AÍDA CONSTANZA PASSALACQUA MOLINA
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UNIVERSIDAD DE CHILE
FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS Y PECUARIAS ESCUELA DE CIENCIAS VETERINARIAS
DETERMINACIÓN DE VALORES DE REFERENCIA PARA
LA EVALUACIÓN DE LA FUNCIONALIDAD TIROIDEA EN RAZAS DE EQUINOS DE DEPORTE
AÍDA CONSTANZA PASSALACQUA MOLINA
PROFESOR GUÍA: ENRIQUE PINTO PEÑA
Financiado por Laboratorio de Química Clínica Especializada (LQCE), División Veterinaria.
SANTIAGO, CHILE 2008
Memoria para optar al Título Profesional de Médico Veterinario Departamento de Ciencias Clínicas.
UNIVERSIDAD DE CHILE
FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS Y PECUARIAS ESCUELA DE CIENCIAS VETERINARIAS
DETERMINACIÓN DE VALORES DE REFERENCIA PARA
LA EVALUACIÓN DE LA FUNCIONALIDAD TIROIDEA EN RAZAS DE EQUINOS DE DEPORTE
AÍDA CONSTANZA PASSALACQUA MOLINA
PROFESOR GUÍA: ENRIQUE PINTO PEÑA
Financiado por Laboratorio de Química Clínica Especializada (LQCE), División Veterinaria.
SANTIAGO, CHILE 2008
Memoria para optar al Título Profesional de Médico Veterinario Departamento de Ciencias Clínicas.
UNIVERSIDAD DE CHILE
FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS Y PECUARIAS ESCUELA DE CIENCIAS VETERINARIAS
DETERMINACIÓN DE VALORES DE REFERENCIA PARA LA EVALUACIÓN DE LA FUNCIONALIDAD TIROIDEA
EN RAZAS DE EQUINOS DE DEPORTE
AÍDA CONSTANZA PASSALACQUA MOLINA
NOTA FINAL: …………………
NOTA FIRMA
PROFESOR GUÍA : ENRIQUE PINTO P. ............................ ………………. PROFESOR CONSEJERO: MARIO ACUÑA B. ............................ ………………. PROFESOR CONSEJERO: BESSIE URQUIETA M. ............................ ……………….
Financiado por Laboratorio de Química Clínica Especializada (LQCE), División Veterinaria.
SANTIAGO, CHILE 2008
Memoria para optar al Título Profesional de Médico Veterinario Departamento de Ciencias Clínicas.
AGRADECIMIENTOS
Gracias a mis padres y hermanos por confiar en mi y apoyarme en todo.
Gracias Rodrigo por estar siempre conmigo, por tu apoyo y ayuda incondicional.
Gracias Dr. Enrique Pinto por el apoyo brindado a lo largo de la carrera y en la realización
de esta tesis.
i
ÍNDICE
TEMA PÁGINA
Índice i
Resumen ii
Summary iv
Introducción 1
Revisión Bibliográfica 3
1-. Glándula tiroides 3
1.1-. Origen embriológico 3
1.2-. Anatomía e histología 4
1.3-. Formación, secreción y metabolismo de las hormonas tiroideas 6
1.4-.Acciones moleculares de las hormonas tiroideas 11
2-. Disfunción tiroidea 11
3-. Evaluación de la función tiroidea 14
4-. Funcionalidad tiroidea y ejercicio 16
Objetivos 19
Material y Métodos 20
Resultados 26
Discusión 35
Conclusiones 37
Bibliografía 40
Anexos 44
ii
RESUMEN
Actualmente, la función tiroidea en el equino se evalúa midiendo las
concentraciones séricas totales y libres de tiroxina (T4, fT4) y triyodotironina (T3, fT3), y la
respuesta de estas hormonas a la administración de hormona tiroideoestimulante (TSH o
tirotropina) o de hormona liberadora de tirotropina (TRH). Estas pruebas no son usadas en
forma rutinaria, ya que son de alto costo, la disponibilidad de TRH y TSH es escasa, y
pueden llevar a resultados falsos, ya que no existen muchas pruebas validadas. Es por esto
que en la mayoría de los casos de aparente disfunción tiroidea, el diagnóstico se basa en los
signos clínicos y en la medición de la concentración basal de las hormonas tiroideas en
suero.
Este estudio se realizó con el fin de determinar las concentraciones séricas de las
hormonas tiroideas en las tres razas de equinos deportivos más importantes en nuestro país,
árabes, fina sangre de carrera (FSC) y pura sangre chilenos (PSCH) y consecuentemente,
establecer los intervalos de referencia para la evaluación de la funcionalidad tiroidea en
equinos. En Chile, hasta la fecha, no se cuenta con intervalos de referencia validados para
las hormonas tiroideas en equinos, este estudio quedará a disposición de los laboratorios y
médicos veterinarios como un método de apoyo para el diagnóstico de las enfermedades
que afectan la glándula tiroides.
Con estos objetivos se seleccionaron 135 equinos, 48 árabes, 43 FSC y 44 PSCH,
machos y hembras, clínica y hematológicamente sanos. El análisis estadístico de las
mediciones hormonales muestra que existen algunas diferencias entre sexos y razas en las
hormonas estudiadas. Para las hormonas T4 y fT4 se encontraron diferencias
estadísticamente significativas entre sexos y entre razas, para la hormona fT3, se
encontraron diferencias estadísticamente significativas sólo entre sexos y para la hormona
T3 no se encontraron diferencias.
iii
Basado en lo anterior, se entregan intervalos de referencia generales y separados por
sexo y raza para la población equina estudiada. Se recomienda utilizar estos valores de
referencia separados por sexo y raza, dadas las diferencias encontradas en este estudio.
iv
SUMMARY
Currently the evaluation of thyroid function in horses includes determination of
total and free serum triiodothyronine (T3, fT3) and thyroxine (T4, fT4) concentrations, and
measurement of thyroid hormones after stimulation of the thyroid gland by either thyroid-
stimulating hormone (TSH) or thyroid- releasing hormone (TRH). These tests are used
infrequently in horses due to expensive, limited availability, safety issues, and the potential
for spurious results. Therefore, in most cases of thyroid disfunction, diagnosis is based on
clinical signs and measuring the basal concentration of thyroid hormones in serum.
The objetive of this study is to determine serum thyroid hormones concentrations in
three races of sports horses, Arabian, Thoroughbred and Chilean Horses, these races are the
most important in our country. Consequently the second objetive of this thesis is to
establish reference intervals for thyroid function evaluation in horses. Currently in Chile,
there aren’t reference intervals for thyroid hormones in horses, this study will be available
for labs and veterinarians as a supporting method for diagnosis of thyroid gland diseases.
With these objectives there were selected 135 horses, 48 Arabs, 43 Thoroughbred
and 44 Chilean Horses, males and females, clinically healthy were chosen. The statistical
analysis of hormonal measurements shows that there are some differences between sexes
and races in hormones studied. For T4 and fT4 hormones, differences between sexes and
races were found, for fT3 hormone, differences between sexes were found and for T3
hormone wasn’t found differences.
Based on precedent data, reference intervals are delivered in general form and
separated by sex and race. It is recommended to use these reference intervals separated by
sex and race, since some differences were found in this study.
1
INTRODUCCIÓN
En los últimos años, la evaluación de la función endocrina ha presentado un avance
extraordinario. Las escuelas de medicina veterinaria, laboratorios de diagnóstico y médicos
veterinarios de terreno, solicitan en forma cada vez más frecuente servicios de medición de
hormonas en suero y plasma para diagnosticar enfermedades endocrinas o metabólicas.
Dentro de las enfermedades metabólicas de mayor importancia destacan las afecciones
tiroideas.
Las principales hormonas secretadas por la glándula tiroides son la tiroxina (T4) y
la triyodotironina (T3). Tienen una función muy importante en casi todos los tejidos,
principalmente relacionado con el crecimiento, la diferenciación y el metabolismo celular.
Los desórdenes funcionales de la glándula tiroides en los caballos son poco
comunes, no están bien documentados y algunos casos no están completamente entendidos.
El diagnóstico de estos desórdenes se basa en los signos clínicos y las mediciones
en suero de hormonas tiroideas. La signología clínica que acompaña a la disfunción
tiroidea, muchas veces es vaga e inespecífica y puede confundirse fácilmente con otras
enfermedades endocrinas. Esto hace indispensable la utilización de pruebas diagnósticas
complementarias, como la medición de las concentraciones de hormonas tiroideas en el
suero sanguíneo. En la actualidad, la mejor técnica disponible para evaluar la funcionalidad
tiroidea en el caballo, es la medición sérica de las concentraciones basales totales de T3 y
T4, y de sus fracciones libres (fT3 y fT4).
En nuestro país aún no se cuenta con intervalos de referencia validados para las
concentraciones de hormonas tiroídeas en equinos. La obtención de estos intervalos,
permitirá contar con una herramienta de apoyo diagnóstico, seguimiento y pronóstico en el
manejo de las enfermedades tiroídeas.
2
En un caballo deportista, el ejercicio genera cambios fisiológicos con múltiples
implicancias sistémicas; es decir, el organismo se adapta al ejercicio para que el
rendimiento sea máximo. El sistema endocrino cumple un rol importantísimo en esta
adaptación y las hormonas tiroídeas no están exentas de dichos cambios.
Este estudio medirá la concentración sanguínea de T3 y T4 totales, y de T3 y T4 libres
en tres poblaciones clínicamente sanas de equinos deportivos, que practican diferentes
disciplinas, por lo tanto, el tipo de ejercicio difiere entre ellos.
3
REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
1-. GLÁNDULA TIROIDES
La glándula tiroides conserva el metabolismo de los tejidos a un grado que sea
óptimo para sus funciones normales. Las hormonas tiroideas estimulan el consumo de
oxígeno de la mayoría de las células del organismo, ayudan a regular el metabolismo de
los lípidos y de los carbohidratos, son necesarias para el crecimiento y la maduración
normales (Ganong, 1992). Las hormonas tiroideas son esenciales para el desarrollo
prenatal y postnatal, incluyendo la formación de los órganos, tejidos y maduración
esquelética (Frank et al., 2002). Una comprensión de la función de la glándula tiroides y
los efectos fisiológicos de las hormonas tiroideas es importante para el reconocimiento, el
diagnóstico y el tratamiento de su disfunción. La importancia relativa de la tiroides está
reflejada en su gran volumen de flujo sanguíneo; de 4 a 6 ml/min/g de tejido, el cual es
mayor que para los riñones (Toribio y Duckett, 2005).
1.1-. Origen embriológico
La glándula tiroides tiene dos orígenes embriológicos diferentes; la yema tiroidea y
el cuerpo ultimobranquial. La yema tiroidea se origina del endodermo de la laringe
primitiva y es el origen de las células foliculares, las cuales son responsables de la síntesis
de tiroglobulina y de las hormonas tiroideas. El cuerpo ultimobranquial se origina en el
cuarto saco faríngeo, contiene células derivadas de la cresta neural y da origen a las células
productoras de calcitonina (células C o parafoliculares). En los mamíferos, el cuerpo
ultimobranquial es un órgano destinado a unirse con la yema tiroidea. Inmediatamente
después de la ontogenia tiroidea comienza la función tiroidea, pero permanece en nivel
basal hasta que las estructuras hipotalámicas y el sistema portohipofisario se organizan para
mantener el eje hipotálamo- hipofisario- tiroideo funcional (Toribio y Duckett, 2005).
4
1.2-. Anatomía e histología
En el caballo, la glándula tiroides tiene dos lóbulos discretos y firmes localizados en
la cara dorsolateral del tercer al sexto anillos traqueales. La glándula tiene dos lóbulos
conectados por un estrecho istmo que contiene tejido fibroso (Toribio y Duckett, 2005).
Cada lóbulo mide aproximadamente 2,5 x 2,5 x 5cm de tamaño (Frank et al., 2002). En la
mayoría de los caballos sanos, la glándula tiroides no es visible, pero puede palparse como
una estructura firme y móvil. El peso de la glándula, como una relación de gramos de tejido
tiroideo por kilogramo de peso corporal es más grande para los fetos y los potrillos, y
disminuye de forma progresiva con la edad. La glándula es vascular, y está irrigada por dos
arterias principales originadas de las arterias carótida externa y subclavia, que aportan
sangre desde los polos craneal y caudal, respectivamente. (Toribio y Duckett, 2005).La
tiroides tiene una de las tasas más altas de flujo sanguíneo por gramo de tejido entre los
órganos del cuerpo (Ganong, 1992). El tamaño de la glándula no está correlacionado con la
función, y se deben usar otras pruebas para realizar un diagnóstico seguro (Toribio y
Duckett, 2005).
La glándula tiroides está constituida por múltiples acinos o folículos. Cada folículo
esférico está rodeado por una sola capa de células y lleno de un material proteínico llamado
coloide. Cuando la glándula está inactiva el coloide es abundante, los folículos son grandes
y las células que los tapizan son planas. Cuando la glándula está en actividad, los folículos
son pequeños, las células son cuboides o cilíndricas y el borde del coloide está festoneado
formando múltiples y pequeñas “lagunas de resorción” (ver figura 1) (Ganong, 1992).
5
Figura N º 1: Histología de la glándula tiroides. Nótese las pequeñas salientes de
membrana, “lagunas de resorción”, en el coloide próximas a las células en la glándula
activa (Ganong, 1992).
Hay microvellosidades que se proyectan en el coloide desde los ápices de las células
tiroideas, y canalículos que se extienden hacia ellas. Hay un retículo endoplásmico
prominente, característica común de la mayoría de las células glandulares, observándose
gotitas secretoras de tiroglobulina, glicoproteína fundamental en la formación de hormonas
tiroideas (ver figura 2). Las células tiroideas individuales descansan en una lámina basal
que las separa de los capilares adyacentes. Las células endoteliales están atenuadas a
trechos, formando soluciones de continuidad o fenestraciones en las paredes de los
capilares (ver figura 2). Esta fenestración de las paredes capilares ocurre en la mayoría de
los órganos endocrinos (Ganong, 1992).
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Figura N º 2: Célula tiroidea. Izquierda: aspecto normal. Derecha: Después de marcada
estimulación por la TSH (hormona tiroideoestimulante). Las flechas de la izquierda
muestran la secreción de tiroglobulina hacia el interior del coloide. A la derecha se
muestran la pinocitosis del coloide y la fusión de una vacuola pinocitósica con un lisosoma.
La célula descansa en un capilar con soluciones de continuidad (fenestraciones) en la pared
endotelial (Ganong, 1992).
1.3-. Formación, secreción y metabolismo de las hormonas tiroideas
La síntesis y la secreción de las hormonas tiroideas están reguladas por un sistema
de retroalimentación negativo que incluye el hipotálamo, la hipófisis y la tiroides (eje
hipotálamo- hipofisario- tiroideo). El hipotálamo sintetiza y secreta hormona liberadora de
tirotropina (TRH), ésta estimula a la adenohipófisis para la secreción de hormona
tiroideoestimulante (TSH o tirotropina), la cual está encargada de estimular a la glándula
tiroides para la secreción de hormonas tiroideas, triyodotironina (T3) y tiroxina (T4). La
liberación de TRH y TSH, está bajo el control de una retroalimentación negativa
(inhibición a largo plazo) ejercida por las hormonas tiroideas. Al aumentar la concentración
7
de T3 y T4, se puede inhibir la liberación de TRH y TSH desde el hipotálamo e hipófisis,
respectivamente. El hipotálamo también puede inhibir (inhibición a corto plazo) la
secreción de TSH a través de la liberación de dopamina y somatostatina en la eminencia
media (ver figura 3) (Toribio y Duckett, 2005).
Las temperaturas frías estimulan y las altas temperaturas inhiben el eje hipotálamo-
hipofisario-tiroideo. Las bajas temperaturas estimulan los receptores periféricos de frío y a
través de una vía noradrenérgica estimulan al hipotálamo para liberar TRH. El estrés inhibe
la liberación de TSH a través de la liberación hipotalámica de somatostatina. La
inflamación suprime la secreción de TSH, ya que las citocinas tales como la interleucina-1
(IL-1), la IL-6 y el factor de necrosis tumoral α, inhiben la secreción de TSH y estimulan la
de somatostatina (ver figura 3) (Toribio y Duckett, 2005).
: Estimulación : Inhibición.
Figura N º 3: Eje hipotálamo- hipofisario- tiroideo
Frío Estrés
Calor
HIPOTÁLAMO
ADENOHIPÓFISIS
TIROIDES
EFECTOS METABÓLICOS
Dopamina y
Somatostatina
TRH
TSH
T3 T4
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Las células tiroideas tienen tres funciones fundamentales para la síntesis hormonal;
captan y transportan yodo, sintetizan tiroglobulina y la secretan dentro del coloide, separan
las hormonas tiroideas de la tiroglobulina y las secretan hacia circulación (McKeever y
Gordon, 2004).
La tiroxina (T4) y la triyodotironina (T3) son aminoácidos yodados (ver figura 4)
sintetizados en el coloide glandular por yodación y condensación de moléculas de tirosina
que están unidas por enlace peptídico a la tiroglobulina. Esta glicoproteína está compuesta
por dos subunidades, el 10% de su peso son carbohidratos y contiene 123 residuos de
tirosina, pero sólo 4 a 8 de éstos están incorporados normalmente a las hormonas tiroideas
(Ganong, 1992).
Figura N º 4: Hormonas tiroideas. Los números en los anillos de la fórmula de la tiroxina
indican la numeración de las posiciones en la molécula (Ganong, 1992).
El yodo es una materia prima esencial para la síntesis de hormona tiroidea
(Ganong, 1992). Una de las principales funciones de la tiroides es atrapar y conservar de
forma activa yodo contra un gran gradiente de concentración. El yodo puede absorberse en
su forma soluble, yoduro (I-), a través de la mucosa intestinal o por cualquier superficie
corporal húmeda (como otra mucosa o a través de una solución de continuidad de la piel).
El yoduro es transportado y concentrado en forma activa dentro de la tiroides por medio de
un transportador Na+/ I
-24. El yoduro atrapado es oxidado por una peroxidasa tiroidea en
presencia de peróxido de hidrógeno e incorporado a los residuos de tirosina de la
9
tiroglobulina para formar precursores inactivos (monoyodotirosina y diyodotirosina). El
acople de estos precursores produce las yodotironinas activas, T3 y T4. La tiroglobulina
yodinada que contiene monoyodotirosina, diyodotirosina, T3 y T4 se almacena como un
polipéptido extracelular en el coloide localizado dentro de la luz de los folículos tiroideos
(Toribio y Duckett, 2005). Cuando es necesario, las células tiroideas captan coloide por
pinocitosis. Esta rotura de la membrana que rodea al coloide produce lagunas de resorción
que se observan en las glándulas activas (ver figura 1). En las células, los glóbulos de
coloide se fusionan con lisosomas (ver figura 2). Las uniones peptídicas entre los residuos
yodados y la tiroglobulina son degradadas por las proteasas de los lisosomas, y T4, T3,
diyodotirosina y monoyodotirosina son liberadas al citoplasma. Las tirosinas yodadas son
desyodadas por una enzima que no ataca a las tironinas yodadas y la tiroxina y la
triyodotironina pasan a la circulación. El yodo liberado por desyodación de las tirosinas es
reutilizado (Ganong, 1992). La tiroides secreta mayor cantidad de T4, lográndose una
concentración sérica de T4 total 20 veces superior a la de T3 total (Toribio y Duckett,
2005).
En circulación se puede encontrar tiroxina (T4), triyodotironina (T3) y T3 reversa
(T3r). La T3 y la T3r son productos de la desyodinización de la T4. Toda la T4 circulante
deriva directamente de la glándula tiroides, mientras que sólo un 10 a 20% de la T3
circulante es secretada directamente por la glándula. La principal vía de producción de la T3
es la 5’- monodesyodinización de la T4, por una desyodinasa tipo I en los tejidos periféricos,
proceso que se denomina T3 neogénesis (Toribio y Duckett, 2005). La T3 es más activa
que la T4, mientras que la T3r es inactiva (Ganong, 1992). La mayoría de estas hormonas
circula unidas a proteínas transportadoras como, globulina ligante de hormona tiroidea,
transtiretina, albúmina y apolipoproteinas (Frank et al., 2002). La globulina ligante de
hormona tiroidea es la principal proteína, 70% de la T4 y la T3 se encuentran unidas a esta
globulina; las demás proteínas participan en menor grado. Estas hormonas están unidas
reversiblemente a estas proteínas de transporte, las cuales actúan como reservorios de
hormonas tiroideas. Las hormonas que se encuentran en estado libre pueden atravesar
endotelio capilar y están disponibles para ejercer sus efectos biológicos en los tejidos
periféricos. De esta manera, las propiedades de unión a proteínas determinan la actividad
10
biológica de cada hormona. La triyodotironina, a pesar de ser mucho más potente que la
tiroxina, tiene una vida media más corta. La T4 tiene una afinidad por las proteínas mucho
mayor; por lo tanto, la T3 está más fácilmente disponible para interactuar con los receptores
en los tejidos periféricos. Algunas veces se piensa en la T4 como una prohormona. La vida
media de la T4 en los caballos es de aproximadamente 50 horas. Debido a la gran fracción
de hormonas tiroideas que se encuentran unidas a las proteínas plasmáticas, los cambios en
la unión a las proteínas pueden dar lugar a cambios en las concentraciones de las hormonas
tiroideas totales (Toribio y Duckett, 2005).
La degradación metabólica del anillo de tironina después de la desyodinización
incluye la desaminación, la descarboxilación y la conjugación. Las enzimas responsables de
la producción de T3 y T3r son también responsables de la destrucción de la T3 y T3r. Las
tres clases de 5’- desyodinasas son: la tipo I, que se encuentra predominantemente en los
tejidos periféricos tales como la tiroides, los riñones y el hígado, es responsable de la
conversión de la mayor parte de T4 a T3 y T3r. La actividad desyodinasa tipo I aumenta
por la TSH y la T3 y disminuye en el hipotiroidismo. La desyodinasa tipo II se encuentra
en la grasa marrón, el cerebro y la hipófisis, su función es convertir la T4 en T3 para uso
intracelular. La actividad de esta enzima aumenta en el hipotiroidismo, probablemente para
mantener la concentración intracelular de T3 a pesar de las bajas concentraciones
periféricas de T4, en especial en el cerebro. La desyodinasa tipo III se encuentra en la
placenta, el cerebro en desarrollo y la piel, y su función primaria es inactivar la T4 y la T3
(convierte T4 a T3r e inactiva T3). Esta enzima puede ser importante para regular la
disponibilidad de la T3 durante el desarrollo. La generación de T3r por las desyodinasas tipo
I y III es un paso clave en la inactivación de las hormonas tiroideas. Los metabolitos son
excretados por la orina y algunos son conjugados e ingresan a la circulación enterohepática.
La mayor parte del yodo regresa a la glándula tiroidea (Toribio y Duckett, 2005).
La tiroides es también la glándula de producción de la calcitonina, secretada por las
células C o parafoliculares, las cuales están interpuestas entre los folículos tiroideos. La
calcitonina está involucrada en la homeostasis del calcio (Toribio y Duckett, 2005).
11
1 .4-. Acciones moleculares de las hormonas tiroideas
Los receptores para las hormonas tiroideas pertenecen a una subfamilia de
receptores nucleares que actúan como factores de transcripción. Los dos tipos de receptores
para hormonas tiroideas son los TR- α y los TR- β. La triyodotironina, si es transportada
directamente hacia dentro de la célula o es derivada intercelularmente a partir de la T4, se
considera como la hormona efectora en las células diana. Los receptores tiroideos
interactúan con una secuencia específica de ADN (elementos que responden a la T3), que
regulan la expresión de genes. El crecimiento y la termogénesis dependen de la presencia
de las hormonas tiroideas. La triyodotironina estimula la termogénesis al aumentar la
expresión de proteínas asociadas con el desacople por fosforilación oxidativa. Las
hormonas tiroideas disminuyen la expresión de las subunidades α y β de la TSH y el gen de
la TRH. De sus efectos sobre la expresión de genes, la acción de la T3 produce
termogénesis, aumento del consumo de oxígeno, la síntesis proteica, la tasa metabólica, la
absorción de carbohidratos y del metabolismo de la glucosa, estimulación del crecimiento y
la maduración, estimulación de la eritropoyesis, aumento del metabolismo lipídico y la
conversión del colesterol en sales biliares, activación de la lipoproteína lipasa, aumento de
la sensibilidad del tejido adiposo a la lipólisis, estimulación de la frecuencia cardíaca, el
volumen minuto y el flujo sanguíneo, aumento de la transmisión neural, y el desarrollo
cerebral y neuronal en los animales jóvenes (Toribio y Duckett, 2005).
2-. DISFUNCIÓN TIROIDEA
En los caballos adultos, la disfunción tiroidea es poco común. Está asociada a una
gran variedad de signos clínicos y el diagnóstico definitivo suele ser difícil (Messer et al.,
1998). El hipertiroidismo es extremadamente raro y la verdadera prevalencia del
hipotiroidismo en caballos adultos es desconocida (Breuhaus, 2004).
Existen dos casos reportados de hipertiroidismo, ambos asociados con neoplasia
tiroidea. Sin embargo, estos casos son considerados como una excepción, ya que en la
12
mayoría de los casos reportados de neoplasia tiroidea, las concentraciones séricas
hormonales se encuentran dentro de rangos normales (Breuhaus, 2004). Los signos
clínicos asociados con esta enfermedad incluyen emaciación, hiperexcitabilidad, polifagia,
taquicardia, polidipsia, enoftalmo y bocio (Alberts et al., 2000).
Hipotiroidismo se refiere a una deficiencia de hormonas tiroideas biológicamente
activas. Es de utilidad clasificar esta endocrinopatía como enfermedad primaria, secundaria
y terciaria. Hipotiroidismo primario se utiliza para describir disfunciones de la glándula
propiamente tal. La secreción anormal de TSH por parte de la adenohipófisis constituye un
hipotiroidismo secundario. El hipotiroidismo terciario se produciría por una inadecuada
liberación de la hormona liberadora de tirotropina (TRH) desde el hipotálamo. Una cuarta
clase de hipotiroidismo serían las condiciones que afectan la unión y actividad de las
hormonas circulantes en los tejidos periféricos (Frank et al., 2002).
El hipotiroidismo puede manifestarse de muchas formas, el diagnóstico puede ser
un reto porque pocas pruebas de la función tiroidea son específicas para los caballos y
muchos factores no tiroideos pueden conducir a malas interpretaciones de los resultados. La
disfunción primaria de la glándula puede estar causada por deficiencia de yodo (bocio
endémico) o un exceso del mismo (efecto de Wolff- Chaikoff), por tiroiditis, neoplasia,
defectos bioquímicos, agenesia tiroidea o ingestión de compuestos bociógenos que puedan
bloquear la síntesis de la hormona. De éstas, el exceso; la deficiencia de yodo y las
neoplasias se han informado como causas de hipotiroidismo en los caballos. El
hipotiroidismo secundario, se ha descrito en caballos con un adenoma hipofisario, pero no
todos los caballos con adenoma hipofisario tienen hipotiroidismo simultáneamente. La
tercera y cuarta clase de hipotiroidismos descritos, no se han reportado en caballos. En
mucho de los casos de hipotiroidismo descritos y publicados, no se ha identificado una
causa específica (Toribio y Duckett, 2005).
Probablemente, la deficiencia de yodo es la causa más común de bocio en todas las
especies. Este problema ocurre endémicamente en algunas regiones del mundo donde los
suelos son pobres en yodo, en estos sitios se hace fundamental una suplementación de yodo
13
inorgánico (Baker y Lindsey, 1968). Existen pocas publicaciones de hipotiroidismo
causado por deficiencia de yodo en caballos adultos, pero debe ser considerado como
posible diagnóstico cuando existe bocio (Frank et al., 2002). Por otra parte, los caballos
pueden estar expuestos a compuestos con yodo y yoduro en algunos alimentos,
expectorantes, protectores de casco, champúes, revulsivos inyectables, medios de contraste
radiográfico y medicamentos antiparasitarios. Los individuos pueden responder a excesivas
cantidades de yodo con una supresión o una aceleración de la producción hormonal. El
exceso de yodo reduce la captación de este elemento y su utilización, disminuye la
concentración de las hormonas tiroideas y la respuesta a la prueba de estimulación con
TSH; este fenómeno se conoce como efecto de Wolff- Chaikoff. El yodo en exceso también
puede inhibir el desdoblamiento de T4 en T3. El resultado final del exceso de yodo puede
ser un hipotiroidismo. La segunda forma en la que un individuo puede responder a una gran
cantidad de yoduro es por medio de la aceleración de la producción, la cual produce una
elevada concentración de las hormonas tiroideas y se denomina fenómeno de Jod-
Basedow. En general este fenómeno se produce en pacientes con una enfermedad tiroidea
subyacente (Toribio y Duckett, 2005). El requerimiento diario de yodo para los caballos se
estima que es entre 0,1 y 0,6 mg por kilo de alimento consumido (Frank et al., 2002). En
hembras reproductoras, la cantidad de yodo ingerido en la dieta es de vital importancia. La
placenta equina es permeable al yodo, pero impermeable a la T3 y la T4 (Toribio y
Duckett, 2005). Se ha sugerido que las hembras preñadas requieren de 1 a 2 mg diarios de
yodo en la dieta, cantidades menores podrían generar enfermedades tiroideas en el feto y se
acepta un máximo de 25- 30 mg/ hembra preñada/ día, de lo contrario el exceso de yodo
podría ser tóxico para la glándula tiroides del feto, causar bocio hiperplásico y
posiblemente hipotiroidismo en los potrillos recién nacidos (Durham, 1995).
Las manifestaciones clínicas asociadas con hipotiroidismo en los caballos adultos
son de características vagas e inespecíficas (Breuhaus, 2004). Los signos clínicos
reportados incluyen aumento de peso, miopatías, caída de pelo o alteraciones en el cambio
de pelaje, letargo, aumento de tamaño de la glándula tiroides e intolerancia al ejercicio
(Hyyppa y Poso, 2004). Se piensa que el hipotiroidismo podría contribuir en la
presentación de laminitis recurrente, miositis crónica y anhidrosis (Breuhaus, 2002).
14
También se ha podido observar falta de crecimiento, intolerancia al frío y edema en los
miembros posteriores. Como signos hematológicos se han descrito anemia (Messer et al.,
1995a) y alteración en la concentración de lípidos en sangre, principalmente alta
concentración de colesterol y triglicéridos (Frank et al., 1999). La remoción quirúrgica de
la tiroides en caballos adultos provoca una disminución del apetito, la temperatura corporal,
la frecuencia cardiaca, respiratoria y el volumen minuto cardiaco. En las yeguas
reproductoras se describen ciclos estrales irregulares o ausentes y los sementales presentan
una disminución de la libido (Toribio y Duckett, 2005). Sin embargo, un estudio realizado
recientemente indica que el mal funcionamiento de la glándula tiroides en hembras
reproductoras es poco común y es una causa poco probable de infertilidad. El uso
indiscriminado de suplementos nutricionales con hormonas tiroideas en yeguas
reproductoras no debería ser una práctica habitual como lo es hoy en día en Estados Unidos
(Meredith y Dobrinski, 2004).
El hipotiroidismo en equinos neonatos es una enfermedad devastadora,
caracterizada por incoordinación, reflejos de succión y posturales disminuidos, hipotermia
y anormalidades del desarrollo del sistema músculo esquelético (Breuhaus, 2002). El
hipotiroidismo en potrillos, también ha sido asociado con enfermedades ortopédicas,
distres respiratorio y ulceras gástricas (Messer et al., 1995a).
3-. EVALUACIÓN DE LA FUNCIÓN TIROIDEA.
Actualmente la función tiroidea en el equino se evalúa midiendo las concentraciones
séricas totales y libres de T3 y T4, y la respuesta de estas hormonas a la administración de
TSH o de TRH (Morris y García, 1983; Sojka et al., 1993; Messer et al., 1995a).
Desafortunadamente, estas pruebas no son usadas en forma rutinaria, ya que ambas son de
alto costo, existe una limitada disponibilidad de TRH o TSH, y pueden llevar a resultados
falsos, ya que no existen muchas pruebas validadas. Es por esto que en la mayoría de los
casos de aparente disfunción tiroidea, el diagnóstico se basa en los signos clínicos y en la
medición de la concentración basal de las hormonas tiroideas en suero (Frank et al., 2002).
15
Las concentraciones séricas de T4 no presentan variación por sexo; sin embargo, las
concentraciones séricas de T3 correspondientes a padrillos son más altas que las de machos
castrados o yeguas. La raza no afecta las concentraciones de T3 ni de T4, pero la edad sí. Se
ha reportado que las concentraciones séricas de T4 disminuyen hasta llegar a los valores del
adulto durante los primeros 16 días de vida y los de fT4 lo hacen en forma gradual en los
primeros 3 meses. Otro estudio señala que las concentraciones de T3 y T4 son más altas
hasta los 4 meses de edad en comparación con los valores del adulto (Chen y Riley, 1981;
Mooney y Murphy, 1995).
Existe un gran número de factores no tiroideos que pueden afectar el eje
hipotálamo- hipófisis- tiroides, alterando la concentración de las hormonas tiroideas en
sangre. Algunos de éstos son terapias con fenilbutazona, dietas con alta concentración
energética y/o proteica, dietas con alta concentración de zinc y/o cobre, terapias con
glucocorticoides, ayuno prolongado, estado de gravidez y nivel de entrenamiento, entre
otros (Frank et al., 2002). La fenilbutazona disminuye las concentraciones sanguíneas de
T3 y T4, ya que compite por la unión a las proteínas de transporte de las hormonas tiroideas
y además disminuye la producción de T4 directamente desde la glándula tiroides. Los
glucocorticoides causan hipotiroidismo secundario en humanos y perros, caracterizado por
una disminución de la concentración sanguínea de T3, T4 y TSH (Breuhaus, 2002). En
caballos, se ha comprobado que los glucocorticoides endógenos y exógenos, suprimen la
secreción hipofisaria de TSH, disminuyen la respuesta de la TSH o de la TRH, inhiben la
monodesyodinización (excepto en el periodo perinatal), inhiben la globulina ligante de
tiroxina y reducen la liberación de hormonas tiroideas desde la glándula. Por lo tanto,
terapias con glucocorticoides disminuyen la concentración sérica de las hormonas tiroideas
(Toribio y Duckett, 2005). Dietas ricas en carbohidratos solubles, aumentan la
concentración sanguínea de hormonas tiroideas, ya que existe un incremento en la
producción de T4 por parte de la glándula tiroides, además aumenta la actividad de la T4-
5’- desyodinasa, lo que explica el incremento de T3 en sangre. Este fenómeno es pasajero,
ya que rápidamente se pone en marcha la retroalimentación negativa ejercida por las
hormonas tiroideas en el eje hipotálamo- hipófisis- tiroides (Glade y Luba, 1987). Cuando
existe ayuno prolongado, característica común en animales enfermos, las hormonas
16
tiroideas decrecen considerablemente. Se comprobó que la T3 y fT3, disminuyen su
concentración sanguínea en un 50% después de 24 horas de ayuno, en tanto, la T4 y fT4
disminuyen su concentración sanguínea en un 50% después 2 a 3 días de ayuno (Messer et
al., 1995b).
4-. FUNCIONALIDAD TIROIDEA Y EJERCICIO
La liberación de TSH, de T3 y T4, está asociada con la intensidad y la duración del
ejercicio. Se realizó un estudio con caballos que demostró que el entrenamiento incrementa
la tasa de liberación de T3 y T4 en un 65% aproximadamente; se piensa que este aumento
podría deberse a un incremento en la liberación de TSH, al igual como sucede en humanos
y otras especies. Actualmente no existen estudios sobre qué efectos produce el ejercicio
intenso y el entrenamiento sobre la TSH en caballos atletas. En humanos, en cambio, está
comprobado que la concentración de TSH en sangre aumenta con el entrenamiento diario y
cuando la intensidad de un único trabajo físico excede el 50% de Vo2max, lo que es
considerado ejercicio intenso. Este punto de cambio es común para varias hormonas,
también se ha comprobado que aumentan las catecolaminas, la ACTH y el cortisol, entre
otras. Esto indica que existe una interacción hormonal en la respuesta metabólica al
ejercicio intenso. Estos cambios hormonales podrían estar relacionados con la movilización
de sustrato e intentos de prevenir el inicio de los mecanismos centrales de fatiga
(McKeever, 2002).
Las hormonas tiroideas (T3, T4 y sus fracciones libres), disminuyen su concentración
sanguínea durante pruebas de enduro de 80 km o más; la magnitud de esta disminución es
directamente proporcional a la distancia corrida. Se demostró que las concentraciones de
hormonas tiroideas continúan bajas por más de 48 horas, después de carreras por sobre los
60 km. Esto se debe a la alta tasa de utilización hormonal de los tejidos durante este tipo de
ejercicios y no a una disfunción tiroidea. El incremento de algunos metabolitos, como los
ácidos grasos libres, pueden desplazar la unión de la T3 y T4 con las proteínas
17
transportadoras, ésta puede ser una explicación adicional a la disminución de estas
hormonas en sangre (Graves et al., 2006).
Las acciones de las hormonas tiroideas y de las catecolaminas; adrenalina y
noradrenalina, están íntimamente relacionadas entre si. La adrenalina incrementa la tasa
metabólica, estimula el sistema nervioso y produce efectos cardiovasculares semejantes a
los causados por las hormonas tiroideas, aunque la duración de estas acciones es breve. La
noradrenalina ejerce efectos semejantes en general. Las hormonas tiroideas aumentan el
número y la afinidad de los receptores β- adrenérgicos del corazón y, posiblemente en otros
tejidos, y los efectos de las hormonas tiroideas en el corazón son similares a los de
estimulación β- adrenérgica (Ganong, 1992). Es sabido que tanto las catecolaminas como
las hormonas tiroideas juegan un rol muy importante en la respuesta homeostática durante
el ejercicio estresante. Sin embargo, existen pocos estudios al respecto en caballos. La T3,
pero no la T4, aumentó significativamente después de una carrera de 1.200 +/- 200 metros
en caballos FSC. Este incremento selectivo podría deberse a un aumento en la secreción de
T3 por parte de la tiroides o a un aumento en la actividad de la enzima 5’- desyodinasa,
inducida por el ejercicio (González et al., 1998). Esta enzima es la principal vía de
producción de T3, ya que es la encargada de la desyodinización de la T4 en los tejidos
periféricos, proceso que se denomina T3 neogénesis (Toribio y Duckett, 2005). Este patrón
de respuesta resulta ser diferente a lo ocurrido en otras especies. En humanos, por ejemplo,
se produce un aumento significativo de la T4 después de realizar ejercicios aeróbicos y
anaeróbicos, mientras que la T3 aumenta su concentración en sangre sólo después de
efectuar ejercicios aeróbicos (González et al., 1998).
Está comprobado que una adecuada funcionalidad tiroidea es necesaria para
incrementar la oxidación de los ácidos grasos durante una actividad deportiva extensa; las
hormonas tiroideas actúan sinérgicamente con las catecolaminas para llevar a cabo este
proceso. Sin embargo, no existen suficientes estudios que expliquen cual es el rol que
juegan las hormonas tiroideas durante una carrera de corta distancia, no está claro por qué
aumenta la T3 después de estas carreras (González et al., 1998).
18
En los caballos de carrera existe una respuesta homeostática ante el ejercicio
estresante, caracterizada por un rápido aumento de las catecolaminas y de la T3 y un
descenso de los receptores β adrenérgicos de los eritrocitos. De esta forma los caballos de
carrera pueden ajustar rápidamente su metabolismo ante el ejercicio estresante, pero al
mismo tiempo puede existir un efecto indeseable causado por los cambios hormonales.
Futuros estudios deberían establecer la relación del desempeño deportivo con los cambios
endocrinos, inducidos por el ejercicio (González et al., 1998).
Por todo lo anteriormente citado, se hace indispensable contar con los valores de
referencia para la evaluación de funcionalidad tiroidea en equinos. Con este fin se realizó la
medición de las concentraciones séricas de T3, T4, fT3 y fT4 como medio de evaluación
básica de la función de la tiroides. Además, este estudio pretende analizar, comparar y
determinar si existen diferencias en la cuantificación sérica de las hormonas tiroideas según
raza, atribuibles al tipo de ejercicio efectuado; es decir, carreras de corta distancia, en el
caso de los caballos Fina Sangre de Carrera, carreras de larga distancia, en el caso de los
caballos Árabes y rodeo en el caso de los caballos Pura Sangre Chilenos.
19
OBJETIVOS
OBJETIVO GENERAL
Establecer valores de referencia para la evaluación de la funcionalidad tiroidea en
equinos.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Determinar las concentraciones séricas de hormonas tiroideas en razas de equinos
de deporte.
Describir si existen diferencias en la concentración sérica de las hormonas T3, T4,
fT3 y fT4 según sexo y deporte efectuado por las diferentes razas de equinos seleccionados.
20
MATERIAL Y MÉTODOS
Este estudio se realizó en base a 135 ejemplares; 48 Árabes, 43 Fina Sangre de
Carrera (FSC) y 44 Pura Sangre Chilenos (PSCH), machos y hembras de la Región
Metropolitana. Los caballos FSC tenían entre 2 y 5 años, los PSCH tenían entre 6 y 10 años
y los Árabes tenían entre 6 y 12 años. Estos animales estuvieron sometidos a medidas de
manejo, alimentación y entrenamiento habituales para ejemplares de alto rendimiento. Se
seleccionaron animales clínicamente sanos, estado que se determinó mediante anamnesis,
examen clínico y exámenes de laboratorio complementarios, los cuales fueron hemograma
y perfil bioquímico completo.
De igual manera, los animales seleccionados no estuvieron sometidos a tratamientos
farmacológicos de ningún tipo durante los últimos 10 días previos a la toma de muestra. En
el caso de las hembras, se comprobó que no estuvieran en estado gestacional ni en
lactancia, y en el caso de los machos, se comprobó que estuvieran castrados. La selección
se realizó de este modo, ya que la literatura señala que todos estos factores pueden
modificar la concentración de hormonas tiroideas en sangre.
A cada animal se le asignó un número y se completó una ficha clínica individual,
incluyendo los datos que se obtuvieron del examen clínico y exámenes de laboratorio
complementarios (ver anexo N º 1).
Grupos experimentales
Los ejemplares seleccionados para la prueba fueron agrupados por raza y sexo, lo
que dio como resultado la formación de seis grupos distintos.
21
Los grupos se conformaron de la siguiente manera:
Grupo I : Equinos Árabes de 6 a 12 años, machos.
Grupo II : Equinos Árabes de 6 a 12 años, hembras.
Grupo III : Equinos FSC de 2 a 5 años, machos.
Grupo IV : Equinos FSC de 2 a 5 años, hembras.
Grupo V : Equinos PSCH de 6 a 10 años, machos.
Grupo VI : Equinos PSCH de 6 a 10 años, hembras.
La variación de las edades es debido a que en estos rangos los ejemplares de cada
raza son deportivamente activos en las disciplinas practicadas.
Toma de muestras
Las muestras de sangre fueron obtenidas mediante venipuntura yugular con jeringas
de 10 ml NIPRO LuerLOCK®, con los animales en ayuno y antes de comenzar su actividad
física. Por cada animal se extrajeron 10 ml de sangre, distribuidos (sin aguja) como sigue:
3 ml de sangre en un tubo BD Vacutainer® con sal tripotásica de ácido
etilendiaminotetraacético o K3 EDTA (tapa lila) para la realización de hemograma.
4 ml de sangre en un tubo BD Vacutainer® sin anticoagulante (tapa roja) para perfil
bioquímico y mediciones hormonales.
3 ml de sangre en un tubo BD Vacutainer® con 7.5 mg de fluoruro de sodio (tapa gris)
para determinación de glicemia.
22
Una vez obtenidas las muestras, fueron conservadas a temperatura ambiente y en un
plazo máximo de 2 horas fueron trasladadas al Laboratorio de Química Clínica
Especializada (LQCE), División Veterinaria. Los datos obtenidos en el examen clínico y en
las pruebas de laboratorio fueron reunidos en una ficha de registro individual para cada
ejemplar (Anexo Nº 1).
Métodos para análisis de muestras
Hemograma:
Recuento de elementos figurados: Analizador ADVIA 60® Bayer.
Fórmulas leucocitarias: Tinción Giemsa, observación y conteo en microscopio óptico
ARQUIMED®.
VHS: Método de Westergren en MICROsed-System® (Automatic ESR Analyzer).
Perfil bioquímico:
Las pruebas de bioquímica sanguínea se realizaron en un equipo automatizado
Vitalab Selectra 2®.
Proteínas totales: Método Biuret a 37ºC.
Albúmina: Método BCF (Bromo Cresolsulfon Ftaleína).
Colesterol: Método colesterol oxidasa o CHOD-PAP (Cholesterol Oxidase Phenol 4-
Aminoantipyrine Peroxidase).
Calcio: Método fotocolorimétrico directo a 650 nm Arsenazo III.
Fósforo: Método fósforo molibdato UV (Ultravioleta).
Glucosa: Método glucosa oxidasa o GOD-PAP (Glucose Oxidase Phenol 4-
Aminoantipyrine Peroxidase).
NUS (Nitrógeno Ureico Sanguíneo): Método UV a tiempo fijo.
Creatinina: Método enzimático UV.
23
CPK (Creatinfosfoquinasa): Método UV optimizado (Internacional Federation of Clinical
Chemistry o IFCC) 37ºC.
GOT (Transaminasa oxaloacética): Método UV optimizado (IFCC) 37ºC.
GGT (Gamma glutamil transferasa): Método UV optimizado (IFCC) 37ºC.
FA (Fosfatasa alcalina): Método p-nitrofenilfosfato, tampón DEA (Dietanolamina) 37ºC.
Bilirrubina total: Método DPD (Diclorofenildiazonio).
Mediciones hormonales:
La determinación de T3, T4, fT3 y fT4 se realizó mediante radioinmunoanálisis
(RIA), con el correspondiente Kit de Reactivos Vitros® Ortho-Clinical Diagnostics.
En casi todos los laboratorios comerciales se utiliza hoy en día esta técnica, para
medir las concentraciones de T3, T4, fT3 y fT4 en sangre. Se trata de valoraciones
competitivas en las que cantidades conocidas de hormona tiroidea marcada con una
sustancia radiactiva y una cantidad específica de suero del paciente se mezclan en un tubo
de ensayo que contiene anticuerpos contra hormona tiroidea. La hormona tiroidea
radiactiva y la hormona tiroidea del suero del paciente compiten para unirse con el
anticuerpo contra hormona tiroidea. Después de un periodo de incubación, la hormona
tiroidea radiomarcada unida a anticuerpos se separa de la no unida, se cuenta la
radiactividad del tubo y se interpola la concentración de hormona tiroidea a partir de una
curva estándar. Hay una correlación inversa entre la cantidad de radiactividad medida y la
concentración de hormona tiroidea en la muestra de suero. Entre mayor sea la
concentración de hormona tiroidea en el suero del paciente, tanto menor será la unión de la
hormona tiroidea marcada a los anticuerpos y más baja será la radiactividad del tubo.
Ocurre lo opuesto cuando disminuye la concentración de hormona tiroidea en el suero del
paciente (Feldman y Nelson, 2000).
24
Análisis estadístico
Se determinó que el tamaño de muestra debía ser de al menos 40 caballos por raza,
considerando lo siguiente:
Desviación estándar: 1,1.
α: 5%.
Potencia: 80%.
Diferencia a detectar: 0,7.
Por lo tanto, se planificó seleccionar a lo menos 20 machos y 20 hembras de cada
raza para la formación de los grupos. La conformación preliminar y final de cada grupo se
puede observar en la tabla Nº 1.
Tabla Nº 1: Conformación preliminar y final de los grupos.
Nº Grupo Datos del grupo Número de animales
propuesto
Número de animales
final
I Equinos Árabes machos 20 26
II Equinos Árabes hembras 20 22
III Equinos FSC machos 20 23
IV Equinos FSC hembras 20 20
V Equinos PSCH machos 20 21
VI Equinos PSCH hembras 20 23
25
Los valores obtenidos en las mediciones hormonales se procesaron estadísticamente
mediante el programa InfoStat (versión 2004). Los datos obtenidos fueron analizados
mediante estadística descriptiva; es decir, los resultados se informan como media,
desviación estándar y coeficiente de variación.
Para establecer los valores de referencia, se calcularon los límites de confianza al
95%. Se realizó un análisis de varianza (ANDEVA), para determinar la existencia de
diferencias entre sexos o razas.
Modelo estadístico:
Xijk= µ + Ri + Sj + RSij + Eijk
Xijk = Característica de interés (T3, T4, fT3 y fT4)
µ = Media poblacional.
Ri = Efecto raza (i=1,2,3)
Sj = Efecto sexo (j =1,2)
RSij = Efecto interacción entre sexo y raza.
Eijk = Error individual.
En el caso de existir diferencias significativas entre razas o sexos se planteó realizar
la prueba de Tukey, para determinar qué grupos son diferentes.
26
RESULTADOS
Desde la tabla Nº 2 a la Nº 7, se informa el resumen de los datos estadísticos
obtenidos, separados por grupo. Desde la tabla Nº 8 a la Nº 12 se informan los resultados de
la prueba de Tukey para cada hormona y desde la tabla Nº 13 hasta la Nº 19, se entregan
los valores de referencia para las mediciones de las hormonas tiroideas obtenidas en este
estudio.
Los resultados de las concentraciones séricas de las hormonas tiroideas en equinos
Árabes, Fina Sangre de Carrera y Pura Sangre Chilenos, separados por grupo según raza y
sexo, se informan en el anexo Nº 2.
Tabla Nº 2: Descripción estadística de los valores obtenidos para la concentración de
hormonas tiroideas en equinos Árabes machos (Grupo I).
Variable N Media Desviación
estándar
Coeficiente de
variación (%)
Mínimo Máximo
fT4 26 1,08 0,3 27,87 0,44 1,7
T3 26 58,45 14,84 25,39 35,7 94,8
fT3 26 5,58 2,09 37,52 2,39 10,40
T4 26 1,72 0,49 28,68 1 2,8
Unidades de medida: fT4 y T3 ng/dl, fT3 pg/ml, T4 μ/dl.
27
Tabla Nº 3: Descripción estadística de los valores obtenidos para la concentración de
hormonas tiroideas en equinos Árabes hembras (Grupo II).
Variable N Media Desviación
estándar
Coeficiente de
variación (%)
Mínimo Máximo
fT4 22 1,31 0,42 32,17 0,66 2,1
T3 22 56,24 16,39 29,15 37,6 104
fT3 22 5,46 1,44 26,44 3,42 8,68
T4 22 1,72 0,47 27,16 1,1 2,7
Unidades de medida: fT4 y T3 ng/dl, fT3 pg/ml, T4 μ/dl.
Tabla Nº 4: Descripción estadística de los valores obtenidos para la concentración de
hormonas tiroideas en equinos FSC machos (Grupo III).
Variable N Media Desviación
estándar
Coeficiente de
variación (%)
Mínimo Máximo
fT4 23 0,94 0,32 34,1 0,39 1,5
T3 23 56,66 29,39 51,88 26,9 169
fT3 23 6,13 2,83 46,06 2,61 16,1
T4 23 1,21 0,46 38,01 0,57 2,8
Unidades de medida: fT4 y T3 ng/dl, fT3 pg/ml, T4 μ/dl.
Tabla Nº 5: Descripción estadística de los valores obtenidos para la concentración de
hormonas tiroideas en equinos FSC hembras (Grupo IV).
Variable N Media Desviación
estándar
Coeficiente de
variación (%)
Mínimo Máximo
fT4 20 1,01 0,38 37,53 0,4 1,8
T3 20 70,15 33,4 47,62 38,4 160
fT3 20 7,39 3,24 43,85 3,97 15,5
T4 20 1,23 0,4 32,16 0,75 2
Unidades de medida: fT4 y T3 ng/dl, fT3 pg/ml, T4 μ/dl.
28
Tabla Nº 6: Descripción estadística de los valores obtenidos para la concentración de
hormonas tiroideas en equinos PSCH machos (Grupo V).
Variable N Media Desviación
estándar
Coeficiente de
variación (%)
Mínimo Máximo
fT4 21 1,03 0,26 25,69 0,62 1,6
T3 21 57,96 12,85 22,16 28,8 79,2
fT3 21 5,28 1,43 27,02 2,5 8,07
T4 21 1,96 0,68 34,94 1,1 3,5
Unidades de medida: fT4 y T3 ng/dl, fT3 pg/ml, T4 μ/dl.
Tabla Nº 7: Descripción estadística de los valores obtenidos para la concentración de
hormonas tiroideas en equinos PSCH hembras (Grupo VI).
Variable N Media Desviación
estándar
Coeficiente de
variación (%)
Mínimo Máximo
fT4 23 1,31 0,37 28,11 0,63 2
T3 23 69,47 26,48 38,11 38,40 144
fT3 23 7,62 3,27 42,87 3,09 14,6
T4 23 1,93 0,58 29,96 0,96 3,3
Unidades de medida: fT4 y T3 ng/dl, fT3 pg/ml, T4 μ/dl.
Analisis de varianza (ANDEVA)
Al realizar el análisis de varianza los resultados por cada una de las hormonas
tiroideas analizadas fueron los siguientes:
Triyodotironina (T3)
No se encontraron diferencias significativas ni entre razas, ni entre sexos (p ≥ 0,05).
29
Triyodotironina libre (fT3)
No se encontraron diferencias significativas entre razas, pero si entre sexos.
Tabla Nº 8: Resultados de la prueba de Tukey para la hormona fT3 entre sexos.
Raza/Sexo Medias
PSCH machos 5,28 A
Árabes hembras 5,46 AB
Árabes machos 5,58 AB
FSC machos 6,13 AB
FSC hembras 7,39 AB
PSCH hembras 7,62 B
Letras distintas indican diferencias significativas (p≤ 0,05).
De acuerdo a estos resultados, los valores de las mediciones de fT3 en machos
PSCH difieren estadísticamente de los valores obtenidos en hembras PSCH. Los demás
grupos no difieren entre ellos ni con los ejemplares PSCH de ambos sexos.
Tiroxina (T4)
Se encontraron diferencias significativas entre razas y entre sexos (p≤ 0,05). La
prueba de Tukey arrojó los siguientes resultados:
Tabla Nº 9: Resultados de la prueba de Tukey para la hormona T4 entre razas.
Raza Medias
FSC 1,22 A
Árabe 1,72 B
PSCH 1,94 B
Letras distintas indican diferencias significativas (p≤ 0,05).
30
De acuerdo a estos resultados, los valores de las mediciones de T4 en caballos FSC
difieren estadísticamente de los valores obtenidos en ejemplares Árabes y PSCH, estos 2
últimos grupos no difieren estadísticamente entre si.
Tabla Nº 10: Resultados de la prueba de Tukey para la hormona T4 entre sexos.
Raza/Sexo Medias
FSC machos 1,21 A
FSC hembras 1,23 A
Árabes hembras 1,72 B
Árabes machos 1,72 B
PSCH hembras 1,93 B
PSCH machos 1,96 B
Letras distintas indican diferencias significativas (p≤ 0,05)
De acuerdo a estos resultados, los valores de las mediciones de T4 en machos FSC y
hembras FSC no difieren estadísticamente entre si, pero difieren de los valores obtenidos en
hembras Árabes, machos Árabes, hembras PSCH y machos PSCH, estos 4 últimos grupos
no difieren estadísticamente entre si.
Tiroxina libre (fT4)
Se encontraron diferencias significativas entre razas y entre sexos (p≤ 0,05). La
prueba de Tukey arrojó los siguientes resultados:
Tabla Nº 11: Resultados de la prueba de Tukey para la hormona fT4 entre razas.
Raza Medias
FSC 0,97 A
PSCH 1,17 B
Árabe 1,20 B
Letras distintas indican diferencias significativas (p≤ 0,05).
31
De acuerdo a estos resultados, los valores de las mediciones de fT4 en caballos FSC
difieren estadísticamente de los valores obtenidos en ejemplares Árabes y PSCH, estos 2
últimos grupos no difieren estadísticamente entre si.
Tabla Nº 12: Resultados de la prueba de Tukey para la hormona fT4 entre sexos.
Raza/Sexo Medias
FSC machos 0,94 A
FSC hembras 1,01 AB
PSCH machos 1,03 ABC
Árabes machos 1,08 ABC
Árabes hembras 1,31 BC
PSCH hembras 1,31 C
Letras distintas indican diferencias significativas (p≤ 0,05)
De acuerdo a estos resultados, los valores obtenidos de las mediciones de fT4 en
machos FSC difieren estadísticamente sólo de los valores obtenidos en hembras Árabes y
hembras PSCH. Los valores obtenidos en hembras FSC difieren sólo con los valores de las
hembras PSCH, mientras que, los valores obtenidos de machos PSCH y machos Árabes,
son iguales entre si y con los demás grupos.
Interacción
En ninguna de las hormonas tiroideas analizadas se encontró interacción entre sexo
y raza. En todos los casos se observó p > 0,05.
32
Intervalos o valores de referencia
Desde la tabla Nº 13 a la Nº 19, se entregan los intervalos de confianza o valores de
referencia para las mediciones de las hormonas tiroideas obtenidas en este estudio, los que
fueron calculados para un 95% de confianza. En tabla Nº 13 se entregan los valores de
referencia totales para la población estudiada y desde la tabla Nº 14 a la Nº 19, se entregan
los resultados separados por grupo, es decir, separados por sexo y raza.
Tabla Nº 13: Intervalos de confianza totales para las mediciones de las hormonas tiroideas
en la población estudiada.
Variable Intervalo de Confianza
T3 57,3 – 65,34 (ng/dl)
fT3 5,78 – 6,67 (pg/ml)
T4 1,53 – 1,74 (µg/dl)
fT4 1,05 – 1,18 (ng/dl)
Tabla Nº 14: Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en
equinos Árabes machos (Grupo I).
Variable Intervalo de Confianza
T3 52,45 - 64,44 (ng/dl)
fT3 4,73 – 6,42 (pg/ml)
T4 1,52 – 1,92 (µg/dl)
fT4 0,96 – 1,21 (ng/dl)
33
Tabla Nº 15: Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en
equinos Árabes hembras (Grupo II).
Variable Intervalo de Confianza
T3 48,97 – 63,51 (ng/dl)
fT3 4,82 – 6,1 (pg/ml)
T4 1,52 – 1,93 (µg/dl)
fT4 1,12 – 1,5 (ng/dl)
Tabla Nº 16: Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en
equinos FSC machos (Grupo III).
Variable Intervalo de Confianza
T3 43,95 – 69,37 (ng/dl)
fT3 4,91 – 7,36 (pg/ml)
T4 1,02 – 1,41 (µg/dl)
fT4 0,8 – 1,08 (ng/dl)
Tabla Nº 17: Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en
equinos FSC hembras (Grupo IV).
Variable Intervalo de Confianza
T3 54,52 – 85,78 (ng/dl)
fT3 5,88 – 8,91 (pg/ml)
T4 1,05 – 1,42 (µg/dl)
fT4 0,83 – 1,19 (ng/dl)
34
Tabla Nº 18: Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en
equinos PSCH machos (Grupo V).
Variable Intervalo de Confianza
T3 52,11 – 63,8 (ng/dl)
fT3 4,63 – 5,93 (pg/ml)
T4 1,65 – 2,27 (µg/dl)
fT4 0,91 – 1,15 (ng/dl)
Tabla Nº 19: Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en
equinos PSCH hembras (Grupo VI).
Variable Intervalo de Confianza
T3 58,02 – 80,92 (ng/dl)
fT3 6,21 – 9,04 (pg/ml)
T4 1,68 – 2,18 (µg/dl)
fT4 1,15 – 1,47 (ng/dl)
35
DISCUSIÓN
El análisis estadístico de los datos obtenidos muestra que existen algunas
diferencias en la concentración sérica de las hormonas tiroideas entre los grupos formados a
partir de la población equina seleccionada. Al realizar el análisis en base a la variable sexo
se encontraron diferencias estadísticamente significativas para las hormonas fT3, T4 y fT4;
por otra parte, al realizar el análisis en base a la variable raza, se encontraron diferencias
significativas sólo para las hormonas T4 y fT4. En ninguna de las hormonas tiroideas
analizadas se encontró interacción entre estas 2 variables, por lo tanto, las diferencias
descritas son debido a cada variable en forma independiente. La literatura consultada señala
que las hormonas tiroideas no presentan variación por sexo ni por raza, si se reconoce una
diferencia en la concentración sérica hormonal para potros, yeguas preñadas y potrillos
hasta los 4 meses de edad (Chen y Riley, 1981; Mooney y Murphy, 1995; Toribio y
Duckett, 2005), pero estos individuos no se encuentran dentro de la población analizada en
este estudio.
Al analizar los resultados estadísticos de la prueba de Tukey para la hormona fT3
entre sexos, se puede observar que los ejemplares PSCH machos presentan una
concentración sérica significativamente menor que los otros grupos, por otra parte los
ejemplares PSCH hembras presentan una concentración sérica significativamente mayor al
realizar la misma comparación. En la literatura consultada no se encontraron razones
biológicas que justifiquen estas diferencias. Por otra parte, al analizar los resultados
estadísticos de la prueba de Tukey para las hormonas T4 y fT4, entre razas y entre sexos, se
puede observar que los ejemplares FSC tanto machos como hembras, presentan
concentraciones hormonales significativamente menores que las presentadas por los otros
grupos. Esto podría explicarse en parte debido al alto estrés competitivo al cual son
sometidos los ejemplares de esta raza. Comienzan a ejercitarse a una temprana edad y son
sometidos a un alto nivel de entrenamiento en su corta vida deportiva, además, pasan la
mayor parte del día en sus pesebreras. En cambio, el nivel de entrenamiento al cual son
sometidos los ejemplares Árabes y PSCH no es tan exigente, es menos intenso y el manejo
deportivo no exige confinamiento riguroso. El estrés hace que los niveles séricos de
36
corticoides endógenos aumenten y esto podría ser la causa de las bajas concentraciones
hormonales. Si bien el patrón descrito en la literatura señala que los corticoides endógenos
y exógenos disminuyen la concentración sérica tanto de la T3 como de la T4 (Toribio y
Duckett, 2005), no podríamos descartar lo antes señalado. Del análisis de la prueba de
Tukey para la fT4 entre sexos, se puede observar, además, que los ejemplares Árabes
hembras y PSCH hembras presentan una concentración sérica mayor en comparación con
los otros grupos, en la literatura consultada no se encontraron explicaciones posibles a esta
variación.
Al comparar los valores de referencia obtenidos en este estudio con los publicados
por Sojka et al. (1993); Messer et al. (1995a) y Breuhaus (2002), quienes realizaron
estudios similares, pero con caballos no sometidos a entrenamiento, los niveles de las
hormonas T4 y T3 resultaron ser similares; de lo contrario, al comparar los niveles de las
hormonas fT3 y fT4, este estudio presenta valores de referencia significativamente
mayores. Es sabido que existe un gran número de factores no tiroideos que puede afectar la
concentración de las hormonas tiroideas en sangre, el entrenamiento es uno de ellos (Frank
et al., 2002). Está demostrado que el entrenamiento incrementa la tasa de liberación de T3 y
T4 en un 65% aproximadamente (McKeever, 2002). Las diferencias antes señaladas entre
este estudio y los publicados con anterioridad, podrían ser atribuidas al entrenamiento o al
menos no podríamos descartarlo. Lamentablemente no existen publicaciones de valores de
referencia para hormonas tiroideas de caballos sometidos a entrenamiento deportivo, por
lo tanto no podemos realizar ninguna otra comparación.
La concentración normal de las hormonas tiroideas tiene un amplio rango de valores
y varía entre los diferentes laboratorios y técnicas de medición, complicando la
interpretación de los resultados, en particular cuando se trabaja con distintos laboratorios.
Para obtener resultados más constantes, el veterinario debe trabajar siempre con el mismo
laboratorio y familiarizarse con sus valores (Toribio y Duckett, 2005).
37
CONCLUSIONES
Se entregan valores de referencia para la concentración sérica de las hormonas
tiroideas de tres razas de equinos deportivos, siendo estas razas las de mayor importancia
en nuestro país. Los intervalos de confianza se entregan para la población estudiada general
y además, separados por raza y sexo, ya que se encontraron diferencias estadísticamente
significativas entre sexos, para las hormonas T3, T4 y fT4 y entre razas, para las hormonas
T4 y fT4. Estas diferencias no son consistentes con la literatura consultada.
Se sugiere que cada laboratorio tenga sus propios valores de referencia, ya que la
concentración normal de las hormonas tiroideas varía entre los diferentes reactivos y
equipos de RIA comerciales que se utilizan, la técnica de laboratorio y la experiencia. Para
obtener resultados más constantes, el médico veterinario debería trabajar siempre con el
mismo laboratorio y familiarizarse con sus valores.
Intervalos de confianza generales para las mediciones de las hormonas tiroideas en la
población estudiada.
Variable Intervalo de Confianza
T3 57,3 – 65,34 (ng/dl)
fT3 5,78 – 6,67 (pg/ml)
T4 1,53 – 1,74 (µg/dl)
fT4 1,05 – 1,18 (ng/dl)
38
Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en equinos Árabes
machos.
Variable Intervalo de Confianza
T3 52,45 - 64,44 (ng/dl)
fT3 4,73 – 6,42 (pg/ml)
T4 1,52 – 1,92 (µg/dl)
fT4 0,96 – 1,21 (ng/dl)
Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en equinos Árabes
hembras.
Variable Intervalo de Confianza
T3 48,97 – 63,51 (ng/dl)
fT3 4,82 – 6,1 (pg/ml)
T4 1,52 – 1,93 (µg/dl)
fT4 1,12 – 1,5 (ng/dl)
Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en equinos FSC
machos.
Variable Intervalo de Confianza
T3 43,95 – 69,37 (ng/dl)
fT3 4,91 – 7,36 (pg/ml)
T4 1,02 – 1,41 (µg/dl)
fT4 0,8 – 1,08 (ng/dl)
39
Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en equinos FSC
hembras.
Variable Intervalo de Confianza
T3 54,52 – 85,78 (ng/dl)
fT3 5,88 – 8,91 (pg/ml)
T4 1,05 – 1,42 (µg/dl)
fT4 0,83 – 1,19 (ng/dl)
Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en equinos PSCH
machos.
Variable Intervalo de Confianza
T3 52,11 – 63,8 (ng/dl)
fT3 4,63 – 5,93 (pg/ml)
T4 1,65 – 2,27 (µg/dl)
fT4 0,91 – 1,15 (ng/dl)
Intervalos de confianza para las mediciones de las hormonas tiroideas en equinos PSCH
hembras.
Variable Intervalo de Confianza
T3 58,02 – 80,92 (ng/dl)
fT3 6,21 – 9,04 (pg/ml)
T4 1,68 – 2,18 (µg/dl)
fT4 1,15 – 1,47 (ng/dl)
40
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44
ANEXO N º 1: Ficha de registro individual para equinos en estudio.
FICHA DE REGISTRO INDIVIDUAL
N º Ficha:
FECHA HORA
NOMBRE:
EDAD:
RAZA:
SEXO:
COLOR:
PESO:
PROCEDENCIA:
EXAMEN CLÍNICO
Actitud:
Pliegue cutáneo:
Mucosas:
Frecuencia cardiaca:
T.LL.C.:
Frecuencia respiratoria:
Flujo yugular:
Temperatura rectal:
Observaciones:
……………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………….
45
EXAMEN HEMATOLÓGICO
HEMOGRAMA
RESULTADOS Intervalo de Referencia*
SERIE ROJA
Eritrocitos 6.000.000-12.000.000
Hemoglobina 10-18 G %
V.G.A 32-48 %
V.C.M 34-58 Ft
ChbCM 31-37 G %
SERIE BLANCA
Leucocitos 6.000-12.000 /mm3
Neutrófilos 3.000-6.000 /mm3
Linfocitos 1.500-5.000 /mm3
Monocitos 0-600 /mm3
Eosinófilos 0-800 /mm3
SERIE PLAQUETARIA
Plaquetas 100.000-600.000 /mm3
Normales Macroplaquetas Microplaquetas
Observaciones
……………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………….
46
PERFIL BIOQUÍMICO
RESULTADOS Intervalos de Referencia*
Proteínas totales g/dl
Albúmina g/dl
Globulinas g/dl
Índice A/G ……..
Colesterol mg/dl
Calcio mg/dl
Fósforo mg/dl
Glucosa mg/dl
NUS mg/dl
Creatinina U/L
CPK U/L
GOT U/L
GGT U/L
FA U/L
Bilirrubina total mg/dl
MEDICIONES HORMONALES
RESULTADOS
Triyodotironina total (T3) Ng/dl
Triyodotironina libre (fT3) Pg/ml
Tiroxina total (T4) µg/dl
Tiroxina libre (fT4) Ng/gl
--------------------------------------
* Intervalo de Referencia LQCE Equino.
47
ANEXO N º 2: Valores obtenidos en las mediciones de las concentraciones séricas de las
hormonas tiroideas en equinos FSC, PSCH y Árabes, separados por raza y sexo.
Valores Obtenidos para las hormonas tiroideas en equinos Árabes machos.
Número T3 (ng/dl) fT3 (pg/ml) T4 (µg/dl) fT4 (ng/dl)
1 82,6 8,18 1,9 1,3
2 51 3,73 2,2 1,3
3 36,4 2,39 2,4 1,3
4 94,8 7,75 2,6 1,7
5 59,7 5,01 2,8 1,4
6 51,1 4,53 2 1,1
7 86,5 10,4 2 1,3
8 52,2 6,01 1,4 1,6
9 55,9 4,66 1,8 1,3
10 47,1 3,28 2,3 1,2
11 48,4 4,13 1 0,44
12 35,7 3,2 1,6 1,2
13 48,1 3,59 1,6 0,94
14 63,6 5,41 1,6 0,86
15 52 4,33 2,1 1,1
16 44,4 3,5 2,1 1,3
17 44,1 3,68 1,4 0,9
18 57,6 6,12 1,6 1
19 63,8 8,78 1,6 1,1
20 63,6 6,95 1,4 0,96
21 77,3 7,73 1,2 0,85
22 60,4 5,76 1,3 0,77
23 49,9 7,7 1 0,84
24 62,7 5,19 1,2 0,72
25 54,3 4,43 1 0,51
48
26 76,4 8,61 1,7 1,2
Valores Obtenidos para las hormonas tiroideas en equinos Árabes hembras.
Número T3 (ng/dl) fT3 (pg/ml) T4 (µg/dl) fT4 (ng/dl)
1 42,8 3,42 1,8 1,5
2 44,8 4,15 1,3 0,83
3 104 8,57 2,7 1,4
4 48,6 3,69 2,6 1,7
5 37,6 5 1,4 1,3
6 38,2 4,61 1,5 1,3
7 55,7 6,66 2,2 2
8 56,6 4,27 1,5 1,1
9 43,4 5,09 1,9 2
10 69,6 6,6 1,8 1,3
11 41,2 3,56 1,4 0,74
12 49,6 5,65 1,4 1,1
13 49,3 5,57 1,3 0,87
14 52,7 4,16 1,3 1,3
15 66,6 6,21 1,1 0,66
16 85 8,68 1,3 1
17 49,5 5,59 1,2 0,81
18 55,3 4,71 1,8 1,2
19 79,5 6,71 2,5 1,8
20 62,2 5,69 1,9 1,2
21 47,1 6,49 1,9 2,1
22 58 4,96 2,1 1,6
49
Valores Obtenidos para las hormonas tiroideas en equinos FSC machos.
Número T3 (ng/dl) fT3 (pg/ml) T4 (µg/dl) fT4 (ng/dl)
1 27,1 3,07 0,96 0,77
2 31,5 2,9 1,8 1,1
3 49,4 5,63 1,5 1,4
4 29,2 3,06 1,2 0,84
5 41,6 5,58 1,1 0,75
6 49,8 5,85 1 0,9
7 63,6 5,71 1,1 0,74
8 68,2 7,63 0,57 0,39
9 33,8 5,02 1,2 1
10 60,6 5,28 2,8 1,5
11 41,6 5,03 0,93 0,66
12 55 6,12 0,78 0,6
13 67,8 8,49 1,1 0,78
14 63,3 6,63 0,93 0,65
15 26,9 2,61 0,85 0,77
16 95,6 10,8 0,97 0,71
17 42,5 5,87 1,4 1,2
18 63,2 5,87 1 0,64
19 53 6,58 0,95 0,96
20 53 5,8 1,2 1,5
21 59,2 5,68 1,6 1,4
22 58,2 5,77 1,2 0,93
23 169 16,1 1,8 1,4
50
Valores Obtenidos para las hormonas tiroideas en equinos FSC hembras.
Número T3 (ng/dl) fT3 (pg/ml) T4 (µg/dl) fT4 (ng/dl)
1 47,4 5,93 0,76 0,69
2 61,5 5,15 1 0,82
3 38,4 4,53 0,8 0,47
4 69,4 7,45 0,75 0,4
5 38,6 5,43 1,2 0,81
6 39,9 5,06 0,8 0,56
7 42,3 3,97 2 0,98
8 62,2 6,34 1,1 1
9 66,9 7,94 1 0,96
10 133 13,6 1,3 0,99
11 73,3 7,85 1,2 1,1
12 49,3 5,61 1,7 1,5
13 54,8 5,65 0,88 0,68
14 160 15,5 1,8 1,6
15 60,2 5,81 1,8 1,3
16 51,1 4,69 1,5 1,3
17 94,1 9,91 1,4 1,4
18 123 13,1 1,7 1,8
19 56,5 6,08 0,96 0,99
20 81,1 8,27 1 0,84
51
Valores Obtenidos para las hormonas tiroideas en equinos PSCH machos.
Número T3 (ng/dl) fT3 (pg/ml) T4 (µg/dl) fT4 (ng/dl)
1 53,2 6,23 1,7 1,3
2 59,8 5,28 1,3 0,76
3 41,4 3,81 1,1 0,62
4 75,8 7,02 1,4 0,95
5 51,6 3,95 3,4 1,2
6 28,8 2,5 2,7 1,3
7 45,4 3,84 2,4 1,3
8 63,8 6,03 1,3 1,0
9 47,2 4,6 2,3 0,91
10 47,6 3,31 1,8 0,73
11 47,2 3,64 1,7 0,94
12 66,5 8,07 1,4 1,1
13 64,5 6,82 1,6 0,73
14 53,9 4,92 1,4 0,74
15 79,2 6,06 1,6 0,97
16 61,5 5,48 2,4 1,3
17 70,5 4,73 3,5 1,6
18 70,6 5,57 1,5 0,92
19 55,9 6,93 2,7 1,4
20 56,3 5,78 1,7 0,81
21 76,4 6,37 2,2 0,97
52
Valores Obtenidos para las hormonas tiroideas en equinos PSCH hembras.
Número T3 (ng/dl) fT3 (pg/ml) T4 (µg/dl) fT4 (ng/dl)
1 69,1 5,35 2,7 1,8
2 52,7 6,47 2,3 1,3
3 45,1 3,09 2,1 0,76
4 57,4 11,3 2 1,9
5 56,5 5,24 2 1,0
6 51,2 5,38 2,1 1,5
7 62,9 5,69 2,4 1,3
8 85,3 9,35 1,6 1,2
9 43,1 4,78 1,6 1,2
10 144 13,5 3,3 2
11 53,1 6,28 1,5 1,4
12 51,7 4,69 1,5 0,97
13 49,5 6,21 0,96 0,63
14 74,7 7,71 1,2 0,96
15 38,4 4,88 1,3 1,4
16 131 14,6 1,4 1,1
17 75 6,2 1,6 0,88
18 100 13,2 2,6 1,5
19 60,6 4,97 2,2 1,5
20 64 10,2 2,1 1,5
21 85,3 8,01 2,8 1,8
22 62,7 6,46 1,6 1
23 84,6 11,8 1,5 1,6