expresión génica en eucariotas puede

ser silenciada sin cambiar la secuencia de DNA del gen. Otro fenómeno epigenético, la

variegación por efecto de posición, reveló la existencia de vecindades heterocromáticas

represivas asociadas con nucleosomas muy condensados y que contienen pocos genes.

Los aisladores barrera mantienen la integridad del genoma impidiendo la conversión de

la eucromatina en heterocromatina.

La replicación del DNA copia fielmente de las células parentales a las células

hijas tanto la secuencia de DNA como la estructura de la cromatina. Las células recién

formadas heredan los dos tipos de información genética, la intrínseca a la secuencia

nucleotídica del DNA, y la información epigenética que constituyen el código de

histonas y el patrón de metilación del DNA.

Términos clave

aislador (pág. 401)

aislador barrera (pág. 409)

coactivador (pág. 394)

código de histonas (pág. 397)

cola de histona (pág. 396)

compensación de dosis (pág. 409)

complejo Mediador (pág. 394)

correpresor (pág. 397)

cuerpo de Barr (pág. 410)

dominio de activación (pág. 392)

efecto sinérgico (pág. 398)

elemento proximal (pág. 388)

enhanceosoma (pág. 398)

eucromatina (pág. 405)

feromona (pág. 399)

gen informador (pág. 392)

hemimetilación (pág. 411)

herencia epigenética (pág. 402)

herencia monoalélica (pág. 402)

heterocromatina (pág. 405)

heterocromatina constitutiva (pág. 406)

hiperacetilación (pág. 397)

hipoacetilación (pág. 397)

histona deacetilasa (HDAT) (pág. 397)

impronta genómica (pág. 402)

impronta materna (pág. 402)

impronta paterna (pág. 402)

intensificador (enhancer) (pág. 388)

marca epigenética (pág. 402)

metilación del DNA (pág. 402)

proteína heterocromática 1 (HP-1) (pág. 407)

remodelación de la cromatina (pág. 395)

secuencia de activación aguas arriba (UAS) (pág. 388)

silenciamiento epigenético (pág. 406)

silenciamiento génico (pág. 405)

variegación por efecto de posición (PEV) (pág. 406)

Problemas

PROBLEMAS BÁSICOS

1. ¿Qué analogías puede establecer entre los factores de transcripción que actúan en

trans que activan la expresión génica en eucariotas y los factores correspondientes

en bacterias? Dé un ejemplo.

2. Contraste los estados de los genes en bacterias y eucariotas respecto a la activación

génica.

3. Prediga y explique el efecto de las siguientes mutaciones sobre la transcripción de

GAL1 en presencia sólo de galactosa:

a. Deleción de un sitio de unión de Gal4 en el elemento UAS de GAL1.

b. Deleción de los cuatro sitios de unión de Gal4 en el elemento UAS de GAL1.

c. Deleción del sitio de unión de Mig1 aguas arriba de GAL1.

d. Deleción del dominio de activación de Gal4.

e. Deleción del gen GAL80.

f. Deleción del promotor de GAL1.

g. Deleción del gen GAL3.

4. ¿Cómo se impide la activación del gen GAL1 en presencia de galactosa y glucosa?

5. ¿Cuáles son las respectivas funciones de la acetilación y desacetilación de histonas

en la regulación génica?

6. Se aísla una cepa α de levadura que no puede cambiar de tipo de apareamiento. ¿De

qué mutaciones podría ser portadora para explicar este fenotipo?

7. ¿Qué genes están regulados por las proteínas α1 y α2 en una célula α?

8. ¿Qué son las proteínas Sir? ¿Cómo afectan las mutaciones en los genes SIR a la

expresión de los casetes de DNA que determinan el tipo de apareamiento?

9. ¿A qué nos referimos con el término herencia epigenética? Mencione dos ejemplos

de esta herencia.

(pág. 412)(pág. 413)

10. ¿Qué es un enhanceosoma? ¿Por qué una mutación en cualquiera de las proteínas

del enhanceosoma podría reducir seriamente la tasa de transcripción?

11. ¿Por qué las mutaciones en los genes improntados normalmente son dominantes?

12. ¿Qué características distinguen un gen silenciado epigenéticamente de un gen que

no se expresa debido a una alteración en su secuencia de DNA?

13. ¿Qué mecanismos se cree que son responsables de la herencia de la información

epigenética?

14. ¿Cuál es la diferencia fundamental en la regulación de los genes bacterianos y

eucarióticos?

15. ¿Por qué se dice que la regulación transcripcional en eucariotas se caracteriza por

las interacciones combinatorias?

16. El siguiente diagrama representa la estructura de un gen de Drosophila

melanogaster. Los segmentos azules son los exones y los amarillos son los intrones.

a. ¿Qué segmentos del gen estarán representados en el transcrito de RNA inicial?

b. ¿Qué segmentos del gen se eliminarán mediante el corte y empalme del RNA?

c. ¿Qué segmentos es más probable que se unan a las proteínas que interaccionan

con la RNA polimerasa?

PROBLEMAS PARA PENSAR

17. La transcripción de un gen llamado SGF (su gen favorito) se activa cuando tres

factores de transcripción (FTA, FTB, FTC) interaccionan para reclutar al

coactivador CRX. FTA, FTB, FTC y CRX y sus respectivos sitios de unión

constituyen un enhanceosoma situado a 10 kb del punto de inicio de la transcripción.

Dibuje un esquema mostrando cómo cree que funciona el enhanceosoma para atraer

la RNA polimerasa al promotor de SGF.

18. Una única mutación en uno de los factores de transcripción del Problema 17 resulta

en una drástica reducción de la transcripción de SGF. Esquematice cómo podría ser

esta interacción mutante.

19. Esquematice el efecto de una mutación en el sitio de unión de uno de los factores de

transcripción del Problema 17.

20. ¿En qué se diferencia un gen silenciado epigenéticamente de un gen mutante (un

alelo nulo del mismo gen)?

21. ¿Qué son las marcas epigenéticas? ¿Cuáles están asociadas a la heterocromatina?

¿Cómo se cree que determinan la estructura de la cromatina?

22. Un investigador recibe cuatro cepas de levadura por correo y las instrucciones

adjuntas afirman que cada cepa contiene una única copia del transgén A. El

investigador cultiva las cuatro cepas y determina que sólo tres de ellas expresan el

producto proteico del transgén A. Análisis posteriores revelan que el transgén A está

situado en una posición diferente del genoma de levadura en cada una de las cuatro

cepas. Formule una hipótesis para explicar este resultado.

23. En Neurospora, todos los mutantes que afectan las enzimas sintetasa del

carbamilfosfato y transcarbamilasa del aspartato presentan alteraciones en el locus

pyr-3. Al inducir mutaciones en pyr-3 con ICR-170 (un mutágeno químico), se

encuentran mutantes que carecen de ambas funciones o mutantes a los que les falta

sólo la función transcarbamilasa; pero en ningún caso falta la actividad sintetasa

cuando la actividad transcarbamilasa está presente (se supone que ICR-170 induce

cambios en el marco de lectura). Interprete estos resultados en términos de un

posible operón.

24. Un investigador desea encontrar los elementos reguladores que actúan en cis

responsables de las respuestas transcripcionales de dos genes: c-fos y globin. La

transcripción del gen c-fos se activa en respuesta al factor de crecimiento de

fibroblastos (FGF), pero es inhibida por el cortisol (Cort). Por otra parte, la

transcripción del gen globin no se ve afectada ni por el FGF ni por el cortisol, pero

es estimulada por la hormona eritropoietina (EP). Para encontrar en el DNA los

elementos reguladores en cis responsables de estas respuestas transcripcionales, el

investigador utiliza los siguientes clones de los genes c-fos y globin, así como dos

combinaciones “híbridas” (genes de fusión), como se muestra en el diagrama 1. La

letra A representa el gen c-fos intacto, la D representa el gen globin intacto y B y C

representan las fusiones génicas entre c-fos y globin. Los exones (E) e intrones (I)

de c-fos y globin están numerados. Por ejemplo, E3(f) es el tercer exón del gen c-fos

y I2(g) es el segundo intrón del gen globin. (Esta nomenclatura se proporciona para

ayudarle a contestar de forma clara.) Los sitios de inicio de la transcripción (flechas

negras) y los sitios de poliadenilación (flechas rojas) también están indicados.

(pág. 413)(pág. 414)

Estos cuatro clones se introducen simultáneamente en células cultivadas y se

estimulan diferentes alícuotas de estas células con uno de los tres factores. El

análisis en gel del RNA aislado a partir de estas células da los siguientes resultados.

Se muestran los niveles de transcritos producidos a partir de los genes introducidos

en respuesta a varios tratamientos. La intensidad de las bandas es proporcional a la

cantidad de transcrito fabricado a partir de un clon determinado. (La ausencia de una

indica que el nivel de transcrito es indetectable.)

a. ¿Dónde está el elemento de DNA que permite la activación mediante FGF?

b. ¿Dónde está el elemento de DNA que permite la represión por Cort?

c. ¿Dónde está el elemento de DNA que permite la inducción por EP? Explique sus

respuestas.

(pág. 414)

PIES DE FIGURAS

Imagen inicial

El complejo MSL aumenta la expresión génica en el cromosoma X. El complejo MSL

(indicado en color naranja) se une sólo al cromosoma X en machos de Drosophila. Esta

imagen es una tinción de inmunofluorescencia indirecta de cromosomas de una glándula

salival de una larva macho expuesta a antisuero MSL1. [De J. Lucchesi, W. Kelly y B.

Panning, “Chromatin Remodeling in Dosage Compensation”, Annu. Rev. Genet. 2005,

39, 615-651.]

Figura 11-1 El primer mamífero clonado

El primer mamífero clonado fue una oveja llamada Dolly. [PHOTOTAKE/Alamy.]

Figura 11-2 Visión general de la regulación transcripcional

En bacterias, la RNA polimerasa suele empezar la transcripción a menos que un

represor proteico la bloquee. En eucariotas, sin embargo, el empaquetamiento del DNA

con los nucleosomas impide la transcripción a no ser que estén presentes otras proteínas

reguladoras. Estas proteínas reguladoras exponen las secuencias promotoras alterando la

densidad o la posición de los nucleosomas. También pueden reclutar a la RNA

polimerasa II más rápidamente uniéndose a ella.

Figura 11-3 Los elementos proximales preceden al promotor de un gen eucariótico

La región aguas arriba del punto de inicio de la transcripción en los eucariotas

superiores contiene el promotor y los elementos proximales.

Figura 11-4 Los elementos proximales son necesarios para una transcripción

eficiente

Las mutaciones puntuales en el promotor y los elementos proximales dificultan la

transcripción del gen de la β-globina. Se analizaron diferentes mutaciones puntuales a lo

largo de la región promotora para determinar sus efectos en la tasa de transcripción. La

altura de cada línea representa el nivel de transcripción relativa a un promotor o

elemento proximal del tipo salvaje (1.0). Solamente las sustituciones de bases que se

encuentran dentro de los tres elementos mostrados cambian el nivel de transcripción.

Las posiciones con puntos negros no fueron estudiadas. [De T. Maniatis, S. Goodbourn

y J. A. Fischer, “Regulation of Inducible and Tissue-Specific Gene Expresión”, Science

236, 1987, 1237.]

Figura superior Recuadro Organismo modelo: Levadura

Ciclo de vida de la levadura. Los alelos nucleares MATa y MATα determinan el tipo de

apareamiento.

Figura inferior Recuadro Organismo modelo: Levadura

Micrografía electrónica de células de levadura en gemación.

Figura 11-5 La ruta metabólica Gal

La galactosa se convierte en glucosa-1-fosfato en una serie de pasos. Estos pasos están

catalizados por diversas enzimas (Gal1 y sucesivas) codificadas por los genes

estructurales GAL1, GAL2, GAL7 y GAL10.

Figura 11-6 Las proteínas activadoras de la transcripción se unen a elementos UAS

en levaduras

La proteína Gal4 activa a sus genes diana a través de elementos activadores aguas arriba

(UAS). La proteína Gal4 tiene dos dominios funcionales: un dominio de unión al DNA

(cuadrado rojo) y un dominio de activación (óvalo naranja). La proteína se une a

secuencias específicas aguas arriba de los promotores de los genes de la ruta metabólica

Gal. Algunos de los genes GAL son adyacentes (GAL1, GAL10), mientras que otros

están en cromosomas diferentes. El elemento UAS de GAL1 contiene cuatro sitios de

unión para Gal4.

Figura 11-7 Las proteínas activadoras de la transcripción son modulares

Las proteínas activadoras de la transcripción tienen múltiples dominios separables. (a)

La proteína Gal4 tiene dos dominios y forma un dímero. (b) La eliminación

experimental del dominio de activación muestra que la unión al DNA no es suficiente

para que se produzca la activación génica. (c) De un modo similar, el dominio de unión

al DNA de la proteína bacteriana LexA no puede activar la trancripción por sí mismo,

pero, cuando es fusionado con el dominio de activación de Gal4 (d), puede activar la

transcripción a través de los sitios de unión de LexA. [Según J. Watson et al. Molecular

Biology of the Gene, 5ª edición. Copyright 2004 de Benjamin Cummings.]

Figura 11-8 Las proteínas activadoras de la transcripción pueden ser activadas por

un inductor

La actividad de Gal4 está regulada por la proteína Gal80. (Arriba) En ausencia de

galactosa, la proteína Gal4 es inactiva, aunque se puede unir a sitios aguas arriba del

gen diana GAL1. La actividad de Gal4 es reprimida por la unión de la proteína Gal80.

(Abajo) En presencia de galactosa y de la proteína Gal3, Gal80 experimenta un cambio

de conformación y libera el dominio de activación de Gal4, permitiendo la transcripción

del gen diana.

Figura 11-9 Las proteínas activadoras de la transcripción reclutan la maquinaria

transcripcional

Gal4 recluta la maquinaria transcripcional. La proteína Gal4 y muchos otros activadores

de la transcripción se unen a complejos de múltiples proteínas, incluyendo los

complejos TFIID y Mediador, que atraen la RNA polimerasa II hacia los promotores

génicos. Las interacciones facilitan la activación génica a través de sitios de unión muy

distantes de los promotores génicos. [Según J. Watson et al. Molecular Biology of the

Gene, 5ª edición. Copyright 2004 de Benjamin Cummings.]

Figura 11-10 La estructura de la cromatina

(a) El nucleosoma en la cromatina condensada y descondensada. (b) La estructura de la

cromatina varía a lo largo de la longitud del cromosoma. La cromatina menos

condensada (eucromatina) se muestra en amarillo, las regiones de condensación

intermedia están en naranja y la heterocromatina cubierta de proteínas especiales (de

color morado) está representada en rojo. [(b) De P. J. Horn y C. L. Peterson,

“Chromatin Higher Order Holding: Wrapping Up Transcription”, Science 297, 2002,

1827, Fig. 3. Copyright 2002, AAAS.]

Figura 11-11 La remodelación de la cromatina expone las secuencias reguladoras

El octámero de histonas se desliza en respuesta a la actividad remodeladora de la

cromatina (como la del complejo SWI-SNF), dejando al descubierto en este caso el

DNA marcado en rojo. (Véase la Figura 11-15 para detalles en como SWI-SNF es

reclutado a una región concreta del DNA). [Según J. Watson et al. Molecular Biology of

the Gene, 5ª edición. Copyright 2004 de Benjamin Cummings.]

Figura 11-12 Las colas modificadas de las histonas sobresalen del nucleosoma

Estructura de un nucleosoma mostrando siete de las ocho histonas y la mayoría, aunque

no todas, de sus colas. Los sitios de modificaciones postranscripcionales como la

acetilación y metilación están indicados en una cola de histona, aunque en realidad

todas las colas contienen estas posiciones.

Figura 11-13 La desacetilación de histonas puede reprimir la transcripción génica

El reclutamiento de un complejo represor conduce a la represión de la transcripción. En

presencia de glucosa, la transcripción de GAL1 es reprimida por la proteína Mig1, que

se une a un sitio entre el elemento UAS y el promotor del gen GAL1. Mig1 recluta el

complejo represor Tup1, el cual recluta a la histona desacetilasa, que reprime la

transcripción génica. [Según J. Watson et al. Molecular Biology of the Gene, 5ª edición.

Copyright 2004 de Benjamin Cummings.]

Figura 11-14 Los enhanceosomas ayudan a reclutar la maquinaria transcripcional

Enhanceosoma del interferón β. En este caso, los factores de transcripción reclutan un

coactivador (CBP) que se une tanto a los factores de transcripción como a la RNA

polimerasa II e inicia la transcripción. [Según A. J. Courey, “Cooperativity in

Transcriptional Control”, Curr. Biol. 7, 2001, R250-R253, Fig. 1.]

Figura 11-15 Los enhanceosomas reclutan remodeladores de la cromatina

El enhanceosoma del interferón β recluta el complejo SWI-SNF para mover los

nucleosomas.

Figura 11-16 Diferentes combinaciones de proteínas reguladoras controlan los

tipos celulares

Control de la expresión génica específica de cada tipo celular en levadura. Los tres tipos

celulares de S. cerevisiae son determinados por las proteínas reguladoras a1, α1 y α2,

que regulan diferentes subconjuntos de genes diana. La proteína MCM1 actúa en los

tres tipos de célula e interacciona con α1 y α2.

Figura 11-17 Los aisladores impiden la activación de los intensificadores

Los aisladores impiden la activación génica cuando se sitúan entre un intensificador y

un promotor. [Según M. Gaszner y G. Felsenfeld, “Insulators: Exploiting

Transcriptional and Epigenetic Mechanisms”, Nat. Rev. Genet. 7, 2006, 703-713.]

Figura 11-18 Modelo de cómo podrían funcionar los aisladores

La propuesta es que los aisladores crean nuevos bucles que separan físicamente un

promotor de su intensificador. [Según M. Gaszner y G. Felsenfeld, “Insulators:

Exploiting Transcriptional and Epigenetic Mechanisms”, Nat. Rev. Genet. 7, 2006, 703-

713.]

Figura 11-19 La impronta genómica requiere aisladores

Impronta genómica en el ratón. La región de control de la impronta (ICR) no está

metilada en los gametos femeninos y el dímero CTCF puede unirse a ella formando un

aislador que bloquea la activación del intensificador de Igf2. En los machos, la

metilación (M) de ICR en las células germinales impide la unión de CTCF, pero

también impide la unión de otras proteínas al promotor de H19.

Figura 11-20 La inusual herencia de los genes improntados

Una mutación (representada por una estrella naranja) en un gen A no tendrá ningún

efecto si es heredada del macho. Abreviaturas: M, metilación; ICR, región de control de

la impronta. [Según S. T. da Rocha y A. C. Ferguson-Smith, “Genomic Imprinting”,

Curr. Biol. 14, 2004, R646-R649.]

Figura 11-21 Pasos necesarios para realizar la impronta genética

Establecimiento de una impronta genética diferencial en machos y hembras en los genes

Igf2 y H19.

Figura 11-22 El intercambio de tipo de apareamiento es controlado mediante la

recombinación de segmentos de DNA

El cromosoma III de S. cerevisiae codifica tres loci de tipo de apareamiento, pero sólo

se expresan los genes del locus MAT. HML codifica un segmento de DNA silenciado

que incluye los genes a. La copia de un segmento silenciado y su inserción mediante

recombinación en el locus MAT, cambia el tipo de apareamiento.

Figura 11-23 El silenciamiento génico está causado por la expansión de la

heterocromatina

Una reordenación cromosómica produce variegación por efecto de posición. La

inversión cromosómica sitúa el alelo salvaje white cerca de la heterocromatina. La

expansión de la heterocromatina silencia el alelo. Las facetas del ojo son blancas en

lugar de rojas allí donde el alelo ha sido silenciado. [Según J. C. Eissenberg y S. Elgin,

Enciclopedia of Life Sciences. Nature Publishing Group, 2001, pág. 3, Fig. 1.]

Figura 11-24 Algunos genes intensifican o suprimen la expansión de la

heterocromatina

Se utilizaron mutaciones para identificar los genes que suprimen, Su(var), o

intensifican, E(var), la variegación por efecto de posición. [Según J. C. Eissenberg y S.

Elgin, Enciclopedia of Life Sciences. Nature Publishing Group, 2001, pág. 3, Fig. 1.]

Figura 11-25 La heterocromatina se puede expandir más en unas células que en

otras

La expansión de la heterocromatina a la eucromatina adyacente es variable. En cuatro

células diploides genéticamente idénticas, la heterocromatina se expande lo suficiente

como para silenciar un gen en algunos cromosomas pero no en otros. La heterocomatina

y la eucromatina están representadas por círculos naranjas y verdes, respectivamente.

[Según M. Gaszner y G. Felsenfeld, “Insulators: Exploiting Transcriptional and

Epigenetic Mechanisms”, Nat. Rev. Genet. 7, 2006, 703-713.]

Figura 11-26 Los aisladores barrera detienen la expansión de la heterocromatina

En este modelo, los aisladores barrera reclutan actividades enzimáticas como la histona

acetiltransferasa (HAT) que inducen la formación de eucromatina. La letra “M”

significa metilación y las letras “Ac”, acetilación. [Según M. Gaszner y G. Felsenfeld,

“Insulators: Exploiting Transcriptional and Epigenetic Mechanisms”, Nat. Rev. Genet.

7, 2006, 703-713.]

Figura 11-27 Diferentes mecanismos de compensación de dosis

La compensación de dosis puede conseguirse doblando la expresión del cromosoma X

del macho (hipertranscripción), mediante la inactivación del X o disminuyendo a la

mitad la expresión de los dos cromosomas X en la hembra (hipotranscripción).

Figura 11-28 Herencia de los estados de la cromatina

En la replicación, las histonas viejas (morado) con sus códigos de histonas se

distribuyen aleatoriamente en las cadenas hijas, donde dirigen la codificación de las

nuevas histonas recién ensambladas (naranja) para formar nucleosomas completos.

Figura 11-29 Un modelo para la herencia de la metilación

Después de la replicación, los residuos del dinucleótido hemimetilado CG (mostrado

como CpG) están completamente metilados. Las cadenas parentales son negras, y la

cadena hija roja. La letra “M” representa el grupo metilo en el nucleótido C. [Según Y.

H. Jiang, J. Bressler y A. L. Beaudet, “Epigenetics and Human Disease”, Annu. Rev.

Genomics Hum. Genet. 5, 2004, 479-510.]

PARCHEADOS

Figura 11-2 Visión general de la regulación transcripcional

1. BACTERIANA

2. Proteína activadora

3. Promotor

4. Operador

5. Región codificadora

6. Estado basal: activo

7. Proteína represora

8. Estado reprimido: inactivo

9. EUCARIÓTICA

10. Estado basal: inactivo

11. Factores de transcripción

12. Intensificador

13. Estado activado: activo

Figura 11-3 Los elementos proximales preceden al promotor de un gen eucariótico

1. Caja rica en GC

2. Elementos proximales del promotor

3. Promotor

4. ~ –200 pb

5. ~ –100 pb

6. ~ –30 pb

Figura 11-4 Los elementos proximales son necesarios para una transcripción

eficiente

1. Nivel de transcripción relativo

Figura superior Recuadro Organismo modelo: Levadura

1. Fusión

2. Mitosis

3. Meiosis

4. Asca

5. Mitosis

6. Cultivo de colonias

7. Mitosis

8. Cultivo de colonias

Figura 11-5 La ruta metabólica Gal

1. Galactosa (extracelular)

2. Galactosa (intracelular)

3. Galactosa-1-fosfato

4. UDP-galactosa

5. UDP-glucosa

6. Glucosa-1-fosfato

7. Glicólisis

Figura 11-6 Las proteínas activadoras de la transcripción se unen a elementos UAS

en levaduras

1. Crom II

2. Crom XII

Figura 11-7 Las proteínas activadoras de la transcripción son modulares

1. (a) Dímero Gal4 completo

2. Dominio de activación

3. Dominio de unión al DNA

4. Sitio Gal4

5. ACTIVO

6. (b) Gal4 que carece del dominio de activación

7. Sitio Gal4

8. INACTIVO

9. (c) LexA que carece del dominio de activación

10. Dominio de unión al DNA

11. Sitio LexA

12. INACTIVO

13. (d) Híbrido Gal4-LexA

14. Dominio de activación de Gal4

15. Dominio de unión al DNA de LexA

16. Sitio LexA

17. ACTIVO

Figura 11-8 Las proteínas activadoras de la transcripción pueden ser activadas por

un inductor

1. Gal4 inactiva

2. INACTIVO

3. + Galactosa +Gal3

4. Gal4 activa

5. ACTIVO

Figura 11-9 Las proteínas activadoras de la transcripción reclutan la maquinaria

transcripcional

1. Mediador

2. RNA polimerasa II

3. Genes GAL

Figura 11-10 La estructura de la cromatina

1. Región corta de DNA de doble cadena

2. Nucleosomas: la unidad básica de la cromatina

3. Fibra de cromatina formada por nucleosomas empaquetados

Figura 11-11 La remodelación de la cromatina expone las secuencias reguladoras

1. Remodelación de los nucleosomas

Figura 11-12 Las colas modificadas de las histonas sobresalen del nucleosoma

1. Acetilación

2. Metilación

Figura 11-13 La desacetilación de histonas puede reprimir la transcripción génica

1. Sitio Mig1

2. INACTIVO

Figura 11-14 Los enhanceosomas ayudan a reclutar la maquinaria transcripcional

1. Proteínas que curvan el DNA

Figura 11-15 Los enhanceosomas reclutan remodeladores de la cromatina

1. Enhanceosoma

2. El enhanceosoma forma un sitio de unión para GCN5, la cual se une y añade grupos

acetilo a nuc 1 y nuc 2.

3. Complejo GCN5

4. Se une el coactivador CBP y recluta la RNA pol II.

5. SWI-SNF desplaza a nuc2.

6. La proteína de unión a TATA (TBP) se une a la caja TATA que ha quedado

expuesta, lo que permite el inicio de la transcripción.

Figura 11-16 Diferentes combinaciones de proteínas reguladoras controlan los

tipos celulares

1. Locus MAT

2. Proteínas reguladoras expresadas

3. Genes específicos de a

4. Genes específicos de α

5. Genes específicos de haploides

6. (a) Célula a

7. (b) Célula α

8. (c) Célula a/α

9. ACTIVO

10. INACTIVO

11. ACTIVO

12. INACTIVO

13. ACTIVO

14. ACTIVO

15. INACTIVO

16. INACTIVO

17. INACTIVO

Figura 11-17 Los aisladores impiden la activación de los intensificadores

1. ACTIVO

2. Promotor 2

3. Intensificador

4. Aislador que bloquea al intensificador

5. Promotor 1

6. INACTIVO

Figura 11-18 Modelo de cómo podrían funcionar los aisladores

1. ACTIVO

2. Promotor 1

3. Promotor 2

4. INACTIVO

5. Intensificador

6. Aislador

Figura 11-19 La impronta genómica requiere aisladores

1. ♀ Alelo materno

2. INACTIVO

3. ACTIVO

4. Intensificador

5. ♂ Alelo paterno

6. ACTIVO

7. INACTIVO

8. Intensificador

Figura 11-20 La inusual herencia de los genes improntados

1. Sin mutaciones

2. Mutación en el gen improntado

3. RESULTADO NO AFECTADO

4. RESULTADO AFECTADO

Figura 11-21 Pasos necesarios para realizar la impronta genética

1. Macho

2. Hembra

3. Cromosomas homólogos

4. Dos genes ligados: uno activo, uno silenciado

5. Células germinales primordiales

6. Borrado de las improntas

7. Células germinales primordiales

8. Introducción de las improntas

9. Gametos

10. Esperma

11. Propagación de las improntas

12. Oocito

13. Fecundación y desarrollo

14. Alelo silenciado

15. Alelo activo

Figura 11-22 El intercambio de tipo de apareamiento es controlado mediante la

recombinación de segmentos de DNA

1. Silencioso

2. Activo

3. Silencioso

4. Tipo de apareamiento a

5. (b) HMLα se copia en el locus MAT

6. Silencioso

7. Tipo de apareamiento α

8. (c) HMRa se copia en el locus MAT

9. Silencioso

10. Tipo de apareamiento a

Figura 11-23 El silenciamiento génico está causado por la expansión de la

heterocromatina

1. Cromosoma

2. Telómero

3. Centrómero

4. Gen white+ expresado

5. Ojo salvaje

6. Una inversión sitúa a white+ cerca de la heterocromatina.

7. Faceta roja

8. Gen white+ expresado

9. La heterocromatina se expande

10. Faceta blanca

11. Gen white+ silenciado

12. El ojo es una mezcla de facetas rojas y blancas.

Figura 11-24 Algunos genes intensifican o suprimen la expansión de la

heterocromatina

1. Ojo de Drosophila (white+ translocado)

2. Mutaciones secundarias que afectan la expansión de la heterocromatina

3. Expansión aumentada. Más genes white+ silenciados.

4. Expansión suprimida. Menos genes white+ silenciados.

Figura sin numerar pág. 408

1. Lisina

2. Monometil lisina

3. Dimetil lisina

4. Trimetil lisina

Figura 11-25 La heterocromatina se puede expandir más en unas células que en

otras

1. INACTIVO

2. INACTIVO

3. INACTIVO

4. ACTIVO

5. INACTIVO

6. INACTIVO

7. INACTIVO

8. ACTIVO

Figura 11-26 Los aisladores barrera detienen la expansión de la heterocromatina

1. Heterocromatina

2. Aislador barrera

3. Eucromatina

4. HMTasa

Figura 11-27 Diferentes mecanismos de compensación de dosis

1. Hembra

2. Macho

3. Hipertranscripción (Drosophila)

4. Inactivación del X (mamíferos)

5. Hipotranscripción (C. elegans)

6. No hay Y

Figura 11-28 Herencia de los estados de la cromatina

1. Replicación

2. Nucleosoma

3. Histonas recién sintetizadas, sin código de histonas

4. Histonas con código

Figura 11-29 Un modelo para la herencia de la metilación

1. Metilado

2. Replicación del DNA

3. DNA metiltransferasa

Figura Problema 16

1. Intensificador

2. Promotor

3. Intensificador

Diagrama 1 Problema 24

(En los parcheados todo igual, sólo hay que cambiar la identificación de la Figura)

Diagrama 2 Problema 24

1. Sin tratamiento

2. Clon